TESE DE DOUTORADO - repositorio.ufrn.br · universidade federal do rio grande do norte centro de...

UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE

CENTRO DE TECNOLOGIA

DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA QUÍMICA

TESE DE DOUTORADO

Isolamento dos constituintes do tegumento da castanha de cajú

(TCC) e avaliação do seu potencial como antioxidante natural

Doutoranda: Natália de Freitas Oliveira

Orientadora: Dra. Tereza Neuma de Castro Dantas

Natal/RN

Abril, 2016.

Natália de Freitas Oliveira Página 1

Natália de Freitas Oliveira

ISOLAMENTO DOS CONSTITUINTES DO TEGUMENTO DA

CASTANHA DE CAJÚ (TCC) E AVALIAÇÃO DO SEU

POTENCIAL COMO ANTIOXIDANTE NATURAL

Natal/RN

Tese apresentada ao Programa de

Pós-Graduação em Engenharia

Química, da Universidade Federal

do Rio Grande do Norte, como

parte dos requisitos necessários

para a obtenção do grau de Doutor,

sob a orientação da Prof.ª Drª

Tereza Neuma de Castro Dantas.


Abril, 2016.


Catalogação da Publicação na Fonte.

UFRN / CT / DEQ

Biblioteca Setorial “Professor Horácio Nícolás Sólimo”.

Oliveira, Natália de Freitas.

Isolamento dos constituintes do Tegumento da Castanha de Cajú

(TCC) e avaliação do seu potencial como antioxidante natural /

Natália de Freitas Oliveira. - Natal, 2016.

219 f.: il.

Orientador: Tereza Neuma de Castro Dantas.

Tese (Doutorado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte.

Centro de Tecnologia. Departamento de Engenharia Química.

Programa de Pós-graduação em Engenharia Química.

1. Castanha de caju - Tese. 2. Antioxidantes - Tese. 3. Óleos

vegetais- Tese. 4. Fitoquímica - Tese. I. Dantas, Tereza Neuma de

Castro. II. Universidade Federal do Rio Grande do Norte. III. Título.

RN/UF/BSEQ CDU

634.573(043.2)


OLIVEIRA, N. F. – Isolamento dos constituintes do tegumento da castanha de cajú (TCC) e

avaliação do seu potencial como antioxidante natural. Tese de Doutorado. UFRN, Programa

de Pós-graduação em Engenharia Química (PPGEQ). Área de Concentração: Engenharia

Química.

RESUMO:

O cajú (Anacardium occidentale L.) é uma das principais fontes de renda dos produtores

rurais da região Nordeste do Brasil. A castanha de cajú é constituída por três partes: casca,

amêndoa e uma película marrom conhecida como tegumento (TCC). Óleos vegetais brutos

possuem diferentes constituintes que são indesejáveis ao produto final, uma vez que podem

ocasionar a oxidação no óleo. Fatores como a degradação oxidativa são de extrema

importância para o aumento do tempo de estocagem de óleos e gorduras. Neste trabalho

procurou-se isolar os diferentes tipos de metabólitos secundários do tegumento; elaborar e

otimizar uma metodologia para o refino dos óleos de canola e girassol; e avaliar o potencial

antioxidante do extrato do tegumento da castanha de cajú na estabilidade oxidativa (EO) de

óleos vegetais. A abordagem fitoquímica demonstrou que o tegumento é rico em diversos

metabólitos, como os alcalóides, sais de amônio e os compostos fenólicos (taninos). Os óleos

foram analisados em quatro grupos de amostras: industrial, bruto, degomado e neutralizado.

Os óleos neutralizados de canola e girassol apresentaram acidez livre (IA) abaixo dos óleos

industrializados, bem como os índices de iodo (II) e peróxido (IP). Através dos resultados

obtidos, verificou-se que o processo de refino adotado resultou em um produto com padrão

semelhante ao óleo industrializado e dentro das normas. O teste de oxidação acelerada, Schaal

Oven Test, e as análises IA, IP, absortividade específiva (AE) em 232 e 270nm, dienos (DC) e

trienos conjugados (TC), e EO em PetroOxy foram realizados, observando-se que as adições

de antioxidantes naturais nos óleos vegetais asseguraram a estabilidade oxidativa após o

envelhecimento acelerado em estufa. Evidenciou-se, também, que o óleo de canola foi mais

estável e resistente a longos períodos de estocagem. O uso dos extratos metanólicos de

tegumento (MDF) forneceu melhores resultados de IA, IP, DC em relação ao controle e ao

antioxidante sintético BHA. O período de indução avaliado pelo PetroOxy foi aumentado com

a adição dos antioxidantes naturais do TCC, demonstrando que sua ação antioxidante em

óleos vegetais o torna um potencial composto bioativo natural.

Palavras-chave: Anacardium; caracterização fitoquímica; tegumento; antioxidantes; óleos

vegetais; estabilidade oxidativa.


OLIVEIRA, N. F. – Isolation of the constituents of cashew nut integument (CNI) and evaluation

of its potential as a natural antioxidant. Doctoral Thesis. Post Graduate Program in Chemical

Engineering (PPGEQ). UFRN.

ABSTRACT

The cashew (Anacardium occidentale L.) is one of the main sources of income for farmers in

the Northeast region of Brazil. The cashew nut is composed of thee main parts: peel, almond,

and a brown film known as integument (CNI). Crude vegetable oils have different

constituents which are undesirable in the end product, causing oil oxidation. Factors such as

oxidative degradation are extremely important to increase the shelf life of oils and fats. This

research was developed aiming to: identify and isolate different types of secondary

metabolites from the integument; develop and optimize a methodology for refining canola and

sunflower oils; and evaluate the antioxidant potential of the integument extract in oxidative

stability (OS) of vegetable oils. The phytochemical approach showed that the integument is

rich in various metabolites such as alkaloids, ammonium salts, phenolic compounds (tannins).

The oils were analyzed in four groups of samples: industrial oil, crude oil, degummed oil, and

neutralized oil. The values of acidity contente (AV) obtained for the canola and sunflower

neutralized oils were lower than the ones for industrial oils, as well as for iodine index (II)

and peroxide index (PV). The results showed that the adopted refining process resulted in na

oil with similar properties of the industrial one and in accordance with Brazilian standards.

The accelerated oxidation test, Schaal Oven Test, and the AV, PV, especific absorty (EA)

analysis, at 232 and 270nm, and OS (PetroOxy) were performed and it was observed that the

addition of the natural antioxidants in vegetable oils ensured oxidative stability after

accelerated aging in stove. It is also evident that the canola oil is more stable and resistant to

long periods of storage. The use of integument methanolic extracts (IME) provided better

results for AV, PV, DC in relation to the control and the synthetic antioxidante (BHA). The

induction period measured by PetrOxy was increased with the addition of natural antioxidants

from CNI, demonstrating that this product presents antioxidant action for vegetable oils,

allowing it’s use as a natural bioactive compound.

Keywords: Anacardium; phytochemical characterization; integument; antioxidant; vegetable oils;

oxidative stability.


Eu aprendi...

Que se aprende errando;

Que crescer não significa fazer aniversário;

Que tudo o que se faz, um dia volta;

Que o silêncio é a melhor resposta, quando se ouve uma bobagem;

Que trabalhar significa não só ganhar dinheiro;

Que amigos a gente conquista mostrando o que somos;

Que os verdadeiros amigos sempre ficam com você até o fim;

Que cada um é de um jeito;

Que ninguém substitui ninguém;

Que a maldade se esconde atrás de uma bela face;

Que eu construo meu próprio caminho;

Que a minha felicidade não depende de ninguém;

Que não se espera a felicidade chegar, mas se procura por ela;

Que não se precisa de muito para ser feliz, mas ninguém vê isso;

Que serei sempre a mesma, mas não serei a mesma pra sempre;

Que um só dia pode ser mais importante que muitos anos;

Que quando penso saber de tudo, ainda não aprendi nada;

Que se deve ser criança a vida toda;

Que o julgamento alheio não é importante;

Que o caráter vale mais que a reputação;

Que nosso ser é livre;

Que sonhar é preciso;

Que o que realmente importa é a Paz Interior;

Aprendi que eu posso TUDO

Basta eu QUERER!

E finalmente, aprendi que não se pode morrer, prá se aprender a viver...

(Autor desconhecido)


AGRADECIMENTOS

A Deus, que iluminou todos os meus passos, me amparando nos momentos

mais difíceis, me dando forças quando fraquejei, fazendo um caminho de Luz onde

havia escuridão, recuperando meu corpo quando a saúde preocupou e sendo o meu

tudo quando eu não tinha nada.

Aos meus pais, que sempre me apoiaram, incentivaram e estiveram à minha

espera nessas idas e vindas, sendo meu porto seguro e fortaleza.

Aos meus irmãos, sobrinhos e familiares, por serem meu núcleo de apoio,

fonte de alegrias e a certeza de que sempre estarão ali comigo, mesmo à

quilômetros de distância.

À minha querida orientadora Professora Dra. Tereza Neuma, que me acolheu

com muito carinho, abrindo as portas do seu laboratório, depositando a confiança

que eu não tinha, puxando a minha orelha quando precisei, me empurrando quando

empanquei… agradeço também toda a sua compreensão, seu discernimento, sua

humanidade, seu exemplo de professora, pesquisadora e mãe, pois orientar não é só

criar uma lista de afazeres a ser dita ou enviar um e-mail cheio de tarefas, existem

humanos trabalhando ali, e a senhora é um exemplo a ser seguido!

À Professora Dra. Rosélia, por ter me adotado, repassando seus

conhecimentos com tanta generosidade e empenho, estando diariamente presente

comigo no laboratório e bancada nos primeiros anos do doutorado, por todo apoio

e todos os seus sábios conselhos como professora e amiga, expresso minha eterna

gratidão, “Tchuchuca” linda.

Ao meu “Pai daqui”, como ele gosta de ser chamado, Professor Dinarte Aeda,

por ser realmente um pai para mim nesses anos fora de casa e sem família por

perto, pelo apoio em tudo que precisei nesse tempo em que residi em Natal, eu e

meus pais não temos palavras suficientes para agradecer ao senhor, sua esposa

Ancila e família por todo esse carinho gratuito e altruísta.


Ao meu querido bolsista Robson Gonçalo, que chegou aos 35 min do segundo

tempo, mas foi de extrema dedicação e empenho, mesmo sem bolsa não me

abandonou durante a fase mais crítica e sobrecarregada, meus sinceros

agradecimentos.

À minha bolsista Rachel Adna, pela ajuda e amizade no primeiro ano de

doutorado.

A todos os integrantes do Laboratório de Tecnologia de Tensoativos (LTT),

pelos anos de companheirismo.

Aos amigos Alex, Bruno, Denise, Daniel, Ewerton, Flávia, Glauco, Igor,

Jussara, Katherine, Laís, Marina, Nadja, Paulo, Patrícia, Rayanna, Valdeir,

Yasmine, Yguatyara e Yuri por todos os momentos de descontração, amizade e

horas de conversas calorosas na copa!

À equipe administrativa do PPGEQ, em especial à Mazinha e Medeiros.

Aos Professores do programa de Pós-Graduação em Engenharia Química,

por todo conhecimento partilhado.

Ao CNPq (Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico) e

à Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), pelo suporte financeiro

dado a este trabalho.

E, por fim, a todos que contribuíram direta ou indiretamente para a

realização deste trabalho, o meu Muito Obrigada!

... se depender de mim

Eu vou até o fim!

Agradeço a Deus pelo que conquistei até agora, mas peço a Ele para me dar sabedoria para conquistar muito mais! (Mr. Jokinha)


Ao pensar em desistir mil vezes, encontrei mil e um motivos para continuar e chegar aqui.

“Você não é derrotado quando perde... Você é derrotado quando desiste”

(Bob Marley)


SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO……………..…………………………..………………………………… 19

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA………………………………………………..…………... 23

2.1. Produtos naturais………………………………………...………………………………... 23

2.2. Metabolitos primários e secundários………………………………………........................ 24

2.2.1. Terpenos………………………………………...……………………………………….... 26

2.2.2. Compostos nitrogenados e derivados………………………………………....................... 28

2.2.2.1. Alcalóides………………………………………...……………………………………….. 28

2.2.2.2. Sais de amônio………………………………………...…………………………………... 29

2.2.3. Compostos fenólicos………………………………………...……………………………. 33

2.3. Extração de compostos de origem vegetal………………………………………............... 35

2.4. Família Anacardiaciae…….......……….….....………………………………………......... 37

2.4.1. Anacardium occidentale L. (cajueiro)…...………………………....................................... 38

2.4.1.1. Castanha de cajú................................................................................................................... 41

2.4.1.1.1. Beneficiamento da castanha de cajú……………..………………………………………... 43

2.4.1.1.2. Processo de separação da amêndoa e tegumento a partir da castanha……………………. 43

2.4.1.2. Tegumento da castanha de cajú (TCC)……………..…………………………..………… 50

2.4.1.2.1. Composição química do TCC.…………………….........…………..…………………….. 51

2.4.1.2.2. Metabólitos derivados do ácido graxo presente no TCC…………..….………………….. 52

2.4.1.2.3. Metabólitos secundários presentes no tegumento...…..……………………..……………. 53

2.4.1.2.4. Outros metabólitos encontrados no TCC…………..……………………..………………. 57

2.4.1.2.5. Atividade antioxidante do TCC…………..……………………....……………………..… 58

2.4.1.2.6. Outras aplicações químicas do TCC…………..……………………..…………………… 60

2.5. Óleos vegetais....................................................................................................................... 61

2.5.1. Estabilidade oxidativa de óleos vegetais.............................................................................. 64

2.5.1.1. Antioxidantes usados em óleos

vegetais.......…………..……………………..…………… 70

2.5.1.2. Avaliação físico química e oxidativa de óleos…………..……………………..…………. 73

2.5.1.2.1. Testes de mensuração da oxidação de óleos…………..……………………..…………… 73

2.5.1.2.2. Testes de avaliação da estabilidade oxidativa de óleos…………..……………………….. 77

3. ESTADO DA ARTE…………..……………………..……………………..…………….. 82

4. METODOLOGIA.................................................................................…………..………. 94

4.1. Materiais............................................................................................................................... 94

4.2. Produção da farinha do tegumento da casnha do caju (TCC) …….……..……………….. 95

4.3. Abordagem fitoquímica preliminar do TCC…………..……………………..…………… 95

4.3.1. Obtenção dos extratos doTCC…….……….…………………..……………………..…… 96

4.3.1.1. Caracterização do extrato hidroalcoolico do

TCC................................................................ 96

4.3.1.2. Caracterização do extrato clorofórmico do

TCC................................................................... 98

4.4. Testes fitoquímicos...............................................................................………………..….. 100

4.4.1. Abordagem fitoquímica para o extrato hidroalcoolico do TCC……......…………………. 100

4.4.1.1. Determinação do rendimento dos extratos........................................................................... 100

4.4.1.2. Teste pata fenóis e taninos………………………………………………………………… 100

4.4.1.3. Teste para antocianinas, antocianidinas e flavonoides……………………………………. 100

4.4.1.4. Teste para leucotocianidinas, catequinas e flavononois…………………………………... 101


4.4.1.5. Teste para flavonóis, flavononas, flavonoides e xantonas………………………………... 101

4.4.1.6. Teste confirmatório para catequinas..................................................................................... 102

4.4.1.7. Teste para esteroides e triterpenóides...…………………………………………………… 102

4.4.1.8. Teste para saponinas………………………………………………………………………. 102

4.4.1.9. Teste para ácidos fixos

fortes………………………………….………………………....... 103

4.4.1.10. Teste para

resinas…………………………………………….……………………………. 103

4.4.1.11. Teste para

alcalóides………………………………………….…………………………… 103

4.4.1.12. Teste para bases

quaternárias………………………………………….…………………... 103

4.4.1.13. Hidrolise ácida para o extrato hidroalcoolico…………………..…………………………. 104

4.4.1.14. Teste para ácidos fixos fortes em extratos

hidrolisados.....………………….…………….. 104

4.4.1.15. Preparo dos extratos para os testes: quinonas, antranóis e agliconas

flavonoides.………... 104

4.4.2. Abordagem fitoquímica para o extrato clorofórmico do TCC…........................…………. 105

4.4.2.1. Determinação dos

extrativos…………………………………………….……………….... 105

4.4.2.2. Separação de bases orgânicas……………………………………………………………... 105

4.4.2.3. Teste para presenças de

alcalóides…………………………………….…………………... 105

4.4.2.4. Teste para bases

quartanárias……………………………………….……………………... 105

4.4.2.5. Separação de ácidos

fortes………………………………………….……………………... 106

4.4.2.6. Teste para ácidos fixos

fortes…………………………………….………………………... 106

4.4.2.7. Separação dos ácidos fixos fracos e

fenóis………………………..……………………….. 106

4.4.2.8. Teste para constituintes fenólicos em meio alcoólico……………………..……………… 106

4.4.2.9. Teste para constituintes fenólicos em meio aquoso………………………………………. 106

4.4.2.10. Teste para constituintes neutros…………………………………………………………... 107

4.4.2.11. Hidrólise alcalina………………………………………….………………………………. 107

4.4.2.12. Separação da fração

insaponificável……….……………………………………………… 107

4.4.2.13. Teste para esteroides e triterpenóides após hidrolise alcalina…………………………….. 107

4.4.2.14. Separação dos ácidos do extrato saponificado……………………………………………. 107

4.4.2.15. Teste para fenóis…………………………………………………………………………... 107

4.4.2.16. Teste para ácidos fixos fortes……………………………………………………………... 108

4.4.3. Rendimento e classificação dos constituintes químicos da abordagem fitoquímica............ 108


4.5. Separação dos constituintes do TCC……………………………………………………… 108

4.5.1. Compostos fenólicos……………………………………………………………………… 108

4.5.1.1. Extração especifica para compostos fenólicos……………………………………………. 108

4.5.1.2. Análise para caracterização dos extratos………………………………………………….. 109

4.5.2. Compostos lipofílicos……………………………………………………………………... 109

4.5.2.1. Extração especifica para compostos lipofílicos (esteróides e

triterpenóides)……………… 109

4.5.2.2. Separação e purificação dos compostos (esteróides e triterpenóides)

……………………... 109

4.5.2.3. Testes de Lieberman-Buchard e Solkowski………………………………………………. 110

4.5.2.4. Extração do LCC………………………………………………………………………….. 110

4.5.3. Compostos nitrogenados………………………………………………………………….. 112

4.5.3.1. Isolamento especifico para alcalóides…………………………………………………….. 112


4.5.3.2. Extração especifica de sais de amônio……………………………………………………. 114

4.6. Espectrofotometria na região de ultravioleta visível

(UV)…..…………………………….. 114

4.7. Espectroscopia na região de infravermelho

(IV)……………………..………………….… 114

4.8. Avaliação da potencialidade do TCC como inibidor de oxidação em óleos vegetais.......... 115

4.8.1. Preparo dos extratos do

tegumento………………………………………………………... 115

4.8.2. Solubilidade dos óleos…………………………………………………………………….. 115

4.8.2.1. Refino em escala laboratorial dos óleos……………………………...…………………… 115

4.8.3. Testes em forno Schaal……………………………………………………………………. 116

4.8.4. Procedimentos analíticos………………………………………………………………….. 116

4.8.4.1. Índice de acidez (IA)……………………………………………………………………… 116

4.8.4.2. Índice de iodo (II)…………….…………………………………………………………… 117

4.8.4.3. Índice de peróxido (IP) …………………………………………………………………… 118

4.8.5. Determinação do coeficiente de extinção específica por absorção na região de

ultravioleta

visível………………………...…………………...…………………...…………………..

119

4.8.6. Atividade antioxidante pelo método b-caroteno/ ac. linoleico……………………………. 119

4.8.7. Compostos fenólicos totais (CFT).....……………………………………………………... 120

4.8.8. Método ASTM D7545 (PetroOXY) ……………………………………………………… 120

4.9. Análise estatística…………………………………………………………………………. 121

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO.………………………………………………………… 123

5.1. Caracterização fitoquímica do Tegumento da Castanha de Caju

(TCC)..………………… 125

5.2. Isolamento e caracterização dos metabolitos do TCC…………………………………….. 125

5.2.1. Compostos lipofílicos……………………………………………………………………... 126

5.2.1.1. Cromatografia em coluna para isolamento de compostos apolares………………………. 134

5.3. Compostos nitrogenados e derivados…………………………………………………….. 134

5.3.1. Isolamento de alcalóides………………………………………………………………….. 134

5.3.2. Isolamento de sais de amônio…………………………………………………………….. 140

5.4. Compostos fenólicos……………………………………………………………………… 145

5.5. Avaliação do potencial do TCC como inibidore de oxidação em óleos vegetais............... 148

5.5.1. Caracterização dos antioxidantes naturais………………………………………………… 148

5.6. Eficiência do refino de óleos vegetais em escala laboratorial…………………………….. 152

5.7. Efeitos dos diferentes antioxidantes derivados do TCC nos óleos de canola e girassol sob

a estabilidade oxidativa…………………………………………………………………… 155

5.7.1. Índice de acidez (IA) ………………………………………………………...…………… 155

5.7.2. Índice de peróxido (IP) …………………………………………………………………… 158

5.7.3. Dienos (DC) e trienos (TC) conjugados…………………………………………………... 161

5.7.4. Método ASTM D7545 (PetroOxy)… ………………………..…………………………… 164

6. CONCLUSÕES.................................................................................................................... 168

7. REFERÊNCIAS................................................................................................................... 171


LISTA DE FIGURAS

CAPÍTULO 2: REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

Figura 2.1 – Resumo da biossíntese dos metabolitos secundários……………………….. 26

Figura 2.2 – Estrutura química de terpenóides repelentes de insetos……………………... 27

Figura 2.3 – Alcalóide verdadeiro (Escopolamina), proctoalcalóide (Efedrina) e

pseudoalcalóide (Teofiline)…..……………………………………………………………… 29

Figura 2.4 – Efedrina e cloridrato de efedrina.……………………………………………... 30

Figura 2.5 – Estrutura básica de um sal de amônio.......................................................... 31

Figura 2.6 – Caráter anfifílico dos compostos orgânicos (Cloreto de

hexadeciltrimetilamômio) …………………………………………………………………… 31

Figura 2.7 – Cloreto de benzalcônio………………………………………………………. 32

Figura 2.8 – Estrutura espacial (A) e planar (B) de um fenol simples…………………. 33

Figura 2.9 – Fórmula geral dos compostos anfifílicos do alquilbenzeno, onde o grupo

lateral pode ser R= –OH; -OR1; -COOR2, entre outros……………………………………. 36

Figura 2.10 – Estrutura química de alguns compostos fenólicos do cajú…………………. 36

Figura 2.11 – Primeiro registro oficial do gênero Anacardium, colheita de frutos de um

cajueiro…………………………………………………………………………….................... 39

Figura 2.12 – Disseminação do Anacardium occidentale…...................…………………. 40

Figura 2.13 – Anacardium occidentale L. (Caju e castanha).......................……………… 40

Figura 2.14 – Corte transversal na castanha de caju………………………………………. 41

Figura 2.15 – Esquema do beneficiamento da castanha de caju…………………………… 42

Figura 2.16 – Local de armazenagem da castanha de caju na Unidade de

Beneficiamento de Macaíba/RN……...……………………………………………………... 44

Figura 2.17 – Local usado para a secagem da casca da castanha………………………… 44

Figura 2.18 – Peneiras vibratórias para a classificação da castanha……………………… 45

Figura 2.19 – Autoclave usada no cozimento das castanhas……………………………… 46

Figura 2.20 – Caldeiras usadas para o cozimento em LCC………………………………… 46

Figura 2.21 – Processo semimecanizado para a extração da castanha por meio de

decorticação…………………………………………………………………………………… 47

Figura 2.22 – Telas e caixas de polipropileno usadas na secagem e resfriamento da

castanha……………………………………………………………………………………….. 48

Figura 2.23 – Processo de despeliculagem manual para a separação da castanha e o

tegumento…………………………………………...………………………………………… 49

Figura 2.24 – Classificação das castanhas na Unidade de Beneficiamento de Castanha

de Caju de Macaíba/RN………..…………………………………………………………….. 50

Figura 2.25 – Castanha de caju com o tegumento…………………………………………. 51

Figura 2.26 – Estrutura da (+) catequina e (-) epicatequina isoladas do TCC…………… 57

Figura 2.27 – Produção mundial de óleos vegetais em milhões de toneladas…………… 61


Figura 2.28 – Esquema do processo hidrolítico…………………………………………….. 66

Figura 2.29 – Mecanismo de formação de radicais livres………………………………… 66

Figura 2.30 – Esquema geral da auto oxidação lipídica………………………………..…... 68

Figura 2.31 – Representação da ação da luz ultravioleta, decomposição de

hidroperóxidos pela presença de cátions metálicos e ação do oxigênio singleto na região

insaturada de um ácido graxo, respectivamente……………………………………………. 69

Figura 2.32 – Estruturas químicas de antioxidantes sintéticos…………………………… 72

Figura 2.33 – Esquema reacional do teste de iodo…………………………………………. 74

Figura 2.34 – Esquema reacional do teste de peróxido…………………………………… 74

Figura 2.35 – Curva de determinação da estabilidade oxidativa…………………………... 78

Figura 2.36 – Comparação entre os métodos para determinar a estabilidade

oxidativa……………………………………………………………………….………………. 79

Figura 2.37 – Apresentação do PetroOXY………………………………………………….. 80

CAPÍTULO 4: METODOLOGIA

Figura 4.1 – Divisão geográfica da produção de castanha de caju no Rio Grande do

Norte…………………………………………………………………………………………… 95

Figura 4.2 – Casca da castanha in natura e após à moagem……………………….……… 110

Figura 4.3 – Sohxlet (a) e Rotaevaporador (b)................................................................. 111

Figura 4.4 – Apresentação do funcionamento esquemático do PetroOxy……………..… 121

CAPÍTULO 5: RESULTADOS E DISCUSSÃO

Figura 5.1 – Eluições da coluna 1 versus frações coletadas……………………………….. 126

Figura 5.2 – Espectros de infravermelho das frações da cromatografia da coluna 1....... 128

Figura 5.3 – Espetros do LCC natural (A), ácido anacárdico (B), cardonol (C), LCC

técnico (D) …………………..………………………………………………………………… 129

Figura 5.4 – Eluições da coluna1.1 versus frações coletadas……………………………… 130

Figura 5.5 - Espectros de IV das frações escolhidas da coluna 1.1......... ……………...... 131

Figura 5.6 – Eluições da coluna 1.2 versus frações coletadas……………………..……… 132

Figura 5.7 - Espectros IV das frações escolhidas da coluna 1.2.... ……………................ 132

Figura 5.8 – Eluições da coluna 2 versus frações coletadas…….………………………… 134

Figura 5.9 – Eluições da coluna 3 versus frações coletadas……….……………………… 135

Figura 5.10 – Espectros de infravermelho das frações isoladas…………………………… 138

Figura 5.11 – Espectros de infravermelho da extração de sais de amônio……….……… 144

Figura 5.12 – Varredura no UV-vis dos extratos metanólicos em diferentes diluições.... 149

Figura 5.13 – Infravermelho dos extratos do TCC………………………………………… 149

Figura 5.14 – Atividade antioxidante dos extratos relativo ao tempo……………………. 151

Figura 5.15 – Índice de acidez dos óleos de canola (OC) (a) e girassol (OG) (b) nos

diferentes tempos de oxidação e antioxidantes…………..………………………………… 157

Figura 5.16 – Índice de peróxido dos óleos de girassol (a) e óleos de canola (b) versus

os tempos de oxidação acelerada utilizando diferentes antioxidantes…………………… 158

Figura 5.17 – Gráfico de superfície do IP versus IA e o tempo de oxidação acelerada

dos OC (a) e OG (b)..................……………………………………………………………… 160

Figura 5.18 – Formação de dienos (232 nm) e trienos (270 nm) conjugados, extinção

específica versus o antioxidante e tempo de oxidação acelerada dos óleos de canola (a) e

(b) e óleos de girassol (c) e (d)……………………………………………………………… 162


Figura 5.19 – Fator de proteção (%) dos antioxidantes naturais aos óleos de canola (a) e

girassol (b) sem antioxidante.....................…..…..………………………………………… 164

LISTA DE FLUXOGRAMAS


Fluxograma 4.1 – Esquema de trabalho........................................................................... 94

Fluxograma 4.2 – Marcha para a caracterização dos constituintes químicos presentes no

extrato hidroalcoólico.……………………………………………………………………. 96

Fluxograma 4.3 – Hidrolise ácida do extrato hodroalcoólico do TCC e seus

tratamentos……………………………………………………………………………………. 97

Fluxograma 4.4 - Marcha para a caracterização dos constituintes químicos presentes no

extrato clorofórmico.……………………………………………………………………... 98

Fluxograma 4.5 – Hidrólise alcalina do extrato clorofórmico do TCC e seus

tratamentos…………………………………………………………………………………….. 99

Fluxograma 4.6 – Extração e isolamento de alcalóides em meio ácido…………………. 113

CAPÍTULO 5: RESULTADOS E DISCUSSÕES

Fluxograma 5.1 – Tratamento residual da sílica da coluna 2………….………………….. 135

Fluxograma 5.2 – Tratamento residual da sílica da coluna 3……………………………… 137

Fluxograma 5.3 – Tratamento ácido para o isolamento de sais de amônio……………… 141

Fluxograma 5.4 – Tratamento alcalino para o isolamento de sais de amônio…………… 142

Fluxograma 5.5 – Extração e isolamento de taninos em solventes polar/apolar.............. 146


LISTA DE TABELAS

CAPÍTULO 2: REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

Tabela 2.1 – Classificação dos compostos fenólicos de acordo com o esqueleto básico 34

Tabela 2.2 – Composição físico-química e mineral do tegumento da castanha de cajú.. 52

Tabela 2.3 – Composição de ácidos graxos de lipídeos extraídos do TCC……………... 53

Tabela 2.4 – Perfil químico do TCC usando diferentes solventes……………………….. 54

Tabela 2.5 – Teor de compostos fenólicos totais do TCC sob diferentes métodos…….. 56

Tabela 2.6 – Teor de carotenoides, tocoferóis e tiamina no TCC………………………... 58

Tabela 2.7 – Atividade antioxidante do TCC sob diferentes métodos…………………... 59

Tabela 2.8 – Teor de antioxidantes do TCC variando a metodologia e a temperatura.... 60

Tabela 2.9 – Teor de ácido graxo em óleos vegetais…………………………..………….. 62

Tabela 2.10 – Principais etapas do refino industrial de óleos vegetais………..……..….. 63

Tabela 2.11 – Modificações e alterações dos óleos em diferentes etapas oxidativa........ 65


Tabela 4.1 – Representação das cores características, em determinado pH, para a

identificação das constituintes antocianinas, antocianidinas e flavonoides …………….. 101

Tabela 4.2 – Representação das cores características, em determinado pH, para a

identificação dos constituintes leucoantocianidinas, catequinas e flavononas………… 101

CAPÍTULO 5: RESULTADOS E DISCUSSÃO

Tabela 5.1 – Teste de rendimento dos constituintes dos extratos hidroalcoólico e

clorofórmico…………..………………………………………………………………………. 123

Tabela 5.2 – Resultado do perfil fitoquímico do Tegumento da Castanha do Caju (TCC) 124

Tabela 5.3 – Análises qualitativas de frações da caracterização fitoquímica…………….. 125

Tabela 5.4 – Resultados dos testes de Liebermann- Burchard e Salkowski……………… 127

Tabela 5.5 – Rendimento das diferentes extrações do LCC……………………..………... 127

Tabela 5.6 – Atribuição das absorções na região de IV dos espectros apresentados nas

figuras 5.4 e 5.5………………………………………………………………………………... 129

Tabela 5.7 – Atribuição das absorções na região de IV dos espectros apresentados nas

figuras 5.2 e 5.3………………………………………………………………………………... 133

Tabela 5.8 – Atribuição das absorções na região de IV das frações da coluna 2, coluna 3

e dos espectros da figura 5.10....... ………………………………………………………… 139

Tabela 5.9 – Testes qualitativos do isolamento de sais de amônio……………………….. 143

Tabela 5.10 - Atribuição dos dados de IV da figura 5.11………………………………...... 144

Tabela 5.11 – Rendimento das frações de taninos obtidas no fluxograma 5.5…………… 146

Tabela 5.12 – Testes qualitativos para compostos fenólicos das extrações de taninos…. 146

Tabela 5.13 – Solubilidade dos extratos do TCC…………………………………………… 148

Tabela 5.14 – Análise de compostos fenólicos totais dos extratos………………………… 150

Tabela 5.15 – Percentual de inibição antioxidante em b-caroteno/ ac. linoleico………… 152

Tabela 5.16 – Caracterização química dos OC e OG em diferentes estágios…………… 153

Tabela 5.17 – Índice de acidez dos OC e OG com e sem a ação de antioxidante............... 156

Tabela 5.18 – Correlações entre o IA e o IP dos OC e OG com o DT e TC..................... 163

Tabela 5.19 – Fatores de proteção dos antioxidantes naturais (5000 ppm) e do BHA nos

óleos de canola e girasso l em diferentes tempos de oxidação acelerada…………….. 166


LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

AA Percentual de inibição antioxidante ABIOVE Associação Brasileira Indústrias Óleos Vegetais

ABTS 2,2 '-azino-bis 3-etilbenzotiazolina-6-sulfónico

ACC Amendoa da Castanha de Caju AGL Ácido Graxo Livre

ANVISA Agencia Nacional de Vigilância Sanitária

AOM Active Oxygen Method

ASTM American Society for Testing and Materials BHA 2,3-terc-butil- 4-metil-metoxifenol

BHT 3,5-di-t-butil-4- hidroxitolueno

CC Cromatografia em Coluna CCC Casca da Castanha de Cajú

CCD Cromatografia em Camada Delgada

CFT Compostos Fenólicos Totais DC Dieno Conjugado

DPPH 2,2-difenil-1-picril-hidrazil

E% Extinção específica

EAG Equivalent Acid Galic EO Estabilidade Oxidativa

FRAP Parâmetro do íon férrico reduzido

GAeq Ácido Gálico Equivalente IA Índice de Acidez

IBGE Instituto Brasileiro de Geografia e Estatistica

II Índice de Iodo

IP Índice de Peróxido IPP Isopentenil difosfato

IV Infravermelho

LCC Líquido da castanha do cajú LDL Inibição da peroxidação lipídica

LI 1,4-cineol

LII 1,8-cineol LSD Dietilamida do Ácido Lisérgico

MDF Extrato Metanólico Desengordurado à Frio

MDQ Extrato Metanólico Desengordurado à Quente

MF Extrato Metanólico à Frio MQ Extrato Metanólico à Quente

OC Óleo de Canola

OG Óleo de Girassol OSI Open Systems Interconnection

PDSC Pressure Differential Scanning Calorimeter

PG 3,4,5-ácido triidroxibenzóico-propil galato

RMN Ressonância Magnética Nuclear

ROS Reactive Oxygen Species SAQ Sais de Amônio quartenário

SD Desvio Padrão

TBARS Ácido tiobarbitúrico

TBHQ Terc-butil-hidroquinona

TC Trienos Conjugados TCC Tegumento da castanha de Cajú

USDA United States Department of Agriculture

UV Ultravioleta-vis


Capítulo 1

Introdução


1. INTRODUÇÃO

Os recursos naturais possuem um grande potencial na produção de compostos. Isto se

deve não apenas à quantidade de espécies vegetais existentes, mas principalmente à variedade

de metabólitos primários e secundários por elas sintetizados.

O cajueiro (Anacardium occidentale) é uma planta originária do Brasil e tem como

“habitat” a região litorânea que se estende da Amazônia ao Nordeste. Encontra-se distribuída

em diversas regiões tropicais do mundo, entre as quais se destacam: Moçambique, Tanzânia,

Quênia, Guiné Bissau, Indonésia, Tailândia e Vietnã (LUBI; THACHIL, 2000;

PARAMASHIVAPPA et al., 2001) e Índia (DAS; SREELATHA; GANESH, 2004). O

comércio de castanha de cajú começou no início de 1920. A Índia foi pioneira no seu

processamento e comercialização em escala industrial. Ainda hoje é o principal produtor de

castanha de cajú, seguida pelo Vietnã e o Brasil (CHAVES et al., 2010).

