INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA - INPA ...Dr. Elton Lucio de Araujo Universidade...

INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA - INPA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENTOMOLOGIA

CARACTERIZAÇÃO DE OVOS E LARVAS DE ESPÉCIES DE

ANASTREPHA (DIPTERA: TEPHRITIDAE) UTILIZANDO ANÁLISES

MORFOLÓGICAS E MOLECULARES

VIVIAN DE SIQUEIRA DUTRA

Manaus - Amazonas

Janeiro - 2012

ii

VIVIAN DE SIQUEIRA DUTRA

CARACTERIZAÇÃO DE OVOS E LARVAS DE ESPÉCIES DE

ANASTREPHA (DIPTERA: TEPHRITIDAE) UTILIZANDO ANÁLISES

MORFOLÓGICAS E MOLECULARES

ORIENTADORA: DRA. BEATRIZ RONCHI TELES

CO-ORIENTADORA: DRA. JANISETE GOMES DA SILVA MILLER

Tese apresentada ao Programa de Pós

Graduação em Entomologia do Instituto

Nacional de Pesquisas da Amazônia como

parte dos requisitos para obtenção do título

de Doutor em Ciências Biológicas

(Entomologia).

Manaus - Amazonas

Janeiro - 2012

iii

BANCA EXAMINADORA

Dr. Aldo Malavasi

Biofábrica Moscamed Brasil, Juazeiro, Bahia

Dr. Elton Lucio de Araujo

Universidade Federal Rural do Semi-Árido, Mossoró, Rio Grande do Norte

Dra. Iara Sordi Joachim Bravo

Universidade Federal da Bahia, Salvador, Bahia

Dra. Keiko Uramoto

Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Piracicaba, São Paulo

Dr. Marco Antonio Costa

Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, Bahia

Dr. Miguel Francisco de Souza Filho

Instituto Biológico, Campinas, São Paulo

Dr. Roberto Antonio Zucchi

Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Piracicaba, São Paulo

iv

Sinopse:

Este estudo descreve ovos e larvas de espécies de Anastrepha (Diptera: Tephritidae),

ampliando o conhecimento sobre esses estágios de vida. Também utilizou a análise

molecular para auxiliar na correta identificação de larvas associando-as com adultos

de sua respectiva espécie. Como informações adicionais foram registradas novas

interações entre espécies de Anastrepha, hospedeiros e parasitoides.

Palavras-chave: Entomologia Agrícola, moscas-das-frutas, imaturos, PCR-RFLP

D978 Dutra, Vivian de Siqueira

Caracterização de ovos e larvas de espécies de Anastrepha (Diptera:

Tephritidae) utilizando análises morfológicas e moleculares / Vivian de Siqueira

Dutra. --- Manaus : [s.n.], 2011.

xvi, 157 f. : il.

Tese (doutorado) --- INPA, Manaus, 2012

Orientador : Beatriz Rochi Teles

Co-orientador : Janisete Gomes da Silva

Área de concentração : Entomologia

1. Moscas-das-frutas. 2. PCR-RFLP (marcador molecular). 3. Ovos.

4. Larvas. 5. Morfologia. I. Título.

CDD 19. ed. 595.770415

v

“Faça do Senhor a sua grande alegria e Ele

dará a você os desejos do seu coração. Deixe

nas mãos do Senhor tudo o que você for fazer.

Confie Nele de todo o coração e Ele fará o que

for necessário.”

Salmos 37: 4-5

vi

AGRADECIMENTOS

A Deus, Senhor de minha vida e meu melhor amigo por tantas bênçãos e por mais uma

oportunidade de crescimento.

Ao INPA pela infraestrutura. Aos doutores do Programa de Pós Graduação em

Entomologia pelo aprendizado.

Ao CNPq pela concessão da bolsa de doutorado e financiamento do projeto.

As minhas orientadoras Dra. Beatriz Ronchi Teles e Dra. Janisete Gomes da Silva

Miller pelo incentivo, confiança e amizade.

Ao Dr. Elton Araujo e Dra. Keiko Uramoto pelos exemplares doados.

À Dra. Neusa Hamada pela disponibilidade do Laboratório de Citotaxonomia e Insetos

Aquáticos - INPA.

Aos membros da banca examinadora Dr. Aldo Malavasi, Dr. Elton Lucio de Araujo,

Dra. Iara Sordi Joachim Bravo, Dra. Keiko Uramoto, Dr. Marco Antonio Costa, Dr. Miguel

Francisco de Souza Filho e Dr. Roberto Antonio Zucchi pelas sugestões e comentários para o

enriquecimento do trabalho.

Ao meu marido Weber Novaes, companheiro e amigo em todos os momentos.

Aos meus pais Ismael e Daize Dutra, minha irmã Vanessa Dutra, meu cunhado Marco

Aurélio e minha sobrinha Ana Júlia pelo apoio e torcida à distância. Também a toda minha

família, tios, tias, primos, sogros e cunhado pelo apoio.

Aos meus amigos Danielle e Rafael Tonon, Taciane Almeida, Walter Santos, Lisiane

Dilli, Claudemir Campos, Ana Pes, Vanderly Souza, Jamile Moraes, Thiago Onari, Renata e

Felipe Gomes pelas conversas, sugestões e risadas quando eu mais precisava.

Aos amigos que ajudaram nas coletas de material Mírian Santos, Marcos Vinicuis

Garcia, Tatiana Senra, José Nilton Costa, Claudemir Campos, Ulisses Neiss, Ana Claúdia

Araújo e Felipe Gomes.

As amigas de laboratório Aline Mesquita, Lucivânia Amaral, Renata Bastos, Taciane

Almeida e Vanderly Souza. Aos amigos dos Laboratórios de Citotaxonomia e Insetos

Aquáticos (INPA) e de Genética e Biologia Molecular da Universidade Estadual de Santa

Cruz (UESC), em especial Kátia Lima. A Lenir Mota pelo apoio e amizade construída. Por

fim, a todos que torceram por mim.

vii

RESUMO

A identificação de espécies de Anastrepha Schiner (Diptera: Tephritidae) é baseada

principalmente nas características do acúleo das fêmeas. No entanto, estágios imaturos são

comumente interceptados em frutos nas barreiras quarentenárias. Assim, a identificação desse

gênero através das larvas é altamente desejável. Este estudo teve por objetivo ampliar os

conhecimentos sobre os estágios imaturos de espécies de Anastrepha por meio da

caracterização morfológica e molecular. A morfologia dos ovos de 11 espécies e das larvas de

oito espécies de Anastrepha foi descrita detalhadamente pela primeira vez. Caracteres

diagnósticos para diferenciar os ovos das onze espécies incluem ornamentação do córion;

presença ou ausência das aerópilas; posição da micrópila; formato da borda ao redor da

micrópila e presença ou ausência de apêndice respiratório. Os ovos de Anastrepha montei

Lima e Anastrepha curitis Stone possuem uma camada de superfície porosa no pólo anterior

provavelmente utilizada para respiração. Tal caractere não havia sido relatado anteriormente

para ovos de tefritídeos. Caracteres diagnósticos para diferenciar as larvas das oito espécies

estudadas incluem presença ou ausência de espinhos dorsais nos segmentos torácicos e

abdominais, número de espinhos ventrais nos segmentos torácicos e abdominais, formato do

lóbulo anal, número de cerdas no espiráculo posterior e algumas características do esqueleto

céfalo-faríngeo como comprimento total, tamanho e formato da mandíbula. Para a

caracterização molecular foi utilizada a técnica da Reação em Cadeia da Polimerase (PCR)

associada ao Polimorfismo do Comprimento dos Fragmentos de Restrição (RFLP). Foram

analisadas duas regiões do DNA mitocondrial (COI e 16S) e uma do DNA nuclear (ITS1)

para 13 espécies de Anastrepha com seis enzimas de restrição. Os melhores resultados para

diferenciação das espécies foram obtidos com os fragmentos 16S e ITS1 para Anastrepha

atrigona Hendel, A. curitis, Anastrepha manihoti Lima, Anastrepha pulchra Stone,

Anastrepha striata Schiner, Anastrepha sororcula Zucchi e Anastrepha zenildae Zucchi.

Novas associações de moscas-das-frutas com hospedeiros e parasitoides foram registrados.

Palavras-chave: moscas-das-frutas, imaturos, ornamentação do córion, espiráculo posterior,

PCR-RFLP.

viii

ABSTRACT

The identification of species of Anastrepha Schiner (Diptera: Tephritidae) is based on

the shape of the female´s aculeus. However, it is the immature stages that are commonly

intercepted at ports of entry. Thus, the correct identification of immature stages is highly

desirable. This study aimed at contributing to the identification of the immature stages of

Anastrepha species using a morphological and a molecular approach. The morphology of

eggs of 11 species and larvae of eight species of Anastrepha was described in details for the

first time. Diagnostic characters that can distinguish among the eggs of the 11 species include

chorion ornamentation; location, presence or absence of aeropyles; location of the micropyle;

pronounced rim of the chorion surrounding the micropyle and presence or absence of a

respiratory appendage. The eggs of Anastrepha montei Lima e Anastrepha curitis Stone have

a narrow patch of seemingly porous surface of the anterior pole. This character is reported for

tephritid for the first time. Diagnostic characters that can distinguish among the larvae of the

eight species studied include presence or absence of dorsal spinules on segments thoracic and

abdominal, number of ventral spinules on the segments thoracic and abdominal, shape of the

anal lobe, number of the posterior spiracular hairs and some characteristics of the

cephalopharyngeal skeleton such as total length, size and shape of the mandible. PCR-RFLP

(polymerase chain reaction associated to restriction fragment length polymorphism analysis)

was used for the molecular characterization. Two regions of the mitocondrial DNA (COI and

16S) and one region of the nuclear DNA (ITS1) were screened using six restriction enzymes

to screen 13 Anastrepha species. Interesting results to distinguish among species were

obtained for the fragments 16S and ITS1 for Anastrepha atrigona Hendel, A. curitis,

Anastrepha manihoti Lima, Anastrepha pulchra Stone, Anastrepha striata Schiner,

Anastrepha sororcula Zucchi, and Anastrepha zenildae Zucchi. New associations of fruit flies

with their hosts and parasitoids were reported for the first time.

Key words: fruit flies, immature stage, chorion ornamentation, posterior spiracular, PCR-

RFLP.

ix

SUMÁRIO

Lista de Tabelas ...................................................................................................................... xxii

Lista de Figuras ...................................................................................................................... xivi

Lista de Anexos ....................................................................................................................... xvi

Introdução Geral ....................................................................................................................... 17

Objetivo Geral .......................................................................................................................... 20

Objetivos Específicos ............................................................................................................... 20

Capítulo 1

Associação de espécies de Anastrepha (Diptera: Tephritidae) e seus parasitoides obtidos de

hospedeiros nativos e introduzidos coletados em alguns municípios brasileiros

Resumo ..................................................................................................................................... 22

Introdução ................................................................................................................................. 22

Material e Métodos ................................................................................................................... 23

Coleta de adultos ................................................................................................................... 23

Identificação dos adultos ...................................................................................................... 23

Resultados ................................................................................................................................. 24

Discussão .................................................................................................................................. 25

Conclusões ................................................................................................................................ 26

Agradecimentos ........................................................................................................................ 26

Natural Host Plants and Native Parasitoids Associated with Anastrepha pulchra and Other

Anastrepha Species (Diptera: Tephritidae) in Central Amazon, Brazil (nota científica) ......... 30

Resumo ..................................................................................................................................... 32

Host Plant of Anastrepha pulchra (Diptera: Tephritidae) in Central Amazon, Brazil -

Mistaken Identity Resolved (nota científica)............................................................................ 35

Resumo ..................................................................................................................................... 37

Capítulo 2

Egg Morphology of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus Group Using

Scanning Electron Microscopy

Resumo ..................................................................................................................................... 39

x

Introdução ................................................................................................................................. 39


Resultados ................................................................................................................................. 41

Discussão .................................................................................................................................. 45

Agradecimentos ........................................................................................................................ 47

Description of Eggs of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the spatulata Group Using


Resumo ..................................................................................................................................... 55

Introdução ................................................................................................................................. 55


Descrições ................................................................................................................................. 57

Discussão .................................................................................................................................. 59

Agradecimentos ........................................................................................................................ 62

Description of Eggs of Anastrepha curitis and Anastrepha leptozona (Diptera: Tephritidae)

Using SEM

Resumo ..................................................................................................................................... 68

Introdução ................................................................................................................................. 68


Resultados ................................................................................................................................. 69

Discussão .................................................................................................................................. 71

Agradecimentos ........................................................................................................................ 73

Capítulo 3

Description of Larvae of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus Group

Resumo ..................................................................................................................................... 78

Introdução ................................................................................................................................. 78


Resultados ................................................................................................................................. 79

Discussão .................................................................................................................................. 93

Agradecimentos ........................................................................................................................ 95

Description of Third Instar Larvae of Five Anastrepha Species (Diptera: Tephritidae)

xi

Resumo ................................................................................................................................... 100

Introdução ................................................................................................................................. 99

Material e Métodos ................................................................................................................. 101

Resultados ............................................................................................................................... 102

Discussão ................................................................................................................................ 117

Agradecimentos ...................................................................................................................... 119

Capítulo 4

Associação de adultos e larvas de espécies de Anastrepha (Diptera: Tephritidae) utilizando a

técnica de PCR-RFLP

Resumo ................................................................................................................................... 127

Introdução ............................................................................................................................... 127

Material e Métodos ................................................................................................................. 129

Análises morfológicas ......................................................................................................... 129

Coleta de adultos ............................................................................................................. 129

Identificação dos adultos ................................................................................................. 129

Análises moleculares .......................................................................................................... 130

Extração de DNA ............................................................................................................ 130

Reação em cadeia da polimerase (PCR) ......................................................................... 130

Reação de Purificação dos fragmentos amplificados ...................................................... 131

Sequenciamento (COI) .................................................................................................... 132

PCR-RFLP ...................................................................................................................... 132

Mapas de restrição ........................................................................................................... 133

Análise dos resultados ..................................................................................................... 133

Resultados ............................................................................................................................... 133

Discussão ................................................................................................................................ 136

Conclusões .............................................................................................................................. 138

Agradecimentos ...................................................................................................................... 138

Síntese ..................................................................................................................................... 139

Referências Bibliográficas ...................................................................................................... 140

xii

LISTA DE TABELAS

Capítulo 1

Associação de espécies de Anastrepha (Diptera: Tephritidae) e seus parasitóides obtidos de

hospedeiros nativos e introduzidos coletados em alguns municípios brasileiros

Tabela 1. Famílias e espécies botânicas, peso, número de frutos, número de pupas, espécies

de Anastrepha e Braconidae.....................................................................................................26

Natural Host Plants and Native Parasitoids Associated with Anastrepha pulchra and other

Anastrepha Species (Diptera: Tephritidae) in Central Amazon, Brazil (nota científica)

Tabela 1. Espécies de Anastrepha e parasitoides coletados na Amazônia Central, Brasil......32

Capítulo 2

Egg morphology of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus group using

SEM

Tabela 1. Diagnose dos ovos de seis espécies do grupo fraterculus analisadas neste

estudo........................................................................................................................................49

Description of eggs of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the spatulata group using


Tabela 1. Diagnose dos ovos de três espécies de Anastrepha do grupo spatulata analisadas

neste estudo...............................................................................................................................63

Description of eggs of Anastrepha curitis and Anastrepha leptozona (Diptera: Tephritidae)

using SEM

Tabela 1. Diagnose dos ovos de Anastrepha curitis e Anastrepha leptozona analisadas neste

estudo........................................................................................................................................74

Capítulo 3


Tabela 1. Diagnose de cinco espécies de larvas de Anastrepha analisadas neste

estudo......................................................................................................................................120

Capítulo 4

xiii



Tabela 1. Oligonucleotídeos iniciadores (primers) utilizados na amplificação via PCR.......129

Tabela 2. Programas específicos para amplificação de cada par de oligonucleotídeos

iniciadores (primers) para espécies de Anastrepha.................................................................130

xiv

LISTA DE FIGURAS

Capítulo 2

Egg morphology of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus group using

SEM

Figura 1. Ovos de espécies de Anastrepha (pólo anterior à esquerda). (A) A. antunesi. (B) A.

bahiensis. (C) A. coronilli. (D) A. distincta. (E) A. turpiniae. (F) A.

zenildae.....................................................................................................................................47

Figura 2. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura do ovo de A. antunesi..................48

Figura 3. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura dos ovos de A. bahiensis.............50

Figura 4. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura do ovo de A. coronilli.................50

Figura 5. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura do ovo de A. distincta.................51

Figura 6. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura dos ovos de A. turpiniae.............52

Figura 7. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura dos ovos de A. zenildae...............52

Description of eggs of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the spatulata group using


Figura 1. Ovos de espécies de Anastrepha (pólo anterior à esquerda). (A) A. manihoti. (B) A.

pickeli. (C) A. montei....................................................................................………………....62

Figura 2. Vista com MEV do ovo de A. manihoti...................................................................62

Figura 3. Vista com MEV do ovo de A. montei.......................................................................64

Figura 4. Vista com MEV do ovo de A. pickeli.......................................................................64

Figura 5. Vista com MEV da micrópila dos ovos de Anastrepha (pólo anterior à

esquerda)...................................................................................................................................65

Description of eggs of Anastrepha curitis and Anastrepha leptozona (Diptera: Tephritidae)

using SEM

Figura 1. Ovos de espécies de Anastrepha (pólo anterior à esquerda). (A) A. curitis. (B) A.

leptozona...................................................................................................................................73

Figura 2. Vista com MEV do ovo de A. curitis.......................................................................73

Figura. 3. Vista com MEV do ovo de A. leptozona.................................................................75

Capítulo 3

Description of Larvae of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus Group

xv

Figura 1. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (A, B e C) e microscopia ótica para

larvas de terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. bahiensis................................95


larvas de terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. coronilli.................................96


larvas de terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. turpiniae................................97


Figura 1. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (A à C) e microscopia ótica para

larvas de terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. curitis...................................119


larvas de terceiro instar (D à G) de A. pickeli.........................................................................121


larvas de terceiro instar (D à G) de A. pulchra.......................................................................122

Figura 4. Vista com microscopia ótica para larvas de terceiro instar de A. sororcula..........123

Figura 5. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (B e C) e microscopia ótica para

larvas de terceiro instar (A, D à G) de A. zenildae..................................................................124

Capítulo 4



Figura 1. Gel de agarose 2% com produtos de PCR do fragmento COI digerido pela enzima

VspI.........................................................................................................................................133

Figura 2. Gel de agarose 2% com produtos de PCR do fragmento 16S digerido pelas enzimas

SspI, DraI e VspI.....................................................................................................................134

Figura 3. Gel de agarose 2% com produtos de PCR do fragmento ITS1 digerido pela enzima

VspI.........................................................................................................................................135

xvi

LISTA DE ANEXOS

Anexo 1. Comprovação da publicação da nota científica intitulada “Natural Host Plants and

Native Parasitoids Associated with Anastrepha pulchra and other Anastrepha Species

(Diptera: Tephritidae) in Central Amazon, Brazil”.................................................................150

Anexo 2. Comprovação da publicação da nota científica intitulada “Host Plant of Anastrepha

pulchra (Diptera: Tephritidae) in Central Amazon, Brazil - Mistaken Identity

Resolved”................................................................................................................................152

Anexo 3. Comprovação da publicação do manuscrito intitulado “Egg morphology of

Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus group using SEM”.......................154

Anexo 4. Comprovação da publicação do manuscrito intitulado “Description of eggs of

Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the spatulata group using Scanning Electron

Microscopy”............................................................................................................................155

Anexo 5. Comprovação de aceito do manuscrito intitulado “Description of Larvae of

Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus Group”.........................................156

17

INTRODUÇÃO GERAL

A família Tephritidae pertence à ordem Diptera, subordem Brachycera, infraordem

Muscomorpha (= Cyclorrhapha), série Schizophora, seção Acalyptratae e superfamíllia

Tephritoidea (Norrbom 2004; Zucchi 2000; Hernández-Ortiz et al. 2010). A superfamília

Tephritoidea reune as famílias Lonchaeidae, Ulidiidae (= Otitidae), Pallopteridae, Piophilidae,

Platystomatidae, Pyrgotidae, Richardiidae e Tephritidae (Norrbom 2004; Hernández-Ortiz et

al. 2010). A família Tephritidae abrange 4.448 espécies, distribuídas em 484 gêneros, sendo

considerada uma das maiores famílias de Diptera (White e Elson-Harris 1992; Norrbom

2004), e sua maior diversidade de espécies é registrada nas regiões tropical e subtropical

(Norrbom 2004).

Dentre os diversos gêneros de tefritídeos, seis apresentam espécies que podem

acarretar prejuízo econômico à fruticultura. Esses gêneros pertencem a duas subfamílias,

Dacinae e Trypetinae. Na subfamília Dacinae, Tribo Ceratitidini está o gênero Ceratitis

MacLeay, e na Tribo Dacini, os gêneros Bactrocera Macquart e Dacus Drew. Na subfamília

Trypetinae, Tribo Carpomyini está o gênero Rhagoletis Loew, e na Tribo Toxotrypanini estão

inseridos os gêneros Toxotrypana Gerstaecker e Anastrepha Schiner (Zucchi 2000; Norrbom

2000).

O gênero Anastrepha possui mais de 250 espécies descritas (Norrbom e Korytkowski

2009, 2011; Norrbom e Uchôa 2011), apresentando ampla distribuição geográfica desde a

América do Norte (Flórida, Texas e México), América Central (inclusive Ilhas do Caribe) e

América do Sul (exceto Chile e sul da Argentina) (Malavasi et al. 2000). Moscas-das-frutas

do gênero Anastrepha são encontradas em todas as regiões brasileiras e até o momento tem-se

o registro de distribuição de 112 espécies para o Brasil (Zucchi 2007, 2008). Na região Norte,

a maior diversidade de espécies é encontrada atualmente no Amazonas, com o registro de 32

espécies (Zucchi 2007, 2008; Zucchi et al. 2011b).

Dentre as espécies de Anastrepha que ocorrem no Brasil, sete causam prejuízos

econômicos à fruticultura, Anastrepha fraterculus (Wiedemann), Anastrepha grandis

(Macquart), Anastrepha obliqua (Macquart), Anastrepha pseudoparallela (Loew),

Anastrepha sororcula Zucchi, Anastrepha striata Schiner e Anastrepha zenildae Zucchi

(Zucchi 2000; Malavasi et al. 2000).

A identificação das espécies de Anastrepha é baseada em características morfológicas

das fêmeas, como padrão alar, coloração do corpo, formato e comprimento do acúleo. Dentre

18

estas características, a principal e determinante para a correta identificação é o acúleo, no

ápice do qual são observados caracteres como comprimento, formato, presença ou ausência de

constrição antes da serra, número e formato dos dentes (Zucchi 2000; Araujo e Zucchi 2006).

Há descrições de ovos para 39 espécies de Anastrepha (Emmart 1933; Lawrence 1979;

Steck e Malavasi 1988; Steck e Wharton 1988; Carroll e Wharton 1989; Murillo e Jirón 1994;

Norrbom et al. 1999; Selivon e Perondini 1999; Norrbom e Korytkowski 2009; Dutra et al.

2011a, 2011b; Figueiredo et al. 2011). Quanto às larvas, estudos sobre descrição morfológica

de espécies de Anastrepha também são escassos. Descrições de larvas de primeiro e/ou

segundo instares foram realizadas apenas para Anastrepha bistrigata Bezzi, A. grandis,

Anastrepha ludens Loew e Anastrepha suspensa (Loew) (Lawrence 1979; Steck e Malavasi

1988; Steck e Wharton 1988; Carroll e Wharton 1989). As larvas de terceiro instar, foram

descritas apenas para 13 espécies (Steck e Wharton 1988; Steck et al. 1990; Norrbom et al.

1999).

Para auxiliar na correta identificação das larvas, a técnica molecular de Reação em

Cadeia da Polimerase (PCR) associada ao Polimorfismo do Comprimento dos Fragmentos de

Restrição (RFLP) tem sido utilizada em estudos de genética de populações de Ceratitis

capitata (Wiedemann) (Gasparich et al. 1995,1997; Silva et al. 2003) e também para a

identificação de 29 espécies da tribo Ceratitidini na África (Barr et al. 2006). Baseado na

técnica PCR–RFLP, foi desenvolvido um método para identificar quatro espécies de

Rhagoletis no Chile (Salazar et al. 2002) e oito espécies de Bactrocera (Muraji e Nakahara

2002). Apesar de o gênero Anastrepha ter espécies de importância quarentenária, até o

momento apenas cinco espécies foram analisadas no estudo realizado por Armstrong et al.

(1997), A. grandis, A. ludens, A. obliqua, Anastrepha serpentina (Wiedemann) e A. striata.

Nesse estudo, os autores desenvolveram um protocolo utilizando PCR–RFLP para diferenciar

estágios imaturos de espécies de Anastrepha, Bactrocera e Ceratitis de importância

quarentenária para a Nova Zelândia. A metodologia de PCR-RFLP tem o objetivo de detectar

polimorfismos de fragmentos de DNA com rapidez e baixo custo.

O Brasil é o terceiro maior produtor mundial de frutas e em 2008 produziu mais de 43

milhões de toneladas de frutas, representando 5% da produção mundial. Apesar de todo o

sucesso neste setor, o mercado exportador brasileiro enfrenta algumas dificuldades para a

expansão competitiva, como baixo consumo de frutas comercializadas no Brasil, pouca

capacitação dos pequenos produtores e restrições quarentenárias impostas pelos países

importadores, que têm por objetivo evitar a introdução de novas pragas em seu território

(Abanorte 2009).

19

A principal forma de dispersão de espécies de Anastrepha tem sido o transporte de

frutos infestados de uma localidade para outra. Com o intuito de evitar a proliferação de novas

pragas, vários países vêm adotando medidas de proteção que exigem que os frutos importados

passem por um rigoroso tratamento quarentenário, para eliminação de diferentes estágios de

vida de possíveis novas pragas (Duarte e Malavasi 2000). Assim, a correta identificação das

larvas de Anastrepha é importante para que as estratégias de controle sejam mais específicas e

mais eficazes, pois estágios imaturos são comumente interceptados em frutos nas barreiras

quarentenárias ou pontos de entrada e é necessário aguardar a emergência de fêmeas para a

identificação da espécie. Baseado nessas informações este trabalho teve por objetivo ampliar

os conhecimentos sobre ovos e larvas de algumas espécies de Anastrepha por meio da

caracterização morfológica e molecular, visando a sua descrição e subsídios para o

desenvolvimento de um protocolo para rápida identificação e que possa ser utilizado em

programas de controle e quarentena. Vale ressaltar contudo que esse estudo não trabalhou

com as mais importantes espécies quarentenárias para os países importadores. Porém fornece

uma consistente perspectiva nesse contexto.

20

OBJETIVO GERAL

Ampliar os conhecimentos sobre ovos e larvas de espécies de Anastrepha por meio da

caracterização morfológica e molecular com a sua descrição detalhada e o fornecimento de

subsídios para o desenvolvimento de um protocolo que possa ser utilizado em programas de

defesa vegetal.

OBJETIVOS ESPECÍFICOS

1. Descrever os ovos das espécies Anastrepha antunesi Lima, Anastrepha bahiensis Lima,

Anastrepha coronilli Carrejo & González, Anastrepha curitis Stone, Anastrepha distincta

Greene, Anastrepha leptozona Hendel, Anastrepha manihoti Lima, Anastrepha montei Lima,

Anastrepha pickeli Lima, Anastrepha turpiniae Stone e A. zenildae.

2. Descrever as larvas de segundo e terceiro instares de A. bahiensis, A. coronilli, A. curitis e

A. turpiniae. Descrever larvas de terceiro instar de A. pickeli, Anastrepha pulchra Stone, A.

sororcula e A. zenildae.

3. Obter o código de barras de DNA (“DNA barcodes”) de Anastrepha antunesi, A. atrigona

Hendel, A. bahiensis, A. coronilli, A. curitis, A. distincta, A. manihoti, A. pickeli, A. pulchra,

A. striata, A. sororcula, A. turpiniae e A. zenildae por meio do sequenciamento do gene

mitocondrial COI para inclusão no banco de dados do Tephritid Barcode Initiative.

4. Obter o perfil de haplótipos de adultos e larvas das 13 espécies de Anastrepha citadas no

objetivo 3 por meio do uso de PCR-RFLP para dois genes do DNA mitocondrial (COI e 16S)

e uma região do DNA nuclear (ITS1).

21

Capítulo 1

Dutra, V.S; Ronchi-Teles, B.; Silva, J.G. Associação de

espécies de Anastrepha (Diptera: Tephritidae) e seus

parasitóides obtidos de hospedeiros nativos e introduzidos

coletados em alguns municípios brasileiros. Manuscrito

formatado para Acta Amazonica.

22

Associação de espécies de Anastrepha (Diptera: Tephritidae) e seus

parasitoides obtidos de hospedeiros nativos e introduzidos coletados em

alguns municípios brasileiros

Vivian S. DUTRA1, Beatriz RONCHI-TELES

2, Janisete G. SILVA

3

RESUMO

A dificuldade encontrada para determinar os hospedeiros para espécies de Anastrepha

ocorre devido a relatos equivocados ou incompletos, pois geralmente coletas de adultos são

realizadas com armadilhas o que impossibilita a associação com frutos hospedeiros. O

objetivo deste trabalho foi conhecer a diversidade de espécies de Anastrepha e sua relação

com hospedeiros e parasitoides obtidos de frutos nativos e introduzidos coletados em alguns

municípios brasileiros. Dos frutos coletados, foram obtidos exemplares de 19 espécies de

Anastrepha e seis espécies de parasitoides braconídeos. Dentre as espécies de moscas-das-

frutas obtidas, Anastrepha obliqua (Macquart) foi a mais abundante (17,7%) e Doryctobracon

areolatus (Szépligeti) o parasitoide mais abundante (86,0%). Também são relatados alguns

primeiros registros de associação de moscas-das-frutas com hospedeiros e parasitoides.

