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Universidade de São Paulo Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”

Centro de Energia Nuclear na Agricultura

A interface entre pequenos mamíferos silvestres e animais domésticos em área fragmentada do Alto Paranapanema, estado de

São Paulo, Brasil

Alice Soares de Oliveira

Dissertação apresentada para obtenção do título de Mestre em Ciências. Área de concentração: Ecologia Aplicada

Piracicaba 2011

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Alice Soares de Oliveira Médica Veterinária

A interface entre pequenos mamíferos silvestres e animais domésticos em área fragmentada do Alto Paranapanema, estado de São Paulo, Brasil

Orientadora: Profa. Dra. ELIANA REIKO MATUSHIMA

Dissertação apresentada para obtenção do título de Mestre em Ciências. Área de concentração: Ecologia Aplicada

Piracicaba 2011

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Dados Internacionais de Catalogação na Publicação

DIVISÃO DE BIBLIOTECA - ESALQ/USP

Oliveira, Alice Soares de A interface entre pequenos mamíferos silvestres e animais domésticos em área

fragmentada do Alto Paranapanema, estado de São Paulo, Brasil / Alice Soares de Oliveira. - - Piracicaba, 2011.

103 p. : il.

Dissertação (Mestrado) - - Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, 2011. Bibliografia.

1. Animais domésticos 2. Ecossistemas agrícolas 3. Mamíferos silvestres 4. Zoonoses I. Título

CDD 599.05 O48i

“Permitida a cópia total ou parcial deste documento, desde que citada a fonte – O autor”

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À familinha, com muito carinho.

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AGRADECIMENTOS

Eu agradeço a todas as pessoas que colaboraram de alguma forma para a realzação

deste trabalho.

Agradeço aos meus avós, Dico (in memorian), Rubens e Naura por serem tão

presentes em minha vida;

À você, vó Naura, meu anjo-da-guarda e inspiração de mulher, não há como mensurar

o quanto você me fortalece;

Agradeço aos meus tios Zé e Lúcia por sempre estarem ao meu lado, seja em um

simples almoço (que hoje recordo com saudades e vejo que não era tão “simples”

assim) ou nas conversas mais sérias;

Aos meus padrinhos, Reinaldo e Flávia, por serem nosso símbolo de união, pelo

imenso amor que sempre nos ofertaram;

Agradeço ao meu pai, meu amigo, meu amor... obrigada por ser quem eu sou, por você

ser minha essência. Agradeço por ter despertado em mim desde cedo a paixão pelos

animais;

À você, mãe, meu obrigado por ter você hoje, pelo imenso apoio nessa etapa da minha

vida e por ter seu coração aberto à mim;

À Marisa, minha amiga, um muito obrigado pela ajuda na juventude, no

amadurecimento como mulher;

À Cidinha, por todo o apoio que sempre me deu e me dá até hoje;

À minha irmã, Luísa, pelo amor incondicional, por sempre me aguentar (até mesmo

quando é “dedurada”);

Às minhas primas, Marília e Camila, pelo amor que sempre nos uniu;

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Aos meus cunhados João Paulo e Poliana, pelo prazer do convívio com vocês;

Aos meus amigos de “infância” e de uma vida inteira: Roberta, Tiago, Felipe Yatim,

Renata, Yuri, Fernanda, Marcelo, Adriano e Alessa – levarei vocês aonde estiver;

Às grandes amigas e amigo de faculdade por todo o carinho, risadas e ombro amigo:

Marcela, Carol, Érica, Bruna e Carlos;

À Thais Sanches e Ticiana Zwarg, minhas amigas e colegas de trabalho, o destino não

poderia ter sido mais generoso;

À Paula Sanches Martins, muito obrigada pela cortesia da foto que ilustra a capa dessa

dissertação. Obrigada por seus cuidados e toda a atenção dedicada;

Aos amigos da ESALQ e companheiros de “balde”: Adriana, Stefania, Bruno, Ricardo

(Hadija), Ana Paula e Cris. Saudades de vocês!

Às amigas Taís D. Reis, Cynthia e Carla Guehler pelas conversas, pela ajuda

profissional e pela amizade;

Ao professor Sílvio A. Vasconcellos, professora Solange M. Gennari e ao professor

Marcelo B. Labruna por manterem sempre as portas abertas dos seus laboratórios,

permitindo a realização deste trabalho;

Ao Instituto Pasteur de São Paulo, em especial à Karin Scheffer, por ter realizado o

exame sorológico para o vírus da Raiva;

À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo pelo auxílio financeiro;

À Zenaide e Gisele pelo auxílio nas provas sorológicas de leptospiras e pela eterna

paciência;

Aos amigos Iara, Herbert e Aline que ajudaram na realização deste trabalho. Obrigado a

todos do Laboratório de Doenças Parasitárias do VPS por tornarem as tardes de

trabalho mais felizes!

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Ao professor Luciano M. Verdade, obrigada pelo apoio e pelo carinho; pelas conversas

de incentivo e também pela ajuda no campo;

À professora Eliana R. Matushima, Matu, pela orientação que me foi dada desde o

início de minha graduação. Sempre me senti privilegiada por sua amizade, obrigada

pela confiança e pelo exemplo de caráter;

Aos animais que sempre me acompanharam: Pit Frit, Dalila, Tauá, Mel, Nyka, Assaí,

Kyra, Tinha, Canjica e Cafuné;

À Deus, pela vida maravilhosa que me presenteou;

Por fim, aos meus amores maiores, Sessé e Lucas: sem vocês dois, nada disso faria

sentido. OBRIGADA!

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Listen to the MUSTN’TS, child,

Listen to the DON’TS,

Listen to the SHOUDN’TS,

The IMPOSSIBLES,

The WONT´S,

Listen to the NEVER HAVES,

then listen close to me -

Anything can happen, child,

ANYTHING can be.

Shel Silverstein

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LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Mapa da área de estudo central (Fazenda Três Lagoas)...............................36

Figura 2 - Mapa contendo os pontos amostrais de captura dos pequenos mamíferos

silvestres (Fazenda Arca e Fazenda Três Lagoas).........................................................37

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LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

µL microlitro

µm micrômetro

CO2 dióxido de carbono

cm centímetro

g grama

IFI imunofluorescência indireta

L litro

m metro

M molar

MAT teste de aglutinação microscópica

mL mililitro

PBS phosphate buffered saline solution – solução salina fosfatada tamponada

pH potencial hidrogeniônico

SAM soroaglutinação microscópica

SFIMT microteste simplificado de inibição de focos fluorescentes

UI unidades internacionais

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SUMÁRIO

RESUMO...................................................................................................................17

ABSTRACT...............................................................................................................19

1 INTRODUÇÃO .......................................................................................................20

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA..................................................................................25

2.1 Agentes infecciosos ............................................................................................25

2.1.1 Leptospira spp..................................................................................................25

2.1.2 Toxoplasma gondii. ..........................................................................................26

2.1.3 Raiva. ...............................................................................................................27

2.1.4 Neospora caninum ...........................................................................................28

2.1.5 Rickettsia spp. ..................................................................................................29

2.2 Pequenos mamíferos silvestres ..........................................................................30

2.2.1 Ordem Rodentia. ..............................................................................................30

2.2.2 Ordem Didelphimorphia....................................................................................31

2.3 Abordagem sorológica.........................................................................................31

3 OBJETIVO .............................................................................................................33

4 MATERIAL E MÉTODOS ......................................................................................34

4.1 Área de estudo ....................................................................................................34

4.2 Captura e colheita de sangue dos animais domésticos ......................................37

4.3 Captura e colheita de sangue dos roedores e marsupiais silvestres...................37

4.4 Campanhas e destino do material biológico........................................................38

4.5 Entrevistas com a comunidade ...........................................................................38

4.6 Análise do material biológico...............................................................................41

4.6.1 Raiva. ...............................................................................................................41

4.6.2 Neospora caninum. ..........................................................................................42

4.6.3 Toxoplasma gondii. ..........................................................................................42

4.6.4 Leptospira spp..................................................................................................44

4.6.5 Rickettsia spp. ..................................................................................................45

5 RESULTADOS.......................................................................................................47

6 DISCUSSÃO ..........................................................................................................49

6.1 Raiva ...................................................................................................................49

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6.2 Toxoplasma gondii.............................................................................................. 51

6.3 Neospora caninum.............................................................................................. 54

6.4 Rickettsia spp. .................................................................................................... 56

6.5 Leptospira spp. ................................................................................................... 57

7 CONSIDERAÇÕES FINAIS...................................................................................61

REFERÊNCIAS.........................................................................................................63

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RESUMO

A interface entre pequenos mamíferos silvestres e animais domésticos em área fragmentada do Alto Paranapanema, estado de São Paulo, Brasil

A Fazenda Três Lagoas, localizada no município de Angatuba, região do Alto

Paranapanema (centro-sul do Estado de São Paulo), é uma área na qual houve introdução de espécies exóticas, como Eucalyptus sp e Brachiaria sp, que fragmentaram o habitat de cerrado original. Uma vez em que foi estabelecida atividade humana em um ambiente antes natural, houve expansão do contato entre humanos e animais domésticos com as populações de animais silvestres; sendo a influência destes fatores sobre o ecossistema local ainda pouco conhecido. O presente estudo teve como objetivo pesquisar a exposição de pequenos mamíferos silvestres e animais domésticos da região a agentes infecciosos e transmissores de zoonoses (Leptospira spp., Lyssavirus, Toxoplasma gondii, Neospora caninum e Rickettsia spp.). O levantamento dos patógenos nos animais silvestres revelou resultados sorológicos positivos para Leptospira spp. (5,5%, n= 73), Rickettsia spp. (7,9%, n=38) e Toxoplasma gondii (16,1%, n= 56). Em relação aos animais domésticos, foram encontrados 40% de cães (n=10) soropositivos para N. caninum, 20% de soropositivos para Leptospira spp. e T. gondii (n=10), e 23,27% dos cães (n=11) apresentaram títulos de anticorpos menores ou iguais a 0,5 UI/ml para Raiva. Os bovinos (n=42) apresentaram resultados sorológicos positivos para N. caninum (23,8%) e Leptospira spp. (40,5%). 47,6% do gado não havia sido vacinado ou a vacinação para o vírus rábico era desconhecida. Dos 22 bovinos conhecidamente vacinados para a Raiva, 36% foram pouco reagentes ao exame sorológico. Os resultados apresentados, além de contribuírem para a avaliação do status sanitário local, contribuem para o maior conhecimento da interface entre fauna doméstica e silvestre em agroecossistemas. Palavras-chave: Pequenos mamíferos silvestres; Zoonoses; Sorologia; Conservação

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ABSTRACT

The interface between wild small mammals and domestic animals of the fragmented area from High Paranapanema, Sao Paulo state, Brazil

Três lagoas farm, which is located in Angatuba municipality, in High

Paranapanema (southeast of São Paulo state) is an area where exotic species were introduced, such as Eucalyptus sp and Brachiaria sp, which fragmented the habitat in the original Cerradão (a tropical savanna ecoregion). Once the human activity has been established in a natural environment, the contact among human beings and domestic animals with wild animal populations has increased. Nevertheless, the influence of such factors on the ecosystem has not been clarified yet. The aim of the present study was to research the exposition between wild small mammals and domestic animals of this area against infecctious and transmitters of zoonoses agents (Leptospira spp., Toxoplasma gondii, Lyssavirus, Neospora caninum and Rickettsia spp.). The raising of pathogens in the wild animals revealed positive serological results for Leptospira spp. (5,5%, n= 73), Rickettsia spp. (7,9%, n=38) e Toxoplasma gondii (16,1%, n= 56). In relation to the domestic animals, were showed 40% of dogs (n=10) seropositives for N. caninum, 20% were seropositives for Leptospira spp. and T. gondii, and 23.7% of dogs presented antibody titers less than or equal to 0,5 UI/ml for Rabies. The cattle (n=42) had serologic results positives for N. caninum (23,8%) and for Leptospira spp. (40,5%). 47.6% of the cattle had not been vaccinated or vaccination for the rabies virus was unknown. Of the 22 cattle known to be vaccinated for rabies, 36% were less reactive to serologic test. These results presented, besides evaluating the local sanitary status, they can contribute to the greater understanding of the interface between domestic and wild fauna in agricultural ecosystems.

Keywords: Wild small mammals; Zoonosis; Serology; Conservation

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1 INTRODUÇÃO

A Fazenda Três Lagoas, área central do presente estudo, assim como muitas

fazendas do interior do estado de São Paulo, teve sua vegetação nativa alterada pelo

plantio de pastagens exóticas (Brachiaria sp) para a criação de gado de corte. Entre

agosto de 2006 e novembro de 2007, uma grande parte das pastagens foi convertida

em eucaliptais.

Atualmente, a fazenda apresenta� como área vegetacional o cerrado, sendo o

cerradão a fitofisionomia predominante. Há áreas de sucessão, com formação de

vegetação mais aberta e que constitui o cerrado sensu stricto. No entanto, as áreas de

pastagem que foram substituídas por plantação de eucaliptos representam a maior

totalidade da fazenda e são compostas por árvores esparsas distribuídas em uma

matriz de gramínea e eucalipto (ATHAYDE, 2010¹).1

É conhecido que a paisagem fragmentada não só reduz a vegetação nativa,

mas, entre outros fatores, pode agir sobre as comunidades� locais, alterando-as de

maneiras diversas (OLIFIERS; CERQUEIRA, 2006). Cullen et al. (2000) e Farhrig e

Merriam (1994), por exemplo, citam que aspectos associados à fragmentação do

habitat podem causar alterações na estrutura de populações e na distribuição de

espécies nos remanescentes de vegetação nativa, tais como as populações de

pequenos mamíferos.

Áreas fragmentadas e alteradas podem propiciar um maior contato entre a fauna

silvestre e a doméstica, criando uma condição favorável à transmissão de

microorganismos entre elas (WHITEMAN et al., 2008; WHITEMAN, 2007).

A população de microorganismos de um local é uma metapopulação, com cada

hospedeiro suportando uma subpopulação desta e sendo possível a dispersão dos

microorganismos entre elas. Essa população é mantida pela contínua colonização de

novos hospedeiros no lugar dos antigos hospedeiros infectados que morreram ou

tornaram-se imunes a novas infecções. Assim, a interação existente entre as espécies

de animais que coabitam um local determina o fluxo de microorganismos entre eles.

���������������������������������������� �������������������1 Informação fornecida pelo doutorando Eduardo A. Athayde através de mensagem eletrônica recebida em 02 de fevereiro de 2010.

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Quanto maior esse grau de interação, possivelmente maior será a troca de

microorganismos entre eles. (BEGON; TOWSEND; HARPER, 2006).

As doenças infecciosas induzidas por parasitos são naturais e constantemente

reportadas na vida da maioria dos animais e plantas. Animais de vida livre são

hospedeiros de uma vasta variedade de espécies parasitárias, incluindo vírus, bactérias

e nematódeos. Hoje é reconhecido que as formas parasitárias, assim como os

predadores, competidores e as endemias naturais, exercem uma grande influência na

biologia natural de seus hospedeiros (LYLES; DOBSON, 1993).

A manutenção da estabilidade da relação parasito-hospedeiro é importante para

as espécies animais hospedeiras a nível individual, em virtude da imunidade, e a nível

populacional, em prol da garantia da diversidade genética (DASZAK; CUNNINGHAM,

2000).

Porém a relação parasito-hospedeiro é facilmente rompida por alterações no

ambiente do hospedeiro (LYLES; DOBSON, 1993). O desequilíbrio gerado promove a

emergência de doenças infecciosas que podem afetar não somente a saúde dos

animais envolvidos, mas poderão interferir na saúde do ecossistema de um modo geral.

Os principais elementos causadores de mudança nos ecossistemas e sua

biodiversidade estão reconhecidamente ligados a alterações antrópicas impostas ao

ambiente natural e uma das formas mais severas de alteração de hábitat consiste em

sua fragmentação (WHITEMAN et al., 2008).

Segundo Gratz (1994) é através da proximidade entre homem, fauna silvestre e

fauna doméstica que os agentes infecciosos podem ser transferidos a eles diretamente

ou através de artrópodes vetores, tornando as populações da região susceptíveis as

doenças. Essa transmissão de patógenos pode ocorrer entre uma grande variedade de

hospedeiros e, do ponto de vista conservacionista, isto se torna preocupante para

populações pequenas e ameaçadas, visto que, para elas, surtos de doenças são mais

prováveis e deletérios (GRATZ, 1994).

Muitos fatores interagem e contribuem para o aparecimento das doenças

infecciosas em uma população, constituindo um grande risco tanto para animais de

cativeiro como para animais de vida livre, especialmente durante condições de captura,

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reintrodução e translocação ou em ecossistemas perturbados e fragmentados (KLEIN,

1993).

Muitas espécies de animais silvestres são reservatórios de patógenos que

interferem na saúde humana e na saúde animal, atuando, portanto, como “agentes-

chave” na obtenção da conservação global da biodiversidade. As populações

simpátricas de animais domésticos ou silvestres são acometidas por agentes

infecciosos advindos de populações de animais reservatórios a partir de uma mudança

na ecologia do hospedeiro, do patógeno ou de ambos (DASZAK; CUNNINGHAM,

2000).