No Brasil, a agroindústria do cajú está concentrada na região Nordeste, sendo os

estados do Ceará, Piauí e Rio Grande do Norte responsáveis por 95% da produção. Segundo o

IBGE, o Brasil tem uma área de plantio próxima a 775 mil hectares, praticamente sem

alteração nos últimos 10 anos, cuja produção vem oscilando em torno de 276 mil toneladas

por ano (IBGE, 2011).

O cajueiro tem sido descrito, há séculos, como uma ótima fonte medicinal e suas

aplicações na medicina popular são relatadas na literatura. Diferentes constituintes químicos,

isolados e identificados de várias partes do cajueiro, podem ser associados à usos medicinais,

como por exemplo as folhas que contêm flavonóides, tais como: agatisflavona, apigenina,

kanferol, miricetina, quercetina, quercetina-3-O-glicopiranosila, quercetina-3-O-

ranminopiranosila, robustoflavona e amentoflavona foram encontrados e aplicados (ARYA et

al., 1989). Das flores foram isolados o éster do ácido gálico (galato de etila) (SANKARA

SUBRAMANIAN; JOSEPH; NAIR, 1969). A casca do seu caule apresenta o ácido gálico

como componente majoritário. Como produto de hidrólise de taninos, foram obtidos os

esteróides: mioinositol, colesterol, campesterol, estigmasterol e sitosterol (DINDA;

CHATTERJEE; BANERJEE, 1987; MOTA, 1982). Da casca da castanha isolou-se o

occidentosideo (-)-salipurposideo (BHAT; MURTHY; RAO, 1981; MURTHY, 1982),

naringenina, naringenina–7-O-(6’’-O-p-cumaroil)- β-D-glicosila (RAHMAN et al., 1978),

naringenina-5β- glicosila (MURTHY, 1982). No tegumento selecionaram-se para estudos as


diversas fontes fenólicas, das quais foram isoladas a (+)-catequina e (-)-epicatequinas

(SANKARA SUBRAMANIAN; JOSEPH; NAIR, 1969). Além disto, suas atividades

farmacológicas têm sido testadas e uma das classes de compostos bioativos que tem

despertado maior interesse são os lipídios fenólicos, sobretudo por suas propriedades

antioxidantes ( KAMATH; RAJINI, 2007; KUBO et al., 2006).

O interesse pelos antioxidantes naturais tem-se intensificado devido à sua baixa

toxicidade em relação aos antioxidantes sintéticos. Outros subprodutos gerados pela indústria

alimentícia e no uso doméstico, como peles, cascas e fibras de frutas e vegetais, são

importantes fontes de antioxidantes naturais. Consequentemente, as preocupações do setor

industrial na tentativa de atender à essas exigências fazem com que novas tecnologias sejam

buscadas, visando à obtenção de produtos que proporcionem benefícios aos consumidores e,

ao mesmo tempo, diminuam perdas econômicas (PEREIRA; VIDAL; CONSTANT, 2009).

Óleos e gorduras vegetais são reconhecidos como componentes importantes da dieta

humana. Sua produção tem aumentado nos últimos anos devido à tendência de substituir

gradualmente a gordura animal. Estas mudanças decorrem devido à busca de um estilo de

vida mais saudável, aumentado o consumo de alimentos ricos em compostos benéficos à

saúde humana (SHAHIDI; ALASALVAR; LIYANA-PATHIRANA, 2007b; TUBEROSO et

al., 2007; SHAHIDI; SENANAYAKE, 2008; ROBLEDO et al., 2014). Os óleos vegetais

representam um dos principais produtos extraídos de plantas, seus usos na indústria

alimentícia correspondem a 70% de sua produção (ABIOVE, 2013). O mercado mundial de

oleaginosas representa cerca de 36% do valor total gerado pelo comércio dos produtos

agropecuários (USDA, 2015).

A indústria brasileira de processamento de óleos está entre as maiores do mundo e a

maior da América Latina, com capacidade atual de 177.980 ton./dia. Os óleos de soja, canola,

milho e girassol são os óleos com maior volume de produção e comercialização (ABIOVE,

2013; QUEIROGA NETO et al., 2009). O óleo vegetal bruto possui características físico-

químicas que fogem dos padrões para o seu consumo imediato. A indústria de refino de óleos

tem um papel determinante, que reúne um conjunto de recursos operacionais, convertendo o

óleo vegetal cru em produto comestível (LIST; PATTERSON, 2009; O'BRIEN, 2010). Sendo

assim, o refino do óleo é indispensável para que o mesmo adquira características desejáveis

para o seu consumo.


Devido as suas composições químicas e as condições de armazenamento, os óleos

vegetais têm a susceptibilidade de sofrer degradação por meio de oxidação acelerada,

termólise e/ou polimerização sob exposição ao calor (KONSOULA; LIAKOPOULOU-

KYRIAKIDES, 2010; LEE; LEE; CHOE, 2008; MOHDALY et al., 2010; VELASCO;

DOBARGANES, 2002). Estas reações afetam tanto as suas propriedades organolépticas

quanto a vida de prateleira do produto, se tornando um dos grandes desafios da indústria

alimentícia (IQBAL; BHANGER, 2007; SHAHIDI; HO, 2007; Y., 2001).

A adição de antioxidantes é eficaz em retardar a oxidação de lipídios (SUJA et al.,

2004). No entanto, a preocupação atual no que se refere aos possíveis efeitos adversos dos

antioxidantes sintéticos, tais como 2,3-terc-butil- 4-metil-metoxifenol (BHA), 3,5-di-t-butil-4-

hidroxitolueno (BHT) e terc-butil-hidroquinona (TBHQ) que são amplamente utilizados na

indústria alimentícia, está relacionada a propensão de causar diversos tipos de cânceres (

DUH; YEN, 1997; ITO, 1982;). Portanto, pesquisas para obter antioxidantes naturais mais

seguros e eficazes estão em andamento e várias fontes naturais estão sendo

examinadas (BOYER; LIU, 2004; HEMALATHA, 2007; SUJA et al., 2004; WANG et al.,

2007).

Baseado nesse contexto, este estudo procurou-se isolar os diferentes tipos de

metabólitos secundários do tegumento; elaborar e otimizar uma metodologia para o refino dos

óleos de canola e girassol; e avaliar o potencial antioxidante do extrato do tegumento da

castanha de cajú na estabilidade oxidativa (EO) de óleos vegetais.


Capítulo 2

Revisão bibliográfica


2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 Produtos Naturais

Na história dos produtos naturais, a utilização de plantas no tratamento de doenças é

considerada tão antiga quanto a própria humanidade. Os primeiros habitantes do planeta

queimavam plantas de odor agradável para pedir proteção aos bons deuses, às de perfume

desagradáveis, como um meio de afugentar os animais ou para afastar os deuses maléficos.

Além destas, outras utilidades, como: o uso na fabricação de ferramentas, confecção de

roupas, armas de caça e ainda, o uso alimentício (BEVILACQUA, 2010; MCCURDY;

SCULLY, 2005).

Com o tempo, o homem primitivo aprendeu com os animais a distinguir as plantas

comestíveis daquelas que podiam ajudá-lo na cura de suas doenças e, assim, já usavam a

fitoterapia. Chineses, babilônios e egípcios já cultivavam diversas ervas que eram utilizadas

como purgantes, vermífugos, diuréticos, anticépticos e cosméticos (RATES, 2001). No

entanto, o registro mais antigo que se conhece sobre esta utilização foi encontrado em um

túmulo do Período Neolítico (entre 5000 e 2500 anos a.C.), no qual encontraram vestígios de

uma múmia envolvida com plantas aromáticas, identificadas pela presença de restos de grãos

de pólen (HAMBURGER; HOSTETTMANN, 1991).

Os primeiros registros do uso das plantas na medicina estão nos papiros egípcios, nos

escritos chineses, nas folhas de bambu e nas tábuas de argila dos sumérios. Também foram

encontrados documentos na Índia e na Grécia antiga, que descrevem diversas plantas e suas

respectivas finalidades curativas (BELTRAN, 1996; STOCKWELL, 1988). No século XVI

a.C., já eram utilizadas cerca de 700 drogas, incluindo a babosa, o absinto, a hortelã, a mirra e

o cânhamo no Egito Antigo (BEVILACQUA, 2010).

Já no século XVIII a.C., o médico grego Galeno foi o pioneiro em experimentos com

animais, desenvolvendo as primeiras teorias médicas baseadas em experimentações

científicas, revolucionando o estudo da medicina, e sendo importante posteriormente para a

compreensão da atuação dos medicamentos no organismo humano. Paracelso, foi o primeiro a

defender a importância da química na preparação de medicamentos, além de ser considerado

o primeiro a propor a cura através de princípios homeopáticos (BELTRAN, 1996;

BEVILACQUA, 2010).


O primeiro isolamento de princípios ativos oriundos de produtos naturais (alcalóides

como a morfina, estricnina e quinina) ocorreu no século XIX e reacendeu as pesquisas do uso

de plantas medicinais (HAMBURGER; HOSTETTMANN, 1991). Nos últimos anos houve

um grande avanço científico envolvendo os estudos químicos e farmacológicos de plantas

medicinais, os quais visam obter novos compostos com propriedades terapêuticas

(CECHINEL FILHO; YUNES, 1998; CALIXTO et al., 2003).

No Brasil, a utilização de produtos naturais foi descrita pelos portugueses desde a sua

chegada em 1500, onde diversas espécies vegetais foram citadas a partir de observações da

cultura indígena, como é o exemplo da Carapa guianensis (andiroba) e Bixa orellana

(urucum), utilizadas como produtoras de corantes. Outras espécies, como é o caso da

Hymeneae coubaril (jatobá), produtora de resina, e Strychnos guianensis (erva-besteira), do

qual isolou-se o “curare”, também foram bastante procuradas por exploradores europeus,

ainda antes do século XVIII (PINTO, 1995). No século XIX, mais precisamente no ano 1847,

chega ao Brasil um farmacêutico, Theodoro Peckolt, que por suas extensas pesquisas, é

considerado o pai da fitoquímica brasileira. A partir de então, vários grupos de pesquisas

foram modificando seu foco, que outrora se restringia à fitoquímica tradicional (isolamento e

determinação estrutural) ampliando seus trabalhos para práticas que envolvam: atividades

biológicas, ecologia química, biossíntese de micromoléculas de plantas, microrganismos e

organismos marinhos (PINTO et al., 2002; VIZZOTO et al., 2010).

O extenso consumo e uso de plantas para fins terapêuticos no Brasil deve-se ao fato de

que a maioria dos remédios possui um elevado custo, mesmo os fabricados no país. O

desenvolvimento de compostos sintéticos é bastante prejudicado, pois suas matérias-primas

são normalmente importadas, assim elevam o custo da produção e, consequentemente, o preço

final ao consumidor. Vale salientar que a utilização de plantas traz inúmeras vantagens

ambientais, já que são produtos biodegradáveis, seu suprimento é auto-sustentável devido à

diversidade da flora e com uma utilização de maior valor econômico (CLARDY; WALSH,

2004; HAMMOND et al., 1997; KOEHN; CARTER, 2005; SILVA JUNIOR; VIZZOTTO,

1996).

2.2 Metabólitos primários e secundários

As plantas podem sintetizar dois tipos de metabólitos: primários e secundários.

Denomina-se como metabolismo primário o conjunto de reações participantes de processos


essenciais à vida, desenvolvimento e manutenção celular, sendo comuns aos seres vivos

(VIZZOTO et al., 2010). Os metabólitos primários tais como: os ácidos nucleicos,

aminoácidos, clorofila, proteínas, monossacarídeos, ácidos carboxílicos do ciclo de Krebs,

lipídeos, glicerídeos e glicólise (ALBUQUERQUE, 2013; ANDRADE; CASALI, 1999;

FONSECA, 2001; PROBST, 2012; ROGERIO, 2006; TAIZ; ZAIGER, 1998).

A maioria dos vegetais, microrganismos e, em menor escala os animais, possuem um

arsenal metabólico (enzimas, coenzimas e organelas) que são usados como precursores na

síntese de outros compostos, originando os metabolitos secundários. Este conjunto metabólico

é caracterizado por uma grande diversidade química, que embora não sejam necessariamente

essenciais ao organismo produtor, garantem vantagens na sobrevivência e perpetuação da

espécie no ecossistema (MORAES, 2008; SANTOS, 1999).

Os metabólitos secundários já foram considerados por diversos autores como produtos

sem valor ou mesmo resultantes de erro metabólico. Entretanto, a partir da década de 1950,

estudos envolvendo diversas áreas do conhecimento passaram a ser mais compreendidos.

Atualmente, sabe-se que muitas destas substâncias estão diretamente envolvidas com a

adequação do seu produtor ao meio como, por exemplo: defesa contra patógenos e herbívoros,

proteção contra raios UV, atração de polinizadores, tolerância a temperaturas extremas e

adaptação ao estresse hídrico ou deficiência de nutrientes e minerais do solo (DIXON, 2001;

HARBORNE, 2001; MANN, 1987; PROBST 2012; SANTOS, 1999; SANTOS, 2004;

VERPOORTE; ALFERMANN, 2000; WINK, 1990).

Uma vantagem econômica, tanto dos metabólitos primários como dos secundários, é a

facilidade de obtenção através de processos relativamente simples, como a destilação a vapor

ou por extração com solventes aquosos ou orgânicos (CHAGAS, 2004; COSTA, 2008), mas

muito destes metabólitos têm estruturas altamente complexas, que determinam sua atividade

biológica e não podem ser economicamente sintetizados.

O ácido chiquímico (precursor de vários compostos aromáticos), acetato (precursor de

ácidos graxos, fenóis, isoprenos, prostaglandinas, etc.) e aminoácidos aromáticos (biossíntese

de alcalóides) originam três grandes grupos de metabólitos secundários: terpenos (compostos

apolares/polares), componentes contendo nitrogênio (compostos nitrogenados) e compostos

fenólicos (Figura 2.1) (CROTEAU et al., 2000; KING; YOUNG, 1999; MORAES, 2008;

SHAHIDI, 1997; SHAHIDI; HO, 2005; SHAHIDI; NACZK, 2003; TAIZ; ZEIGER, 2006).


Figura 2.1 – Resumo da biossintese dos metabólitos secundários.

Fonte: Adaptado por Taiz; Zeiger, 2004.

2.2.1 Terpenos

Os terpenos ou terpenóides, também conhecidos como isoprenóides, são a maior

classe de metabólitos secundários, com maior variedade estrutural e funcional existentes nas

plantas, com mais de 55 mil compostos isolados. Seu nome deriva do fato de que os primeiros

membros da classe foram isolados da terebentina (terpentin em alemão). São em sua maioria

apolares, insolúveis em água e solúveis em solventes orgânicos (CHANG et al., 2010;

OLIVEIRA, 2003).

Os terpenos são formados a partir da união de unidades básicas chamadas de isopreno

(C5), como por exemplo: monopreno (2 unidades de isopreno), sesquiterpenóides (3 unidades

de isopreno), diterpenóides (4 unidades de isopreno), sesterpenos (5 unidades de isopreno),

triterpenóides (6 unidades de isopreno), tetraterpenóides (8 unidades de isopreno),

polisoprenóides (n unidades de isoprenos) (AHARONI et al., 2006; ALVES, 2001;

CROTEAU et al., 2000; VERPOORTE; ALFERMANN, 2000).

A maioria destes compostos apresenta baixo peso molecular, grande variedade de

estruturas e alta pressão de vapor à temperatura ambiente (BAKKALI et al., 2008). A maioria

dos terpenoides são produtos do metabolismo secundário, tendo como função intermediar a

relação da planta e o ambiente, podendo ser: alelopáticos (DUKE; OLIVA, 2004; MACIAS

et al., 2007), como o 1,4-cineol (LI) e o 1,8-cineol (LII) (Figura 2.2); repelentes contra insetos


(VIEGAS JÚNIOR, 2003) e agentes contra infecções de patógenos (saponinas agem como

detergentes rompendo as membranas de fungos e bactérias patogênicas) (YANG et al. 2006).

FIGURA 2.2 – Estrutura quimica de terpenóides repelentes de insetos.

Fonte: MITCHELL, 1989.

Dentro do grupo dos terpenos destacam-se os óleos voláteis e as saponinas. Os

primeiros são dotados de forte aroma, líquidos e oleosos extraídos principalmente de plantas

por arraste a vapor. Suas principais características físico-químicas são a volatilidade, o aroma

intenso e agradável e a solubilidade em solventes orgânicos apolares, são derivados dos

triterpenóides em sua maioria. As saponinas são glicosídeos, estas formadas de várias

unidades monossacarídeos em um núcleo, que pode ser constituído por esteróides ou

triterpenos, podendo ser classificados como saponinas esteroidais ou saponinas triterpênicas.

Sua maior característica é a formação de espuma abundante quando agitadas na água, devido

a sua estrutura química, onde os açúcares solúveis ligados a esteróides lipofílicos ou

triterpênicos reduzem a tensão superficial da água (COSTA, 2008; LÉON, 2015; MATOS,

2007; SILVA, 2007; SIMAS et al., 2004; SIMÕES; SPITZER, 2004).

Quanto à importância farmacológica, muitas propriedades são estabelecidas a

respeito dos terpenóides, entre elas: ação hepatoprotetora, analgésica, antiespasmódica, anti-

inflamatória, antimicrobiana, antioxidante, antisséptica, antiviral, carminativa, hemolítica,

estimulante gastrointestinal, estimulante do Sistema Nervoso Central, secretolítica, dentre

outras (ABDON et al., 2002; AGNANIET et al., 2005; BREMNER; HEINRICH, 2002;

COMPAGNONE et al., 2010; COSTA et al., 2008; LIMA et al., 2006; LIU, 1995;

MAGALHÃES et al., 2008; MAHATO, et al., 1988; MORAIS et al., 2006; SANTOS et al.,

2005; SILVA et al., 2004; SIMINIONATO et al., 2007; SIMÕES; SPITZER, 2004; SOUZA

et al., 2006; SUAREZ et al., 2005; SYLVESTRE et al., 2006; TORRES et al., 2008).


2.2.2 Compostos nitrogenados e derivados

Os compostos orgânicos nitrogenados são moléculas orgânicas que apresentam em sua

constituição o heteroátomo nitrogênio. Os alcalóides são bases orgânicas bastante comuns nos

vegetais, possuem um átomo de nitrogênio em um ou mais anéis heterocíclicos de carbono,

podendo apresentar-se na forma de aminas primárias, secundárias ou terciárias. Sua utilidade

vai desde as suas ações contra herbívoros (nicotina e a estricnina) como a produção de

fármacos importantes (morfina, cocaína, codeína, escopolamina) e alelopáticos (BLUA et al.,

1998; BLUM, 2004).

2.2.2.1 Alcalóides

Os alcalóides eram antigamente classificados como “álcalis vegetais”, devido sua

grande maioria possuir caráter alcalino como consequência do par de elétrons não

emparelhados no nitrogênio (BRUNETON, 1999). Porém existem alcalóides de caráter ácido

como a colchicina e piperina, oximas e alguns sais quaternários (DEWICK, 2002;

KUTCHAN, 1995). Estes possuem estrutura variada: alguns são líquidos, como a nicotina,

esparteína e coniina, mas sua grande maioria é composta por sólidos raramente corados,

opticamente ativos e solúveis em solventes orgânicos apolares ou pouco polarizados. Como

os alcalóides se encontram nas plantas na forma de sais de ácidos orgânicos, normalmente são

extraídos com soluções de ácidos minerais fortes (ácido clorídrico) devido a sua fácil

complexação em cloretos de alcalóides, tornando-os solúveis em água (COSTA, 2008;

GERHARDT, 2012; SILVA, et al., 2012; VIZZOTO, 2010).

Compondo a principal classe de compostos nitrogenados, os alcalóides são

encontrados no metabolismo secundário de plantas superiores, constituindo cerca de 20% das

substâncias naturais descritas, aproximadamente 20.000 substâncias identificadas

(BRUNETON, 1999; PROBT, 2012; SIMÕES, 2008). Esses compostos podem ser

encontrados em todas as partes do vegetal, mas seus acúmulos preferenciais ocorrem nos

tecidos em crescimento ativo, como: células epidérmicas e hipodérmicas, bainhas vasculares e

vasos lactíferos (ALBURQUERQUE, 2013; COSTA, 2008; SIMÕES, 2003).

Nas plantas, os alcalóides apresentam como função principal a defesa contra a invasão

de microrganismos, patógenos e herbívoros, devido a sua toxicidade e ao seu gosto amargo.

Porém outras funções podem ser sugeridas para essas substâncias, como a ação fotoprotetora

contra radiação ultravioleta (ZHANG; BJORN, 2009). Um exemplo disto se dá pelo aumento


da concentração do alcalóIde solanina em batatas quando estas são atacadas por

microrganismos (ALBURQUERQUE, 2013; COSTA, 2008; JOSSANG et. al., 1991;

HENRIQUES et al.,2004; HOCQUEMILLER et. al., 1981; SILVA et. al., 2009; SIMÕES;

BENNETT; ROSA, 2009; WUERATIN et. al., 1996).

Os alcalóides podem ser classificados em alcalóides verdadeiros (Figura 2.3 a),

protoalcalóides (Figura 2.3 b) e pseudoalcalóides (Figura 2.3 c). Os alcalóides verdadeiros são

formados pelo átomo de nitrogênio pertencente ao anel heterocíclico; enquanto nos

protoalcalóides, o nitrogênio não pertence ao anel heterocíclico. Já os pseudoalcalóides são os

compostos nitrogenados cujos precursores não são aminoácidos, mas sim outras substâncias

como os terpenos e esteróides (HENRIQUES et al., 2004).

FIGURA 2.3 - Alcalóide verdadeiro (Escopolanima) (a), Protoalcalóide (Muscina) (b)

e Pseudoalcalóide (Teofilina) (c).

Fonte: GOBBO-NETO, 2007.

2.2.2.2 Sais de amônio

Sais de amônio são sólidos iônicos com alto ponto de fusão, muito mais solúveis em

água que as aminas originais e ligeiramente solúveis em solventes orgânicos apolares. Essas

propriedades são muito úteis no isolamento e purificação de aminas. Diversas técnicas

analíticas têm sido desenvolvidas visando a separação das aminas bioativas em vegetais,

dentre elas: as cromatografias de papel, camada fina, gasosa e líquida de alta eficiência

(BUFFET-BATAILLON et al., 2012; KALAČ; DADAKOVA; PELIKÁNOVÁ, 2009;

WALLEN, 1954).

A solubilidade de um sal de amônio de cadeia longa na fase aquosa, depende do ânion

e do tipo de diluente podendo ser afetado com o aumento do peso molecular.

Sua ocorrência em vegetais é vasta, uma delas é o cloreto de D-tubocurarina, principal

componente da espécie vegetal Chondodendron tementosum (uva do mato). Seu extrato é

(a) (b) (c)


usado pelos índios para o envenenamento de flechas e ao atingir o animal é capaz de produzir

um quadro de paralisia progressiva, mesmo em animais de grande porte (KALAČ;

DADAKOVA; PELIKÁNOVÁ, 2009)

Sua fórmula geral é representada por R1R

2R

3R

4N

+, onde R

n (alquila, arila ou

hidrogênio) e classificados em função do número de substituintes ligados ao átomo de

nitrogênio em primários, secundários, terciários e quaternários. Os sais de amônio podem ser

divididos em duas classes bem distintas. Primeiro, aqueles nos quais um ou mais substituintes

são átomos de hidrogênio; esses cátions amônio formados por protonação de aminas podem

ser facilmente desprotonados, de acordo com a representação a seguir (TEZEL, 2009).

R1R2R3N + H3O+ R1R2R3NH+ + H2O

Muitas drogas ou moléculas biologicamente ativas são aminas, comumente

armazenadas em formato de sais, por serem mais estáveis e não sofrerem reações de

decomposição. Outro ponto importante é que os sais não apresentam o desagradável odor de

peixe, característico das aminas.

Um exemplo é a amina efedrina (Figura 2.4 (a)), amplamente utilizada em gripes e

crises alérgicas. A efedrina funde a 79 °C, tem um odor desagradável e é decomposta por

oxidação pelo ar em produtos indesejáveis. Já o seu sal, cloridrato de efedrina (Figura 2.4 (b)),

funde a 217°C, não se oxida e é inodoro, sendo o ideal para compor os medicamentos

(BUFFET-BATAILLON et al., 2012; KALAČ; DADAKOVA; PELIKÁNOVÁ, 2009;

WALLEN, 1954).

FIGURA 2.4 – Efedrina (a) e Cloridrato de efedrina (b).

Fonte: TOUBRO et al., 1993.

O segundo tipo de sais de amônio são os sais de amônio quaternário (SAQ). Nesses

cátions todos os quatro grupos R na estrutura R1R

2R

3R

4N

+X

- são grupos alquil ou aril e não

estão em equilíbrio com a amina livre, possuindo propriedades e características bem

(a) (b)


peculiares e X- representa um ânion, como demonstrados na figura 2.5 (BUFFET-

BATAILLON et al., 2012).

Figura 2.5 - Estrutura básica de um sal de amônio.

N

R1

R2R3

R4+

Fonte: Autora.

Os sais quaternários de amônia possuem caráter anfifílico (Figura 2.6), ou seja, são

compostos polares e apolares ao mesmo tempo. Por essa propriedade, são utilizados como

catalisadores de transferência de fase para mover bases e nucleófilos iônicos em solventes

orgânicos, facilitando reações nas quais um dos reagentes é insolúvel em soluções aquosas e o

outro insolúvel em soluções orgânicas. O cátion amônio (N+R1R2R3R4) do sal transferidor de

fase forma um par iônico com o ânion solúvel em água, e os grupos alquila do amônio

proporcionam solubilidade na fase orgânica (KALAČ; DADAKOVA; PELIKÁNOVÁ, 2009;

WALLEN, 1954).

FIGURA 2.6 - Caráter anfifílico dos compostos orgânicos (Cloreto de

hexadeciltrimetilamônio).

Fonte: http://www.homecleanbrasil.com.br/noticia.php?xampus-2-em-1--17

Os SAQ são grandes moléculas com pesos moleculares geralmente entre 300 e 400

g/mol e são compostos por duas porções distintas, já descritas acima. Apresentam

propriedades físico-químicas diferentes, podendo ser afetadas pelo comprimento da cadeia.

Um exemplo disso é a sua solubilidade em água, que diminui à medida que o comprimento da

cadeia apolar aumenta (BOETHLING, 1994; WALLEN, 1954). Da mesma forma, a

Concentração Micelar Crítica (CMC) de SAQ afeta a eficiência de muitas aplicações

X-


relacionadas com a sua função surfactante, que diminui à medida que o comprimento da

molécula aumenta. Estas características resultam em um grande número de estudos sobre as

suas propriedades de superfície, especialmente aquelas que pertencem no grupo dos sais de

alquiltrimetilamônio (BEYER; LEINE; BLUME, 2006; DOPIERALA; PROCHASKA, 2008;

GARCIA et al., 2006; TEZEL, 2009; WALLEN 1954).

O cloreto de benzalcônio (Figura 2.7) é o sal de amônio quaternário mais conhecido,

suas formulações mais comuns incluem uma mistura de cloretos de alquil-benzil-

dimetilamónio com várias cadeias alquilo lineares que variam tipicamente de 8 a 18 carbonos.

Outros SAQ comuns incluem o bromo e o cloro sais de cetrimónio (cetil trimetil amónio) com

um comprimento de cadeia de 16 alquilos. Destes, cloreto de cetrimônio é o mais utilizado em

produtos domésticos, xampus e cosméticos (BUFFET-BATAILLON et al., 2012; HEGSTAD

et al., 2010)

FIGURA 2.7 - Cloreto de benzalcônio.

Fonte: https://pt.wikipedia.org/wiki/Cloreto_de_benzalc%C3%B4nio.

Os SAQ são usados em muitas aplicações: na metalurgia, petroquímica, produtos

químicos orgânicos, produtos farmacêuticos, eletrônicos e equipamentos elétricos, fabricação

de automóveis, vidro óptico, mineral geológico, cimento, cerâmica, joias, galvanoplastia,

limpeza e desinfecção dos edifícios agrícolas, água e tratamento de águas residuais,

tratamento antifúngico em horticultura, bem como a inclusão em produtos farmacêuticos do

nosso dia a dia, dentre outros (BUFFET-BATAILLON et al., 2012; HEGSTAD et al., 2010;

SCHCHIPUNOV, 1987; TEZEL, 2009). O interesse em SAQ não diminuiu durante anos e o

número de combinações possíveis de cátions/ânions em sal de amônio quaternário é estimada

em 1558. No entanto, até o ano de 2012 apenas 800 compostos estavam comercialmente

disponíveis (BUFFET-BATAILLON et al., 2012).

https://pt.wikipedia.org/wiki/Cloreto_de_benzalc%C3%B4nio


2.2.3 Compostos fenólicos

Compostos fenólicos são substâncias orgânicas aromáticas que possuem hidroxilas

ligadas ao anel aromático. O composto mais simples é o fenol simples (Figura 2.8), que

ocorre como resultado da descarboxilação de ácidos fenólicos, degradação térmica da lignina

ou atividade microbiana. Estão amplamente distribuídos no reino vegetal e em micro-

organismos, fazendo parte também do metabolismo animal. No entanto, os animais são

incapazes de sintetizar o anel aromático e a síntese dos compostos fenólicos ocorre em

pequena quantidade. Por outro lado, os vegetais, e a maioria dos micro-organismos têm a

capacidade de sintetizar o anel benzênico, e, a partir dele, produzir diferentes tipos de

compostos fenólicos (SIMÕES, 2001).

FIGURA 2.8 - Estrutura espacial (a) e planar (b) de um fenol simples.

(a) (b)

Fonte: OLIVEIRA, 2011.

A biossíntese completa de compostos fenólicos pode ser observada em plantas

vasculares. Todas as gimnospermas e angiospermas possuem lignina na parede celular, a qual

tem os fenilpropanóides como precursores. Pode-se ainda encontrar os ácidos hidroxibenzóico

e hidroxicinâmico e flavonóides, além de outras classes de fenóis de menor distribuição. Os

isoflavonóides estão presentes principalmente na família das leguminosas, enquanto que as

antraquinonas podem ser encontradas em aproximadamente seis famílias do reino vegetal

(MANN et al., 1994).

Os compostos fenólicos sintetizados por duas rotas distintas: rota do ácido chiquímico

a partir de carboidratos, do qual se originam os fenilpropanóides, e a rota do ácido malônico,

que se inicia com acetil-coenzima A produzindo fenólicos simples. Destas rotas, originam-se

os flavonóides e seus derivados (OLIVEIRA, 2011).


Os compostos fenólicos são encontrados na forma livre ou conjugada a grande

variedade de substâncias naturais, principalmente monossacarídeos como glicose, galactose,

xilose e ramnose, por meio de ligações glicosídicas, aumentando, assim, ainda mais a sua

variedade química (PICCIN, 2004).

São compostos bastante reativos e possuem em geral características ácidas, podendo

ser isolados por meio da sua solubilidade em soluções fracamente básicas, como, por

exemplo, solução de carbonato de sódio. São capazes de formar pontes de hidrogênio

intramoleculares ou intermoleculares e, devido a sua estrutura aromática, apresentam intensa

absorção na região do ultravioleta. Uma característica importante é sua habilidade de

complexação com metais, sendo que muitos desses quelatos metálicos são importantes em

sistemas biológicos. Os compostos fenólicos são facilmente oxidáveis, tanto por meio de

enzimas vegetais específicas quanto por influência de metais, luz, calor ou em meio alcalino,

ocasionando o escurecimento de soluções ou compostos isolados (SIMÕES, 2001).

Os compostos fenólicos podem ser classificados de diversas maneiras. Uma possível

classificação seria baseada no tipo de esqueleto principal, conforme apresentado na tabela 2.1.

TABELA 2.1 - Classificação dos compostos fenólicos de acordo com o esqueleto básico.

Esqueleto básico Classe de compostos fenólicos

C6 Fenóis simples, benzoquinonas

C6-C1 Ácidos fenólicos

C6-C2 Acetofenonas e ácidos fenilacéticos

C6-C3 Fenilpropanóides: ácidos cinâmicos e

compostos análogos, fenilpropenos,

cumarinas, isocumarinas e cromonas

C6-C4 Naftoquinonas

C6-C2-C6 Estilbenos, antraquinonas

C6-C3-C6 Flavonóides, isoflavonóides e chalconas

(C6-C3)2 Lignanas

(C6-C3-C6)2 Diflavonóides

(C6)n Melaninas vegetais

(C6-C3)n Ligninas

(C6-C1)n Taninos hidrolisáveis

(C6-C3-C6)n Taninos condensados

Fonte: OLDONI, 2007.

Os compostos fenólicos também podem ser classificados com base em sua cadeia

carbônica principal. De acordo com esta classificação, existem quatro classes principais:


ácidos hidroxibenzóicos, ácidos hidroxicinâmicos, cumarinas e flavonóides, das quais

derivam outras subclasses (ESCARPA; GONZÁLES, 2001).

2.3.Extração de compostos de origem vegetal

A extração de compostos vegetais é influenciada pela natureza química dos compostos

presentes, pelo método de extração empregado, pelo tamanho das partículas da amostra,

presença de substâncias interferentes e método de análise escolhido, além do tempo e

condições de armazenamento das amostras (NACZK; SHAHIDI, 2006). O preparo da amostra

é uma etapa crítica, especialmente quando os componentes da matriz são biologicamente

ativos, já que se deseja preservar a atividade dos mesmos.

Os diferentes métodos de extração são elaborados com a finalidade de se obter extrato

livre de componentes interferentes. Para isso, os numerosos métodos de extração de

compostos fenólicos incluem desde procedimentos exaustivos com várias extrações

sequenciais, até métodos mais simples que utilizam extração líquido-líquido ou líquido-

sólido, seguida de filtração (ANTOLOVICH et al., 2000).

A solubilidade dos fenólicos é governada por sua natureza química, que pode variar

desde substâncias simples até altamente polimerizadas. No entanto, também há a

possibilidade de interação dos fenólicos com outros componentes da planta, como

carboidratos e proteínas. Estas podem chegar a formar complexos insolúveis,

comprometendo, assim, a confiabilidade dos dados obtidos. Deste modo, é improvável o

desenvolvimento de um único procedimento de extração, capaz de recuperar todos os

fenólicos presentes na amostra, limitando-se a uma fração desses compostos, solúvel no

solvente utilizado (ROCKENBACH et al., 2008; SOONG; BARLOW, 2004; BENAVENTE-

GARCIA et al., 2000).

Apesar de não ser possível tomar isso como uma tendência universal, soluções de

etanol ou metanol diluídas em água são, muitas vezes, mais eficientes na extração de

compostos fenólicos do que a própria água e etanol ou metanol puros, pois a água tem elevada

polaridade e, consequentemente, possui facilidade em formar pontes de hidrogênio com as

hidroxilas dos compostos fenólicos, além de ser um solvente de baixo custo e não prejudicar o

organismo animal (ARAÚJO, 2007; RICE-EVANS; MILLER; PAGANGA, 1997). De

acordo com Lucas (1998), os compostos fenólicos têm estrutura química bem parecida com os

compostos anfifílicos, mostrados nas figuras 2.9 e 2.10. O etanol é um solvente orgânico


detentor de características anfifílicas e tende a arrastar formas monoméricas dos compostos

fenólicos e, assim, soluções aquosas de etanol tendem a extrair mais compostos do que a água

pura. De qualquer forma, vale salientar que cada sistema, seja ele de natureza alimentar ou

não, tem suas próprias particularidades que deve ser considerada caso a caso.

FIGURA 2.9 - Fórmula geral dos compostos anfifílicos do alquilbenzeno, onde o grupo

lateral pode ser R= –OH; -OR1; -COOR2, entre outros.

Fonte: Autora.

FIGURA 2.10 - Estruturas químicas de alguns compostos fenólicos do cajú.

Fonte: OLIVEIRA, 2015.