PALAVRAS CHAVE: moscas-das-frutas, hospedeiros, braconídeos.

INTRODUÇÃO

Os insetos da família Tephritidae, também conhecidos como moscas-das-frutas, são

consideradas pragas para a fruticultura pelo fato das fêmeas depositarem seus ovos na

superfície de frutos verdes ou em amadurecimento (Aluja 1994; Salles 2000). Dos ovos

eclodem larvas que se alimentam da polpa dos frutos, favorecendo o aparecimento de fungos

e bactérias que aceleram o apodrecimento e a queda prematura dos frutos, causando danos aos

mesmos e consequentemente prejudicando a comercialização (Aluja 1994; Duarte e Malavasi

2000; Nascimento e Carvalho 2000; Salles 2000).

A família Tephritidae compreende aproximadamente 4.500 espécies (White e Elson-

Harris 1992; Norrbom 2005). O gênero Anastrepha Schiner possui cerca de 240 espécies

descritas e algumas dessas espécies causam prejuízo à fruticultura (Zucchi 2008; Norrbom e

Korytkowski 2009). No Brasil, há o registro de ocorrência de 112 espécies de Anastrepha

1Programa de Pós-Graduação em Entomologia, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal 478,

69011-970 Manaus, AM, Brasil. 2Coordenação de Biodiversidade, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal 478, 69011-970

Manaus, AM, Brasil. 3Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Santa Cruz, Rodovia Ilhéus/Itabuna km 16,

45650-000, Ilhéus, BA, Brasil.

23

(Norrbom et al. 1999; Jesus et al. 2008; Uramoto et al. 2008; Zucchi 2007, 2008; Uramoto e

Zucchi 2010).

A dificuldade encontrada na determinação de algumas plantas hospedeiras para as

espécies de Anastrepha ocorre devido a relatos equivocados ou incompletos, pois em geral

são utilizadas apenas armadilhas para coleta de adultos, impossibilitando a associação correta

e direta com os frutos hospedeiros. Também são relativamente escassos os estudos em relação

aos hospedeiros nativos. A correta associação entre os tefritídeos e seus hospedeiros, seria

melhor registrada com a coleta de frutos de plantas introduzidas e nativas de diversas regiões

(Norrbom e Kim 1988; Hernández-Ortiz e Pérez-Alonso 1993; Aluja 1994; Hernández-Ortiz e

Aluja 1994; Zucchi 2000). Este trabalho teve como objetivo conhecer a diversidade de

espécies de Anastrepha e a associação com hospedeiros e parasitoides de frutos nativos e

introduzidos coletados em alguns municípios brasileiros.

MATERIAL E MÉTODOS

Coleta de adultos

Foram coletados frutos de hospedeiros nativos e introduzidos de espécies de

Anastrepha nos municípios de Manaus (03º06’07’’S; 60º01’30’’W), Maués (03º23’01’’S;

57º43’07’’W) e Presidente Figueiredo (02°02’04’’S; 60°01’30’’W) no estado do Amazonas;

de Porto Velho (08º45’43’’S; 63º54’14’’W) no estado de Rondônia, de Boa Vista

(02º49’11’’S; 60º40’24’’W) no estado de Roraima e de Camamu (13º56’41’’S; 39º06’14’’),

Itabuna (14º47’08’’S; 39º16’49’’W), Maracás (13º26’28’’S; 40º25’51’’W), Una

(15º17’36’’S; 39º04’31’’W) e Valença (13º22’13’’S; 39º04’23’’W) no estado da Bahia;.

As amostras de frutos foram pesadas e armazenadas individualmente em frascos

plásticos de 500 mL contendo vermiculita e cobertos por organza. Após aproximadamente dez

dias, a vermiculita foi peneirada e as pupas obtidas foram contadas e transferidas para frascos

plásticos de 30 mL contendo vermiculita úmida e cobertos com organza até a emergência dos

adultos. Os adultos foram mortos em álcool absoluto e posteriormente foram contados,

sexados e identificados. As amostras botânicas foram identificadas por Mário Terra e José

Lima.

Identificação dos adultos

A identificação das espécies de Anastrepha foi realizada através das fêmeas. O acúleo

de cada fêmea foi extrovertido e colocado entre lâmina e lamínula para análise das

características ao microscópio óptico. A identificação em nível de espécie foi baseada em

24

Steyskal (1977), Silva e Ronchi-Teles (2000), Zucchi (2000) e Zucchi et al. (2011a). Os

espécimes testemunho foram depositados na Coleção de Invertebrados do Instituto Nacional

de Pesquisas da Amazônia (INPA), Manaus, Amazonas, Brasil.

RESULTADOS

Foram coletados 74,53 kg de frutos hospedeiros de 28 espécies botânicas pertencentes

a 17 famílias (Tabela 1). No período de 2008 a 2009, as coletas foram realizadas ao longo dos

meses. Em 2010 e 2011, as coletas foram realizadas somente nos meses de janeiro a junho.

Dentre as espécies botânicas coletadas, 23 apresentaram frutos infestados. Foram coletados

3.665 frutos e obtidas 8.009 pupas, destas emergiram 3.782 adultos (1.640 machos e 2.142

fêmeas). Foram obtidos exemplares de 19 espécies de Anastrepha: Anastrepha antunesi Lima,

Anastrepha atrigona Hendel, Anastrepha bahiensis Lima, Anastrepha coronilli Carrejo &

González, Anastrepha curitis Stone, Anastrepha distincta Greene, Anastrepha fractura Stone,

Anastrepha fraterculus (Weidemann), Anastrepha leptozona Hendel, Anastrepha manihoti

Lima, Anastrepha obliqua (Macquart), Anastrepha pickeli Lima, Anastrepha pulchra Stone,

Anastrepha serpentina (Wiedemann), Anastrepha sororcula Zucchi, Anastrepha striata

Schiner, Anastrepha turpiniae Stone, Anastrepha zenildae Zucchi e uma espécie de

Anastrepha ainda não identificada (possivelmente espécie nova). Também foram obtidos 537

parasitoides da família Braconidae (Hymenoptera) das espécies Asobara anastrephae

(Muesebeck), Doryctobracon areolatus (Szépligeti), Doryctobracon brasiliensis (Szépligeti),

Opius bellus Gahan, Opius sp. e Utetes anastrephae (Viereck) (Tabela 1).

Dentre as espécies de moscas-das-frutas obtidas, A. obliqua, A. fraterculus, A. fractura

e A. bahiensis foram as mais abundantes com 17,7%, 12,9%, 11,5% e 9,5%, respectivamente.

Exemplares de A. obliqua foram obtidos em nove hospedeiros diferentes, sendo quatro

espécies botânicas da família Anacardiaceae, três de Myrtaceae, uma de Malpighiaceae e uma

de Oxalidaceae (Tabela 1). Desses nove hospedeiros, cinco são de espécies de plantas

introduzidas e quatro de plantas nativas.

Na Tabela 1, está a associação de A. striata com três espécies nativas da família

Myrtaceae; A. bahiensis e A. fraterculus ambas com duas espécies nativas de Moraceae e

Myrtaceae, respectivamente; A. manihoti e A. pickeli com uma espécie nativa de

Euphorbiaceae; A. sororcula e A. zenildae ambas com uma espécie nativa de Myrtaceae; A.

leptozona e A. serpentina ambas com uma espécie nativa de Sapotaceae; A. antunesi, A.

atrigona, A. bahiensis, A. coronilli, A. curitis, A. distincta, A. fractura e A. pulchra com uma

espécie nativa das famílias Anarcardiaceae, Loganiaceae, Moraceae, Melastomataceae,

25

Passifloraceae, Fabaceae (Mimosoideae), Celastraceae e Sapotaceae, respectivamente.

Anastrepha turpiniae foi obtida em frutos de um hospedeiro introduzido da família

Combretaceae.

Com relação aos parasitoides, a espécie mais abundante foi D. areolatus (86,0%).

NaTabela 1, estão as associações de D. areolatus parasitando as espécies A. bahiensis, A.

coronilli, A. fractura, A. fraterculus, A. obliqua, A. pickeli, A. pulchra, A. striata e A.

turpiniae; Opius sp. parasitando A. bahiensis, A. obliqua e A. fraterculus; O. bellus

parasitando A. fractura e A. manihoti; U. anastrephae parasitando A. manihoti, A. coronilli e

A. obliqua e D. brasilensis parasitando A. fractura.

DISCUSSÃO

Neste estudo, foram observadas várias associações entre moscas-das-frutas,

hospedeiros e parasitoides e algumas delas são novos registros dessas relações como A.

fractura e o hospedeiro Salacia sp. da família Celastraceae. Até então havia o registro de

apenas um hospedeiro Maquira sclerophylla (Ducke) C.C. Berg da família Moraceae para A.

fractura (Costa et al. 2009).

Também foram observadas novas associações entre moscas-das-frutas e parasitoide

para A. coronilli e U. anastrephae, A. manihoti e O. bellus, A. turpiniae e D. areolatus, A.

fractura e A. anastrephae, D. brasilensis e O. bellus. Até o momento, havia sido relatado A.

coronilli sendo parasitada por D. areolatus; A. fractura por D. areolatus e os parasitoides

figitídeos Aganaspis nordlanderi Wharton e Aganaspis pelleranoi (Brèthes); A. manihoti por

U. anastrephae e para A. turpiniae não havia sido registrado nenhum parasitoide (Zucchi

2008; Costa et al. 2009).

Foram listadas na Tabela 1, outras associações observadas entre espécies de

Anastrepha, hospedeiros e parasitoides que já haviam sido relatadas previamente (Ovruski et

al. 2000; Zucchi 2008; Costa et al. 2009; Marinho et al. 2009; Silva et al. 2010; Ronchi-Teles

et al. 2011; Zucchi et al. 2011b).

No presente estudo, foram realizados novos registros de associações entre moscas-das-

frutas, hospedeiros e parasitoides coletados em alguns municípios brasileiros, bem como

confirmadas outras associações. Estudos sobre esse tema são fundamentais para o acréscimo

de novas informações sobre as interações entre esses organismos. Estas informações tornam-

se referência para outros trabalhos a serem desenvolvidos com moscas-das-frutas e também

podendo ser úteis, por exemplo, para a elaboração de medidas para controle biológico dessas

espécies.

26

CONCLUSÕES

Neste estudo, foi registrada uma nova associação entre A. fractura e Salacia sp. da

família Celastraceae. Novas associações entre moscas-das-frutas e parasitoides braconídeos

foram registradas para A. turpiniae e D. areolatus; A. manihoti e O. bellus; A. coronilli e U.

anastrephae; A. fractura e A. anastrephae, D. brasilensis e O. bellus.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem a Ana Claúdia Araújo, Claudemir Campos, Felipe Gomes, José

Nilton Medeiros da Costa, Marcos Vinicius Garcia, Mírian Santos, Neusa Hamada, Tatiana

Senra, Weber Novaes e Ulisses Neiss pelo auxílio durante as coletas dos exemplares. Esse

estudo foi financiado pelo CNPq (Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e

Tecnológico - projeto n°575664/2008-8), pela Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal

de Nível Superior (CAPES – projeto n° 23038.037185/2008-41) e pela Rede Amazônica de

Pesquisas sobre Moscas-das-Frutas (Chamada 05/2006 Agrofuturo). Os autores também

agradecem ao CNPq pela bolsa de doutorado concedida a VSD.

27

Tabela 1. Hospedeiros e parasitoides de espécies de Anastrepha.

Famílias Espécies Hospedeiros Peso

(kg)

Frutos

(n)

Pupas

(n)

Espécie de

Anastrepha e o n. de

exemplares

Espécie de

Braconidae e o n.

de exemplares

Anacardiaceae Anacardium occidentale L. Nativo 0,9 23 15 4 A. obliqua 2 D. areolatus

Mangifera indica L. Introduzido 2,5 6 109 27 A. obliqua 5 D. areolatus

Spondias cytherea Sonn. Introduzido 0,09 8 0 0 0

Spondias mombin L. Nativo 8,2 1.055 1.481 149 A. obliqua

4 A. antunesi

87 D. areolatus

43 Opius sp.

3 U. anastrephae

Spondias purpurea L. Introduzido 1,2 213 43 7 A. obliqua 0

Celastraceae Salacia sp.♦ Nativo 0,6 14 731 181 A. fractura 60 D. areolatus

3 A. anastrephae ◘

1 D. brasiliensis ◘

1 O. bellus ◘

Combretaceae Terminalia catappa L. Introduzido 4,9 64 300 77 A. turpiniae 41 D. areolatus ◘

Duckeodendraceae Duckeoendendron cestroides Kulm. Nativo 0,04 14 0 0 0

Euphorbiaceae Manihot esculenta Crantz Nativo 5,1 88 429 114 A. pickeli

3 A. manihoti

128 D. areolatus

4 O. bellus ◘

2 U. anastrephae

Fabaceae

(Mimosoideae)

Inga edulis Mart. Nativo 2,9 17 323 111 A. distincta 0

Loganiaceae Strychnos jobertiana Baill. Nativo 0,3 12 17 8 A. atrigona 0

Malpighiaceae Malpighia glabra L. Introduzido 1,3 93 79 17 A. obliqua 21 D. areolatus

12 Opius sp.

Melastomataceae Bellucia grossularioides (L.) Nativo 3,7 476 264 50 A. coronilli 14 D. areolatus

28

Triana 1 U. anastrephae ◘

Moraceae Helicostylis scabra (Macbr.) C.C.

Berg.

Nativo 0,9 92 290 115 A. bahiensis 48 D. areolatus

Pouroma cecropiaefolia Mart. Nativo 4,6 14* 113 35 A. bahiensis 9 D. areolatus

1 Opius sp.

Myrtaceae Eugenia stipitata Mc Vaugh Nativo 3,3 37 296 56 A. obliqua 0

Psidium acutangulum D. C. Nativo 1,2 7 82 33 A. striata 0

Psidium guajava L. Nativo 10,3 343 1.140 183 A. fraterculus

61 A. striata

3 A. obliqua

2 A. sororcula

1 A. zenildae

13 D. areolatus

1 Opius sp.

Psidium guineense Swart. Nativo 2,5 207 164 21 A. fraterculus

21 A. striata

11 D. areolatus

Syzygium jambolanum (Lam.) DC. Introduzido 2,1 201 2 0 2 D. areolatus

Syzygium malaccense L. Introduzido 4,8 143 86 13 A. obliqua 1 U. anastrephae

Oxalidaceae Averrhoa carambola L. Introduzido 0,7 24 35 3 A. obliqua 3 D. areolatus

Passifloraceae Passiflora nitida Kunth. Nativo 3,4 33 205 42 A. curitis 0

Peridiscaceae Peridiscus lucidus Benth. Nativo 0,5 23 0 0 0

Rhamnaceae Ziziphus mauritiana Lam Introduzido 1,3 194 1 0 0

Sapotaceae Chrysophyllum prieurii A. DC. Nativo 0,4 55 14 6 Anastrepha sp. 0

Pouteria caimito (Ruiz & Pav.)

Radlk.

Nativo 5,2 161 1.490 105 A. serpentina

61 A. leptozona

0

Pouteria oblanceolata Pires Nativo 1,6 62 300 119 A. pulchra 20 D. areolatus

* Esse valor refere-se ao número de cachos coletados.

♦ Novo registro de hospedeiro

◘ Novo registro de parasitoide

29

Ronchi-Teles, B.; Dutra, V.S.; Tregue-Costa, A.P.;

Aguiar-Menezes, E.L.; Mesquita, A.C.A.; Silva, J.G.

2011. Natural Host Plants and Native Parasitoids

Associated with Anastrepha pulchra and other Anastrepha

Species (Diptera: Tephritidae) in Central Amazon, Brazil.

Florida Entomologist, 94(2): 347-349 (Anexo 1).

30

NATURAL HOST PLANTS AND NATIVE PARASITOIDS ASSOCIATED WITH

ANASTREPHA PULCHRA AND OTHER ANASTREPHA SPECIES (DIPTERA:

TEPHRITIDAE) IN CENTRAL AMAZON, BRAZIL

BEATRIZ RONCHI-TELES1, VIVIAN SIQUEIRA DUTRA

1, ALEXANDRA

PRISCILLA TREGUE COSTA1, ELEN DE LIMA AGUIAR-MENEZES

2, ALINE

CRISTINA ARAUJO MESQUITA1 E JANISETE GOMES SILVA

3

1Coordenação de Pesquisas em Entomologia, Instituto Nacional de Pesquisas da

Amazônia, Caixa Postal 478, 69011-970 - Manaus, Amazonas, Brasil

2Departamento de Entomologia e Fitopatologia, Universidade Federal Rural do Rio de

Janeiro, Caixa Postal 74538, 23890-000 - Seropedica, Rio de Janeiro, Brasil

3Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Santa Cruz, Rodovia

Ilhéus-Itabuna km 16, 45650-000 - Ilhéus, Bahia, Brasil

A Amazônia brasileira abriga uma alta diversidade de moscas-das-frutas do

gênero Anastrepha Schiner (Diptera: Tephritidae) tendo sido registradas 53 espécies de

um total de 103 que ocorrem no Brasil. Destas, 12 espécies de Anastrepha ocorrem

exclusivamente na Amazônia brasileira (Zucchi et al. 1996; Silva & Ronchi-Teles 2000;

Zucchi 2008).

Na Amazônia Central, a maioria dos estudos sobre espécies de moscas-das-frutas

foram realizados em áreas de sistemas agroflorestais (Silva et al. 1996; Zucchi et al.

1996), utilizando armadilhas para a coleta dos exemplares (Ronchi-Teles & Silva 2005),

e apenas um estudo foi realizado em áreas de florestas não perturbadas, tendo como foco

os parasitoides (Costa et al. 2009). Assim, informações sobre a associação entre

hospedeiro / moscas-das-frutas / parasitoides ainda é limitada.

Neste estudo, foram registradas associações entre moscas-das-frutas e hospedeiros

para espécies de Anastrepha na Amazônia Central e no Brasil, e também foram

identificados parasitoides braconídeos associados com espécies de Anastrepha.

31

As coletas foram realizadas em uma área de 30 km2 da Reserva Florestal Adolpho

Ducke (RFAD) do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), localizado a

nordeste de Manaus (02º53’S, 59º59’W) no estado do Amazonas, Brasil. Essa área possui

cerca de 100 km2 de floresta primária. A média anual de temperatura é de 26,5ºC, com a

máxima mensal de 38,6 ºC (Dezembro) e mínima de 18,2 ºC (Julho) e média anual de

umidade relativa é de 82% (Araújo 1970). Foram coletados frutos maduros ou em

amadurecimento aleatoriamente no chão e na copa das árvores a cada duas semanas, no

período de outubro/2002 a junho/2003, de março a maio/2009, e de março a maio/2010.

Os frutos foram coletados em uma área de floresta de cerca de 30 km2, onde todas as

espécies de árvores já haviam sido identificadas por botânicos do Instituto Nacional de

Pesquisas da Amazônia (INPA). Os frutos coletados foram contados, pesados e

armazenados em frascos plásticos de 500 mL contendo uma camada de vermiculita e

cobertos com organza até a obtenção das pupas. As pupas obtidas foram contadas e

colocadas em frascos plásticos de 30 mL contendo uma camada de vermiculita e cobertos

com organza até a emergência dos adultos. Espécimes testemunho foram depositados na

Coleção de Invertebrados do INPA.

Foi coletado um total de 63,7 kg de frutos de 50 espécies de plantas que fazem

parte de 18 famílias botânicas. Um total de 1.398 frutos pesando 19,7 kg de 13 espécies

de plantas representado sete famílias botânicas foram infestados por moscas-das-frutas e

obtidas 880 pupas (Tabela 1). Foram registradas as associações entre Anastrepha pulchra

Stone e Mouriri collocarpa Ducke (Melastomataceae), espécie de árvore nativa e o

parasitoide Doryctobracon areolatus (Szépligeti) (Hymenoptera: Braconidae) para o

Brasil, pela primeira vez. Anastrepha pulchra foi registrada no Panamá, Venezuela e

Brasil (Amazônia) (Norrbom 2002).

Também foram registrados dois novos hospedeiros para Anastrepha atrigona

Hendel: Strychnos jobertiana Baillon (Loganiaceae) e Pouteria durlandii (Standley)

Baehni (Sapotaceae). Três espécies de parasitoides himenópteros Opius bellus Gahan,

Opius sp. (Braconidae), e Aganaspis pelleranoi (Brèthes) (Figitidae) foram observados

parasitando A. atrigona, pela primeira vez. Até o momento, A. atrigona foi registrada

apenas na Venezuela, Guiana, Suriname e Brasil (estado do Amazonas) (Norrbom et al.

1999; Zucchi 2008).

32

Foi registrado um novo hospedeiro para Anastrepha bahiensis Lima, Helicostylis

scabra (Macbride) Cornelis Christiaan Berg (Moraceae). Anastrepha bahiensis ocorre no

México e no Brasil (em vários estados) (Norrbom et al. 1999; Zucchi 2008). Neste

estudo, também foram encontradas Anastrepha bondari Lima, Anastrepha coronilli

Carrejo & González, Anastrepha obliqua Macquart e Anastrepha striata Schiner. Seus

hospedeiros listados na Tabela 1 já foram registrados anteriormente, bem como vários

outros (Norrbom 2002; Zucchi 2007, 2008). Foram observadas quatro novas espécies de

Anastrepha, ainda não descritas. Esses exemplares foram obtidos em uma espécie de

Annonaceae, uma de Bignoniaceae e duas em espécies de Sapotaceae, respectivamente

(Tabela 1).

Três espécies de braconídeos (D. areolatus, Opius sp. e O. bellus) e duas espécies

de figitídeos (Aganaspis nordlanderi Wharton e A. pelleranoi) foram associadas com

espécies de Anastrepha. Também foi realizado o primeiro registro de A. nordlanderi

parasitando A. coronilli. Neste estudo, os braconídeos e figitídeos registrados foram

encontrados previamente associados com outras espécies de Anastrepha (Canal & Zucchi

2000; Guimarães et al. 2000; Ovruski et al. 2000).

Os autores agradecem a Claudemir M. Campos e Ulisses G. Neiss pelo auxílio

durante as coletas, José Lima pela identificação das plantas, Carter R. Miller, Gary J.

Steck e dois revisores anônimos pelos comentários feitos em uma versão anterior desse

manuscrito. Esse estudo foi financiado pelo CNPq (Conselho Nacional de

Desenvolvimento Científico e Tecnológico - projeto n°575664/2008-8).

RESUMO

Um hospedeiro natural (Mouriri collocarpa) e um parasitoide (Doryctobracon

areolatus) foram registrados pela primeira vez para Anastrepha pulchra no Brasil. Foram

registrados novos hospedeiros para Anastrepha atrigona e Anastrepha bahiensis na

Amazônia brasileira. Também foram registrados parasitoides atacando A. atrigona,

Anastrepha coronilli e A. pulchra.

33

TABELA 1. ESPÉCIES DE ANASTREPHA E PARASITOIDES COLETADOS NA AMAZÔNIA CENTRAL, BRASIL.

Família Botânica Espécies Botânicas Hospedeiros N. de

frutos

Peso

(kg)

N. de

pupas

Espécies de Anastrepha

(n)

Espécies de parasitoides

(n)

Annonaceae Anonaceae (unidentified) Nativo 3 0.317 10 8 Anastrepha sp.1 0

Bignoniaceae Clytostoma sp. Nativo 2 0.096 2 1 Anastrepha sp.3

1 Anastrepha sp.4

0

Loganiaceae Strychnos jobertiana Baill. ▲ Nativo 56 1.970 17 12 A. atrigona 0

Melastomataceae Bellucia grossularioides (L.) Triana Nativo 758 5.029 68 59 A. coronilli 7 D. areolatus

1 A. nordlanderi◘

Melastomataceae Mouriri collocarpa Ducke▲ Nativo 13 0.153 108 59 A. pulchra 18 D. areolatus ◘

Moraceae Helicostylis scabra (Macbr.)

C.C.Berg. ♦

Nativo 92 0.978 290 218 A. bahiensis 48 D. areolatus

Moraceae Helicostylis tomentosa (Planch. &

Endl.) Rusby

Nativo 239 2.794 275 162 A. bahiensis 24 D. areolatus

Moraceae Naucleopsis sp. Nativo 21 0.803 9 8 A. bondari 0

Myrtaceae Eugenia patrisii Vahl. Nativo 15 0.083 16 14 A. obliqua 1 A. pelleranoi

Myrtaceae Psidium guajava L. Nativo 12 0.486 5 3 A. striata 0

Sapotaceae Chrysophyllum prieurii A.DC. Nativo 55 2.970 12 6 Anastrepha sp.4 0

Sapotaceae Pouteria durlandii (Standl.) Baehni

▲

Nativo 19 0.567 66 29 A. atrigona 10 Opius bellus ◘

2 Opius sp. ◘

2 A. pelleranoi ◘

Sapotaceae Pouteria williamii (Aubrév. &

Pellegrin) T.D. Penn.

Nativo 8 0.358 2 1 Anastrepha sp.2 0

▲ Primeiro registro de hospedeiro

♦ Novo registro de hospedeiro

◘ Novo registro de parasitoide

34

Ronchi-Teles, B.; Dutra, V.S.; Silva, J.G. 2011. Host Plant

of Anastrepha pulchra (Diptera: Tephritidae) in Central

Amazon, Brazil - Mistaken Identity Resolved. Florida

Entomologist, 94(3): 719-720 (Anexo 2).

35

HOST PLANT OF ANASTREPHA PULCHRA (DIPTERA: TEPHRITIDAE) IN

CENTRAL AMAZON, BRAZIL - MISTAKEN IDENTITY RESOLVED

BEATRIZ RONCHI-TELES1, VIVIAN SIQUEIRA DUTRA

2 E JANISETE GOMES

SILVA3

1Coordenação de Biodiversidade, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal

478, 69011-970 - Manaus, Amazonas, Brasil

2Programa de Pós-Graduação em Entomologia, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia,

Caixa Postal 478, 69011-970 - Manaus, Amazonas, Brasil

3Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Santa Cruz, Rodovia Ilhéus-

Itabuna km 16, 45650-000 - Ilhéus, Bahia, Brazil

Anastrepha pulchra Stone é uma das 11 espécies de Anastrepha Schiner que

pertencem ao grupo serpentina e não é considerada praga de importância econômica

(Norrbom et al. 1999; Norrbom 2002). Registros de ocorrência de A. pulchra estão restritos ao

tipo-localidade no Panamá (Stone 1942) e na Venezuela em Aragua e Bolivar (Caraballo

1981; Norrbom 2002). No Brasil, A. pulchra foi coletada em armadilhas e registrada em

Iranduba estado do Amazonas, pela primeira vez (Ronchi-Teles 2009). O conhecimento sobre

a biologia de A. pulchra é muito escasso. Caraballo (1981) fez o primeiro registro de

associação para A. pulchra com uma planta hospedeira da família Sapotaceae na Venezuela,

contudo nenhuma informação sobre essa espécie de hospedeiro foi disponibilizada. Norrbom

(2002) realizou uma revisão taxonômica do grupo serpentina e afirmou que o “único relato de

planta hospedeira” para A. pulchra “é uma espécie indeterminada de Sapotaceae” citando

Caraballo (1981) como fonte da informação. No Brasil, Ronchi-Teles (2009) registrou A.

pulchra infestando frutos da família Sapotaceae coletados na Reserva Florestal Adolpho

Ducke no estado do Amazonas, infelizmente esses frutos que não foram identificados e

nenhum gênero ou espécie do suposto hospedeiro foi conhecido.

Em recente tentativa para investigar potenciais hospedeiros e associação com

parasitoides para A. pulchra, foram coletados frutos na Reserva Ducke (RD) do Instituto

Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), localizado a nordeste de Manaus (02°53’S,

59°59’W) no estado do Amazonas, Brasil. A reserva compreende uma área de 100 km2 de

36

floresta primária, e os frutos foram coletados na floresta no período de Março a Maio de 2010.

Foram obtidas 108 pupas das quais emergiram 59 adultos de A. pulchra e 18 espécimes de

Doryctobracon areolatus (Szépligeti) (Hymenoptera: Braconidae). Esses resultados sobre

associação de plantas hospedeiras e parasitoides, foram publicados juntos com informações

sobre outras espécies de Anastrepha da Amazônia Central (Ronchi-Teles et al. 2011). No

estudo de Ronchi-Teles et al. (2011), o hospedeiro natural de A. pulchra foi identificado

erroneamente como Mouriri collocarpa Ducke (localmente conhecido como “miraúba”),

espécie de árvore nativa da família Melastomataceae. Na época, a planta hospedeira M.

collocarpa foi identificada erradamente, devido a identificação ter sido baseada apenas em

frutos, pois nesse momento não havia sido possível coletar outras partes da planta. Como já

havia registro anterior para outras árvores do gênero Mouriri como hospedeiros de

Anastrepha (Zucchi 2008), foi aceito o fato de que essa espécie também poderia ser uma

planta hospedeira.

Entre abril e maio de 2011, foram coletadas mais amostras do mesmo fruto na Reserva

Biológica do Cueiras, localizada no Km 14 da ZF2, ramal que pode ser acessado pela BR 174,

em Manaus no estado do Amazonas (2°36'S, 60°07'W). Essa reserva está localizada numa

área de floresta primária contínua. Foram coletados frutos no chão da floresta e em ramos que

haviam caído da árvore. Os frutos coletados foram contados, pesados e colocados em frascos

plásticos de 500 mL contendo uma camada de vermiculita e cobertos com organza até

obtenção das pupas. As pupas foram contadas e colocadas em frascos plásticos de 30 mL

contendo uma camada de vermiculita e cobertos com organza até a emergência dos adultos.

Espécimes testemunho foram depositados na Coleção de Invertebrados do INPA.