Sendo os animais silvestres reservatórios de um grande número de organismos

infecciosos, além do conhecimento sobre a epidemiologia dos agentes, é essencial o

conhecimento sobre a ecologia e a distribuição geográfica das espécies silvestres e a

forma como a relação entre homem, animal doméstico e estes animais interferem na

transmissão e perpetuação das doenças (BARBOSA, 1985; GRATZ, 1994).

Este trabalho contempla a obtenção de um maior conhecimento a despeito de

algumas enfermidades ditas zoonoses, que são, de acordo com a Organização Mundial

da Saúde, “doenças ou infecções naturalmente transmissíveis entre animais

vertebrados e seres humanos”.

Considerando que os agentes etiológicos das zoonoses estão presentes tanto

em ecossistemas naturais como naqueles modificados pela ação humana e que eles

passam a ser, na atualidade, um dos maiores desafios para a saúde humana, faz-se

imprescindível a realização de estudos sobre essas doenças (VASCONCELLOS, 2010).

Além disso, a promoção da saúde humana deve estar embutida na constante

busca pela saúde do ecossistema, uma vez que os sistemas sociais humanos

apresentam tanto impactos locais quanto globais, predispondo a doenças e levando ao

esgotamento dos sistemas de suporte à vida (NIELSEN, 2001).

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2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 Agentes infecciosos

2.1.1 Leptospira spp.

A bactéria espiroqueta gram-negativa Leptospira possui três espécies: a L.

biflexa e L. (Turneria) parva, não-patogênicas, e a L. interrogans, patogênica,

causadora da leptospirose, que possui em torno de 200 sorovares de importância

epidemiológica, agrupados em 30 sorogrupos de acordo com suas características

antigênicas (LEIGHTON; KUIKEN, 2001).

As leptospiras são excretadas por meio da urina, contaminando solos, alimentos

e água. O contato da pele com solução de continuidade ou íntegra, porém amolecida

pela exposição prolongada com águas contaminadas, é uma importante via de entrada

no organismo, assim como a exposição de mucosas e conjuntivas, inalação de

gotículas ou aerossóis e a ingestão de alimentos contaminados (CORRÊA, 2007).

A leptospirose é uma doença de caráter zoonótico, acometendo animais

domésticos, silvestres e seres humanos. Bovinos, suínos, eqüinos e cães são as

espécies domésticas mais comumente envolvidas, sendo que espécies silvestres

podem agir como fonte de infecção para o homem e animais domésticos, sendo que o

inverso também ocorre. Toda espécie de mamífero é potencialmente um hospedeiro de

manutenção ou acidental para um ou mais sorovar da bactéria, principalmente os

roedores e pequenos marsupiais que podem ser carreadores cronicamente infectados

(LEIGHTON; KUIKEN, 2001; LINS; LOPES; MAROJA, 1986).

Os roedores são carreadores de Leptospira spp no mundo todo e são

importantes reservatórios desse agente tanto para humanos como para animais

domésticos (LEIGHTON; KUIKEN, 2001). Essa opinião é corroborada por Santa Rosa

et al. (1980), que consideram importantes agentes disseminadores desta bactéria

alguns cricetídeos silvestres que costumam freqüentar o ambiente peridomiciliar. Muitas

espécies de roedores silvestres podem servir como portadores de Leptospira spp e

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fonte de infecção para outros animais domésticos ou silvestres e também para o

homem (CLARK; OLFERT, 1986; LEIGHTON; KUIKEN, 2001).

2.1.2 Toxoplasma gondii

O Toxoplasma gondii, protozoário coccídeo intracelular obrigatório, o agente

causador da toxoplasmose, é considerado um dos parasitos mais freqüentes do ser

humano (DUBEY, 1993) e, talvez, dos animais homeotermos (APTL et al., 1973).

A toxoplasmose possui distribuição global, sendo considerada uma zoonose de

caráter geográfico cosmopolita (SILVA, 2007). A maioria das espécies de vertebrados é

susceptível à infecção, no entanto, é rara a manifestação da doença clínica (GARELL,

1999).

O T. gondii possui um ciclo de vida que alterna entre um hospedeiro

intermediário (mamíferos ou aves), definido como o hospedeiro dos estágios

assexuados, e um hospedeiro definitivo (felídeos), que alberga os estágios sexuados

(TENTER; JOHNSON, 1997).

A infecção de animais e seres humanos pode ocorrer através de transmissão

transplacentária, carnivorismo e ingestão de alimentos contaminados. A ingestão de

material fecal de felídeos contaminado com oocistos esporulados (somente os felídeos

são capazes de excretá-los) e a ingestão de cistos presentes em tecido muscular não

cozido são as formas mais comuns de transmissão do agente. Porém, transfusões

sanguíneas e transplantes de órgãos podem também causar a infecção (DUBEY, 1994,

1996).

O risco de infecção toxoplásmica é maior entre a população rural (RAWLINS;

PRABHAKAR, 1989; EXCLER et al., 1988), devido aos seus hábitos e ao contato

freqüente com as fontes de infecção, por exemplo, animais domésticos. Embora não se

saiba exatamente a intensidade do papel dos animais domésticos como fonte de

infecção para o ser humano, uma correlação entre a existência de títulos positivos para

T. gondii em soro de seres humanos e cães já foi relatada (ULÓN; MARDER, 1990).

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A elevada prevalência da toxoplasmose no homem e em outras espécies

animais, domésticas ou selvagens (SOGORB; JAMRA; GUIMARÃES, 1976), faz com

que se continue procurando outros hospedeiros definitivos ou intermediários e, de

maneira especial, entre aqueles animais que vivem em estreito contato com o homem.

2.1.3 Raiva

A Raiva é uma enfermidade infectocontagiosa que pode acometer os mamíferos,

causada por um vírus da família Rhabdoviridae, gênero Lyssavirus. Possui RNA de fita

simples, polaridade negativa, é linear e não-segmentado (KOTAIT, 2009a).

A infecção pelo vírus rábico compromete o Sistema Nervoso Central (SNC),

caracterizando-se por um quadro de encefalite aguda de alta letalidade e evolução

rápida (MEGID, 2007).

Animais infectados natural ou experimentalmente com o vírus da Raiva podem

sobreviver, com ou sem a presença de seqüelas neurológicas, ainda que a freqüência

de animais que sobrevivem seja bem menor do que aquela dos que evoluem para o

óbito (NIEZGODA et al., 1997).

Os principais reservatórios do vírus da Raiva são mamíferos das ordens

Carnivora e Chiroptera. Essa zoonose (antropozoonose) tem como hospedeiro,

reservatório e transmissor, o animal que, dependendo da situação, transmite a doença

aos humanos através da mordedura, arranhadura ou lambedura (KOTAIT, 2009a).

As espécies silvestres envolvidas na transmissão e manutenção do vírus da

Raiva variam conforme a região. Podem ser citados os cachorros do mato, macacos,

raposas, lobos, gambás, quatis, guaxinins, mangostas, dentre os mais importantes.

Esses animais são sempre considerados como de alto risco, pois são os reservatórios

do vírus, perpetuando-o, mesmo quando a Raiva urbana entre os animais de estimação

se encontra controlada (KOTAIT, 2009b).

A Raiva em bovinos tem sido um dos principais problemas dos países da

América Latina, especialmente, nas regiões onde está presente o morcego hematófago

(TADEI et al., 1991). Segundo os dados da Organização Panamericana da Saúde, no

ano de 2001 foram notificados 2470 casos de Raiva em bovinos, sendo que destes,

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2322 (94%) ocorreram na América Latina (ORGANIZACIÓN PANAMERICANA DE LA

SALUD, 2001).

No Brasil, a Raiva é endêmica em níveis diferenciados, sendo a região Nordeste

responsável pela maioria dos casos humanos registrados de 1986 a 1996 (61,5%) e, a

região Sudeste, registrando 11,2% dos casos no mesmo período de estudo. Cães e

gatos foram responsáveis por transmitir 77% dos casos humanos de Raiva, seguidos

pelos morcegos (11%). Outros animais domésticos e silvestres (raposas, sagüis, gato

selvagem, bovinos, suínos e caprinos) foram responsáveis por 5% dos casos relatados

(MEGID, 2007).

2.1.4 Neospora caninum

Neospora caninum é um protozoário coccídeo que, assim como o Toxoplasma

gondii, foi inicialmente relacionado a quadros neurológicos em cães (BJERKÄS, MOHN,

PRESTHUS, 1984). Porém, uma das características que diferenciaram essas duas

espécies parasitárias é a observação de paralisia em membros posteriores dos cães

durante a fase aguda, manifestação clínica não observada em animais com diagnóstico

confirmado de toxoplasmose (DUBEY; BARR; BARTA, 2002).

Há três formas infectantes do parasito: taquizoítos, bradizoítos contidos em cistos

teciduais e esporozoítos contidos em oocistos (DUBEY, 2003). O hospedeiro pode

infectar-se pela ingestão de oocistos ou de cistos teciduais, ou pela via transplacentária

(DUBEY, 2003; DUBEY; BARR; BARTA, 2002). O ciclo sexuado (oocistos contendo

esporozoítos) ocorre apenas no hospedeiro definitivo e no hospedeiro intermediário

ocorrem os estágios assexuados (taquizoítos e bradizoítos) (WOUDA, 2000).

Em relação à epidemiologia, sabe-se que cães e coiotes são os únicos

hospedeiros definitivos identificados até o momento, mas suspeita-se que outros

canídeos silvestres também possam servir como hospedeiros definitivos e eliminar

oocistos nas fezes (McALLISTER et al., 1998, 1999; GONDIM et al., 2004).

Já os hospedeiros intermediários de N. caninum identificados até o momento são

variados e, dentre eles, são citados os cães, bovinos, ovinos, caprinos, eqüinos,

búfalos, cervos, ratos silvestres (Rattus rattus, Rattus norvegicus), raposas (Vulpes

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vulpes) e até os seres humanos (ANDERSON et al., 2000; ALMERIA et al., 2002;

HUANG et al., 2004; RODRIGUES et al., 2004; LOBATO et al., 2006; TRANAS et al.,

1999; NAM; KANG; CHOI, 1998).

Embora a neosporose ocorra na forma sub-clínica, a doença clínica pode ocorrer

em infecções fetais ou congênitas com manifestações neurológicas como ataxia,

deficiência na propriocepção, paresia de membros posteriores e anteriores e

hidrocefalia (DUBEY, 1999).

Em fetos de alpacas (Vicugna pacos) e lhamas (Lhama glama) abortados o

parasito foi relacionado (CHAVEZ-VELASQUEZ et al., 2004), porém em animais

silvestres, de uma maneira geral, existem poucos relatos sobre a sintomatologia da

neosporose.

Estudos sorológicos realizados em diversas regiões e em diferentes espécies

animais sugerem a presença de N. caninum distribuída globalmente, assim como a

existência de um ciclo silvestre da neosporose (GONDIM, 2006).

A participação da fauna silvestre no ciclo de transmissão de N. caninum

determina o maior desafio para o controle da neosporose (GONDIM et al., 2004;

GONDIM, 2006).

2.1.5 Rickettsia spp.

O chamado grupo da febre maculosa (GFM) está composto por pouco mais de

20 espécies válidas, distribuídas em todos os continentes do mundo, exceto na

Antártida, e são responsáveis por causarem pelo menos nove doenças diferentes no

homem (YU; WALKER, 2003).

As bactérias do GFM são gram negativas, pequenas, intracelulares obrigatórias e

residem em glândulas salivares e ovários do artrópode hospedeiro (BILLINGS et al.,

1998). À exceção da Rickettsia akari, todas as demais bactérias do GFM são

transmitidas por carrapatos (ROUX et al., 1997; BEAT; RAOULT, 1998).

As riquétsias patogênicas reconhecidas e que pesquisamos foram: Rickettsia

rickettsii (Febre Maculosa das Montanhas Rochosas) e Rickettsia felis, já as

consideradas não patogênicas e ou de patogenicidade desconhecida e que foram

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contempladas neste estudo foram: Rickettsia amblyommii, Rickettsia parkeri, Rickettsia

rhipicephali e Rickettsia belli (ROUX et al., 1997; BEAT; RAOULT, 1998).

No entanto, as espécies consideradas não patogênicas podem apresentar um

papel fundamental na história natural de espécies patogênicas, pois uma vez que um

carrapato esteja infectado por uma espécie não patogênica ele se torna incapaz de se

infectar e transmitir uma espécie patogênica (BURGDORFER, 1988; MACALUSO et al.,

2002).

No Brasil, a doença causada por riquétsias transmitidas por carrapatos é

denominada de Febre Maculosa Brasileira (DIAS; MARTINS, 1939). Sua ocorrência é

reconhecida na região sudeste do país, com destaque para os estados de Minas Gerais

(GALVÃO, 1996) e São Paulo, particularmente a região paulista de Campinas

(MONTEIRO, 1932; LIMA et al., 1995).

2.2 Pequenos Mamíferos Silvestres

2.2.1 Ordem Rodentia

Dentre as espécies de roedores silvestres que ocorrem no Estado de São Paulo,

de acordo com Oliveira e Bonvicino (2006), estão pequenos roedores cricetídeos

(Akodon sp, Bibimys labiosus, Blarinomys breviceps, Brucepattersonius igniventris e B.

soricinus, Calomys expulsus e C. tener, Necromys lasiurus, Nectomys squamipes,

Oligoryzomys flavescens e O. nigripes, Oryzomys laticeps, O. megacephalus, O.

russatus e O. subflavus, Oxymycterus delator e O. judex, Rhagomys rufescens e

Rhipidomys mastacalis, alguns destes com ampla distribuição geográfica e que ocorrem

em vegetação alterada e preservada), preás e capivaras (Cavia porcellus e

Hydrochoerus hydrochoeris, respectivamente, sendo ambas associadas à água), pacas

(Cuniculus paca), cotias (Dasyprocta azarae, também associada a cursos d’água),

esquilos ou caxinguelês (Guerlinguetus ingrami), ouriços (Coendou prehensilis), ratos

de espinho (Kannabateomys amblyonyx, Phyllomys nigrispinu, Clyomys laticeps e

Euryzygomatomys spinosus), ratão do banhado (Myocastor coypus, introduzida do Rio

Grande do Sul), além de espécimes introduzidos, como os da família Muridae (com três

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espécies comensais, Mus musculus, Rattus rattus e Rattus norvegicus) do Velho Mundo

e de ocorrência registrada em todos os estados brasileiros.

O estudo abrangeu a captura de espécimes da família Cricetidae, a mais

diversificada do Brasil, com 117 espécies e 36 gêneros, todos agrupados em uma única

subfamília neotropical, a Sigmodontinae.

2.2.2 Ordem Didelphimorphia

A ordem Didelphimorphia compreende a grande maioria dos marsupiais

americanos viventes. Em relação à ocorrência na área de estudo e possibilidade de

captura, puderam ser amostrados espécimes do gênero Didelphis (D. albiventris e D.

aurita), espécimes do gênero Gracilinanus (guaiquica ou cuiquinha), gênero Lutreolina

(cuíca), Thylamys (catita) e Monodelphis (catita) (ROSSI; BIANCONI; PEDRO, 2006).

O gênero Gracilinanus foi o único amostrado neste trabalho. As espécies que

ocorrem no Sudeste brasileiro são consideradas quase ameaçadas pelo IUCN (2006).

G. microtarsus é uma espécie endêmica desta região brasileira e encontra-se

provavelmente ameaçada no estado de São Paulo (SÃO PAULO, 1998).

2.3 Abordagem sorológica

O método sorológico foi feito para a detecção de anticorpos séricos contra os

agentes infecciosos e permitiu detectar se houve ou não contato prévio com o agente.

Embora se utilizando testes diferentes, todos os exames sorológicos compreenderam a

detecção de anticorpos séricos, particularmente, as imunoglobulinas da classe IgG.

A IgG é a última imunoglobulina a ser excretada no processo inflamatório e,

sendo assim, em uma resposta imune primária (primo-infecção), primeiramente são

excretadas as IgM e, em seguida, as IgG. Já em uma resposta imune secundária, as

IgG são produzidas em maior quantidade pelas células B de memória, em detrimento

da produção de IgM pelos linfócitos B (FERREIRA2, 2010 - informação verbal).

���������������������������������������� �������������������²’³ Informações fornecidas pelo prof. Dr. Antonio Walter Ferreira na disciplina de Sorologia (BMI 5700), ministrada no Instituto de Medicina Tropical, Universidade de São Paulo, São Paulo.

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A distinção entre as classes de imunoglobulinas permite-nos definir o perfil

sorológico do indivíduo, que reflete sua situação clínica no momento da colheita da

amostra de soro.

A produção das IgG ocorre tanto na infecção pregressa ou crônica, quanto nas

infecções recentes “agudas” e “não agudas”. Ocorre que em infecções crônicas o título

de IgG geralmente é baixo e em infecções recentes o título de IgG é alto. Além disso, a

afinidade (chamada avidez) de anticorpos IgG pelos antígenos é alta em infecções

crônicas e usualmente baixa em infecções recentes (FERREIRA3, 2010 - informação

verbal).