Alonso, Bourzeix e Revilla (1991) avaliaram o efeito de várias misturas de etanol em

água (5, 40, 60, e 80% (v/v)) para extração de compostos fenólicos de sementes de uva e

observaram maior extração destes compostos nos extratos contendo maior percentual de

etanol. Por outro lado, Kallithaka, Garcia e Bakker (1995) apontaram o metanol como sendo o

solvente mais apropriado para a extração de fenólicos, porém este não é aconselhável para

extratos que são aplicados em alimentos. Entretanto, o etanol e a água são os solventes mais

empregados para a extração de antioxidantes por razões de não toxicidade e de abundância,

respectivamente (LIGGIANE, 2008; MOHAN et al., 2005).

Além dos possíveis interferentes, também há outros fatores que podem influenciar a

extração dos compostos fenólicos, tais como temperatura e tempo de extração. Por exemplo,

segundo Naczk e Shahidi (2004), tempos prolongados de extração aumentam a chance de

oxidação dos fenólicos, a menos que agentes redutores sejam adicionados ao sistema solvente.


Da mesma forma, temperaturas elevadas durante a secagem e extração podem afetar a

estabilidade dos compostos, devido à degradação química, térmica e enzimática (IBANEZ et

al., 1999). Entretanto, em certos casos, o uso de temperaturas de ebulição pode levar ao

aumento no rendimento de compostos fenólicos (SHAHIDI; NACZK, 2001).

2.4. Família Anacardiaceae

Anacardiaceae é uma família constituída por cerca de 82 gêneros e mais de 700

espécies. Seus gêneros são subdivididos em cinco tribos (Anacardieae, Dobineae, Rhoeae,

Semecarpeae e Spondiadeae). São mais abundantemente representados no Sudeste Asiático,

onde existe quase metade de todas as espécies da família, mas há ocorrência também em

países tropicais e temperados.

São geralmente árvores ou arbustos (não há ervas nessa família), sua madeira possui

canais resinosos que estão localizados no córtex primário ou na casca regular e esta é

característica de muitas das espécies, estes quando expostos por injúrias, têm um cheiro

característico (BANDYOPADHYAY et al., 1985; LINDLEY, 1831; SOLEREDER, 1908).

As folhas são alternadas, simples ou imparipenadas, às vezes ternadas, sempre sem estípulas.

Suas flores crescem na extremidade de um ramo ou tronco ou num ângulo a partir de onde a

folha se une à haste e tem brácteas (MITCHELL; MORI, 1987). Há algumas plantas com

flores bissexuais e masculinas ou flores bissexuais e femininas e às vezes flores com ambos

os estames e pistilos (BRITTON; LORD; HON. 1897; LINDLEY, 1831). Os Frutos

raramente possuem uma abertura na maturidade e são na maioria das vezes drupas. A

diversidade morfológica da fruta é extremamente alta, com uma miríade de tipos encontrados

na família. Embora a maioria da família tenha frutos drupaceous, muitos destes são

variadamente modificados para diferentes mecanismos de dispersão (LORENZI, 2002). As

sementes possuem um fino revestimento com pouco ou nenhum endosperma e cotilédones

carnosos (BRITTON; LORD; HON, 1897; LINDLEY, 1831).

Aproximadamente 25% das plantas dos gêneros dessa família são caracterizadas como

tóxicas e causadoras de dermatite de contato. Nos últimos anos, a origem dos lipídios

fenólicos e derivados também foi objeto de investigação; além disso, espécies da família

Anacardiaceae têm se mostrado promissoras na busca de substâncias bioativas (KATO;

AKISUE, 2002; EVAN; SCHMIDT, 1980; JUDD et al., 1999; KATO; LAMB; BIRCHLER,

2004; YI; LOWRY; PLUNKETT, 2004).


Do ponto de vista químico, os gêneros mais estudados nesta família são Mangifera,

Rhus (Toxicodendron), Anacardium, Spondias, Lannea, Semecarpus, Schinus, Pistacia,

Lithaea, Tapirira, Melanorrhoea e Rhus, destacam-se pelo número de investigações relativas

à composição química de suas espécies e atividades biológicas de seus extratos e metabólitos.

Embora as famílias desta ordem tenham constituintes quimicamente diversos, muitas vezes

produzindo compostos resinosos ou substâncias amargas como triterpenóides e alcalóides,

estudos destas espécies possibilitaram verificar a ocorrência de flavonóides, terpenos,

esteróides, xantonas e, principalmente, dos lipídios fenólicos e derivados como o Urushiol,

presente na casca de quase toda a família (MESESAME et al., 2000; SHARMA; ALI, 1995;

TYMAN, 1979). O Urushiol é o nome dado a uma mistura de compostos fenólicos isolados

de plantas da família Anacardiaceae (ADWADKAR; ELSOHLY, 1986; BILLETS et al.,

1976; GROSS; BAER; FALES, 1975; LEE et al., 1999; LU et al., 2004). A função destas

substâncias na planta é de proteção contra invasões de fungos ou vírus, além de funcionarem

como unidades iniciadoras de outras substâncias vegetais, como os flavonoides (VICKERY;

VCKERY, 1981).

A família Anacardiaceae está representada principalmente pelos gêneros Anacardium,

Lithaea, Schinus e Tapirira. Na América Tropical o gênero Tapirira é representado por

Tapirira guianensis, que produz um óleo aromático (WATSON; DALLWITZ, 1992). No

Brasil conhecem-se aproximadamente 40 espécies (CRONQUIST, 1981; RAVEN; EVERT;

EICHHORN, 2004). O gênero Anacardium apresenta um pequeno número de espécies, todas

elas originárias da América Central e do Sul, à exceção de Anacardium encardium,

provavelmente procedente da Malásia. A espécie mais importante é Anacardium occidentale,

por ser a única cultivada em escala comercial e apresentar o maior grau de dispersão em todo

o mundo (WATSON; DALLWITZ, 1992).

2.4.1. Anacardium occidentale L. (Cajueiro)

O cajúeiro (Anacardium occidentale L.) é uma árvore de aparência singular, troncos

tortuosos, folhas glabras, flores masculinas e hermafroditas e fruto reniforme representando

uma cultura perene. Da árvore pode ser obtido um conjunto de produtos, dentre os quais o

principal é a castanha de cajú, de onde se extrai a amêndoa da castanha de cajú, utilizada

como alimento humano em formas variadas.


Ainda da casca dos galhos podados da árvore, da folha, da película da amêndoa da

castanha de cajú, ou mesmo do bagaço do pedúnculo, podem ser extraídos polifenois de

origem vegetal, composto químico com vastas aplicações industriais, como na substituição do

cromo no curtimento de couro. Porém, a sua tecnologia de extração não é amplamente

acessível. Historicamente é uma planta nativa do Brasil, isto de acordo com a mais antiga

referência conhecida sobre a planta, à ilustração feita pelo monge naturalista francês André

Thevet (1502-1590) em seu livro intitulado “Singularidades da França Antártica” (Les

singularitez de la France Antartique), em 1557, escrito após sua passagem pela costa do

Nordeste e Norte do Brasil, representado na figura 2.11 (ALVES, 2013; THEVET, 1557).

FIGURA 2.11 - Primeiro registro oficial do gênero Anacardium, colheita de frutos de

um cajueiro.

Fonte: GARCIA, 2009.

Atualmente, a planta está disseminada em diversos países como Índia, Moçambique,

Tanzânia, Quênia e mais recentemente Vietnã, Indonésia e Tailândia. No Brasil, ocorre um

amplo domínio dos Estados do Nordeste, que concentram praticamente 100% da produção da

castanha de cajú, com destaque para o Ceará, Piauí e Rio Grande do Norte, de acordo com o

IBGE (Figura 2.12).


FIGURA 2.12 - Disseminação do Anacardium occidentale.

Fonte: ORWA, 2009.

Segundo o IBGE, o Brasil tem uma área colhida próxima a 775 mil hectares,

praticamente sem alteração nos últimos 10 anos, cuja produção vem oscilando em torno de

276 mil toneladas por ano, mas no ano de 2011 sua safra atingiu o recorde de 299 mil

toneladas de castanha de cajú.

Seu pedúnculo superdesenvolvido e muito apreciado pela suculência é frequentemente

confundido com o fruto, quando na verdade se trata do pseudofruto, cientificamente

denominado de pedúnculo floral, com coloração variante entre o amarelo e o vermelho

(Figura 2.13). Este proporciona a obtenção de inúmeros produtos. No ramo de bebidas, por

exemplo, destacam-se a cajúína, o suco integral, néctares, vinhos, licores, refrigerantes,

aguardente, champanha, entre outros. No fabrico de doces, diferentes modalidades são

produzidas: em massa, em calda, seco, tipo ameixa, etc (DANTAS; LEAL; OLIVEIRA,

2015).

FIGURA 2.13 - Anacardium occidentale L. (Cajú e castanha).

Fonte: www.wikipedia/cajú/cajúeiro

http://www.wikipedia/caju/cajueiro


Seu fruto verdadeiro é a castanha de cajú, de onde se extrai o principal produto de

consumo, a amêndoa, que pode atingir até 2 cm de comprimento. O cardol, popularmente

conhecido como LCC (líquido da castanha de cajú), extraído da castanha por pirólise

(queima) ou prensagem, é utilizado na produção de solventes e vermífugos. Entretanto, o

mercado desses produtos encontra-se basicamente restrito ao plano interno, mais

especificamente, regional (DANTAS; LEAL; OLIVEIRA, 2015).

2.4.1.1.Castanha de cajú

A castanha é constituída de três partes: casca, película e amêndoa O peso de uma

castanha pode variar desde 2g até 30g. A maioria das castanhas que chegam às indústrias

apresenta um peso médio em torno de 7,0g. Suas partes são descritas na figura 2.14 a seguir:

FIGURA 2.14 - Corte transversal na castanha de cajú.

Fonte: MAZZETO; LOMONACO; MELE, 2009.

a) A casca, que representa de 65% a 70% do peso da castanha, é constituída por um

epicarpo coriáceo, atravessado por um mesocarpo esponjoso, cujos alvéolos são

preenchidos por um líquido cáustico e inflamável - o LCC (líquido da casca da

castanha) (PAIVA; GARRUTTI; SILVA NETO, 2000);

b) A película, ou tegumento da amêndoa, que representa cerca de 3% do peso da

castanha, é rica em tanino (LIMA, 2009);

c) A amêndoa, que é a parte comestível da castanha, formada por dois cotilédones de cor

marfim, representa cerca de 28% a 30% do seu peso, porém no processo industrial o

rendimento médio é de 50-55% (ANDRADE NETO, 2006).


Quanto ao processamento da castanha para extração da amêndoa, podem ser

identificados dois modelos com diferenças substancias na quebra da casca da castanha

(tecnicamente denominada de decorticação): o mecanizado tradicional e o das minifábricas.

Enquanto no processo tradicional as castanhas com casca são cozidas no seu próprio líquido

(LCC), depois ressecadas para serem submetidas ao processo de retirada da casca por

impacto, nas minifábricas as castanhas são autoclavadas (cozinhadas no vapor), estufadas e

depois seguem para a quebra semi-manual da casca, que também pode ser automatizada

(Figura 2.15).

FIGURA 2.15 – Esquema do beneficiamento da castanha de cajú.

Fonte: DANTAS; LEAL; OLIVEIRA, 2015.

O custo de processamento maior obtido pelo sistema das minifábricas no Brasil, US$

30 por caixa de 50 libras de amêndoa da castanha de cajú, em comparação com US$ 20 por

caixa nos grandes processadores mecanizados, é compensado pelo maior rendimento de

amêndoas inteiras, 75-85% para as minifábricas versus 50 - 55% para os grandes

processadores, e a maior alvura e o melhor sabor das amêndoas, que implicam um maior

preço para o mix resultante e maior margem para o processador (DANTAS; LEAL;

OLIVEIRA, 2015).

CASTANHA DE CAJÚ

LIMPEZA

SECAGEM

CLASSIFICAÇÃO

ARMAZENAGEM

COZIMENTO

RESFRIAMENTO/SECAGEM

CORTE

DESPELICULAGEM

SELEÇÃO

FRITURA

EMBALAGEM

AMENDOA FRITA


O LCC é constituído por um liquido marrom escuro, viscoso, acre e cáustico rico em

compostos fenólicos (ácido anacárdio, cardol, cardonol e 2-metilcardol) (ANDRADE et al.,

2011; PATEL; BANDYOPADHYAY; GANESH, 2006; RÍOS et al., 2009).

2.4.1.1.1. Beneficiamento da castanha de cajú

O beneficiamento da castanha de cajú tem como finalidade obter amêndoas inteiras,

totalmente despeliculadas, de cor branco-marfim, sem manchas e de bom tamanho. Seu

processamento pode ser mecanizado, semimecanizado e artesanal. O processo artesanal de

beneficiamento da castanha ainda é muito adotado em pequenas propriedades no interior do

Nordeste, principalmente no Piauí e Bahia. Em outros países (África, Índia, Sri Lanka e

Vietnã) utiliza-se também este processo devido à disponibilidade de mão de obra barata e

também por seu maior rendimento de castanhas inteiras, em torno de 85-95% (FAO, 2015).

Este processo apresenta vários inconvenientes, principalmente das condições precárias de

higiene do ambiente utilizado, que na maioria dos casos são realizados em beira de estradas e

outros locais inadequados (GUALBERTO FILHO; FIGUEREDO, 1997).

A indústria brasileira da produção de castanha é composta por 4 indústrias

processadoras e com capacidade de processar cerca de 90% da produção brasileira (LIMA;

GARRUTI; BRUNO, 2012), e o segmento semi mecanizado, formado por mais de cem mini

fábricas, com capacidade de processar 20 mil toneladas por ano (PAIVA et al., 2006).

2.4.1.1.2. Processo de separação da amêndoa e do tegumento a partir da castanha de

cajú

O beneficiamento é iniciado com a chegada das castanhas na indústria em caminhões,

acondicionadas em sacos de aniagem ou a granel. Na recepção, os lotes de castanhas são

pesados, sendo retiradas as amostras para a determinação de umidade (Figura 2.16) Como a

safra do cajú é curta, a fábrica precisa formar estoques para que possa trabalhar o ano todo

(PAIVA; GARRUTTI; SILVA NETO, 2000).


FIGURA 2.16 - Local de armazenagem da castanha de cajú na Unidade de Beneficiamento de

Macaíba/RN.

Fonte: Autora.

A secagem é feita por exposição à luz solar, em piso cimentado e coberto com telhas

de fibra de vidro (Figura 2.17). As castanhas são constantemente misturadas, para a redução

da umidade (variando entre 7 a 10%), evitando, assim, problemas de deterioração,

principalmente por fungos, durante a estocagem. Além da retirada da umidade, a exposição

solar, segundo Russel (1969), provoca a maturação da castanha pela atuação de raios

infravermelho e ultravioleta. As castanhas permanecem na secagem por um período que pode

alcançar até sete dias e, após uma prévia limpeza (em peneiras vibratórias ou chapas

perfuradas), é efetuada a classificação por tamanho (geralmente feita em cilindros horizontais

rotativos ou em peneiras de malhas de arame perfurados com diversos calibres) (Figura 2.18).

Este procedimento visa uma padronização da castanha, permitindo uma maior uniformidade

tanto no processamento quanto no rendimento industrial (LIMA, 2009).

FIGURA 2.17 - Local usado para a secagem da castanha.

Fonte: Autora.


FIGURA 2.18 - Peneiras vibratórias para a classificação da castanha.

Fonte: Autora.

A castanha, depois de seca, limpa e classificada, pode ser armazenada por mais de um

ano. O armazenamento em sacos é mais recomendável, devendo estes ser empilhados sobre

estrados, em local arejado, limpo e seco, e sobre piso impermeabilizado (JAIN; KUMAR,

1997; PAIVA et al., 2006).

Em seguida, as castanhas são lavadas e submetidas à reidratação ou umidificação,

sendo colocadas em silos, onde ficam imersas em água, por um período que varia de 140 a

330 minutos, de acordo com a classificação por tamanho (SOARES, 1986). A umidificação é

realizada através de jatos de água alternando com períodos de repouso, em que as castanhas

ficam cobertas com sacos de aniagem molhados. A umidificação evita que o LCC quente

penetre na amêndoa, queimando-a e provocando sabor desagradável, prejudicando a

qualidade do produto (LIMA, 2009).

Como preparação para o corte, as castanhas devem ser submetidas a uma etapa de

cozimento, que pode ser feita em autoclave a 110ºC/10 min (Figura 2.19), ou em caldeirão


comum, por aproximadamente 30 minutos. Esse último sistema consiste de um caldeirão

simples, aberto (sem pressão), colocado sobre uma fogueira, no qual se dispõe uma camada de

água (INAMASU; BISCEGLI; PAIVA, 2006).

As castanhas são acondicionadas em saco, para facilitar a carga/ descarga. Elas ficam

isoladas da água por meio de uma chapa perfurada, apoiada sobre armação de metal, de modo

que somente o vapor da água entra em contato com as castanhas (AZAM-ALI; JUDGE,

2001).

FIGURA 2.19 - Autoclave usada no cozimento das castanhas.

Fonte: Autora.

Após a umidificação ocorre a etapa de cozimento da castanha, na qual é extraído o

primeiro produto nobre do processo de beneficiamento, o LCC. A castanha é imersa em LCC

aquecido a uma temperatura de aproximadamente 210°C (Figura 2.20). O LCC contido na

casca da castanha é então arrastado pelo LCC aquecido juntamente com a água absorvida na

umidificação.

FIGURA 2.20 - Caldeiras usadas para o cozimento em LCC.

Fonte: Autora.


Elas então são cozidas e antes da retirada da casca (decorticação), as castanhas são

resfriadas, classificadas novamente por tamanho e armazenadas por aproximadamente 12

horas, visando um melhor rendimento na etapa de decorticação.

O descasque ou decorticagem pode ser realizada por centrifugação (processo

“Stutervant”) ou por corte (processo “Oltremare”), demonstrado na figura 2.21. O processo de

centrifugação consiste em um decorticador baseado na força centrífuga, seus discos

arremessam as castanhas contra as paredes do equipamento, fazendo com que o produto caia

em um recipiente perfurado em formato de um cone levando-o a uma esteira, em que se efetua

a separação. Já na decorticagem por corte, as castanhas passam automaticamente através de

máquinas, onde são cortadas com lâminas ou serras (LIMA, 2009).

FIGURA 2.21 - Processo semimecanizado da extração da castanha por meio de um

decorticador.

Fonte: Autora.

Seguido do descasque, a secagem tem a finalidade de reduzir a umidade da amêndoa

até 2,5%-4,0%, para que o tegumento, até então firmemente a ela aderido, torne-se

quebradiço, facilitando a sua soltura. A secagem realiza-se em estufas com circulação de ar


quente (60 °C a 80 °C), por um período de 6 a 8 horas. As castanhas são colocadas em

bandejas teladas e devem ser aquecidas, de modo que a tegumento se solte por igual (Figura

2.21). Em muitos casos, a amêndoa é submetida a um processo de umidificação por vapor

saturado (1 a 2 minutos), que facilita a separação do tegumento da amêndoa (AZAM-ALI,

JUDGE, 2001).

O resfriamento da amêndoa, que pode ser feito sobre mesas ou nas próprias bandejas,

em suportes apropriados, por cerca de duas horas à temperatura ambiente, tem como objetivo

preparar o produto para a retirada do tegumento (Figura 2.22).

FIGURA 2.22 – Telas e caixas usadas na secagem e resfriamento das castanhas.

Fonte: Autora.

Com a desidratação, as amêndoas tendem a se contrair e o tegumento torna-se

quebradiço, aderindo fracamente à amêndoa. Aproveitando-se destas características físicas

especiais, procede-se a despeliculagem, que consiste na remoção do tegumento que envolve a

amêndoa, mediante injeção de ar comprimido, que atritando as amêndoas, faz com que haja o

desprendimento ou a quebra do tegumento ou por um cilindro despeliculador provido de

escovas ou cilindro rotativo elétrico (TROPICAL; FRUTICULTURA, 2003).

A despeliculagem com o uso de um cilindro rotativo acionado por motor elétrico de

baixa rotação consiste em submeter às amêndoas ao atrito em uma tela perfurada,

promovendo a liberação parcial do tegumento. Já na despeliculagem com cilindro

despeliculador provido de escovas, as amêndoas são colocadas em uma mesa de madeira ou

chapa galvanizada dotada com tela de metal, onde as mesmas são submetidas ao atrito através

das escovas de cerdas até a obtenção da amêndoa parcialmente sem tegumento. Em qualquer

uma destas operações pode-se obter até 70% de amêndoas totalmente sem tegumento, sendo o


restante submetido ao processo de raspagem manual com auxílio de facas de despeliculagem

(Figura 2.23). Esta operação em muitas fábricas é descentralizada e feita por mulheres

(PAIVA et al., 2006).

FIGURA 2.23 - Processo de despeliculagem manual para a separação da castanha e o

tegumento.

Fonte: Autora.

Após a despeliculagem, faz-se a reidratação da amêndoa, que devido ao seu baixo teor

de umidade, de 2,5 a 3,0%, torna-se muito quebradiça, sujeita a quebra em cada manuseio,

assim a amêndoa terá uma umidade final em torno de 5% (FERRAZ et al., 2005).

Após a seleção, ainda cruas, as amêndoas são classificadas em duas etapas. A primeira

por processo eletrônico, que utiliza máquinas pneumáticas que separam as amêndoas em

inteiras, pedaços e bandas. A segunda etapa é realizada por processo manual considerando-se

os tipos das amêndoas segundo a cor, tamanhos e integridade, assim classificadas em 30

diferentes combinações de tamanho e cor, conforme demonstrado na figura 2.24, no qual

observa-se que o número de classificações irá depender da unidade fabril. Parte das amêndoas

cruas é embalada e comercializada, outra parte é encaminhada para o setor de torragem

(LIMA; GARCIA; LIMA, 2004).


FIGURA 2.24 - Classificação das castanhas na Unidade de Beneficiamento da

Castanha de Cajú de Macaíba/RN.

Fonte: Autora.

Se for de interesse comercializar as amêndoas fritas, deve-se proceder à fritura das

amêndoas já separadas por tamanho, para permitir uma fritura uniforme. O equipamento pode

ser o mesmo utilizado para batata frita, a gás, com controle de temperatura. O óleo deve ser de

boa qualidade, com recomendação de uso de gordura hidrogenada, para não conferir sabor

estranho à amêndoa, sendo os óleos de milho ou de soja mais utilizados (PAIVA et al., 2006).

2.4.1.2.Tegumento da castanha de cajú (TCC)

O tegumento da castanha de cajú representa uma fina camada protetora da castanha

(Figura 2.25), correspondendo a 3% do seu peso (LIMA, 2009). Foi utilizado inicialmente

para manter o funcionamento de caldeiras, extração do LCC e alimentação do gado

(HURTADO, 1986). Até hoje estas são as aplicações mais comuns. A atividade fenólica do

tegumento foi observada por vários autores, abrindo portas para os mais diversos estudos de

aplicabilidades de taninos, destacando-se a fabricação de vernizes elaborados a partir de

resinas obtidas dos extratos tânicos do tegumento (VINOD KUMAR; SETHURAMAN,

2004). O tegumento de castanha de cajú constitui um problema ambiental para as regiões

produtoras (MOHOD; KHANDETOD; POWAR, 2008).


FIGURA 2.25 - Castanha de cajú com o tegumento.

Fonte: www.pirabay.com

2.4.1.2.1. Composição química do TCC

Centenas ou milhares de constituintes químicos podem estar presentes em tecidos

vegetais, embora, em grande parte, ocorram em concentrações irrisórias. Mesmo sob estas

condições, vários destes constituintes são responsáveis por características como cor, aroma e

sabor, além dos efeitos nutricionais e nutracêuticos (BISHOP, 2007; MORAES, 2007;

GRANGEIA et al., 2011).

Muitos constituintes químicos foram identificados no tegumento da castanha de cajú,

destacando-se os que pertencem as seguintes classes: flavonóides, terpenóides (presentes em

óleos essenciais), catequinas, epicatequinas, taninos e esteróis. Os compostos fenólicos estão

relacionados por vários autores como os principais responsáveis pela atividade farmacológica

(ANDREESCU; SADIK, 2004; ASHIDATE et al., 2005; CALDERON-MONTANO et al.,

2011; IVANOVA et al., 2005; KWON et al., 2007; LAUGHTON et al., 1991; QUETTIER-

DELEU et al., 2000; SADIK; SIES; SCHEWE, 2003; WOJDYŁO; OSZMIAŃSKI;

CZEMERYS, 2007).

Estudos recentes feitos por Donkoh et al. (2012) tiveram como objetivo determinar a

composição mineral do tegumento da castanha de cajú e comprovou-se que o TCC continha

mais proteínas, fibras, cálcio, magnésio, fósforo e potássio, mas com menos energia em

comparação com os valores relatados para o milho (Tabela 2.2).


TABELA 2.2 - Composição físico-química e mineral do tegumento da castanha de cajú.

Análises TCC (g/Kg) Milho (g/Kg)

Massa seca (MS) 905 890

Proteína bruta 190 88

Fibra bruta 103 22

Extrato etéreo 20,1 38

Cinzas 20,2 13

Cálcio 5,6 0,2

Fosforo 1,9 2,8

Magnésio 5,8 1,2

Taninos 1,8 --

Energia metabolizável 7,12 14,02

Fonte: DONKOH et al., 2012.

2.4.1.2.2. Metabólitos derivados do ácido graxo presentes no TCC

O ácido graxo é um metabólito essencial para o reino vegetal e animal. É derivado de

uma rota biosintética do acilpolimalonato, originando longas cadeias carbonadas. Sua

desidrogenação e/ou oxidação podem dar origem a compostos heterocíclicos, como

triglicerídeos e lipídeos (SIMÕES et al., 2008).

O tegumento da castanha de cajú apresenta um elevado teor de extrato etéreo (Tabela

2.2) despertando interesse na elucidação da sua composição lipídica, estudada por diversos

autores (TROX et al., 2010). Os principais ácidos graxos encontrados no tegumento são:

ácido esteárico, oleico, linoleico, linolênico e palmítico (Tabela 2.3).

A análise da tabela 2.3 permite a comparação dos dois métodos realizados por Maia e

Stull, (1977) e Trox et al. (2011), usando como solventes de extração

clorofórmio/metanol/água e acetato de etila/hexano, respectivamente.


TABELA 2.3 - Composição de ácidos graxos de lipídios extraídos do TCC.

Ácidos graxos MAIA e STULL (1977)

(%)

TROX, et al. (2011) (g/kg)

Ácido láurico (C12: 0) 0,2 -

Ácido mirístico (C14: 0) 0,3 -

Ácido fisetérico (C14: 1) 0,4 -

Ácido palmítico (C16: 0) 16,4 -

Ácido palmitoleíco (C16: 1) 1,1 -

Ácido hexadecodienóico (C16: 2) 1,4 -

Ácido esteárico (C18: 0) 6,4 40,9± 6,3

Ácido oleico (C18: 1) 35,3 214±33,2

Ácido linoleico (C18: 2) 30,4 68,6± 10

Ácido linolênico (C18: 3) 5,8 -

Ácido gadoleíco (C20: 1) 1,6 -

Ácido eicosadienóico (C20: 2) 0,8 -

Uma das vantagens do método adotado por Maia e Stull (1977) é a formação de um

sistema bifásico a partir das proporções de solventes adicionados durante o processo de

extração, apoiado na teoria do equilíbrio líquido-líquido de três componentes

(clorofórmio/metanol/água). A metodologia usada por Trox et al. (2010) seguiu o método

de Thurnhofer, Lehnert e Vetter (2008), que analisa os ácidos esteárico, ácido oleico e ácido

linoleico, por serem de maior importância na caracterização de extratos e óleos. Diferente do

método adotado por Maia e Stull (1977), os autores buscaram solventes como acetato de etila

e hexano, em substituição ao clorofórmio. A análise por cromatografia gasosa foi acoplada a

espectros de massas com os ácidos analisados padronizados. O uso desta metodologia teve

como vantagem a quantificação exata dos ácidos graxos presentes no tegumento.

2.4.1.2.3. Metabólitos secundários presentes no tegumento

Os metabólitos secundários são responsáveis pela manutenção do funcionamento da

planta, ou seja, a sua interação com o meio ambiente no qual se encontra. Geralmente

possuem uma estrutura complexa, baixo peso molecular e marcantes atividades biológicas,

atuando como contra-ataques de patógenos, proteção microbiana, ação herbívora. Apresentam

resistência a situações de stress em geral, como a deficiência de nutrientes, salinização,

escassez de água e elevada exposição à radiação UV, que intensificam a produção de

compostos mais polares (DIXON, 1999; PERES, 2004; SIMÕES et al., 2008). Os metabólitos

secundários são divididos em três principais classes: Compostos fenólicos (fenóis, ácidos

fenólicos, cumarinas, flanonóides, taninos e ligninas); terpenos (carotenos, esteroides,

polisoprenos, saponinas e triterpenos) e alcalóides (compostos nitrogenados) (NACZK;

SHAHIDI, 2004; PERES, 2004).


Autores como Kannnan et al. (2009) e Tedong et al. (2006) identificaram as classes de

metabólitos secundários alcalóides, polifenóis e saponinas na castanha de cajú (Tabela 2.4).

Trox et al. (2011), em seus estudos com o tegumento (TCC), ressaltou que os constituintes

fenólicos que se destacam são os taninos hidrolisados com protoantocianidinas poliméricas.

TABELA 2.4 - Perfil químico do TCC usando diferentes solventes.

Fitoquímico Solvente

Etanol Acetato de etila Acetona

Alcalóides - - -

Carboidratos - + +

Esteroides - - -

Fenólicos + + +

Flavonóides - - +

Glicosídeos - - -

Óleos voláteis + + +

Triterpenóides + - +

Xantoproteínas - + +

Fonte: KANNAN et al., 2009.

Os compostos naturais apresentam diferentes comportamentos de solubilidade, que

depende da natureza química dos diversos grupos funcionais presentes e que podem variar

desde substâncias simples até altamente polimerizadas. Além disso, também há a

possibilidade de interação entre as várias classes de compostos, tais como carboidratos e

proteínas. Estas podem chegar a formar complexos insolúveis, comprometendo, assim, a

confiabilidade dos dados obtidos. Deste modo, é improvável o desenvolvimento de um único

procedimento de extração, capaz de recuperar todos os compostos presentes na amostra,

limitando-se a uma fração desses compostos, solúvel no solvente utilizado (BENAVENTE-

GARCÍA et al., 2000; SOONG; BARLOW, 2004; ROCKENBACH et al., 2008). Este fato

explica a diferença dos resultados da tabela 2.4, no qual os extratos etanólicos do TCC

resultaram na presença de vários compostos fitoquímicos como triterpenóides, compostos

fenólicos e óleos voláteis; o extrato com acetato de etila exibiu uma combinação diferente de

fitoquímicos, sendo estes fenóis, óleos voláteis, xantoproteinas e carboidratos; e o extrato

contendo a acetona se mostrou eficaz na dissolução de triterpenóides, fenólicos, óleos

voláteis, flavonóides, xantoproteinas e carboidratos (KANNAN et al., 2009).


Compostos Fenólicos

Hartley et al. (1990), relata que as camadas externas, tais como cascas, conchas e

tegumentos de materiais vegetais contêm alto teor de compostos fenólicos, que atuam na

defesa ao ataque de patógenos, parasitas e predadores, além de contribuir para a variedade de

cores encontradas nas plantas. Estudos posteriores demonstraram que a avaliação do teor de

compostos fenólicos existentes no TCC depende do método de extração e do tipo de extrato.

Em extratos etanólicos, Chaves et al. (2010) observou que a concentração de fenólicos totais

existentes do tegumento é de aproximadamente 185,44mg/EAG. Já Kamath e Rajini (2007),

ao analisar a quantidade de fenolicos, notou que o tegumento apresentou um conteúdo

fenólico total maior (243 mg/ EAG), conforme a tabela 2.5.

Estudos realizados com extratos etanólicos desengordurados do TCC realizado por

Chandrasekara, Shahidi e Fereidoon (2011) mostraram diferentes comportamentos com a

variação de temperatura, evidenciando que sua elevação resultava em um aumento no teor de

fenólicos, tendo 790,9 mg/EAG em seu ponto máximo, enquanto que a baixas temperaturas

houve a diminuição do teor de fenólicos (701,2mg/EAG). A explicação para esta variação é

consequência da libertação de compostos fenólicos conjugados durante o tratamento térmico e

a produção de produtos da reação de Maillard (HAYASE et al., 1990; JEONG et al., 2004;

ŞAHIN et al., 2009).

Em outro estudo, Chandrasekara e Shahidi (2011) analisaram os rendimentos do teor

fenólico solúvel e conjugado nos extratos etanólicos do tegumento bruto, quando submetidos

a baixas e altas temperaturas. Os maiores rendimentos dos extratos fenólicos foram de 44,2 ±

1,4 g/100 g de farinha desengordurada e seu teor de fenólicos totais foi de 347,99 ± 6,88 g/g

de farinha desengordurada, no qual o TCC foi submetido a temperatura de 130 ° C durante 33

min (Tabela 2.5).


TABELA 2.5 - Teor de compostos fenólicos totais do TCC submetidos a diferentes métodos.

Extrato Tratamento

submetido

Compostos fenólicos

totais (CFT)

Referência

Etanólico Shaker 37°C/3h 243 mg /g EAG KAMATH; RAJINI, 2007

Etanólico Temperatura ambiente 185,44±12,04 mg /g EAG CHAVES et al., 2010

Etanólico (80%) Desengordurado 656,2±23,0 mg /g EAG

CHANDRASEKARA; SHAHIDI,

FEREIDOON, 2011

Etanólico (80%) Desengordurado

70ºC/ 6h 701,2 ± 21,1 mg /g EAG


FEREIDOON, 2011


130°C/33min 790,9±15,4 mg /g EAG


FEREIDOON, 2011

Etanólico (80%) Desengordurado 269,05±9,77 mg EAG/g


2011


70ºC/ 6h 308,5±6,88 mg EAG/g


2011


130°C/33min 347,51±9,35 mg EAG/g


2011

Vários compostos fenólicos já foram encontrados no TCC, tais como taninos,

flavonoides, catequinas e epicatequinas e em menores proporções os ácidos fenólicos

(siringico, gálico e cumárico). Estudos feitos por Chandrasekara e Shahidi (2011a)

ressaltaram que os valores destes ácidos em condições extremas podem chegar a 0,974 ±

0,030; 5,705 ± 0,001 e 0,693 ± 0,043mg/g MS desengordurada (Tabela 2.5). Estes ácidos também

se encontram presentes em outras nozes e em seus tegumentos, como a amêndoa, pinho e

avelã (COLARIC et al., 2005; WIJERATNE; AMAROWICZ; SHAHIDI, 2006; SHAHIDI;

ALASALVAR; LIYANA-PATHIRANA, 2007b).

Taninos

Os taninos do tegumento da castanha de cajú já vem sendo intensamente estudados ao

longo dos anos, como fonte de taninos hidrolisáveis. A estimativa quantitativa de taninos no

TCC mostra que do percentual de 82,5% de polifenóis totais, 80% são taninos, enquanto o

restante são constituintes fenólicos ( PILAI et al. , 1963; VINOD KUMAR; SETHURAMAN,

2004). Estudos mais recentes elucidaram e identificaram os taninos mais presentes no

tegumento, indicando a presença de procianidina como o principal constituinte (VINOD

KUMAR; SETHURAMAN, 2004).

Catequinas

As catequinas são pertencentes ao grupo dos flavonóides da classe dos flavanois.

Apresentam um esqueleto básico do fenilbenzopirano, sem a carbonila no carbono 4 e sem

insaturação na ligação do carbono 2 e 3 (Figura 2.26) (NEIVA et al., 2003; SIMÕES, 2008).

Catequinas têm efeitos benéficos sobre a saúde humana, (+)-catequina e (-)-epicatequina tem


recebido recentemente muita atenção como agentes protetores contra doenças

cardiovasculares e câncer (DUBEY et al., 2002; KIM et al., 2003).