Foram coletados 49 frutos pesando 1,41 kg e obtidos 192 pupários. Destes emergiram

um total de 113 adultos de A. pulchra (60 fêmeas e 53 machos) e dois exemplares de D.

areolatus. Neste momento, a planta hospedeira foi identificada pelos frutos, folhas e galhos

como Pouteria oblanceolata Pires (Sapotaceae) uma árvore nativa localmente conhecida

como “tuturubá” ou “abiurana-preta”. Os frutos de P. oblanceolata são amarelos, carnosos,

fibrosos e com pouco látex, possuem cerca de 4 - 4,5 cm de diâmetro e pericarpo amarelo e

liso.

Ambos os frutos de P. oblanceolata e M. collocarpa são muito similares na aparência

(formato, tamanho, cor e textura). Além disso, ambas as espécies quando plantas adultas

fazem parte do dossel da floresta Amazônica (possuindo cerca de 40 m de altura),

apresentando o tronco liso e reto. Devido a copa alta de ambas as árvores, a coleta de folhas e

37

flores torna-se muito difícil, ressaltando que essas estruturas são fundamentais para uma

correta identificação botânica.

Com o presente estudo, foi concluído com segurança que P. oblanceolata é a planta

hospedeira de A. pulchra e não M. collocarpa como relatado primeiramente em Ronchi-Teles

et al. (2011). Esses resultados corroboram com a informação prévia sobre a preferência das

espécies do grupo serpentina por plantas hospedeiras de Apocynaceae, Sapotaceae e

Myrtaceae (Norrbom 2002).

Os autores agradecem a Weber Novaes e Felipe Gomes pelo auxílio na coleta de frutos e

Mário Terra (INPA) pela identificação da planta. Os autores também agradecem a Carter R.

Miller por seus comentários sobre manuscrito. Esse estudo foi financiado pelo CNPq

(Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico - projeto n°575664/2008-

8).

RESUMO

Pouteria oblanceolata, o verdadeiro hospedeiro natural de Anastrepha pulchra, foi

registrada no estado do Amazonas, Brasil. Também foi registrado Doryctobracon areolatus

parasitando A. pulchra. Foram incluídas informações sobre o equívoco na identificação do

hospedeiro de A. pulchra.

38

Capítulo 2

Dutra, V.S.; Ronchi-Teles, B.; Steck, G.J.; Silva, J.G. 2011.

Egg morphology of Anastrepha spp. (Diptera:

Tephritidae) in the fraterculus group using Scanning

Electron Microscopy. Annals of the Entomological Society

of America, 104(1): 16-24 (Anexo 3).

39

Egg Morphology of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the

fraterculus Group Using Scanning Electron Microscopy

VIVIAN S. DUTRA1,2BEATRIZ RONCHI-TELES

1, GARY J. STECK

2, E JANISETE G.

SILVA3

Ann. Entomol. Soc. Am. 104(1): 16-24 (2011); DOI: 10.1603/AN10105

RESUMO Com o auxílio da microscopia eletrônica de varredura (MEV), a morfologia dos

ovos de seis espécies de Anastrepha do grupo fraterculus: Anastrepha antunesi Lima,

Anastrepha bahiensis Lima, Anastrepha coronilli Carrejo & González, Anastrepha distincta

Greene, Anastrepha turpiniae Stone e Anastrepha zenildae Zucchi foi descrita

detalhadamente pela primeira vez. Os ovos foram dissecados de fêmeas capturadas em

armadilhas McPhail em Cariri no estado de Tocantins; Itacoatiara, Manaus e Presidente

Figueiredo no estado do Amazonas e Porto Velho no estado de Rondônia, na Amazônia

brasileira. Os ovos foram examinados usando-se microscópio eletrônico e óptico. Pelo menos

dez ovos de cada espécie foram examinados usando MEV. Com microscópio óptico foram

examinados entre 20 e 35 ovos por fêmea de pelo menos três fêmeas de cada espécie. Os ovos

das seis espécies são similares em seu aspecto geral. Eles são afilados em ambas as

extremidades, possuem papila no pólo anterior e a micrópila está localizada no lado dorsal do

pólo anterior. Caracteres diagnósticos para diferenciar as seis espécies incluem ornamentação

do córion, localização das aerópilas e uma pronunciada borda do córion com aparência lanosa

ao redor da micrópila. Nenhum dos ovos das espécies estudadas apresentou apêndice

respiratório.

PALAVRAS-CHAVE moscas-das-frutas, ornamentação do córion, micrópila, aerópila

Anastrepha Schiner (Diptera: Tephritidae) é um dos gêneros mais diversificados de

Tephritidae endêmicos da Região Neotropical e atualmente possui cerca de 240 espécies

descritas (Norrbom et al. 1999, Norrbom e Korytkoswski 2009). Pelo menos 50% dessas

espécies são registradas no Brasil, onde atualmente há o registro de 103 espécies de

Anastrepha descritas e várias espécies recentemente registradas mas ainda não descritas

(Zucchi 2008).

Um estudo recente baseado em caracteres morfológicos e no uso de plantas

hospedeiras propôs uma classificação filogenética com 17 grupos de espécies de Anastrepha

1Coordenação de Pesquisas em Entomologia, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal 478,

69011-970, Manaus, AM, Brasil. 2Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry, Gainesville, FL

32614-7100. 3Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Santa Cruz, Rodovia Ilhéus/Itabuna km 16,

45650-000, Ilhéus, BA, Brasil (e-mail: [email protected]).

40

(Norrbom et al. 1999). Desses grupos, o segundo maior é o grupo fraterculus com 29 espécies

descritas e amplamente distribuídas, das quais, 17 espécies ocorrem no Brasil (Norrbom et al.

1999; Zucchi 2000, 2007). O grupo fraterculus inclui algumas espécies polífagas de grande

importância econômica (Aluja 1994, Norrbom et al. 1999, Zucchi 2007).

Há dificuldades na identificação de espécies relacionadas do grupo fraterculus devido

à sobreposição de caracteres e variação no acúleo, sendo este o mais importante caracter

diagnóstico, o qual é influenciado por fatores genéticos e ambientais (Aluja 1994, Smith-

Caldas et al. 2001, Araujo e Zucchi 2006). Faz-se necessário explorar caracteres morfológicos

adicionais, tais como aqueles presentes em ovos e larvas, além de caracteres moleculares para

melhor diferenciar as espécies de Anastrepha e aumentar o entendimento sobre as relações

filogenéticas neste gênero (Norrbom et al. 1999, Smith-Caldas et al. 2001). Até o momento,

há descrição da morfologia dos ovos para apenas 25 espécies de Anastrepha e muitos desses

estudos apresentaram apenas aspectos simples da morfologia dos ovos, como comprimento e

largura visualizados em microscópio ótico (Emmart 1933, Seín 1933, Lawrence 1979, Steck e

Malavasi 1988, Steck e Wharton 1988, Carroll e Wharton 1989, Norrbom et al. 1999).

Existem estudos sobre ovos para cinco espécies do grupo fraterculus, contudo estudos

utilizando imagens em microscopia eletrônica de varredura (MEV) foram realizados apenas

para o complexo Anastrepha fraterculus (Wiedemann) (Murillo e Jirón 1994; Selivon e

Perondini 1998, 2000; Perondini e Selivon 1999; Selivon et al. 2003), Anastrepha ludens

(Loew) (Carroll e Wharton 1989, Norrbom et al. 1999), Anastrepha obliqua (Macquart)

(Murillo e Jirón 1994), Anastrepha serpentina (Wiedemann) e Anastrepha sororcula Zucchi

(Selivon e Perondini 1999).

O objetivo desse estudo foi contribuir para uma melhor identificação dos ovos de

espécies de Anastrepha e para a taxonomia do gênero através da descrição de caracteres

adicionais em MEV para algumas espécies do grupo fraterculus: Anastrepha antunesi Lima,

Anastrepha bahiensis Lima, Anastrepha coronilli Carrejo & González, Anastrepha distincta

Greene, Anastrepha turpiniae Stone e Anastrepha zenildae Zucchi.

Material e Métodos

Os ovos foram dissecados de fêmeas capturadas em armadilhas McPhail em Cariri

(11°53’27’’S; 49°09’40’’W) no estado de Tocantins; Itacoatiara (03°08’35’’S; 58°26’39’’W),

Manaus (03°06’07’’S; 60°01’30’’W) e Presidente Figueiredo (02°02’04’’S; 60°01’30’’W) no

estado do Amazonas e Porto Velho (08°45’43’’S; 63°54’14’’W) no estado de Rondônia, na

41

Amazônia brasileira. Os ovos foram preservados em microtubos plásticos de 1,5 ml contendo

etanol 80%.

As medidas de comprimento e largura dos ovos foram realizadas com micrométrica

ocular em um estereomicroscópio Wild M3C no Laboratório de Entomologia Agrícola do

Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Manaus, Brasil.

Na preparação para MEV, os ovos foram transferidos para cápsulas de silicone,

desidratados em série alcoólica e no secador de ponto crítico de CO2 por três horas. Logo após

a desidratação, as amostras foram metalizadas com uma camada de ouro. Os ovos foram

examinados no microscópio eletrônico de varredura LEO 1450VP no Laboratório

Institucional de Microscopia Eletrônica de Varredura do Museu Paraense Emílio Goeldi,

Belém, Pará, Brasil e no estereomicroscópio óptico (Leica M165C) do Laboratório de

Prospecção de Bioativos de Insetos (INPA), Manaus, Amazonas, Brasil. Entre vinte e trinta

ovos por fêmea de pelo menos três fêmeas de cada espécie estudada foram examinados com

microscopia óptica. Para a visualização com MEV foram utilizados pelo menos dez ovos de

cada espécie. O pólo anterior foi definido como a extremidade do ovo que possui um pedicelo

ou uma suave projeção com micrópila e aerópilas. O pólo posterior foi definido como a

extremidade oposta ao pedicelo o qual geralmente é liso e arredondado, não possuindo

aberturas externas ou estruturas. A cabeça do embrião desenvolve-se na direção do pólo

anterior do ovo (Headrick e Goeden 1998). De acordo com a posição do embrião no interior

do ovo, o lado convexo foi considerado como o lado ventral e o lado côncavo como o lado

dorsal.

Espécimes testemunho das fêmeas e ovos foram depositados na Coleção de

Invertebrados, INPA.

Resultados

Os ovos de A. antunesi, A. bahiensis, A. coronilli, A. distincta, A. turpiniae e A.

zenildae são similares em seu aspecto geral. São alongados, afilados em ambas as

extremidades, possuem papila e micrópila localizada no pólo anterior. Caracteres diagnósticos

para diferenciar as seis espécies incluem a ornamentação do córion, localização das aerópilas

e ao redor da micrópila uma pronunciada borda no córion com a aparência lanosa. Nenhum

dos ovos das espécies estudadas apresentou apêndice respiratório.

42

Anastrepha antunesi (Figs. 1A e 2)

Material Examinado. Foram examinados 25 ovos de quatro fêmeas. As fêmeas de A.

antunesi foram coletadas em Manaus no estado do Amazonas.

Características Gerais. Os ovos apresentaram comprimento variando de 1,16-1,57

mm e largura variando de 0,18-0,22 mm. Os ovos são branco amarelados, levemente

curvados, alongados, com maior diâmetro na metade anterior do ovo e afilando-se

gradualmente em direção a ambas as extremidades (Fig. 1A).

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma papila e moderada ornamentação

do córion com reticulação em arranjo poligonal. A reticulação poligonal é claramente definida

somente no lado ventral e dentro dos polígonos a superfície apresenta aparência áspera que foi

formada pela reticulação do córion. Aproximadamente 15 aerópilas estão localizadas nos

vértices dos polígonos somente no lado ventral do ovo (Fig. 2, seta b). As aerópilas

apresentam aberturas de diversos diâmetros. No lado dorsal do ovo, há uma sutil

ornamentação poligonal do córion a qual desaparece em direção ao pólo posterior, onde o

córion torna-se liso e sem reticulações. A micrópila (Fig. 2, seta a) está localizada no lado

dorsal do ovo na extremidade do pólo anterior e rodeada por uma pronunciada borda do

córion. Esta borda tem o formato de anel com um aspecto lanoso (Fig. 2). As principais

características dos ovos para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Anastrepha bahiensis (Figs. 1B e 3)

Material Examinado. Foram examinados 20 ovos de três fêmeas. Uma fêmea de A.

bahiensis foi coletada em Manaus no estado do Amazonas e as outras duas fêmeas foram

coletadas em Porto Velho no estado de Rondônia.


mm e largura variando de 0,18-0,26 mm. Os ovos são branco amarelados, fortemente

curvados, alongados, com maior diâmetro no terço anterior do ovo e afilando-se abruptamente

na direção do pólo posterior (Fig. 1B).

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma papila, uma limitada

ornamentação do córion com reticulação em arranjo poligonal (Fig. 3A) e dentro dos

polígonos a superfície possui aparência áspera (Fig. 3B). Aproximadamente 20 aerópilas estão

localizadas nos vértices dos polígonos somente no lado ventral no pólo anterior do ovo. As

aerópilas apresentam aberturas de diversos diâmetros. A reticulação é mais desenvolvida no

pólo anterior tornando-se pouco distinta em direção a porção posterior do ovo até tornar-se

completamente lisa no final do pólo posterior. A micrópila está localizada no ápice do pólo

43

anterior no lado dorsal e rodeada por uma pronunciada borda do córion. Esta borda tem o

formato de anel com um aspecto macio (Fig. 3A). As principais características dos ovos para

diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Anastrepha coronilli (Figs. 1C e 4)

Material Examinado. Foram examinados 31 ovos de três fêmeas. As fêmeas de A.

coronilli foram coletadas em Manaus no estado do Amazonas.


mm e largura variando de 0,22-0,33 mm. São creme amarelados, levemente curvados,

alongados, com maior diâmetro no terço anterior do ovo e apresentando o pólo posterior

levemente mais afilado que o pólo anterior (Fig. 1C).

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma papila e cerca de 30 aerópilas

localizadas apenas no lado ventral (Fig. 4, seta b). As aerópilas apresentam aberturas de

diversos diâmetros. Toda a superfície do ovo é lisa sem nenhuma ornamentação do córion. A

micrópila está localizada no ápice do pólo anterior no lado dorsal e rodeada por uma

pronunciada borda do córion. Esta borda tem o formato de anel com uma aparência lanosa

(Fig. 4, seta a). As principais características dos ovos para diagnóstico desta espécie estão

apresentadas na Tabela 1.

Anastrepha distincta (Figs. 1D e 5)


distincta foram coletadas em Itacoatiara e Presidente Figueiredo no estado do Amazonas.


mm e largura variando de 0,22-0,26 mm. São creme amarelados, alongados, fortemente

curvados, com maior diâmetro no terço anterior do ovo e com o pólo posterior afilando-se

abruptamente (Fig. 1D).

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma papila e cerca de 45 aerópilas em

toda sua extensão (Fig. 5, seta c). As aerópilas com maiores diâmetros estão concentradas no

lado ventral e aquelas com menores diâmetros estão concentradas no lado dorsal. Os ovos de

A. distincta apresentam reticulação poligonal e protuberâncias levemente desenvolvidas (Fig.

5, seta b). As reticulações possuem o formato de quadriláteros e pentágonos irregulares

próximos a micrópila, tornando-se pouco distintas e alongadas no pólo posterior do ovo. As

protuberâncias são facilmente visualizadas à medida que as reticulações tornam-se mais

alongadas. A micrópila está localizada no ápice do pólo anterior no lado dorsal e rodeada por

44

uma pronunciada borda do córion (Fig. 5, seta a). Esta borda tem o formato de anel com uma

aparência lisa e mais estreita que o anel observado nos ovos de A. bahiensis (Fig. 3A). As

principais características dos ovos para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela

1.

Anastrepha turpiniae (Figs. 1E e 6)

Material Examinado. Foram examinados 20 ovos de duas fêmeas. Essas fêmeas

foram coletadas em Manaus no estado do Amazonas e em Cariri no estado de Tocantins.



alongados, com maior diâmetro no terço anterior do ovo e afilando-se progressivamente em

direção a ambas as extremidades. Os ovos de A. turpiniae apresentam medidas menores de

comprimento e largura, assim parecem mais robustos que os ovos das outras espécies

descritas aqui (Fig. 1E).

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma papila e cerca de 35 aerópilas

com aberturas de diâmetros diferentes. As aerópilas estão localizadas nos vértices dos

polígonos em toda extensão do pólo anterior (Fig. 6A, seta a). A ornamentação do córion é

bem desenvolvida no pólo anterior com reticulações conspícuas e distintas protuberâncias

dentro dos polígonos do córion (Fig. 6B). As reticulações consistem de quadriláteros

irregulares fortemente desenvolvidos próximos a micrópila, os quais tornam-se pouco

distintos e mais alongados em direção ao pólo posterior do ovo. A ornamentação do córion

desaparece em direção ao pólo posterior do ovo, tornando-se liso. A micrópila está localizada

no lado dorsal do ovo levemente deslocada do ápice do pólo anterior e rodeada por uma

pronunciada borda do córion (Fig. 6, seta b). Esta borda tem o formato de anel com uma

aparência lanosa similar a visualizada em A. antunesi (Fig. 2, seta a) e A. coronilli (Fig. 4, seta

a). As principais características dos ovos para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na

Tabela 1.

Anastrepha zenildae (Figs. 1F e 7)

Material Examinado. Foram examinados 37 ovos de três fêmeas. As fêmeas de A.

zenildae foram coletadas em Cariri no estado de Tocantins.



alongados, com maior diâmetro no terço anterior do ovo e afilando-se progressivamente em

45

direção a ambas as extremidades (Fig. 1F). Os ovos de A. zenildae são robustos como os de A.

turpiniae.

Escultura do córion. A papila está localizada no pólo anterior do ovo. A reticulação

do córion é bem desenvolvida, apresentando um número variável de protuberâncias limitadas

pelos vértices dos polígonos (Fig. 7B). Aproximadamente 40 aerópilas estão localizadas nos

vértices dos polígonos cobrindo toda extensão do pólo anterior (Fig. 7A, seta a). As aerópilas

apresentam aberturas de diversos diâmetros. As reticulações consistem em quadriláteros

irregulares fortemente desenvolvidos próximos a micrópila, as quais se tornam pouco distintas

e mais alongadas em direção ao pólo posterior do ovo. A micrópila (Fig. 7, seta b) está

localizada no lado dorsal do ovo no ápice do pólo anterior e rodeada por uma pronunciada

borda do córion com o formato de anel, apresentando uma aparência lanosa semelhante à

observada em A. antunesi (Fig. 2, seta a), A. coronilli (Fig. 4, seta a) e A. turpiniae (Fig. 6A,

seta b). As principais características dos ovos para diagnóstico desta espécie estão

apresentadas na Tabela 1.

Discussão

Neste estudo, a membrana do ovo das seis espécies de Anastrepha examinadas

correspondeu ao aspecto geral da morfologia dos ovos de Tephritidae como cor, formato e

presença ou ausência de ornamentação do córion (White e Elson-Harris 1992). Embora tendo

semelhança com outras espécies do grupo fraterculus a ornamentação do córion apresenta

características específicas para as seis espécies examinadas aqui, como descrito previamente

por Emmart (1933) e posteriormente usando MEV por Carroll e Wharton (1989), Murillo e

Jirón (1994) e Selivon e Perondini (1998).

A ornamentação do córion das seis espécies pode ser agrupada em duas amplas

categorias de ovos de Diptera Cyclorrhapha como indicado por Ferrar (1987). Anastrepha

coronilli e A. distincta pertencem à categoria de córion liso ou com pouca reticulação - a

reticulação é ausente em A. coronilli e pouco distinta em A. distincta. A ausência de

ornamentação no córion foi observada nos ovos de Anastrepha grandis (Macquart) e A.

serpentina (Emmart 1933, Steck e Wharton 1988, Selivon e Perondini 1999), e reticulação

pouco distinta observada nos ovos de A. ludens (Emmart 1933, Carroll e Wharton 1989).

Anastrepha turpiniae e A. zenildae pertencem à categoria que possuem ornamentação no

córion e ambas as espécies apresentam pronunciada reticulação. Reticulação bem

desenvolvida no córion foi observada em outras espécies de Anastrepha, Anastrepha sp. 1 aff.

fraterculus, Anastrepha sp. 2 aff. fraterculus (Selivon e Perondini 1998), A. obliqua (Murillo

46

e Jirón 1994) e A. sororcula (Selivon e Perondini 1999). A ornamentação do córion de A.

antunesi e A. bahiensis é bem específica nessas duas espécies, porque a reticulação é mais

desenvolvida no lado dorsal do pólo anterior do ovo. Assim, os resultados obtidos indicam

que essas duas espécies podem representar uma terceira categoria “reticular”, mostrando o

córion liso no lado ventral e ornamentado no lado dorsal. De acordo com Emmart (1933), a

escultura na extremidade da micrópila pode ser devido a uma deposição extra de quitina, pois

a membrana é mais espessa nessa região que no restante do ovo. Contudo, estudos recentes

indicam que a ornamentação do córion pode estar relacionada com atividade diferenciada do

epitélio folicular para adaptação no habitat (Cônsoli et al. 1999). Acredita-se que a reticulação

junto com as aerópilas desempenhem papel importante na respiração do embrião (Selivon e

Perondini 1998) e também forneçam proteção contra a dessecação (Cônsoli et al. 1999).

O pólo posterior apresenta semelhanças no padrão e estrutura para as seis espécies

estudadas e algumas diferenças específicas quanto a posição, número e estrutura das

aerópilas. As aerópilas são encontradas somente no lado ventral em A. antunesi, A. bahiensis

e A. coronilli, enquanto que em A. turpiniae, A. distincta e A. zenildae são observadas em

ambos os lados e em grande número. A variação do diâmetro das aerópilas foi verificada nos

ovos de A. bahiensis, A. coronilli e A. turpiniae. Vale ressaltar que em A. distincta as

aerópilas com diâmetros maiores estão localizadas no lado ventral, enquanto que com

diâmetros menores estão localizadas no lado dorsal. Além disso, a ausência de apêndice

respiratório foi observada nas seis espécies estudadas e também na maioria das espécies já

descritas. De acordo com a literatura, o apêndice respiratório foi descrito somente para

Anastrepha barbiellinii Lima, Anastrepha manihoti Lima, A. obliqua, Anastrepha nigrifascia

Stone e Anastrepha pittieri Caraballo (Murillo e Jirón 1994, Norrbom et al. 1999, Norrbom e

Korytkowski 2009). Acredita-se que a estrutura do córion e o número de aerópilas nos ovos

dos insetos são adaptações relacionadas ao ambiente onde eles são ovipositados. O número de

aerópilas também está relacionado com a taxa metabólica das espécies, a necessidade da troca

de gases e o controle da perda de água (Cônsoli et al. 1999).

Os ovos das seis espécies analisadas possuem uma distinta papila no pólo anterior,

contudo em A. coronilli, A. distincta, A. turpiniae e A. zenildae ela apresenta-se mais

pronunciada, semelhante ao registrado para A. grandis (Steck e Wharton 1988), A. ludens

(Carroll e Wharton 1989), Anastrepha sp. 1 aff. fraterculus (Selivon e Perondini 1998, 2000)

e A. sororcula (Selivon e Perondini 1999). De acordo com Selivon e Perondini (1998), os

ovos de Anastrepha que possuem pequena papila têm uma “morfologia intermediária” entre

os ovos com apêndices respiratórios e os ovos que não apresentam qualquer tipo de apêndice.

47

A micrópila de cinco espécies das seis estudadas está localizada no ápice do pólo

anterior do ovo como foi descrito para Anastrepha sp. 2 aff. fraterculus (Selivon e Perondini

1998, 2000; Selivon et al. 2003), A. serpentina e A. sororcula (Selivon e Perondini 1999).

Porém, para A. turpiniae (Fig. 5B) a micrópila está levemente deslocada do ápice como

descrito para Anastrepha sp. 1 aff. fraterculus (Murillo e Jirón 1994, Selivon e Perondini

1998, 2000). Em A. obliqua e A. pittieri, a micrópila está deslocada devido à presença do

apêndice respiratório (Murillo e Jirón 1994, Norrbom e Korytkowski 2009).

Os ovos analisados neste trabalho foram obtidos de fêmeas preservadas em etanol 80%

e suas características morfológicas permaneceram inalteradas. Os resultados obtidos

corroboram com os registrados por Selivon et al. (2003). Esses autores verificaram que os

ovos dissecados de fêmeas preservadas em etanol mantiveram as mesmas características da

ornamentação do córion e das estruturas internas que ovos recém ovipositados.

Em resumo, esse estudo com MEV para seis espécies de Anastrepha revelou

semelhanças com outras espécies do grupo fraterculus, cujos ovos foram descritos

previamente, bem como algumas diferenças não relatadas anteriormente. A combinação de

características exibidas por esses ovos, como a ornamentação do córion, localização das

aerópilas e da micrópila são úteis como caracteres taxonômicos. Os resultados apresentados

aqui ampliam o conhecimento sobre a morfologia da membrana do ovo para espécies de

Anastrepha do grupo fraterculus. Trabalhos semelhantes com outras espécies de Anastrepha

auxiliarão o entendimento sobre as relações filogenéticas dentro do grupo fraterculus e do

gênero como um todo.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Hilton Tulio Costi e Rolf Junior Ferreira Silva (Museu

Paraense Emílio Goeldi) pelo auxílio na preparação do material para MEV, Carter R. Miller e

dois anônimos revisores por suas sugestões numa versão anterior desse manuscrito. Esse

projeto foi financiado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico

(CNPq - projeto n° 575664/2008-8) e pela Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de

Nível Superior (CAPES - projeto n° 23038.037185/2008-41) Os autores também agradecem

ao CNPq pela bolsa de doutorado concedida a VSD.

48

Fig. 1. Ovos de espécies de Anastrepha (pólo anterior à esquerda). (A) A. antunesi. (B) A.

bahiensis. (C) A. coronilli. (D) A. distincta. (E) A. turpiniae. (F) A. zenildae.

49

Fig. 2. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura do ovo de A. antunesi. Pólo anterior

mostrando a micrópila (seta a), ornamentação do córion e aerópila (seta b).

50

Tabela 1. Diagnose dos ovos de seis espécies do grupo fraterculus analisadas neste estudo.

Anastrepha

Córion Micrópila Aerópilas

Reticulação

Ornamentação

no interior dos

polígonos

Localização Anel Localização Número Diâmetro

antunesi Polígonos moderadamente

desenvolvidos

Protuberâncias

moderadas

Ápice do pólo

anterior

Lanoso Vértices dos polígonos no

lado ventral

Cerca de 15 Similar

bahiensis Polígonos moderadamente

desenvolvidos

Protuberâncias

moderadas

Ápice do pólo

anterior

Liso Vértices dos polígonos no

lado ventral

Cerca de 20 Variável

coronilli Nenhuma Nenhuma Ápice do pólo

anterior

Lanoso Lado ventral Cerca de 30 Variável

distincta Quadriláteros e pentágonos

irregulares moderadamente

desenvolvidos

Protuberâncias

moderadas

Ápice do pólo

anterior

Liso Toda extensão do pólo

anterior


turpiniae Quadriláteros irregulares

fortemente desenvolvidos

Distintas

protuberâncias

Próximo ao

ápice do pólo

anterior

Lanoso Vértices dos polígonos em

toda extensão do pólo

anterior


zenildae Quadriláteros irregulares

fortemente desenvolvidos

Distintas

protuberâncias

Ápice do pólo

anterior

Lanoso Vértices dos polígonos em

toda extensão do pólo

anterior


51

Fig. 3. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura dos ovos de A. bahiensis. (A) Pólo

anterior mostrando a micrópila (seta) e reticulação do córion. (B) Ampliação da área do pólo

anterior mostrando polígonos e protuberâncias do córion (seta).

Fig. 4. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura do ovo de A. coronilli. Pólo anterior

mostrando a micrópila (seta a) e aerópilas (seta b).

52

Fig. 5. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura do ovo de A. distincta. Pólo anterior

mostrando a micrópila (seta a), protuberâncias do córion (seta b) e aerópilas (seta c).

53

Fig. 6. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura dos ovos de A. turpiniae. (A) Pólo

anterior mostrando aerópilas (seta a) e micrópila (seta b). (B) Ampliação da área do pólo anterior

mostrando polígonos e protuberâncias do córion (seta).

Fig. 7. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura dos ovos de A. zenildae. (A) Pólo anterior

mostrando aerópilas (seta a) e micrópila (seta b). (B) Ampliação da área do pólo anterior

mostrando polígonos e protuberâncias do córion (seta).

54

Dutra, V.S.; Ronchi-Teles, B.; Steck, G.J.; Silva, J.G. 2011.

Description of eggs of Anastrepha spp. (Diptera:

Tephritidae) in the spatulata group using Scanning

Electron Microscopy. Annals of the Entomological Society

of America, 104(5): 857-862 (Anexo 4).

55

Description of Eggs of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the spatulata

Group Using Scanning Electron Microscopy

VIVIAN SIQUEIRA DUTRA1, BEATRIZ RONCHI-TELES

1, GARY J. STECK

2 E JANISETE

GOMES SILVA3

Ann. Entomol. Soc. Am. 104(5): 857-862 (2011); DOI: 10.1603/AN11059

RESUMO Pela primeira vez, com microscopia eletrônica de varredura foi descrita

detalhadamente a morfologia dos ovos de três espécies de Anastrepha do grupo spatulata:

Anastrepha manihoti Lima, Anastrepha montei Lima e Anastrepha pickeli Lima. Os ovos foram

dissecados de fêmeas capturadas em armadilhas McPhail e examinados usando microscópio

eletrônico e óptico. Os ovos são afilados em ambas as extremidades, possuem uma papila no pólo

anterior e a micrópila está localizada no lado dorsal do pólo anterior. Caracteres diagnósticos para

diferenciar as três espécies incluem localização das aerópilas, presença de apêndice respiratório

em A. manihoti e A. pickeli, e uma pronunciada borda do córion com aparência lisa ao redor da

micrópila. Os ovos de A. montei possuem uma estreita camada de superfície porosa no lado

ventral do pólo anterior. Tal caractere não havia sido relatado anteriormente para ovos de

Tephritidae.