É conhecido, no entanto, que o exame sorológico para o diagnóstico indireto do

agente confere maior confiabilidade quando há sintomatologia clínica associada, pois

permite demonstrar a fase da doença.

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3 OBJETIVO

Este estudo teve como objetivo pesquisar a exposição de pequenos mamíferos

silvestres (roedores e marsupiais) e de animais domésticos (cães e bovinos) de uma

mesma região a agentes infecciosos e transmissores de zoonoses (Leptospira spp.,

Toxoplasma gondii, Neospora caninum, Rickettsia spp., Lyssavirus), a partir de

amostras de soro obtidas destes animais.

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4 MATERIAL E MÉTODOS

4.1 Área de estudo

Este estudo fez parte do projeto temático intitulado “Mudanças socioambientais e

perspectivas para conservação no estado de São Paulo” sob coordenação do Professor

Luciano M. Verdade do Departamento de Ciências Biológicas da ESALQ/USP

(Processo FAPESP 2006/60954-4), desenvolvido na Fazenda Três Lagoas (23º22’0’’),

localizada no município de Angatuba, na bacia hidrográfica do Alto Paranapanema,

região centro-sul do estado de São Paulo.

A área total da fazenda é de 3.209,93 ha e é constituída por 2.223,9 ha de

plantações de eucaliptos (Ripasa S/A Celulose e Papel), e por fragmentos

remanescentes de cerrado e pastagens abandonadas que formam a Reserva Legal

(586,52 ha) e as Áreas de Preservação Permanente (269,23 ha) da fazenda (Figuras 1

e 2).

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Figura 1 - Área de estudo - Fazenda Três Lagoas

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Figura 2 - Pontos amostrais de captura dos pequenos mamíferos silvestres (Fazenda Arca e

Fazenda Três Lagoas)

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4.2 Captura e colheita de sangue dos animais domésticos

Aos proprietários dos animais domésticos foi entregue um questionário sobre o

aspecto sanitário dos seus animais e um termo de consentimento previamente à coleta.

Os bovinos foram contidos em troncos de contenção e a amostra de sangue foi

colhida da veia jugular. Os cães foram contidos com utilização de focinheira e deles

foram colhidas amostras da veia cefálica ou da veia safena.

O soro das amostras dos cães foi obtido através de centrifugação a 3000 RPM

por 10 minutos e encaminhado para a realização de exame sorológico para Leptospira

spp, Rickettsia spp, Toxoplasma gondii, Lyssavirus (Raiva) e Neospora caninum.

Em relação aos bovinos, o soro foi obtido da mesma forma, sendo encaminhado

para realização de exame sorológico para Leptospira spp, Toxoplasma gondii,

Neospora caninum e Lyssavirus (Raiva).

4.3 Captura e colheita de sangue dos roedores e marsupiais silvestres

A captura dos animais silvestres foi realizada através da utilização de armadilhas

do tipo pitfall-traps (armadilhas de interceptação e queda), instaladas em diferentes

pontos da fazenda, mas principalmente, nas bordas dos fragmentos de habitat, pela

maior possibilidade de contato nesses locais entre a fauna silvestre e a exótica

(CECHIN; MARTINS, 2000; LYRA JORGE; PIVELLO, 2001).

No total foram instaladas 30 armadilhas (chamados de 30 pontos), sendo que

cada armadilha foi distribuída no formato da letra “Y” e era constituída por quatro baldes

plásticos de 100L (três em suas extremidades e um no centro), enterrados e

interligados por uma cerca-guia de tela plástica de aproximadamente 100 cm de altura

(para facilitar a visualização da armadilha). Em cada extremidade da armadinha havia

um balde, chamados de balde direito, esquerdo e principal, distantes em 15 m do balde

central. A cerca-guia foi enterrada 10 cm no solo, passando pelo interior dos baldes,

sendo mantida em posição vertical por estacas de madeira fixadas por grampos

metálicos. Os baldes possuíam orifícios para a drenagem da água pluvial e no interior

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de cada um deles havia um pequeno recipiente com água e uma pequena placa de

isopor para evitar, respectivamente, desidratação e afogamento dos animais capturados

(MARTIN, 2010).

Nos intervalos entre as campanhas cada balde foi fechado com uma tampa

apropriada para que nenhum animal fosse capturado inoportunamente.

Somente em uma campanha, realizada no mês de junho de 2010, houve a

instalação de 50 armadilhas do tipo Tomahawk, sendo divididas e igualmente dispostas

no ambiente peridomiciliar das Fazendas Três Lagoas, Arca, Caçador e Cavalinho.

Os animais foram identificados através do implante de microchip no tecido

subcutâneo, numerados individualmente. A marcação para a realização do exame

sorológico era segundo a data da campanha e a localização do animal na armadilha

(p.ex. ponto 11, balde central, campanha do mês de março de 2010).

O anestésico utilizado foi o éter etílico, uma vez que o uso de outros anestésicos

poderia comprometer a pressão arterial do animal, dificultando a colheita de sangue

através da punção do seio venoso retro-orbital (TABORDA; MEHNERT; SILVA, 2004).

Com auxílio de pipetas microcapilares as amostras de sangue foram colhidas e

armazenadas em tubos Falcon ou tubos eppendorffs estéreis, sendo posteriormente

refrigeradas.

Das amostras de sangue dos roedores foi separado o soro e realizado exame

sorológico para Leptospira spp, Rickettsia spp e Toxoplasma gondii. Para os

marsupiais, foi realizada sorologia para Leptospira spp e Toxoplasma gondii. Devido ao

pequeno porte destas espécies, e considerando-se que o máximo a ser colhido de

sangue é equivalente a 6% do peso vivo do animal (TABORDA; MEHNERT; SILVA,

2004), foi preconizada a pesquisa sorológica destes agentes infecciosos em função da

maior importância dos animais como reservatórios destes agentes.

4.4 Campanhas e destino do material biológico

Foram realizadas oito campanhas para a captura dos animais silvestres, com

esforço amostral de um dia e meio em cada uma, compreendidas de dezembro de 2009

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a junho de 2010. Foram capturados 66 roedores silvestres (19 Calomys tener, 11

Oligoryzomys flavescens, 16 Oligoryzomys nigripes, 11 Akodon aff montensis, sete

Necromys lasiurus, um Oxymicterus sp, um Mus sp) e sete marsupiais (Gracilinanus

microtarsus).

As campanhas para a colheita de sangue dos cães foram três, em dezembro de

2009, fevereiro e junho de 2010. Para os bovinos, foram duas campanhas: em fevereiro

e junho de 2010.

Foram amostrados 13 cães e 42 bovinos, sendo que, em relação aos cães, a

maioria dos animais foi amostrada no mínimo em duas campanhas, no intuito de

fornecer maiores informações a respeito do título de anticorpos séricos do animal (se

ele manteve-se constante, se houve diminuição, aumento ou surgimento de anticorpos,

podendo indicar uma reagudização ou cronicidade da exposição ao agente infeccioso).

As amostras foram obtidas assepticamente por venopunção da cefálica (cães) ou

jugular (bovinos). Os soros obtidos após a retração do coágulo foram estocados a -20ºC

até o momento das análises.

Tanto para os animais domésticos como para os silvestres, os exames para

Leptospira spp foram realizados no Laboratório de Zoonoses Bacterianas do

VPS/FMVZ/USP, exames sorológicos para Rickettsia spp, Toxoplasma gondii e

Neospora caninum no Laboratório de Doenças Parasitárias do VPS/FMVZ/USP. O

exame sorológico para Raiva foi realizado no Instituto Pasteur.

4.5 Entrevistas com a comunidade

Na ocasião da colheita de sangue, aplicou-se um questionário sanitário com o

intuito de verificar possíveis fatores de risco e o histórico de cada animal.

Para o manejo dos animais domésticos foram contempladas cinco propriedades,

a Fazenda Três Lagoas (a área central deste estudo) e seus arredores, a Fazenda

Arca, a Fazenda Caçador e a Fazenda Cavalinho, participando da entrevista o

administrador ou o proprietário de cada uma delas.

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Todos os cães foram vacinados somente quando filhotes com a vacina

polivalente (V10 ou V8), porém os cães 8 (Nico), 12 (Cacau) e 13 (Mel), na época da

colheita, apresentaram idade entre cinco meses a um ano e, sendo a vacinação

realizada até os três meses de idade, esta se encontrava ainda recente. Todos os cães

também são vacinados apenas contra a Raiva, sendo que a vacinação, com exceção

da Fazenda Caçador, estava atualizada e era fornecida anualmente por campanha

profilática da prefeitura de Angatuba.

Na Fazenda Caçador, a vacinação anti-rábica do único cão estava desatualizada

e havia sido realizada apenas uma vez no animal por uma pessoa conhecida do

proprietário, porém a procedência dessa, assim como da vacina polivalente, não foi

lembrada.

Em relação à vacinação do gado, os entrevistados afirmaram que realizavam a

vacinação contra brucelose, febre aftosa e Raiva conforme orientação veterinária.

Apenas a Fazenda Caçador não apresentou informações evidentes a respeito.

Quando questionados quanto à freqüência de óbitos nos animais, todos os

administradores negaram óbitos recentes. Porém, um bovino pertencente à Fazenda

Caçador estava intensamente prostrado, permanecendo somente em decúbito e

apresentando caquexia há semanas. O proprietário relatou que o animal estava

anêmico e realizava a terapêutica sem acompanhamento veterinário. Um cão

pertencente à Fazenda Três Lagoas apresentava-se apático. Os dois animais vieram a

óbito durante o período de estudo.

Em relação à caça praticada pelos cães, todos os entrevistados afirmaram que

os animais caçavam isoladamente ou em grupos (quando havia mais de um cão na

propriedade) com freqüência diária ou semanalmente (somente um entrevistado

declarou que seus cães caçavam esporadicamente). O hábito de caça envolvia a

captura de pequenos e médios mamíferos silvestres, tais como: roedores, lebres e

tatus, indicando contato entre a fauna doméstica e a silvestre.

Whiteman et al. (2008) relataram que de 35 famílias entrevistadas em área de

proteção ambiental (APA do Lago de Tucuruí, Pará, Brasil), 19 (54%) afirmaram que

seus cães caçavam (sozinhos ou acompanhados pelo dono) com freqüência. Os

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animais com maior ocorrência de predação foram as iraras seguida dos pequenos

felinos.

É conhecido que fragmentos florestais tendem a ter populações de animais

silvestres isoladas e pequenas. Aliado a esse fato, os animais nos fragmentos de mata

se tornam mais acessíveis a predadores que em florestas contínuas (CULLEN Jr.;

BODMER; PÁDUA, 2000). Portanto, em áreas antropicamente modificadas, o impacto

da caça seria maior.

4.6 Análise do material biológico

4.6.1 Raiva

Os soros foram inativados, em banho-maria, a 56ºC por 30 minutos. Foram

realizadas seis diluições seriadas de cada soro, na razão 2, começando de 1:5,

colocando-se 25µL de soro no primeiro orifício e adicionando-se 50µL de Meio

Essencial Mínimo de Eagle (MEM), com sais de Earle, suplementado com 10% de soro

fetal bovino inativado. Depois de terminada a diluição, foi adicionado 50µL de vírus

cepa CVS (Challenge Standard Virus), diluído previamente em banho de gelo, e as

placas foram incubadas em estufa com CO2 a 37ºC por 1h30min. Após a incubação foi

adicionado 50µL de células BHK-21 na concentração de 2,5X104 células/mL. As

microplacas foram novamente incubadas a 37ºC em atmosfera contendo 5% de CO2

por 20 horas. As células foram fixadas, em banho de gelo, utilizando acetona 80%

gelada (SMITH et al., 1996; CHAVES et al., 2006). A reação foi revelada com adição de

conjugado antivírus da Raiva produzido pelo Instituto Pasteur (CAPORALE et al., 2009).

A leitura foi realizada em microscópio de fluorescência invertido LEICA DMIL com

aumento de 200X.

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4.6.2 Neospora caninum

Os soros de cães e bovinos foram submetidos à reação de imunofluorescência

indireta, segundo Dubey et al. (1988). Os soros de cães e bovinos foram diluídos a 1:50

em PBS pH 7,2 e 20µL de cada soro diluído foram depositados nas lâminas já

sensibilizadas, as quais foram então incubadas a 37ºC por 30 minutos em câmara

úmida. Em seguida, foram feitas três lavagens de cinco minutos cada com solução

tampão carbonatada pH 9,0 e adicionado o conjugado IgG de coelho anti-IgG bovina e

IgG de coelho anti-IgG canina, diluídos a 1:3000 e 1:400, respectivamente, em solução

de PBS pH 7,2 contendo azul de Evans a 0, 001%. As lâminas foram incubadas

novamente a 37ºC por 30 minutos e depois submetidas novamente às três lavagens já

citadas. Após a secagem à temperatura ambiente sob proteção da luz, a montagem das

lâminas foi realizada com glicerina tamponada pH 8,0 e lamínula.

. A leitura da lâmina foi realizada em microscópio epifluorescente e com aumento

de 400X. Foram considerados positivos os soros com títulos � 50.

4.6.3 Toxoplasma gondii

Os soros dos animais silvestres foram examinados segundo o Teste de

Aglutinação Modificado (MAT) (DUBEY; DESMONTS, 1987). A diluição dos soros foi

realizada em microplaca (96 poços) em solução salina tamponada, pH 7,2 (NaCl 0,

146M; NaH2PO4 0,0026M; Na2HPO4 0,008M), filtrada em membrana de 0,45µm de

porosidade.

Posteriormente, 150µL de antígeno-estoque (taquizoítos inteiros fixados em

formalina) foram diluídos em 2,5 ml de solução alcalina tamponada, pH 8,95 (NaCl

0,12M; 0,12 H3BO3 0,05M; NaN3 0,03m; albumina sérica bovina para uma solução de

uso a 0,4%), 35µL de mercaptoetanol 0,2 M e 50µL de Azul de Evans 0,2%. Essa

mistura foi homogeneizada e distribuída imediatamente em uma microplaca (96 poços)

com fundo em “U”, resultando em 25µL de reagentes por poço. Os soros diluídos foram

transferidos para essa microplaca e misturados aos reagentes (v/v). A placa era selada

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com plástico adesivo para evitar evaporação e incubada durante a noite em estufa a

37�C.

A formação de um botão de contorno definido na base do poço da placa era

anotada como resultado negativo: um carpete completo ou um véu de contorno pouco

definido era anotado como positivo (DESMONTS; REMINGTON, 1980).

Os animais com títulos maiores ou iguais a 25 foram considerados positivos

(SILVA et al., 2002). Inicialmente, para a triagem foram efetuadas diluições seriadas de

1:25 a 1:200. Em todas as reações foram adotados controles positivo e negativo,

previamente conhecidos, e controle do antígeno.

Em relação aos animais domésticos, o teste preconizado foi a reação de

Imunofluorescência Indireta (IFI), realizado segundo o protocolo de Camargo (1974).

Primeiramente, tanto os soros de cães quanto os de bovinos foram diluídos em PBS pH

7,2. O ponto de corte estabelecido para a espécie canina foi 1:16 e para a espécie

bovina foi 1:64. Em seguida, 20µL dos soros diluídos foram depositados nos

respectivos poços de uma lâmina já sensibilizada com antígeno de T. gondii, sendo a

lâmina logo após incubada em estufa a 37ºC por 30 minutos em câmara úmida.

Procedeu-se então a lavagem das lâminas com a mesma solução tampão já citada,

durante 10 minutos, por três vezes.

Após a secagem das lâminas à temperatura ambiente, foram adicionados nos

poços 20µL de uma solução contendo conjugado específico para cada espécie: IgG de

coelho anti-IgG bovina SIGMA F-7887 e IgG de coelho anti-IgG canina SIGMA F-7884

ambos marcados com isotiocianato de fluoresceína e diluídos a 1:3000 e a 1:400,

respectivamente, em PBS pH 7,2 contendo azul de Evans a 0,001%. As lâminas foram

novamente incubadas a 37ºC durante 30 minutos em câmara úmida, submetidas às três

lavagens e secas à temperatura ambiente sob proteção da luz. Em seguida foi feita a

montagem da lâmina com glicerina tamponada pH 8,0 e lamínula.

Soros controle positivo e negativo de bovinos e caninos para T. gondii foram

submetidos aos mesmos procedimentos descritos acima e adicionados em cada lâmina.

A leitura foi feita em microscópio de epifluorescente (Olympus® BX60-FLA), com

aumento de 400X, sendo considerados positivos os poços que apresentavam

taquizoítos com fluorescência periférica total e homogênea, enquanto os poços que

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apresentavam taquizoítos com fluorescência parcial ou apical foram considerados

negativos (PARÉ; HIETALA; THURMOND, 1995).

Os soros de cães positivos na diluição 1:16 e os soros de bovinos positivos na

diluição 1:64 foram diluídos sucessivamente na base 2 e submetidos à RIFI, conforme

protocolo já descrito, para a titulação. O título da amostra foi o denominador da maior

diluição observada como positiva.