O conteúdo de catequina, epicatequina, epigalocatequina encontrado nas amostras

desengorduradas do tegumento da castanha de cajú foram 47,28; 28,29 e 2,0 mg/g,

respectivamente (CHANDRASEKARA; SHAHIDI, 2011).

Trox et al. (2010), ao analisar o extrato do tegumento da castanha de cajú observou

que a análise por HPLC/MS do extrato fenólico revelou dois picos proeminentes com

máximos de absorção em 278 nm.

Chaves et al. (2010) relatou também a presença de catequinas e epicatequinas no

tegumento, através de análises dos espectros de RMN sob frações isoladas do fracionamento

por meio de coluna cromatografica em silica gel na fase acetato de etila.

FIGURA 2.26 - Estruturas da (+)-catequina e (-)-epicatequina isoladas no TCC.

Fonte: DANTAS; LEAL; OLIVEIRA, 2015.

2.4.1.2.4. Outros metabólitos encontrados no TCC

A exposição a radicais livres, provenientes de diversas fontes, leva o organismo a

desenvolver mecanismos de defesa (defesas endógenas) para eliminar estes radicais livres

(CADENAS, 1997; FERREIRA et al. 2007). Estas defesas endógenas podem ser enzimáticas

ou não enzimáticas. As defesas antioxidantes enzimáticas são em grande número e

encontram-se espalhadas por todo o organismo, tanto no meio intracelular como no meio

extracelular. Exemplo destas defesas são a superóxido dismutase, a catalase, a glutationa

peroxidase, a glutationa redutase, entre outras. Entre as defesas antioxidantes não enzimáticas

destacam-se compostos como a glutationa, o γ-tocoferol (vitamina E), o ácido ascórbico

(vitamina C), o ácido lipóico, os carotenóides, entre outros (VALKO et al., 2007; FERREIRA

et al., 2007).


Trox et al. (2010) avaliou os índices destes compostos no TCC e notou a presença em

quantidades superiores aos encontrados na amêndoa da castanha (Tabela 2.6). A presença de

tais quantidades elevadas dos carotenoides (β-caroteno, luteína e α-zeaxantina) no tegumento

é de grande importância para a germinação da castanha, protegendo-a de insetos, infecção

microbiana e luz solar, por meio do invólucro. Após a quebra da casca, a função de proteção

de antioxidantes contidos no tegumento é ativada (CHUNG et al., 1998). Além disso, os

carotenóides são também conhecidos por desempenharem um papel importante na prevenção

do câncer e ateorosclerose (KRINSKY; JOHNSON, 2005).

TABELA 2.6 – Teor de carotenóides, tocoferóis e tiamina no tegumento da castanha de cajú.

Os valores são médias ± desvio padrão de 10 determinações separadas (n = 10).

Fonte: TROX et al., 2010

2.4.1.2.5. Atividade antioxidante do TCC

Pesquisas envolvendo compostos antioxidantes oriundos de fontes naturais, como

extratos de plantas e seus componentes, têm sido extensivamente revisadas. Isto inclui

diferentes órgãos, tais como sementes (soja, amendoim, algodão, mostarda, canola, arroz e

sementes de gergelim), frutas (uva, frutas cítricas, pimenta e azeite), folhas (chá verde,

alecrim, tomilho e orégano) e outros (cebola, batata e aveia) (CHAVE et al., 1992). Estas

pesquisas têm sido desenvolvidas em diferentes centros de estudos visando a sua aplicação

tanto em alimentos quanto em organismos animais e industrias (DANTAS; LEAL;

OLIVEIRA, 2015).

O especial interesse acerca dos antioxidantes naturais, sobretudo aqueles encontrados

em alimentos corriqueiramente presentes na dieta da população, reside na possibilidade de

que doenças como câncer, arteriosclerose, artrite, diabetes, doenças cardiovasculares e

processos responsáveis pelo envelhecimento do corpo estejam ligados à presença de ROS

(reactive oxygen species) no organismo (BRENNA; PAGLIARINI, 2001; YILDRIN; MAVI;

KARA, 2001). Estudos indicam que determinados compostos bioativos presentes

Compostos bioativos Concentração (mg/KgMS)

β-caroteno 218 ± 11,8

Luteína 525 ± 45,2

α- zeaxantina 7,0 ± 2,2

α-tocoferol 10,1 ± 0,7

γ-tocoferol 10,6 ± 0,6

Tiamina 3,0 ± 0,5

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S030881461100567X#b0135

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S131961031100144X#b0280


naturalmente em alimentos possam inibir esses processos, a partir de suas qualidades como

antioxidantes naturais (ZAMORA-RES; LEON; HIDALGO, 2010).

Diversos estudos e diferentes metodologias foram aplicadas sobre o tegumento da

castanha de cajú para a medição da sua atividade antioxidante, como o DPPH (2,2-difenil-1-

picril-hidrazil), co-oxidação do β-caroteno/ácido linoleico, ABTS (2,2'-azino-bis 3-

etilbenzotiazolina-6-sulfônico), ORAC (Sequestro do radical peroxil), sequestro do peróxido

de hidrogênio (H2O2), sequestro do radical hidroxil-deoxirribose, inibição da oxidação de

LDL (Inibição da peroxidação lipídica), FRAP (parâmetro antioxidante do íon férrico

reduzido) e o RANCIMAT (DANTAS; LEAL; OLIVEIRA, 2015).

Kamath e Rajini (2007) procuraram avaliar a atividade antioxidante do tegumento da

castanha de cajú em um conjunto de sistemas de métodos diferentes de análise de

antioxidantes. Pelo método ABTS a atividade antioxidante foi medida através da descoloração

em relação a concentração do radical ABTS + e ao extrato do tegumento e um antioxidante

sintético, BHA (2,3-terc-butil-4-metil-metoxifenol), fazendo uma comparação entre os

mesmos. Seu potencial foi também medido pelos métodos: sequestro do peróxido de

hidrogênio (H2O2), sequestro do radical hidroxil-deoxirribose, LDL e FRAP (Tabela 2.7).

TABELA 2.7 - Atividade antioxidante do TCC sob diferentes métodos.

Método da atividade antioxidante EC 50 (μg/mL)

ABTS 1,30±0,02

FRAP 6000±0,24

LDL 24,66±0,32

Sequestro do peróxido de hidrogênio (H2O2) 10,69±1,13

Sequestro do radical hidroxil-deoxirribose 17,70±0,05

Fonte: KAMATH; RAJINI, 2007

Os resultados estão expressos em EC50 (mg.mL–1

), que corresponde à quantidade de

extrato necessária para reduzir o radical DPPH em 50%; assim, quanto menor o EC50, melhor

é a capacidade antioxidante do extrato. A partir dos dados obtidos em diferentes ensaios é

evidente que a ordem de eficácia do TCC é: ABTS> superóxido> desoxirribose> LDL>

FRAP (Tabela 2.7). Assim, concluiu-se que o extrato do tegumento é um antioxidante mais

potente que o redutor férrico.

Outros autores, como Chaves et al. (2008), investigaram o potencial dos extratos

etanólicos do tegumento da castanha para sequestrar o radical DPPH. Os resultados obtidos,


expressos por meio da porcentagem de atividade antioxidante, foram analisados nas

concentrações de 25 a 250 µg/mL, no qual o tegumento teve variações de 12-40% de inibição.

Por os ácidos e compostos fenólicos presentes em vegetais apresentarem uma elevada

atividade antioxidante (PRADEEP; GUHA, 2011; WIJERATHNE; AMAROWICZ;

SHAHIDI, 2006), autores como Shahidi e Chandrasekara (2011b) procuraram avaliar a

atividade antioxidante, usando diversas metodologias, do extrato fenólico do tegumento,

variando a temperatura de secagem deste (Tabela 2.8). Eles concluiram que os extratos tinham

um elevado potencial antioxidante, sendo este comparado com um antioxidante sintético

BHA.

TABELA 2.8 – Teor de antioxidantes do TCC por várias metodologias e temperaturas.

Métodos Condições de processamento Controle

Tambiente T 70°C/6h T 130°C/33min BHA(1)

/Catequina(2)

Oxidação lipídica-TBARS (eq.MDA-

Malonaldeido / kg de extrato) 2,75±0,34 2,34±0,31 2,75±0,18 2,12±0,15

(1)

Co-oxidação β-caroteno/ác.linoleico (coef. Ativi. Antiox./g do extrato)

370 365 345 -

Peroxidação -inibição da oxidação do

LDL (%) 46,05±0,24 41,51±0,72 43,66±2,13 40,00±1,52

(2)

Indução do DNA por H2O2 (%) 87 91 84 - Rancimat (Fator de inflexão) 2,83±0,05 1,57±0,02 1,48±0,01 2,48±0,13

(1)

Valores expressos em média ± desvio padrao (n=3); (-) Não analisado.

Com os dados expressos na tabela 2.8, pode-se afirmar que embora o tegumento

possua uma elevada porcentagem de catequinas em sua composição (CHANDRASEKARA;

SAHIDI, 2011(b); CHAVES et al.,2010; TROX et al., 2010; PARAMESWARAN PILLAI,

1959), outros compostos de função antioxidante, como tocoferol, tiaminas e/ou outros

fenólicos podem ter influenciado esta variação em relação a catequina de 1,5 a 6,05%.

A taxa de oxidação de lipídios, proteínas e DNA pelo radical superóxido é

relativamente baixa. Porém, sua importância em processos oxidativos está relacionada a sua

capacidade de gerar outras espécies reativas de oxigênio, como o •OH, que possui alta

reatividade (DANTAS; LEAL; OLIVEIRA, 2015).

2.4.1.2.6. Outras aplicações do TCC

Alem das aplicações biológicas na atividade antioxidante e atividade antimicrobiana,

os extratos do tegumento da castanha de cajú, ricos em taninos, foram estudados por Vinod

Kumar e Sethuraman (2004), na formulação de resinas de fenol-formaldeído para a


preparação de vernizes. Estas apresentaram-se homogêneas, de cobertura lisa, sem poros ou

quaisquer outros defeitos, assim apresentando um verniz de boa qualidade (esmaltes com bom

brilho, flexibilidade, resistência a riscos e corrosão). Uma larga escala de preparação deste

verniz pode ser uma alternativa para minimizar ainda mais o custo e também para melhorar a

qualidade dos vernizes.

2.5. Óleos vegetais

Os óleos vegetais representam um dos principais produtos extraídos de plantas. Seus

usos na indústria alimentícia correspondem a 70% de sua produção (ABIOVE, 2013). O

mercado mundial de oleaginosas representa cerca de 36% do valor total gerado pelo comércio

dos produtos agropecuários, contabilizando mais de 75% do total dos triglicerídeos

consumidos no mundo, com produção anual aproximada de 176 milhões de toneladas (USDA,

2015). Entre eles, quase 70% é extraído do endosperma de sementes com potencial

oleaginoso, como a soja, o girassol e a canola, enquanto os demais são extraídos do pericarpo

de frutos, como oliva e palma (FAO, 2013; GRUPP, 1997; GUNSTONE; HARWOOD, 2007;

MANHÃES, 2014; SALAS et al., 2000).

A indústria de processamento de óleos brasileira está entre as maiores do mundo e a

maior da América Latina, com capacidade atual de 180.384 ton./dia. Os óleos de soja, canola,

milho e girassol são os óleos com maior volume de produção e comercialização (ABIOVE,

2015; QUEIROGA NETO et al., 2009). Na safra 2014/15 foram produzidas 8,41 milhões de

toneladas de óleos vegetais no Brasil, representando 4,8 % da produção mundial, figura 2.27,

no qual a maior parte da produção brasileira de óleos vegetais é destinada para uso alimentar

(USDA, 2015). A produção brasileira de óleo de soja na última safra (2014/15) foi de 7,57

milhões de toneladas, considerado o segundo maior produtor mundial (USDA, 2015).

FIGURA 2.27 - Produção mundial de óleos vegetais em milhões de toneladas.


Fonte: Autora, elaborado com base nos dados USDA (2015).

Os óleos contêm diferentes tipos de ácidos graxos. Estes ácidos carboxílicos de cadeia

longa, livres ou esterificados, dependendo do comprimento da cadeia e do grau de

instauração, diferenciam suas propriedades químicas e físicas, tais como: ponto de fusão, peso

específico, viscosidade, estabilidade hidrolítica, reatividade química e estabilidade térmica e

oxidativa (ARAÚJO et al., 2005; BERBEL, 2015; KNOTHE, 2005; MORETO et al., 2002).

Quando saturados, possuem apenas ligações simples (interações intermoleculares por forças

de van der Waals) entre os carbonos e com elevada superfície de contato, resultando em

pontos de fusão relativamente elevados e pouca reatividade química, assim mais estáveis ao

processo degradativo de rancidez auto-oxidativa (BERBEL, 2015; SOLOMONS; FRYHLE,

2006; MARINHO, 2012; SOLOMONS; VIANNI; BRAZ-FILHO, 1996). Já os ácidos graxos

insaturados, contêm uma ou mais ligações duplas, estes mais reativos e mais suscetíveis a

oxidação térmica. Na Tabela 2.9 são apresentados o teor de gordura saturada e insaturada e o

teor em ácidos graxos de alguns óleos vegetais estudados, tais como soja, girassol e canola,

que possuem baixo teor de triacilglicerídeos saturados (BERBEL, 2015; CARVALHO, 2011).

TABELA 2.9 - Teor de ácidos graxos em óleos vegetais.

Óleos Composição em ácidos graxos (% em massa)

12 14 16 16:1 18 18:1 18:2 18:3 20 20:1 Algodão - 0,4-2 17-31 0,5-2 1-4 13-44 33-59 0,1-2,1 - -

Canola - <0,2 2,5-6,5 <0,6 0,8-3 53-70 15-30 5-13 0,1-1,2 0,1-4,3

Coco 44-52 13-19 8-11 <1 1-3 5-8 0-2,5 <1 <1 -

Dendê <1 <1 35-50 - 5-8 32-45 9-15 <1 <1 -

Girassol <0,4 <0,5 3-10 <1 1-10 14-35 55-75 <0,3 <1,5 <0,5

Milho <0,3 <0,1 9-14 <0,5 0,5-4 24-42 34-62 <2 <1 <0,5

Soja <0,1 <0,5 7-14 <0,5 1,4-5,5 19-30 44-62 4-11 <1 <1

Fonte: Elaborada a partir de dados cedidos pela ANVISA.

Após o processamento dos óleos brutos, como citado anteriormente, observa-se a

presença de várias outras substâncias. Além dos ácidos graxos, encontra-se: mono- e

diglicerídeos, fosfatídios, esterois, tocoferóis, hidrocarbonetos, clorofila, caroteno, pesticidas,

metais e materiais resinosos ou mucilaginosos (CARVALHO, 2011; FARIA et al., 2002;

MORETTO; FETT, 1998). O conteúdo e a composição destes componentes podem variar

devido às condições agronômicas e climáticas, qualidade da oleaginosa, sistema de extração

do óleo e principalmente seu processo de refino (CERT; MOREDA; PÉREZ-CAMINO,

2000). O objetivo do refinamento é a remoção destas substâncias indesejáveis, reduzindo ao

mínimo a alteração dos triglicerídeos e a perda de constituintes, que podem afetar tanto as

suas propriedades organolépticas, quanto a vida de prateleira do produto, se tornando um dos


grandes desafios da indústria alimentícia (CMOLÍK et al., 1995; IQBAL; BHANGER, 2007;

MELO, 2010; MORETTO; FEET; GONZAGA, 2002; SHAHIDI; HO, 2007 Y., 2001).

Os processos tradicionais de refino compreendem etapas de clarificação, degomagem,

desacidificação alcalina-neutralização, winterização, branqueamento e desodorização (Tabela

2.10). As etapas de degomagem e neutralização são de maior importância, pois impactam

consideravelmente na qualidade e custo do óleo, sendo muitas vezes fator decisivo na

competitividade global (OETTERER; D'ARCE; SPOTO, 2006).

TABELA 2.10 - Principais etapas do refino industrial de óleos vegetais.

Etapa do refino Descrição

Degomagem

Ocorre a remoção das gomas (fosfatídeos), ceras

e substâncias coloidais, com a adição de água,

removendo os compostos polares resultantes do

óleo.

Neutralização

Consiste na remoção dos ácidos graxos livres

com NaOH, removendo também fosfatídeos

residuais (não hidratáveis) e corantes (clorofila,

carotenoides).

Winterização

Atua na remoção de cristais de estearinas, ceras,

resinas; faz-se um resfriamento lento do óleo

para formação de cristais, que são retirados por

centrifugação.

Branqueamento

Remove o excesso de pigmentos, corantes em

geral, subprodutos de sabões, fosfatídeos e

metais; adicionando terra diatomácea ao óleo

seguido de filtragem.

Desodorização

O óleo passa em contracorrente com vapor de

água para a retirada das substâncias que

conferem odor ao óleo, tais como os peróxidos,

ácidos graxos livres, pesticidas, aldeídos,

cetonas, ácidos graxos oxidados e,

principalmente, o tocoferol (vitamina E).

Estes processos demandam vários gastos para a indústria. Além do impacto ambiental

causado pelo consumo de água e geração de efluentes, há também o aumento da concorrência

e, consequentemente, baixo valor agregado ao produto final, fazendo-se necessário estudos e

técnicas que visam melhorar, simplificar ou até modificar para novos métodos de refino, este

praticamente o mesmo desde a década de 1930 (COUTINHO, 2008).


2.5.1. Estabilidade oxidativa de óleos vegetais

Óleos e gorduras são substâncias vulneráveis ao processo de oxidação. A resistência

do óleo aos processos oxidativos determina a sua estabilidade oxidativa, um parâmetro

utilizado para avaliar a qualidade de óleos e gorduras e não depende apenas da composição

química (teor de ácidos graxos insaturados), mas, também, reflete as condições de manuseio,

processamento e estocagem do produto (BEBEL, 2015; GARCIA; LUQUE; VARCACEL,

1993; OLIVEIRA, 2015; PULLEN; SAEED, 2012). A oxidação de ácidos graxos é um

processo complexo, procedente por uma variedade de mecanismos. Os óleos vegetais

compostos por polinsaturações são mais propensos a processos oxidativos, principalmente

aqueles com proporções variáveis dos ácidos oléico (C18:1), linoléico (C18:2) e linolênico

(C18:3) (KNOTHE et al., 2006; MELO, 2010).

A deterioração de óleos, rancidez ou oxidação lipidica, pode ser catalisada tanto por

enzimas como pela exposição à luz, radiações ionizantes, calor, íons metálicos (DAKER et

al., 2008). Esta se caracteriza pelo desenvolvimento de produtos organolepticamente

inaceitáveis, em função da ocorrência de odores e sabores estranhos (off flavours) (NILO,

2015; OLIVEIRA, 2015; TELLES, 2006). Além disso, pode causar efeitos como a mudança

em sua coloração ocasionada pela reação de Maillard, inativação de vitaminas lipossolúveis e

perda de ácidos graxos essenciais, diminuindo assim seu valor nutritivo e, consequentemente,

levando à rejeição do produto ou redução do seu tempo de consumo (FERNÁNDEZ-LÓPEZ

et al., 2008; QUINTEIRO; VIANNI, 1995). Os produtos primários de oxidação compreendem

os compostos de baixo peso molecular, que são voláteis indesejáveis (BAILEY, 1996;

BUENO, 2012; FENNEMA, 2000; JUNG et al., 1998; KANNER, 1994; MELO, 2010;

NILO, 2015; OLIVEIRA, 2015; TELLES, 2006).

Nos alimentos contendo óleos, quando são aquecidos a altas temperaturas, o processo

da oxidação é acelerado, ocorrendo reações de oxipolimerização e decomposição termo-

oxidativa (HELLÍN; CLAUSELL, 1984; KOWALSKI,1990). As modificações e alterações

dos óleos podem ser classificados de diversas formas, como as expostas na tabela 2.13. O óleo

de fritura é considerado deteriorado se a acidez estiver acima de 1%. Nos óleos vegetais, as

insaturações presentes na cadeia carbônica são um alvo de ataques de agentes oxidantes,

como os radicais livres, enzimas e metais, que atuam como catalisadores da oxidação. Os

radicais livres são originados da quebra de peróxidos e hidroperóxidos, formados durante o


processo de oxidação dos óleos vegetais e que originam compostos de oxidação secundária

incluindo aldeídos e cetonas (German Society for Fat Research (DGF) (OLIVEIRA, 2015).

TABELA 2.11 - Modificações e alterações de óleos em diferentes etapas degradativas.

Processo Descrição

Auto-oxidação Oxidação que ocorre a temperaturas abaixo de 100ºC

Polimerização térmica Oxidação que ocorre a temperaturas que variam entre 200 e

300ºC, na ausência de oxigênio

Oxidação térmica Oxidação que ocorre na presença de oxigênio e altas

temperaturas (oxipolimerização)

Modificações físicas Modificações que ocorrem nas propriedades físicas

Modificações nutricionais Modificações nos aspectos fisiológicos e nutricionais dos

óleos

Modificações químicas:

Hidrólise dos

triglicerídios

Resulta na liberação de ácidos graxos, glicerina, mono e

diglicerídio

Oxidação Ocorre nos ácidos graxos com ligações duplas

Polimerização

Extensa condensação de monômeros de ácidos graxos

polinsaturados quando submetidos a altas temperaturas por

períodos prolongados.

Fonte: adaptado a partir de SOUZA 2010.

Dois tipos de degradação nos óleos vegetais são de particular interesse, podendo

ocorrer por processos oxidativos ou hidrolíticos.

O início da oxidação ocorre na ligação carbono-hidrogênio próxima à dupla ligação da

cadeia de carbono e pode ocorrer através da ação de enzimas ou por auto-oxidação,

fotoxidação e termoxidação; estas divididas em três etapas: iniciação, propagação e

terminação (ADAMS, 1999; SANTOS, 2010; TELLES, 2006; SICHIERI, 2013; BEBEL,

2015).

Processo hidrolítico

O processo hidrolítico resulta na formação de glicerol e ácidos graxos livres e é

causado pela reação do lipídio e pela água na presença de um catalisador ou pela ação de

enzimas lípases (enzimas presentes nas oleaginosas, nos alimentos ou microbianas),

ocorrendo geralmente durante o armazenamento dos óleos (BUENO, 2012; HAMILTON,

1983; SICHIERI, 2013; SOUZA. 2010; TELLES, 2006).

Em oleaginosas, as reações lipídicas podem ser desencadeadas por diversos fatores,

como o tempo em que são colhidas e condições em que são transportadas e estocadas antes do


seu processamento; por exemplo, em frutas e sementes danificadas, ocorre a libertação natural

de enzimas, principalmente fenolases, lipases e lipoxigenases, que com umidade e

temperaturas relativamente altas favorecem a formação de ácidos graxos livres. Estes ácidos

graxos livres, mesmo em baixas concentrações, proporcionam sabor e odor desagradável,

como demonstrado na figura 2.28. (SICHIERI, 2013; TELLES, 2006).

FIGURA 2.28 - Esquema do processo hidrolítico.

Fonte: http://pt.slideshare.net/bromatologia-lipidios

Processo oxidativo

A rancidez oxidativa resulta de processos mais complexos da oxidação do lipídio. A

oxidação no óleo é iniciada por radicais livres e seu mecanismo é demonstrado na figura 2.29.

Os hidroperóxidos e peróxidos, produtos da oxidação primária, quando decompostos

produzem aldeídos e cetonas de baixa massa molecular. Estes são modificadores de sabor e

odor muito potentes (CARVALHO, 2011; HAS et al., 2000; NOGALA-KALUCKA et al.,

2005; SOUZA et al., 2004; SOUZA, 2010; TELLES, 2006). O processo mais estudado é a

auto-oxidação e geralmente, seu processo ocorre em três fases: uma fase da iniciação ou da

indução, uma fase da propagação, e uma fase da terminação.

FIGURA 2.29 – Mecanismo de formação de radicais livres.

Fonte: BELITZ e GROSCH (1987).


Auto-oxidação

A auto-oxidação de lipídios é um processo muito estudado devido a sua relevância no

campo da química, biologia e alimentos. Na indústria de óleos, a auto-oxidação é um

problema crítico porque afeta a qualidade sensorial e nutricional, além de aumentar a sua

toxicidade devido à formação de radicais livres, que geram produtos indesejáveis primários,

secundários e terciários (BUENO, 2012; CARVALHO, 2011; CONEGLIAN et al., 2011).

O nome auto-oxidação foi dado pelo fato de que o grau de oxidação aumenta à medida

que a reação progride, envolvendo o mecanismo autocatalítico de radicais livres em cadeia,

podendo ser iniciada por espécies endógenas (H2O2, ROOH) e radicais (O2, ROO, OH) ou por

espécies exógenas (O2, O3), radicais (NOx, SO3), e agentes (UV, radiação ionizante, calor)

(GUNSTONE, 1994; HAMILTON et al., 1997; TELLES, 2006;).

A química da autoxidação dos alquenos foi primeiramente reportada na década de 50 e

até hoje não foi elucidada completamente. O processo de auto-oxidação se baseia na teoria de

formação de radicais livres a partir dos ácidos graxos insaturados, na ausência de

antioxidantes que impeçam a perda de um íon hidrogênio de um carbono próximo à dupla

ligação. É o principal mecanismo de deterioração lipídica, podendo ser dividido em três

etapas distintas: iniciação, propagação e terminação (Figura 2.30) (CARVALHO, 2011;

O’BRIEN et al., 2000; SICHIERI, 2013). A velocidade do processo de auto oxidação é

limitada pelas fases de iniciação e propagação.


FIGURA 2.30 – Esquema geral da auto-oxidação lipídica.

Fonte: MELO, 2010.

Na etapa de iniciação há a formação de radicais livres, em que os ácidos graxos poli-

insaturados (RH) são atacados por uma espécie suficientemente reativa capaz de retirar um

átomo de hidrogênio do carbono alílico (α-metileno), formando um radical carbono. Este

radical é estabilizado por ressonância para formar um dieno conjugado. A formação dos

primeiros radicais livres pode ser explicada pela ação da luz sobre o grupo alélico (Figura

2.28), pela presença de cátions de metais com Fe2+

, Cu2+

, Cr3+

e pelo ataque do oxigênio

singleto (¹O2) (Figura 2.31) diretamente à dupla ligação (BOBBIO; BOBBIO, 2001;

CARVALHO, 2011; KNOTHE; DUNN, 2003; MELO 2010; OLIVEIRA, 2015).


FIGURA 2.31 - Representação da ação da luz ultravioleta, decomposição de

hidroperóxidos pela presença de cátions metálicos e ação do oxigênio singleto na região

insaturada de um ácido graxo, respectivamente.

𝑅1𝐶𝐻(𝑅2)𝑅3ℎ𝑣→ 𝑅1�̇�(𝑅2)𝑅3 + �̇� 𝑜𝑢 𝑅1�̇�𝐻𝑅2 + 𝑅3̇

𝐹𝑒3+ + 𝑅𝑂𝑂𝐻 → 𝐹𝑒2+ + 𝑅𝑂�̇� + 𝐻+

𝐹𝑒2+ + 𝑅𝑂𝑂𝐻 → 𝐹𝑒3+ + 𝑅�̇� + 𝐻𝑂−

𝐶𝑢2+ + 𝑅𝑂𝑂𝐻 → 𝐶𝑢+ + 𝑅𝑂�̇� + 𝐻+

𝐶𝑢+ + 𝑅𝑂𝑂𝐻 → 𝐶𝑢2+ + 𝑅�̇� + 𝐻𝑂−

Fonte: MELO, 2010; GATTO et al., 2007.

Segundo Sharma e Graham (2010), durante o período inicial de oxidação, a

concentração de hidroperóxidos é baixa até um intervalo de tempo conhecido como período

de indução. Depois que o período de indução é alcançado, o nível de hidroperóxidos aumenta

rapidamente, indicando o início do processo de oxidação global.

Na fase de propagação, o odor e sabor da amostra começam a sofrer modificação e os

radicais peroxila produzidos a partir da reação do radical alquila, formado na etapa anterior

com o oxigênio, começam a reagir com os lipídios insaturados presentes na amostra,

convertendo-os a hidroperóxidos lipídico e formando novos radicais livres, tornando-se um

processo autocatalítico (propagam ainda mais a oxidação) e dando origem a uma reação em

cadeia. Os hidroperóxidos formados nesta etapa constituem os produtos primários da

oxidação (BEBEL, 2015; CARVALHO, 2011; MORRIS et.al.,1947; NOSARI, 2012;

OLIVEIRA, 2015; SIMENCIO, 2014; SOLOMONS, 2009).

Na etapa de término, ocorre a formação de espécies não-radicais estáveis, através das

reações dos radicais livres entre si. É nesta fase que há uma forte mudança sensorial, com a

formação do aroma característico de ranço nos alimentos lipídicos, devido à formação dos

aldeídos, cetonas e álcoois (ALLEN; HAMILTON, 1994; BUENO, 2012; HALLIWELL;

GUTTERIDGE, 1986; SICHIERI, 2013).

Os peróxidos formados na primeira oxidação são instáveis e se decompõem formando

aldeídos ou produtos secundários de oxidação (CARVALHO, 2011; RAMALHO; JORGE,


2006) Tais produtos são também suscetíveis à oxidação, como, por exemplo, os aldeídos,

transformando-se em ácidos, que por sua vez constituem os produtos terciários de oxidação

(OETTERER et al., 2006; ROMAN et al., 2013; SANTOS, 2010; TELLES, 2006;

THOMAIDIS; GEORGIOU, 1999).

Segundo Souza et al. (2004), a auto-oxidação dos ácidos graxos insaturados produz

uma redução na estabilidade térmica dos óleos vegetais, diminuindo o tempo de indução

oxidativa. Outros processos de degradação de óleos relacionam-se a baixa estabilidade que os

mesmos apresentam quando expostos a luminosidade ou a presença de enzimas, como

facilitadores da inserção do oxigênio à cadeia graxa insaturada, desencadeando reações

oxidativas.

Na indústria de alimentos, a velocidade de auto-oxidação é reduzida através da

refrigeração, congelamento, embalagem sob gás inerte, embalagens impermeáveis ao

oxigênio e embalagem a vácuo (DAKER et al., 2008). Nos casos em que estes métodos não

são nem economicamente nem nutricionalmente práticos no ponto de vista tecnológico, é de

extrema importância controlar a oxidação através do uso de antioxidantes (GRAMZA et al.,

2006).

2.5.1.1. Antioxidantes usados em óleos vegetais

Os óleos vegetais contêm diferentes variedades de antioxidantes e estabilizantes

naturais, como tocoferóis e esteróis, que podem exibir um papel importante na inibição da

degradação do lipídio. Alguns óleos vegetais apresentam melhores ações contra a degradação

do que outros, devido a uma composição especial de ácidos graxos, antioxidantes e

estabilizantes (BELINATO, 2010). Por exemplo, o óleo de soja é mais estável oxidativamente

do que o óleo de girassol, embora o óleo de soja possua 8-9% de ácido linolênico, que é

altamente instável, enquanto o óleo de girassol não possui ácido linolênico. Entretanto, o óleo

de soja tem níveis elevados de gama e delta tocoferóis, que são antioxidantes bem melhores in

vitro do que o alfa tocoferol, que se apresenta em aproximadamente 95% do perfil tocoferol

do óleo de girassol. Os óleos vegetais de uso alimentar (óleo de soja, de amendoim, de milho,

de canola, de cártamo, de trigo e de arroz) possuem níveis mais elevados de ésteres de ácidos

graxos insaturados (ácido oléico, ácido linoleíco, ácido linolênico) (NOSARI, 2012).

Os antioxidantes atuam na redução do processo oxidativo do óleo, mantendo a

qualidade e prolongando a vida útil do produto, pois estes capturam os elétrons que se


encontram livres na amostra, doando um átomo de hidrogênio para os radicais livres que são

formados durante a iniciação ou propagação da reação, aumentando o tempo para que ocorra

o processo oxidativo (ANGELO, JORGE, 2007; BEBEL, 2015; CHEUNG; CHEUNG; OOI,

2003; RAMALHO; JORGE, 2006; TELLES, 2006).

O uso de antioxidantes tem sido muito difundido na indústria de alimentos, a fim de

prolongar a vida útil do produto que irá chegar ao consumidor. Para selecionar um

antioxidante devem ser levadas em conta certas propriedades, como: uso de baixas

concentrações (0,001 a 0,01%), produtos que não causem alterações na cor, odor e sabor dos

alimentos, de fácil aplicação, e não tóxicos. Os antioxidantes são normalmente classificados e

divididos de acordo com sua origem em naturais e sintéticos (CARVALHO, 2011;

RAMALHO; JORGE, 2006). Dentre os antioxidantes sintéticos, os mais conhecidos são: PG

(3,4,5-ácido triidroxibenzóico-propil galato), THBQ (t Butil hidroquinona), BHT (3,5-di-t-

butil-4- hidroxitolueno), BHA (2,3-terc-butil- 4-metil-metoxifenol), ácido ascórbico e os

tocoferóis (α, β, γ e δ-tocoferol). Porém, cada antioxidante atua de uma determinada maneira,

dependendo das propriedades do material utilizado. A quantidade relativa de tocoferois e

tocotrienois em óleos vegetais depende da espécie da planta e do procedimento de extração,

sendo que estes mostram menor eficiência quando comparados com antioxidantes sintéticos

(FERRARI; SOUZA, 2009; NILO, 2015; ROCHA, 2008; TELLES, 2006).

Antioxidantes sintéticos, tais como: BHA, BHT, PG e TBHQ (Figura 2.32), são

amplamente usados na indústria de alimentos porque estes são efetivos e menos caros que os

antioxidantes naturais, porém sua segurança tem sido questionada quanto às doses de

segurança e toxicidade. O TBHQ está banido no Japão e alguns países da Europa, o BHA e o

BHT estão relacionados a carcinogênese (BEBEL, 2015; BARREIROS; DAVID; DAVID,

2006; MOHDALY et al., 2010; MARINHO, 2012; SICHIERI, 2013).


FIGURA 2.32 - Estruturas químicas de antioxidantes sintéticos.

Fonte: RAMALHO; JORGE (2006)

Com a crescente consciência do consumidor em relação à segurança dos aditivos

alimentares, criou-se a tendência e a necessidade de se identificar alternativas de fontes

naturais que promovam uma maior segurança quando comparados aos antioxidantes sintéticos

em alimentos (OLIVEIRA et al., 2009). Pesquisas que têm como objetivo a segurança e

efetividade dos antioxidantes naturais estão sendo realizadas e muitas fontes naturais, como o

isolamento de compostos vegetais de frutas, folhas, raízes e sementes, estão sendo observadas

nas últimas décadas (CHANG et al., 1977; CHEVOLLEAU, et al., 1992;

HETTIARACHCHY, et al., 1996; MANCINI-FILHO et al., 1998; MARINHO, 2012;

NAKATANI, 1992; NAKATANI, 1997; PINO, 2009; PRATT, 1992; RACANICCI et al.,

2004; RAVELLI, 2011; SICHIERI, 2013; SHAHIDI; WANASUNDARA; BRUNET, 1994;

SHIMANO, 2012; SUJA et al., 2004; TRINDADE et al., 2005; WETTASINGHE; SHAHIDI,

1999; XING; WHITE, 1997).

Muitas pesquisas estão sendo realizadas para melhor entendimento dos processos

básicos da oxidação dos ácidos graxos poli-insaturados, ação antioxidante e efeitos dos

produtos de decomposição da oxidação lipídica. A metodologia para avaliar os antioxidantes


naturais deve ser cuidadosamente interpretada, dependendo do tipo de alimento (óleo puro ou

em emulsões) e que método analítico é usado para determinar a oxidação (FRANKEL, 1996).

A compreensão dos conceitos básicos dos mecanismos de oxidação é fundamental

para o projeto, operação, manutenção e fabricação de óleos e gorduras vegetais. Alguns

fatores importantes, inerentes ao processamento, devem ser reconhecidos e possivelmente

eliminados, com o objetivo de minimizar problemas de oxidação e garantir uma produção de

qualidade (BAILEY, 1951; NILO, 2015; SHAHIDI, 2005; SIMENCIO, 2014).