PALAVRAS-CHAVE moscas-das-frutas, micrópila, aerópila, apêndice respiratório

Anastrepha Schiner (Diptera: Tephiritidae) é um dos maiores e economicamente importantes

gêneros de moscas-das-frutas Neotropicais. Ele é endêmico das Américas, possuindo cerca de

240 espécies descritas, amplamente distribuídas pelas Américas do Sul e Central, Antilhas e sul

dos Estados Unidos (White e Elson-Harris 1992; Norrbom et al. 1999; Norrbom e Korytkowski

2009, 2011). No Brasil, tem-se o registro de 109 espécies de Anastrepha distribuídas em 12

grupos infragenéricos (Zucchi 2007, 2008; Uramoto e Zucchi 2010).

O grupo spatulata está distribuído desde o Texas até a Argentina, compreendendo dez

espécies. A maioria das espécies deste grupo infesta hospedeiros da família Euphorbiaceae ou

Olacaceae. No Brasil, tem-se o registro de ocorrência de nove espécies desse grupo (Zucchi

2007). Anastrepha manihoti Lima, Anastrepha montei Lima e Anastrepha pickeli Lima são

1Coordenação de Pesquisas em Entomologia, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal 478,

69011-970, Manaus, AM, Brasil. 2Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry, Gainesville, FL 32614-

7100. 3Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Santa Cruz, Rodovia Ilhéus/Itabuna km 16,

45650-000, Ilhéus, BA, Brasil (e-mail: [email protected]).

56

consideradas pragas de mandioca (Norrbom 2004). Anastrepha pickeli e A. montei infestam

frutos e principalmente sementes de mandioca, enquanto que A. manihoti infesta gemas terminais

e ramos jovens (Jirón e Hedström 1988, Bellotti 2008). A infestação de frutos de mandioca não

causa perda na produção, mas representa um sério problema para os produtores (Bellotti 2008).

A morfologia dos ovos do gênero Anastrepha é relativamente pouco conhecida e foram

descritas características dos ovos para apenas 34 espécies do referido gênero, até o momento. A

maioria dos estudos sobre a morfologia dos ovos utilizou a microscopia óptica para descrever

aspectos gerais como comprimento e largura (Emmart 1933, Seín 1933, Lawrence 1979, Steck e

Malavasi 1988, Steck e Wharton 1988, Norrbom et al. 1999, Norrbom e Korytkowski 2009).

Poucos estudos usaram a microscopia eletrônica de varredura (MEV) para auxiliar na descrição

dos ovos de Anastrepha (Carroll e Wharton 1989; Murillo e Jirón 1994; Selivon e Perondini

1998, 1999; Norrbom e Korytkowski 2009; Dutra et al. 2011a). A limitada literatura disponível

sugere que caracteres morfológicos, tais como os presentes em ovos e larvas, podem auxiliar no

entendimento sobre as relações filogenéticas entre as espécies de Anastrepha (Norrbom et al.

1999).

No grupo spatulata, somente descrições mínimas (dimensões e aspectos gerais) estão

disponíveis dos ovos de Anastrepha alveatoides Blanchard, Anastrepha haywardi Blanchard, A.

manihoti e A. pickeli (Norrbom et al. 1999).

Neste estudo, informações detalhadas utilizando MEV foram descritas para três espécies

do grupo spatulata: A. manihoti, A. montei e A. pickeli. Os resultados obtidos podem ser úteis na

identificação de ovos de espécies de Anastrepha e para melhor entender a taxonomia do gênero.

Material e Métodos

Os ovos examinados foram dissecados de fêmeas capturadas em armadilhas McPhail em

Manaus (03°06’07’’S, 60°01’30’’W) no estado do Amazonas; em Una (15o17’36’’S,

39o04’31’’W) no estado da Bahia e em Linhares (19°23’28’’S, 40°04’20’’W) no estado do

Espírito Santo. Os ovos foram preservados em microtubos plásticos de 1,5 ml contendo etanol

80%.

As medidas de comprimento e largura dos ovos foram realizadas com micrométrica ocular

em um estereomicroscópio Wild M3C no Laboratório de Entomologia Agrícola do Instituto

Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Manaus, Brasil.

57

Para análise com MEV, os ovos foram transferidos para cápsulas de silicone e

desidratados em série alcoólica. Em seguida, os ovos foram colocados no secador de ponto crítico

de CO2 por três horas, logo após as amostras foram metalizadas com uma camada de ouro. Os

ovos foram examinados no microscópio eletrônico de varredura LEO 1450VP no Laboratório

Institucional de Microscopia Eletrônica de Varredura do Museu Paraense Emílio Goeldi, Belém,

Pará, Brasil e no estereomicroscópio óptico (Leica M165C) do Laboratório de Prospecção de

Bioativos de Insetos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Manaus,

Amazonas, Brasil. Entre dez e trinta e seis ovos por fêmea de cada espécie foram examinados

com microscopia óptica. Com MEV foram utilizados pelo menos dez ovos para visualização do

córion. O pólo anterior foi definido como a extremidade do ovo que possui um pedicelo ou uma

suave projeção com micrópila e aerópilas. O pólo posterior foi definido como a extremidade

oposta ao pedicelo o qual geralmente é liso e arredondado, não possuindo aberturas externas ou

estruturas. A cabeça do embrião desenvolve-se na direção do pólo anterior do ovo (Headrick e

Goeden 1998). Baseado na posição do embrião no interior do ovo, o lado convexo foi

considerado como o lado ventral e o lado côncavo como o lado dorsal. O termo de apêndice

respiratório foi utilizado para a estrutura responsável pela respiração dos ovos como relatado por

Murillo e Jirón (1994).

Espécimes testemunho das fêmeas e ovos foram depositados na Coleção de Invertebrados,

INPA.

Descrições

Anastrepha manihoti Lima (Figs. 1A, 2 e 5A)

Material Examinado. Foram examinados 10 ovos de uma fêmea. Essa fêmea de A.

manihoti foi coletada em Linhares no estado do Espírito Santo.

Características Gerais. Os ovos apresentaram comprimento variando de 1,76-2,02 mm,

largura variando de 0,26-0,30 mm e comprimento do apêndice respiratório variando de 0,56-0,75

mm. Os ovos são creme amarelados, levemente côncavos dorsalmente, fortemente convexos

ventralmente, alongados, com maior diâmetro na metade anterior do ovo e afilando-se

gradualmente em direção ao pólo posterior (Fig. 1A).

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma pronunciada papila onde se localiza

a micrópila. Toda a superfície do ovo é lisa com reticulação hexagonal extremamente fraca.

58

Aproximadamente dez aerópilas circundam o ápice do apêndice respiratório (Fig. 2B). Foram

observadas aerópilas com vários diâmetros, variando entre 1,2 e 2,4 µm. A micrópila (Fig. 2A)

está localizada na base do apêndice respiratório no lado dorsal do pólo anterior do ovo e rodeada

por uma pronunciada borda do córion. Esta borda tem o formato de anel com um aspecto liso e

margens irregulares (Fig. 5A). As principais características dos ovos para diagnóstico desta

espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Anastrepha montei Lima (Figs. 1C, 3 e 5C)


montei foram coletadas em Una no estado da Bahia.

Características Gerais. Os ovos apresentaram comprimento variando de 1,61-2,73 mm e

largura variando de 0,11-0,15 mm. Os ovos são creme amarelados, fortemente curvados,

alongados, delgados, com maior diâmetro na metade anterior do ovo e afilando-se gradualmente

em direção ao pólo posterior (Fig. 1C).


a micrópila. Toda a superfície do ovo é lisa sem nenhuma ornamentação, reticulação ou

protuberâncias. Para essa espécie não foi observado apêndice respiratório e nenhuma aerópila.

Porém, foi observada uma estreita camada de superfície porosa no lado ventral do pólo anterior

próximo a micrópila (Fig. 3, seta a). A micrópila (Fig. 3, seta b) está localizada no ápice do pólo

anterior no lado dorsal e rodeada por uma pronunciada borda do córion. Esta borda tem o formato

de anel contínuo com um aspecto liso (Fig. 5C). As principais características dos ovos para

diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Anastrepha pickeli Lima (Figs. 1B, 4 e 5B)

Material Examinado. Foram examinados 30 ovos de quatro fêmeas. Duas fêmeas de A.

pickeli foram coletadas em Manaus no estado do Amazonas e duas fêmeas coletadas em Linhares

no estado do Espírito Santo.

Características Gerais. Os ovos apresentaram comprimento variando de 1,72-2,17 mm,

largura variando de 0,22-0,30 mm e comprimento do apêndice respiratório variando de 0,67-1,05

mm. Os ovos são creme amarelados, levemente côncavos dorsalmente, fortemente convexos

59

ventralmente, alongados, com maior diâmetro na metade anterior do ovo e afilando-se

gradualmente em direção ao pólo posterior (Fig. 1B).


a micrópila. Toda a superfície do ovo é lisa sem nenhuma ornamentação, reticulação ou

protuberâncias. Aproximadamente 40 aerópilas estão localizadas aleatoriamente no terço apical

do apêndice respiratório (Fig. 4B). Foram observadas aerópilas com vários diâmetros, variando

entre 1,9 e 6,0 µm. A micrópila (Fig. 4A) está localizada na base do apêndice respiratório no lado

dorsal do pólo anterior do ovo e rodeada por uma pronunciada borda do córion. Esta borda tem o

formato de anel contínuo com um aspecto liso (Fig. 5A). As principais características dos ovos

para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Discussão

Os resultados registrados aqui estão de acordo com observações prévias sobre o padrão da

membrana de ovos de Tephritidae como a cor, formato e presença ou ausência de ornamentação

do córion (White e Elson-Harris 1992). Descrições realizadas anteriormente sobre ovos de outros

membros do grupo spatulata são breves e apenas descritivos (sem nenhuma ilustração),

descrevem o formato geral (“robusto, com longo apêndice” para A. manihoti e A. pickeli;

“robusto” para A. alveatoides; “afilado” para A. haywardi) e dimensões do ovo (comprimento,

largura e comprimento do apêndice respiratório) para A. manihoti (1,54-1,71; 0,25-0,29; e 0,62-

0,69 mm, respectivamente) e (comprimento e largura) para A. alveatoides e A. haywardi (1,35-

1,41 e 0,22 mm; 2,20-2,41 e 0,27-0,33 mm, respectivamente) (Norrbom et al. 1999). Os

resultados obtidos no presente estudo são consistentes com os apresentados acima.

Nesse estudo, utilizando MEV foram observadas diferenças qualitativas e quantitativas

que podem auxiliar a identificação das três espécies, baseada nas características do ovo.

Caracteres de diagnóstico incluem presença ou ausência, localização e número de aerópilas,

presença ou ausência e comprimento do apêndice respiratório.

As características mais notáveis dos ovos dessas três espécies de Anastrepha são presença

ou ausência de apêndice respiratório e presença, ausência ou variação no número de aerópilas. Os

ovos de A. manihoti e A. pickeli são mais largos e possuem apêndice respiratório longo e estreito

com aerópilas, enquanto que ovos de A. montei são delgados, afilados e não possuem apêndice

respiratório e aerópilas.

60

Baseado em estudos anteriores realizados com outras espécies de Anastrepha, foi sugerido

que o apêndice respiratório é utilizado para a troca de gases durante o desenvolvimento

embrionário (Murillo e Jirón 1994). De acordo com esses autores, o apêndice respiratório de

Anastrepha obliqua (Macquart) permanece na superfície dos frutos com as aerópilas para fora

(sua fig. 7). Murillo e Jirón (1994) sugerem que isso permita a não obstrução das trocas de ar

entre o ovo e a atmosfera antes da eclosão da larva. Entretanto, para A. manihoti e A. pickeli, a

localização do apêndice respiratório depois da oviposição ainda não foi registrada.

Entre as espécies de Anastrepha cuja morfologia dos ovos já foi descrita, o apêndice

respiratório foi registrado em vários grupos de espécies. No grupo fraterculus, o apêndice

respiratório está presente em Anastrepha barbiellinii Lima e A. obliqua, mas ausente em

Anastrepha amita Zucchi, Anastrepha antunesi Lima, Anastrepha bahiensis Lima, Anastrepha

coronilli Carrejo & González, Anastrepha distincta Greene, Anastrepha fraterculus

(Wiedemann), Anastrepha ludens (Loew), Anastrepha sororcula Zucchi, Anastrepha suspensa

(Loew), Anastrepha turpiniae Stone e Anastrepha zenildae Zucchi (Carroll e Wharton 1989;

Murillo e Jirón 1994, Norrbom et al. 1999, Selivon e Perondini 1999, Dutra et al. 2011a); no

grupo robusta, o apêndice respiratório está presente em Anastrepha nigrifascia Stone e

Anastrepha pittieri Caraballo (Murillo e Jirón 1994, Norrbom et al. 1999, Norrbom e

Korytkowski 2009), mas ausente em Anastrepha bella Norrbom & Korytkowski, Anastrepha

speciosa Stone (Norrbom e Korytkowski 2009) e Anastrepha cordata Aldrich (Norrbom et al.

1999, Norrbom e Korytkowski 2009); e no grupo serpentina, o apêndice respiratório está ausente

em Anastrepha serpentina (Wiedemann) (Selivon e Perondini 1999). No presente estudo, é

registrado um padrão similar para o grupo spatulata, com A. pickeli e A. manihoti possuindo

apêndice respiratório, enquanto que em A. montei é ausente. O apêndice respiratório tem sido

observado em diferentes grupos de espécies, tanto em um grande clado com muitos grupos de

espécies basais, como em clados bem maiores que incluem mais grupos de espécies derivadas,

como no cladograma apresentado por Norrbom et al. (1999). Seria interessante examinar ovos de

mais espécies basais e derivadas para mapear esses caracteres na filogenia de Anastrepha e

elucidar a evolução dessa estrutura dentro do gênero. É provável que o apêndice respiratório

tenha surgido de forma independente há muito tempo entre os vários clados de Anastrepha e de

outros Tephritidae, podendo ser uma resposta adaptativa para condições particulares do tecido

vegetal do hospedeiro onde os ovos são ovipositados.

61

A localização, número e diâmetro das aerópilas são distintos entre as três espécies.

Aerópilas foram encontradas somente no ápice do apêndice respiratório em A. manihoti e A.

pickeli, enquanto que ausente em A. montei. As aerópilas são mais largas e em maior número em

A. pickeli quanto comparada com A. manihoti. Um aspecto intrigante dos resultados obtidos foi à

ausência de apêndice respiratório em A. montei. Porém, ovos de A. montei possuem uma estreita

camada com superfície porosa no lado ventral do pólo anterior. Tal caractere não havia sido

registrado anteriormente para ovos de Tephritidae. Acredita-se que o número de aerópilas nos

ovos dos insetos seja uma adaptação relacionado com o ambiente onde eles os depositam, como

também relacionado com a taxa metabólica, necessidade de troca de gases e controle da perda de

água (Cônsoli et al. 1999), então é possível que essa aparência da superfície porosa nos ovos de

A. montei exerça a função de respiração para o ovo.

A micrópila das três espécies estudadas está localizada no ápice do pólo anterior do ovo

como previamente descrito para A. antunesi, Anastrepha bahiensis Lima, A. coronilli, A.

distincta, A. zenildae (Dutra et al. 2011a), Anastrepha sp. 2 aff. fraterculus (Selivon e Perondini

1998, 2000; Selivon et al. 2003), A. serpentina e A. sororcula (Selivon e Perondini 1999). A

micrópila está rodeada por uma pronunciada borda do córion com o formato de anel e com

aparência lisa para as três espécies. Uma importante diferença apresentada nos ovos de A.

manihoti é a aparência descontínua do anel ao redor da micrópila, a qual é útil para distinguir

essa espécie das outras estudadas aqui.

Vale salientar que as três espécies estudadas possuem córion liso sem qualquer

ornamentação distinta, reticulações ou protuberâncias. Isso poderia representar uma sinapomorfia

do grupo spatulata, podendo ser testada examinando ovos de outras espécies deste grupo. A

maioria das espécies de Anastrepha possui um padrão distinto de reticulação no córion, mas

deve-se notar que córion completamente liso também foi observado em ovos de espécies de

outros grupos de Anastrepha tais como A. coronilli [grupo fraterculus], Anastrepha grandis

(Macquart) [grupo grandis] e A. serpentina [grupo serpentina] (Steck e Wharton 1988, Selivon e

Perondini 1999, Dutra et al. 2011a).

Este estudo com MEV sobre três espécies de Anastrepha do grupo spatulata apresenta

algumas implicações importantes para questões mais amplas, como a taxonomia e filogenia

dentro do gênero. As características mostradas por esses ovos, como a presença ou ausência e

variação de apêndice respiratório e aerópilas, além da reticulação do córion são úteis como

62

caracteres taxonômicos. Além disso, esse estudo associado com o de Norrbom et al. (1999) e

Norrbom e Korytkowski (2009) mostram que informações adicionais sobre outras espécies de

Anastrepha, tanto espécies de grupos basais como derivados, auxiliarão no entendimento de

importantes aspectos das estruturas dos ovos em termos funcionais e filogenéticos.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Keiko Uramoto, Marcos Vinicius Garcia e Tatiana Senra pelo

auxílio durante as coletas dos exemplares. Os autores também agradecem a Hilton Tulio Costi e

Rolf Junior Ferreira Silva (Museu Paraense Emílio Goeldi) pelo inestimável auxílio na

preparação do material para MEV e dois anônimos revisores por seus comentários neste

manuscrito. Esse estudo foi financiado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e

Tecnológico (CNPq), projeto n° 575664/2008-8 e pela Coordenação de Aperfeiçoamento de

Pessoal de Nível Superior (CAPES), projeto n° 23038.037185/2008-41. Os autores também


63

Fig. 1. Ovos de espécies de Anastrepha (pólo anterior à esquerda). (A) A. manihoti. (B) A.

pickeli. (C) A. montei.

Fig. 2. Vista com MEV do ovo de A. manihoti. (A) Pólo anterior mostrando a micrópila (seta).

(B) Aerópila no apêndice respiratório (seta).

64

Tabela 1. Diagnose dos ovos de três espécies de Anastrepha do grupo spatulata analisadas neste estudo.

Anastrepha

Apêndice

respiratório,

comprimento

(mm)

Ornamentação

do córion

Micrópila Aerópila


manihoti Presente, 0,56-

0,75

Fraca reticulação Próximo a base do

apêndice respiratório

Liso com margens

irregulars

Apenas no ápice do



montei Ausente Nenhuma Ápice do pólo anterior Liso e continuo Estreita camada de

superfície porosa

Nenhum Nenhum

pickeli Presente, 0,67-

1,05

Nenhuma Próximo a base do


Liso e contínuo No terço apical do



65

Fig. 3. Vista com MEV do ovo de A. montei. Pólo anterior mostrando a superfície porosa (seta a)

e a micrópila (seta b).

Fig. 4. Vista com MEV do ovo de A. pickeli. (A) Pólo anterior mostrando a micrópila (seta). (B)

Aerópilas no apêndice respiratório (seta).

66

Fig. 5. Vista com MEV da micrópila dos ovos de Anastrepha (pólo anterior à esquerda). (A) A.

manihoti. (B) A. pickeli. (C) A. montei.

67

Dutra, V.S.; Ronchi-Teles, B.; Steck, G.J.; Silva, J.G.

Description of eggs of Anastrepha curitis and Anastrepha

leptozona (Diptera: Tephritidae) using SEM. Manuscrito

formatado para Annals of the Entomological Society of

America.

68

Description of Eggs of Anastrepha curitis and Anastrepha leptozona (Diptera:

Tephritidae) Using SEM


2, GARY J. STECK

3 E JANISETE

GOMES SILVA4

RESUMO Com o auxílio da microscopia eletrônica de varredura (MEV), neste trabalho foram

descritas as características dos ovos de Anastrepha curitis Stone e a morfologia dos ovos de

Anastrepha leptozona Hendel foi redescrita com mais detalhes. Os ovos foram dissecados de

fêmeas capturadas em armadilhas McPhail coletadas em Manaus e Presidente Figueiredo no

estado do Amazonas. Os ovos de A. curitis são muito alongados e não apresentam aerópilas, mas

uma camada de superfície porosa no lado ventral, também evidenciada em Anastrepha montei

Lima. Os ovos de A. leptozona são robustos e apresentam aerópilas apenas no lado ventral do

pólo anterior do ovo. Os ovos de ambas as espécies não possuem qualquer ornamentação no

córion, reticulação ou protuberância. Para ambas as espécies, a micrópila está localizada no ápice

do pólo anterior do ovo. Os ovos de A. curitis e A. leptozona não possuem apêndice respiratório.

As características da morfologia dos ovos são úteis para auxiliar um melhor entendimento sobre a

filogenia do gênero Anastrepha.

PALAVRAS-CHAVE moscas-das-frutas, ornamentação do córion, micrópila, aerópila

Anastrepha Schiner (Diptera: Tephiritidae) é um gênero endêmico da região Neotropical

apresentando mais de 240 espécies descritas. As espécies do referido gênero são amplamente

distribuídas pelas Américas do Sul e Central, Antilhas e sul dos Estados Unidos (White e Elson-

Harris 1992; Norrbom et al. 1999; Norrbom e Korytkowski 2009). No Brasil, tem-se o registro de

112 espécies distribuídas em 12 grupos infragenéricos de acordo com características

morfológicas e uso de hospedeiros (Norrbom et al. 1999, Zucchi 2008, Uramoto e Zucchi 2010).

O grupo leptozona compreende cinco espécies distribuídas do México ao Brasil. Para este

grupo, duas espécies têm seu hospedeiro conhecido da família Sapotaceae. Além dessa família,

Anastrepha leptozona Hendel também infesta outras cinco famílias de plantas. No Brasil, A.


69011-970, Manaus, AM, Brasil. 2Coordenação de Biodiversidade, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal 478, 69011-970

Manaus, AM, Brasil. 3Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry, Gainesville, FL 32614-



69

leptozona é amplamente distribuída e sua ocorrência já foi registrada em 15 estados (Norrbom et

al. 1999, Zucchi 2008, Frías et al. 2009).

O grupo pseudoparallela possui 20 espécies com ampla distribuição desde o Texas até a

Argentina, contudo somente duas espécies ocorrem no norte do Panamá e uma nas Antilhas. A

maioria das espécies com hospedeiro conhecido infesta frutos da família Passifloraceae (Norrbom

et al. 1999). Dez espécies deste grupo foram registradas no Brasil, entre elas Anastrepha curitis

Stone que está restrita aos estados do Amazonas e Pará na região amazônica (Zucchi 2007, 2008).

As informações sobre a morfologia dos ovos de espécies de Anastrepha ainda são

escassas, pois até o momento apenas 39 espécies foram descritas (Emmart 1933; Seín 1933;

Lawrence 1979; Steck e Malavasi 1988; Steck e Wharton 1988; Carroll e Wharton 1989;

Norrbom et al. 1999; Norrbom e Korytkowski 2009; Dutra et al. 2011a, 2011b; Figueiredo et al.

2011). Contudo, as informações registradas evidenciam que caracteres morfológicos presentes

nos estágios imaturos podem ser úteis para compreender as relações evolutivas entre as espécies

de Anastrepha (Norrbom et al. 1999).

No grupo pseudoparallela, somente ovos das espécies Anastrepha pseudoparallela

(Loew) e Anastrepha consobrina (Loew) foram medidos, suas características gerais foram

descritas e foram observados com mais detalhes em MEV (Norrbom et al. 1999, Figueiredo et al.

2011). No grupo leptozona, apenas a espécie A. leptozona teve suas características gerais

descritas.

Neste estudo, uma descrição detalhada da morfologia dos ovos foi realizada utilizando-se

MEV para A. curitis e A. leptozona. Os resultados obtidos podem ser úteis na identificação de

ovos de espécies de Anastrepha e no entendimento sobre a taxonomia desse gênero.

Material e Métodos

Ovos de A. curitis e A. leptozona foram dissecados de fêmeas capturadas em armadilhas

McPhail em Manaus (03°06’07’’S, 60°01’30’’W) e em Presidente Figueiredo (02°02’04’’S,

60°01’30’’W) no estado do Amazonas. Os ovos foram preservados em microtubos plásticos de

1,5 ml contendo etanol 80%.

As medidas de comprimento e largura dos ovos foram realizadas com micrométrica ocular

em um estereomicroscópio Wild M3C no Laboratório de Entomologia Agrícola, do Instituto

Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA) em Manaus, Amazonas, Brasil. Os ovos foram

70

fotografados no estereomicroscópio óptico (Leica M165C) do Laboratório de Prospecção de

Bioativos de Insetos do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Amazonas, Brasil.

Entre dez e vinte ovos por fêmea de um total de quatro fêmeas de cada espécie foram examinados

com microscopia óptica. O pólo anterior foi definido como a extremidade do ovo que possui um

pedicelo ou uma suave projeção com micrópila e aerópilas. O pólo posterior foi definido como a

extremidade oposta ao pedicelo o qual geralmente é liso e arredondado, não possuindo aberturas

externas ou estruturas. A cabeça do embrião desenvolve-se na direção do pólo anterior do ovo

(Headrick e Goeden 1998). De acordo com a posição do embrião no interior do ovo, o lado

convexo foi considerado como o lado ventral e o lado côncavo como o lado dorsal.

Para análise com MEV, os ovos foram montados em porta amostras de alumínio e

examinados no modo ambiental no microscópio eletrônico de varredura Quanta 250 (Fei

Company) no Laboratório de Técnicas Mineralógicas da Universidade Federal do Amazonas

(UFAM) em Manaus, Amazonas. Para a MEV foram utilizados pelo menos dez ovos de cada

espécie.

Espécimes testemunho das fêmeas e ovos foram depositados na Coleção de Invertebrados,

INPA.

Resultados

Os ovos de A. curitis e A. leptozona são semelhantes em seus aspectos gerais. Eles são

alongados, afilam gradualmente em direção ao pólo posterior, possuem papila e micrópila no

pólo anterior. Pode-se diferenciar os ovos dessas duas espécies observando-se algumas

características, tais como comprimento do ovo e presença ou ausência de aerópilas no pólo

anterior. Nenhum dos ovos das espécies estudadas apresentou apêndice respiratório.

Anastrepha curitis Stone (Figs. 1A e 2)

Material Examinado. Um total de 52 ovos de quatro fêmeas foi examinado. Três fêmeas

de A. curitis foram coletadas em Manaus e uma fêmea em Presidente Figueiredo no estado do

Amazonas.

Características Gerais. Comprimento 2,13-2,58 mm e largura 0,18-0,26 mm. Os ovos

são creme amarelados, levemente curvados, muito alongados, com maior diâmetro no meio do

ovo em direção ao pólo anterior e afilando-se gradualmente em ambas as extremidades (Fig. 1A).

71

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma papila na qual está localizada a

micrópila. Toda a superfície do ovo é lisa sem qualquer ornamentação do córion, reticulação ou

protuberância. Também não foi observado nenhum apêndice respiratório. Foi observada uma

camada de superfície porosa em todo pólo anterior do ovo (Fig. 2). A micrópila (Fig. 2) está

localizada no ápice do pólo anterior no lado dorsal e rodeada por uma borda do córion. Esta

borda tem o formato de anel contínuo com um aspecto liso (Fig. 2). As principais características

dos ovos para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Anastrepha leptozona Hendel (Figs. 1B e 3)

Material Examinado. Um total de 51 ovos de quatro fêmeas foi examinado. Essas

fêmeas de A. leptozona foram coletadas em Manaus no estado do Amazonas.

Características Gerais. Comprimento 1,37-1,87 mm e largura 0,25-0,31 mm. Os ovos

são creme amarelados, levemente curvados, alongados, robustos, com maior diâmetro no meio do

ovo em direção ao pólo anterior e afilando-se gradualmente em ambas as extremidades (Fig. 1B).

Escultura do córion. O pólo anterior apresenta uma papila onde se localiza a micrópila.

Toda a superfície do ovo é lisa sem qualquer ornamentação do córion, reticulação ou

protuberância (Fig. 3A). Também não foi observado nenhum apêndice respiratório. Mais de 50

aerópilas foram observadas no lado ventral do ovo próximo a micrópila (Fig. 3B). As aerópilas

apresentam vários diâmetros, variando entre 1,1 e 2,1 µm. A micrópila está localizada no ápice

do pólo anterior no lado dorsal e rodeada por uma borda do córion (Fig. 3A). Esta borda tem o

formato de anel contínuo com um aspecto liso (Fig. 3A). As principais características dos ovos

para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Discussão

As características gerais dos ovos de ambas as espécies estudadas aqui são semelhantes

aquelas de outras espécies de Anastrepha já descritas (White e Elson-Harris 1992, Norrbom et al.

1999). Um único estudo publicado anteriormente sobre a morfologia dos ovos de A. leptozona

descreveu as dimensões (comprimento 1,30-1,41 mm; largura 0,22-0,27 mm), formato geral do

ovo (“robusto”) e ornamentação do córion (“ausente”) (Norrbom et al. 1999). No presente estudo,

os resultados obtidos corroboram os apresentados acima.

72

Os ovos de A. curitis são delgados e muito alongados, evidenciando que essa espécie de

Anastrepha apresenta um dos ovos mais longos neste gênero. Outras três espécies também

apresentam ovos bastante longos, Anastrepha grandis (Macquart), A. montei e Anastrepha

nigrifascia Stone (Steck e Wharton 1988, Norrbom e Korytkowski 2009, Dutra et al. 2011b,

Figueiredo et al. 2011).

Ambas as espécies estudadas apresentam o córion liso sem nenhuma ornamentação,

reticulação ou protuberância. Embora a maioria das espécies de Anastrepha apresente córion com

ornamentação, a ausência de ornamentação já foi observada em outras espécies como Anastrepha

consobrina (Loew), Anastrepha coronilli Carrejo & González, A. grandis, Anastrepha manihoti

Lima, A. montei, Anastrepha pickeli Lima, Anastrepha pseudoparallela (Loew) e Anastrepha

serpentina (Wiedemann) (Emmart 1933; Steck e Wharton 1988; Selivon e Perondini 1999; Dutra

et al. 2011a, 2011b; Figueiredo et al. 2011).