4.6.4 Leptospira spp.

O diagnóstico de leptospirose foi efetuado segundo a microtécnica de

soroaglutinação microscópica (GALTON et al., 1965), teste com uma coleção de

antígenos vivos que incluíram 25 variantes sorológicas de leptospiras patogênicas e

duas de leptospiras saprófitas.

Os soros foram triados na diluição de 1:100 e os positivos foram titulados através

do exame de uma série de diluições geométricas de razão dois. O título do soro foi a

recíproca de maior diluição que apresentou em torno de 50% de leptospiras aglutinadas

em campo microscópico. O teste de microaglutinação em placa apresenta uma

especificidade próxima a 100% e uma sensibilidade de 80% (VASCONCELOS et al.,

1990).

As amostras de soro sanguíneo e sangue total eluídos e soro sanguíneo fresco

tiveram seus títulos de anticorpos aglutinantes para Leptospira interrogans definidos

através da microtécnica de soroaglutinação microscópica (GALTON et al., 1965).

Inicialmente, cada amostra de soro diluída a razão de 1:50, ou seja, 0,1 mililitro

de soro em 4,9 mililitros de solução salina tamponada. Em seguida, as alíquotas de

50µL de cada amostra de soro diluído foram pipetadas para as placas de poliestireno

contendo 96 escavações, onde foram realizadas as diluições seriadas das alíquotas

numa série geométrica de razão dois, a partir da diluição 1:50, num total de oito

diluições.

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O procedimento acima descrito foi repetido com as amostras de soro sanguíneo

e sangue total eluídos, considerando-se que as amostras já se apresentavam diluídas

na proporção 1:50, o que se procedeu quando da diluição das mesmas.

Foram adicionadas em seguida, para cada diluição das amostras, 50µL do

antígeno (leptospiras com quatro a oito dias de cultivo em meio líquido de EMJH),

resultando em diluições de 1:100 até 1:12800 por amostra.

Após ligeira agitação, as placas foram incubadas a 28�C por três horas, sendo

efetuadas as leituras em microscópio de campo escuro diretamente nas placas.

Considerou-se positivo o teste que apresentou 50% ou mais de aglutinação, ou seja,

metade ou mais das leptospiras aglutinadas por campo microscópico em aumento de

100X. O ponto final de uma reação de soroaglutinação positiva é considerado a maior

diluição do soro que apresente aglutinação.

4.6.5 Rickettsia spp.

Os soros de cães e de roedores silvestres foram submetidos à reação de

imunofluorescência indireta (GALVÃO, 1996). Uma alíquota de soro foi diluída em PBS

(solução fosfato tamponada) e a seguir depositada sobre a lâmina contendo o antígeno

de riquétsia. Após incubação em estufa (37�C, 30 minutos) a lâmina foi lavada com

PBS, seguido de água destilada, ficando em repouso até sua secagem total. A cada

lâmina, foi adicionado o conjugado específico, sendo IgG de coelho anti-IgG canina

SIGMA F-7884 na diluição de 1:400 (cães) e IgG de ovelha anti-IgG de camundongo

SIGMA F-6257 na diluição de 1:300 (roedores silvestres). Seguiu-se uma nova

incubação e lavagem, com a secagem feita em câmara escura (WALKER et al., 1992).

A leitura da lâmina foi realizada em microscópio de imunofluorescência epifluorescente,

aumento de 40X. Foram considerados positivos os soros com títulos � 64.

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5 RESULTADOS

Os títulos de anticorpos obtidos para cada patógeno encontram-se descritos em

anexo no presente trabalho.

Dentre os animais silvestres amostrados, foram soropositivos para Leptospira

spp. quatro de 73 animais (5,5%), sendo encontrado o grupo sorológico Autumnalis,

sorovar Butembo. Três de 38 animais foram soropositivos para Rickettsia spp. (7,9%),

sendo encontrados anticorpos para R. amblyommii, R. rhipicephali e R. rickettsiii. Para

Toxoplasma gondii foram nove de 56 animais (16,1%).

Os cães domésticos apresentaram sorologia positiva para Raiva (nove animais

de um total de 11), sendo que todos haviam sido vacinados. Um dos cães (identificado

como 1) apresentou título baixo, porém mensurável, e outros dois apresentaram títulos

<0,02 indicando a não vacinação do animal e ou a baixa resposta imunológica frente à

vacinação.

Dos 10 cães amostrados para Neospora caninum, quatro apresentaram-se

soropositivos (40%). Dois animais apresentaram sorologia positiva para Leptospira spp.

(20%), sendo anticorpos contra os sorovares Autumnalis, Butembo, Grippotyphosa,

Copenhageni, Pomona e Canicola encontrados. Dois animais dos 10 cães amostrados

apresentaram-se soropositivos para T. gondii (20%) e não houve sorologia positiva para

Rickettsia spp.

Todos os 42 animais da espécie bovina foram amostrados para Raiva, Neospora

caninum, Toxoplasma gondii e Leptospira spp. Para a Raiva, 21 bovinos apresentaram

sorologia positiva, porém, destes animais, seis apresentaram título de anticorpos baixo

(<0,5). 21 bovinos (50%) não apresentaram títulos detectáveis de anticorpos, sendo

eles desprovidos de vacinação anti-rábica. Para N. caninum, 10 animais apresentaram-

se soropositivos (23,8%), com títulos variando entre 200 a 1600.

17 bovinos apresentaram anticorpos anti-Leptospira spp. (40,5%), sendo

encontrados os sorovares Pomona, Pyrogenes, Hardjoprajitno, Wolffi, Gryppotyphosa,

Copenhageni, Australis, Hebdomadis, Icterohaemorrhagiae, Autumnalis, Bratislava,

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Castellonis, Hardjobovis. O grupo sorológico mais freqüente foi Sejroe, variantes

sorológicas Hardjo e Wolfii.

Nenhum dos bovinos amostrados apresentou sorologia positiva para T. gondii.

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6 DISCUSSÃO

6.1 Raiva

Dos 22 bovinos conhecidamente vacinados contra a Raiva (provenientes da

Fazenda Cavalinho e Três Lagoas), oito animais apresentaram títulos de anticorpos

menores ou iguais a 0,5 Unidades Internacionais por mL (UI/mL). Em função de o título

ser baixo, esses indivíduos não são considerados imunizados pela vacinação, sendo

susceptíveis à infecção pelo vírus rábico.

O gado amostrado na Fazenda Caçador e na Fazenda Arca não havia sido

vacinado ou a vacinação era desconhecida. Sendo assim, todos os animais

apresentaram títulos de anticorpos baixos (em geral, título <0,02) e provavelmente

decorrentes de reações inespecíficas da metodologia empregada. À exceção de um

bovino (identificado como número 13) que apresentou título igual a 3,27. Esse animal,

originário da Fazenda Caçador, ou havia sido realmente vacinado (o que não é prática

comum do local) ou, refazendo-se o teste de uma nova amostra de soro, o título em

questão talvez não se repetiria.

Atualmente no Brasil a profilaxia anti-rábica em bovinos é baseada no uso de

preparações vacinais, de acordo com o Programa Brasileiro de Controle da Raiva dos

Herbívoros estabelecido pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. No

Estado de São Paulo, devido a um grande surto de Raiva ocorrido entre 1999 e 2001,

foi criado um Programa Estadual para Controle da Raiva em Herbívoros, que delimitou

as áreas de risco e impôs a vacinação obrigatória nestes locais a partir de novembro de

2001. A aplicação da vacina é anual e realizada em todo o rebanho,

independentemente da idade do animal.

Como não é obrigatória de fato, o que se observa é que muitas pequenas

propriedades rurais não realizam ainda o esquema vacinal, entretanto a população deve

estar atenta a possíveis quadros neurológicos que os animais possam desenvolver e às

mordeduras pelo morcego hematófago.

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Em um estudo realizado no Sul do Brasil, de um total de 305 bovinos com sinais

clínicos de neuropatias, 49,3% apresentaram resultados positivos para a Raiva

(SANCHES et al., 2000).

Já em relação aos cães domésticos, o estudo revelou que três animais (de 11

amostrados) não apresentaram título de anticorpos recomendado pela Organização

Mundial da Saúde, ou seja, títulos iguais ou maiores que 0,50 UI/mL (DEEM et al.,

2004). Essa recomendação, como já citado, visa avaliar a resposta dos animais ou

pessoas à vacinação e, sendo assim, como o animal de identificação 1 apresentava sua

vacinação anti-rábica desatualizada, era esperado que o título de anticorpos encontrado

fosse baixo. O animal 12, no momento da primeira colheita de sangue, havia sido

recém-adquirido pelo proprietário e provavelmente não havia sido vacinado (a época da

campanha vacinal pela prefeitura ainda não tinha chego), sendo seu soro pouco

reagente. Já o animal 8 havia sido vacinado e provavelmente não apresentou resposta

adequada à vacinação, sendo necessário realizar uma dose de reforço.

Em cães amostrados nas residências de populações ribeirinhas no estado do

Pará, Whiteman (2008) não observou a presença de anticorpos para o vírus da Raiva

em 93 indivíduos amostrados, evidenciando a susceptibilidade local da exposição ao

vírus rábico pela população canina.

A ocorrência ou risco de transmissão da Raiva veiculada pelos cães é bem

relatada na região Sudeste do Brasil, principalmente no estado de São Paulo, em

ambientes urbanos (SALLUM; ALMEIDA; MASSAD, 2000; PASSOS et al., 1998).

A existência de anticorpos neutralizantes contra o vírus da Raiva em animais

sadios já foi relatada em diversas espécies de carnívoros selvagens provenientes de

diferentes regiões do mundo (JORGE, 2008).

No Brasil, Almeida et al. (2001) descreveram a ocorrência de sorologia positiva

para o vírus rábico em 32 dos 246 marsupiais amostrados (13%). Houve também uma

alta prevalência nos primatas (18%), já nos roedores e demais ordens (Edentata e

Carnivora) a prevalência foi baixa. Os animais amostrados neste estudo foram

provenientes de vida livre do município de São Paulo ou oriundos do tráfico (nativos ou

apenas residentes do município), sugerindo a circulação do vírus da Raiva nestas

espécies.

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Tendo em vista que a susceptibilidade da espécie silvestre à infecção pelo vírus

da Raiva varia e que não há relatos da ocorrência para a grande maioria dos roedores

silvestres, particularmente, para a família Cricetidae, há necessidade da realização

deste estudo para tais espécies.

6.2 Toxoplasma gondii

Dos 56 animais silvestres amostrados, nove animais ou 6,2% apresentaram

anticorpos séricos para o protozoário Toxoplasma gondii. Destes, cinco apresentaram

como título o ponto de corte, ou seja, 25, podendo se tratar de reações inespecíficas

inerentes ao teste. Um animal pertencente à espécie Calomys tener apresentou titulo de

anticorpos igual a 50, sendo que o restante (três indivíduos) apresentou título de 100

(um Oligoryzomys flavescens, um Mus sp e uma cuíca, Gracilinanus microtarsus). O

nível baixo de anticorpos IgG detectados provavelmente deve-se a uma infecção

toxoplásmica crônica.

Em estudo realizado em um atol chamado Namoluk, pertencente às Ilhas

Caroline (território norte-americano no Oceano Pacífico), Wallace, Marshall e Marshall

(1972) descreveram a ocorrência de anticorpos séricos para T. gondii em roedores

silvestres (gênero Rattus), sendo que o teste aplicado foi o de Sabin-feldman e o ponto

de corte foi 1:8. Dos 658 animais amostrados, foram 50 roedores positivos (7,6%),

sendo que a maioria apresentou títulos variando entre 512 a 1024 (36%), 4%

apresentaram títulos entre 8 a 16, 32% apresentaram títulos entre 32 a 64 e 22% dos

animais positivos apresentaram títulos entre 128 a 256.

No Brasil, município de Manaus, estado do Amazonas, Ferraroni e Marzochi

(1980) realizaram o teste de hemaglutinação indireta em 18 roedores silvestres

(Proechimys sp) e encontraram anticorpos séricos para T. gondii em 11 indivíduos

(61,11%), sendo o ponto de corte a titulação igual ou maior a 1:16. Nos 33 marsupiais

estudados (Didelphis marsupialis e Marmosa sp) a positividade foi ainda maior: 21

animais positivos, ou seja, a prevalência foi de 63,64%.

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No município de São Paulo, Sogorb et al. (1972) relataram a ocorrência de

sorologia positiva para o patógeno (através da reação de Sabin-Feldman) no único

camundongo cinzento amostrado (Mus musculus), cujo título de anticorpos havia sido

bastante elevado, 1:16384, caracterizando uma infecção recente. Também relataram a

ocorrência em 100% dos sete gambás amostrados (Didelphis azarae).

Sogorb, Jamra e Guimarães (1977) realizaram a reação de Sabin-Feldman em

oito ratos cinzentos (Rattus norvegicus) e quatro ratos pretos (Rattus rattus),

provenientes de ambiente peridomiciliar paulista, encontrando sorologia positiva em

dois ratos cinzentos, porém com títulos baixos.

Utilizando o teste modificado de aglutinação (MAT), Yai et al. (2003)

descreveram a presença de anticorpos anti- T. gondii em 82 gambás (20,7%) de 396

gambás (ponto de corte� 1:25), cuja positividade foi maior no título de 1:50 (26

animais), seguido de 1:25 (24 animais) e 1:100 (18 animais).

A alta positividade observada em gambás deve-se em grande parte ao hábito de

carnivorismo, pois a toxoplasmose pode ser transmitida pela ingestão dos cistos na

carne de animais infectados, como pequenos mamíferos e aves. Porém, Silva (2007),

em sorologia realizada em amostras de animais que foram encaminhados à Divisão de

Medicina Veterinária e Manejo da Fauna Silvestre (DEPAVE-3), observou somente em

9,5% (13) dos 136 gambás de orelhas pretas e brancas (D. aurita e D. albiventris)

anticorpos séricos contra o agente. Já roedores de hábitos aquáticos apresentaram

maior positividade (61,1% ou 11/18 animais).

Whiteman (2007) verificou a ocorrência de cinco marsupiais (Didelphis

marsupialis e Philander opossum) soropositivos para T. gondii de 34 animais

amostrados e 75 cães soropositivos de 92 animais amostrados em comunidades

ribeirinhas do estado do Pará.

No presente estudo, a sorologia realizada nos cães apresentou resultado positivo

para dois dos 12 cães amostrados, sendo que o título de anticorpos para o animal

identificado como 7 foi diferente nas duas amostras colhidas: no primeiro mês de

colheita o título foi de 64 e, após quatro meses, o título aumentou, passando a ser 256;

caracterizando uma infecção recente, porém não aguda. Como esse animal, no período

da colheita, havia sido adquirido há pouco tempo, a infecção toxoplásmica pode ter se

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originado de outro ambiente. Já o segundo animal apresentou-se positivo somente na

segunda colheita e o título de anticorpos foi baixo (16).

São freqüentes os relatos de cães soropositivos para T. gondii, parecendo ser

essa espécie bastante susceptível a infecção pelo agente, sendo considerados animais

sentinelas da contaminação ambiental causada por esse parasito (AZEVEDO et al.,

2005). Na cidade de Campina Grande, estado da Paraíba, de 286 cães amostrados,

129 apresentaram anticorpos contra o parasito (prevalência de 45,1%), utilizando-se IFI.

31% dos animais foram soropositivos no título de 64 (ponto de corte� 16) (AZEVEDO et

al., 2005). No mesmo estudo e corroborado por Garcia et al. (1999), o contato com

roedores no peridomícilio não influenciou na ocorrência de animais soropositivos.

Em Manaus, Amazonas, de 19 cães amostrados para T. gondii, 13 foram

soropositivos, representando uma prevalência de soropositividade de 68,48%. Neste

trabalho foi utilizada a reação de hemaglutinação indireta (RHAI) e ponto de corte� 16

(FERRARONI; MARZOCHI, 1980).

Guimarães et al. (1992) sugeriram ser endêmica a infecção toxoplásmica na

capital mineira, uma vez que de 243 amostras de cães analisadas, 47,3% foram

positivas, sendo 54,3% com títulos de anticorpos iguais a 16. Em Salvador, BA, dos 225

cães amostrados, 143 foram positivos e o maior percentual de animais (44,76%)

apresentou títulos iguais a 64 (BARBOSA et al., 2003). No município de Campinas, SP,

a soropositividade dos cães foi ainda maior: 91% foram reagentes (GERMANO et al.,

1985). Em todos esses trabalhos descritos foi utilizada a reação de imunofluorescência

indireta e ponto de corte�16.

As diferenças quanto às freqüências de anticorpos IgG encontradas são devidas

ao fato de que cada localidade apresenta maior ou menor existência dos fatores de

risco associados à infecção toxoplásmica (p.ex. hábito de caça, presença de felinos

etc.).