2.5.1.2. Avaliação físico-química e oxidativa de óleos

Diversos métodos analíticos foram desenvolvidos para avaliar a qualidade e

comportamento dos óleos e gorduras (físicos, químicos e físico-químicos). Por exemplo, a

determinação dos índices de iodo, peróxido e acidez, que são técnicas volumétricas clássicas,

e processos que demandam tempo, e estão sujeitos às dificuldades na visualização do ponto

final da titulação. Mais recentemente, as técnicas instrumentais de análises foram acrescidas

nas análises de óleos, como: a análise térmica; a espectroscopia de ultravioleta, visível e

infravermelho; espectrometria de massa; e ressonância magnética nuclear (RMN). Porém,

nenhum método supriu à necessidade de predizer o comportamento de um óleo ou gordura

quanto à oxidação, assim foram desenvolvidos os métodos de estabilidade oxidativa, que

aceleram o processo e fornecem uma ideia de resistência ou suscetibilidade à oxidação, além

de avaliarem o potencial do antioxidante, tais como: teste em forno Schaal, calorimetria de

varredura diferencial pressurizada (P-DSC), Rancimat, PetroOxy, dentre outros. Estes testes

devem abranger um período de tempo, de tal forma que represente a vida útil do produto

(LIMA; GONÇALVES, 1997; RIAL, 2014; SIMENCIO, 2014).

2.5.1.2.1. Testes de mensuração da oxidação de óleos

A avaliação do estado de oxidação dos óleos é muito importante, pois ajuda a

mensurar a rancidez. Segundo Souza (2007), há diferentes métodos analíticos que avaliam a

qualidade dos óleos, como a determinação dos índices de acidez, iodo e peróxido, além da

formação de dienos e trienos por detecção em UV-vis.

Índice de acidez

O índice de acidez revela o estado de conservação do óleo, o qual é utilizado para

determinar os ácidos graxos livres presentes em óleos provenientes de lipólises. É um


indicativo da deterioração dos triacilglicerídeos. Com estocagem prolongada, os triglicerídeos

sofrem hidrólise parcial e formam ácidos graxos livres. Por isso, não é uma constante ou

característica, mas é uma variável intimamente relacionada com a qualidade e o grau de

pureza da gordura. Esta hidrólise é ocasionada pela presença de umidade no óleo, natureza e a

qualidade da matéria-prima, processamento e com as condições de conservação, como a

temperatura elevada e, o mais importante, lipases oriundas da fonte ou de contaminações por

microrganismos (BUENO, 2012; CARVALHO 2011; MORETTO; FETT, 1998; SICHIERI,

2013; TELLES, 2006). A presença de ácidos graxos livres em excesso é indesejável

principalmente por causar alteração nas características organolépticas do óleo (escurecimento,

aparecimento de odor e sabor desagradáveis, entre outras).

Segundo Santos et al. (2001), o índice de acidez classifica os óleos em tipos, por

exemplo: óleos com acidez inferior a 1% são classificados como do tipo 1 e os de no máximo

2,5% de acidez livre são considerados do tipo 3. A acidez pode também ser expressa em (mL)

de solução normal por cento (V/p) ou em g de ácido oléico por cento (p/p).

Índice de iodo

O índice de iodo é a quantidade de gramas de iodo absorvido por 100g de gordura ou

óleo, quando usada a solução de Wijs (cloreto de iodo). O teste é uma medida do grau de

insaturação das gorduras ou, ainda, uma medida do grau de insaturação dos ácidos graxos

presentes na gordura. Assim, quando o óleo está oxidado, o iodo se adiciona

quantitativamente às ligações duplas não conjugadas e pode ocorrer a reação de adição.

Quanto maior a insaturação de um ácido graxo, maior será a sua capacidade de absorção de

iodo e, consequentemente, maior também será o índice (CARVALHO, 2011; COSTA, 2006;

MORETTO; FETT, 1998; REDA, 2004) A figura 2.33 mostra o esquema reacional do teste

de iodo.

FIGURA 2.33 - Esquema reacional do teste de iodo.


Fonte: CARVALHO, 2011.

Os valores de iodo devem ser interpretados com cautela, mas pode ser usado para

monitorar o grau de hidrogenação e verificar adulteração por outros tipos de óleos, pois a

quantidade de duplas ligações presentes na amostra e a redução observada deste índice se

deve à quebra de duplas ligações resultantes de reações de polimerização, ciclização e

oxidação, sempre associada com um aumento do ponto de fusão e consistência da amostra,

principalmente à incorporação de gorduras saturadas ao óleo, confirmando a adulteração com

outros tipos de óleos ao produto ou processamento ineficiente do óleo (CARVALHO, 2011;

CECCHI, 2003; COSTA, 2006; TELLES, 2006).

Índice de peróxido

O índice de peróxido é um dos testes mais usados para medir rancidez oxidativa,

oferecendo uma medida da concentração de peróxidos e dos hidroperóxidos formados no

estágio inicial da deterioração de óleos. Quanto maior o índice de peróxido inicial do óleo,

mais instável às reações de oxidação (BUENO, 2012; CECCHI, 2003; ROSSEL, 1983;

SICHIERI, 2013; SOUZA, 2007). O método é bastante específico, determinado em

miliequivalentes de O2 por quilograma de lipídios (meq/kg), e tem como limite máximo, 10

meq/kg lipídio, abaixo deste valor indica uma baixa possibilidade de deterioração oxidativa.

Os peróxidos orgânicos formados no início da rancificação atuam sobre o iodeto de

potássio, liberando o iodo, que em excesso não reage e fica em solução. Ao adicionar amido,

como indicador, em presença de I2, a amostra ficará azul, que em seguida será titulada com

tiossulfato de sódio, este é oxidado a tetrationato de sódio e o iodo é reduzido a I-, causando a

perda da cor azulada. Assim, a quantidade de tiossulfato consumida é proporcional a

quantidade de peróxidos presentes na amostra, como a reação demonstrada na figura 2.34

(AOCS, 2004; BACCAN et al., 2001; MALACRIDA; JORGE, 2003; MORETTO; FETT,

1998).

FIGURA 2.34 - Esquema reacional do teste de peróxido.



Óleos que foram recém refinados devem ter o índice de peróxido próximo de zero;

óleos que foram estocados por algum período, podem apresentar índice de peróxido menor ou

igual a 2,5 mmol/Kg. Sua variação ao longo do tempo ocorre de uma forma gaussiana, pelo

que um nível baixo de peróxidos não constitui uma garantia de boa estabilidade oxidativa,

podendo, pelo contrário, ser sinônimo de alguma alteração (SILVA et al., 2009; SOUSA;

ROCHA; ROCHA, 2013).

Determinação de dienos e trienos conjugados

Um aumento na absorção de UV teoricamente reflete a formação de produtos de

oxidação primários em gorduras e óleos. Quando os ácidos graxos linoléico e linolênico são

oxidados, há a formação de hidroperóxidos, e as duplas ligações dos óleos se tornam

conjugadas. O mecanismo envolve a subtração do hidrogênio alirico, seguida pela migração

da dupla ligação, dienos conjugados são tipicamente produzidos (TELLES, 2006). Os dienos

conjugados podem ser medidos quantitativamente por medição espectrofotométrica UV no

comprimento de onda 234nm; trienos conjugados absorvem a 268 nm (AOCS, 2004; MELO

2010; SHAHIDI; WANASUNDARA, 2002; SHAHIDI; WANASUNDARA; BRUNET,

1994; WANASUNDARA; SHAHIDI; JABLONSKI, 1995).

Devido a oxidação ser variada nos diferentes ácidos graxos, os resultados das

determinações de dienos/trienos conjugados não informam o grau de deterioração do óleo,

mas a variação das concentrações com o tempo nos proporciona dados suficientes para o

acompanhamento da oxidação de uma amostra. A medição de dienos conjugados é um

método sensível para seguir as fases iniciais do processo de oxidação (ANTOLIVICH et al.,

2002; FRANKEL, 2014; POKORNY; YANISHLIEVA; GORDON, 2001).

A medida dos valores de dienos conjugados durante a oxidação de gorduras e óleos

tem sido bastante correlacionada com o índice de peróxidos, isto porque nas etapas iniciais de

auto-oxidação de ácidos graxos poli-insaturados, o aumento de peróxidos ocorre paralelo ao

incremento na absorção de UV pelos dienos conjugados, sendo útil a medida do valor de

dienos conjugados na avaliação da oxidação lipídica (FARIA; ESPINOZA-ATENCIA, 1994;

HILST, 1999).


2.5.1.2.2. Testes de avaliação da estabilidade oxidativa de óleos

Para avaliar a suscetibilidade a oxidação de um óleo ou gordura, estes são submetidos

a teste de oxidação acelerada, sob condições padronizadas e um ponto final escolhido, no qual

são mensurados os sinais de deterioração oxidativa. Esses métodos acelerados têm por fim

estimar a vida de prateleira de óleos e gorduras (BRASILINO, 2010).

Existem vários métodos empregados para determinar a resistência à oxidação, ou seja,

o tempo de indução oxidativa de uma substância. Dentre eles, temos:

Métodos não automatizados (AOM (Active Oxygen Method) e o método Schaal Oven

Test ou de estufa) têm sido os mais utilizados na determinação da estabilidade

oxidativa, apesar do alto consumo de reagente, e longo tempo de análise.

Métodos automatizados determinam a estabilidade oxidativa através do período de

indução por meio de aparelhos (RANCIMAT, PETROOXY, OSI E PDSC), que

medem a absorção de oxigênio ou a formação de voláteis. São usados principalmente

para o controle de qualidade do óleo, verificar o efeito de adição de antioxidantes

naturais e variações no processamento (FRANKEL, 1993; KNOTHE, 2007).

Testes feitos para avaliar a estabilidade oxidativa e a atividade antioxidante de óleos e

gorduras são ferramentas indispensáveis para o estudo e solução dos problemas relacionados à

oxidação lipídica. Para avaliar a oxidação e, consequentemente, os antioxidantes presentes em

óleos e gorduras, podem ser utilizados testes acelerados de estabilidade oxidativa.

Schaal Oven Test

O método de estufa ou “Schaal Oven Test” tem sido bastante utilizados na

determinação da estabilidade oxidativa, pois fornece uma correlação melhor com o

armazenamento ao ambiente do que com o de oxigênio ativo (REGITANO-D´ARCE;

SPOTO, 2006). Inicialmente destinava-se à avaliação de produtos de padaria e confeitaria em

que a limpeza da estufa e pessoal bem treinado distinguia o ponto olfativo final

(MEHLENBACHER, 1960). Este procedimento inicialmente envolvia a colocação de um

béquer contendo 100g de amostra em uma estufa a temperatura de 70°C ou 63°C até o

desenvolvimento do ranço. Amostras são examinadas a intervalos que podem variar de diários

a semanais e o ponto final é determinado por uma avaliação organoléptica do odor.


Foi observada correlação entre o Schaal Oven Test e o armazenamento, sendo que: 10

dias a 63°C é similar a 1 a 2 meses a uma temperatura de 32°C e 2 a 4 meses a 21°C. Para o

óleo de girassol estes valores correspondem a: 2 a 4 dias no teste de Schaal Oven Test à 60-

65°C correspondem a 16 semanas. Não existe padronização para o teste de Schaal Oven Test,

pois são utilizadas relações área/volume diferentes de um trabalho para outro, além das

divergências na avaliação sensorial (AKOH, 1994; TELLES, 2006).

O período de indução, chamado também de índice de estabilidade oxidativa, é um

parâmetro comparativo muito utilizado para controle de qualidade de ácidos graxos, usado

para avaliar diferentes tipos de óleos para fritura, acompanhar alterações na composição

química em ácidos graxos e avaliar a eficiência de adição de antioxidantes, entre outros

(BRASILINO, 2010) (Figura 2.35). Este é definido pelo tempo do início da oxidação de uma

amostra exposta a um gás oxidante em uma determinada temperatura até o momento em que

há um aumento brusco dos produtos da oxidação. Este parâmetro é também utilizado como

ferramenta para controle de qualidade e classificação da eficiência de vários inibidores de

oxidação que são adicionados em polímeros, lubrificantes, gorduras, óleos e biodiesel

(RUDNIK et al., 2001; SIMON et al., 2000; VELASCO; ANDERSEN; SKIBSTED, 2004).

FIGURA 2.35 – Curva de determinação da estabilidade oxidativa.

Fonte: SIMENCIO (2014).

Encontram-se disponíveis na literatura diversas determinações do período de indução

de óleos e gorduras. Suas condições são variadas, que vão desde a variadas temperaturas,

vazões distintas de fluxo de ar e diversidade na quantidade de amostra utilizada, dificultando

assim as análises comparativas. A determinação da estabilidade oxidativa de uma amostra é


realizada com equipamentos comerciais, tais como Rancimat, PetroOXY e PDSC

(CARVALHO, 2011; VALE, 2011).

PetroOXY

O PetroOXY é um método recente e tem sido usado para avaliar a estabilidade

oxidativa de combustíveis líquidos (gasolina, diesel, biodiesel e misturas biodiesel / diesel),

graxas ou óleos (RIAL, 2014). Este método tem a vantagem de apresentar boa

reprodutibilidade nos resultados, menor tempo de análise quando comparado ao método

Rancimat. O PetroOXY tem de 2 a 5 vezes melhor reprodutibilidade que o Rancimat. O

tempo de teste para indicar a oxidação no PetroOXY normalmente é de 50 minutos. Isto e

uma redução drástica no tempo de teste em comparação aos métodos convencionais, que são

Rancinmat e ASTM D 525 (PETROTEST INSTRUMENTS). Diferentemente de outros

equipamentos, seus resultados incluem todos os produtos voláteis e os não voláteis da

oxidação, promovendo uma completa análise de estabilidade oxidativa (MANHÃES, 2014;

MARINHO, 2012; NEUMANN; JEBENS; WIERZBICKI, 2008). A Figura 2.36 mostra um

comparativo entre os métodos acelerados PetroOxy, Rancimat e PDSC.

FIGURA 2.36 - Comparação entre os métodos para determinar a estabilidade oxidativa.


A determinação do período de indução utilizando equipamento PetroOXY, do

fabricante Petrotest, é baseada na detecção de forma direta da queda de pressão do processo

de oxidação, acelerado pelo calor e pressão do oxigênio, que indica consumo de oxigênio pela

amostra (NEUMANN; JEBENS; WIERZBICKI, 2008; MARINHO, 2012).

O equipamento é formado por uma pequena câmara de ensaio hermeticamente fechada

(Figura 2.37), onde a amostra (5,0 mL) é colocada e combinada com oxigênio à temperatura

ambiente até a pressão de 700 KPa. Após esta etapa, a temperatura é aumentada


gradativamente, promovendo um acréscimo na sua pressão interna. Essas condições simulam

um mecanismo de envelhecimento rápido e, à medida que o processo de oxidação prossegue,

o oxigênio é consumido e a queda de 10 % desta pressão indica o período de indução

oxidativa da amostra (ARAÚJO et al., 2009; CARVALHO, 2011; MARINHO 2012;

RODRIGUES FILHO, 2010).

FIGURA 2.37 - Apresentação do PetroOxy.

Fonte: www.directindustry.com

A B


Capítulo 3

Estado da Arte


3. Estado da Arte

Produtos naturais e seus compostos

As espécies vegetais representam uma fonte importante de substâncias ativas, que têm

uma grande gama de aplicações devido as suas estruturas, propriedades físico-químicas e

biológicas (LETERME et al., 2005; SANTOS, 2011). Nos últimos anos, o interesse por essas

substâncias tem se renovado e suas razões podem ser explicadas, pois as plantas têm várias

vantagens, como: a sua disponibilidade ser quase inesgotável, ter um custo relativamente

baixo, uma única planta pode conter um número extraordinário de substâncias químicas.

Além das investigações sobre novos fitoquímicos metabólitos bioativos, há uma necessidade

crescente de métodos qualitativos e quantitativos de análise de controle de qualidade destes

compostos à base de plantas e extratos vegetais (BERNAL et al., 2011).

Os compostos fenólicos simples e flavonóides apresentam uma vasta gama de

atividades antioxidantes in vitro (RAZALI et al., 2012; VARELA-SANTOS et al., 2012;

SAHA et al., 2013), efeitos protetores contra doenças graves, tais como câncer e doenças

cardiovasculares, além de suas ações como antialérgicos, anti-inflamatórios, antimicrobianos,

antitrombótica, vasodilatadora e prevenção de danos na pele (BENAVENTE-GARCÍA et al.,

2000; HSU, 2005; MIDDLETON JUNIOR; KANDASWAMI; THEOHARIDES, 2000;

PUUPPONEN-PIMIÄ et al., 2001; SAMMAN et al., 2001; SVOBODOVA; PSOTOVA;

WALTEROVA, 2003).

O Brasil é o país que detém a maior biodiversidade do mundo, incluindo cinco biomas

principais: a floresta amazônica, o cerrado, a região de mata atlântica, a caatinga e o

semiárido, contando com mais de 56 mil espécies catalogadas, com 22% da biodiversidade do

planeta (GIORGETTI; NEGRI; RODRIGUES, 2007; SIMÕES et al., 2008; SANTOS, 2011).

A caracterização físico-química de frutos e a quantificação dos seus componentes

bioativos são importantes para a compreensão do seu valor nutritivo e para aumentar a

qualidade e valor do produto final. Entre os compostos presentes em alimentos que têm

propriedades funcionais, substâncias com capacidade antioxidante têm recebido uma atenção

significativa porque protegem o corpo humano contra o estresse oxidativo, prevenção de um

número de doenças crônicas degenerativas (CANUTO et al, 2010; YAHIA, 2010).

Antioxidantes naturais presentes em alimentos têm atraído interesse devido à sua segurança e


potenciais efeitos nutricionais e terapêuticos (RUFINO et al., 2009). As frutas são uma fonte

de compostos antioxidantes, tais como fenólicos, vitaminas, carotenoides e minerais, os quais

contribuem para os seus efeitos quimiopreventivos (ALMEIDA et al., 2011).

Oxidação lipídica

No final do século XIX, foi demonstrado por Duclaux que o oxigênio atmosférico era

o maior causador da oxidação de um ácido graxo livre. Na mesma época Wright observou que

índios americanos de Ohio conservavam a gordura de urso usando a casca de omeiro, esta

após 30 anos foi patenteada como antioxidante. Já no início do século XX, Tsujimoto em um

de seus estudos comprovou que triglicerídeos altamente insaturados poderiam provocar

odores em óleos de peixe, ou seja, o ranço. (BAILEY, 1996; DUCLAUX, 1886;

TSUJIMOTO, 1916; WANASUNDARA; SHAHIDI, 2005).

Embora o oxigênio seja o principal causador da oxidação lipídica, há outros fatores

externos que podem desencadear a reação, como a exposição aos raios UV e elevadas

temperaturas, que podem produzir reações indesejáveis, como odor e sabor de ranço,

descoloração e outras formas de deterioração, causando a redução no valor nutricional de

gorduras, pela diminuição de ácidos graxos essenciais e a destruição de vitaminas

lipossolúveis (HAS et al., 2000; KANNER, 1994).

Em alimentos, como óleos vegetais, a estabilidade oxidativa é mantida com o uso de

antioxidantes sintéticos para o controle de radicais livres, pró-oxidantes e intermediários da

oxidação, sendo o BHT e o BHA os antioxidantes sintéticos mais utilizados na indústria de

óleos e alimentos em geral (MARIUTTI; BRAGAGNOLO, 2007). Atualmente a inocuidade

dos produtos sintéticos vêm sendo questionada, o que impulsiona a busca por compostos com

esta função a partir de fontes naturais, particularmente aquelas de origem vegetal (SÁNCHEZ

et al., 2010).

Chapman et al. (1994) relatam que a estabilidade de óleos, como o óleo de canola, é

limitada principalmente pela presença de ácido linolénico, clorofila e seus produtos de

decomposição e outros componentes de elevada reatividade química, tais como ácidos graxos

livres altamente insaturados, geralmente formados durante o refino. O refino de óleos vegetais

pode variar para cada tipo de oleaginosa, devido as suas distintas concentrações graxas. Novas

metodologias vêm sendo aplicadas para se obter um óleo mais estável e com a preservação de

suas características mais importantes, mas estas ainda não foram aplicadas a todos os óleos


comerciais e as que estão em prática não foram demonstradas explicitamente para a

comunidade cientifica (GUNSTONE, 2002).

Rossel (1983; 1986) relata que a análise sensorial é o método mais confiável para

avaliar o estado oxidativo de lipídios alimentares. Mas, por ser um procedimento caro e

demorado, outras metodologias foram estudadas para este fim. A estabilidade de óleo foi

então estudada por métodos analíticos em condições aceleradas, estas em elevadas

temperaturas, pois a temperatura ambiente seria um processo longo e não uma análise

rotineira. Dentre os diferentes métodos de testes acelerados, o teste forno Schaal é o mais

empregado. As técnicas de análise química e instrumental são utilizadas para avaliar o estado

oxidativo do óleo armazenado, podendo detectar produtos primários ou secundários de

oxidação lipídica, que em comparação com a análise sensorial descritiva há uma correlação

significativa.

Gunstone (2002) afirma que a estabilidade de lipídeos à oxidação pode ser avaliada

por uma variedade de métodos em diferentes condições, mas a temperatura é o fator mais

importante a considerar na determinação da estabilidade oxidativa, já que a taxa de oxidação é

diretamente relacionada com o aumento da temperatura. Por conseguinte, a vida de prateleira

de um óleo diminui logaritmicamente com o aumento da temperatura. No entanto, os

mecanismos de oxidação e decomposição do peróxido variam de forma distinta à exposição a

temperaturas elevadas. Assim, para prever a estabilidade oxidativa dos óleos, a condição de

ensaio deve ser tão próxima quanto possível das de armazenagem do óleo.

Abuzaytoun e Shahidi (2006) avaliaram a estabilidade oxidativa de óleos da semente

de linhaça e maconha com casca e sem casca, expostos à testes de degradação, como a

luminosidade e temperaturas. Em ambos os testes, observaram que os óleos da semente com

casca foram mais estáveis que os sem, concluindo que a presença da casca aumentou a

concentração de antioxidantes naturais como os carotenoides, e que óleos que continham a

maior concentração de clorofila, no caso a linhaça, tinha maior suscetibilidade a oxidação

induzida pela luz. Os óleos com maior concentração de α-tocoferol ajudaram a inibir a

oxidação em ambos os testes.

Warner, Frankel e Mounts (1989) avaliaram a estabilidade oxidativa dos óleos de

canola, girassol e soja na ausência de luz e com temperaturas variando de 25, 60, 80 e 100 °C

e sob luz fluorescente em temperatura de 30 °C. As amostras foram avaliadas sensorialmente,


submetidas às análises de voláteis e de índice de peróxido e de determinação do período de

indução. Foram observadas diferenças nos resultados da avaliação sensorial e da estabilidade

dos óleos, dependendo do tipo de análise utilizada e das condições a que foram submetidas as

amostras, mas constatou-se que a temperatura foi a que mais influenciou na degradação.

Malcolmson et al. (1994) estudaram a estabilidade pelo método de Schaal, para o óleo

de canola (temperatura de 60 e 65 °C, no escuro), nos quais o período de indução para a

avaliação sensorial foi de 2 a 4 dias para óleo de boa qualidade inicial. O mesmo óleo de

canola estocado a 24 °C, em garrafas de vidro e no escuro, permaneceu sem alterações

sensoriais por 16 semanas. Extrapolando os resultados, os autores consideraram que o óleo de

canola com estabilidade de 2 a 4 dias, no teste de Schaal a 60-65 °C, poderá ser aceitável por

pelo menos 16 semanas, quando estocado em temperatura ambiente e sem a necessidade de

adição de antioxidantes para o controle da estabilidade.

Antioxidantes naturais x Antioxidantes sintéticos

O uso dos antioxidantes sintéticos teve início nos anos 40 e, com o aumento do

interesse sobre as suas diversas utilizações, foram surgindo estudos com a finalidade de se

diversificar e descobrir novos constituintes com a função antioxidante.

Ramalho e Jorge (2006) relatam que por possuírem uma estrutura fenólica, os

antioxidantes sintéticos permitem a doação de um próton a um radical livre, regenerando a

molécula e interrompendo o mecanismo de oxidação por radicais livres. Por conseguinte, os

derivados fenólicos transformam-se em radicais livres e podem se estabilizar sem promover

ou propagar reações de oxidação.

Com base em avaliações e abordagens industriais feitas por Mettelbach e Schober

(2003) e Shahidi, Janitha e Wanasundara (1992) estima-se que dentre os diversos

antioxidantes sintéticos, os mais utilizados na indústria são polifenóis como 3,5-di-t-butil-4-

hidroxitolueno (BHT), 2,3-terc-butil- 4-metil-metoxifenol (BHA), 3,4,5-ácido

triidroxibenzóico-propil galato (PG) e terc-butil-hidroquinona (TBHQ). Os antioxidantes

sintéticos mais usados para a conservação de óleos vegetais são o BHA, BHT e o TBHQ.

Para que um antioxidante seja aceitável para aplicação em alimentos é desejável as

seguintes propriedades: eficácia em baixas concentrações (0,001 a 0,02%); ausência de

alterações na cor, no odor, no sabor e em outras características do alimento; compatibilidade


com o alimento; estabilidade nas condições de processo e armazenamento, e o composto e

seus produtos de oxidação não podem ser tóxicos (RAMALHO; JORGE, 2006).

Entretanto, a inocuidade destes aditivos continua sendo questionada, uma vez que

alguns estudos têm apontado possíveis efeitos mutagênicos e carcinogênicos (BIRCH et al.,

2001). Em estudos feitos por Yildirim et al. (2001), Zheng e Wang (2001), Melo e Guerra

(2002) e Simão (1985), outros autores afirmam que os antioxidantes como BHA, BHT e

TBHQ possuem potencial de carcinogênese, bem como a comprovação de diversos outros

males como: aumento do peso do fígado e significativa proliferação do retículo

endoplasmático. Almeida-Doria e Regitano-D'arc (2000) e Cruces-Blanco et al. (1999)

estudaram o uso dos antioxidantes sintéticos BHA e BHT em animais e relataram que: o BHA

pode induzir a atividade hepática, aumento do fígado, redução do crescimento e formação de

carcinoma; o BHT foi tóxico para o fígado, rins e pulmões, entre outros efeitos.

O uso dos antioxidantes sintéticos é limitado em muitos países. No Japão, por

exemplo, desde 1958 o BHT é proibido, seguido pela Austrália, Romênia, Suécia e EUA. Já o

BHA é proibido no Japão e na União Européia. No Brasil, o Ministério da Saúde, através da

Resolução da diretoria colegiada- RDC Nº 64, de 16 de setembro de 2008, estabelece como

concentração máxima permitida a de 0,02g. 100g-1

para BHA, BHT, TBHQ e PG (ANVISA,

2011).

Os primeiros estudos sobre antioxidantes naturais ocorreram na década de 50 com

Chipault et al. (1952), que investigaram a atividade antioxidante de várias especiarias. Desde

então, diversas pesquisas sobre a ação antioxidante de compostos naturais surgiram.

Degáspari e Waszczynskyj (2004) afirmam que, a partir do início dos anos 80, o interesse e

estudos para encontrar antioxidantes naturais de diferentes partes da planta, para uso em

fitoterápicos e também como aditivos em produtos alimentícios ou uso farmacêutico, foi

intensificado e difundido mundialmente. Desde esta década estudos sobre a toxicidade dos

antioxidantes sintéticos começaram também a ser publicados. Assim, houve a intensa procura

por materiais vegetais brutos para a identificação de novos antioxidantes, que possam atuar

sozinhos ou sinergicamente com outros aditivos, como alternativa para prevenir a

deterioração oxidativa de alimentos e limitar o uso dos antioxidantes sintéticos (DURAN;

PADILLA, 1993; GOULART et al., 2009; ITO et al., 1983).


Os antioxidantes naturais protegem os óleos vegetais contra a ação de radicais livres

que iniciam e perpetuam a peroxidação lipídica, que consiste na principal forma de

degradação dos óleos vegetais (CASTELO-BRANCO; TORRES, 2011). Além disso, segundo

Aruoma (1998) e Lai, Chou e Chao (2001), os antioxidantes naturais possuem a capacidade

de agir como nutracêuticos e proporcionar, ainda, benefícios adicionais à saúde dos

consumidores. Desta forma, a indústria de alimentos vem considerando a possibilidade de

empregar antioxidante natural em uma gama de produtos (DEVATKAL; NAVEENA, 2010).

Apesar de Oliveira et al. (2009) constatar existir um alto custo de produção

(principalmente em relação à extração e purificação) e menor eficiência dos antioxidantes

naturais (em alguns casos), há também uma grande vantagem, pois, à medida que as indústrias

alimentícias produzem subprodutos ou rejeitam outras partes da planta, estes poderiam ter um

destino muito mais benéfico, favorecendo ao homem e ao meio ambiente.

Ajila et al. (2007) estudaram compostos bioativos e o potencial antioxidante de

extratos provenientes da casca de manga e relataram uma alta atividade antioxidante deste

material em diferentes sistemas.

A estabilidade dos óleos de girassol e soja também foram estudadas por Mohdali et al.

(2010) utilizando como antioxidantes naturais as cascas de batata e polpa de beterraba em

comparação com o antioxidante sintético. Foram investigados seus extratos metanólicos. Os

óleos com os antioxidantes foram submetidos às condições de oxidação acelerada durante 72

horas, a 70°C. A formação de dienos e trienos aumentou gradualmente com o aumento do

tempo, e a estabilidade relativa aos antioxidantes foi: TBHQ > cascas de batata > BHT =

polpa de beterraba > BHA. Os resultados de diferentes parâmetros antioxidantes

demonstraram que as cascas de batata e a polpa de beterraba são fontes potentes de

antioxidantes naturais, que podem ser exploradas para evitar a oxidação de óleos vegetais.

Mohdaly et al. (2011) utilizaram extratos metanólicos desengordurados de gergelim

como antioxidantes em óleos de soja e girassol e compararam com antioxidantes sintéticos em

testes de estabilidade oxidativa acelerada por temperatura no Schaal oven test. Ao final do

estudo, eles concluíram que o extrato de gergelim na concentração de 200 ppm tem eficácia

comparável à estabilização com os antioxidantes BHT e BHA no seu limite legal, mas menos

eficaz do que o TBHQ (antioxidante sintético). Eles também observaram que o extrato de


gergelim tem um forte efeito antioxidante durante os passos iniciais e finais de oxidação a

70°C durante 72 h.

Iqbal e Bhanger (2005) avaliaram a eficácia do extrato de alho na estabilização do óleo

de girassol, durante o armazenamento acelerado. Os extratos de alho foram preparados em

diferentes solventes; o extrato metanólico destacou-se com maior atividade antioxidante,

sendo este aplicado no óleo de girassol, submetido a aquecimento a 185°C com avaliação em

intervalos diferentes (0-80 min), comparados ao BHA e BHT, que também foram avaliados

como padrões, além do controle. Assim, o estudo apontou que para os parâmetros de ganho de

peso, índice de atividade antioxidante, ácidos graxos livres (AGL), índice de peróxido (IP),

formação de dienos conjugados (DC), trienos conjugados (TC) e substâncias reativas ao ácido

tiobarbitúrico (TBARS), o extrato de alho pode estabilizar o óleo de girassol até uma extensão

maior do que antioxidantes sintéticos comumente utilizados, impedindo a deterioração

térmica do óleo, melhorando a sua estabilidade hidrolítica, inibindo conjugação de ligação

dupla e ainda reduzindo as perdas de ácidos graxos poli-insaturados

A estabilidade oxidativa do óleo de gergelim foi avaliada por Abou-Gharbia et al.

(1996), que demonstram a redução da estabilidade após o descasque de sementes,

especialmente para os óleos obtidos a partir de sementes cruas e torradas. Eles constataram

que a casca da semente possui antioxidantes naturais, que foram responsáveis por uma melhor

estabilidade em comparação com o óleo de sementes sem casca. Observou-se, ainda, que 1 dia

de armazenamento, sob condições Schaal forno a 65°C, é equivalente a um mês de

armazenamento à temperatura ambiente (25°C).

Naczk e Shahidi (2004) e Cheok et al. (2012), afirmam que, em sua grande maioria, os

extratos naturais são mais efetivos que alguns antioxidantes sintéticos. Em determinadas

espécies de plantas são encontrados compostos que apresentam poder antioxidante, atribuído

principalmente a compostos fenólicos. Estes compostos constituem um amplo e complexo

grupo de fitoquímicos, cuja solubilidade é governada pela polaridade do solvente extrator,

grau de polimerização da molécula, e interação com outros constituintes presentes na matriz.

Além disso, a eficiência do processo de extração é influenciada por outras variáveis, como:

tempo, temperatura de extração e concentração do solvente extrator, entre outras.

Neste contexto, surgem os subprodutos agroindustriais, que por apresentarem

quantidade relevante de compostos fenólicos, após o processamento, podem ser vistos como


fontes interessantes de antioxidantes naturais, como relatado por Moure et al. (2001),

Lapornik et al. (2005), Caetano et al. (2009), Nascimento, Araújo e Melo (2010), Babbar et al.

(2011), dentre outros.

Aproveitamento de subprodutos industriais como fontes antioxidantes

A exploração de subprodutos orgânicos (farelos, cascas, bagaços e sementes de frutas)

provenientes de vários setores da agricultura e da agroindústria vem crescendo à medida que

estes são gerados, consequentemente, criando soluções para problemas ambientais devido à

utilização deste lixo orgânico, embora grande parte já seja reaproveitada como ração animal.

Todavia, em muitos casos, os subprodutos são considerados custo operacional para as

empresas, dessa forma grande quantidade é descartado de maneira indevida (LOUSADA JR

et al., 2005; MELO et al, 2011).

Scherer, Rybka e Godoy (2008) apontam que as cascas e sementes são de extrema

importância para as funções fisiológicas, devido a sua composição de substâncias como os

compostos antioxidantes, fenólicos, vitamina C e carotenoides que podem ser encontrados em

maior concentração nestas partes dos vegetais. Além disto Wolfe, Wu e Liu (2003) e Moon e

Shibamoto (2009) afirmam que muitos destes compostos apresentam propriedades biológicas,

antimicrobiana, antialergênicas, antiaterogênicas, anti-inflamatórias, antitrombóticas, que os

tornam possíveis agentes cardioprotetores.

Diversos pesquisadores estudaram os subprodutos (cascas) de arroz, amêndoas, trigo e

pistache. Eles afirmaram que estes são fontes significativas de antioxidantes, corroborados

pela presença de compostos fenólicos (BRYNGELSSON et al., 2002; GOLI; BARZEGA;

SAHARI, 2005; RAMARARHNAM, 1995; TAKEOKA; DAO, 2002; WATANABE;

OHSHITA; TSUHIDA, 1997). Outros subprodutos gerados pela indústria alimentícia e no

uso doméstico, como cascas, fibras de frutas e vegetais, são importantes fontes de

antioxidantes naturais.

Peschel et al. (2006), estudando cascas de maçã e pêssego, verificaram que na pele

destas frutas os teores de compostos fenólicos foram duas vezes superiores àqueles

observados na polpa, demonstrando que uma riqueza em compostos bioativos estão sendo

desprezados pela sociedade e indústria.


Yu et al. (2005) estudaram o tegumento do amendoim e constataram uma fonte rica de

nutracêuticos e compostos bioativos, tais como os compostos fenólicos.

Diversos potenciais de antioxidantes naturais provenientes de subprodutos foram

testados como fontes de baixo custo, como: bagaço de oliva (ALIAKBARIAN; CASAZZA;

PEREGO, 2011; SHEABAR; NEEMAN, 1988), bagaço e casca de maçã (DIÑEIRO

GARCÍA; VALLES; LOBO, 2009; MAHAWAR; SINGH; JALGAONKAR, 2012; REIS;

RAY; ABU-GHANNAM, 2012), sementes e bagaço de uva (DENG; PENNER; ZHAO,

2011; TORRES; BOBET, 2001; YILMAZ; OZVURAL; VURAL, 2011), sementes e cascas

de frutas cítricas (BOCCO et al., 1998; GIL et al., 2002; GORINSTEIN et al., 2001),

sementes e pele de tomate (GEORGE et al., 2004; TOOR; SAVAGE, 2005), subproduto da

produção de polpa de cenoura (CHEN; TANG, 1998), entre outros.