Nos ovos de A. curitis, foi observada uma camada de superfície porosa semelhante à

encontrada nos ovos de A. montei (Dutra et al. 2011b), que provavelmente tem a função de

respiração para o ovo. Até o momento, apenas essas duas espécies apresentaram essa

característica. Por outro lado, nos ovos de A. leptozona foram observadas aerópilas, com diversos

diâmetros, localizadas apenas no lado ventral no pólo anterior do ovo. Esse aspecto também foi

observado em Anastrepha antunesi Lima, Anastrepha bahiensis Lima, A. coronilli e A.

serpentina (Selivon e Perondini 1999, Dutra et al. 2011a). Segundo a literatura, provavelmente o

número e o diâmetro variável das aerópilas esteja relacionado com o ambiente onde os ovos são

ovipositados, bem como a necessidade das trocas gasosas e o controle da perda de água para

evitar a desidratação (Cônsoli et al. 1999). Os ovos de ambas as espécies descritos aqui não

apresentam apêndice respiratório, como observado em algumas espécies de Anastrepha descritas

previamente tais como Anastrepha barbiellinii Lima, A. manihoti, A. nigrifascia, Anastrepha

obliqua (Macquart), A. pickeli e Anastrepha pittieri Caraballo (Murillo e Jirón 1994, Norrbom et

al. 1999, Norrbom e Korytkowski 2009, Selivon e Perondini 1999, Dutra et al. 2011b).

A micrópila das duas espécies aqui estudadas está localizada no ápice do pólo anterior do

ovo, como registrado para a maioria das espécies já descritas (Carroll e Wharton 1989; Selivon e

Perondini 1998, 1999, 2000; Norrbom e Korytkowski 2009; Dutra et al. 2011a, 2011b;

Figueiredo et al. 2011), com exceção de Anastrepha sp. 1 aff. fraterculus (Wiedemann) e

Anastrepha turpiniae (Stone) que apresentam a micrópila levemente deslocada do ápice (Murillo

73

e Jirón 1994, Selivon e Perondini 1998, 2000; Dutra et al. 2011a) e de A. barbiellinii, A.

manihoti, A. nigrifascia, A. obliqua, A. pickeli e A. pittieri que possuem apêndice respiratório no

ápice do pólo anterior (Murillo e Jirón 1994, Norrbom et al. 1999, Norrbom e Korytkowski 2009,

Selivon e Perondini 1999, Dutra et al. 2011b).

A observação detalhada da morfologia dos ovos com MEV para A. curitis e A. leptozona

mostrou diferenças que permitem a identificação dessas espécies, assim como semelhanças com

ovos de outras espécies descritas anteriormente. Características como comprimento do ovo,

presença ou ausência de aerópilas e ausência de ornamentação no córion são caracteres

taxonômicos que auxiliam o esclarecimento sobre as relações filogenéticas dentro do gênero

Anastrepha.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Marcos Vinicius Garcia e Tatiana Senra (Embrapa Amazônia

Ocidental) pelo auxílio durante as coletas. Os autores também agradecem a Carolina Almeida e

Adriana Horbe (Universidade Federal do Amazonas) pelo auxílio nas fotografias com MEV. Esse

estudo foi financiado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico

(CNPq - projeto n° 575664/2008-8), pela Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível

Superior (CAPES - projeto n° 23038.037185/2008-41), pela Fundação de Amparo a Pesquisa do

Estado do Amazonas (FAPEAM - projeto nº014-017/2004) e pela Rede Amazônica de Pesquisas

sobre Moscas-das-Frutas (Chamada 05/2006 Agrofuturo). Os autores também agradecem ao

CNPq pela bolsa de doutorado concedida a VSD.

74

Fig. 1. Ovos de espécies de Anastrepha (pólo anterior à esquerda). (A) A. curitis. (B) A.

leptozona.

Fig. 2. Vista com MEV do ovo de A. curitis. Pólo anterior mostrando a micrópila (seta).

75

Tabela 1. Diagnose dos ovos de Anastrepha curitis e Anastrepha leptozona analisadas neste estudo.

Anastrepha Ornamentação do

córion

Micrópila Aerópila


curitis Nenhuma Ápice do pólo anterior Liso Estreita camada de

superfície porosa

Nenhum Nenhum

leptozona Nenhuma Ápice do pólo anterior Liso Lado ventral do pólo

anterior

Mais de 50 Variável

76

Fig. 3. Vista com MEV do ovo de A. leptozona. (A) Pólo anterior mostrando a micrópila

(seta). (B) Aerópilas (seta).

77

Capítulo 3


Description of Larvae of Anastrepha spp. (Diptera:

Tephritidae) in the fraterculus Group. Aceito pela Annals

of the Entomological Society of America (Anexo 5).

78

Description of Larvae of Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the

fraterculus Group

VIVIAN S. DUTRA1,5BEATRIZ RONCHI-TELES

2, GARY J. STECK

3, E JANISETE G.

SILVA4

RESUMO A morfologia de larvas de segundo e terceiro instar de três espécies de Anastrepha

do grupo fraterculus, Anastrepha bahiensis Lima, Anastrepha coronilli Carrejo & González e

Anastrepha turpiniae Stone foram descritas e documentadas pela primeira vez. Também são

discutidos caracteres diagnósticos que podem ser utilizados para diferenciar as três espécies,

bem como a sobreposição dessas espécies com outras espécies do grupo fraterculus.

PALAVRAS-CHAVE moscas-das-frutas, morfologia, esqueleto céfalo-faríngeo

Anastrepha Schiner (Diptera: Tephiritidae) é o gênero de tefritídeos de maior importância

econômica da região Neotropical com cerca de 240 espécies descritas até o momento

(Norrbom et al. 1999, Zucchi 2008, Norrbom e Korytkowski 2009, 2011). Este gênero é

amplamente distribuído desde o sul dos Estados Unidos até o norte da Argentina e restrito aos

ambientes tropicais e subtropicais (Aluja 1994).

O Brasil apresenta um elevado número de espécies de Anastrepha e sua ocorrência já

foi relatada nos 26 estados brasileiros. Atualmente 112 espécies são registradas para o país e

deste total 33 ocorrem exclusivamente aqui (Norrbom et al. 1999; Jesus et al. 2008; Uramoto

et al. 2008; Zucchi 2007, 2008).

O grupo fraterculus compreende 29 espécies descritas e amplamente distribuídas, das

quais 17 espécies ocorrem no Brasil (Norrbom et al. 1999; Zucchi 2000, 2007). Algumas

espécies desse grupo são polífagas de grande importância econômica (Aluja 1994, Norrbom et

al. 1999, Zucchi 2007).

As larvas de Anastrepha alimentam- se do tecido vivo das plantas causando danos ao

fruto (White e Elson-Harris 1992). Larvas de moscas-das-frutas são geralmente encontradas

em frutos interceptados nos portos e aeroportos. Estudos sobre descrição morfológica de

1Programa de Pós-Graduação em Entomologia, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal

478, 69011-970, Manaus, AM, Brasil. 2Coordenação de Biodiversidade, Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Caixa Postal 478, 69011-970

Manaus, AM, Brasil. 3Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry, Gainesville, FL

32614-7100. 4Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Santa Cruz, Rodovia Ilhéus/Itabuna km 16,


79

larvas de terceiro instar foram realizados apenas para 13 espécies de Anastrepha e como

algumas dessas descrições são incompletas a identificação das larvas interceptadas torna-se

difícil (Steck e Wharton 1988, Carroll e Wharton 1989, Steck et al. 1990, Norrbom et al.

1999).

Neste estudo, foram descritas larvas de segundo e terceiro instar de três espécies do

grupo fraterculus, Anastrepha bahiensis Lima, Anastrepha coronilli Carrejo & González e

Anastrepha turpiniae Stone. Anastrepha bahiensis tem sido registrada do México ao Brasil

(Norrbom et al. 1999). No Brasil, essa espécie foi relatada nos estados do Amapá, Amazonas,

Bahia, Goiás, Espírito Santo, Minas Gerais, São Paulo e Santa Catarina (Zucchi 2008).

Anastrepha coronilli tem sido registrada no México, Venezuela e Brasil. No Brasil, A.

coronilli foi relatada apenas para a Amazônia brasileira (Hernandez-Ortiz 2007, Morales e

González 2007, Zucchi 2007). Anastrepha turpiniae tem sido registrada no Panamá e Brasil,

onde é encontrada em todas as regiões, com exceção da região sul (Norrbom 2004, Zucchi

2007).

Material e Métodos

Larvas de A. bahiensis, A. coronilli e A. turpiniae foram dissecadas de frutos coletados

em Manaus (03°06’07’’S; 60°01’30’’W) e Presidente Figueiredo (02°02’04’’S;

60°01’30’’W) no estado do Amazonas. Para confirmação da espécie, cerca de três larvas

foram dissecadas por fruto e as demais larvas foram deixadas nos frutos até a emergência dos

adultos. As larvas foram mortas e armazenadas em etanol 100%. De cada amostra de fruto

coletado, emergiu apenas uma espécie de Anastrepha.

Características externas como comprimento, largura, coloração e número de

segmentos foram medidas com micrométrica ocular em um estereomicroscópio Wild M3C no

Laboratório de Entomologia Agrícola do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia

(INPA), Manaus, Amazonas, Brasil. As larvas foram clarificadas com hidróxido de potássio

10% em temperatura ambiente e posteriormente colocadas em lâminas escavadas em um meio

contendo álcool gel e glicerina (1:1) para visualização das características. As fileiras de

espinhos dorsais e ventrais foram contadas de acordo com as linhas médias dorsal e ventral,

respectivamente. O esqueleto céfalo-faríngeo (ECF) foi removido, colocado em glicerina e

ampliado 80X para as medições das larvas de terceiro instar e ampliado 100X para

visualização das larvas de segundo instar. Para ambos os instares, as medidas dos espiráculos

anteriores e posteriores foram feitas com objetivas de ampliação 200X e 400X. Essas

estruturas foram fotografadas usando câmera digital (Olympus DP72) acoplada ao

80

microscópio ótico (Olympus BX51) e as ilustrações do segmento caudal foram desenhadas

com câmara clara (Leica DM750) no Laboratório de Citotaxonomia e Insetos Aquáticos

(INPA). O ECF das larvas de terceiro instar foram colocados em placas de Petri com etanol

80%, fotografados, medidos e observadas às características utilizando a câmera digital (Leica

DFC420) acoplada ao estereomicroscópio (Leica M165C) do Laboratório de Prospecção de

Bioativos de Insetos (INPA).

A terminologia utilizada foi baseada em Teskey (1981), Steck e Malavasi (1988),

Steck e Wharton (1988) e Frías et al. (2009). Foram utilizados os mesmos pontos de

medições, as mesmas abreviações para os segmentos torácicos, segmentos abdominais,

espiráculo posterior e segmento caudal que os utilizados por Steck e Malavasi (1988) e Steck

e Wharton (1988). O comprimento total do esqueleto céfalo-faríngeo foi medido desde o

ápice da mandíbula até a extremidade final do corno ventral. O comprimento do corno ventral

foi medido desde a barra faringeal até extremidade final das estrias.

Na preparação para microscopia eletrônica de varredura (MEV), as larvas foram

transferidas para cápsulas de silicone, desidratadas em série alcoólica e no secador de ponto

crítico de CO2 por três horas e metalizadas com uma camada de ouro. As larvas foram

examinadas ao microscópio eletrônico de varredura LEO 1450VP no Laboratório

Institucional de Microscopia Eletrônica de Varredura do Museu Paraense Emílio Goeldi,

Belém, Pará, Brasil. Para a visualização com MEV foram utilizadas pelo menos dez larvas de

cada espécie.

Espécimes testemunho das larvas associadas com as fêmeas foram depositadas na

Coleção de Invertebrados do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA).

Resultados

As larvas de A. bahiensis, A. coronilli e A. turpiniae são similares em seu aspecto

geral. Caracteres diagnósticos para diferenciar essas três espécies incluem presença ou

ausência de espinhos dorsais no terceiro segmento torácico (T3), formato do lóbulo anal,

número de troncos/extremidades das cerdas no espiráculo posterior e algumas características

do esqueleto céfalo-faríngeo.

Anastrepha bahiensis Lima (Fig. 1)

Material Examinado. Foram examinadas 32 larvas (22 larvas de terceiro instar e sete

de segundo instar) dissecadas de frutos de Helicostylis scabra (Macbr.) C.C. Berg, Moraceae

(localmente conhecida como “inharé”) e de frutos de Pouroma cecropiaefolia Moraceae

81

(localmente conhecida como “mapati”), ambas as árvores nativas da Floresta Amazônica de

terra firme.

Características das larvas de terceiro instar. As larvas possuem comprimento

variando de 5,99-10,65 mm e largura de 1,03-1,86 mm. As larvas são alongadas, cilíndricas,

afiladas nos segmentos torácicos, com segmento caudal truncado e possuem coloração

variando entre creme esbranquiçado e creme amarelado.

Todos os segmentos apresentam fileiras irregulares de espinhos distribuídas dorsal e

ventralmente. Essas fileiras de espinhos possuem comprimento variável. Os espinhos são

cônicos, simétricos, levemente curvados e possuem largura basal variando de 2,35-3,98 µm.

O padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 2-5 fileiras; T2 com 3-5 fileiras; T3,

A1 até A8 não apresentam fileiras de espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais

é T1 com 4-7 fileiras; T2 com 5-8 fileiras; T3 com 3-4 fileiras; A1 com 5-7 fileiras; A2 com

10-12 fileiras, A3 com 10-15 fileiras; A4 e A5 com 12-15 fileiras; A6 e A7 com 11-14 fileiras

e A8 com 10-14 fileiras. Todos os segmentos abdominais (A1 ao A8) apresentam

protuberâncias ventrais para locomoção. Ao redor do lóbulo anal, foram visualizadas fileiras

irregulares de espinhos ventral e dorsalmente, variando entre 3-4 fileiras.

O órgão sensorial da antena é cilíndrico e levemente esclerotinizado, apresenta um

anel basal com diâmetro variando de 11,47-19,01 µm, botão apical com diâmetro variando de

9,23-10,54 µm e altura de 5,63-8,72 µm. O órgão sensorial maxilar é cilíndrico, levemente

afilado, possui diâmetro variando 13,02-18,34 µm e altura de 6,71-7,33 µm. O órgão sensorial

bucal (“stomal sensory organ”) é cilíndrico e com altura variando de 4,15-7,05 µm. As

saliências orais variam de 6-8 (Fig. 1A).

A Figura 1D apresenta o formato e o padrão de esclerotinização do esqueleto céfalo-

faríngeo (ECF). O ECF possui comprimento total variando de 0,84-1,28 mm. A mandíbula

apresenta três medidas: o comprimento a varia de 0,15-0,24 mm, o comprimento b varia de

0,14-0,17 mm e a altura c varia de 0,12-0,18 mm. A razão entre as medidas a / c varia de 1,2-

1,3. Os dentes são curtos e pontiagudos, mas alguns deles podem ser arredondados. O

comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 0,17-0,20 mm e a largura de 0,16-0,20 mm.

Em vista dorsal foi visualizado que o esclerito epifaringeal apresenta um lóbulo medial

direcionado anteriormente. Também em vista dorsal foi visualizado o esclerito labial em

formato de ferradura, curto, robusto e bastante esclerotinizado. A barra parastomal (= esclerito

hipostomal) é levemente arqueada e estende-se quase completamente sobre o esclerito

hipofaringeal. O esclerito ventral localiza-se abaixo do esclerito faringeal. O corno dorsal é

formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de ambas as áreas

82

variam de 0,32-0,48 mm e 0,51-0,72 mm, respectivamente. A ponte dorsal (“dorsal bridge”)

apresenta uma projeção anterior do corno dorsal levemente esclerotinizada. O arco dorsal

possui altura variando de 0,31-0,38 mm. O esclerito anterior é esclerotinizado e possui

formato irregular. A razão entre o entalhe do corno (“cornu notch”) e corno dorsal varia de

0,6-0,7. O corno ventral é fracamente esclerotinizado. O filtro faringeal (“pharyngeal filter”) é

fracamente esclerotinizado e possui anteriormente uma barra faringeal com 8-9 cristas que

formam estrias estendendo-se por todo o comprimento do corno ventral. O corno ventral

possui comprimento variando de 0,59-0,81 mm. O corno ventral é 1,5 vezes o tamanho da

área esclerotinizada do corno dorsal.

O espiráculo anterior é bilobado, simétrico e possui uma única fileira de túbulos,

variando entre 11 e 14 túbulos (eventualmente 15) (Figs. 1B e E). O túbulo apresenta

comprimento entre 21,06-27,55 µm, largura distal entre 16,45-19,87 µm e largura basal entre

11,66-16,93 µm. O espiráculo anterior apresenta na linha média altura variando de 108,20-

154,82 µm; largura distal de 200,63-225,86 µm e largura basal próximo a abertura da traquéia

variando de 90,49-129,58 µm.

A Figura 1F ilustra o segmento caudal com tubérculos e sensilas dorsais (D1 e D2),

intermediários (I1 e I2), lateral (L1) e ventrais (V1 e V2) bem desenvolvidas. O tubérculo D1

é distintamente anterior ao D2. Tubérculos intermediários I1 e I2 são fortemente

desenvolvidos e associados com uma sensila fracamente desenvolvida. I2 é disposto

lateralmente e algumas vezes levemente ventral em relação a I1. L1 e V são pouco

desenvolvidos. D1 e I1 são associados com sensila fracamente desenvolvida. Alguns

exemplares podem ter três tubérculos ventrais (V1, V2 e V3). Os espiráculos posteriores estão

localizados acima da linha média horizontal. O lóbulo anal é bífido e protraído.

O espiráculo posterior apresenta três fendas cada qual com membrana espessa e

numerosas trabéculas transversais (Figs. 1C e G), possuindo comprimento variando de 72,24-

98,63 µm e largura de 16,08-19,74 µm. A razão entre o comprimento e a largura das fendas

varia de 4,5-5,0. O espiráculo posterior possui cicatriz da ecdise aparente. A câmara onde

localizam-se as fendas é oval e apresenta diâmetro próximo a traquéia variando de 138,41-

168,09 µm. O processo espiracular apresenta quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 14-20

troncos e 20-40 extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos varia de 1,4-2,0; esse

grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 20,06-35,66 µm; a razão da largura basal

/ comprimento dessa fenda espiracular é de 0,2. O grupo SP-II possui 4-9 troncos e 11-22

extremidades. O grupo SP-III possui 5-12 troncos e 14-27 extremidades. O grupo SP-IV

possui 12-21 troncos e 23-41 extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos é de

83

1,9; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 19,56-38,19 µm; a razão da

largura basal / comprimento dessa fenda espiracular é de 0,2. A média do comprimento das

cerdas é 0,4 vezes o comprimento das fendas espiraculares.

Características das larvas de segundo instar. As larvas possuem comprimento

variando de 2,13-3,78 mm e largura de 0,37-0,52 mm. As larvas de segundo instar apresentam

o mesmo formato e coloração que as larvas de terceiro instar.

Os espinhos e as fileiras de espinhos apresentam as mesmas características que as

observadas nas larvas de terceiro instar. A largura basal dos espinhos varia de 2,16-3,11 µm.

O padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 e T2 com 3-4 fileiras, essas fileiras

apresentam pequenos hiatos na linha média dorsal; T3, A1 até A8 não apresentam fileiras de

espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 3-5 fileiras; T2 com 4

fileiras (eventualmente 2 ou 3); T3 com 2-3 fileiras; A1 com 5 fileiras; A2 com 8-9 fileiras,

A3 com 10 fileiras; A4 e A5 com 8-9 fileiras; A6 com 8-9 fileiras (eventualmente 11); A7

com 9-11 fileiras e A8 com 8-9 fileiras (eventualmente 10). Todos os segmentos abdominais

(A1 ao A8) apresentam protuberâncias ventrais para locomoção. Ao redor do lóbulo anal

foram visualizadas três fileiras (eventualmente 4) irregulares de espinhos ventral e

dorsalmente.






saliências orais variam de 6-8.

O esqueleto céfalo-faríngeo possui comprimento total variando de 524,22-616,91 µm

(Fig. 1H). A mandíbula apresenta três medidas: o comprimento a varia de 102,17-122,38 µm,

o comprimento b varia de 67,44-78,43 µm e a altura c varia de 68,05-88,59 µm. A razão entre

as medidas a / c varia de 1,4-1,5. A parte apical da mandíbula é bem esclerotinizada e a parte

basal é fortemente esclerotinizada. Alguns exemplares dessa espécie possuem dois orifícios

na base da mandíbula. Os dentes são pontiagudos e possuem um dente secundário bem

desenvolvido. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 90,93-114,61 µm e a largura

de 48,07-77,14 µm, apresentando a parte apical fortemente esclerotinizada e a parte basal bem

esclerotinizada. O esclerito epifaringeal, esclerito labial e a barra parastomal (= esclerito

hipostomal) apresentam as mesmas características que as larvas de terceiro instar. O corno

dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de ambas as

84

áreas variam de 114,58-202,43 µm e 221,54-340,55 µm, respectivamente. O arco dorsal

possui altura variando de 146,83-174,70 µm. O esclerito anterior é ausente. A razão entre o

entalhe do corno (“cornu notch”) e corno dorsal é de 0,5. O corno ventral é fracamente

esclerotinizado. O filtro faringeal (“pharyngeal filter”) é fracamente esclerotinizado e possui

anteriormente uma barra faringeal com 6-7 cristas que formam estrias estendendo-se por todo

o comprimento do corno ventral. O corno ventral possui comprimento variando de 270,85-

367,44 µm. O corno ventral é 1,2 vezes o tamanho da área esclerotinizada do corno dorsal.


variando entre 11 e 14 túbulos (eventualmente 9-10) (Fig. 1I). O túbulo apresenta


5.88-8.97 µm. O espiráculo anterior apresenta na linha média altura variando de 73,74-96,77

µm; largura distal de 82,13-94,87 µm e largura basal próximo a abertura da traquéia variando

de 24,35-44,28 µm.

O segmento caudal com tubérculos e sensilas apresentam o mesmo padrão que as

larvas de terceiro instar. O espiráculo posterior e o lóbulo anal estão localizados da mesma

forma que nas larvas de terceiro instar. O lóbulo anal é bífido.

O espiráculo posterior apresenta três fendas cada qual com membrana estreita e poucas

trabéculas transversais, seguindo o mesmo padrão que as larvas de terceiro instar (Fig. 1J). As

fendas possuem comprimento variando de 22,38-29,91 µm e largura de 11,27-15,12 µm. A

razão entre o comprimento e a largura das fendas é de 1,9. O espiráculo posterior possui

cicatriz da ecdise aparente. A câmara onde localizam-se as fendas é arredondada e apresenta

diâmetro próximo a traquéia variando de 56,27-63,54 µm. O processo espiracular apresenta

quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 7-12 troncos e 14-18 extremidades; a razão entre

essas extremidades / troncos varia de 1,5-2,0; esse grupo de cerdas apresenta largura basal

variando de 6,93-15,46 µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular

varia de 0,4-0,5. O grupo SP-II possui 4-6 troncos e 6-8 extremidades. O grupo SP-III possui

7-9 troncos e 10-13 extremidades. O grupo SP-IV possui 7-11 troncos e 14-16 extremidades;

a razão entre essas extremidades / troncos varia de 1,4-2,0; esse grupo de cerdas apresenta

largura basal variando de 7,75-12,33 µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda

espiracular é de 0,4. A média do comprimento das cerdas é 0,5 vezes o comprimento das

fendas espiraculares.

85

Anastrepha coronilli Carrejo & González (Fig. 2)

Material Examinado. Foram examinadas 36 larvas (25 larvas de terceiro instar e 11

de segundo instar) dissecadas de frutos de Bellucia grossularioides L. Melastomataceae

(localmente conhecida como “goiaba-de-anta”), árvore nativa da Floresta Amazônica de terra

firme.



afiladas nos segmentos torácicos, com segmento caudal truncado e possuem coloração creme

amarelado.




O padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 2-3 fileiras (eventualmente 4); T2

com 3-4 fileiras (eventualmente 1-2); T3, A1 ao A8 não apresentam fileiras de espinhos. O

padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 3-5 fileiras; T2 com 3-4 fileiras; T3

com 1-2 fileiras; A1 com 3-7 fileiras; A2 com 9-11 fileiras; A3 com 10-14 fileiras; A4 e A5

com 13-15 fileiras; A6 com 10-14 fileiras; A7 com 12-14 fileiras; A8 com 10-14 fileiras.

Todos os segmentos abdominais (A1 ao A8) apresentam protuberâncias ventrais para

locomoção. Ao redor do lóbulo anal, foram visualizadas quatro fileiras irregulares de espinhos

ventral e dorsalmente.




afilado, possui diâmetro variando 20,18-43,47 µm e altura de 10,23-14,60 µm. O órgão

sensorial bucal (“stomal sensory organ”) é cilíndrico e com altura variando de 4,90-8,67 µm.

As saliências orais variam de 9-10 (eventualmente 7-8) (Fig. 1A).





1,4. Os dentes são longos e pontiagudos. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de

0,17-0,21 mm e a largura de 0,16-0,19 mm. Em vista dorsal foi visualizado que o esclerito

epifaringeal apresenta um lóbulo medial direcionado anteriormente. Também em vista dorsal

foi visualizado o esclerito labial em formato de ferradura, curto, robusto e bastante

86

esclerotinizado. A barra parastomal (= esclerito hipostomal) é arqueada e estende-se quase

completamente sobre o esclerito hipofaringeal. O esclerito ventral localiza-se abaixo do

esclerito faringeal. O corno dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina,

o comprimento de ambas as áreas variam de 0,42-0,52 mm e 0,57-0,85 mm, respectivamente.

A ponte dorsal (“dorsal bridge”) apresenta uma projeção anterior do corno dorsal levemente

esclerotinizada. O arco dorsal possui altura variando de 0,35-0,46 mm. O esclerito anterior é

esclerotinizado e possui formato irregular. A razão entre o entalhe do corno (“cornu notch”) e

corno dorsal é de 0,6. O corno ventral é fracamente esclerotinizado. O filtro faringeal

(“pharyngeal filter”) é fracamente esclerotinizado e possui anteriormente uma barra faringeal

com 8-9 cristas que formam estrias estendendo-se por todo o comprimento do corno ventral.

O corno ventral possui comprimento variando de 0,64-0,90 mm. O corno ventral é 1,2 vezes o

tamanho da área esclerotinizada do corno dorsal.


variando entre 11-15 túbulos (eventualmente 10) (Figs. 1B e E). O túbulo apresenta


12,96-21,39 µm. O espiráculo anterior apresenta na linha média altura variando de 120,81-

178,11 µm; largura distal de 193,26-271,82 µm e largura basal próximo a abertura da traquéia

variando de 85,78-133,42 µm.








localizados acima da linha média horizontal. O lóbulo anal é inteiro e protraído.







troncos (eventualmente 12 ou 30) e 45-76 extremidades (eventualmente 40); a razão entre

essas extremidades / troncos varia de 2,8-3,0; esse grupo de cerdas apresenta largura basal

87

variando de 31,60-64,03 µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular

varia de 0,3-0,5. O grupo SP-II possui 5-12 troncos e 18-45 extremidades (eventualmente 16).

O grupo SP-III possui10-15 troncos (eventualmente 5-8) e 23-48 extremidades

(eventualmente 16). O grupo SP-IV possui 17-25 troncos (eventualmente 13-14) e 40-63

extremidades (eventualmente 32); a razão entre essas extremidades / troncos varia de 2,3-2,5;

esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 32,44-64,90 µm; a razão da largura

basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,3-0,5. A média do comprimento das

cerdas é 0,4 vezes o comprimento das fendas espiraculares.



o mesmo formato e coloração que as larvas de terceiro instar.



O padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 3-4 fileiras; T2 com 2-3 fileiras, essas

fileiras apresentam pequenos hiatos na linha média dorsal; T3, A1 até A8 não apresentam

fileiras de espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 10-11 fileiras

(eventualmente 6-7); T2 com 4-7 fileiras (eventualmente 10); T3 com 3-7 fileiras; A1 com 6-

11 fileiras (eventualmente 4-5); A2 com 10-14 fileiras; A3 com 11-14 fileiras (eventualmente

8); A4 com 10-13 fileiras; A5 com 11-14 fileiras; A6 com 12-13 fileiras (eventualmente 8);

A7 com 11-13 fileiras; A8 com 11-14 fileiras. Todos os segmentos abdominais (A1 ao A8)

apresentam protuberâncias ventrais para locomoção. Ao redor do lóbulo anal foram

visualizadas fileiras irregulares de espinhos ventral e dorsalmente, variando entre 4-5 fileiras.