Em relação aos bovinos, nenhum dos 42 animais amostrados apresentou

sorologia positiva para o agente. Esse resultado já era esperado, visto que a

prevalência de T. gondii nesta espécie não é alta. Spagnol et al. (2009) obtiveram 71

amostras bovinas soropositivas de 600 analisadas (11,83%), a maioria (91,5%)

apresentando títulos de 64, valor igual ao ponto de corte estabelecido. No Vale do

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Paraíba, Albuquerque et al. (2005) relataram 14,8% de amostras soropositivas, de um

total de 589 animais através de IFI. No entanto, realizando o teste de hemaglutinação

indireta, Ferraroni e Marzochi (1980) relataram a ocorrência de 15 bovinos soropositivos

de um total de 25 animais (60%). Como já citado, tal diferença pode ser em decorrência

dos fatores de risco associados.

6.3 Neospora caninum

Neste estudo, dos 42 bovinos amostrados, 10 animais foram soropositivos para

N. caninum (23,8%), sendo que dos animais soropositivos, três animais apresentaram

títulos de anticorpos de 200, quatro animais apresentaram títulos de 400, dois animais

apresentaram títulos de 800 e um animal apresentou título de 1600. Os títulos foram

altos, visto que o ponto de corte do teste foi �50.

É conhecido que a espécie bovina é um potencial hospedeiro intermediário deste

parasito. Em bovinos leiteiros do estado da Califórnia, EUA, o N. caninum foi

reconhecido como o principal causador de aborto (ANDERSON et al., 1991).

No Brasil, a presença de bovinos soropositivos ao agente foi descrita em todas

as regiões, com valores de prevalência que variam de 8,7% a 29,0% (RAGOZO et al.,

2003; AGUIAR, 2004). No Rio Grande do Sul, utilizando o teste de imunofluorescência

indireta, Corbellini et al. (2002) detectaram uma prevalência de 11,2% de bovinos

leiteiros soropositivos para N. caninum (25 de um total de 223 animais).

Em relação aos cães amostrados, quatro dos 10 cães apresentaram sorologia

positiva para o agente, porém somente um cão apresentou-se positivo nas duas

campanhas realizadas (os outros se apresentaram positivos somente na última,

devendo se tratar, nesses casos, de infecções recentes e não-agudas, pois não havia

sintomatologia clínica associada). O título de anticorpos foi alto e variou entre 200 e

400, sendo a proporção de cães igual para cada um deles. O cão identificado como 2,

que se apresentou soropositivo nas duas amostras colhidas, teve o título de anticorpos

aumentado de 200 para 400, fator que indica a cronicidade da infecção.

No estado da Paraíba, Azevedo et al. (2005) demonstraram, através de IFI e

ponto de corte� 50, anticorpos anti-N. caninum em 8,4% dos cães (24 de 286 animais

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examinados) , sendo 50% deles (12 animais) soropositivos no título de 50. Em São

Paulo, Gennari et al. (2002) observaram soroprevalência de 40,1% em cães de rua (25

animais soropositivos de 61 amostras) e de 20% em cães com domicílio fixo.

A significativa associação entre a presença de cães nas propriedades e a

ocorrência de abortamentos nos bovinos foi observada por Bartels et al. (1999) na

Holanda e por Paré et al. (1998) no Canadá. Mainar-Jaime et al. (1999), na Espanha,

quantificaram essa associação, sendo sete vezes maior o risco de transmissão em

propriedades com pelo menos um cão, quando comparada a fazendas sem cães.

Deve ser levado em consideração a circulação de N. caninum na área do

presente estudo, sendo cabíveis algumas medidas profiláticas para evitar a

perpetuação do agente nas propriedades. Porém, tais medidas são difíceis de ser

empregadas, uma vez que a maioria dos cães possui livre acesso às pastagens

(defecando nesses locais) e também apresentam o hábito de caçar, resultando na

ingestão de pequenos mamíferos e aves que exercem um importante papel na

epidemiologia da neosporose (AZEVEDO et al., 2005).

Recentemente, infecção natural por N. caninum foi confirmada em ratos e

camundongos, animais de distribuição cosmopolita e habitantes de ambientes urbanos

e rurais (JENKINS et al., 2007; FERROGLIO et al., 2007). Ainda permanece

desconhecida a eficiência de transmissão do parasito de roedores naturalmente

infectados para outras espécies animais (GONDIM, 2009), entretanto ratos e

camundongos são consumidos por canídeos, o que provavelmente contribui para a

disseminação do parasito, tornando-se necessário o estudo da neosporose nesses

animais.

6.4 Rickettsia spp.

Foram amostrados 34 roedores silvestres para Rickettsia belli, Rickettsia

amblyommii, Rickettsia parkeri, Rickettsia rickettsii, Rickettsia felis e Rickettsia

riphicephali, sendo que três animais da espécie Akodon aff. montensis foram

soropositivos para Rickettsia rickettsii, todos com títulos de anticorpos igual a 64, dois

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apresentaram soropositividade para R. riphicephali, com títulos variando entre 64 e 128,

e um animal apresentou título de 128 para R. amblyommii. Como já mencionado, a

espécie R. rickettsii é a única, dentre as estudadas neste trabalho, que tem sua

patogenicidade conhecida.

Os animais vertebrados, hospedeiros naturais dos carrapatos vetores da R.

rickettisii, devem assumir um papel fundamental na amplificação da infecção pela R.

rickettsii na população de carrapatos (COOKSEY; HAILE; MOUNT, 1990). Assim, há

um grande interesse por animais silvestres que sejam naturalmente infectados por R.

rickettsii, no intuito de melhor compreender a ecologia da febre maculosa (SANTOS,

2007).

Foram obtidos de roedores silvestres (Microtus pensylvanicus, Pitymus

pinetorum, Peromyscus leucopus e Sigmodon hispidus) nos Estados Unidos diversos

isolados de R. rickettsii (BOZEMAN et al., 1967; BURGDORFER, 1988).

No Brasil faltam estudos demonstrando se espécies de pequenos mamíferos se

comportam como importantes fontes de infecção para manter o ciclo de vida da

bactéria. Em trabalho realizado no município de Mogi das Cruzes, São Paulo, Santos

(2007) não provou o envolvimento de nenhum dos 227 animais silvestres capturados

(marsupiais e pequenos roedores), a partir da extração de material genético dos tecidos

animais e análise por PCR.

Nos Estados Unidos, Burgdorfer, Friedhoff e Lancaster (1966) analisaram a

susceptibilidade de várias espécies de pequenos mamíferos à infecção por R. rickettsii

e concluíram que algumas espécies, quando picadas experimentalmente por carrapatos

infectados, respondem com rickettsiaemias suficientes para infectar larvas de carrapato

(D. andersoni), atuando como eficientes hospedeiros do carrapato vetor.

Nenhum dos 12 cães amostrados neste estudo apresentou sorologia positiva

para Rickettsia spp, não sendo possível demonstrar a circulação do patógeno nesta

espécie.

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6.5 Leptospira spp.

Santa Rosa et al. (1975) isolaram diversas variantes sorológicas de leptospiras

patogênicas em roedores silvestres brasileiros, tais como Akodon arviculoides,

Nectomys squamipes, Oxymicterus quaestor, Thaptomes nigrita, Oryzomys eliurus,

Oryzomys ratticeps. Santa Rosa et al. (1980) isolaram também leptospiras em

Nectomys squamipes. Shimabukuro (2006) estudou a soroprevalência de leptospiras

em capivaras (Hydrochoerus hydrochoeris), encontrando aproximadamente 50% de

animais soropositivos no estado de São Paulo, sendo o sorovar Bratislava o mais

freqüentemente encontrado.

Lopez (2010) estudou 138 animais (capivaras, queixadas e catetos) e relatou 49

animais soropositivos para Leptospira spp. através da técnica de SAM. Em relação à

freqüência de animais reagentes, 54,5% das capivaras foram soro-reagentes, seguido

dos queixadas (39%) e dos catetos (21,7%). A maioria dos animais apresentou titulação

para o sorovar Grippotyphosa, sendo sua ocorrência já descrita em animais silvestres

(SANTA ROSA et al., 1980; CORDEIRO et al., 1981; FAINE, 1999).

Cordeiro et al. (1981) descreveram roedores e marsupiais silvestres como

carreadores do sorovar Tarassovi, além dos sorovares Grippotyphosa, Pomona, Ballum

e Australis. No Brasil, o sorovar Pyrogenes foi primeiramente isolado de mamífero

silvestre (Nectomys squamipes) por Santa Rosa et al. (1980), sendo posteriormente

detectado sorologicamente em cães.

No presente estudo, houve sorologia positiva para quatro roedores silvestres de

73 animais amostrados, sendo eles pertencentes às espécies O. flavescens, O. nigripes

e Necromys lasiurus. O título encontrado foi baixo, apresentando a maioria o título de

100 e apenas um animal com título de anticorpos igual a 200, sendo todos reagentes ao

sorovar Butembo. Lopez (2010) encontrou duas de 55 capivaras reagentes a esse

sorovar e Nogueira et al. (1997) relatou o predomínio desse sorovar em capivaras de

vida livre em estudo realizado na região de Piracicaba.

Em relação aos cães estudados, dois animais apresentaram soropositividade

para Leptospira spp., sendo encontrados os sorovares Autumnalis, Butembo,

Grippotyphosa, Copenhageni e Canicola. A despeito dos sorovares Autumnalis e

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Butembo, os outros relatados estão presentes nas vacinas décuplas e undécuplas e,

conhecidamente, o animal 8 havia sido recentemente vacinado. Como esse cão foi

amostrado nas três campanhas, foi possível observar a diminuição do valor do título de

anticorpos em decorrência da cronicidade da exposição ao antígeno.

Embora os anticorpos contra alguns sorovares sejam vacinais, outros parecem

estar associado à exposição ambiental, sendo anticorpos anti-Butembo presentes em

roedores silvestres da região.

O animal 11 foi amostrado na segunda e terceira campanha, sendo que apenas

na última demonstrou sorologia positiva para o sorovar Butembo e Canicola. Quando na

colheita do soro, não houve informação sobre vacinação recente, porém anticorpos

contra o sorovar Canicola podem ter se originado de uma exposição vacinal (e outros

anticorpos ainda não haviam sido produzidos contra os outros sorovares da vacina) ou

a infecção proveio do meio ambiente.

O sorovar Canicola tem o cão como principal hospedeiro de manutenção (BOLIN,

1996), porém, diversas espécies como cateto (Tayassu tajacu), capivara, onça parda

(Puma concolor), urso marrom europeu (Ursus arctus), racoons (Procyon lotor), lobos

(Canis lupus) e cervídeos norte-americanos já foram relatadas como reatoras a esse

sorovar (LOPEZ, 2010). Assim, caso o animal 11 não for vacinado, a infecção pode ter

sido em decorrência do contato com outros cães ou animais silvestres

Em estudo realizado com cães do município de Monte Negro, estado de

Rondônia, Aguiar et al. (2007) relataram 30,6% de cães reagentes à SAM (90 de 329

animais), sendo os sorovares Autumnalis e Pyrogenes os predominantes.

No estado do Pará, em comunidades ribeirinhas, Whiteman (2007) amostrou 101

cães, encontrando 10 animais soropositivos (10%) para os sorovares Hardjo e Panama.

De 42 bovinos amostrados, 17 animais foram reatores à Leptospira spp,

representando uma freqüência alta de ocorrência (40,47%). O grupo sorológico com o

qual esses animais mostraram-se mais reatores foi o Sejroe. Na Amazônia ocidental

brasileira, Aguiar et al. (2006) amostraram 2109 bovinos, 1114 animais foram

soropositivos (52,8%) e o sorovar Hardjo (sorogrupo Sejroe) foi o mais prevalente.

Os títulos de anticorpos contra os sorovares Hardjoprajitno e Wolffi foram os mais

altos encontrados (respectivamente, 6400 e 1600), obtidos na Fazenda Cavalinho.

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Segundo Bourke e Higgins (1984) os títulos contra Leptospira spp. em bovinos podem

persistir por vários meses.

O sorovar Hardjoprajitno, assim como o sorovar Hardjobovis, ocorre com maior

freqüência em bovinos e já foram relatados no Reino Unido, Nigéria, Índia, Malásia,

Brasil, México e EUA (ELLIS, 1994; AGUIAR, 2004). Aparentemente, os sorovares

Hardjo e Pomona são transmitidos entre o gado de forma direta, enquanto outros

sorovares parecem ser provenientes de animais silvestres segundo Diesch et al. (1976

apud NEW Jr.; WATHEN; DIUTKOWSKI, 1993).

Os bovinos são considerados os hospedeiros de manutenção do sorovar Hardjo

e, portanto, são mais susceptíveis à infecção, porém pouco vulneráveis à doença

ocasionada por ele (infertilidade, problemas relacionados à lactação). Já outros animais

domésticos ou silvestres, considerados hospedeiros acidentais, tornam-se mais

susceptíveis à doença clínica (LEIGHTON; KUIKEN, 2001).

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7 CONSIDERAÇÕES FINAIS

Com base nos resultados obtidos nesse estudo conclui-se que:

Ecossistemas modificados por ação humana e que permitem maior contato entre

a fauna doméstica e a silvestre promovem uma maior exposição aos patógenos antes

restritos a determinados reservatórios/hospedeiros. A fragilidade da interface entre

animais domésticos e silvestres existe, porém pode ser minimizada através de

melhorias no manejo, sejam elas aplicadas na criação bovina (por exemplo, respeitando

o esquema vacinal preconizado para proteção de cada agente infeccioso ou instituí-lo

como obrigatório, no caso da leptospirose) ou na criação dos animais de companhia

(por exemplo, restringindo o acesso dos cães às áreas de pastagem ou mata).

É de fato conhecido que os animais silvestres têm um papel importante tanto na

manutenção como na propagação de algumas doenças, agindo como reservatórios de

agentes infecciosos.

Nos pequenos mamíferos silvestres amostrados neste trabalho foram

observados baixos títulos de anticorpos que podem ser decorrentes tanto de uma

infecção crônica ou uma fase inicial da infecção. No entanto, quando se estuda a

infecção natural, especialmente em animais silvestres, há sempre dificuldade na

interpretação das reações positivas em baixas diluições, não podendo ser excluídas

com segurança as possibilidades de reações inespecíficas.

Anticorpos contra Neospora caninum e Leptospira spp. apresentaram alta

freqüência de ocorrência nos animais domésticos da região, e anticorpos contra um

mesmo sorovar de Leptospira spp. foram encontrados em cães e roedores silvestres,

sendo esses patógenos circulantes na região. Já a existência de anticorpos anti-

Rickettsia spp. e anti-Lyssavirus em pequenos mamíferos silvestres merecem uma

investigação maior a respeito. Conclui-se, portanto, que os animais locais podem servir

como reservatórios de patógenos, atuando como prováveis fontes de infecção.

Estudos como esse demonstram ser importantes para uma maior compreensão

das áreas fragmentadas e alteradas que representam hoje, no estado de São Paulo,

uma realidade para a conservação ambiental.

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REFERÊNCIAS

AGUIAR, D.M. Prevalência de anticorpos anti-Neospora caninum, anti-Brucella abortus e anti-Leptospira spp. em bovino da zona rural do município de Monte Negro, Rondônia: estudos de possíveis fatores de risco. 2004. 118 p. Dissertação (Mestrado em Ciências) – Instituto de Ciências Biomédicas, Universidade de São Paulo.

AGUIAR, D.M.; CHIEBAO, D.P.; RODRIGUES, A.A.R.; CAVALCANTE, G.T.; LABRUNA, M.B.; GENNARI, S.M. Prevalência de anticorpos anti-Neospora caninum em ovinos do município de Monte Negro, RO, Amazônia Ocidental brasileira. Arquivos do Instituto Biológico, São Paulo, v. 71, p. 616-618, 2004. Suplemento. Trabalho apresentado a 17. Reunião Anual do Instituto Biológico, 2004, São Paulo. Resumo n. 277.

AGUIAR, D.M.; GENNARI, S.M.; CAVALCANTE, G.T.; LABRUNA, M.B.; VASCONCELLOS, S.A.; RODRIGUES, A.A.R.; MORAES, Z.M.; CAMARGO, L.M.A. Seroprevalence of Leptospira spp. in cattle from Monte Negro municipality, western Amazon. Pesquisa Veterinária Brasileira, Rio de Janeiro, v. 26, n. 2, p. 102-104, 2006.

AGUIAR, D.M.; CAVALCANTE, G.T.; MARVULO, M.F.V.; SILVA, J.C.R.; PINTER, A.; VASCONCELLOS, S.A.; MORAIS, Z.M.; LABRUNA, M.B.; CAMARGO, L.M.A.; GENNARI, S.M. Fatores de risco associados à ocorrência de anticorpos anti-Leptospira spp. em cães do município de Monte Negro, Rondônia, Amazônia Ocidental Brasileira. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, Belo Horizonte, v. 69, n. 1, p. 70-76, 2007.

ALBUQUERQUE, G.R.; MUOHZ, A.D.; FLAUSINO, W.; SILVA, R.T.; ALMEIDA, R.R.; MEDEIROS, S.M.; LOPES, C.W.G. Prevalência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em bovinos leiteiros do Vale do Paraíba Sul Fluminense, estado do Rio de Janeiro. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, São Carlos, v. 14, n. 3, p. 125-128, 2005.