Sementes e nozes podem ser consideradas fontes de compostos antioxidantes, como

demonstrado em estudos prévios para a canola (KRYGIER; SOSULSKI; HPGGE, 1982;

WANASUNDARA; AMAROWICZ; SHAHIDI, 1994), o gergelim (SHAHIDI et al., 2006), a

linhaça (OOMAH; KENASCHUK; MAZZA, 1995), a semente de girassol (KUBICKA;

JEDRYCHOWSKI; AMAROWICZ, 1999), pecãs, amêndoas, avelãs e macadâmias (YANG,

2009; YANG; LIU; HALIM, 2009), entre outras.

Moure et al. (2001) afirmam que além da aplicação como ingrediente funcional em

alimentos e nutracêuticos, os subprodutos ricos em antioxidantes podem ser usados para

aumentar a durabilidade de alimentos, prevenindo a peroxidação lipídica e protegendo contra

o dano oxidativo, como exemplo o aumento da estabilidade de óleos vegetais frente às reações

de oxidação, como já citados ao longo do estado da arte.

Tegumento da castanha de cajú (Anacardium occidentale)

Donkoh et al. (2012), com o objetivo de incorporar o tegumento (TCC) na dieta de

suínos, em substituição ao milho e ao farelo de trigo, determinou a sua composição mineral e

constatou que o TCC continha mais proteínas, fibras, cálcio e magnésio, composição do

extrato de etéreo, fósforo, e potássio, que em outras fontes para alimentação animal.

A composição do tegumento foi estudada por diversos autores, como: Ashidate et al.

(2005), Calderon-Montano et al. (2011), Ivanova et al. (2005), Kwon et al. (2010), Laughton

et al. (1991), Quettier-Deleu et al. (2000), Sadik, Sies e Schewe (2003) e Wojdylo,


Oszmianski e Czemerys (2007), que identificaram variados constituintes químicos no TCC,

destacando-se os pertencentes as seguintes classes: terpenos, flavonóides, terpenóides

(presentes em óleos essenciais), catequinas, epicatequinas, taninos e esteróis. Os compostos

fenólicos estão relacionados, por vários autores, como os principais responsáveis pela

atividade farmacológica do TCC.

No tegumento foram selecionados para estudo as diversas fontes fenólicas, das quais

foram isoladas a (+)-catequina e (-)-epicatequinas (SANKARA SUBRAMANIAN; JOSEPH;

NAIR, 1969). Além disto, suas atividades farmacológicas têm sido testadas e uma das classes

de compostos bioativos que tem despertado maior interesse são os lipídios fenólicos,

sobretudo por suas propriedades antioxidantes (KUBO et al., 2006; KAMATH; RAJINI,

2007).

Em um outro estudo, Shahidi, Alasalvar e Liyana-Pathirana (2007b) analisaram os

rendimentos do teor de compostos fenólicos solúveis e conjugados nos extratos etanólicos do

tegumento bruto, quando submetidos à baixas e altas temperaturas. Os maiores rendimentos

dos extratos fenólicos foram de 44,2 ± 1,4 g/100 g de farinha desengordurada e seu teor de

fenólicos totais foi de 347,99 ± 6,88 g/g de farinha desengordurada, no qual o TCC foi

submetido a temperatura de 130 ° C durante 33 min.

Estes resultados são semelhantes ao estudo feito no tegumento de avelã e derivados

por Shahidi, Alasalvar e Liyana-Pathirana (2007a) e Yu et al. (2006), onde a torrefação (175

° C/5 min) aumentou os compostos fenólicos totais do tegumento do amendoim em 40% em

relação ao tegumento bruto. Os autores concluiram que o tratamento térmico aumenta a

concentração de compostos fenólicos no tegumento e que seus resultados estão de acordo com

estudos semelhantes realizados utilizando amendoim e avelãs (LOCATELLI et al., 2010; YU

et al., 2006).

Aguilar et al. (2012) estudaram o uso dos extratos das folhas e do tegumento da

castanha de cajú em diversos solventes e observaram uma elevada atividade antifúngica, que

também foi estudada por Konan et al. (2007), John e Shahidi (2010) e Aguilar et al. (2012).

Os níveis de α- e γ-tocoferóis no TCC também foram avaliados e estes variaram de

10,1 e 10,6 mg / kg de MS, respectivamente. Tocoferóis são referidos por constituirem uma

parte essencial das membranas biológicas, apresentando um papel protetor contra a


peroxidação lipídica da membrana, lipoproteínas e gorduras (TROX et al., 2011 ). No TCC

também foi encontrada a tiamina (3,0 mg / kg de MS).

Atualmente, a função e aplicação mais estudada do TCC é a sua atividade

antioxidante. Autores como Shahidi e Chandrasekara (2011 b) avaliaram a atividade

antioxidante do extrato fenólico do tegumento através de diversas metodologias, variando a

temperatura de secagem. Nesses estudos, concluiram que os extratos tinham um elevado

potencial antioxidante, sendo este comparado com um antioxidante sintético (BHA).

Chaves et al. (2008) investigaram o potencial dos extratos etanólicos do tegumento da

castanha para sequestrar o radical DPPH. Os resultados obtidos, expressos por meio da

porcentagem de atividade antioxidante, foram analisados nas concentrações de 25 a 250

µg/mL, no qual o tegumento teve variações de 12-40% de inibição.

Kamath e Rajini (2007) avaliaram a atividade antioxidante do tegumento da castanha

de cajú por diferentes métodos para análise de antioxidantes. Para o método do ABTS, a

atividade antioxidante foi medida através da descoloração das amostras com a concentração

do radical ABTS +, comparando o extrato do tegumento e um antioxidante sintético, BHA

(2,3-terc-butil- 4-metil-metoxifenol). Seu potencial foi também medido pelos métodos:

sequestro do peróxido de hidrogênio (H2O2), sequestro do radical hidroxil-deoxirribose, LDL

e FRAP. A partir dos dados obtidos nos diferentes ensaios, ficou evidente que a ordem de

eficácia do TCC é: ABTS > superóxido > desoxirribose > LDL > FRAP. Eles Concluiram que

o extrato do tegumento é um antioxidante mais potente que o redutor férrico.

Rodrigues Filho (2010) estudou a ação de antioxidantes naturais, cardanol e eugenol

hidrogenados, extraídos da castanha de cajú e do cravo da índia. Nos estudos, eles foram

adicionados ao biodiesel de algodão frente a ensaios de estabilidade oxidativa, comparando os

resultados com o antioxidante sintético BHT. O estudo mostrou a seguinte ordem de atividade

inibitória: eugenol hidrogenado > cardanol hidrogenado > BHT, mostrando resultados

satisfatórios quanto à atividade inibitória dos processos oxidativos dos antioxidantes naturais.

Através de estudos já relatados, observou-se que o tegumento possui uma elevada

quantidade de compostos funcionais, mas sua composição ainda não pode ser descrita em sua

totalidade, pois alguns de seus constituintes naturais ainda não foram quimicamente estudados

e grande quantidade de compostos, já isolados e com estrutura química determinada, ainda


não têm a atividade biológica ou funcionalidade determinada, seja quanto às suas

potencialidades de uso de cunho terapêutico ou industrial.


Capítulo 4

Metodologia


Tese

Te

se

1 Etapa 1 Etapa TCC TCC

Abordagem fitoquímica Abordagem fitoquímica

Isolamento e caracterização

de classe de compostos

Isolamento e caracterização

de classe de compostos



Compostos lipofílicos

Compostos lipofílicos

Compostos nitrogenados Compostos

nitrogenados

Alcalóides Alcalóides

Sais de amônio Sais de amônio

2 Etapa 2 Etapa Óleo Bruto Óleo Bruto Testes de

refino Testes de

refino Óleo

refinado Óleo

refinado

Oxidação acelerada

(OA)

Oxidação acelerada

(OA)

Influência dos antioxidantes no processo e

OA

Influência dos antioxidantes no processo e

OA

Antioxidantes do TCC

Antioxidantes do TCC

BHA BHA

4. METODOLOGIA

Neste capítulo, serão descritos os materiais, os reagentes e as metodologias utilizadas

para o isolamento, caracterização e análise dos compostos obtidos, bem como as técnicas

desenvolvidas para a realização desta tese.

Esta metodologia foi dividida em duas etapas: a primeira foi a classificação e o

isolamento das classes de compostos existentes no Tegumento da Castanha do Caju (TCC);

na segunda etapa óleos vegetais brutos foram refinados e avaliada sua estabilidade oxidativa

no processo de oxidação acelerada com e sem a adição de antioxidantes extraídos do TCC

(fenólicos), conforme o fluxograma 4.1.

FLUXOGRAMA 4.1 – Esquema de trabalho.

Fonte: Autora.

4.1. Materiais

O tegumento de A.occidentale foi coletado em janeiro/fevereiro de 2012, na Unidade

de Beneficiamento de Castanha de Cajú, no município de Macaíba, que está localizado na

mesorregião leste do estado do Rio Grande do Norte e a 14 km de sua capital Natal,

compondo sua região metropolitana. A sede do município possui coordenadas 05°51’28” de

latitude sul e 35°21’14” de longitude oeste, conforme a Figura 4.1.


FIGURA 4.1 – Divisão geográfica da produção de castanha de caju no Rio Grande do Norte.

Fonte IBGE, 2015.

Os óleos de canola e girassol brutos foram cedidos e pré-caracterizados pela Triângulo

Alimentos S/A.

4.2.Produção da farinha do Tegumento da Castanha de Cajú (TCC)

As cascas da castanha e tegumentos foram selecionadas, isolando resquícios de

castanha e algum outro material vegetal que não sejam os utilizados neste trabalho. Feito isso,

o material selecionado foi pesado e levado para a próxima etapa.

Os subprodutos do beneficiamento foram secos em estufa a 50°C por 72h. A cada 24

horas de tempo de secagem em estufa as amostras eram retiradas e moídas em um moinho de

facas, onde em seguida eram novamente colocadas em estufa para um novo período de

secagem, repetindo-se assim até completar 72 horas de secagem em estufa. Após o ciclo de

moagem e secagem, o material foi peneirado em peneiras da série Tyler de 20 mesh e seu

material passante foi mantido sob refrigeração.

4.3. Abordagem fitoquímica preliminar do TCC

Os extratos foram submetidos à uma investigação dos constituintes químicos por

classe metabólica. Os metabólitos testados foram: fenóis e taninos, antocianinas,

antocianidinas e flavonóides, leucoantocianidinas, catequinas e flavonas, flavonóis,

Macaíba


Extrato Hidroalcóolico do TCC(1L) Extrato Hidroalcóolico do TCC(1L)

Potencial Hidrogeniônico

Potencial Hidrogeniônico

Fenóis e Taninos Fenóis e Taninos

Antocianinas, Antocianidinas e

Flavonóides

Antocianinas, Antocianidinas e

Flavonóides

Leucoantocianidinas, Catequinas e

Flavonas

Leucoantocianidinas, Catequinas e

Flavonas

Flavonóis, Flavonas, Flavanonois e

Xantonas

Flavonóis, Flavonas, Flavanonois e

Xantonas

Catequinas Catequinas Alíquotas

concentradas à secura

Alíquotas concentradas à

secura

Ácidos fixos fortes


Extrato seco Extrato seco

Solúveis em Clorofórmio Solúveis em Clorofórmio

Esteróides e Triterpenóides

Esteróides e Triterpenóides

Insolúveis Insolúveis

Saponinas Saponinas

CHCl3 CHCl3

Teor de extrativos

Teor de extrativos

Resinas Resinas

Extrato hidrofílico Extrato hidrofílico

Solúvel em éter-

clorofórmio

Solúvel em éter-

clorofórmio

solução Éter-Clorofórmio solução Éter-Clorofórmio

Solução Aquosa Solução Aquosa


Na2SO4

HCl 0,1M

Na2SO4

HCl 0,1M

Solução aquosa Solução aquosa

Bases Quartenárias

Bases Quartenárias

HCl pH 5 HCl pH 5

NH4OH pH 11

Étrer - Clorofórmio

NH4OH pH 11

Étrer - Clorofórmio

Hidrólise

Fluxograma 4.3

Hidrólise

Fluxograma 4.3

flavononas, flavononóis e xantonas, esteróides e tripernóides, saponinas, ácidos fixos fortes,

resinas, alcalóides, bases quartenárias, quinonas, antranóis, cumarina, agliconas flavonóides,

agliconas esteróides e tripernóides e glicerina. Estes testes foram realizados de acordo com as

condições estabelecidas e metodologia descrita por Matos (2009).

4.3.1. Obtenção dos extratos do TCC

Para o início das análises foram elaborados os extratos do TCC (após a moagem), com

a finalidade de fazer o levantamento dos metabólitos secundários presentes, sendo um deles

hidrofílico (mistura binária etanol-água 70%) e o outro lipofílico (clorofórmio).

Para a obtenção dos extratos, 50g do TCC foram submetidas à extração via percolação

com 1L de etanol 70% e, após 48 horas de contato, resultou no extrato hidroalcoólico. O

mesmo foi feito em 50g de TCC e 1L de clorofórmio para a produção do extrato lipofílico,

que em seguida foi filtrado e armazenado à 4°C até sua utilização.

4.3.1.1. Caracterização do extrato hidroalcóolico do TCC

O extrato hidroalcóolico foi submetido à uma série de tratamentos com a finalidade de

identificar qualitativamente cada classe de metabólitos, utilizando a sequência descrita nos

fluxogramas 4.2 e 4.3.

FLUXOGRAMA 4.2- Marcha para a caracterização dos constituintes químicos presentes no

extrato hidroalcóolico.


Extrato hidroalcóolico do TCC

Solúveis em água e insolúveis em éter

Rejeita

Solúveis em éter

Solúveis em Éter

Solução aquosa

alcalina

Fase Orgânica

Quinonas

Antratóis

Alíquota levada a secura

Agliconas flavonóides

Fase aquosa Ácida

Rejeita

HCl conc. pH3-4

Éter

Solução etérea

Agliconas esteróides e Triterpenóides

NaOH 2%

Solúveis em Água

Solúveis em Água Solúveis em Éter


Éter

HNaCO3 2,5%

Éter

HCl 6M

Refluxo

Éter

FLUXOGRAMA 4.3 - Hidrólise ácida do extrato hidroalcóolico do TCC e seus tratamentos.

4.3.1.2.Caracterização do extrato clorofórmico do TCC


Extrato Lipofílico do TCC (1L) Extrato Lipofílico do TCC (1L)

Extrato privado das bases

Extrato privado das bases

Solúveis em Água Solúveis em Água

Solúveis em eter Solúveis em eter

Ácidos fixos fortes Ácidos fixos fortes

Solúveis em água Solúveis em água

Rejeita Rejeita

Hcl

Éter

H2O

Hcl

Éter

H2O

Solução orgânica Solução orgânica

Solúvel em água Solúvel em água


Rejeita Rejeita

Solúveis em éter Solúveis em éter

quinonas quinonas

Fénois e Taninos Fénois e Taninos

Antocianinas, antocianidinas e

flavonóides


flavonóides

Leucotocianinnas, catequinas e

flavonas

Leucotocianinnas, catequinas e

flavonas

Flavonóis, flavononas,

flavononois e xantonas

Flavonóis, flavononas,

flavononois e xantonas

Antanóis Antanóis

Cumarina Cumarina

Hcl conc pH2-5

Éter

Hcl conc pH2-5

Éter

Solução orgânica Solução orgânica

Hidrólise alcalina Hidrólise alcalina

NaOH 2%

H2O

NaOH 2%

H2O

NaHCO3 2%

H2O

NaHCO3 2%

H2O

Solúveis em Água Solúveis em Água

Solúvel em Água Solúvel em Água Solução etérea Solução etérea


Neutraliza para teste de bases

quartenárias

Neutraliza para teste de bases

quartenárias

Solução etérea Solução etérea

Rejeita Rejeita

HCl 1N HCl 1N

NH4OH

Éter-clorofórmio

NH4OH

Éter-clorofórmio

HCl 0,1N

H2O

HCl 0,1N

H2O

O extrato lipofílico obtido por percolação em clorofórmio foi submetido a diversos

tratamentos com a finalidade de extrair e identificar qualitativamente metabólitos

existentes na amostra. Assim, o extrato foi tratado conforme os fluxogramas 4.4 e 4.5.

FLUXOGRAMA 4.4 – Marcha para a caracterização dos constituintes químicos

presentes no extrato lipofílico do TCC.


Extrato clorofórmico do TCC (100mL)

Extrato clorofórmico do TCC (100mL)

Extrato Saponificado Extrato Saponificado

Solúvel em éter Solúvel em éter

Esteróides e triterpenóides

Esteróides e triterpenóides

CHCl3 CHCl3


Solúvel em éter Solúvel em éter

Ácidos fixos fortes Ácidos fixos fortes

Fénois e taninos Fénois e taninos


flavonóides


flavonóides

Leucotocianinnas, catequinas e flavonas

Leucotocianinnas, catequinas e flavonas

Flavonóis, flavononas, flavononois e

xantonas

Flavonóis, flavononas, flavononois e

xantonas

Solível em água Solível em água

Glicerina Glicerina

Etanol Etanol

HCl pH 2-3

Éter

HCl pH 2-3

Éter

H2O

Éter

H2O

Éter

CH3OH

NaOH 70%

CH3OH

NaOH 70%

FLUXOGRAMA 4.5: Hidrólise alcalina do extrato clorof´rmico do TCC e seus tratamentos.

4.4. Testes fitoquímicos


Os extratos foram submetidos a diversos tratamentos e em cada etapa destes

tratamentos há a extração de metabólitos existentes no TCC, que foram confirmados por

testes qualitativos ou reservados para testes posteriores.

4.4.1. Abordagem fitoquímica para o extrato hidroalcóolico do TCC

4.4.1.1. Determinação do rendimento dos extratos

Em um Becker tarado foi adicionado 10 mL do extrato e levado a banho-maria até a

secura. Em seguida o recipiente foi colocado em um dessecador por 24 h e pesado.

Os teores percentuais dos extratos foram calculados com a diferença do material

pesado e o peso da planta seca.

4.4.1.2. Teste para fenóis e taninos

O teste para detectar a presença de fenóis e taninos no TCC foi realizado com 3 mL do

extrato em um tubo de ensaio, no qual adicionou-se uma solução alcoólica de FeCl3 e agitou-

se. Ao final da reação foi realizada a comparação dessa solução com um teste em branco, isto

é, usando apenas água e cloreto férrico.

A coloração variável entre azul e vermelho indica a presença de fenóis. Já a presença

de precipitado escuro de tonalidade azul indica a presença de taninos hidrolisáveis, e

precipitado verde, a presença de taninos condensados ou catequínicos.

4.4.1.3. Testes para antocianinas, antocianidinas e flavonóides

Para a detecção desses constituintes utilizou-se três tubos de ensaio, cada um com 3

mL do extrato, e acrescentou-se diferentes soluções: HCl diluído 1M (pH=3), NH4OH

(pH=9) e NH4OH (pH=11).

O aparecimento das cores de acordo com a tabela 4.1 indica a presença de vários

constituintes.

TABELA 4.1 - Representação das cores características, em determinado pH, para a

identificação das constituintes antocianinas, antocianidinas e flavonóides.


Constituintes Cor em meio

Ácido (pH 3) Alcalino (pH 8,5) Alcalino (pH 11)

Antocianinas e

Antocianidinas Vermelha Lilás Azul-púrpura

Flavonas, Flavonóis

e Xantonas - - Amarela

Chalconas e

Auronas

Vermelha - Vermelho Púrpura

Flavanonóis - - Vermelho laranja

4.4.1.4. Teste para leucoantocianidinas, catequinas e flavononas

Para a identificação desses metabólitos secundários foram adicionados 2 mL do

extrato em dois tubos de ensaio, nos quais o primeiro foi acidificado com HCl (pH=2), já o

segundo foi alcalinizado com NH4OH (pH 11).

A modificação na cor, comparando com os tubos correspondentes usados no teste do

item 4.4.1.2, indica a presença dos constituintes como especificados na tabela 4.2.

TABELA 4.2 - Representação das cores características, em determinado pH, para a

identificação dos constituintes leucoantocianidinas, catequinas e flavononas.

Constituintes Cor em meio

Ácido Alcalino

Leucoantocianidinas Vermelho -

Catequinas Amarelo -

Flavonas - Vermelho laranja

4.4.1.5. Testes para flavonóis, flavanonas, flavanonóis e xantonas

Para possível detecção dos constituintes propostos foi adicionado uma pequena fita de

Magnésio e 0,5 mL de HCl conc. em um tubo contendo 2 mL do extrato. Após o término da

reação, indicada pelo fim da efervescência, o recipiente foi comparado com o teste acidulado

anterior.

O aparecimento ou intensificação de cor vermelha é indicativo da presença de

flavanonas, flavonóis, flavanonóis e/ou xantonas, livres ou seus heterosídios.

4.4.1.6. Teste de confirmação de catequinas


Um palito de fósforo comum foi umedecido em uma de suas faces com o extrato a ser

testado e deixado em repouso para a evaporação do solvente. Em seguida o palito foi

reumedecido com HCl conc. e levado à uma chama de álcool por 2-3min. Foi observado a

variação da coloração do palito.

O surgimento de uma coloração vermelha ou pardo-avermelhada confirma a presença

de catequinas.

4.4.1.7. Testes para esteróides e triterpenóides

Foram adicionados 4 mL de clorofórmio no Becker que continha o subproduto seco do

extrato e agitado suavemente até a completa dissolução. A solução foi filtrada em um funil

com sulfato de sódio anidro e em seguida acrescentou-se 1 mL de anidrido acético e três gotas

de H2SO4 concentrado.

O aparecimento da coloração azul seguida de verde permanente indica a presença de

esteróides livres. Já a coloração vermelha indica triterpenóides pentacíclicos livres.

4.4.1.8.Testes para saponinas

Para este teste colocou-se o subproduto insolúvel em clorofórmio, separado nas etapas

anteriores, para ser redissolvido em água destilada e, em seguida, submeteu-se a intensa

agitação, em vortex.

A formação de espuma persistente e abundante indica a presença de saponinas.

Teste confirmatório para saponinas

Para confirmar a presença de saponinas no extrato, adicionou-se 2 mL de HCl

concentrado no tubo preparado no teste anterior e colocou-se em banho-maria por

aproximadamente uma hora. Após ser resfriado a temperatura ambiente, foi adicionado

hidróxido de amônio até neutralizar a solução.

A presença de precipitado e não formação de espuma confirma a presença de

saponinas.

4.4.1.9.Teste para ácidos fixos fortes


Ao subproduto seco do extrato hidroalcólico foi adicionado 0,5mL de etanol e 1 mL

de NH4OH concentrado em um becker. O material foi aquecido, filtrado e mantido em banho-

maria até a secura. O extrato seco foi levado a estufa a 100-105°C por 10 min para assegurar

a evaporação da amônia. Em seguida, foi redissolvido em água, filtrado e dividido em dois

tubos. Em um dos tubos foi adicionado 1 mL de NaOH 1M e rapidamente fechado com uma

tira de papel umedecida com o reagente de Nesler e o outro foi usado como comparativo. O

aparecimento da coloração marrom no papel com NaOH indica a presença de ácidos fixos

fortes.

4.4.1.10. Teste para resinas

Para identificar se as resinas são constituintes presentes no extrato, foi utilizado o

subproduto sólido resultante da concentração do extrato, que foi redissolvido na menor

quantidade possível de etanol, filtrado e diluído com água destilada até triplicar o volume.

A presença de um precipitado floculoso indica a presença de resinas.

4.4.1.11. Teste para alcalóides

Para esse teste uma quantidade do extrato foi basificada com NH4OH até pH11 e as

bases orgânicas extraídas com três lavagens com éter-clorofórmio (3:1) em funil de separação.

Para retirar possíveis bases quaternárias presentes, a parte aquosa da solução foi separada e a

solução éter-clorofórmio foi dividida e tratada com HCl diluído (0,1 M). A solução aquosa

ácida foi então colocada em três tubos de ensaio, cada tubo recebeu a adição de três gotas de

um dos reagentes de precipitação de alcalóides: Hager, Mayer e Dragendorff.

A formação de precipitado floculoso em pelo menos dois dos tubos é indicativo da

presença de alcalóides.

4.4.1.12. Teste para bases quartenárias

A solução aquosa separada do item anterior 4.4.1.11 foi acidulada, filtrada e dividida

em três tubos de ensaio e adicionadas de três gotas dos reagentes de Hager, Mayer e

Dragendorff em diferentes tubos.

A formação de precipitado floculoso é indicativo da presença de bases quartenárias.

4.4.1.13. Hidrólise ácida para o extrato hidroalcóolico


O subproduto aquoso reservado no item 4.4.1.11 foi reunido com a solução do teste

4.4.1.9 e acrescentado HCl conc. até ser obtido uma solução 6M. A mistura foi aquecida em

refluxo por aproximadamente 4h. Após resfriamento, esta foi lavada em funil de separação

com três porções de éter etílico e as soluções etéreas foram reunidas e reservadas para testes

futuros.

4.4.1.14. Teste para ácidos fixos fortes em extratos hidrolisados

A extração dos ácidos fortes foi feita a partir da solução etérea reservada no item

4.4.1.11, que foi extraída com NaHCO3 2,5%, três lavagens sucessivas de 12-24 h de contato

em cada lavagem. As soluções etéreas foram reservadas, a solução alcalina foi acidulada e os

ácidos foram reextraidos com três lavagens sucessivas com éter, mantendo o contato de cada

lavagem por 1h em média. A solução ácida foi descartada e a etérea foi testada com o

reagente de Nesler, conforme o item 4.4.1.9.

4.4.1.15. Preparo do extrato para os testes: quinonas, antranóis e agliconas flavonóides

A extração foi realizada a partir da solução etérea reservada no item 4.3.1.14, que foi

lavada com NaOH 2% em três etapas. A solução etérea resultante foi reservada por conter

constituintes neutros, as soluções aquosas foram reunidas e aciduladas com HCl conc. até pH

3-4 e os ácidos fracos e fenóis extraídos após três lavagens sucessivas com éter.

Teste para quinonas

Em um tubo de ensaio contendo 5 mL da solução etérea resultante do item 4.4.1.15,

foram adicionados 2 mL de NH4OH 6M e levado para agitação em vortex até a formação de

uma mistura binária.

O aparecimento de uma coloração vermelha na fase aquosa alcalina indica a presença

de quinonas, em especial as antroquinonas hidroxiladas.

Teste para antranóis

Caso o teste anterior para quinonas tenha sido negativo, é adicionado ao mesmo tubo 1

mL de H2O2, agita-se e espera-se a formação de duas fases.

A formação de uma cor vermelha intensa na fase aquosa indica a presença de antranóis

ou heterosídios.


Teste para agliconas

O extrato etéreo do item 4.4.1.15 foi levado a secura em banho-maria e redissolvido

com 15 mL de etanol. Esta solução foi dividida em sete tubos de ensaio e aplicados os testes

dos itens 4.4.1.3 a 4.4.1.6.

Resultados positivos evidenciam a presença de agliconas flavonoides e seus

heterosídios.

4.4.2. Abordagem fitoquímica para o extrato clorofórmico do TCC

4.4.2.1. Determinação dos extrativos (esta determinação foi feita seguindo a

metodologia apresentada no item 4.4.1.1)

4.4.2.2. Separação de bases orgânicas

Uma porção do extrato foi colocada em um funil de separação e adicionado HCl 0,1N

em três porções sucessivas, seguida de lavagem final com água destilada. As frações

orgânicas foram reunidas e reservadas, já as frações aquosas foram alcalinizadas com NH4OH

e as bases orgânicas extraídas após as três lavagens com éter-clorofórmio (3+1). As soluções

aquosas foram reservadas e as etéreas filtradas e divididas em duas porções. Em uma das

porções anteriormente dividida foram adicionados HCl 1N em três lavagens para a separação

da fase aquosa ácida.

4.4.2.3. Teste para presença de alcalóides

Uma alíquota da solução aquosa resultante do item 4.4.2.2 foi dividida em três tubos

de ensaio e adicionados três gotas de um dos reagentes de precipitação de alcalóides: Hager,

Mayer e Dragendorff.

A formação de precipitado floculoso é indicativo da presença de alcalóides.

4.4.2.4. Teste para bases quartenárias

A fase aquosa reservada no item 4.4.2.2 foi acidulada com ácido acético até pH 4-5 e

adicionado 0,5mL do reagente de Hager.

A formação de precipitado indica a presença de bases quartenárias ou alcalóides

anfóteros.


4.4.2.5. Separação de ácidos fortes

O extrato etéreo obtido no item 4.4.2.2 foi tratado em um funil de separação com

NaHCO3 2%. Após três lavagens sucessivas, foi feita uma lavagem final com água destilada.

As soluções orgânicas foram reunidas e reservadas, já as soluções aquosas prosseguiram para

tratamento. Nestas foram adicionadas HCl concentrado até atingir pH 1 e a extração dos

ácidos livres foi feita com éter etílico e reservada.

4.4.2.6. Teste para ácidos fixos fortes

Uma parte da fração etérea resultante do item 4.4.2.5 foi concentrada até a secura e

submetida ao mesmo teste descrito no item 4.4.1.9.

4.4.2.7. Separação dos ácidos fixos fracos e fenóis

Uma alíquota do extrato orgânico privada das bases, reservado no item 4.4.2.2, foi

colocado em um funil de separação e os ácidos fracos e fenóis foram extraídos por lavagens

sucessivas de NaOH 2%, cujas fases orgânicas foram reunidas e reservadas para testes

posteriores e as fases aquosas acidificadas com HCl concentrado até pH 2-3 e extraída com

éter etílico. A fase etérea foi reservada para testes posteriores.

4.4.2.8.Teste para constituintes fenólicos em meio alcoólico

A fase orgânica reservada no item anterior foi dividida e uma parte concentrada em

banho-maria até a secura e redissolvida em etanol. Em seguida, foram aplicados os testes

conforme os itens 4.4.1.3 a 4.4.1.6.

4.4.2.9.Teste para constituintes fenólicos em meio aquoso

A solução etérea obtida no item 4.4.2.8 foi aplicada nos testes descritos nos itens

4.4.1.9 e 4.4.1.10.

4.4.2.10. Teste para constituintes neutros


A solução orgânica reservada no item 4.4.2.5 foi tratada com Na2SO4, filtrada e

dividida em duas porções, as quais foram direcionadas para a hidrólise alcalina e a separação

de ácidos existentes.

4.4.2.11. Hidrólise alcalina

Uma das porções do teste anterior (4.4.2.10) foi concentrada, pesada e dissolvida em

10 mL de metanol e NaOH 70% em quantidades equivalentes (mL/g). A mistura foi aquecida

sob constante agitação de modo que a saponificação fosse completa.

4.4.2.12. Separação da fração insaponificável

Ao extrato saponificado resultante do item 4.4.2.11 foram adicionados 100 mL de

água destilada e levado a aquecimento sob agitação até sua completa homogeneização. Em

um funil de separação, foi acrescentado o material homogeneizado e éter; observou-se a

formação de duas fases, que foram separadas. O processo se repetiu por mais duas vezes

sucessivas. As frações aquosas reunidas foram reservadas e a solução etérea foi lavada com

água e seca com Na2SO4. O material foi concentrado e dividido em três porções.

4.4.2.13. Teste para esteróides e triterpenóides após a hidrólise alcalina

O subproduto insaponificável resultante da hidrólise foi redissolvido em clorofórmio e

o teste foi realizado de acordo com o descrito no item 4.4.1.8.

4.4.2.14. Separação de ácidos do extrato saponificado

A solução aquosa do item 4.4.2.10 foi acidulada até pH 2-3. Após o resfriamento da

solução, foi adicionado éter etílico. A solução aquosa foi concentrada e reservada para estudos

posteriores, já a etérea foi lavada com água e tratada com Na2SO4, filtrada e dividida em

quatro porções, estas frações foram concentradas em banho-maria.

4.4.2.15. Teste para fenóis

Uma fração da solução etérea do item 4.4.2.12 foi dissolvida com 3 mL de etanol

70%, filtrada e dividida em tubos de ensaio. Em seguida, foram aplicados os testes conforme

aos itens 4.4.1.3 a 4.4.1.6.

4.4.2.16. Teste para ácidos fixos fortes


Outra fração resultante da solução etérea do item 4.4.2.12 foi dissolvida com 0,5mL de

etanol, acrescentado 1 mL de NH4OH concentrado e o teste foi prosseguido de acordo com o

item 4.4.1.10.

4.4.3. Rendimento e classificação dos componentes químicos finais da abordagem

fitoquímica

As frações com melhor rendimento foram submetidas a vários testes de classe de

constituintes anteriormente citados e verificados quanto ao seu isolamento em Cromatografia

em Camada Delgada (CCD). Foram utilizados diversos sistemas de eluentes e reveladores.

Para este procedimento foram utilizadas como fase estacionária placas elaboradas com

sílica gel 60G, adquirida da Vetec, e diversos eluentes como fase móvel, variando o tipo e a

proporção conforme o comportamento da fração analisada, sendo eles: acetato de etila, água,

ciclohexano, clorofórmio, diclorometano, dietilenolamina, hexano, hidróxido de amônio,

metanol, TBA (n-Butanol- Ác. Acético-Água), tolueno.

Para revelar as classes dos compostos foram utilizados reveladores universais, como

vapores de iodo e H2SO4-CH3OH (1:1), e reveladores específicos como: anisaldeído sulfúrico,

cloreto férrico 3%, Dragendorff nitrogenado, Dragendorff modificado, ninhidrina e outros.

4.5. Separação dos constituintes do TCC

Após determinação do perfil fitoquímico, verificou-se a presença de três grandes

grupos de metabolitos: compostos fenólicos, compostos lipofílicos e os compostos

nitrogenados. Estes grupos foram estudados separadamente, procurando-se o melhor método

de isolamento e caracterização dos constituintes existentes.

4.5.1. Compostos fenólicos

4.5.1.1.Extração específica para compostos fenólicos

O processo de extração se deu de acordo com as metodologias adaptadas de Simões

(2007). O autor mostra dois processos de extração: Metanol: H2O e Acetona: H2O. A extração

Acetona: H2O tem um maior rendimento na extração em relação a Metanol: H2O, mas contém

uma estabilidade inferior. Já a solução Metanol: H2O obtém um produto mais selecionado,

facilitando, assim, os métodos qualitativos, enquanto para uma extração quantitativa se utiliza

Acetona: H2O.


Extração com Acetona 50%

A extração se deu por percolação, onde 25g do tegumento foram transferidos para um

erlenmeyer, e adicionados 500 mL de acetona 50% em água. Deixou-se em repouso durante

48 horas e, após vigorosa homogeneização em ultrassom por 15 min, o material foi filtrado

usando papel de filtro qualitativo.

Extração com metanol 70%

Em um erlenmeyer com 500 mL de MeOH 70% foi adicionado 25g do tegumento e

deixado em repouso por 48 h, e em seguida levou-se para ultrassom por 15 min. Observou-se

a formação de uma névoa entre a parte solúvel em solução metanólica e o precipitado, então

se optou por uma nova extração.

4.5.1.2.Análises para caracterização dos extratos

As amostras resultantes foram concentradas em banho-maria e testadas

qualitativamente para a presença de fenóis, taninos, antocianinas, antocianidinas, flavonóides,

leucotocianidinas, catequinas, flavonas, flavonóis, flavononóis e xantonas, de acordo com

Matos (2009).

4.5.2. Compostos lipofílicos

4.5.2.1.Extração especifica para compostos lipofílicos (Esteróides e triterpenóides)

Uma amostra com 50g do tegumento foi colocada em contato com 500 mL de

clorofórmio em um recipiente fechado por 24 h. Após este período, o extrato foi filtrado e

concentrado à vácuo em rotaevaporador até a completa eliminação do solvente.