As saliências orais variam de 6-7.



o comprimento b varia de 111,99-125,21 µm e a altura c varia de 132,64-163,45 µm. A razão

entre as medidas a / c varia de 1,2-1,3. A parte apical da mandíbula é bem esclerotinizada e a

parte basal é fortemente esclerotinizada. Alguns exemplares dessa espécie possuem dois

orifícios na base da mandíbula. Os dentes são pontiagudos e possuem um dente secundário

88

bem desenvolvido. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 112,16-154,92 µm e a

largura de 72,21-89,78 µm, apresentando a parte apical fortemente esclerotinizada e a parte

basal bem esclerotinizada. O esclerito epifaringeal, esclerito labial e a barra parastomal (=

esclerito hipostomal) apresentam as mesmas características que as larvas de terceiro instar. O

corno dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de

ambas as áreas variam de 179,62-264,21 µm e 343,54-492,15 µm, respectivamente. O arco

dorsal possui altura variando de 197,97-280,86 µm. O esclerito anterior é ausente. A razão

entre o entalhe do corno (“cornu notch”) e corno dorsal é de 0,5. O corno ventral é fracamente


anteriormente uma barra faringeal com 7-8 cristas que formam estrias estendendo-se por todo


488,33 µm. O corno ventral é 1,8-2,2 vezes o tamanho da área esclerotinizada do corno

dorsal.


variando entre 11-15 túbulos (Fig. 1I). O túbulo apresenta comprimento entre 10,60-17,08

µm, largura distal entre 7,44-14,03 µm e largura basal entre 6,21-11,47 µm. O espiráculo

anterior apresenta na linha média altura variando de 64,01-114,71 µm; largura distal de

105,33-128,00 µm e largura basal próximo a abertura da traquéia variando de 21,48-46,85

µm.



forma que nas larvas de terceiro instar. O lóbulo anal é inteiro.




razão entre o comprimento e a largura das fendas varia de 2,7-2,9. O espiráculo posterior

possui cicatriz da ecdise aparente. A câmara onde localizam-se as fendas é oval e apresenta

diâmetro próximo a traquéia variando de 64,87-80,19 µm. O processo espiracular apresenta

quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 12-17 troncos e 31-40 extremidades

(eventualmente 23-26); a razão entre essas extremidades / troncos varia de 2,3-3,5; esse grupo

de cerdas apresenta largura basal variando de 15,93-30,27 µm; a razão da largura basal /

comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,4-0,6. O grupo SP-II possui 5-9 troncos e 12-

23 extremidades. O grupo SP-III possui 7-11 troncos (eventualmente 5) e 15-20 extremidades

(eventualmente 24). O grupo SP-IV possui 12-15 troncos (eventualmente 9-10) e 23-34

89

extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos varia de 1,9-2,2; esse grupo de

cerdas apresenta largura basal variando de 14,08-25,62 µm; a razão da largura basal /

comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,4-0,5. A média do comprimento das cerdas é

0,7 vezes o comprimento das fendas espiraculares.

Anastrepha turpiniae Stone (Fig. 3)

Material Examinado. Foram examinadas 34 larvas (22 larvas de terceiro instar e 12

de segundo instar) dissecadas de frutos de Terminalia cattapa L. Combretaceae (localmente

conhecida como “castanhola”), árvore exótica introduzida no Brasil.



afiladas nos segmentos torácicos, com segmento caudal truncado e possuem coloração creme

amarelado.




O padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 4-5 fileiras (eventualmente 2-3); T2

com 4-5 fileiras (eventualmente 3); T3 com 0-2 fileiras; A1 ao A8 não apresentam fileiras de

espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 4-6 fileiras (eventualmente

3 ou 8); T2 com 4-6 fileiras (eventualmente 3); T3 com 2-4 fileiras (eventualmente 5); A1

com 6-8 fileiras; A2 com 10-13 fileiras; A3 com 12-14 fileiras; A4 com 11-14 fileiras; A5

com 12-14 fileiras (eventualmente 10); A6 e A7 com 11-14 fileiras; A8 com 10-13 fileiras.

Todos os segmentos abdominais (A1 ao A8) apresentam protuberâncias ventrais para

locomoção. Ao redor do lóbulo anal, foram visualizadas fileiras irregulares de espinhos

ventral e dorsalmente variando entre 3-4 fileiras.






As saliências orais variam de 7-8 (Fig. 1A).




90


1,5. Os dentes são longos e pontiagudos. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de

0,17-0,21 mm e a largura de 0,12-0,16 mm. Em vista dorsal foi visualizado que o esclerito

epifaringeal apresenta um lóbulo medial direcionado anteriormente. Também em vista dorsal

foi visualizado o esclerito labial em formato de ferradura, curto, robusto e esclerotinizado. A

barra parastomal (= esclerito hipostomal) é arqueada e estende-se quase completamente sobre

o esclerito hipofaringeal. O esclerito ventral localiza-se abaixo do esclerito faringeal. O corno

dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de ambas as

áreas variam de 0,29-0,48 mm e 0,40-0,74 mm, respectivamente. A ponte dorsal (“dorsal

bridge”) apresenta uma projeção anterior do corno dorsal levemente esclerotinizada. O arco

dorsal possui altura variando de 0,28-0,36 mm. O esclerito anterior é esclerotinizado e possui

formato irregular. A razão entre o entalhe do corno (“cornu notch”) e corno dorsal varia de

0,6-0,7. O corno ventral é fracamente esclerotinizado. O filtro faringeal (“pharyngeal filter”) é

fracamente esclerotinizado e possui anteriormente uma barra faringeal com 7-9 cristas que

formam estrias estendendo-se por todo o comprimento do corno ventral. O corno ventral

possui comprimento variando de 0,58-0,99 mm. O corno ventral é 2,0 vezes o tamanho da

área esclerotinizada do corno dorsal.


variando entre 11-16 túbulos (Figs. 1B e E). O túbulo apresenta comprimento entre 19,25-

33,09 µm, largura distal entre 12,75-25,79 µm e largura basal entre 10,36-22,31µm. O

espiráculo anterior apresenta na linha média altura variando de 112,67-160,60 µm; largura

distal de 196,02-262,80 µm e largura basal próximo a abertura da traquéia variando de 97,25-

139,78 µm.








localizados acima da linha média horizontal. O lóbulo anal é bífido e protraído.




91




troncos e 13-42 extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos é de 1,3; esse grupo

de cerdas apresenta largura basal variando de 20,76-39,86 µm; a razão da largura basal /

comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,2-0,4. O grupo SP-II possui 3-12 troncos e

12-24 extremidades. O grupo SP-III possui 4-10 troncos e 9-28 extremidades. O grupo SP-IV

possui 10-21 troncos (eventualmente 7-8) e 18-46 extremidades; a razão entre essas

extremidades / troncos varia de 1,8-2,1; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando

de 20,56-37,30 µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de

0,2-0,3. A média do comprimento das cerdas é 0,4 vezes o comprimento das fendas

espiraculares.



o mesmo formato que as larvas de terceiro instar. As larvas possuem coloração variando de

creme esbranquiçado a creme amarelado.



O padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 4-5 fileiras; T2 com 3-5 fileiras; T3

com 2-3 fileiras, A1 com 0-3 fileiras; A2 com 2-5 fileiras (eventualmente 0); A3 com 4-6

fileiras; A4 com 4-5 fileiras; A5 com 5 fileiras (eventualmente 0); A6 com 0-3 fileiras; A7 e

A8 não apresentam fileiras de espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 e

T2 com 4-5 fileiras; T3 com 1-3 fileiras (eventualmente 0 ou 5); A1 com 5-10 fileiras; A2

com 10-11 fileiras (eventualmente 12); A3 com 10-12 fileiras; A4 com 11-13 fileiras; A5 com

10-12 fileiras (eventualmente 9); A6 com 11-12 fileiras (eventualmente 10 ou 13); A7 com

11-12 fileiras (eventualmente 13); A8 com 9-11 fileiras (eventualmente 12). Todos os

segmentos abdominais (A1 ao A8) apresentam protuberâncias ventrais para locomoção. Ao

redor do lóbulo anal foram visualizadas três fileiras irregulares de espinhos ventral e

dorsalmente.





92


saliências orais variam de 6-8.



o comprimento b varia de 77,05-94,07 µm e a altura c varia de 97,19-122,70 µm. A razão

entre as medidas a / c varia de 1,2-1,3. A parte apical da mandíbula é bem esclerotinizada e a

parte basal é fortemente esclerotinizada. Alguns exemplares dessa espécie possuem dois

orifícios na base da mandíbula. Os dentes são pontiagudos e possuem um dente secundário

bem desenvolvido. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 105,57-163,11 µm e a

largura de 72,10-83,86 µm, apresentando a parte apical fortemente esclerotinizada e a parte

basal bem esclerotinizada. O esclerito epifaringeal, esclerito labial e a barra parastomal (=

esclerito hipostomal) apresentam as mesmas características que as larvas de terceiro instar. O

corno dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de

ambas as áreas variam de 162,22-236,21 µm e 224,10-396,84 µm, respectivamente. O arco

dorsal possui altura variando de 129,70-199,34 µm. O esclerito anterior é ausente. A razão

entre o entalhe do corno (“cornu notch”) e corno dorsal é de 0,5. O corno ventral é fracamente


anteriormente uma barra faringeal com sete cristas que formam estrias estendendo-se por todo


497,61 µm. O corno ventral é 2,0-2,1 vezes o tamanho da área esclerotinizada do corno

dorsal.


variando entre 13-15 túbulos (Fig. 1I). O túbulo apresenta comprimento entre 11,50-16,52

µm, largura distal entre 8,01-11,46 µm e largura basal entre 5,00-7,87 µm. O espiráculo

anterior apresenta na linha média altura variando de 76,72-91,68 µm; largura distal de 98,49-

127,65 µm e largura basal próximo a abertura da traquéia variando de 33,27-91,68 µm.



forma que nas larvas de terceiro instar. O lóbulo anal é bífido.




razão entre o comprimento e a largura das fendas varia de 1,8-2,3. O espiráculo posterior

possui cicatriz da ecdise aparente. A câmara onde localizam-se as fendas é arredondada e

93

apresenta diâmetro próximo a traquéia variando de 60,19-77,83 µm. O processo espiracular

apresenta quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 11-13 troncos (eventualmente 10) e 22-

29 extremidades (eventualmente 19-20); a razão entre essas extremidades / troncos varia de

2,0-2,2; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 11,42-15,49 µm; a razão da

largura basal / comprimento dessa fenda espiracular é de 0,4. O grupo SP-II possui 4-6

troncos e 8-13 extremidades (eventualmente 15). O grupo SP-III possui 6-9 troncos e 14-18

extremidades. O grupo SP-IV possui 10-12 troncos (eventualmente 8) e 19-27 extremidades

(eventualmente 37); a razão entre essas extremidades / troncos varia de 1,9-2,2; esse grupo de


comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,3-0,4. A média do comprimento das cerdas é

0,5-0,7 vezes o comprimento das fendas espiraculares.

Discussão

Para as três espécies estudadas, foi observada diferença considerável no tamanho das

larvas de segundo e terceiro instares. Para todas as estruturas analisadas, as larvas de terceiro

instar possuem cerca de duas vezes o tamanho das larvas de segundo instar. Em todas as

larvas de segundo instar, foi observada a presença de um dente secundário na mandíbula, mas

essa característica não foi observada nas larvas de terceiro instar. Contudo, foi observado que

algumas estruturas como o número de saliências orais e o formato do lóbulo anal mantiveram

o mesmo padrão para ambos os instares.

Diferenças entre os instares larvais incluem o número de estrias no filtro faringeal

(“pharyngeal filter”) em A. bahiensis; para A. coronilli, maior número de fileiras de espinhos

no segmento T1 nas larvas de segundo instar, duas vezes o número de cerdas no espiráculo

posterior nas larvas de terceiro instar em relação às larvas de segundo instar. Em A. turpiniae,

larvas de segundo instar possuem fileiras de espinhos dorsais nos segmentos A1 ao A6, sendo

ausente nas larvas de terceiro instar e o número de túbulos no espiráculo anterior também

difere entre as larvas de segundo e terceiro instar para esta espécie.

As larvas de terceiro instar de A. bahiensis podem ser diferenciadas das outras duas

espécies estudadas com base no menor número de saliências orais, menor tamanho da

mandíbula e menor comprimento do ECF. A diferença entre larvas de terceiro instar de A.

coronilli e larvas das demais espécies inclui uma mandíbula maior, ECF maior, maior número

de saliências orais, maior número de cerdas no espiráculo posterior e lóbulo anal inteiro,

enquanto que nas outras duas espécies o lóbulo anal é bífido. As características que

distinguem A. turpiniae das outras espécies neste estudo são presença de espinhos dorsais no

94

segmento T3, número semelhante de fileiras de espinhos nos segmentos ventrais A4, A6 e A7,

menor razão entre troncos/extremidades no grupo de cerdas SP-I no espiráculo posterior e

menor número de estrias no filtro faringeal (“pharyngeal filter”).

Em larvas de terceiro instar de Anastrepha, a presença do esclerito ventral foi

registrado para Anastrepha leptozona Hendel por Frías et al. (2009) pela primeira vez. Estes

autores sugerem que essa estrutura “poderia ser usada para o reconhecimento dessa espécie”.

Contudo, no presente estudo foi observado esclerito ventral para algumas larvas de terceiro

instar das três espécies analisadas e de outras cinco espécies de Anastrepha (Dutra et al. dados

não publicados). Assim, essa estrutura não deve ser usada como caractere diagnóstico. Em

larvas de terceiro instar de algumas espécies já descritas, o esclerito ventral ainda não havia

sido registrado provavelmente devido à dificuldade na visualização, pois essa estrutura é

translucida e frágil.

Para as três espécies analisadas, a maioria dos caracteres descritos apresentou

sobreposição com outras cinco espécies já descritas do grupo fraterculus: Anastrepha

distincta Greene, Anastrepha fraterculus (Wiedemann), Anastrepha ludens (Loew),

Anastrepha obliqua (Macquart) e Anastrepha suspensa (Loew) (Setck et al. 1990, White e

Elson-Harris 1992, Norrbom et al. 1999). Por exemplo, para larvas de terceiro instar das três

espécies descritas, o número de saliências orais varia de 6 a 10, enquanto que em A. distincta,

A. fraterculus, A. obliqua e A. suspensa varia de 7 a 12 (Steck et al. 1990, White e Elson-

Harris 1992) e apenas A. ludens possui mais de 16 saliências orais (Carroll e Wharton 1989).

Um caractere útil para distinguir algumas espécies do grupo fraterculus seria o número de

extremidades das cerdas no grupo SP-I no espiráculo posterior, pois A. coronilli possui entre

45-76 extremidades, sendo este o maior número de extremidades descritas até o momento,

enquanto que A. ludens possui entre 17-28 extremidades e outras espécies possuem entre 10-

17 extremidades.

Várias espécies de Anastrepha do grupo fraterculus infestam Psidium (Myrtaceae)

(Norrbom et al. 1999, Araujo e Zucchi 2003). Atualmente, contudo existem informações

taxonômicas apenas para cinco espécies além das três analisadas neste estudo. Devido à

considerável sobreposição de caracteres das espécies desse grupo, faz-se necessário o

desenvolvimento de outros métodos que efetivamente permitam a distinção dessas espécies,

como análise morfométrica e/ou molecular.

É necessária a análise de um número maior de espécies do grupo fraterculus para que

suas larvas sejam descritas e assim ajudem a entender o nível de variação entre as espécies

que pertencem a este grupo. Isso provavelmente ajudaria a interpretar o nível de variação ou a

95

ausência dela quando as informações sobre as larvas fossem comparadas com outras

previamente relatadas para espécies do complexo fraterculus.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Hilton Tulio Costi e Rolf Junior Ferreira Silva (Museu

Paraense Emílio Goeldi) pelo auxílio na preparação do material para MEV. Esse projeto foi

financiado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq -

projeto n° 575664/2008-8), pela Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível

Superior (CAPES - projeto n° 23038.037185/2008-41) e pela Fundação de Amparo a

Pesquisa do Estado Amazonas (FAPEAM - projeto n 014-017/2004). Os autores também


96

Fig. 1. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (A, B e C) e microscopia ótica para

larvas de terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. bahiensis. Larvas de terceiro

instar (A) Saliências Orais. (B e E) Espiráculo Anterior. (C e G) Espiráculo Posterior. (D)

Esqueleto Céfalo-faríngeo. (F) Ilustração do Segmento Caudal. Larvas de segundo instar (H)

Esqueleto Céfalo-faríngeo. (I) Espiráculo Anterior. (J) Espiráculo Posterior. Abreviações: Ma:

comprimento da mandíbula a; Mb: comprimento da mandíbula b; Mc: altura da mandíbula c;

ASc: esclerito anterior; ES: esclerito epifaringeal; LS: esclerito labial.

97

Fig. 2. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (A, B e C) e microscopia ótica para

larvas de terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. coronilli. Larvas de terceiro

instar (A) Saliências Orais. (B e E) Espiráculo Anterior. (C e G) Espiráculo Posterior. (D)

Esqueleto Céfalo-faríngeo. (F) Ilustração do Segmento Caudal. Larvas de segundo instar (H)

Esqueleto Céfalo-faríngeo. (I) Espiráculo Anterior. (J) Espiráculo Posterior.

97

Fig. 3. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (A, B e C) e microscopia ótica para larvas

de terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. turpiniae. Larvas de terceiro instar (A)

Saliências Orais. (B e E) Espiráculo Anterior. (C e G) Espiráculo Posterior. (D) Esqueleto

Céfalo-faríngeo. (F) Ilustração do Segmento Caudal. Larvas de segundo instar (H) Esqueleto

Céfalo-faríngeo. (I) Espiráculo Anterior. (J) Espiráculo Posterior.

99


Description of Third Instar Larvae of Five Anastrepha

Species (Diptera: Tephritidae). Manuscrito em preparação

para Annals of the Entomological Society of America.

100

Description of Third Instar Larvae of Five Anastrepha Species (Diptera:

Tephritidae)


2, GARY J. STECK

3 E JANISETE

GOMES SILVA4

RESUMO A morfologia de larvas de terceiro instar de cinco espécies de Anastrepha,

Anastrepha pickeli Lima, Anastrepha pulchra Stone, Anastrepha sororcula Zucchi e Anastrepha

zenildae Zucchi e a morfologia de larvas de segundo e terceiro instar de Anastrepha curitis Stone

foram descritas e documentadas pela primeira vez. Também são discutidos caracteres que podem

ser utilizados para diferenciar as cinco espécies.

PALAVRAS-CHAVE moscas-das-frutas, larva, morfologia, espiráculo posterior

As espécies de Anastrepha Schiner (Diptera: Tephiritidae) são encontradas nas regiões tropicais e

subtropicais e estão amplamente distribuídas desde o sul dos Estados Unidos até o norte da

Argentina (Aluja 1994). Este é o gênero de maior importância econômica de moscas-das-frutas

da região Neotropical com cerca de 240 espécies descritas (Norrbom et al. 1999, Zucchi 2008,

Norrbom e Korytkowski 2009). Até o momento, no Brasil foram registradas 112 espécies

(Norrbom et al. 1999; Zucchi 2007, 2008; Uramoto e Zucchi 2010).

A identificação de larvas de Anastrepha é importante para estudos de biologia básica e

evolução deste grupo e também porque a larva é o estágio geralmente encontrados em frutos

interceptados nos portos e aeroportos. Porém, estudos sobre a descrição da morfologia de larvas

de terceiro instar atualmente estão disponíveis apenas para 13 espécies de Anastrepha e algumas

dessas descrições são incompletas (Steck e Wharton 1988, Steck et al. 1990, Norrbom et al.

1999).



Manaus, AM, Brasil. 3Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry, Gainesville, FL 32614-



101

Para complementar o conhecimento sobre os estágios imaturos de Anastrepha, o presente

estudo descreve de maneira detalhada a morfologia das larvas de terceiro instar de cinco espécies,

Anastrepha curitis Stone, Anastrepha pickeli Lima, Anastrepha pulchra Stone, Anastrepha

sororcula Zucchi e Anastrepha zenildae Zucchi e de larvas de segundo instar de A. curitis. No

Brasil, A. curitis foi registrada somente nos estados do Amazonas e do Pará, enquanto A. pickeli é

amplamente distribuída em 16 estados brasileiros, A. pulchra é restrita ao estado do Amazonas,

A. sororcula foi registrada em 20 estados das diversas regiões brasileiras e A. zenildae tem sua

ocorrência relatada em 18 estados de todas as regiões brasileiras, com exceção da região sul

(Zucchi 2007, 2008).

Material e Métodos

Larvas de A. curitis, A. pickeli, A. pulchra, A. sororcula e A. zenildae foram dissecadas de

frutos coletados em Manaus (03°06’07’’S; 60°01’30’’W) no estado do Amazonas, em Porto

Velho (08°45’43’’S; 63°54’14’’W) no estado de Rondônia, em Maracás (13°26’28’’S;

40°25’51’’W) no estado da Bahia, em Limoeiro do Norte (05°08’44’’S; 38°05’53’’W) no estado

do Ceará e em Mossoró (05°11’15’’S; 37°20’39’’W) no estado do Rio Grande do Norte. Para

confirmação da espécie, cerca de três larvas foram dissecadas dos frutos e outras foram deixadas

nos frutos até a emergência dos adultos. As larvas foram mortas e armazenadas em etanol 100%.

Características externas como comprimento, largura, coloração e número de segmentos

foram medidas com micrométrica ocular em um estereomicroscópio Wild M3C no Laboratório

de Entomologia Agrícola do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Manaus,

Amazonas, Brasil. As larvas foram clarificadas com hidróxido de potássio 10% em temperatura

ambiente, posteriormente as larvas foram colocadas em lâminas escavadas em um meio contendo

álcool gel e glicerina (1:1) para visualização das características. As fileiras de espinhos dorsais e

ventrais foram contadas de acordo com as linhas médias dorsal e ventral, respectivamente. O

esqueleto céfalo-faríngeo (ECF) foi removido, colocado em glicerina e ampliado 80X para as

medições das larvas de terceiro instar e ampliado 100X para visualização das larvas de segundo

instar. Para ambos os instares, as medidas dos espiráculos anteriores e posteriores foram

realizadas com objetivas de ampliação 200X e 400X. Essas estruturas foram fotografadas usando-

se câmera digital (Olympus DP72) acoplada ao microscópio ótico (Olympus BX51) e as

ilustrações do segmento caudal foram desenhadas com câmara clara (Leica DM750) no

102

Laboratório de Citotaxonomia e Insetos Aquáticos (INPA). O ECF das larvas de terceiro instar

foram colocados entre lâmina e lamínula com etanol 80% e glicerina, fotografados, medidos e

observadas as características utilizando a câmera digital (Leica DFC420) acoplada ao

estereomicroscópio (Leica M165C) do Laboratório de Prospecção de Bioativos de Insetos

(INPA).

A terminologia utilizada foi baseada em Teskey (1981), Steck e Malavasi (1988), Steck e

Wharton (1988) e Frías et al. (2009). Foram utilizados os mesmos pontos de medições, as

mesmas abreviações para os segmentos torácicos, segmentos abdominais, espiráculo posterior e

segmento caudal que aqueles utilizados por Steck e Malavasi (1988) e Steck e Wharton (1988). O

comprimento total do esqueleto céfalo-faríngeo foi medido desde o ápice da mandíbula até a

extremidade final do corno ventral. O comprimento do corno ventral foi medido desde a barra

faringeal até extremidade final das estrias.

A preparação para microscopia eletrônica de varredura (MEV) foi realizada de duas

formas, na primeira as larvas foram transferidas para cápsulas de silicone, desidratadas em série

alcoólica e no secador de ponto crítico de CO2 por três horas, sendo metalizadas com uma

camada de ouro e examinadas no microscópio eletrônico de varredura LEO 1450VP no

Laboratório Institucional de Microscopia Eletrônica de Varredura do Museu Paraense Emílio

Goeldi, Belém, Pará, Brasil.

Na segunda, as larvas foram montadas em porta amostras de alumínio e examinadas no

modo ambiental no microscópio eletrônico de varredura Quanta 250 (Fei Company) no

Laboratório de Técnicas Mineralógicas da Universidade Federal do Amazonas (UFAM) em

Manaus, Amazonas, Brasil. Para a MEV foram utilizadas pelo menos dez larvas de cada espécie.

Espécimes testemunho das larvas associadas com as fêmeas foram depositados na

Coleção de Invertebrados do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA).

Resultados

As larvas de A. curitis, A. pickeli, A. pulchra, A. sororcula e A. zenildae são similares em

seu aspecto geral. Caracteres diagnósticos para diferenciar essas cinco espécies incluem ausência

de espinhos dorsais em apenas um segmento, número de espinhos ventrais nos segmentos,

formato do lóbulo anal, número de troncos/extremidades das cerdas no espiráculo posterior e

103

algumas características do esqueleto céfalo-faríngeo como comprimento total desta estrutura,

tamanho e formato da mandíbula.

As larvas de segundo e terceiro instar de A. curitis podem ser diferenciadas com base no

número de fileiras de espinhos ventrais nos segmentos (exceto nos segmentos A3 e A8), número

de saliências orais, número de cerdas no espiráculo posterior e número de cristas no filtro

faringeal (“pharyngeal filter”).

Anastrepha curitis Stone (Fig. 1)

Material Examinado. Foram examinadas 35 larvas (26 larvas de terceiro instar e nove de

segundo instar) coletadas em Manaus no estado do Amazonas. As larvas foram dissecadas de

frutos de Passiflora nitida Kunth, Passifloraceae (localmente conhecida como “maracujá-do-

mato”), uma liana típica da região Amazônica.

Características das larvas de terceiro instar. As larvas possuem comprimento variando

de 7,54-11,27 mm e largura de 1,24-1,96 mm. As larvas são alongadas, cilíndricas, afiladas nos

segmentos torácicos, com segmento caudal truncado e possuem coloração creme amarelado.



cônicos, simétricos, levemente curvados e possuem largura basal variando de 3,83-7,24 µm. O

padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 8-10 fileiras (eventualmente 7); T2 com 7-8

fileiras (eventualmente 9); T3 com 6-8 fileiras; A1 com 4-6 fileiras; A2 com 4-5 fileiras

(eventualmente 3 ou 6); A3 com 2-4 fileiras; A4 e A5 com 3-4 fileiras; A6 com 1-3 fileiras; A7

com 0-1 fileiras; A8 não apresentam fileiras de espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos

ventrais é T1 com 9-15 fileiras; T2 com 7-9 fileiras; T3 com 6-8 fileiras (eventualmente 9-10);

A1 com 7-10 fileiras (eventualmente 12); A2 com 12-16 fileiras; A3 com 13-16 fileiras; A4 com

14-18 fileiras; A5 com 14-17 fileiras (eventualmente 13); A6 com 13-17 fileiras; A7 com 14-16

fileiras (eventualmente 12 ou 18); A8 com 12-15 fileiras. O segmento torácico T3 e todos os

abdominais (A1 ao A8) apresentam protuberâncias ventrais para locomoção. Ao redor do lóbulo

anal foram visualizadas fileiras irregulares de espinhos ventral e dorsalmente, variando entre 4-5

fileiras.

O órgão sensorial da antena é cilíndrico e levemente esclerotinizado, apresenta um anel

basal com diâmetro variando de 19,88-26,07 µm, botão apical com diâmetro variando de 12,37-

104

16,54 µm e altura de 9,98-14,80 µm. O órgão sensorial maxilar é cilíndrico, levemente afilado,

possui diâmetro variando 19,57-31,95 µm e altura de 9,14-13,49 µm. O órgão sensorial bucal

(“stomal sensory organ”) é cilíndrico e com altura variando de 7,40-9,67 µm. As saliências orais

variam de 8-11 (Fig. 1A).



apresenta três medidas: o comprimento a varia de 0,33-0,36 mm, o comprimento b varia de 0,22-

0,26 mm e a altura c varia de 0,21-0,25 mm. A razão entre as medidas a / c varia de 1,4-1,6. Os

dentes são curtos, pontiagudos e formam curvatura levemente retangular. O comprimento do

esclerito hipofaringeal varia de 0,21-0,26 mm e a largura de 0,22-0,28 mm. Em vista dorsal foi

visualizado o esclerito epifaringeal que apresenta um lóbulo medial direcionado anteriormente.

Também em vista dorsal foi visualizado o esclerito labial em formato de ferradura, curto, robusto

e bastante esclerotinizado. A barra parastomal (= esclerito hipostomal) estende-se quase

completamente sobre o esclerito hipofaringeal. O esclerito ventral localiza-se abaixo do esclerito

faringeal. O corno dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o

comprimento de ambas as áreas variam de 0,49-0,68 mm e 0,68-0,91 mm, respectivamente. A

ponte dorsal (“dorsal bridge”) apresenta uma projeção anterior do corno dorsal levemente

esclerotinizada. O arco dorsal possui altura variando de 0,40-0,48 mm. O esclerito anterior é


corno dorsal varia de 0,6-0,7. O corno ventral é fracamente esclerotinizado. O filtro faringeal


com 8-9 cristas (eventualmente 7) que formam estrias estendendo-se por todo o comprimento do

corno ventral. O corno ventral possui comprimento variando de 0,80-1,01 mm. O corno ventral

varia de 1,4-1,6 vezes o tamanho da área esclerotinizada do corno dorsal.

O espiráculo anterior é bilobado, simétrico e possui uma única fileira de túbulos, variando

entre 19-25 túbulos (Figs. 1B e E). O túbulo apresenta comprimento entre 21,79-33,87 µm,

largura distal entre 15,47-34,81 µm e largura basal entre 12,20-22,11 µm. O espiráculo anterior

apresenta na linha média altura variando de 136,26-227,43 µm; largura distal de 331,69-416,63

µm e largura basal próximo a abertura da traquéia variando de 161,66-209,16 µm.


intermediários (I1 e I2), lateral (L1) e ventrais (V1 e V2) bem desenvolvidas. O tubérculo D1 é

105

distintamente anterior ao D2. Tubérculos intermediários I1 e I2 são fortemente desenvolvidos e

associados com uma sensila fracamente desenvolvida. I2 é disposto lateralmente e algumas vezes

levemente ventral em relação a I1. L1 e V são pouco desenvolvidos. D1 e I1 são associados com

sensila fracamente desenvolvida. Todos os espécimes apresentaram dois tubérculos ventrais (V1,

V2 e V3). Os espiráculos posteriores estão localizados acima da linha média horizontal. O lóbulo

anal é bífido e podendo ser protraído ou retraído.





localizam-se as fendas é oval e apresenta diâmetro próximo a traquéia variando de 103,31-223,44

µm. O processo espiracular apresenta quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 10-18 troncos

(eventualmente 20) e 25-39 extremidades (eventualmente 42); a razão entre essas extremidades /

troncos varia de 2,1-2,5; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 29,24-57,94

µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,2-0,4. O grupo SP-

II possui 6-11 troncos e 13-26 extremidades (eventualmente 29). O grupo SP-III possui 6-11

troncos (eventualmente 13) e 15-25 extremidades (eventualmente 27). O grupo SP-IV possui 9-

15 troncos (eventualmente 7) e 23-32 extremidades (eventualmente 18); a razão entre essas

extremidades / troncos varia de 2,1-2,6; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de

22,97-53,23 µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,2-0,4.