ALMEIDA, M.F.; MASSAD, E.; AGUIAR, E.A.C.; MARTORELLI, L.F.A.; JOPPERT, A.M.S. Neutralizing antirabies antibodies in urban terrestrial wildlife in Brazil. Journal of Wildlife Diseases, Ames, v. 37, n. 2, p. 394-398, 2001.

ALMERIA, S.; FERRER, D.; PABON, M.; CASTELLA, J.; MANAS, S. Red foxes (Vulpes vulpes) are a natural intermediate host of Neospora caninum. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 107, n. 4, p. 287-294, 2002.

ANDERSON, M.L.; ADRIANARIVO, A.G.; CONRAD, P.A. Neosporosis in cattle. Animal Reproduction Science, Amsterdam, v.60, p. 417-431, 2000.

����

ANDERSON, M.L.; BLANCHARD, P.C.; BARR, B.C.; DUBEY, J.P.; HOFFMAN, R.L.; CONRAD, P.A. Neospora-like protozoan infection as a major cause or abortion in California dairy-cattle. Journal of the American Veterinary Medical Association, Ithaca, v. 198, n. 2, p. 241-244, 1991.

APTL, W.; THIERMANN, E.; NIEDMAN, G.; PASMANIR, S. Toxoplasmosis. Santiago: Aracibia Horns, 1973. 160 p.

AZEVEDO, S.S.; BATISTA, C.S.A.; VASCONCELLOS, S.A.; AGUIAR, D.M.; RAGOZO, A.M.A.; RODRIGUES, A.A.R.; ALVES, C.J.; GENNARI, S.M. Seroepidemiology of Toxoplasma gondii and Neospora caninum in dogs from the state of Paraíba, northeast region of Brazil. Veterinary Science, Curitiba, v. 79, p. 51-56, 2005.

BARBOSA, M.D.M.S. Doenças causadas por bactérias na região neotrópica e espécies de roedores que participam nos ciclos de transmissão. In: ______. Roedores da Região Neotrópica e patógenos de importância para o homem. São Carlos: Universidade Federal de São Carlos, Departamento de Ciências da Saúde, 1985. p 38–45.

BARBOSA, M.V.F.; GUIMARÃES, J.E.; ALMEIDA, M.A.O.; GONDIM, L.F.P.; REGIS, G.B. Freqüência de anticorpos IgG anti-Toxoplasma gondii em soros de cães errantes da cidade de Salvador, Bahia, Brasil. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, São Paulo, v. 40, p. 457-465, 2003.

BARTELS, C.J.M.; WOUDA, W.; SCHUKKEN, Y.H. Risk factors for Neospora caninum-associated abortion storms in dairy herds in The Netherlands (1995 to 1997). Theriogenology, Los Altos, v. 52, n. 2, p. 247-257, 1999.

BEATI, L.; RAOULT, D. Mediterranean spotted fever and other spotted fever group Rickettsiae. In: PALMER, S.R.; SOULSBY, L.; SIMPSON, D.I.H. Zoonoses. Oxford: Oxford University Press, 1998. p. 217-240.

BEGON, M.; TOWSEND, C.R.; HARPER. J.L. Parasitism and disease. In:______. Ecology from individuals to ecosystems. Oxford: Blackwell, 2006. p. 351.

BILLINGS, A.N.; YU, X.J.; TEEL, P.D.; WALKER, D.H. Detection of a spotted fever group Rickettsiae in Amblyoma cajennense (Acari: Ixodidae in South Texas. Journal of Medical Entomology, Honolulu, v. 35, n. 4, p. 474-478, 1998.

BJERKÄS, I.; MOHN, S.F.; PRESTHUS, J. Unidentified cyst-forming sporozoon causing encephalomyelitis and myositis in dogs. Parasitology Research, Berlin, v. 70, p. 271-274, 1984.

BOLIN, C.A. Diagnosis of leptospirosis: a reemerging disease of companion animals. Seminars in Veterinary Medicine and Surgery, Philadelphia, v. 11, p. 166-171, 1996.

� ���

BOURKE, M.; HIGGINS, R. Serological studies on brucellosis, leptospirosis and tularemia in moose (Alces alces) in Quebec. Journal of Wildlife Diseases, Ames, v. 20, p. 95-99, 1984.

BOZEMAN, F.M.; SHIRAL, A.; HUMPHRIES, J.W.; FULLER, H.S. Ecology of Rocky Mountain spotted fever. II. Natural infection of wild mammals and birds in Virginia and Maryland. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, Baltimore, v. 16, p. 48-59, 1967.

BURGDORFER, W. Ecological and epidemiological considerations of Rocky Mountain spotted fever and scrub typhus. In: WALKER, D.H. Biology of rickettsial diseases. Boca Raton: CRC Press, 1988. v. 1, p. 33-50.

BURGDORFER, W.; FRIEDHOFF, K.T.; LANCASTER Jr., J.L. Natural history of tick-borne spotted fever in the USA. Bulletin of the World Health Organization, Geneva, v. 35, p. 149-153, 1966.

CAMARGO, M.E. Introdução às técnicas de imunofluorescência. Revista Brasileira de Patologia Clínica, Rio de Janeiro, v. 10, p. 143-171, 1974.

CAPORALE, G.M.M.; SILVA, A.C.R.; PEIXOTO, Z.M.P.; CHAVES, L.B.; CARRIERI, M.L.; VASSÃO, R.C. First production of fluorescent anti-ribonucleoproteins conjugate for diagnostic of rabies in Brazil. Journal of Clinical Laboratory Analysis, New York, v. 23, p. 7-13, 2009.

CECHIN, S.Z.; MARTINS, M. Eficiência de armadilhas de queda (pitfall-traps) em amostragens de anfíbios e répteis no Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, Curitiba, v. 17 n. 3, p 729-740, 2000.

CHAVES, L.B.; MAZUTTI, A.L.C.; CAPORALE, G.M.M.; SCHEFFER, K.C.; SILVA, A.C.R. Rabies virus neutralizing antibodies: comparison of two evaluation test in cell culture. In: INTERNATIONAL CONFERENCE RABIES IN THE AMERICAS, 17., 2006, Brasília. Abstract…Brasília, 2006. p. 160.

CHAVEZ-VELASQUEZ, A.; ALVAREZ-GARCIA, G.; COLLANTES-FERNANDEZ, E.; CASAS-ASTOS, E.; ROSADIO-ALCANTARA, R.; SERRANO MARTINEZ, E; ORTEGA-MORA, L.M. First report of Neospora caninum infection in adult alpacas (Vicugna pacos) and lhamas (Lama glama). Journal of Parasitology, New York, v. 90, n. 4, p. 864-866, 2004.

CLARK, J.D.; OLFERT, E.D. Rodents. In: FOWLER, M.E. (Ed.) Zoo & wild animal medicine. 2nd ed. Philadelphia: W. B. Saunders, 1986. p. 728-739.

COOKSEY, L.M.; HAILE, D.G.; MOUNT, G.A. Computer simulation of Rocky Mountain spotted fever transmission by the American dog tick (Acari: Ixodidae). Journal of Medical Entomology, Honolulu, v. 27, p. 671-680, 1990.

����

CORBELLINI, L.G. DRIEMEIER, D., CRUZ, C.F.E., GODIM, L.F.P., WALD, V. Neosporosis as a cause of abortion in dairy cattle in Rio Grande do Sul, southern Brazil. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 103, n. 3, p. 195-202, 2002.

CORDEIRO, F.; SULZER, C.R.; RAMOS, A.A. Leptospira interrogans in several widlife species in Southeast Brazil. Pesquisa Veterinária Brasileira, Rio de Janeiro, v. 1, n. 1, p. 19-29, 1981.

CORRÊA, S.H.R. Leptospirose. In: CUBAS, Z.S.; SILVA, J.C.R.; CATÃO-DIAS, J.L. Tratado de animais selvagens: medicina veterinária. São Paulo: Editora Roca, 2007. cap. 44, p. 736-740.

CULLEN Jr., L.; BODMER, R.E.; VALLADARES-PÁDUA, C. Effects of hunting in habitat fragments of the Atlantic Forest, Brazil. Biological Conservation, Liverpool, v. 95, p. 49-56, 2000.

DASZAK, P.; CUNNINGHAM, A.A. Emerging infectious diseases of wildlife: threats to biodiversity and human health. Science, Washington, v. 287, n. 5452, p. 443-449, 2000.

DEEM, S.L.; DAVIS, R.; PACHECO, L.F. Serologic evidence of nonfatal rabies exposure in a free-ranging oncilla (Leopardus tigrinus) in Cotapata National Park, Bolivia. Journal of Wildlife Diseases, Ames, v. 40, n. 4, p. 811-815, 2004.

DESMONTS, G.; REMINGTON, J.S. Direct agglutination test for diagnosis of Toxoplasma gondii infection: method for increasing sensitivity and specificity. Journal of Clinical Microbiology, Washington, v. 11, n. 6, p. 562-568, 1980.

DIAS, E.; MARTINS, A.V. Spotted fever in Brazil. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, Baltimore, v. 19, p. 103-108, 1939.

DUBEY, J.P. Toxoplasma, Neospora, Sarcocystis and other tissue cyst-forming coccidia of human and animals. In: KRIER, J. P. Parasitic protozoa. San Diego: Academic Press, 1993. p. 1-157.

______. Toxoplasmosis. Journal of American Veterinary Medical Association, Ithaca, v. 205, n. 11, p. 1593-1598, 1994.

______. Strategies to reduce transmission of Toxoplasma gondii to animals and humans. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 64, p. 65-70, 1996.

______. Recent advances in Neospora and neosporosis. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 84, p. 349-367, 1999.

______. Review of Neospora and neosporosis in animals. Korean Journal of Parasitology, Seoul, v. 41, p. 1-16, 2003.

� ���

DUBEY, J.P.; DESMONTS, G. Serological responses of equids fed Toxoplasma gondii oocysts. Equine Veterinary Journal, Cambridgeshire, v. 19, n. 4, p. 337-339, 1987.

DUBEY, J.P.; BARR, B.C.; BARTA, J.R. Redescription of Neospora caninum and its differentiation from related coccidian. International Journal for Parasitology, Oxford, v. 32, p. 929-946, 2002.

DUBEY, J.P.; HATTEL, A.L.; LINDSAY, D.S.; TOPPER, M.J. Neonatal Neospora caninum infection in dogs: isolation of causative agent and experimental transmission. Journal of American Veterinary Medical Association, Ithaca, v. 193, p. 1259-1263, 1988.

ELLIS, W.A. Leptospirosis as a cause of reproductive failure. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, Philadelphia, v. 10, p. 463-478, 1994.

EXCLER, J.L.; PRETAI, E.; POZZETO, B.; CHARPIN, B.; GARIN, J. P. Sero-epidemiological survey for toxoplasmosis in Burundi. Annals of Tropical Medicine and Parasitic Diseases, Liverpool, v. 39, n. 2, p. 139-141, 1988.

FAHRIG, L.; MERRIAM, G. Conservation of fragmented populations. Conservation Biology, Davis, v. 8, n. 1, p. 50–59, 1994.

FAINE, S.; ADLER, B.; BOLIN, C.; PEROLAT, P. Leptospira and leptospirosis. 3rd .ed. Melbourne: MediSci, 1999. 272 p.

FERRARONI, J.J.; MARZOCHI, M.C.A. Prevalência da infecção pelo Toxoplasma gondii em animais domésticos, silvestres e grupamentos humanos da Amazônia. Memórias do instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, v. 75, n. 1/2, p. 99-109, 1980.

FERROGLIO, E.; PASINO, M.; ROMANO, A.; GRANDE, D.; PREGEL, P.; TRISCIUOGLIO, A. Evidence of Neospora caninum DNA in wild rodents. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 148, p. 346-349, 2007.

GALTON, M.M.; SULKER, C.R.; SANTA ROSA, C.A.; FIELDS, M.J. Application of a microtechnique to the agglutination test for leptospiral antibodies. Journal of Applied Microbiology, Oxford, v. 13, n. 1, p. 81-85, 1965.

GALVÃO, M.A.M. Febre maculosa em Minas Gerais: um estudo sobre a distribuição da doença no estado e seu comportamento em área de foco periurbano. 1996. 114 p. Tese (Doutorado em Medicina Tropical) - Faculdade de Medicina, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, 1996.

GARCIA, J.L.; NAVARRO, I.T.; OGAWA, L.; OLIVEIRA, R.C.; KOBILKA, E. Soroprevalência, epidemiologia e avaliação ocular da toxoplasmose humana na zona rural de Jaguapitã (Paraná), Brasil. American Journal of Public Health, Washington, v. 6, n. 3, p. 157-163, 1999.

����

GARELL, D.M. Toxoplasmosis in zoo animals. In: FOWLER, M.; MILLER, R. E. Zoo and wild animal medicine: current therapy. 4th ed. Philadelphia: W.B. Saunders C., 1999. chap. 19, p. 131-135.

GENNARI, S.M.; YAI, L.E.O.; D’AURIA, S.N.R.; CARDOSO, S.M.S.; KWOK, O.C.H.; JENKINS, M.C.; DUBEY, J.P. Ocurrence of Neospora caninum antibodies in sera from dogs of the city of Sao Paulo, Brazil. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 106, n. 2, p. 177-179, 2002.

GERMANO, P.M.L.; ERBOLATO, E.B.; ISHIZUKA, M.M. Estudo sorológico da toxoplasmose canina pela prova da imunofluorescência indireta, na cidade de Campinas. Revista da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, São Paulo, v. 22, p. 53-58, 1985.

GONDIM, L.F.; McALLISTER, M.M.; PITTI, W.C.; ZEMLICHA, D.E. Coiotes (Canis latrans) are definitive hosts of Neospora caninum. International Journal for Parasitology, Oxford, v. 34, p. 159-161, 2004.

GONDIM, L.F.P. Neospora caninum in wildlife. Trends in Parasitology, Oxford, v. 22, n. 6, p. 247-252, 2006.

______. Novos desafios para o controle da neosporose. Disponível em: <http://cnia.inta.gov.ar/helminto/Congreso%20Brasil%202008/NOVOS%20DESAFIOS%20CONTROLE%20NEOSPOROSE.pdf>. Acesso em: 01 dez. 2010.

GONDIM, L.F.P.; LINDSAY, D.S.; MCALLISTER, M.M.; Canine and bovine Neospora caninum control sera examined for cross-reactivity using N. caninum and N. hughesi indirect fluorescent antibody tests. The Journal of Parasitology, Lawrence, v. 95, n. 1, p. 86-88, 2009.

GRATZ, N.G. Rodents as carriers of disease. In: BUCKLE, A.P.; SMITH, R.H. Rodents pests and their control. Cambridge: CAB International, 1994. p. 97–101.

HUANG, C.C.; YANG, C.H. WATANABE, Y.; LIAO, Y.K.; OOI, H.K. Finding of Neospora caninum in the wild brown rat (Rattus norvegicus). Veterinary Research, Paris, v. 35, n. 3, p. 283-290, 2004.

IUCN (THE WORLD CONSERVATION UNION). Red list of threatened species. Disponível em: <http://www.iucn.org>. Acesso em: 10 ago. 2011.

JENKINS, M.C.; PARKER, C.; HILL, D.; PINCKNEY, R.D.; DYER, R.; DUBEY, J.P. Neospora caninum detected in feral rodents. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 143, p. 161-165, 2007.

� ���

JORGE, R.S.P. Caracterização do estado sanitário dos carnívoros selvagens da RPPN SESC Pantanal e de animais domésticos da região. 2008. 106 p. Tese (Doutorado em Ciências) - Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2008.

KLEIN, P.A. Immunology and biotechnology for the study and control of infectious diseases in wildlife populations. Journal of Zoo and Wildlife Medicine, New York, v. 24, n. 3, p. 346-351. 1993.

KOTAIT, I.; CARRIERI, M.L.; TAKAOKA, Y. Conceito. In:______. Raiva: aspectos gerais e clínica. São Paulo: Instituto Pasteur, 2009a. p. 2-3.

______. Cadeia epidemiológica de transmissão. In:______. Raiva: aspectos gerais e clínica. São Paulo: Instituto Pasteur, 2009b, p. 7.

LEIGHTON, F.A.; KUIKEN, T. Leptospirosis. In: WILLIAMS, E.S.; BARKER, I.K. (Ed.). Infectious diseases of wild mammals. 3rd ed. Ames: Iowa State Press, 2001. p. 498-502.

LIMA, V.L.C.; FIGUEIREDO, A.C.; PIGNATTI, M.G.; MODOLO, M.F. Febre maculosa no município de Pedreira – Estado de São Paulo – Brasil. Relação entre ocorrência de casos e parasitismo humano por ixodídeos. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, Uberaba, v. 28, n. 2, p. 135-137, 1995.

LINS, Z.C.; LOPES, M.L.; MAROJA, O.M. Bacteriologia: epidemiologia das leptospiroses com particular referência à Amazônia brasileira. In: Instituto Evandro Chagas: 50 anos de contribuição às ciências biológicas e à medicina tropical. Belém: Ministério da Saúde; Fundação Serviços de Saúde Pública, 1986. v. 2, p. 730-764.