4.5.2.2.Separação e purificação dos compostos lipofílicos (Esteróides e triterpenóides)

No processo de separação e purificação dos componentes de extratos e frações foram

utilizadas colunas cromatográficas. O extrato concentrado foi submetido a uma coluna de

vidro tendo como fase estacionária sílica gel (0,2 – 0,5mm) da Merck, sua eluição se deu por

diversos solventes, no qual a polaridade era aumentada gradativamente a depender dos

resultados observados em CCD.

4.5.2.3. Testes de Liebermann - Burchard e Salkowski


A amostra seca foi diluída no solvente originário a um volume de 2 mL e em seguida

dividida em duas porções. Em cada um dos tubos realizaram-se as reações de Liebermann-

Burchard e Salkowski.

Liebermann - Burchard: 1 mL de CHCl3, 1 mL de anidrido acético e 3 gotas de

H2SO4conc. (MATOS, 2009).

- Coloração azul evanescente seguido de verde permanente é indicativa de esteroides livres.

- Coloração parda até vermelha indica triterpenóides pentacíclicos livres.

Salkowski: 1 mL de H2SO4 conc.

- Coloração amarela a roxo-sangue indica a presença de núcleo esteroidal.

- Coloração azul a verde indica a presença de triterpenos.

4.5.2.4. Extração do LCC

O LCC é composto por doze compostos diferentes, dependendo da forma como é

obtido industrialmente. Na literatura existem diversas formas e solventes usados para extração

do LCC, optou-se por dois métodos: extração a frio e a quente por soxhlet, usando etanol e

hexano.

As amostras da casca de castanha de cajú (CCC) (Figura 4.2) foram moídas em

moinho de facas em três bateladas.

FIGURA 4.2 - Casca da castanha in natura e após a moagem.

Fonte: Autora.

Extração do LCC à frio


Uma amostra de 106,04g de casca da castanha de cajú moída foi adicionada em um

recipiente com 1L da mistura de n-hexano: EtOH (1:1), mantido a Tamb por 7 dias com

agitação frequente. Em seguida o extrato foi filtrado e concentrado em rotaevaporador, a

matéria sólida resultante foi novamente colocada em contato com um novo solvente EtOH

70% (500 mL) e deixada por mais 7 dias, filtrada e concentrada em rotaevaporador.

Extração do LCC à quente com sohxlet

Uma amostra de 105,03g de casca da castanha de cajú moída foi adicionada em uma

cápsula de papel de filtro com algodão e n-hexano em soxhlet (Figura 4.3 (a)), mantidos sob

temperatura constante por 24 h. Em seguida o extrato foi filtrado e concentrado em

rotaevaporador (Figura 4.3 (b)). A matéria sólida resultante, de peso 80,17g, foi novamente

colocada em contato com um novo solvente EtOH em soxhlet e deixada por mais 24 h,

filtrada e concentrada em rotaevaporador.

FIGURA 4.3 – Sohxlet (a) e Rotoevaporador (b).

Fonte: Silva, 2012.

As substâncias puras e distintas ao LCC foram recromatografadas em uma micro-

coluna tipo flash com sílica gel e as frações purificadas resultantes das microcolunas e da

coluna principal observadas pelos testes citados anteriormente, foram levadas para análises

em IV.


4.5.3. Compostos nitrogenados

4.5.3.1.Isolamento específico para alcalóides

Existem vários métodos de isolamento de alcalóides, sendo que o mais utilizado é

aquele que utiliza ácidos minerais, por apresentarem caráter básico. Na presença de ácido,

estes são convertidos em sais, facilitando o seu processo de extração e isolamento

(Fluxograma 4.6). Para o uso do método de extração de alcalóides em meio alcalino, é

necessário um desengorduramento prévio do material vegetal com solventes apolares, com a

finalidade de retirar substancias que possam interferir nas extrações através da formação de

emulsões. O fluxograma 4.6 mostra um tratamento da torta desengordurada com hidróxido de

amônio e ácido clorídrico, resultando em três frações finais (SIMÕES, 2007; COSTA 2000;

SILVA, 2007).


Torta desengordurada (37 gramas) Torta desengordurada (37 gramas)

Extrato hidroalcoólico Extrato hidroalcoólico

Fase Orgânica Fase Orgânica

Fase Orgânica Fase Orgânica

Cromatografia em coluna (Coluna 2) Cromatografia em coluna (Coluna 2)

Fase aquosa (Alcalóides) Fase aquosa (Alcalóides)

Fase orgânica (Ac. Etila) Fase orgânica (Ac. Etila)

Alcalóides finais Alcalóides finais

- Concentração em rotoevaporador - Concentração em rotoevaporador

Fase aquosa alcalina Fase aquosa alcalina

Cromatografia em coluna (Coluna 3) Cromatografia em coluna (Coluna 3)

- Alcalinização NH4OH 6N

- Adição de acetato de etila


- Adição de acetato de etila

- HCl diluído - HCl diluído

Fase alcalina Fase alcalina


- Extração com Acetato de etila


- Extração com Acetato de etila

Alcóol 70% / 24h

Banho ultrassônico por 1hora

Concentração em rotaevaporador

Alcóol 70% / 24h

Banho ultrassônico por 1hora

Concentração em rotaevaporador

FLUXOGRAMA 4.6 - Extração e isolamento de alcalóides em meio ácido.


Todas as amostras finais foram concentradas e as mais promissoras foram levadas para

testes de alcalóides, sais de amônio e bases quaternárias. Além disso, as amostras também

foram submetidas a análise cromatografica, e duas frações do isolamento de alcalóides foram

reservadas para análises em IV, por estarem praticamente puras e apresentarem uma

quantidade significativa de material.

4.5.3.2. Extração específica de sais de amônio

Foram testadas diversas formas de extrair sais do TCC, mas nenhuma metodologia,

após testes confirmatórios e análises cromatográficas, estava correspondendo às expectativas.

Buscou-se uma adaptação de Costa (2000), na qual foi feita uma varredura por meio de

extratos polares e apolares e dois tratamentos distintos, ácido e alcalino. Foram usados 50g de

matéria seca e 500mL do solvente (lipofílico ou hidrofílico).

As amostras finais foram concentradas em banho rotativo a 60°C até a secura. Os sais

obtidos e amostras secas foram recristalizados e avaliados por CCD, testes qualitativos e IV.

4.6. Espectrofotometria na região de ultravioleta visível (UV)

A determinação do espectro de absorção foi realizada após diversas diluições das

amostras resultantes em seus respectivos solventes. Em seguida foi feita a varredura em

espectro na faixa de comprimento de onda de 200 a 700 nm.

4.7. Espectroscopia na região do infravermelho (IV)

Os espectros na região do infravermelho (IV) foram registrados em espectrofotômetro

(Spectrum 65 FT-IR Spectrometer, Perkin Elmer) com um amostrador universal acoplado

(Universal ATR sampling Acessory, Perkin Elmer). A faixa de análise foi de 650 a 4000 cm-1

.

As frequências de absorção foram medidas em unidades de número de ondas (cm-1

). Utilizou-

se pastilha de KBr contendo aproximadamente 1% de amostra. Foram realizadas 12

varreduras para cada amostra.


4.8. Avaliação da potencialidade do TCC como inibidor de oxidação em óleos vegetais

4.8.1. Preparo dos extratos do tegumento

O tegumento foi submetido a duas metodologias de extração, considerando-se o

desengorduramento e a variação de temperatura, obtendo-se quatro tipos de extratos:

Extrato metanólico a frio (MF);

Extrato metanólico a quente (MQ);

Extrato metanólico desengordurado a frio (MDF);

Extrato metanólico desengordurado a quente (MDQ).

Cem gramas de amostra foram inicialmente extraídos com hexano (três vezes com um

total de 1,5 L de hexano) à temperatura ambiente. O subproduto desengordurado foi lavado

com água destilada para remover açúcares solúveis e proteínas. Dez gramas do subproduto

resultante foram extraídos com metanol. O extrato foi filtrado, o solvente removido em um

evaporador rotativo abaixo de 40 ° C, pesados e armazenados a 4 °C para posterior utilização.

4.8.2. Seleção dos óleos

A seleção de óleos de ensaio baseou-se na presença de composição variável de ácidos

graxos poliinsaturados. Foram selecionados o óleo de girassol (OG), que inclui elevado teor

de ácido linoleico (18:02 n -6), e o óleo de canola (OC), que é rico em ácido linolênico-α

(18:03 n -3), além de ácido linoleico. Teste de forno Schaal (FENNEMA, 1976) foi realizado

para avaliar o efeito dos antioxidantes contra a oxidação durante o armazenamento oxidativo

acelerado de óleos.

4.8.2.1.Refino dos óleos em escala laboratorial

Degomagem

O processo de degomagem foi adaptado da metodologia descrita por Moretto e Fett

(1989), a qual se baseia na afinidade dos fosfolipídios pela água, formando micelas diretas ao

entrar em contato, facilitando, assim, o processo de separação do meio aquoso por

centrifugação (SEGERS; VAN DER SANDE, 1990; OCHOA et al., 2001). Foi adicionado ao

óleo filtrado 3-5% de água e mantidos sob agitação por 30 min com o óleo previamente

aquecido entre 65-80°C. Em seguida o óleo foi colocado em um funil de decantação para a

separação da fase aquosa do óleo e levado a centrifugação para finalizar o processo.

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0926669011000598#bib0040


Neutralização

O método consiste em neutralizar os ácidos graxos livres com um álcali (hidróxido de

sódio) e assim diminuir o teor de ácidos graxos livres presentes no óleo e outras impurezas.

Ao óleo degomado foram adicionadas soluções de NaOH (5 a 30 °Be) variando de 10 a

30%v/v para os óleos de girassol e canola e mantidos sob agitação constante por 30 minutos.

Em seguida, as soluções foram aquecidas a 65-80°C, para quebrar a emulsão formada.

Posteriormente, o óleo neutralizado foi centrifugado e filtrado a fim de separar as fases óleo-

sabão (borra) e lavado com água aquecida a 90°C. Por fim, o óleo foi submetido à filtragem

com Na2SO4 anidro e armazenado em frasco âmbar até as futuras análises.

4.8.3. Testes em forno Schaal

Os extratos da película da castanha de cajú foram adicionados a OC e OG (livre de

qualquer antioxidante) na concentração de 200 ppm, com base no peso do óleo em uma série

de garrafas de vidro livres de contato com o ar e luminosidade, para examinar sua atividade

antioxidante. BHA a 200 ppm também foi aplicado para comparação. As amostras de óleo

enriquecido em antioxidantes foram submetidas à oxidação acelerada no escuro, em estufa a

70 ° C durante 72 h. As amostras (16 g) foram removidas periodicamente a cada 0, 4, 8, 12,

24, 48 e 72 h para análise. Imediatamente após o período de armazenamento, as amostras

foram mantidas sob refrigeração até o início das análises, estas feitas em quadruplicatas,

divididas em duas bateladas da simulação oxidativa.

4.8.4. Procedimentos analíticos

4.8.4.1. Índice de acidez (IA)

A determinação do índice de acidez foi realizada de acordo com a metodologia do

Instituto Adolfo Lutz (2008), em triplicata, com 1,0g de óleo em cada erlenmeyer de 250 mL,

aos quais foram adicionados 25 mL de solução éter-álcool na proporção 2:1, previamente

neutralizada com solução 0,1 mol/L de NaOH. Em seguida, foram adicionadas duas gotas de

fenolftaleína e tituladas com solução 0,1 mol/L de NaOH até completa neutralização.


O índice de acidez é obtido através das equações (1, 2 ou 3):

𝐼𝐴 =𝑉×𝑓×100

𝑃 Acidez em solução molar (%) ou (1)

𝐼𝐴 =𝑉×𝑓×5,61

𝑃 Índice de acidez ou (2)

𝐼𝐴 =𝑉×𝑓×𝑀×28,2

𝑃 Acidez em ácido oleico. (3)

Onde, IA = índice de acidez; V = volume (mL) da solução de NaOH gasto na titulação; f =

concentração da solução de NaOH, 5,61 = fator de correção da solução de NaOH; P = massa

em g da amostra; M = molaridade do ácido oleico.

4.8.4.2. Índice de iodo (II)

O índice de iodo de um óleo ou gordura é a medida do seu grau de insaturação e

expresso em termos do número de centigramas de iodo absorvido por grama da amostra (%

iodo absorvido). O método de Wijs é aplicável a todos os óleos e gorduras normais que não

contenham ligações duplas conjugadas.

Pesou-se 0,25 g do óleo em um Erlenmeyer de 500 mL com tampa. Adicionou-se 10

mL de tetracloreto de carbono e 25 mL de solução de Wijs. O frasco foi tampado e agitado

suavemente para uma perfeita homogeneização. Em um ambiente sob abrigo da luz e a

temperatura ambiente, os erlenmeyers foram deixados em repouso por 30 minutos. Após este

intervalo de tempo, foi acrescentado 10 mL da solução de iodeto de potássio a 15% e 100 mL

de água recentemente fervida e fria e, em seguida, titulado com solução de tiossulfato de

sódio (0,1 ou 0,01M) até o surgimento de uma fraca coloração amarela, que após apresentada

é adicionado 1 a 2 mL de solução indicadora de amido 1%, surgindo assim uma coloração

azul, e a titulação é continuada até a completa descoloração. O branco foi preparado nas

mesmas condições e titulado, de acordo com IAL (2008).

O índice de iodo foi obtido através da equação (4):

𝐼𝐼 =(𝑉𝐵−𝑉𝐴)×𝑀×12,88

𝑃 (4)

Onde: VB = no de mL gasto na titulação do branco, VA = n

o de mL gasto na titulação da

amostra, M = Molaridade do tiossulfato, P = n° de g da amostra.


4.8.4.3. Índice de peróxido (IP)

Este método determina todas às substancias, em termos de miliequivalentes de

peróxido por 1000 g de amostra, que oxidam o iodeto de potássio nas condições do teste.

Estas substâncias são geralmente consideradas como peróxidos ou outros produtos similares

resultantes da oxidação da gordura. O teste foi aplicado de acordo com a metodologia de

Heeler (1932) com adaptações. Foi pesado 1g de óleo e adicionado 30mL da solução ácido

acético-clorofórmio 3:2 e agitado até a dissolução da amostra. Adicionou-se 1 mL da solução

saturada de KI e deixou-se em repouso ao abrigo da luz por exatamente um minuto.

Acrescentou-se em seguida 10 mL HCL 1N e titulou-se com solução de tiossulfato de sódio

0,1 ou 0,01N, com constante agitação até que a coloração amarela tenha quase desaparecido.

Adicionou-se 1 mL de solução indicadora de amido e continuou-se a titulação até o completo

desaparecimento da coloração azul. O branco foi preparado nas mesmas condições e titulado.

O índice de peróxido foi obtido através da equação (5):

𝐼𝑃 =(𝐴)×𝑁×𝑓×10000

𝑃 (5)

Onde: A = Vol. (mL) da solução de tiossulfato de sódio 0,1 (ou 0,01 N) gasto na titulação da

amostra, N = normalidade da solução de tiossulfato de sódio, f = fator da solução de

tiossulfato de sódio, P = Peso (g) da amostra.

4.8.5. Determinação do coeficiente de extinção específica por absorção na região de

ultravioleta visível

A análise espectrofotométrica na região do ultravioleta mostra a qualidade de um óleo,

seu estado de conservação e alterações causadas no seu processamento. A absorção em 232 e

270nm, comprimentos de onda especificado no método, é devida à presença de sistemas

contendo dienos e trienos conjugados, respectivamente, que são formados por oxidação e/ou

refino do óleo. A análise foi realizada de acordo com o método descrito pela IUPAC (1979),

utilizando-se Espectrofotômetro Ultravioleta Visível (UV-VIS), marca Espectrônic (Modelo

Gênesis-2), e as medidas da absorbância efetuadas no comprimento de onda de 232 e 270 nm.

Para tal, colocou-se cerca de 0,25 g de óleo em balão volumétrico de 25 mL, completou-se o

volume do balão com ciclohexano e homogeneizou-se (solução A). Transferiu-se 5 mL desta

solução e diluíu-se a 25 mL com o ciclohexano em balão volumétrico (solução B). Para a

leitura utilizou-se célula de quartzo de 1 cm e ciclohexano como branco.


O índice da extinção específica foi obtida através da equação (6):

𝑲𝝀 =𝑨𝝀

𝒄×𝒍 (6)

Kλ = extinção especifica no comprimento de onda λ

Aλ = absorbância medida no comprimento de onda λ

c =concentração da solução em g/100 mL

l = caminho ótico da cubeta (cm).

4.8.6. Atividade antioxidante pelo método β caroteno/ ac.linoleico

A atividade antioxidante total de extratos foi medida de acordo com o método de

Velioglu et al. (1998) e Lu e Foo (2000). Um mililitro de solução de β-caroteno (0,2 mg / mL

de clorofórmio) foi pipetada para um balão de fundo redondo (50 mL) contendo 0,02 mL de

ácido linoleico e 0,2 mL de Tween 20. A mistura foi evaporada a 40 ° C durante 10 minutos

por meio de um evaporador rotativo para remoção do clorofórmio. Após evaporação, a

mistura foi imediatamente diluída com 100 mL de água destilada, que foi adicionada

lentamente à mistura com agitação vigorosa para formar uma emulsão.

Alíquotas de 5 mL da emulsão foram transferidas para tubos de ensaio contendo

diferentes amostras de 0,2 mL em etanol a 70% a 1mg/mL. Os tubos foram agitados e

colocados em banho a 45 °C por 2 h. A absorbância das amostras foi medida a 470 nm

utilizando espectrofotômetro no tempo inicial (t=0) foi medido contra um branco, consistindo

numa emulsão sem β-caroteno. Padrões na mesma concentração das amostras foram

utilizados como comparação; 0,2 mL de etanol a 70% em 5 mL da emulsão referida foi

utilizada como controle. A medição foi efetuada em intervalos de 15 min até 120 min. Todas

as determinações foram realizadas em triplicata.

Atividade antioxidante (AA) foi calculada, utilizando a equação (7):

𝐴𝐴 = (1 −(𝐴0−𝐴𝑡)

(𝐴0𝑂−𝐴𝑡

𝑜)) × 100 (7)

Onde AoO e At

O são os valores de absorbância medidos no tempo de incubação inicial

das amostras e do controle, respectivamente, enquanto Ao e At são os valores de absorbância

medidos nas amostras e do controle a t = 120 min.


4.8.7. Compostos fenólicos totais (CFT)

A determinação foi conduzida de acordo com Correia (2004). Uma alíquota de 1 mL dos

extratos foi transferida para tubos de ensaio, aos quais se adicionou, na sequência, 1 mL de

solução etanol 95%, 5 mL de água destilada e 0,5 mL de reagente Folin-Ciocalteau 1N. De

imediato, ocorreu a homogeneização. Transcorridos cinco minutos, foi adicionado 1 mL de

solução de carbonato de sódio 5% (p/v), seguindo-se nova homogeneização.

Os tubos de ensaio foram mantidos em câmara escura por 60 minutos e

homogeneizados. As amostras tiveram suas absorbâncias medidas no comprimento de onda

de 625 nm e comparadas à amostra padrão (branco), constituído por solução etanólica a 95%.

A curva de calibração foi construída a partir de diferentes concentrações de ácido gálico, a

fim de converter as absorbâncias em miligramas equivalente de ácido gálico por grama de

peso fresco da amostra (mg GAEQ /g amostra).

4.8.8. Método ASTM D7545 (PetroOXY)

As análises para determinação da estabilidade oxidativa dos óleos vegetais foram

realizadas no equipamento PetroOXY da Petrotest 413 (Figura 4.4). Adicionou-se 5,0 mL da

amostra a temperatura ambiente e pressurizou-se com atmosfera de oxigênio a 101,5 Psi

(aproximadamente a 700 kPa). Após a adição da amostra elevou-se a temperatura até 110 ºC e

uma pressão máxima que varia de acordo com a natureza da amostra. O período de indução

oxidativa é dado como o tempo necessário para que a amostra absorva 10% da pressão de

oxigênio disponibilizada para o teste.


FIGURA 4.4 - Apresentação do funcionamento esquemático do PetroOXY.

Fonte MOREIRA, 2012.

O percentual de proteção foi calculado de acordo com a equação (8)

% 𝑃𝑟𝑜𝑡𝑒çã𝑜 =(𝐸𝑂𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎−𝐸𝑂𝑐𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙𝑒)

𝐸𝑂𝑐𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙𝑒× 100 (8)

Onde EO são os valores da estabilidade oxidativa obtidos pelo PetroOxy (min).

4.9.Análise estatística

Todas as análises foram realizadas em triplicata e os dados relatados como média ±

desvio padrão (SD). A análise estatística dos resultados sobre a homogeneidade dos grupos

para as variáveis investigadas foi realizada aplicando-se a Análise de Variância (ANOVA)

(p<0,05). As diferenças entre as médias aritméticas dos grupos foram comparadas pelo teste

Tukey de múltipla comparação com nível de significância de 5%.

Foi calculado o coeficiente de correlação entre os métodos CFT, Atividade

antioxidante, Oxidação em PetroOxy, tempo de oxidação, Índice de peróxido, Índice de

acidez, com intuito de verificar possíveis correlações entre os mesmos.


Capítulo 5

Resultados e discussão


5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

O presente capítulo foi dividido em duas partes, a primeira apresenta e discute a

obtenção e caracterização de alguns dos metabólitos secundários existentes no Tegumento

da Castanha de cajú (TCC). A segunda etapa trata dos resultados experimentais obtidos com

os compostos fenólicos extraídos do Tegumento da Castanha do Cajú.

5.1.Caracterização fitoquímica do Tegumento da Castanha de cajú (TCC)

As análises fitoquímicas foram realizadas com o objetivo de elucidar os constituintes

químicos presentes na espécie vegetal A. occidentale. Quando não se dispõe de estudos

químicos completos sobre a espécie de interesse, a análise fitoquímica preliminar pode indicar

os grupos de metabólitos secundários relevantes das mesmas (NAKASHIMA, 1993;

FALKENBERG, SANTOS; SIMÕES, 1999).

Os ensaios de identificação dos constituintes químicos presentes no TCC foram

realizados de acordo com a metodologia descrita por Matos (2009). Os extratos hidrofílico e

clorofórmico foram avaliados fitoquimicamente com a finalidade de fazer o levantamento dos

metabólitos secundários presentes. Estes extratos mostraram um rendimento médio de 44,6 e

82,6% respectivamente, mostrados na tabela 5.1. Tem-se que o tegumento apresenta mais

compostos apolares que polares em massa seca.

TABELA 5.1 - Rendimento dos constituintes dos extratos hidroalcoólico e clorofórmico.

Extrato Volume da

amostra (mL)

Concentração do extrato inicial

(g/mL)

Massa seca

(g)

Rendimento da

massa seca

(%)

Hidrofílico 10 0,05 0,2228 44,6 Clorofórmico 10 0,05 0,4126 82,6

A abordagem fitoquímica realizada com os extratos hidroalcóolico e clorofórmico do

tegumento indicou a presença de várias classes de metabólitos secundários, como: ácidos

fixos fortes, ácidos fixos fracos, ácidos graxos, alcalóides, antranóis, bases quartenárias,

catequinas, esteroides, fenóis, flavononas, flavonóis, quinonas, resinas, saponinas, taninos

catéquicos, taninos pirogáticos e triterpenóides, conforme mostrado na tabela 5.2. Ao se

comparar a abordagem feita neste trabalho e em diferentes estudos encontrados na literatura,

tem-se que este trabalho abrangeu um maior número de compostos e testes, fazendo assim

uma abordagem completa e mostrando a presença de mais compostos que antes não haviam

sido detectados. Os constituintes químicos anteriormente identificados no tegumento da


castanha de cajú correspondiam as seguintes classes: catequinas, epicatequinas, esteróis,

fenólicos, flavonóides, óleos voláteis, taninos, terpenóides e xantonas (CHAVES et al., 2008;

KANAN et al., 2009; KUNARE; SETHURMAN, 2003; MATHEW; CARTY; PALENIK,

1970; PILLAI, 1963).

TABELA 5.2 - Resultado do Perfil fitoquímico do Tegumento da Castanha de Cajú (TCC).

Abordagem Fitoquímica

Teste

Extrato Hidrofílico Extrato

Clorofórmico

Direto Hidrolisado Direto Hidrolisado

Ácidos fixos fortes N P NC N

Ácidos fixos fracos - P P -

Ácidos graxos P P P P

Alcalóides P - P -

Antocianidinas N N N N

Antocianinas N N N N

Antranóis - P N N

Auronas N N N N

Bases quartenárias P - P -

Catequinas P N P P

Chalconas N N N N

Cumarina - - - -

Esteroides P P - N

Fenóis simples P P NC NC

Flavonas NC NC NC NC

Flavonóis NC NC P N

Flavanonas P P N N

Flavanonóis NC NC NC N

Glicerina - - - -

Heterosídeos cianogênicos NC NC N N

Leucoantocianidinas NC N N N

Quinonas - P N N

Resinas P - - -

Saponinas P - P P

Taninos catéquicos P NC P P

Taninos pirogáticos P - N NC

Triterpenóides NC N - P

Xantonas NC - NC N

P= Positivo; N= Negativo; NC=Não Conclusivo; (-) = Não realizado.

Ao analisar a tabela 5.2 tem-se a presença de ácidos fixos fortes, alcalóides,

catequinas, flavonóides, saponinas e taninos; tanto em extratos polares como apolares,

confirmando assim a presença marcante destes compostos no TCC.

Todas as amostras finais e subfrações foram concentradas e submetidas a

procedimentos de cromatografia em camada delgada (CCD) a fim de confirmar o perfil

fitoquímico, determinando as principais classes de compostos presentes, e também


selecionando as frações a serem ultilizadas para posterior fracionamento, bem como os

solventes a serem utilizados no processo de purificação das frações, além de terem sido

submetidas a vários outros testes, mostrados na tabela 5.3.

TABELA 5.3 – Análise qualitativa de frações da caracterização fitoquímica.

Frações Peso da matéria

seca (g)

Testes qualitativos

positivos

Separação das bases orgânicas F. Aquosa

(Lavagem com HCl). 0,4353 Alcalóides

Separação das bases orgânicas F. Orgânica

(Lavagem com HCl). 6,197

Alcalóides e bases

quartenárias

Separação das bases orgânicas F. Orgânica

(Final). 0,4281 Alcalóides

Separação dos ácidos fortes F. Orgânica. 7,9073 Flavonóis, flavononas e

xantonas

Separação dos ácidos fixos fracos e fenóis F.

Orgânica. 5,4599 Catequinas

Separação dos ácidos fixos fracos e fenóis F.

Orgânica. 6,6962 Taninos

Separação dos ácidos do material

saponificado F. Orgânica. 0,0979 Sais de amônio

Teste para alcalóides F. Aquosa “EC”. 6,0722 Alcalóides

Teste para ácidos fixos fortes F. Orgânica 1,4215 Fenólicos

Todos os alcalóides, sais e bases quaternárias foram evidenciados em CCD por

apresentarem revelação em ninhidrina, Dragendorf e reveladores específicos para estes, a

maioria aparenta estar isolada ou em mistura de fácil separação, os quais foram reservados

para análises posteriores, que fogem do escopo deste trabalho.

5.2. Isolamento e caracterização de metabólitos do TCC

Após a abordagem fitoquímica, as análises por CCD e teste de identificação de

metabólitos secundários foi necessário aprofundar as análises e os conhecimentos dos

componentes químicos do tegumento, por observar a grande quantidade de metabólitos

lipofílicos, nitrogenados e compostos fenólicos.

5.2.1. Compostos lipofílicos

Os compostos encontrados no extrato clorofórmico despertaram interesse, além de

apresentar um rendimento de 82,6%, nas suas frações resultantes e intermediárias da

abordagem fitoquímica demonstraram que o extrato é rico em importantes metabolitos

secundários.


5.2.1.1.Cromatografia em coluna para isolamento de compostos apolares

Para avaliar a separação das substâncias apolares via cromatografia em coluna,

empregou-se a cromatografia em camada delgada, retirando uma alíquota de cada fração para

a microanálise. Esta coluna foi elaborada com o extrato clorofórmico concentrado,

denominada COLUNA 1. Iniciou-se a eluição com hexano 100%, posteriormente utilizou-se

misturas de hexano e CHCl3, aumentando gradativamente a polaridade com acetato de etila e

finalizando com MeOH-água (80%), conforme demonstra a figura 5.1. Foram coletadas 104

frações, com volume de 20 mL. As frações foram avaliadas por CCD e as frações que tiveram

perfil semelhante foram reunidas. As frações que apresentaram um perfil de substância única

e de maior rendimento foram recromatografadas e/ou enviadas para testes de terpenos e

esteroides, comparadas com o Líquido da Castanha de Cajú - LCC e as selecionas foram

levadas para análise no infravermelho.

FIGURA 5.1 – Eluições da coluna versus frações coletadas.

A fase móvel utilizada foi variada, assim como seus reveladores. O primeiro ponto de

aplicação representava a primeira fração e não foi observada nenhuma substância presente.

No segundo e no terceiro pontos de aplicação, representando a segunda e terceira frações,

respectivamente, observou-se a presença de substâncias isoladas, variando sua pureza ao

longo da variação de polaridade em 104 frações. Pode-se observar, por meio de CCD, que

algumas frações apresentam o mesmo comportamento e estão puras, estas foram reunidas e

divididas em dois grupos um reservado para outras análises e o outro para uma

recromatografia.


Por estas frações apresentarem caráter oleoso, foi necessário identificar a presença de

esteroides e triterpenóides, pois como foi observado na caracterização fitoquímica há uma

considerável quantidade de saponinas, mostradas na tabela 5.4.

TABELA 5.4 - Resultados dos testes de Liebermann- Burchard e Salkowski.

Frações Resultados

F5-7 Presença de esteróides

F15-17 Leve presença de esteroides

F18 Leve presença de esteroides

F26-29 Presença de esteroides

F46 Presença de esteroides

C1-3 Presença de triterpenóides

C4-9 Presença de esteroides

C10 Presença de esteroides

C13 Presença de triterpenóides

C14 Presença de triterpenóides







Antes de qualquer outra análise dos compostos apolares e a partir dos resultados da

tabela 5.4 optou-se por extrair o Líquido da Castanha de Cajú (LCC) para comparar com as

frações das colunas selecionadas para análises espectroscópicas.

O LCC é formado por doze substâncias diferentes, dependendo da forma como é

obtido industrialmente. Sua extração apresenta variações conforme a metodologia, quando

extraído por solvente a frio apresenta uma composição média de ácido anacárdico (65-82%),

cardol (14-20%), cardanol (1-9%), e traços de metilcardol, enquanto à quente contém,

principalmente, cardanol (63-95%), cardol (4-19%), material polimérico (0-21%), e traços de

metilcardol (FRANÇA, 2007). O LCC foi extraído inicialmente com hexano e EtOH,

variando sua concentração e temperatura, os resultados das extrações estão representados na

tabela 5.5.

TABELA 5.5 – Rendimento das diferentes extrações do LCC.

RENDIMENTO DO LCC

Tipo de extração Massa inicial de CCC Peso do LCC Rendimento (%)

Soxhlet n-Hexano 104,76 28,71 27,4

Soxhlet EtOH 80,17 30,01 37,43

A frio n-Hexano: EtOH 106,05 49,97 47,11


4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000

30

40

50

60

70

80

90

100

T (

%)

Comprimento de onda (cm-1)

F5-7

F19-21

F26-29

A frio EtOH 70% 102,24 34,56 33,8

A extração do LCC das cascas da castanha apresentou rendimentos distintos, no qual o

maior rendimento em massa se deu por extração à frio com Hex/EtOH seguida das extrações

com EtOH, indicando que grande parte dos compostos tem polaridade alta à média como

relatados anteriormente por França (2007).

As amostras da extração do LCC foram comparadas com as frações das colunas

cromatográficas e com o ácido oleico. As frações que obtiveram comportamento semelhante

observado por CCD, foram as F1-3 e a C31-32 da coluna 1, o restante apresentou

comportamento totalmente distinto, evidenciando que o extrato lipofílico da película do cajú

tem vários outros compostos além dos encontrados no LCC, evidenciado pela comparação

dos espectros no IV mostrados nas figuras 5.2 e 5.3.

FIGURA 5.2 – Espectros de infravermelho das frações da cromatografia da coluna 1.

Ao analisar os espectros no infravermelho das frações da coluna cromatográfica de

compostos apolares do TCC, mostrados na figura 5.2, tem-se que as frações analisadas acima

são praticamente idênticas, e que ao aumentar a polaridade há a intensificação das bandas e o

aparecimento do estiramento OH em 3470cm-1

, comparando-os ao Cardonol mostrado na

Po

laridad

e


(A)

(D)

(C)

(B)

figura 5.3, tem-se que os compostos se assemelham, mas têm comportamentos carbonílicos

diferentes e bandas em planos distintos, vide tabela 5.6.

FIGURA 5.3 - Espetros do LCC natural (A), ácido anacárdico (B), cardonol (C), LCC

técnico (D).

Fonte: Adaptado de Rodrigues (2006).

TABELA 5.6 - Atribuição das absorções na região do IV dos espectros apresentados nas

figuras 5.2 e 5.3.

(A)


Fonte: *Resultados adaptados de dados obtidos por França (2007) e Rodrigues (2006).

Os resultados mostrados na tabela 5.6 sugerem e confirmam o que já foi observado

anteriormente por CCD, que além de ácido anacardico e cardonol, há vários compostos

apolares e/ou anfifílicos existentes no extrato TCC (Tabela 5.4).

As frações (F11-13 e C17-19), apresentam por CCD uma única mancha, porém com

alongamentos que podem indicar impurezas. As amostras foram recromatografadas em uma

micro-coluna tipo flash com sílica e as frações purificadas resultantes das micro-colunas e da

coluna principal foram analisadas por diversos testes já citados. A análise em CCD das

frações recromatografadas apresentaram igual comportamento da fração mãe e as frações

eluídas com clorofórmio em ambas as colunas foi a que deu início a extração dos compostos

existentes.

Coluna 1.1

A coluna intitulada 1.1 foi feita com as frações reunidas F11-F13 obtidas da coluna 1

para uma nova CC de sílica gel. Iniciou-se a eluição com hexano 100%, posteriormente

utilizou misturas de hexano e CHCl3 aumentando gradativamente a polaridade, conforme a

figura 5.4. Foram coletadas 43 frações com volumes variados de 5-20mL.

FIGURA 5.4 - Eluições da coluna 1.1versus frações coletadas.

As frações analisadas por CCD revelam que não houve arraste de compostos presentes

na coluna 1.1 (F11-13), entre as frações G4 e G33 e as que apresentaram uma única mancha


4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500

30

40

50

60

70

80

90

100

Tra

nsm

itâ

ncia

(%

)

Comprimento de onda (Cm-1)

G2-3

G34-37

em CCD foram levadas para análise em IV, no qual observou-se a presença de

hidrocarbonetos de cadeia longa e a confirmação do seu isolamento, conforme demonstrado

na figura 5.5 e tabela 5.7

FIGURA 5.5 – Espectros

de IV das frações

escolhidas da

coluna 1.1.

Os espectros da coluna 1.1 demonstram que não há grupo carbonila nas frações

estudadas, observada pela ausência de picos entre 1600-1850cm-1

. A absorção em 1047 e

1088cm-1

é compatível com o grupo alquil-éter. A existência de carbono saturado ( –H) em

2958, 2925 e 2859cm-1

(LOPES; FASCIO, 2004; SILVERSTEIN et al., 2007; MCMURRY,

2008). Identificou-se ainda os grupos alquil-amina e/ou aril-alquil-amina (C–N), a 1215 cm-1

na fração G34-37, indicando a presença de amina.

Coluna 1.2

A coluna intitulada 1.2 foi elaborada a partir das frações reunidas C17-19 resultantes

da coluna 1 para uma nova CC de sílica gel. As eluições tiveram como solvente inicial o

hexano, posteriormente foram adicionadas misturas de hexano e CHCl3 aumentando

gradativamente a polaridade até ser finalizado com acetato de etila, conforme a figura 5.6.

Foram coletadas 63 frações com volumes variados de 5-20mL.