A média do comprimento das cerdas é 0,4 vezes o comprimento das fendas espiraculares. As

principais características das larvas para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela

1.

Características das larvas de segundo instar. As larvas possuem comprimento variando

de 6,06-6,87 mm e largura de 1,25-1,37 mm. As larvas de segundo instar apresentam o mesmo

formato e coloração que as larvas de terceiro instar.


observadas nas larvas de terceiro instar. A largura basal dos espinhos varia de 2,66-3,93 µm. O

padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 7-8 fileiras (eventualmente 6); T2 com 6-7

fileiras (eventualmente 8); T3 com 5-6 fileiras; A1 com 4-5 fileiras; A2 com 5-7 fileiras

(eventualmente 8); A3 com 6-8 fileiras (eventualmente 5); A4 com 6 ou 8 fileiras; A5 com 5-8

106

fileiras; A6 com 3-5 fileiras (eventualmente 2); A7 com 3-4 fileiras (eventualmente 0-1); A8 com

0-2 fileiras. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 8-12 fileiras (eventualmente

14); T2 com 5-9 fileiras; T3 com 5-8 fileiras; A1 com 8-12 fileiras; A2 com 13-16 fileiras

(eventualmente 11); A3 com 13-16 fileiras (eventualmente 12); A4 com 13-18 fileiras; A5 com

15-17 fileiras; A6 com 14-16 fileiras (eventualmente 12); A7 com 13-16 fileiras; A8 com 12-15

fileiras. Todos os abdominais (A1 ao A8) apresentam protuberâncias ventrais para locomoção Ao

redor do lóbulo anal foram visualizadas fileiras irregulares de espinhos ventral e dorsalmente,

variando entre 4-5 fileiras.



10,00 µm e altura de 5,60-6,92 µm. O órgão sensorial maxilar é cilíndrico, fracamente

esclerotinizado e possui diâmetro variando 12,53-18,24 µm. O órgão sensorial bucal (“stomal

sensory organ”) é cilíndrico e com altura variando de 4,74-6,03 µm. As saliências orais variam de

6-7.


(Fig. 1H). A mandíbula apresenta três medidas: o comprimento a varia de 158,32-185,48 µm, o

comprimento b varia de 85,81-112,55 µm e a altura c varia de 124,19-154,13 µm. A razão entre

as medidas a / c varia de 1,2-1,3. A parte apical da mandíbula é bem esclerotinizada e a parte

basal é fortemente esclerotinizada. Alguns exemplares dessa espécie possuem dois orifícios na

base da mandíbula. Os dentes são pontiagudos e possuem um dente secundário bem

desenvolvido. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 123,14-148,77 µm e a largura

de 82,36-130,60 µm, apresentando a parte apical fortemente esclerotinizada e a parte basal bem

esclerotinizada. O esclerito epifaringeal, esclerito labial e a barra parastomal (= esclerito

hipostomal) apresentam as mesmas características que as larvas de terceiro instar. O corno dorsal

é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de ambas as áreas

variam de 143,09-245,32 µm e 505,79-621,84 µm, respectivamente. O arco dorsal possui altura

variando de 169,06-246,78 µm. O esclerito anterior é aparentemente ausente. A razão entre o

entalhe do corno (“cornu notch”) e corno dorsal varia de 0,5-0,6. O corno ventral é fracamente


anteriormente uma barra faringeal com 6-7 cristas que formam estrias estendendo-se por todo o

107

comprimento do corno ventral. O corno ventral possui comprimento variando de 312,41-574,66

µm. O corno ventral varia de 2,2-2,3 vezes o tamanho da área esclerotinizada do corno dorsal.


entre 20-25 túbulos (Fig. 1I). O túbulo apresenta comprimento entre 13,79-19,01 µm, largura

distal entre 9,70-13,19 µm e largura basal entre 6,80-9,62 µm. O espiráculo anterior apresenta na

linha média altura variando de 93,16-111,24 µm; largura distal de 155,18-192,17 µm e largura

basal próximo a abertura da traquéia variando de 57,88-67,38 µm.

O segmento caudal com tubérculos e sensilas apresentam o mesmo padrão que as larvas

de terceiro instar. O espiráculo posterior e o lóbulo anal estão localizados da mesma forma que

nas larvas de terceiro instar. O lóbulo anal é bífido.



fendas possuem comprimento variando de 38,79-50,78 µm e largura de 10,09-20,08 µm. A razão

entre o comprimento e a largura das fendas varia de 2,5-3,9. O espiráculo posterior possui cicatriz

da ecdise aparente. A câmara onde localizam-se as fendas é arredondada e apresenta diâmetro

próximo a traquéia variando de 86,82-97,45 µm. O processo espiracular apresenta quatro grupos

de cerdas, onde SP-I possui 9-11 troncos (eventualmente 13) e 19-24 extremidades

(eventualmente 36); a razão entre essas extremidades / troncos varia de 2,1-2,2; esse grupo de


comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,4-0,5. O grupo SP-II possui 6-9 troncos e 11-16

extremidades (eventualmente 27). O grupo SP-III possui 7-9 troncos (eventualmente 11) e 11-20

extremidades. O grupo SP-IV possui 10 ou 12 troncos (eventualmente 6 ou 16) e 17-23

extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos varia de 1,7-2,0; esse grupo de cerdas

apresenta largura basal variando de 13,05-21,48 µm; a razão da largura basal / comprimento

dessa fenda espiracular varia de 0,3-0,5. A média do comprimento das cerdas é 0,5 vezes o

comprimento das fendas espiraculares.

Anastrepha pickeli Lima (Fig. 2)

Material Examinado. Foram examinadas 33 larvas coletadas em Maracás no estado da

Bahia, em Manaus no estado do Amazonas e em Porto Velho no estado de Rondônia. As larvas

foram dissecadas de frutos de Manihot esculenta Crantz, Euphorbiaceae, um arbusto perene

108

amplamente distribuído pelo Brasil e localmente conhecido como “mandioca”, “aipim” e

“macaxeira”.







padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 6-8 fileiras; T2 com 6-8 fileiras

(eventualmente 5); T3 com 5-7 fileiras (eventualmente 4); A1 com 4-5 fileiras (eventualmente 3);

A2 com 2-4 fileiras; A3 com 0-3 fileiras; A4 com 0-2 fileiras; A5 com 0-1 fileiras; A6 ao A8 não

apresentam fileiras de espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 8-10

fileiras (eventualmente 7); T2 com 7-9 fileiras; T3 com 6-8 fileiras; A1 com 7-10 fileiras; A2

com 13-17 fileiras (eventualmente 11); A3 com 15-17 fileiras (eventualmente 14); A4 e A5 com

15-18 fileiras (eventualmente 13-14); A6 com 15-17 fileiras (eventualmente 14); A7 com 15-16

fileiras (eventualmente 13-14); A8 com 12-14 fileiras (eventualmente 11). Todos os segmentos



fileiras.










0,20 mm e a altura c varia de 0,18-0,24 mm. A razão entre as medidas a / c varia de 1,2-1,4.

Alguns exemplares dessa espécie possuem dois orifícios na base da mandíbula. Os dentes são

curtos e pontiagudos, mas alguns deles podem ser arredondados. O comprimento do esclerito

109

hipofaringeal varia de 0,17-0,22 mm e a largura de 0,16-0,25 mm. Em vista dorsal foi visualizado

o esclerito epifaringeal que apresenta um lóbulo medial direcionado anteriormente. Também em

vista dorsal foi visualizado o esclerito labial em formato de ferradura, curto, robusto e bastante

esclerotinizado. A barra parastomal (= esclerito hipostomal) é levemente arqueada e estende-se

quase completamente sobre o esclerito hipofaringeal. O esclerito ventral localiza-se abaixo do

esclerito faringeal. O corno dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o


ponte dorsal (“dorsal bridge”) é levemente esclerotinizada e apresenta uma projeção anterior do

corno dorsal. O arco dorsal possui altura variando de 0,27-0,37 mm. O esclerito anterior é


corno dorsal é de 0,7. O corno ventral é fracamente esclerotinizado. O filtro faringeal


com 8-9 cristas (eventualmente 6-7) que formam estrias estendendo-se por todo o comprimento

do corno ventral. O corno ventral possui comprimento variando de 0,55-0,81 mm. O corno

ventral varia de 1,4-1,5 vezes o tamanho da área esclerotinizada do corno dorsal.











sensila fracamente desenvolvida. Alguns espécimes podem apresentar apenas um tubérculo

ventral (V1). Os espiráculos posteriores estão localizados acima da linha média horizontal. O

lóbulo anal é inteiro e protraído.


numerosas trabéculas transversais (Fig. 2C e G), possuindo comprimento variando de 75,07-


110



µm. O processo espiracular apresenta quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 1-7 troncos

(eventualmente 8) e 6-12 extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos varia de 2,0-

6,0; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 4,35-9,70 µm; a razão da largura

basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,05-0,09. O grupo SP-II possui 1-7 troncos

e 3-9 extremidades. O grupo SP-III possui 1-6 troncos (eventualmente 7) e 3-9 extremidades. O

grupo SP-IV possui 1-7 troncos e 5-11 extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos

varia de 1,5-5,0; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 3,08-9,23 µm; a razão

da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,03-0,09. A média do

comprimento das cerdas é 0,4 vezes o comprimento das fendas espiraculares. As principais

características das larvas para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela 1.

Anastrepha pulchra Stone (Fig. 3)

Material Examinado. Foram examinadas 24 larvas coletadas em Manaus no estado do

Amazonas. As larvas foram dissecadas de frutos de Pouteria oblanceolata Pires, Sapotaceae,

localmente conhecida como “tuturubá” ou “abiurana-preta”, árvore nativa da Floresta Amazônica

de terra firme.








(eventualmente 2); T3 nenhuma fileira (eventualmente 1); A1 ao A8 não apresentam fileiras de

espinhos. O padrão de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 4-5 fileiras; T2 com 3-4

fileiras (eventualmente 2); T3 com 3-4 fileiras; A1 com 5-6 fileiras; A2 e A3 com 10-13 fileiras;

A4 com 12-14 fileiras (eventualmente 8 ou 10); A5 com 10-13 fileiras (eventualmente 14); A6

com 11-14 fileiras (eventualmente 8); A7 com 8-14 fileiras; A8 com 10-13 fileiras

(eventualmente 7). O segmento torácico T3 e todos os abdominais (A1 ao A8) apresentam

111

protuberâncias ventrais para locomoção. Ao redor do lóbulo anal foram visualizadas fileiras

irregulares de espinhos ventral e dorsalmente, variando entre 3-4 fileiras.










0,21 mm e a altura c varia de 0,18-0,22 mm. A razão entre as medidas a / c varia é de 1,3. Os

dentes são compridos, pontiagudos e alguns exemplares dessa espécie apresentam um dente

secundário. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 0,18-0,24 mm e a largura de 0,22-

0,27 mm. Em vista dorsal foi visualizado o esclerito epifaringeal que apresenta um lóbulo medial

direcionado anteriormente. Também em vista dorsal foi visualizado o esclerito labial em formato

de ferradura, curto, robusto e bastante esclerotinizado. A barra parastomal (= esclerito

hipostomal) estende-se quase completamente sobre o esclerito hipofaringeal é levemente

arqueada, mas em alguns exemplares ela pode ser reta. O esclerito ventral localiza-se abaixo do

esclerito faringeal. O corno dorsal é formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o


ponte dorsal (“dorsal bridge”) é levemente esclerotinizada e apresenta uma projeção anterior do

corno dorsal. O arco dorsal possui altura variando de 0,36-0,43 mm. O esclerito anterior é


corno dorsal varia de 0,5-0,6. O corno ventral é fracamente esclerotinizado. O filtro faringeal


com 8-9 cristas que formam estrias estendendo-se por todo o comprimento do corno ventral. O

corno ventral possui comprimento variando de 0,60-0,87 mm. O corno ventral varia de 1,6-1,7

vezes o tamanho da área esclerotinizada do corno dorsal.



112









sensila fracamente desenvolvida. Alguns espécimes podem apresentar três tubérculos ventrais

(V1, V2 e V3). Os espiráculos posteriores estão localizados acima da linha média horizontal. O

lóbulo anal é bífido e protraído.






µm. O processo espiracular apresenta quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 4-5 troncos e 7-

10 extremidades (eventualmente 6); a razão entre essas extremidades / troncos varia de 1,3-1,8;

esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 6,18-9,29 µm; a razão da largura basal /

comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,08-0,09. O grupo SP-II possui 2-3 troncos

(eventualmente 1, 4 ou 5) e 3-6 extremidades (eventualmente 2). O grupo SP-III possui 4-5

troncos (eventualmente 2 ou 3) e 5-9 extremidades (eventualmente 2 ou 4). O grupo SP-IV possui

4-5 troncos (eventualmente 3 ou 7) e 5-9 extremidades (eventualmente 10); a razão entre essas

extremidades / troncos varia de 1,3-1,8; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de

5,78-6,99 µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,07-0,08.

A média do comprimento das cerdas é 0,2 vezes o comprimento das fendas espiraculares. As

principais características das larvas para diagnóstico desta espécie estão apresentadas na Tabela

1.

113

Anastrepha sororcula Zucchi (Fig. 4)

Material Examinado. Foram examinadas oito larvas coletadas em Mossoró no estado do

Rio Grande do Norte. As larvas foram dissecadas de frutos de Psidium guajava L., Myrtaceae,

localmente conhecida como “goiaba”, árvore nativa da floresta tropical.



segmentos torácicos, com segmento caudal truncado e possuem coloração creme esbranquiçada.





(eventualmente 3); T3 com 0-2 fileiras; A1 ao A8 não apresentam fileiras de espinhos. O padrão

de distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 8-9 fileiras; T2 com 5-7 fileiras (eventualmente

4); T3 com 4-5 fileiras; A1 com 5-8 fileiras; A2 com 10-11 fileiras; A3 com 11-12 fileiras; A4

com 11-13 fileiras; A5, A6 e A7 com 10-12 fileiras; A8 com 10-11 fileiras. Todos os segmentos



fileiras.






variam de 6-7 (eventualmente 8 ou 9) (Fig. 4A).




0,19 mm e a altura c varia de 0,14-0,18 mm. A razão entre as medidas a / c é de 1,5. Os dentes

são compridos, pontiagudos e alguns exemplares dessa espécie apresentam um dente secundário.

O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 0,17-0,18 mm e a largura de 0,18-0,23 mm.

Em vista dorsal foi visualizado o esclerito epifaringeal que apresenta um lóbulo medial

114

direcionado anteriormente. Também em vista dorsal foi visualizado o esclerito labial em formato

de ferradura, curto, robusto e bastante esclerotinizado. A barra parastomal (= esclerito

hipostomal) é levemente arqueada e estende-se quase completamente sobre o esclerito

hipofaringeal. O esclerito ventral localiza-se abaixo do esclerito faringeal. O corno dorsal é

formado por uma área bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de ambas as áreas

variam de 0,35-0,43 mm e 0,50-0,75 mm, respectivamente. A ponte dorsal (“dorsal bridge”) é

levemente esclerotinizada e apresenta uma projeção anterior do corno dorsal. O arco dorsal

possui altura variando de 0,34-0,43 mm. O esclerito anterior é esclerotinizado e possui formato

irregular. A razão entre o entalhe do corno (“cornu notch”) e corno dorsal é de 0,6. O corno

ventral é fracamente esclerotinizado. O filtro faringeal (“pharyngeal filter”) é fracamente

esclerotinizado e possui anteriormente uma barra faringeal com 8-9 cristas que formam estrias

estendendo-se por todo o comprimento do corno ventral. O corno ventral possui comprimento

variando de 0,55-0,75 mm. O corno ventral varia de 1,6-1,7 vezes o tamanho da área

esclerotinizada do corno dorsal.


entre 9-12 túbulos (Fig. 4B). O túbulo apresenta comprimento entre 19,46-27,85 µm, largura

distal entre 14,16-17,95 µm e largura basal entre 9,07-14,61 µm. O espiráculo anterior apresenta

na linha média altura variando de 119,13-160,64 µm; largura distal de 155,58-207,94 µm e

largura basal próximo a abertura da traquéia variando de 73,13-113,96 µm.

A Figura 4E ilustra o segmento caudal com tubérculos e sensilas dorsais (D1 e D2),





sensila fracamente desenvolvida. Os espiráculos posteriores estão localizados acima da linha

média horizontal. O lóbulo anal é inteiro e protraído.


numerosas trabéculas transversais (Fig. 4C), possuindo comprimento variando de 71,02-92,47

µm e largura de 16,17-21,20 µm. A razão entre o comprimento e a largura das fendas é de 4,4. O

espiráculo posterior possui cicatriz da ecdise aparente. A câmara onde localizam-se as fendas é

oval e apresenta diâmetro próximo a traquéia variando de 109,37-139,91 µm. O processo

115

espiracular apresenta quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 13-16 troncos e 36-48

extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos varia de 2,7-3,0; esse grupo de cerdas

apresenta largura basal variando de 22,29-37,90 µm; a razão da largura basal / comprimento

dessa fenda espiracular varia de 0,3-0,4. O grupo SP-II possui 6-9 troncos e 13-18 extremidades

(eventualmente 21). O grupo SP-III possui 9-12 troncos e 19-30 extremidades. O grupo SP-IV

possui 12-15 troncos e 32-40 extremidades (eventualmente 47); a razão entre essas extremidades

/ troncos é de 2,6; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 21,33-32,87 µm; a

razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular varia de 0,3-0,4. A média do



Anastrepha zenildae Zucchi (Fig. 5)

Material Examinado. Foram examinadas 19 larvas coletadas em Limoeiro do Norte no

estado do Ceará e em Mossoró no estado do Rio Grande do Norte. As larvas foram dissecadas de

frutos de Ziziphus joazeiro Mart., Rhamnaceae, conhecido localmente como “juá”, árvore do

bioma Caatinga encontrada no semi-árido nordestino brasileiro e de frutos de Psidium guajava

L., Myrtaceae, localmente conhecida como “goiaba”, árvore nativa da floresta tropical.



segmentos torácicos, com segmento caudal truncado e possuem coloração variando de creme

esbranquiçado a creme amarelado.




padrão de distribuição dos espinhos dorsais é T1 com 5 fileiras (eventualmente 6); T2 com 4-5

fileiras; T3 com 0 ou 2 fileiras; A1 ao A8 não apresentam fileiras de espinhos. O padrão de

distribuição dos espinhos ventrais é T1 com 9 fileiras; T2 com 5-7 fileiras; T3 com 4-5 fileiras;

A1 com 6-7 fileiras (eventualmente 8); A2 e A3 com 11-12 fileiras; A4 com 12 fileiras

(eventualmente 14); A5 com 12 ou 13 fileiras; A6 com 12-13 fileiras (eventualmente 11 ou 14);

A7 com 11-13 fileiras; A8 com 11 ou 13 fileiras. Todos os segmentos abdominais (A1 ao A8)

116

apresentam protuberâncias ventrais para locomoção. Ao redor do lóbulo anal foram visualizadas

fileiras irregulares de espinhos ventral e dorsalmente, variando entre 3-4 fileiras.


basal com diâmetro variando de 17, 07-25,20 µm, botão apical com diâmetro variando de 8,15-




variam de 9 ou 10 (Fig. 5A).




0,21 mm e a altura c varia de 0,17-0,21 mm. A razão entre as medidas a / c varia de 0,9-1,3. Os

dentes são fortemente esclerotinizado, longos e pontiagudos, mas em alguns exemplares podem

ser curtos e arredondados e. O comprimento do esclerito hipofaringeal varia de 0,18-0,20 mm e a

largura de 0,19-0,23 mm. Em vista dorsal foi visualizado o esclerito epifaringeal que apresenta

um lóbulo medial direcionado anteriormente. Também em vista dorsal foi visualizado o esclerito

labial em formato de ferradura, curto, robusto e bastante esclerotinizado. A barra parastomal (=

esclerito hipostomal) é reta e estende-se quase completamente sobre o esclerito hipofaringeal. O

esclerito ventral localiza-se abaixo do esclerito faringeal. O corno dorsal é formado por uma área

bem esclerotinizada e uma hialina, o comprimento de ambas as áreas variam de 0,36-0,53 mm e

0,60-0,81 mm, respectivamente. A ponte dorsal (“dorsal bridge”) é levemente esclerotinizada e

apresenta uma projeção anterior do corno dorsal. O arco dorsal possui altura variando de 0,36-

0,41 mm. O esclerito anterior é esclerotinizado e possui formato irregular. A razão entre o entalhe

do corno (“cornu notch”) e corno dorsal varia de 0,7-0,8. O corno ventral é fracamente


anteriormente uma barra faringeal com nove cristas (eventualmente 10) que formam estrias

estendendo-se por todo o comprimento do corno ventral. O corno ventral possui comprimento

variando de 0,66-0,91 mm. O corno ventral varia de 1,7-1,8 vezes o tamanho da área

esclerotinizada do corno dorsal.


entre 11-16 túbulos (eventualmente 11) (Figs. 5B e E). O túbulo apresenta comprimento entre

117

25,12-31,38 µm, largura distal entre 11,28-18,14 µm e largura basal entre 10,80-17,49 µm. O

espiráculo anterior apresenta na linha média altura variando de 126,24-179,73 µm; largura distal

de 233,99-261,10 µm e largura basal próximo a abertura da traquéia variando de 106,17-137,07

µm.






sensila fracamente desenvolvida. Os espiráculos posteriores estão localizados acima da linha

média horizontal. O lóbulo anal é inteiro e protraído.






µm. O processo espiracular apresenta quatro grupos de cerdas, onde SP-I possui 12-16 troncos e

30-43 extremidades; a razão entre essas extremidades / troncos varia de 2,5-2,6; esse grupo de


comprimento dessa fenda espiracular é de 0,3. O grupo SP-II possui 5-9 troncos e 11-17

extremidades. O grupo SP-III possui 5-11 troncos e 17-24 extremidades (eventualmente 29). O

grupo SP-IV possui 9-14 troncos e 26-35 extremidades; a razão entre essas extremidades /

troncos varia de 2,5-2,8; esse grupo de cerdas apresenta largura basal variando de 24,82-33,86

µm; a razão da largura basal / comprimento dessa fenda espiracular é de 0,3. A média do



Discussão

Larvas de terceiro instar de Anastrepha apresentam aspectos gerais semelhantes como o

formato vermiforme, a coloração e o comprimento. Contudo, foi possível distinguir entre as cinco

espécies de larvas estudadas aqui com base em alguns caracteres diagnósticos.

118

Larvas de terceiro instar de A. curitis diferem das outras quatro espécies analisadas devido

à ausência de espinhos dorsais apenas no segmento A8, esqueleto céfalo-faríngeo maior, formato

(curvatura levemente retangular) e mandíbula maior. Diferenças entre as larvas de segundo e

terceiro instar de A. curitis incluem o número de saliências orais, número de espinhos dorsais nos

segmentos A4 e A5, número de extremidades nas cerdas do grupo SP-IV e número de cristas no

filtro faringeal (“pharyngeal filter”).

As larvas de A. pickeli, A. pulchra, A. sororcula e A. zenildae podem ser diferenciadas

com base em algumas características. As larvas de A. pickeli podem ser diferenciadas das outras

espécies analisadas através da ausência de espinhos dorsais nos segmentos A6 ao A8, número

semelhante de espinhos ventrais nos segmentos A4-A5, número semelhante de troncos das cerdas

para SP-I, SP-II e SP-IV e número semelhante de extremidades das cerdas para SP-II e SP-III. As

larvas de A. pulchra podem ser diferenciadas das outras espécies estudadas devido ao mesmo

número de espinhos ventrais nos segmentos T2-T3, A2, A3, A5 e A8 e número de troncos das

cerdas para SP-III e SP-IV. As larvas de A. sororcula podem ser diferenciadas devido ao menor

número de saliências orais e mesmo número de espinhos ventrais nos segmentos A5-A7, A2 e

A8. Larvas de A. zenildae diferem das larvas das demais espécies analisadas apenas pela

semelhança no número de espinhos ventrais nos segmentos A2-A3 e A5-A6.

As larvas de A. sororcula podem ser diferenciadas de outras espécies do grupo fraterculus

descritas anteriormente com base na ausência de espinhos dorsais nos segmentos abdominais,

menor número de túbulos no espiráculo anterior e formato do lóbulo anal. Já larvas de A. zenildae

podem ser diferenciadas de outras espécies do grupo fraterculus devido à ausência de espinhos

dorsais nos segmentos abdominais e formato do lóbulo anal. Vale ressaltar que as descrições de

larvas de Anastrepha distincta Greene, Anastrepha fraterculus (Wiedemann), Anastrepha obliqua

(Macquart) e Anastrepha suspensa (Loew), espécies pertencentes ao grupo fraterculus, não

apresentaram informações sobre o esqueleto céfalo-faríngeo, fato que dificulta a adequada

diferenciação entre as diversas espécies do referido grupo.

Para as cinco espécies estudadas, as características descritas e as medições apresentaram

sobreposição com outras espécies descritas anteriormente, independentemente do grupo de

espécie no qual estão classificadas. Por exemplo, para o grupo pseudoparallela, Anastrepha

limae Stone [descrita previamente por Steck e Wharton (1988)] e A. curitis [descrita no presente

estudo] apresentam sobreposição no número de saliências orais (9-12 e 8-11, respectivamente),

119

ausência de espinhos dorsais (segmentos A3 ao A8 e A1 ao A8, respectivamente), número de

túbulos no espiráculo anterior (18-21 e 19-25, respectivamente), lóbulo anal bífido e número de

troncos das cerdas do espiráculo posterior (4-13 e 6-18, respectivamente), entretanto, estas duas

espécies apresentam diferença no comprimento do esqueleto céfalo-faríngeo, número de cristas

do filtro faringeal (“pharyngeal filter”) e no número de extremidades das cerdas do espiráculo

posterior, caracteres que podem ser úteis para a identificação das mesmas.

Neste estudo, a descrição da morfologia das larvas para cinco espécies de Anastrepha

mostrou diferenças que permitem a identificação destas, apesar da grande similaridade e

sobreposição entre elas e com espécies descritas previamente. Características como número de

fileiras de espinhos dorsais e ventrais nos segmentos, número de saliências orais, número de

cerdas no espiráculo posterior, comprimento do esqueleto céfalo-faríngeo e formato da

mandíbula são caracteres taxonômicos que podem auxiliar na identificação de espécies de

importância quarentenária e no esclarecimento sobre as relações filogenéticas dentro dos diversos

grupos de espécies e também do gênero Anastrepha.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Marcos Vinicius Garcia e Tatiana Senra (Embrapa Amazônia

Ocidental) pelo auxílio durante as coletas; a Hilton Tulio Costi e Rolf Junior Ferreira Silva

(Museu Paraense Emílio Goeldi), Carolina Almeida e Adriana Horbe (Universidade Federal do

Amazonas) pelo auxílio nas fotografias com MEV. Esse estudo foi financiado pelo Conselho

Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq - projeto n° 575664/2008-8), pela

Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES - projeto n°

23038.037185/2008-41), pela Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado do Amazonas

(FAPEAM - projeto nº014-017/2004) e pela Rede Amazônica de Pesquisas sobre Moscas-das-

Frutas (Chamada 05/2006 Agrofuturo). Os autores também agradecem ao CNPq pela bolsa de

doutorado concedida a VSD.

120

Fig. 1. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (A à C) e microscopia ótica para larvas de

terceiro instar (D à G) e segundo instar (H à J) de A. curitis. Larvas de terceiro instar (A)

Saliências Orais. (B e E) Espiráculo Anterior. (C e G) Espiráculo Posterior. (D) Esqueleto

Céfalo-faríngeo. (F) Ilustração do Segmento Caudal. Larvas de segundo instar (H) Esqueleto

Céfalo-faríngeo. (I) Espiráculo Anterior. (J) Espiráculo Posterior. Abreviações: Ma: comprimento

da mandíbula a; Mb: comprimento da mandíbula b; Mc: altura da mandíbula c; LS: esclerito

labial.

121

Tabela 1. Diagnose de cinco espécies de larvas de Anastrepha analisadas neste estudo.

Anastrepha

Fileiras de espinhos nos

segmentos Saliências

orais

ECF

mandíbula

(mm)*

ECF

comprimento

(mm)*

N. de

túbulos

no EA**

Lóbulo

anal

Espiráculo posterior

Dorsais Ventrais Troncos Extremidades

curitis Ausente em

A8

Número diferente

em todos

8-11 0,33-0,36 1,40-1,65 19-25 Bífido Mesmo número

em SP-II e SP-III

Número

diferente para

todos

pickeli Ausente de

A6 ao A8

Mesmo número

em A4-A5

10-13 0,20-0,30 1,02-1,47 17-23 Inteiro Mesmo número

em SP-I, SP-II e

SP-IV

Mesmo

número em

SP-II e SP-III

pulchra Ausente de

A1 ao A8

Mesmo número

em T2-T3; A2,

A3, A5 e A8

9-11 0,24-0,30 1,09-1,40 17-24 Bífido Mesmo número

em SP-III e SP-

IV

Número

diferente para

todos

sororcula Ausente de

A1 ao A8

Mesmo número

em A2 e A8; A5-

A7

6-7 0,21-0,27 0,95-1,23 9-12 Inteiro Número diferente

para todos

Número

diferente para

todos

zenildae Ausente de

A1 ao A8

Mesmo número

em A2-A3 e A5-

A6.