LOBATO, J.; SILVA, D.A.O.; MINEO, T.W.P.; AMARAL, J.D.H.F.; SILVA SEGUNDO, G.R.; COSTA-CRUZ, J.M.; FERREIRA, M.S.; BORGES, A.S.; MINEO, J.R. Detection of Immunoglobulin G antibodies to Neospora caninum in humans: high seropositivity rates in patients who are infected by Human Immunodeficiency Virus or have neurological disorders. Clinical and Vaccine Immunology, Washington, v. 1, p. 84-89, 2006.

LOPEZ, R.P.G. Avaliação sanitária de animais silvestres de produção abatidos em abatedouros. 2009. 75 p. Dissertação (Mestrado em Ciências) - Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2010.

LYLES, A.M.; DOBSON, A.P. Infectious disease and intensive management: population dynamics, threatened hosts, and their parasites. Journal of Zoo and Wildlife Medicine, Ames, v. 24, n. 3, p. 315-326, 1993.

LYRA JORGE, M.C.; PIVELLO, V.R. Combining live trap and pitfall to survey terrestrial small mammals in savanna and forest habitats, in Brazil. Mammalia, New York, v. 65, n. 4, p. 524-530, 2001.

���

MACALUSO, K.R.; SONENSHINE, D.E.; CERAUL, S.M.; AZAD, A.F. Rickettsial infection in Dermacentor variabilis (Acari: Ixodidae) inhibits transovarial transmission of a second Rickettsia. Journal of Medical Entomology, Honolulu, v. 39, n. 6, p. 809-813, 2002.

MAINAR-JAIME, R.C.; THURMOND, M.C.; BERZAL-HERRANZ, B.; HIETALA, S.K. Seroprevalence of Neospora caninum and abortion in dairy cows in northern Spain. The Veterinary Record, London, v. 145, n. 3, p. 72-75, 1999.

MARTIN, P.S. Distribuição e abundância de mamíferos neotropicais não voadores de pequeno porte em paisagem silvicultural da bacia do Alto Paranapanema, São Paulo, Brasil. 2010. 95 p. Dissertação (Mestrado em Ecologia Aplicada) - Centro de Energia Nuclear na Agricultura, Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2010.

McALLISTER, M.M.; DUBEY, J.P.; LINDSAY, D.S.; JOLLEY, W.R.; WILLS, R.A.; MCGUIRE, A.M. Dogs are definitive hosts of Neospora caninum. International Journal for Parasitology, Oxford, v. 28, p. 1473-1478, 1998.

McALLISTER, M.M.; WILLS, R.A.; MCGUIRE, W.R.; JOLLEY, W.R.; TRANAS, J.D.; WILLIAMS, E.S.; LINDSAY, D.S.; BJORKMAN, C.; BELDEN, E.L. Ingestion of Neospora canium tissue cysts by mustela species. International Journal for Parasitology, Oxford, v. 29, n. 10, p. 1531-1536, 1999.

MEGID, J. Raiva. In: CUBAS, Z.S.; SILVA, J.C.R.; CATÃO-DIAS, J.L. Tratado de animais selvagens: medicina veterinária. São Paulo: Editora Roca, 2007. cap. 49, p. 785-798.

MONTEIRO, J.L.; FONSECA, F. Typho exanthematico de S. Paulo – novas experiências sobre transmissão experimental por carrapatos (Boophilus microplus e Amblyomma cajennense). Memórias do Instituto Butantã, São Paulo, n. 7, p. 33-40, 1932.

NAM, H.; KANG, S.; CHOI, W. Antibody reaction of human anti-Toxoplasma gondii positive and negative sera with Neospora caninum antigens. Korea Journal of Parasitology, Seoul, v. 36, n. 4, p. 269-275, 1998.

NEW Jr., J.C.; WATHEN, W.G.; DIUTKOWSKI, S. Prevalence of Leptospira antibodies in while-tailed deer, Cades Cove, Great Smoky Mountains National Park, Tennessee, USA. Journal of Wildlife Diseases, Ames, v. 29, n. 4, p. 561-564, 1993.

NIELSEN, N.O. Ecosystem approaches to human health. Cadernos de Saúde Pública, Rio de Janeiro, v. 17, p. 69-75, 2001. Suplemento.

� ��

NIEZGODA, M.; BRIGGS, D.J.; SHADDOCK, J.; DRESSEN, D.W.; RUPPRECHT, C.E. Pathogenesis of experimentally induced rabies in domestic ferrets. American Journal of Veterinary Research, Chicago, v. 58, p. 1327-1331, 1997.

NOGUEIRA M.F., LANGONI H., LAVORENTI A., GIMENES S.M; NOGUEIRA FILHO S.L.G. Detecção de anticorpos anti-Leptospira spp. e anti-Brucella abortus em capivaras (Hydrochaeris hydrochaeris). In: CONGRESSO BRASILEIRO DE MICROBIOLOGIA, 19., Rio de Janeiro, 1997. Anais...

OLIFIERS, N.; CERQUEIRA, R. Fragmentação de habitat: efeitos históricos e ecológicos. In: ROCHA, C.F.D.; BERGALLO, H.G.; SLUYS, M.V.; ALVES, M.A.S. Biologia da conservação: essências. São Carlos: RiMa, 2006. p. 266.

OLIVEIRA, J.A.; BONVICINO, C.R. Ordem Rodentia. In: REIS, N.R.; PERACCHI, A.L.; PEDRO, W.A.; LIMA, I.P. Mamíferos do Brasil. Paraná: [s. n.], 2006. p. 348–388.

ORGANIZACIÓN PANAMERICANA DE LA SALUD. Boletín Vigilancia Epidemiológica de la Rabia em las Américas. Rio de Janeiro, 2001. 40p.

PARÉ, J.; HIETALA, S.K.; THURMOND, M.C. Interpretation of an indirect fluorescent antibody test for diagnosis of Neosopora sp infection in cattle. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, Columbia, v. 7, p. 273-275, 1995.

PARE, J.; FECTEAU, G.; FORTIN, M.; MARSOLAIS, G. Seroepidemiological Neospora caninum in dairy herds. Journal of the American Veterinary Medical Association, Ithaca, v. 232, n. 11, p. 1595, 1998.

PASSOS, A.D.C.; SILVA, A.A.M.C.C.; FERREIRA, A.H.C.; SILVA, J.M.; MONTEIRO, M.E.; SANTIAGO, R.C. Epizootia de raiva na área urbana de Ribeirão Preto, São Paulo, Brasil. Cadernos de Saúde Publica, v. 14, n. 4, 1998. Disponível em: <http://www.scielo.br/scielo>. Acesso em: 02 jul. 2010.

RAGOZO, A.M.A.; PAULA, V.S.O.; SOUZA, S.L.P.; BERGAMASCHI, D.P.; GENNARI, S.M. Ocorrência de anticorpos anti-Neospora caninum em soros bovinos procedentes de seis estados brasileiros. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, São Carlos, v. 12, n. 1, p. 33-37, 2003.

RAWLINS, S.C.; PRABHAKAR, P. Toxoplasmosis in young Jamaicans. Journal of Tropical Pediatrics, Los Angeles, v. 35, n. 5, p. 234-236, 1989.

RODRIGUES, A.A.R.; GENNARI, S.M.; AGUIAR, D.M.; SREEKUMAR, C.; HILL, D.E.; MISKA, K.B.; VIANNA, M.C.B.; DUBEY, J.P. Shedding of Neospora caninum oocysts by dogs fed tissues from naturally infected water buffaloes (Bubalus bubalis) from Brazil. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v. 124, n. 3/4, p. 139-150, 2004.

����

ROUX, V.; RYDKINA, E.; EREMEEVA, M.; RAOULT, D. Citrate synthase gene comparision, a new tool for phylogenetic analysis and its application for the richettsiae. International Journal of Systematic Bacteriology, Reading, v. 47, p. 252-261, 1997.

ROSSI, V.R., BIANCONI, V.G., PEDRO, A.W. Ordem Didelphimorphia. In: REIS, N.R.; PERACCHI, A.L.; PEDRO, W.A.; LIMA, I.P. Mamíferos do Brasil. Paraná: [s. n.], 2006. p. 348–388.

SALLUM, P.C.; ALMEIDA, M.F.; MASSAD, E. Rabies seroprevalence of street dogs from São Paulo City, Brazil. Preventive Veterinary Medicine, Amsterdam, v. 44, n. 3/4, p. 131-139, 2000.

SÃO PAULO. Secretaria do Meio Ambiente. Fauna ameaçada no Estado de São Paulo. São Paulo: SMA, CED, 1998. 56 p.

SANCHES, A.W.D.; LANGOHR, I.M.; STIGGER, A.L.; BARROS, C.S.L. Doenças do Sistema Nervoso Central em bovinos do sul do Brasil. Pesquisa Veterinária Brasileira, Seropédica, v. 20, n. 3, p. 113-118, 2000.

SANTA ROSA, C.A.; SULZER, C.R.; YANGUITA, R.M.; DA SILVA, A.S. Leptospirosis in wildlife in Brazil: isolation of serovars Canicola, Pyrogenes and Grippotyphosa. International Journal of Zoonoses, Taipei, v. 7, p. 40-43, 1980.

SANTA ROSA, C.A; SULZER, C.R.; GIORGI, W.; SILVA, A.S.; YANAGUITA, R.M.; LOBÃO, A.O. Leptospirosis in wildlife in Brazil: isolation of a new serotype in the Pyrogenes group. American Journal of Veterinary Research, Chicago, v. 36, n. 9, p. 1363-1365, 1975.

SANTOS, A.P. Aspectos ecológicos da febre maculosa brasileira em um foco endêmico no estado de São Paulo. 2007. 87 p. Tese (Doutorado em Medicina Veterinária) - Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2007.

SHIMABUKURO, S.J. Estudo da soroprevalência de Leptospira spp. em capivaras (Hydrochaeris hydrochaeris) na bacia hidrográfica do Alto Tietê, SP. 2006. 50 p. Dissertação (Mestrado em Epidemiologia Experimental) - Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2006.

SILVA, J.C.R. Toxoplasmose. In: CUBAS, Z.S.; SILVA, J.C.R.; CATÃO-DIAS, J.L. Tratado de animais selvagens: medicina veterinária. São Paulo: Editora Roca, 2007. cap. 48, p. 768-784.

SILVA, J.C.R.; GENNARI, S.M.; RAGOZO, A.M.A.; AMAJONES, V.R.; MAGNABOSCO, C.; YAI, L.E.O.; FERREIRA-NETO, J.S.; DUBEY, J.P. Prevalence of Toxoplasma gondii antibodies in serum of domestic cats from Guarulhos and São Paulo, Brazil. The Journal of Parasitology. Lawrence, v. 88, n. 2, p. 419-420, 2002.

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SMITH, J.S.; YAGER, P.A.; BAER, G.M. A rapid fluorescent focus inhibition test (RFFIT) for determining rabies virus neutralizing antibody. In: MESLIN, F.X.; KAPLAN, M.M.; KOPROWSKI, H. Laboratory techniques in rabies. 4th ed. Geneva: World Health Organization, 1996. p. 181-192.

SOGORB, S.F.; GUIMARÃES, E.C.; DEANE, M.P. Toxoplasmose espontânea em animais domésticos e silvestres em São Paulo. Revista do Instituto de Medicina Tropical, São Paulo, v. 14, p. 314-320, 1972.

SOGORB, S.F.; JAMRA, L.F.; GUIMARÃES, E.C. Toxoplasmose em cães de São Paulo. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, São Paulo, v. 18, p. 36-41, 1976.

______. Toxoplasmose em animais de São Paulo, Brasil. Revista do Instituto de Medicina Tropical, São Paulo, v. 19, n. 3, p. 191-194, 1977.

SPAGNOL, F.H.; PARANHOS, E.B.; OLIVEIRA, L.L.S.; MEDEIROS, S.M.; LOPES, C.W.G.; ALBUQUERQUE, G.R. Prevalência de anticorpos anti-Toxoplasma gondii em bovinos abatidos em matadouros do estado da Bahia, Brasil. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária, São Carlos, v. 18, n. 2, p. 42-45, 2009.

TABORDA, C.; MEHNERT, D.U.; SILVA, C.A. Manual de normas técnicas do Biotério de Experimentação Animal do Departamento de Microbiologia do Instituto de Ciências Biomédicas da Universidade de São Paulo. São Paulo: USP, ICB, 2004. 17 p.

TADEI, V.A.; GONÇALVES, C.A.; PEDRO, W.A.; TADEI, W.J.; KOTAIT, I.; ARIETA, C. Distribuição do morcego vampiro Desmodus rotundus (Chiroptera: Phyllostomidae) no estado de São Paulo e a raiva dos animais domésticos. Campinas: CATI, 1991. (CATI. Impresso Especial, 107).

TENTER, A.M.; JOHNSON, A.M. Phylogeny of the tissue cyst forming coccidian. Advances in Parasitology, London, v. 39, p. 70-141, 1997.

TRANAS, J.; HEINZEN, R.A.; WEISS, L.M.; McAllister, M.M. Serological evidence of human infection with the protozoan Neospora caninum. Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology, Washington, v. 6, p. 765-767, 1999.

ULÓN, S.N.; MARDER, G. Tasas de infección toxoplásmica em el hombre y su relación com los animales domésticos em la ciudad de Corrientes. Veterinaria Argentina, Buenos Aires, v. 7, n. 68, p. 518-522, 1990.

VASCONCELLOS, S.A. Zoonoses: conceito. Disponível em: <http://www.cevisa.ibiuna.sp.gov.br>. Acesso em: 20 nov. 2010.

����

WALKER, D.H.; LIU, QING-HUAI; YU, XUE-JIE; LI, H.; TAYLOR, C.; FENG, HUI-MIN. Antigenic diversity of Rickettsia conorii. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, Baltimore, v. 47, n. 1, p. 78-86, 1992.

WALLACE, G.D.; MARSHALL, L.; MARSHALL, M. Cats, rats and toxoplasmosis on a small pacific island. American Journal of Epidemiology, Baltimore, v. 95, n. 5, p. 475-482, 1972.

WHITEMAN, C.W. Conservação de carnívoros e a interface homem - fauna doméstica - fauna silvestre numa área fragmentada da Amazônia oriental brasileira. 2007. 87 p. Tese (Doutorado em Ecologia Aplicada) – Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2007.

______. Interface entre carnívoros domésticos e silvestres em área de proteção ambiental na Amazônia brasileira: indicadores e implicações para conservação. Natureza & Conservação, Curitiba, v. 6, p. 56-64, 2008.

WOUDA, W. Diagnosis and epidemiology of bovine neosporosis: a review. The Veterinary Quarterly, Boston, v. 22, n. 2, p. 71-74, 2000.

YAI, L.E.O.; CÃNON-FRANCO, W.A.; GERALDI, V.C.; SUMMA, M.E.L.; CAMARGO, M.C.G.O.; DUBEY, J.P.; GENNARI, S.M. Seroprevalence of Neospora caninum and Toxoplasma gondii antibodies in the south American opossum (Didelphis marsupialis) from the city of Sao Paulo, Brazil. Journal of Parasitology, Lawrence, v. 89, n. 4, p. 870-871, 2003.

YU, X.J.; WALKER, D.H. The order Rickettsiales. In: DWORKINM, M. (Ed.). The prokaryotes: an envolving electronic resource for the microbiology community. 3rd ed. New York: Springer-Velag. Disponível em: <http://link.springer-ny.com/link/service/books/10125>. Acesso em: 12 set. 2009.

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APÊNDICES

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Apêndice A - Resultados dos testes realizados para os animais silvestres em função dos métodos e patógenos pesquisados

(continua)

SAM MAT IFI

Animais silvestres Localização Leptospira

spp. T. gondii Rickettsia spp.

Data da campanha

1 Calomys tener P21 N ... ... Dez de 2009

2 Calomys tener P22 N ... ... Dez de 2009

3 Calomys tener P22 N ... ... Dez de 2009

4 Calomys tener P22 N ... ... Dez de 2009

5 Calomys tener P22 N ... ... Dez de 2009

6 Calomys tener P27 N ... ... Dez de 2009

7 Calomys tener P27 N ... ... Dez de 2009

8 Calomys tener P27 N ... ... Dez de 2009

9 Calomys tener P28 N ... ... Dez de 2009

10 Calomys tener P28 N ... ... Dez de 2009

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Apêndice A - Resultados dos testes realizados para os animais silvestres em função dos métodos e patógenos pesquisados

(continuação)

SAM MAT IFI

Animais silvestres Localização Leptospira

spp. T. gondii Rickettsia spp.

Data da campanha

11 Oligoryzomys sp P18 N ... ... Dez de 2009

12 Oligoryzomys sp P23 N ... ... Dez de 2009

13 Oligoryzomys sp P23 N ... ... Dez de 2009

14 Akodon aff montensis P10 N N N Jan de 2010

15 Akodon aff montensis P10 N N P(Rr=64;

Ra=128) Jan de 2010

16 Akodon aff montensis P11 N N N Jan de 2010

17 Gracilinanus microtarsus P15 N N ... Jan de 2010

18 Gracilinanus microtarsus P9 N P(100) ... Jan de 2010

19 Gracilinanus microtarsus P4 N N ... Jan de 2010

20 Oligoryzomys flavescens P15 N N N Jan de 2010

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Apêndice A - Resultados dos testes realizados para os animais silvestres em função dos métodos e patógenos pesquisados

(continuação)

SAM MAT IFI

Animais silvestres Localização Leptospira

spp. T. gondii Rickettsia spp.

Data da campanha

21 Oxymicterus sp P9 N N N Jan de 2010

22 Akodon aff montensis P31 N N N Fev de 2010

23 Necromys lasiurus P8 N N N Fev de 2010

24 Necromys lasiurus P21 N N N Fev de 2010

25 Necromys lasiurus P22 N N N Fev de 2010

26 Necromys lasiurus P22 P(2B=100) N N Fev de 2010

27 Necromys lasiurus P22 N N N Fev de 2010

28 Oligoryzomys nigripes P21 N N N Fev de 2010

29 Oligoryzomys nigripes P31 N P(25) N Fev de 2010

30 Oligoryzomys nigripes P31 N N N Fev de 2010

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Apêndice A - Resultados dos testes realizados para os animais silvestres em função dos métodos e patógenos pesquisados

(continuação)

SAM MAT IFI

Animais silvestres Localização Leptospira

spp. T. gondii Rickettsia spp.

Data da campanha

31 Necromys lasiurus P10 N N N Mar de 2010

32 Necromys lasiurus P11 N N N Mar de 2010

33 Akodon aff montensis P11 N N N Mar de 2010

34 Akodon aff montensis P20 N N N Mar de 2010

35 Calomys tener P11 N N N Mar de 2010

36 Calomys tener P14 N N N Mar de 2010

37 Calomys tener P40 N P(50) N Mar de 2010

38 Gracilinanus microtarsus P14 N N ... Mar de 2010

39 Oligoryzomys flavescens P18 P(2B=100) N N Mar de 2010

40 Oligoryzomys flavescens P5 N N N Mar de 2010

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Apêndice A - Resultados dos testes realizados para os animais silvestres em função dos métodos e patógenos pesquisados

(continuação)

SAM MAT IFI

Animais silvestres Localização Leptospira

spp. T. gondii Rickettsia spp.

Data da campanha

41 Oligoryzomys nigripes P14 P(2B=100) N N Mar de 2010

42 Olygoryzomys flavescens P5 N N N Mar de 2010

43 Akodon aff montensis P21 N P(25) P(Rr=64;

Rrhip=64) Abril de 2010

44 Akodon aff montensis P31 N N P(Rr=64;

Rrhip=128) Abril de 2010

45 Akodon aff montensis P31 N N N Abril de 2010

46 Calomys tener P22 N N N Abril de 2010

47 Calomys tener P27 N N N Abril de 2010

48 Oligoryzomys flavescens P40 N N N Abril de 2010

49 Oligoryzomys flavescens P5 N N N Abril de 2010

50 Oligoryzomys nigripes P31 N N N Abril de 2010

51 Oligoryzomys nigripes P37 N N N Abril de 2010

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Apêndice A - Resultados dos testes realizados para os animais silvestres em função dos métodos e patógenos pesquisados

(continuação)

SAM MAT IFI

Animais silvestres Localização Leptospira

spp. T. gondii Rickettsia spp.

Data da campanha

52 Calomys tener P10 N ... ... Maio de

2010

53 Calomys tener P27 N ... ... Maio de

2010

54 Oligoryzomys sp P22 N ... ... Maio de

2010

55 Oligoryzomys sp P26 N ... ... Maio de

2010

56 Akodon aff montensis P30 N N ... Jun de 2010

57 Akodon aff montensis P31 N N ... Jun de 2010

58 Calomys tener P22 N N ... Jun de 2010

59 Gracilinanus microtarsus P14 N N ... Jun de 2010

60 Gracilinanus microtarsus P36 N N ... Jun de 2010

61 Gracilinanus microtarsus P4 N N ... Jun de 2010

62 Oligoryzomys flavescens P11 P(2B=200) N ... Jun de 2010

63 Oligoryzomys flavescens P21 N P(100) ... Jun de 2010

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Apêndice A - Resultados dos testes realizados para os animais silvestres em função dos métodos e patógenos pesquisados

(conclusão)

SAM MAT IFI

Animais silvestres Localização Leptospira

spp. T. gondii Rickettsia spp.

Data da campanha

64 Oligoryzomys flavescens P22 N P(25) ... Jun de 2010

65 Oligoryzomys nigripes P1 N P(25) ... Jun de 2010

66 Oligoryzomys nigripes P21 N N ... Jun de 2010

67 Oligoryzomys nigripes P7 N N ... Jun de 2010

68 Oligoryzomys nigripes P7 N N ... Jun de 2010

69 Oligoryzomys nigripes P7 N N ... Jun de 2010

70 Oligoryzomys nigripes P7 N P(25) ... Jun de 2010

71 Oligoryzomys nigripes P8 N N ... Jun de 2010

72 Mus sp Fazenda Cavalinho N P(100) ... Jun de 2010

73 Calomys tener

Fazenda Três Lagoas (Alojamento)

N N ... Jun de 2010

Legenda: N= Resultado negativo ....= Teste não realizado para o indivíduo. P= Resultado positivo. O número entre parênteses representa o título de anticorpos obtido para a amostra. Rr= Rickettsia rickettsii Ra= Rickettsia amblyommi Rrhip= Rickettsia riphicephali 2B= grupo sorológico Autumnalis; sorovar Butembo.

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continua)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos

bovinos amostrados

Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da

campanha

1 Fazenda Três Lagoas N N 0,35 P(13A=100;

14=100; 15A=100) Fev de 2010

2 Fazenda Três Lagoas N N 9,56 N Fev de 2010

3 Fazenda Três Lagoas N P(400) 2,99 N Fev de 2010

4 Fazenda Três Lagoas N N 12,5 N Fev de 2010

5 Fazenda Três Lagoas N N 0,12 N Fev de 2010

6 Fazenda Cavalinho N P(800) <0,02 P(15B=100) Fev de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da

campanha

7 Fazenda Cavalinho N N 12,5

P(8=100; 10A=100; 14=100; 15A=200;

15B=200) Fev de 2010

8 Fazenda Cavalinho N N <0,02 P(1A=200; 9=200;

15A=200; 15B=100) Fev de 2010

9 Fazenda Cavalinho N N 1,34 P(10B=100;

15A=100; 15B=100) Fev de 2010

10 Fazenda Cavalinho N N 139,75

P(1A=100; 2A=100; 10A=200; 10B=200; 14=100; 15B=200)

Fev de 2010

11 Fazenda Caçador N N <0,02 N Fev de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados

Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da Campanha

12 Fazenda Caçador N N <0,02 N Fev de 2010

13 Fazenda Caçador N N 3,27 N Fev de 2010

14 Fazenda Caçador N N <0,02 N Fev de 2010

15 Fazenda Caçador N P(400) <0,02 N Fev de 2010

16 Fazenda Arca N N <0,02 P(15B=100) Fev de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da

campanha

17 Fazenda Arca N N 0,14 N Fev de 2010

18 Fazenda Arca N N <0,02 P(15A=100) Fev de 2010

19 Fazenda Arca N N <0,02 N Fev de 2010

20 Fazenda Arca N N <0,02 N Fev de 2010

21 Fazenda Três Lagoas N N 0,5 N Jun de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da

campanha

22 Fazenda Três Lagoas N P(200) 127,8 P(1B=200;

15A=200; 15F=100) Jun de 2010

23 Fazenda Três Lagoas N P(400) 14,95 N Jun de 2010

24 Fazenda Três Lagoas N P(800) 2,39 P(3=100) Jun de 2010

25 Fazenda Três Lagoas N P(200) 0,08 N Jun de 2010

26 Fazenda Três Lagoas N P(200) <0,02 N Jun de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da

campanha

27 Fazenda Caçador N N <0,02 N Jun de 2010

28 Fazenda Caçador N N <0,02 N Jun de 2010

29 Fazenda Caçador N N <0,02 N Jun de 2010

30 Fazenda Caçador N N <0,02 N Jun de 2010

31 Fazenda Caçador N N <0,02 N Jun de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da

campanha

32 Fazenda Arca N N <0,02 P(15A=800;

15B=200; 15F= 400)

Jun de 2010

33 Fazenda Arca N N <0,02 P(15A=200; 15B=100; 15F=200) Jun de 2010

34 Fazenda Arca N N <0,02 P(15A=800;

15B=100; 15F= 400)

Jun de 2010

35 Fazenda Arca N N <0,02 N Jun de 2010

36 Fazenda Arca N N <0,02 P(15A=400; 15B= 200; 15F= 200) Jun de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados

Localização T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp. Data da

campanha

37 Fazenda Cavalinho N N 25,56 N Jun de 2010

38 Fazenda Cavalinho N P(400) 3,13 P(15A=400;

15B=200; 15F=200) Jun de 2010

39 Fazenda Cavalinho N N 3,91

P(2A=100; 15A=6400; 15B=

1600) Jun de 2010

40 Fazenda Cavalinho N N 0,35 N Jun de 2010

41 Fazenda Cavalinho N N 0,46

P(1A=400; 15A=6400; 15B=1600; 15F=800)

Jun de 2010

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Apêndice B - Resultado dos testes realizados para os bovinos em função dos métodos e patógenos pesquisados (conclusão)

IFI IFI SFIMT SAM Identificação dos bovinos

amostrados Localização

T. gondii Neospora caninum Raiva (UI/mL) Leptospira spp.

Data da

campanha

42 Fazenda Cavalinho N P(1600) 2,09 N Jun de 2010

Legenda:

N= Resultado negativo. ...= Teste não realizado para o indivíduo. P= Resultado positivo. O número entre parênteses representa o título de anticorpos obtido para a amostra. 13A= Grupo sorológico Pomona; sorovar Pomona. 14= Grupo sorológico Pyrogenes; sorovar Pyrogenes. 15A= Grupo sorológico Sejroe; sorovar Hardjoprajitno. 15B= Grupo sorológico Sejroe; sorovar Wolffi. 8= Grupo sorológico Grippotyphosa; sorovar Gryppotiphosa. 10A= Grupo sorológico Icterohaemorrhagiae; sorovar Copenhageni. 1A= Grupo sorológico Australis; sorovar Australis. 9= Grupo sorológico Hebdomadis; sorovar Hebdomadis. 10B= Grupo sorológico Icterohaemorrhagiae; sorovar Icterohaemorrhagiae. 2A= Grupo sorológico Autumnalis; sorovar Autumnalis. 15F= Grupo sorológico Sejroe; sorovar Hardjobovis. 3= Grupo sorológico Ballum, sorovar Castellonis.

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Apêndice C - Resultado dos testes realizados para os cães domésticos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continua)

SAM IFI IFI

Leptospira spp.

T. gondii

Identificação dos cães amostrados Localização

Dez de 2009 Fev de 2010 Jun de 2010 Fev de 2010 Jun de 2010

Rickettsia spp.

1 Fazenda Caçador N N N N N N

2 Fazenda Três Lagoas N N N N N N

3 Fazenda Arca N N N N N N

4 Fazenda Três Lagoas N N ... N ... N

5 Fazenda Três Lagoas N X X X X N

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Apêndice C - Resultado dos testes realizados para os cães domésticos em função dos métodos e patógenos pesquisados (continuação)

SAM IFI IFI

Localização

Leptospira spp.

T. gondii Identificação

dos cães amostrados

Dez de 2009 Fev de 2010 Jun de 2010 Fev de 2010 Jun de 2010

Rickettsia spp.

6 Fazenda Cavalinho N ... ... ... ... N

7 Fazenda Três Lagoas N N N N P(16) N

8 Fazenda Três Lagoas

P(2A=400; 2B=200; 8=400;

13A=100)

P(2A=100; 2B=100;

10A=100)

P(2B=200; 8=200) N N N

9 Fazenda Arca N N N N N N

10 Fazenda Arca N N N N N N

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Apêndice C - Resultado dos testes realizados para os cães domésticos em função dos métodos e patógenos pesquisados (conclusão)

SAM IFI IFI

Localização

Leptospira spp.

T. gondii Identificação

dos cães amostrados

Dez de 2009 Fev de 2010 Jun de 2010 Fev de 2010 Jun de 2010

Rickettsia spp.

11 Fazenda Três Lagoas ... N P(2B=100;

5=200) N N N

12 Fazenda Cavalinho ... N N P(64) P(256) N

13 Fazenda Três Lagoas ... ... N ... N ...

Legenda : N= Resultado negativo. ...= Teste não realizado para o indivíduo. P= Resultado positivo. O número entre parênteses representa o título de anticorpos obtido para a amostra. 13A= Grupo sorológico Pomona; sorovar Pomona. 8= Grupo sorológico Grippotyphosa; sorovar Gryppotiphosa. 10A= Grupo sorológico Icterohaemorrhagiae; sorovar Copenhageni. 2A= Grupo sorológico Autumnalis; sorovar Autumnalis. 2B= Grupo sorológico Autumnaliis; sorovar Butembo.

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Apêndice D - Resultado dos testes realizados para os cães domésticos em função dos métodos e patógenos pesquisados

(continua)

IFI SFIMT

N. caninum Raiva (UI/mL)

Identificação dos cães amostrados

Localização

Fev de 2010 Jun de 2010 Fev de 2010 Jun de 2010

1 Fazenda Caçador N N 0,46 0,38

2 Fazenda Três Lagoas P(200) P(400) 2,09 2,29

3 Fazenda Arca N P(200) 0,65 1,6

4 Fazenda Três Lagoas N ... 2,5 ...

5 Fazenda Três Lagoas X X X X

6 Fazenda Cavalinho ... ... ... ...

7 Fazenda Três Lagoas N N 3,57 N

8 Fazenda Três Lagoas N P(400) <0,02 <0,02

9 Fazenda Arca N N 1,91 1,75

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Apêndice D - Resultado dos testes realizados para os cães domésticos em função dos métodos e patógenos pesquisados

(conclusão)

IFI SFIMT

Localização N. caninum Raiva (UI/mL) Identificação dos cães amostrados

Fev de 2010 Jun de 2010 Fev de 2010 Jun de 2010

10 Fazenda Arca N P(200) 0,85 0,6

11 Fazenda Três Lagoas N N 3,57 2,99

12 Fazenda Cavalinho N N <0,02 <0,02

13 Fazenda Três Lagoas ... N ... 7,99

Legenda: N= Resultado negativo. ...= Teste não realizado para o indivíduo. P= Resultado positivo. O número entre parênteses representa o título de anticorpos obtido para a amostra.

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Apêndice E – Antígenos utilizados na soroaglutinação microscópica para a pesquisa de aglutininas anti-Leptospira spp

Sorogrupo Sorovar Australis Australis Australis Bratislava

Autumnalis Autumnalis Autumnalis Butembo

Ballum Castellonis Batavia Bataviae

Canicola Canicola Celledoni Whitcombi Cynopteri Cynopteri

Gruppotyphosa Grippotyphosa Hebdomadis Hebdomais

Icterohaemorrhagiae Copenhageni Icterohaemorrhagiae Icterohaemorrhagiae

Javanica Javanica Panama Panama Pomona Pomona

Pyrogenes Pyrogenes Sejroe Hardjo

(Hardjoprajitno) Sejroe Wolffi Sejroe Hardjo (Hardjobovis)

Shermani Shermani Tarassovi Tarassovi

Seramanga Patoc Sentot Sentot

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Apêndice F - Questionário aplicado nas entrevistas com a comunidade

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Data__________

Coordenadas da propriedade___________________ Entrevistado __________________

1) Número de:

Pessoas que moram na residência_____ Cães __M ___F Gatos __M__F

2) Nome, Sexo e Idade Cães ______________________ Gatos

________________

3) Algum dos animais é castrado? � sim � não

Quais?___________________________

4)Algum dos animais é vacinado? � sim � não Qual (is)?

________________________ Para quais doenças? __________________

Quem vacinou?_________________ Quando? ___________________________

5)Tem algum animal doente?_____ O senhor(a) sabe a doença?________________

6)Morreu algum animal recentemente?________Quantos? _______Qual a causa?

____________

O que foi feito com a

carcaça?___________________________________________________

7)Algum animal já teve cria?____ Quantas?_____Há quanto tempo?_____________

O que foi feito com os filhotes?

____________________________________________________

Os animais caçam? � sim � não Com que freqüência?___________________

O que eles caçam?

__________________________________________________________

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Apêndice G

Fonte: Alice S. Oliveira. Foto ilustrando a armadilha de pitfall-trap instalada em área de mata fechada.

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Apêndice H

Fonte: Alice S. Oliveira. Foto ilustrando a armadilha de pitfall-trap em área de mata aberta.

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Apêndice I

Fonte: Cortesia de Msc. Paula Sanches Martins. Espécime de Necromys capturado em uma das campanhas realizadas.

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Apêndice J

Fonte: Alice S Oliveira Roedores silvestres dentro da armadilha, em um dos baldes de captura.