9-10 0,16-0,28 1,09-1,38 11-16 Inteiro Número diferente

para todos

Número

diferente para

todos

*ECF = esqueleto céfalo-faríngeo

**EA = espiráculo anterior

122


terceiro instar (D à G) de A. pickeli. (A) Saliências Orais. (B e E) Espiráculo Anterior. (C e G)

Espiráculo Posterior. (D) Esqueleto Céfalo-faríngeo. (F) Ilustração do Segmento Caudal.

123


terceiro instar (D à G) de A. pulchra. (A) Saliências Orais. (B e E) Espiráculo Anterior. (C e G)

Espiráculo Posterior. (D) Esqueleto Céfalo-faríngeo. (F) Ilustração do Segmento Caudal.

124

Fig. 4. Vista com microscopia ótica para larvas de terceiro instar de A. sororcula. (A) Saliências

Orais. (B) Espiráculo Anterior. (C) Espiráculo Posterior. (D) Esqueleto Céfalo-faríngeo. (F)

Ilustração do Segmento Caudal.

125

Fig. 5. Vista com Microscopia Eletrônica de Varredura (B e C) e microscopia ótica para larvas de

terceiro instar (A, D à G) de A. zenildae. (A) Saliências Orais. (B e E) Espiráculo Anterior. (C e

G) Espiráculo Posterior. (D) Esqueleto Céfalo-faríngeo. (F) Ilustração do Segmento Caudal.

126

Capítulo 4

Dutra, V.S; Ronchi-Teles, B.; Andrade-Souza, V.; Lima,

K.M.; Steck, G.J.; Silva, J.G. Associação de adultos e

larvas de espécies de Anastrepha (Diptera: Tephritidae)

utilizando a técnica de PCR-RFLP. Manuscrito formatado

para Acta Amazonica.

127

Associação de adultos e larvas de espécies de Anastrepha (Diptera:

Tephritidae) utilizando a técnica de PCR-RFLP

Vivian S. DUTRA1,7Beatriz RONCHI-TELES

2, Vanderly ANDRADE-SOUZA

2, Kátia M.

LIMA3, Gary J. STECK

4 E Janisete G. SILVA

3

RESUMO Até o momento, a identificação de espécies de Anastrepha é baseada principalmente

nas características do acúleo das fêmeas. A identificação desse gênero através das larvas torna-se

difícil devido à grande similaridade morfológica entre as diversas espécies, sendo necessária a

observação cuidadosa para diferenciá-las. A técnica da Reação em Cadeia da Polimerase (PCR)

associada ao Polimorfismo do Comprimento dos Fragmentos de Restrição (RFLP) é útil para

auxiliar na identificação de imaturos de tefritídeos, sendo esses os estágios nos quais são

encontrados os insetos em frutas frescas exportadas ou importadas. Neste estudo, foram

analisadas duas regiões do DNA mitocondrial (COI e 16S) e uma do DNA nuclear (ITS1) para 13

espécies de Anastrepha com cinco enzimas de restrição. Os melhores resultados para

diferenciação das espécies foram obtidos com os fragmentos 16S e ITS1 para Anastrepha

atrigona Hendel, Anastrepha curitis Stone, Anastrepha manihoti Lima, Anastrepha pulchra

Stone, Anastrepha striata Schiner, Anastrepha sororcula Zucchi e Anastrepha zenildae Zucchi.

PALAVRAS-CHAVE moscas-das-frutas, imaturos, enzimas de restrição

INTRODUÇÃO

A família Tephritidae reune aproximadamente 4.500 espécies e algumas delas causam

prejuízo econômico a agricultura e fruticultura mundial, pois as larvas dos tefritídeos podem

infestar tecidos vegetais vivos como raízes, galhos jovens, folhas, flores, frutos e sementes

(Prokopy e Roitberg 1984; White e Elson-Harris 1992; Norrbom 2005). Até o momento, estão

incluídas no gênero Anastrepha Schiner cerca de 240 espécies (Zucchi 2008; Norrbom e

Korytkowski 2009) e destas, 112 são registradas no Brasil (Jesus et al. 2008; Uramoto et al.

2008; Zucchi 2007, 2008; Uramoto e Zucchi 2010).



Manaus, AM, Brasil. 3Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Santa Cruz, Rodovia Ilhéus/Itabuna km 16,

45650-000, Ilhéus, BA, Brasil. 4Florida Department of Agriculture and Consumer Services, Division of Plant Industry, Gainesville, FL 32614-

7100.

128

A identificação das espécies de Anastrepha é baseada nas características dos adultos e a

principal estrutura analisada é o acúleo das fêmeas (Zucchi 2000; Araujo e Zucchi 2006). Quanto

às larvas, ainda não é possível identificar as mesmas com segurança, devido à grande

similaridade morfológica entre as diversas espécies de Anastrepha, sendo necessária a

observação cuidadosa para diferenciá-las. Assim, faz-se necessário a utilização de ferramentas

que tornem a identificação rápida e precisa, permitindo a utilização de quantidades mínimas de

material de qualquer estágio do inseto a ser analisado (Armstrong et al. 1997; Barr et al. 2006).

Alguns trabalhos com espécies dos gêneros Anastrepha, Ceratitis MacLeay, Bactrocera

Macquart e Rhagoletis Loew foram desenvolvidos com a técnica molecular de Reação em Cadeia

da Polimerase (PCR) associada ao Polimorfismo do Comprimento dos Fragmentos de Restrição

(RFLP) e nesses trabalhos, foi demonstrado que essa técnica é uma boa solução para auxiliar na

identificação de imaturos, pois o custo é mais baixo que as outras técnicas moleculares, o

resultado gerado também é rápido, além de ser fácil a interpretação e com menor risco de erro

(Gasparich et al. 1995,1997; Armstrong et al. 1997; Silva et al. 2003; Muraji e Nakahara 2002;

Salazar et al. 2002; Barr et al. 2006).

Este trabalho teve como objetivo obter o perfil de haplótipos de adultos e larvas de

algumas espécies de Anastrepha por meio do uso de PCR-RFLP em fragmentos de dois genes do

DNA mitocondrial (COI e 16S) e uma região do DNA nuclear (ITS1), bem como correlacionar

os perfis de haplótipos encontrados para adultos e larvas, visando estabelecer a correta

identificação das larvas com base nos perfis dos adultos. As espécies analisadas foram

Anastrepha antunesi Lima, Anastrepha atrigona Hendel, Anastrepha bahiensis Lima, Anastrepha

coronilli Carrejo & González, Anastrepha curitis Stone, Anastrepha distincta Greene,

Anastrepha manihoti Lima, Anastrepha pickeli Lima, Anastrepha pulchra Stone, Anastrepha

striata Schiner, Anastrepha sororcula Zucchi, Anastrepha turpiniae Stone e Anastrepha zenildae

Zucchi.

129

MATERIAL E MÉTODOS

Análises morfológicas

Coleta de adultos

Foram coletados frutos de hospedeiros de A. antunesi, A. atrigona, A. bahiensis, A.

coronilli, A. curitis, A. distincta, A. manihoti, A. pickeli, A. pulchra, A. striata, A. sororcula, A.

turpiniae e A. zenildae. Para A. manihoti e A. pickeli, além de frutos também foram coletados

ramos jovens de seu hospedeiro preferencial (Manihot esculenta Crantz). As coletas foram

realizadas nos municípios de Manaus, Maués e Presidente Figueiredo no estado do Amazonas, de

Camamu, Maracás e Una no estado da Bahia, de Porto Velho no estado de Rondônia e de Boa

Vista no estado de Roraima.

As amostras de frutos e ramos jovens foram pesadas e armazenadas individualmente em

frascos plásticos de 500 mL contendo vermiculita e cobertos por organza. Após

aproximadamente dez dias, a vermiculita foi peneirada e as pupas obtidas foram contadas e

transferidas para frascos plásticos de 30 mL contendo vermiculita úmida e cobertos com organza

até a emergência dos adultos. Os adultos foram mortos em etanol 100%, armazenados em freezer

-20ºC e posteriormente foram contados, sexados e identificados.

Após a pesagem dos frutos, foram retiradas algumas larvas (de uma a cinco larvas por

fruto) e outras larvas (de uma a cinco larvas por fruto) foram mantidas nos frutos até a

emergência dos adultos. As larvas foram mortas e armazenadas como descrito acima para os

adultos. Apenas em uma amostra de larvas houve a emergência de duas espécies de Anastrepha

que foram identificadas através da técnica PCR-RFLP testada neste estudo.

Identificação dos adultos

A identificação das espécies de Anastrepha foi realizada através das fêmeas. O acúleo de

cada fêmea foi extrovertido e colocado entre lâmina e lamínula para análise das características ao

microscópio óptico. A identificação ao nível de espécie foi baseada em Steyskal (1977), Silva e

Ronchi-Teles (2000), Zucchi (2000) e Zucchi et al. (2011a).

Os espécimes testemunho foram depositados na Coleção de Invertebrados do Instituto

Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Manaus, Amazonas, e na coleção do Departamento

130

de Ciências Biológicas do Laboratório de Entomologia da Universidade Estadual de Santa Cruz

(UESC), Ilhéus, Bahia.

Análises moleculares

Extração de DNA

Foi extraído o DNA de cerca de cinco adultos de A. antunesi, A. atrigona e A. manihoti, e

cerca de dez adultos e dez larvas de A. bahiensis, A. coronilli, A. curitis, A. distincta, A. pickeli,

A. pulchra, A. striata, A. sororcula, A. turpiniae e A. zenildae, totalizando 94 adultos e 100

larvas. A extração de DNA foi realizada utilizando-se o kit de extração de tecidos animais

DNeasy Blood & Tissue (Qiagen) e o protocolo descrito em Han e McPheron (1997) que utiliza

fenol e clorofórmio, com uma etapa adicional usando proteinase K (20 mg/mL) e incubação a

55°C por 30 min.

Reação em cadeia da polimerase (PCR)

Para a reação de PCR foram utilizados primers para amplificar fragmentos dos genes

mitocondriais COI (citocromo oxidase I) e 16S, e o espaçador ITS1 (espaçador interno transcrito

1) (Tabela 1) de todas as espécies listadas acima. As reações de PCR foram realizadas nas

condições descritas em McPheron et al. (1994). Três µL de DNA extraído foram usados nessa

reação, tendo volume final de 25 µL.

Tabela 1 - Oligonucleotídeos iniciadores (primers) utilizados na amplificação via PCR.

Primer Sequência Referência

COI LCO1490: 5' GGTCAACAAATCATAAAGATATTGG 3'

HCO2198: 5' TAAACTTCAGGGTGACCAAAAAATCA 3’

Folmer et al. 1994

16S LR-J-12883: 5′ CTCCGGTTTGAACTCAGATC 3′

LR-N-13398: 5′ CGCCTGTTTATCAAAAACAT 3′

McPheron et al. 1999

ITS1 18SF: 5’ TAACTCGCATTGATTAAGTCCC 3’

5.8SR: 5’ GATATGCGTTCAAATGTCGATG 3’

Prezotto 2008

A amplificação foi realizada em termocicladores [Swift Maxi Thermal Cycler (ESCO) e

TC-512 (Techine)] com programas específicos para cada par de primers (Tabela 2).

131

Tabela 2 - Programas específicos para amplificação de cada par de oligonucleotídeos iniciadores

(primers) para espécies de Anastrepha.

Etapas COI 16S ITS1

Desnaturação inicial 94º (3 min) 95º (12 min) 94º (2 min)

Desnaturação 94º (1 min) 94º (30 seg) 94º (30 seg)

Anelamento 50º (1 min) 54º (30 seg) 54º (30 seg)

Extensão 72º (1 min) 72º (1 min) 68º (2 min)

Extensão final 72º (10 min) 72º (5 min) 72º (5 min)

Ciclos 39 40 31

Para cada reação de amplificação, foram corridos géis de agarose a 1% corados com

GelRed (10.000X) com tampão TBE 0,5X preparado de acordo com Sambrook e Russel (2001).

As amostras foram preparadas utilizando-se 2 µL de produto de PCR, 2 µL de uma solução de

azul de bromofenol 0,25%, xileno cianol 0,25% e sacarose 40% e 4µL de água milli-Q estéril.

Como marcador de peso molecular foi utilizado φX174 DNA/BsuRI digerido com Hae III. As

bandas de DNA foram visualizadas e fotografadas em fotodocumentador de luz ultravioleta

(UV).

Reação de Purificação dos fragmentos amplificados

Após a obtenção dos produtos de PCR dos exemplares de Anastrepha, as amostras foram

purificadas para a eliminação de resíduos de oligonucleotídeos iniciadores, de RNA e de di-

nucleotídeos tri-fostato que podem interferir no sequenciamento dos fragmentos de DNA que

foram amplificados. Para a purificação foram utilizadas as enzimas exonuclease I de Escherichia

coli (EXOI) e fosfatase alcalina de camarão (SAP) adicionadas ao produto de PCR.

As reações de purificação foram realizadas em termociclador (Termociclador

Mastercycler Gradiente, Eppendorf) onde foram incubados a 37°C por 30 minutos e em seguida a

80°C por 15 minutos. Para cada reação de purificação, foram corridos géis de agarose a 1,7%,

corados com brometo de etídeo (5g/mL), utilizando o tampão TBE 0,5X preparado de acordo

com Sambrook et al. (1989). Essa etapa foi realizada no laboratório de Genética e Biologia

Molecular da UESC.

As amostras foram preparadas utilizando-se 12 μL de produto de PCR na concentração de

20 ng / μL, 0,66 μL de EXOI, 0,66 μL de SAP e 0,68 μL de água Mili-Q, totalizando 20 μL de

132

solução. Os géis foram fotografados utilizando-se o sistema Image Quant 350 (GE Healthcare).

As reações que se apresentaram totalmente purificadas foram sequenciadas.

Sequenciamento (COI)

Foram obtidas três sequências de cerca de 700 pb que compreendem o tRNA cisteína, o

tRNA tirosina e um fragmento da subunidade I do gene da Citocromo Oxidase de indivíduos das

espécies A. antunesi, A. atrigona, A. bahiensis, A. coronilli, A. curitis, A. distincta, A. manihoti,

A. pickeli, A. pulchra, A. striata, A. sororcula, A. turpiniae e A. zenildae.

Os produtos de PCR foram sequenciados com os mesmos oligonucleotídeos iniciadores

utilizados na reação de amplificação. O sequenciamento dos fragmentos de DNA amplificados

foi realizado em um sequenciador automático (MegaBACETM

DNA Analysis System 1000 da GE

Healthcare) no Centro de Estudos do Genoma Humano da Universidade de São Paulo.

As sequências geradas para o gene COI foram comparadas com os genes correspondentes

de Anastrepha spp. ou de Drosophila yakuba Burla disponíveis no GenBank. O alinhamento das

sequências foi conduzido utilizando-se o programa Clustal W. As sequências serão depositadas

no GenBank. As sequências obtidas foram utilizadas para gerar mapas de restrição utilizando-se

o programa Webcutter 2.0 (Heiman 1997) que auxiliaram na escolha das enzimas testadas.

PCR-RFLP

O DNA amplificado via PCR foi digerido utilizando-se as enzimas de restrição DraI,

BsuRI, GsuI, RsaI, SspI e VspI. Pelo menos cinco adultos de cada espécie foram testados e

comparados entre si para verificar a existência de variação intrapopulacional. Logo após a

obtenção desses resultados, cinco exemplares de larvas de cada espécie também foram testados

para verificar se o padrão de bandas observadas nos adultos era o mesmo observado para as

larvas. Nos casos em que houve variação intrapopulacional, um total de 10 indivíduos de cada

estágio foram analisados. As reações de digestão foram preparadas utilizando-se 2 µL 1X

SEBuffer, 0,2 µL de enzima, 12 µL água milli-Q e 1µL do produto de PCR, correspondente a um

volume final de 15 µL. As amostras foram incubadas por períodos de 18 a 20 horas a 37ºC, com

exceção da enzima BsuRI que foi incubada a 30ºC. Após esse período foram adicionados 4 µL de

tampão de carregamento (solução de azul de bromofenol 0,25%, xileno cianol 0,25% e sacarose

40%) para a eletroforese em gel de agarose. Os produtos de digestão foram separados e

133

visualizados em gel de agarose a 2%, corados com GelRed (10.000X), com tampão TBE 0,5X

preparado de acordo com Sambrook et al. (1989), sendo visualizados e fotografados em

fotodocumentador de luz ultravioleta (UV).

Mapas de restrição

Os mapas de restrição foram gerados a partir das sequências de genes mitocondriais (COI

e 16S) e nuclear (ITS1), através do programa Webcutter 2.0 a fim de avaliar a presença de sítios

de restrição para diferentes enzimas nas três regiões que foram sequenciadas. Com base nos

mapas de restrição obtidos foram escolhidas as enzimas utilizadas para as digestões.

Análise dos resultados

Os diferentes padrões de restrição determinados pelas análises de PCR-RFLP obtidos dos

géis foram comparados entre si.

RESULTADOS

Foram analisadas duas diferentes regiões do DNA mitocondrial (COI e 16S) e uma do

DNA nuclear (ITS1) para 13 espécies de Anastrepha. Estes três fragmentos apresentaram padrões

de bandas únicos para cinco das espécies estudadas aqui, entretanto, para a maioria delas o

padrão das bandas foi similar. As espécies A. manihoti e A. pickeli, apresentaram um padrão de

bandas semelhante entre si, porém único para o grupo spatulata. Deve ser ressaltado que apenas

duas das dez espécies deste grupo foram analisadas neste estudo.

Para o fragmento COI, foram testadas as enzimas DraI, BsuRI, GsuI, SspI e VspI. O

padrão obtido com a enzima VspI diferenciou A. striata e também A. manihoti e A. pickeli das

demais espécies (Figura 1). Para a digestão com a enzima BsuRI, foram encontrados padrões de

bandas exclusivos para A. pulchra e A. striata em relação às outras espécies estudadas aqui.

Entretanto, nos testes realizados para o fragmento COI com as enzimas DraI, GsuI e SspI foi

obtido o mesmo padrão de bandas para todas as outras espécies inseridas neste trabalho.

134

Figura 1 - Gel de agarose 2% com produtos de PCR do fragmento COI digerido pela

enzima VspI. Os números acima das colunas representam as espécies: 1. A. antunesi. 2. A.

atrigona. 3. A. bahiensis. 4. A. coronilli. 5. A. curitis. 6. A. distincta. 7. A. manihoti. 8. A. pickeli.

9. A. pulchra. 10. A. sororcula. 11. A. turpiniae. 12. A. zenildae. 13. A. striata. Nas linhas das

extremidades está o marcador φX174.

Já para o fragmento 16S, foram testadas as enzimas DraI, BsuRI, SspI e VspI. Foram

obtidos resultados significativos com a enzima SspI, sendo observado um único padrão de bandas

para A. striata e outro para A. manihoti e A. pickeli (Figura 2). Foram observados padrões de

bandas semelhantes para os pares A. atrigona e A. pulchra, A. coronilli e A. zenildae, e o trio A.

bahiensis, A. sororcula e A. turpiniae. Foi possível também a diferenciação de A. sororcula de A.

zenildae (Figura 2) que são consideradas pragas que causam prejuízos econômicos a fruticultura

brasileira (Zucchi 2000; Malavasi et al. 2000). Também foi observado que A. curitis não possui

sítio de restrição para esta enzima. A digestão do fragmento 16S com DraI apresentou padrão de

bandas diferentes para A. atrigona e A. curitis (Figura 2), enquanto que as demais espécies

estudadas aqui apresentaram o mesmo padrão de bandas. A digestão do fragmento 16S com a

enzima VspI diferenciou A. manihoti das demais espécies (Figura 2). Já a enzima BsuRI não foi

eficiente para diferenciar as espécies estudadas aqui.

135

Figura 2 - Gel de agarose 2% com produtos de PCR do fragmento 16S digerido pela

enzima SspI: 1. A. bahiensis (adulto). 2. A. bahiensis (larva). 3. A. manihoti. 4. A. pickeli

(adulto). 5. A. pickeli (larva). 6. A. striata. 7. A. sororcula. 8. A. zenildae (adulto). 9. A. zenildae

(larva) Fragmento 16S digerido por DraI: 1. A. bahiensis. 2. A. atrigona. 3. A. curitis (adultos). 4

e 5. A. curitis (larva). 6. A. coronilli. Fragmento 16S digerido por VspI: 1. A. manihoti. 2. A.

pickeli. 3. A. striata. Nas linhas das extremidades está o marcador φX174.

Para o fragmento ITS1, foram testadas as enzimas DraI, RsaI e VspI. Os melhores

resultados foram obtidos com a enzima RsaI que apresentou padrões de bandas únicos para A.

atrigona e A. curitis e padrão semelhante para as demais espécies analisadas, mas essa enzima

não foi eficiente com exemplares de A. manihoti, pois em alguns não houve reconhecimento do

sítio do restrição. A digestão deste fragmento com a enzima VspI apresentou um padrão exclusivo

para A. pulchra em relação as outras espécies (Figura 3), por outro lado A. atrigona e A. curitis

não apresentaram sítio de restrição para esta enzima. As demais espécies apresentaram apenas um

sítio, sendo obtido o mesmo padrão de bandas para as mesmas. A digestão do fragmento ITS1

pela enzima DraI, não diferenciou as espécies, pois todas apresentaram o mesmo padrão de

bandas.

136

Figura 3 - Gel de agarose 2% com produtos de PCR do fragmento ITS1 digerido pela

enzima VspI: 1. A. bahiensis. 2. A. coronilli. 3. A. pulchra. 4. A. turpiniae. 5. A. zenildae. Nas

colunas das extremidades está o marcador φX174.

Foram testados produtos de PCR dos três fragmentos com as enzimas de restrição para as

larvas e elas apresentaram o mesmo padrão de bandas que os adultos de sua respectiva espécie.

As exceções foram a digestão do fragmento 16S com a enzima SspI para larvas de A. pickeli, pois

seis das doze larvas testadas não apresentaram sítio de restrição. Para A. sororcula e A. zenildae,

foram testadas 20 larvas de uma amostra onde havia a mistura de larvas de ambas as espécies,

quatro das 20 larvas testadas não apresentaram sítio de restrição, oito larvas foram identificadas

como A. sororcula e outras oito como A. zenildae.

DISCUSSÃO

No presente trabalho, foram observados padrões de bandas exclusivos para algumas

espécies diferenciando-as das demais estudadas aqui. Resultados significativos das digestões para

diferenciação das espécies foram obtidos para sete espécies de Anastrepha, A. atrigona e A.

curitis para o fragmento 16S com a enzima DraI, para A. manihoti com 16S e VspI; para A.

pulchra com ITS1 e VspI; para A. striata com COI e VspI e 16S e SspI; para A. sororcula e A.

zenildae com 16S e SspI. Entretanto, para as outras espécies estudadas o padrão de bandas foi

similar, provavelmente isso tenha ocorrido devido à proximidade filogenética destas espécies

(McPheron et al. 1999). Vale ressaltar que para A. manihoti, o fragmento ITS1 com a enzima

RsaI não reconheceu sítio de restrição em alguns exemplares testados, provavelmente devido ao

fragmento ITS1 ser um espaçador intergênico e não se manter muito conservado como, por

exemplo, o fragmento COI (Prezotto 2008).

Em um estudo realizado com PCR-RFLP para distinguir 23 espécies de tefritídeos dos

gêneros Bactrocera (16 espécies), Anastrepha (cinco espécies), Ceratitis (uma espécie) e Dirioxa

137

Walker (uma espécie), Armstrong et al. (1997) analisaram os padrões de digestão dos fragmentos

18S e 18S/ITS utilizando 23 enzimas de restrição. As espécies de Anastrepha estudadas foram

Anastrepha grandis (Macquart), Anastrepha ludens (Loew), Anastrepha obliqua (Macquart),

Anastrepha serpentina (Weidemann) e A. striata. Eles observaram que o fragmento 18S/ITS

digerido com as enzimas a RsaI e Sau3a apresentou padrões de bandas exclusivos para A.

grandis, A. obliqua, A. ludens e A. striata sendo possível a diferenciação dessas quatro espécies

entre si. Entretanto, nenhum resultado foi relatado para A. serpentina. Vale salientar que até o

momento, esse foi o único estudo realizado com PCR-RFLP para espécies de Anastrepha. No

presente estudo, as digestões realizadas com o fragmento ITS1 para A. striata não a diferenciou

das demais espécies estudadas. A diferenciação entre A. striata e as demais espécies estudadas

aqui foi obtida com os fragmentos COI e 16S como relatado acima no item sobre os resultados.

Em outro estudo utilizando a mesma técnica de PCR-RFLP, Barr et al. (2006) analisaram

30 espécies de tefritídeos dos gêneros Ceratitis (26 espécies), Trirhithrum Bezzi (uma espécie),

Capparimyia Martelli (uma espécie), Carpophthoromyia Austen (uma espécie) e Notomma Loew

(uma espécie) com três fragmentos de DNA mitocondrial (12S, 16S e ND6) digeridos com 12

enzimas de restrição (Barr et al. 2006). Os autores mostraram que a melhor enzima utilizada para

o fragmento 12S foi a SspI, para 16S foi DraI e para ND6 foi HinfI. A combinação entre esses

fragmentos e as enzimas mostrou padrões de bandas diferentes para 25 espécies, entretanto,

também mostrou alguns padrões semelhantes para quatro espécies. No presente estudo, para

espécies de Anastrepha os melhores resultados foram obtidos com o fragmento 16S combinado

com as enzimas VspI e SspI, também foram realizados testes com a enzima DraI e não foram

obtidos resultados satisfatórios para diferenciação das espécies estudadas aqui. A escolha das

enzimas DraI, VspI e SspI foi baseada nos mapas de restrição gerados anteriormente e nas

informações obtidas em estudos realizados previamente que forneceram resultados satisfatórios

com essas enzimas.

No presente estudo, foi possível diferenciar sete espécies de Anastrepha: atrigona, curitis,

manihoti, pulchra, sororcula, striata e zenildae. Essas informações são úteis na identificação de

imaturos (larvas) de espécies deste gênero que podem ser encontradas em frutas frescas

exportadas e importadas, evitando assim a dispersão de novas pragas no país.

138

CONCLUSÕES

Com a digestão do fragmento 16S com a enzima de restrição SspI foi possível diferenciar

A. striata, A. sororcula e A. zenildae. A digestão deste mesmo fragmento com a enzima DraI foi

possível diferenciar A. atrigona e A. curitis e com a enzima VspI diferenciar A. manihoti das

demais espécies estudadas aqui.

A digestão do fragmento da região ITS1 com a enzima VspI diferenciou A. pulchra das

demais espécies estudadas.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem a Ana Claúdia Araújo, Claudemir Campos, Felipe Gomes, José

Nilton Medeiros da Costa, Marcos Vinicius Garcia, Mírian Santos, Tatiana Senra, Weber Novaes

e Ulisses Neiss pelo auxílio durante as coletas. Esse estudo foi financiado pelo Conselho

Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq - projeto n° 575664/2008-8), pela

Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES - projeto n°

23038.037185/2008-41), pela Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado do Amazonas

(FAPEAM - projeto nº014-017/2004) e pela Rede Amazônica de Pesquisas sobre Moscas-das-

Frutas (Chamada 05/2006 Agrofuturo). Os autores também ao CNPq pela bolsa de doutorado

concedida a VSD.

139

SÍNTESE

No presente estudo, foram relatadas novas interações entre espécies de Anastrepha,

espécies botânicas e de parasitoides braconídeos coletados em alguns municípios brasileiros, bem

como confirmadas outras associações.

Este estudo também mostrou que a microscopia eletrônica de varredura (MEV) é uma

importante ferramenta para a descrição morfológica de ovos de 11 espécies de Anastrepha.

Revelou que existem semelhanças com outras espécies descritas anteriormente e que a

combinação das características exibidas por esses ovos, como a ornamentação do córion,

localização das aerópilas e da micrópila, presença ou ausência e variação de apêndice respiratório

são úteis como caracteres taxonômicos.

Com base na morfologia, foi possícel identificar as larvas de oito espécies de Anastrepha,

apesar da grande similaridade e sobreposição entre elas e outras espécies, cujas larvas foram

descritas previamente. Características como número de fileiras de espinhos dorsais e ventrais nos

segmentos, número de saliências orais, número de cerdas no espiráculo posterior, comprimento

do esqueleto céfalo-faríngeo e formato da mandíbula são caracteres taxonômicos que podem

auxiliar na identificação de espécies de importância quarentenária.

Com a técnica de PCR-RFLP, foi possível diferenciar sete espécies de Anastrepha

utilizando o fragmento 16S com as enzimas de restrição SspI, DraI e VspI. Todas as informações

morfológicas e moleculares sobre ovos, larvas e adultos obtidas neste estudo são úteis na

identificação de imaturos (ovos e larvas) de espécies de Anastrepha, para a elaboração de

estratégias de controle, política de defesa vegetal, além do esclarecimento sobre as relações

filogenéticas dentro dos diversos grupos de espécies de Anastrepha.

140

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Embrapá Amapá, Macapá, Amapá.

151

ANEXOS

(Comprovação das publicações e aceite)

Anexo 1. Comprovação da publicação da nota científica intitulada “Natural Host Plants and

Native Parasitoids Associated with Anastrepha pulchra and other Anastrepha Species (Diptera:

Tephritidae) in Central Amazon, Brazil”.

153

Anexo 2. Comprovação da publicação da nota científica intitulada “Host Plant of Anastrepha

pulchra (Diptera: Tephritidae) in Central Amazon, Brazil - Mistaken Identity Resolved”.

155

Anexo 3. Comprovação da publicação do manuscrito intitulado “Egg morphology of Anastrepha

spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus group using SEM”.

156

Anexo 4. Comprovação da publicação do manuscrito intitulado “Description of eggs of

Anastrepha spp. (Diptera: Tephritidae) in the spatulata group using Scanning Electron

Microscopy”.

157

Anexo 5. Comprovação do aceite do manuscrito intitulado “Description of Larvae of Anastrepha

spp. (Diptera: Tephritidae) in the fraterculus Group”.

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