4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500

40

50

60

70

80

90

100

Tra

nsm

itâ

ncia

(%

)


T44-48

T50

T53-54

FIGURA 5.6 – Eluições da coluna 1.2 versus frações coletadas

Todas as frações foram analisadas por CCD, usando diferentes reveladores e fases

móveis. Observou-se que não houve arraste de compostos prioritários na coluna até a fração

43, e as amostras que apresentaram uma única mancha foram analisadas através dos espectros

no infravermelho conforme demonstrado na figura 5.7.

FIGURA 5.7 - Espectros de IV das frações escolhidas da coluna 1.2.

A figura 5.7 permite afirmar que as frações da coluna correspondem a uma mesma

substância. As amostras são compostas por um pico de alta intensidade a 1272 cm-1

,


indicando a presença do grupo aril-alquil-amina. Aliado a isso, a 3323 cm-1

é observado

estiramento do tipo N–H (aminas primárias e secundárias), e uma provável presença de

insaturações com os picos de (1380 cm-1

) e de (2973 cm-1

e 2880 cm-1

). É importante destacar

também correspondendo sos picos aproximados, 1450 cm-1

(deformação assimétrica de CH3)

e 1378 cm-1

(deformação simétrica de CH3), indicativos da presença de metila às estruturas

orgânicas (MCMURRY, 2008; SILVERSTEIN et al., 2007).

TABELA 5.7 – Atribuição das absorções na região do IV dos espectros apresentados

nas figuras 5.6 e 5.7

Frequência (cm-1

) Atribuição

G2-3 G34-37 T44-47 T50 T53-54

- - 3323 3322 3323 Estiramento N-H (banda larga)/

Estiramento O-H (banda larga)

2958/2923 2958/2925 2973 2973 2973 Estiramento CH2 e CH3

2874/2860 2859 2880 2877 2878 Estiramento CH2 e CH3

1459 1459 1450 1450 1450 Deformação assimétrica do CH2 e

CH3

1378 1378 1378 1380 1380 Deformação simétrica do CH2 e CH3

- - 1273 - - Estiramento C-N (aril-alquil-amina)

- 1215 - - - Estiramento C-N (aril-alquil-amina)

- - 1088 1088 1087 Estiramento C-O (aril-alquil-éter)

- - 1047 1047 1047 Estiramento C-O (aril-alquil-éter)

- - 880 880 880 Deformação angular de aromáticos

758/724 757 756 - - Deformação angular de aromáticos

621/600 670/600 620 620/600 620/600 Deformação angular de aromáticos

582/574 585/574 588 583 584 Deformação angular de aromáticos

568/555 567 569/552 - 567/552 Deformação angular de aromáticos

Ao analisar as figuras 5.6 e 5.7, e a tabela 5.7 pode-se concluir que as amostras

recromatografadas pertencem a funções distintas, justificando sua separação por meio de

cromatografia.


5.3. Compostos nitrogenados e derivados

5.3.1. Isolamento de alcalóides

Na avaliação quanto a presença de alcalóides, a amostra da planta seca demonstrou

positividade para os testes qualitativos, ocorrendo o aparecimento de precipitado vermelho-

alaranjado para o reagente de Dragendorff, e de precipitado esbranquiçado para o de Mayer,

já anteriormente falados na abordagem fitoquímica. O reagente de Dragendorff constitui uma

solução de K (BiI4) em ácido diluído e forma precipitados laranja avermelhados quando em

contato com alcalóides e compostos nitrogenados. Como se trata de uma reação não

específica para alcalóides, resultados falso-positivos são comuns, devendo o material ser

submetido a uma extração ácido-base para a confirmação da presença e extração dos

alcalóides. Dessa forma, após a extração com etanol, seguida de extração ácido-base, as

frações resultantes e suas subfrações do processo foram submetidas a cromatografia de

camada delgada e revelada com reagente de Dragendorff, apresentando manchas alaranjadas.

Estes testes positivos foram avaliados quanto ao seu rendimento, e os que demonstraram

apresentar compostos de fácil isolamento foram levados para recromatografia.

Coluna cromatográfica 2

Nesta cromatografia foi utilizada uma coluna tipo flash no qual utilizou-se a Fase

orgânica do TCC, obtida do isolamento de alcalóides (Lavado com HCl) com 2,98g e sílica

50g, tendo como volume amostral 10 mL e as fases móveis em diversas variações conforme a

figura 5.8, variando de hexano, clorofórmio, acetato de etila à metanol. Foram coletadas 80

frações.

FIGURA 5.8 - Eluição da coluna 2 versus frações coletadas.

Hexano

Clorofórmio

Acetato de etila

Metanol


Material + Sílica

Material + Sílica

Extrato alcalino Extrato alcalino

Extrato concentrado reservado para futuras

análises


análises

Teste para alcalóides Teste para alcalóides

Material sólido Material sólido

Fase aquosa (pH 5) Fase aquosa (pH 5)

Fase orgânica (pH 6) Fase orgânica (pH 6) Fase aquosa + ppt (pH 9) Fase aquosa + ppt (pH 9)

Fase orgânica (pH9) Fase orgânica (pH9) Fase aquosa + ppt Fase aquosa + ppt

n-Butanol n-Butanol

Acetato de etila Acetato de etila

Fase orgânica Fase orgânica

Fase orgânica (pH 7) Fase orgânica (pH 7) Fase aquosa (pH 8-9) Fase aquosa (pH 8-9)

Fase orgânica (pH8-9) Fase orgânica (pH8-9) Fase aquosa (pH 8-9) Fase aquosa (pH 8-9)


Lavagem com H2O Lavagem com H2O

- MeOH

- H2O

- NaCl diluido

- MeOH

- H2O

- NaCl diluido

- NH4OH/24h

- Filtragem

- NH4OH/24h

- Filtragem

Após a última lavagem com metanol observou-se que ainda tinha material no topo da

coluna, então optou-se por fazer uma extração com solventes alcalinos conforme o

fluxograma 5.1, adaptado de Simões (2007).

FLUXOGRAMA 5.1 - Tratamento da sílica residual da coluna 2.

As amostras finais foram concentradas, analisadas por CCD e as que apresentaram

estar isoladas, e com coloração ao se usar reveladores específicos para compostos

nitrogenados foram levadas para testes de alcalóides, sais de amônio e bases quaternárias. As

amostras que não tiveram resultados positivos foram descartadas e as restantes foram

reservadas para futuras análises.

Extração e isolamento de alcalóides - Cromatografia em coluna 3

Nesta etapa foi utilizada uma coluna com 75g de alumina e Fase aquosa final do TCC,

obtida do isolamento de alcalóides (vide Fluxograma 5.1) com 2,53g, tendo como volume

amostral 20mL e as fases móveis em diversas variações, conforme a figura 5.9, com eluições

feitas por hexano, clorofórmio, metanol e água. Foram coletadas 113 frações.


FIGURA 5.9 - Eluição da coluna 3 versus amostras coletadas.

Após a última lavagem com metanol observou-se que ainda tinha material no topo da

coluna, então se optou-se por fazer uma extração com solventes alcalinos, conforme mostrado

no fluxograma 5.2


Material + Alumina

Material + Alumina

solúvel em HCl (pH 1) solúvel em HCl (pH 1)


análises


análises

Solúvel em HCl + Alumina + material

Solúvel em HCl + Alumina + material

Solúvel em n-Butanol (pH 1)

Solúvel em n-Butanol (pH 1)

Insolúvel (Alumina+Material)

Insolúvel (Alumina+Material)

Solúvel em Na2CO3

Solúvel em Na2CO3

Emulsão Emulsão

Fase incolor Fase incolor Fase coloração

rosada Fase coloração

rosada

- n-Butanol

- NaCl

- n-Butanol

- NaCl

Fase aquosa Fase aquosa Fase orgânica Fase orgânica

n-Butanol n-Butanol

Insolúvel em Na2CO3

Insolúvel em Na2CO3

Alumina descartada Alumina

descartada

- Na2CO3 (6N) lib CO2

- Na2CO3 (1,4N)

- Na2CO3 (6N) lib CO2

- Na2CO3 (1,4N)

- n-Butanol (2 lavagens) - n-Butanol (2 lavagens)

- HCl 6N

- Filtragem

- Partição

- HCl 6N

- Filtragem

- Partição

FLUXOGRAMA 5.2 - Tratamento da alumina residual da coluna 3.

As frações resultantes dos fluxogramas 5.1 e 5.2 foram concentradas e avaliadas

qualitativamente nos testes para alcalóides descritos anteriormente e em CCD com variações

de reveladores e eluentes universais e específicos para compostos nitrogenados. No

fluxograma 5.2 foram reservadas três frações que apresentaram testes positivos e bom

desenvolvimento em CCD (F. org. 2; F. Aquosa Alcalina Final; Alcalóides finais). A fração

final do isolamento de alcalóides foi levada para análise em IV, conforme a figura 5.10. Já no

fluxograma 5.1, observa-se que o tratamento ácido-base para a fração F. Aq. Alc. 1 não

obteve o rendimento desejado e que suas frações resultantes foram consideradas

insignificantes em termos de massa e análise por CCD para que se continuasse suas análises.


4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000

50

60

70

80

90

100

110T

ran

sm

itâ

ncia

(%

)


Coluna 2

Coluna 3

Alcaloides finais

FIGURA 5.10 – Espectros de infravermelho para as frações isoladas.

Ao avaliar os espectros das amostras resultantes (Figura 5.10) observa-se que estas são

distintas e apresentam características peculiares, como demonstrados na tabela 5.8


TABELA 5.8 – Atribuição das absorções no IV das frações da coluna 2, coluna 3 e

alcalóides finais da figura 5.10.

Frequência (cm-1

)

Atribuição Coluna

2

Coluna

3

Alcalóides

finais

3380 3200 3110 Estiramento O-H (banda larga)/ Estiramento N-H

(banda larga)

- - 3020 Estiramento C-H/Deformação axial C-H aromáticos

2940 2940 - Estiramento C-H

2860 - 2800 Estiramento C-H

2525 - 2000 Harmônicas ou bandas e combinação

- - 1750 Estiramento C=N

1650 1600 - Estiramento C=C

1450 - 1440 Deformação assimétrica CH2

- 1370 1390 Deformação assimétrica CH3

- 1270 - Estiramento C-N (aril-alquil-amina)

- 1220 - Estiramento C-N (aril-alquil-amina)

1100 1110 1100 Estiramento C-O (aril-alquil-éter)

- 1045 - Estiramento C-O (aril-alquil-éter)

- 985 - Deformação angular de aromáticos

- 845 - Deformação angular de aromáticos

- 775 700 Deformação angular de aromáticos

Através da análise de espectrometria no infravermelho, observou-se que há a presença

de bandas características do grupo NH2 na região 3380 a 3110cm-1

com deformações axiais

simétricas e assimétricas, em todas as amostras observadas. A existência de picos entre as

regiões de 1370 a 1270 e de 1040 a 1150 cm-1

são atribuídas as deformações axiais C-N e ao

estiramento simétrico respectivamente, confirmando a presença de aminas e nitrogênio

intermolecular em todas as amostras reservadas e a presença de aromático na amostra da

coluna 3 (SCHULZ; BARANSKA, 2009; SILVERSTEIN et al., 2007; MCMURRY, 2008;

RODRIGUES, 2006). Ao se comparar a amostra da coluna 3 com os alcalóides em forma de

sais, seus espectros se assemelham bastante com os alginatos, sendo possível que a amostra

cromatografada na coluna 3 seja o sal alginato de amônio. Segundo Segato (2007), os

espectros no IV dos alginatos apresentam uma banda larga na região de 3400 cm-1

, resultante

da deformação axial dos grupos OH, presentes na cadeia polimérica, mas no caso do alginato

de amônio esta banda aparece parcialmente acoplada com uma banda larga e intensa em

3191,9 cm-1

, resultante da deformação axial da ligação N-H, associado a formação dos grupos

carboxilato, representados pelo deslocamento da banda em 1737,7 cm-1

do ácido para 1600 -

1620 cm-1

nos espectros dos alginatos, igual ao observado nas amostras das colunas 2 e 3.


As frações concentradas e cromatografadas, Coluna 2 e Coluna 3 tiveram sistemas de

eluentes distintos, observados pela diferença de polaridade dos compostos. Na coluna 2 foi

usado um sistema de solvente com clorofórmio e acetato de etila, conforme exposto na figura

5.8, com uma lavagem final usando metanol. As 80 frações obtidas foram analisadas por CCD

em diferentes sistemas de reveladores e eluentes, concentradas e reunidas a partir de sua

análise, e assim foram reservadas 6 frações. Ao final da coluna observou-se que havia muito

material retido na sílica e foi elaborado um tratamento para esta, descrito no fluxograma 5.2.

As amostras obtidas deste tratamento foram avaliadas qualitativamente em testes de

alcalóides, bases quaternárias e sais de amônio, sendo estes últimos o único teste positivo, e o

material concentrado e reservado para futuros estudos que fogem do escopo deste trabalho.

Na coluna 3 usou-se um sistema de solvente mais polar com hexano, clorofórmio, metanol e

água, monstrado na figura 5.9. Todas as 113 frações obtidas foram avaliadas por CCD com

diferentes sistemas de reveladores e eluentes até se obter resultados que levem a reunir os

compostos iguais e reservar 10 amostras para futuras análises. Ao final da coluna também

ficou retido muito material, sendo este tratado de acordo com o fluxograma 5.8 e suas

amostras resultantes avaliadas qualitativamente para alcalóides, bases quaternárias e sais de

amônio, resultando em nenhum teste positivo. Não sendo o foco de estudo deste trabalho

identificar formas estruturais e sim caracterizar o tegumento, as amostras de alcalóides foram

reservadas para trabalhos futuros.

5.3.2. Isolamento de sais de amônio

O processo de isolamento de sais de amônio se deu por várias tentativas e

metodologias até chegar as demonstradas neste trabalho, nas quais as melhores estão

apresentadas nos fluxogramas 5.3 e 5.4, que além de variar a metodologia (tratamento ácido e

tratamento básico) também variou-se os extratos hidrofílicos (polares) e lipofílico (apolares).

Como resultado destes métodos foram obtidas 12 amostras distintas, variando, de acordo com

Costa (2000), de alcalóides, açúcares, bases terciárias e quaternárias, sais e sais de amônio.


Tratamento ácido:

FLUXOGRAMA 5.3 – Tratamento ácido para o isolamento de sais de amônio

Extrato Extrato

Solução ácida Solução ácida

Fase orgânica solúvel

Fase orgânica solúvel

Bases quartenárias Bases quartenárias

- HCl conc.

- Concentração em banho

- HCl conc.

- Concentração em banho

Solução + precipitado Solução + precipitado

Precipitado Precipitado Solúvel Solúvel



HCl 6N HCl 6N

Fase aquosa Fase aquosa

Bases terciárias Bases terciárias


Filtração à vácuo Filtração à vácuo

NH4OH (pH10) NH4OH (pH10)

HCl 2N (2X) HCl 2N (2X)


Tratamento alcalino:

FLUXOGRAMA 5.4 – Tratamento alcalino para o isolamento de sais de amônio.

As amostras foram concentradas e somente os sais foram conduzidos para as análises

seguintes, reduzindo para 6 amostras finais, as quais foram avaliadas qualitativamente quanto

a presença de amônio, sais de amônio, cloretos de amônio, bases fortes e alcalóides,

resultando em 2 amostras com incidência de sais de amônio e 4 com a presença do íon amônio

em sua estrutura, conforme demonstrado na tabela 5.9.

Extrato Extrato

Solução básica Solução básica


Sais e açúcares Sais e açúcares


Fase orgânica Fase orgânica Fase aquosa Fase aquosa


Sais de amônio Sais de amônio



- NH4OH

- Éter

- NH4OH

- Éter

- HCl 6N (2X) - HCl 6N (2X)

- NH4OH (pH10) - NH4OH (pH10)

- NH4OH 6N

- Éter

- NH4OH 6N

- Éter


TABELA 5.9 – Testes qualitativos da extração de sais de amônio.

Extrato CodigoIV Fração Fluxograma Testes positivos Classificação feita

por Costa (2000)

Hidrofílico H1

Fase

aquosa

final

5.3

Sal ácido (pH3), teste

levemente positivo para sais

de amônia, ausência de

cloretos.

Bases terciárias

Hidrofílico H2

Fase

aquosa

final

5.4

Sal neutro (pH6/7),

levemente positivo para sais


cloretos.

Sais de amônio

Hidrofílico H3

Fase

orgânica final

5.4

Sal neutro (pH6/7),

levemente positivo para sais de amônia, ausência de

cloretos.

Alcalóides

Lipofílico L1

Fase

aquosa

final

5.3

Sal neutro (pH6/7),

fortemente positivo para sais


cloretos.

Bases terciárias

Lipofílico L2

Fase

aquosa

final

5.4

Sal neutro (pH6/7),

fortemente positivo para sais


cloretos.

Sais de amônio

Lipofílico L3

Fase

orgânica final

5.4

Sal neutro (pH6/7), ausência

de cloretos, teste positivo para alcalóides.

Alcalóides

Os resultados obtidos nos testes qualitativos e apresentados na tabela 5.9 com as

análises por infravermelho (Figura 5.11) permitem constatar que os sais de amônio obtidos no

extrato hidrofílico e lipofílicos são semelhantes, variando apenas sua intensidade, no qual

pode-se dizer, de acordo com Costa (2000), que as bases terciárias na extração de sais de

amônio estão presentes quase que inteiramente no extrato lipofílico, evidenciado pela baixa

intensidade no IV em H1, na figura 5.12, e que tem a existência de outros alcalóides além dos

sais de amônio, comparando H3 e L3 nos espectros de infravermelho da figura 5.11, e ainda

que os sais de amônio existentes no tegumento estão em maior quantidade no extrato

lipofílico e são formados por bases terciárias.

Na figura 5.11 e tabela 5.10 pode-se observar as variações dos extratos e métodos de

obtenção dos sais.


4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000

0

20

40

60

80

100

T(%

)


H1

H2

H3

L1

L2

L3

FIGURA 5.11 – Espectros de infravermelho da extração de sais.

TABELA 5.9 - Atribuição dos dados de IV da figura 5.11.

Frequência (cm-1

) Atribuição

H1 H2 H3 L1 L2 L3

3395 3450 Estiramento O-H (banda larga)

3120 3120 3120 3120 3120 Estiramento N-H (banda larga)

3040 3030 3050 3020 3010 3010 Estiramento C-H (aromáticos)

2920 Estiramento CH2 e CH3 ou NH3+

2860 2800 2850/2790 2790 2850 2800 Estiramento CH2 e CH3

2720/2680 Estiramento N-H (Sais de aminas)

2490 Estiramento N-H (Sais de aminas)

2310 Estiramento N-H (Sais de aminas)

2240/2200 Estiramento N-H (Sais de aminas)

2180 2140 2140 Estiramento N-H (Sais de aminas)

2050 2000 1990 2000 Estiramento N-H (Sais de aminas)

1730 1750 1710 1770 1775 1720 Estiramento C=N ou

1650 1620/1560 1660 Estiramento C=C

1460 1420 1400 1420 1450 Deformação assimétrica CH2

1400 1390 1380/1350 1390 1390 1390 Deformação assimétrica CH3

1230 1230 1270/1200 Estiramento C-N (aril-alquil-amina)

1130 Estiramento C-O (aril-alquil-éter)

1070 1070 1090 1090 Estiramento C-O (aril-alquil-éter)

Ao analisar a figura 5.11 e a tabela 5.9 tem-se que H2, L1, L2 e L3 são análogos,

apresentando bandas atribuídas às ligações N–H~ 3100 cm-1

. Relativo a classe de substâncias

em questão, temos que há a presença de ligações do estiramento C–H identificadas em 3000-


2800 cm-1

, geralmente indicam a existência de cadeias alifáticas. As bandas observadas entre

1750-1700 cm-1

foram atribuídas às ligações C=O e/ou – N=C. As vibrações entre 1300-1200

cm-1

estão associadas à ligação C–N. Geralmente vibrações observadas entre 1120-1045 cm-1

também podem ser atribuídos a grupos C–NH–C. Em geral, as amostras apresentaram os

mesmos grupos funcionais, diferindo apenas em relação ao espectro de H2.

A amostra H3, segundo Costa (2000) definico como alcalóides, apresenta o seu

espectro na região do infravermelho picos em 3450 cm-1

referentes ao estiramento N−H, suas

bandas de variação entre 3000-2800 cm-1

geralmente indicam a existência de cadeias

alifáticas. Sais de amônio secundários geralmente são identificados pelas diversas bandas

encontradass entre 2700-2000 e as bandas pouco intensas da ligação entre 2250- 2100 cm-1

podem ser indicativos de C≡C e C≡N sobrepostos por bandas mais intensas.

5.4.Compostos fenólicos

O processo de extração foi direcionado para taninos, e foi feito por dois tipos de

extração, metanólica e em acetona, de acordo com o fluxograma 5.5 e com as metodologias

adaptadas de Simões (2007). Nas extrações tanto em metanol como em acetona, ao final das

48 h de contato do extrato com o material, observou-se a formação de uma névoa entre a parte

solúvel em metanol e o precipitado e que a exaustão não tinha ocorrido na extração com

acetona e optou-se por um novo tratamento descrito no fluxograma 5.5.


Tegumento da castanha de cajú (25g)

Solúvel Precipitado (Ppt) + névoa

Solúvel Ac. Etila Névoa + Ppt

Solúvel n-butanol Nevoa + Ppt

Solúvel em MeOH quente

MeOH Quente

(2 x 20mL)

n - butanol

(2 x 20mL)

Acetato de Etila

(2 x 20mL)

500 mL MeOH 70%/ Acetona

FLUXOGRAMA 5.5 - Extração e isolamento de taninos em solvente polar/apolar.

Com esse tratamento obteve-se 8 amostras que foram concentradas em rotaevaporador

e banho, cujos rendimentos estão descritos na tabela 5.11.

TABELA 5.11 – Rendimento das frações da extração de taninos obtidas do

fluxograma 5.5.

Extração Fração Rendimento (g) Percentual

residual (%)

Acetona Solúvel em Acetona 4,66 18,63

Acetona Solúvel em Ac. etila 4,51 22,18

Acetona Solúvel em n-Butanol 12,7 80,23

Acetona Solúvel em MeOH (quente) 0,32 10,26

Metanol Solúvel em MeOH 10,57 42,27

Metanol Solúvel em Ac. etila 1,81 12,51

Metanol Solúvel em n-Butanol 2,06 16,32

Metanol Solúvel em MeOH (quente) 2,17 20,57

Fazendo um comparativo dos sistemas de extração tem-se que o metanol teve maior

rendimento inicial, acompanhado da fração polar n-butanol após a retirada de compostos

apolares na extração com acetona. Todas as amostras resultantes foram concentradas em

banho e testadas qualitativamente para a presença de fenóis, taninos, antocianinas,

antocianidinas, flavonóides, leucotocianidinas, catequinas, flavonas, flavonóis, flavononois e

xantonas. A tabela 5.12 demonstra os resultados para os testes de compostos fenólicos com a


finalidade de se observar não só a extração de taninos, mas também de outros compostos da

mesma classe.

TABELA 5.12 – Testes qualitativos para compostos fenólicos das extrações de taninos.

Extração Amostra Teste 1 Teste 2 Teste 3 Teste 4 Teste5

Acetona Solúvel em

Acetona

Presença de taninos

condensados ou

catéquicos

Flavonóis

Possível

presença de

catequinas

-- --

Acetona Solúvel em Ac.

Etila -- -- Flavanonas - -

Acetona Solúvel em n-

Butanol

Possível presença

fenóis e taninos

condensados ou

catéquicos

- -- - -

Acetona Solúvel em MeOH

(quente) Taninos condensados

ou catéquicos Flavonóis - - -

Metanol Solúvel em MeOH Presença de taninos

condensados ou

catéquicos

Flavonóis Flavanonas Positivo Positivo

Metanol Solúvel em Ac.

etila -- -- -- -- --

Metanol Solúvel em n-

Butanol

Possível presença de

taninos condensados

ou catéquicos

Resultado

confuso

Possível

presença de

flavanonas

Possível

presença

de

flavanonas

--

Metanol Solúvel em MeOH

(quente) Possível presença de

fenóis

Resultado

confuso

Possível

presença de

flavanonas

-- --

Teste 1: teste para fenóis e taninos. Teste 2: teste para antocianinas, antocianidinas e flavonoides. Teste 3: teste

para leucotocianidinas, catequinas e flavonas. Teste 4: teste para flavonas, flavonóis, flavononois e xantonas.

Teste 5: teste para confirmação de catequinas.

Comparando os resultados da tabela 5.12, relativo ao solvente extrativo tem-se que a

extração com metanol obteve todos os testes positivos para compostos fenólicos, seguida da

extração com n-butanol e acetona. Conclui-se que o extrato metanólico na extração de

compostos fenólicos apresenta maior rendimento, melhor identificação e facilidade de

extração, sendo o melhor solvente para a extração de compostos fenólicos do tegumento.

Ao final da caracterização e isolamento dos compostos mais proeminentes do

tegumento da castanha de cajú, optou-se por usar os compostos fenólicos, por serem de fácil

extração, caracterização e terem um melhor rendimento, em uma aplicação de interesse

comercial e tecnológico para avaliar seu potencial frente à outros produtos sintéticos no

mercado e a substituição deste por um produto natural.


5.5. AVALIAÇÃO DO POTENCIAL DO TEGUMENTO DA CASTANHA DE CAJÚ

(ANACARDIUM OCCIDENTALE) COMO INIBIDOR DE OXIDAÇÃO EM

ÓLEOS VEGETAIS.

5.5.1. Caracterização dos antioxidantes naturais

Os extratos do TCC foram avaliados quanto a sua solubilidade, avaliação por UV e IV,

atividade antioxidante e teor de compostos fenólicos.

Caracterização física

As solubilidades dos extratos elaborados foram avaliadas em diversas soluções e óleos

para facilitar as futuras análises e aplicações, como uma das metodologias de escolha dos

óleos usados para avaliação do potencial antioxidante, conforme a tabela 5.13.

TABELA 5. 13 – Solubilidade dos extratos do TCC.

Amostra Solúveis Pouco solúvel

MF

(Extrato metanólico à frio)

Éter, etanol, metanol,

octano, heptano, metanol:

água (90 e 80%), óleo de

canola, óleo de girassol.

CHCl3, hexano, acetato de

etila e metanol:

CHCl3(90%).

MDF

(Extrato metanólico

desengordurado à frio)

Octano, heptano, metanol:

água (90 e 80%), metanol:

CHCl3, óleo de canola e

óleo de girassol.

Éter, CHCl3, hexano,

acetato de etila, metanol:

CHCl3(90%).

MQ

(Extrato metanólico à quente)

Etanol, octano, metanol:

água (90 e 80%), óleo de

canola, óleo de girassol.

CHCl3, éter, acetato de

etila, metanol:

CHCl3(90%).

MDQ

(Extrato metanólico

desengordurado à quente)

Etanol, metanol, heptano,

metanol: água (90 e 80%),

óleo de canola, óleo de

girassol.

Éter, CHCl3, hexano,

octano, acetato de etila,

metanol: CHCl3(90%).

Com base nos resultados da tabela 5.13 observa-se que, dos óleos que foram pré-

selecionados, o extrato do TCC somente foi solúvel no óleo de canola e girassol em todas as

condições de extração testadas.

Os compostos fenólicos possuem uma faixa de absorbância em UV-vis é uma das

formas de observar a incidência de compostos fenólicos é a varredura UV. Os dados da figura


4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000

30

40

50

60

70

80

90

100

T(%

)


MF

MDF

MQ

MDQ

5.12 coincidem com a literatura, que indica a presença da molécula fenólica através dos picos

com absorção em 210-240 e 270-287 (SILVERSTEIN, 2006).

FIGURA 5.12 - Varredura no UV-vis dos extratos metanólicos em diferentes

concentrações.

A análise no infravermelho foi usada como auxiliar na elucidação de estruturas

químicas. A figura 5.13 mostra a transmitância de cada um dos extratos utilizados e observa-

se que todos contêm basicamente os mesmos grupos funcionais, mas com intensidades

diferentes.

FIGURA 5.13 –

Infravermelho

dos extratos do

TCC.

100 200 300 400 500 600 700 800

0

1

2

3

4

Ab

sort

ivid

ad

e

Absorbância (nm)

MDF (0,01g/mL)

MDF (0,001g/mL)

MF (0,01g/mL)

MF (0,001g/mL)

MQ (0,01g/mL)

MQ (0,001g/mL)

MDQ (0,01g/mL)

MDQ (0,001g/mL)


Observa-se que em todos os extratos há a evidencia de uma composição polimérica

com a hidroxila, a associação a compostos carboxílicos de cadeias longas e a presença de

aromáticos (C=C), assim, mais uma vez, comprova-se a presença de compostos fenólicos e

que os extratos desengordurados obtiveram maior intensidade, como era de se esperar, pois a

maioria dos compostos fenólicos são polares.

Composição fenólica

A composição fenólica pode também ser quantificada por meio da quelação ao Folin-

Cicauteau, este podendo ser quantificado em relação ao ácido gálico. Os resultados obtidos

são apresentados na tabela 5.14.

TABELA 5.14 – Análise de compostos fenólicos totais dos extratos.

Extratos EAG (mg/gextrato) EAG (gextrato/ mg/mL ác.gálico)

MF 297,084±0,44 12,424

MDF 321,255±0,11 12,885

MQ 310,290±0,14 12,272

MDQ 327,035±0,30 13,163

Resultados expressos como média ± desvio padrão (p<0,05).

Ao observar os valores obtidos e apresentados na tabela 5.14 nota-se que os extratos

desengordurados obtiveram maior concentração de compostos fenólicos e que a extração à

quente foi a mais eficiente. Lim et al. (2004), ao diversificar as extrações em diferentes

solventes e métodos que variaram a temperatura, mostrou que para a extração de compostos

fenólicos em tegumento do amendoim o extrato metanólico e elevadas temperaturas

forneceram maiores resultados em Compostos Fenólicos Totais (CFT).

O metanol como solvente aumentou consideravelmente a extração de compostos

fenólicos em ralação a outros estudos do tegumento da castanha de cajú, observando ainda

pela tabela 5.13 que o desengorduramento, assim como o tipo de extração (quente/frio),


influenciou sua concentração, resultados esses confirmados na literatura por Mazzeto et al.

(2009), Kamath e Rajini (2007) e Chandrasekara e Shahidi (2011).


Atividade antioxidante

A atividade antioxidante (AA%) pode ser medida por diversos métodos e a

descoloração do β-caroteno tem sido amplamente utilizada nessa medição em extratos

vegetais (MADHUJITH; AMAROWICZ; SHAHIDI, 2007; SHAHIDI; ALASALVAR;

LIYANA-PATHIRANA, 2007; WIJERATHNE; AMAROWICZ; SHAHIDI, 2006).

Obteve-se as AA% dos extratos por ensaio em comparação ao β- caroteno, relativo ao

tempo de análise, cujos resultados estão representados na figura 5.14. Observou-se uma queda

exponencial na oxidação do ácido linoleico, onde os extratos metanólicos à quente foram mais

efetivos do que aqueles provenientes da extração à frio. Ao se avaliar o percentual de inibição

tem-se a seguinte ordem MQ>MDQ>MDF>MF, respectivamente (95,86; 94,68; 95,63;

94,13), mas estatisticamente não há diferenças significativas entre os extratos (p= 0,0006%;

p<0,05%) (Tabela 5.15).

FIGURA 5.14 – Atividade antioxidante dos extratos relativo ao tempo.

Pérez-Jiménez e Saura-Calixto (2006) descrevem que as diferenças na atividade

antioxidante, quando são utilizados diferentes solventes extratores, podem ser maiores se a

amostra analisada for um alimento, visto que representa uma matriz complexa de diferentes

0 20 40 60 80 100 120

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

Ativid

ad

e a

ntio

xid

an

te (

b-

ca

rote

no

)

Tempo (min)

MF

MDF

MQ

MDQ

Controle

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0308814611007783#b0110





componentes, que podem estabelecer, entre si e com os solventes, inúmeras e diferentes

interações.

Tabela 5.15 – Percentual de inibição antioxidante em β-caroteno/Ac. Linolêico.

Extrato AA (%)

MF 94,13±0,015

MDF 94,62±0,047

MQ 95,86±0,005

MDQ 94,68±0,008


Estatisticamente a correlação entre a quantidade de compostos fenólicos e a atividade

antioxidante foi positiva, mas não apresentou valores expressivos. No caso de óleos, há um

fato a ser questionado, pois a propriedade antioxidante dos extratos tende a ser dependente da

solubilidade no composto, no caso ácido linoleico. Em uma emulsão em óleo, como é o caso

da análise, os antioxidantes hidrofílicos são mais efetivos do que os hidrofóbicos, uma vez

que atuam na interface óleo-água (FRANKEL; HUANG, 1994; PORTER, 1993). Entretanto,

ao considerar a solubilidade, tem-se que questionar que os antioxidantes hidrofóbicos inibem

a oxidação na fase lipídica das emulsões, na qual os compostos fenólicos encontram-se em

equilibrio com a água, emulsificante (Tween 20), micelas e fase lipídica, aumentando sua

propriedade hidrofílica, com consequente aumento da inibição da oxidação lipídica (SAIJA et

al., 1995).

No trabalho realizado é possível que os compostos fenólicos do extrato metanólico

tenham atingido este equilíbrio, enquanto que os dos extratos metanólicos desengordurados

tenham permanecido prioritariamente na fase lipídica do sistema, justificando, assim, as ações

antioxidantes serem consideradas estatisticamente semelhantes e a baixa correlação com a

quantificação fenólica. Ressalta-se que a atividade antioxidante de vegetais não é

especificamente resultante de uma única classe de composto fitoquímico, mas do efeito

sinergético de todos os compostos, embora haja uma maior relação de certos compostos com a

atividade antioxidante.

5.6. Eficiência do refino de óleos vegetais em escala laboratorial

Vários processos de refino dos óleos brutos de canola e girassol foram testados,

variando as concentrações, volumes, temperatura e tempo. A variação destas constantes

físicas e químicas foram acompanhadas durante todo o processo do refino em escala

laboratorial e, devido às suas respostas quanto as suas características químicas e físicas


visíveis e observadas por meio de análises especificas, definiu-se o processo de refino mais

adequado para os óleos estudados.

Ao acompanhar o processo de tratamento dos óleos de canola e girassol, observou-se

que à medida em que se eliminava as impurezas na degomagem, tais como os fosfolipídios ou

fosfatídeos (gomas e lecitinas), açúcares, resinas, fragmentos de proteínas, insolúveis em óleo

e solúveis em água não houve variações significativas confirmadas pelos índices de acidez,

iodo ou peróxido.

Após o segundo tratamento (neutralização) observou-se que ao neutralizar os ácidos

graxos livres e eliminar o glicerol, carboidratos, resinas e metais em forma de sabões, houve

um acentuado declínio dos índices de acidez, iodo e peróxido, deixando os óleos neutralizados

com as mesmas características dos óleos industrializados.

Os óleos de canola e girassol, apresentados na tabela 5.16, mostram, através dos

resultados das análises químicas das diferentes etapas de refino estudadas, que o tratamento

elaborado se mostrou satisfatório e o processo de refino atingiu os resultados esperados em

comparação aos óleos industrializados.

TABELA 5.16 - Caracterização química dos óleos de canola e girassol em diferentes estágios.

Óleos Índice de acidez

(%ac.oleico)

Índice de iodo Índice de peróxido

(meq/10Kg da amostra)

Canola Industrializado 0,905±0,157 154±nd 2,030±0,112

Canola bruto 5,457±0,052 258±nd 1,996±0,056

Canola degomado 5,577±0,138 256±0,001 2,029±0,057

Canola neutralizado 0,814±0,001 154±0,001 2,063±0,096

Girassol industrializado 0,935±0,138 102±nd 0,229±0,057

Girassol bruto 1,356±0,001 51±0,001 0,098±nd

Girassol degomado 1,326±0,052 154±0,001 0,098±nd

Girassol neutralizado 0,813±0,001 103±0,001 0,098±nd


De acordo com os resultados obtidos é possível observar que as amostras analisadas

estão dentro dos parâmetros de identidade especificados pela legislação brasileira (BRASIL,

2006). Após o refino, o índice de peróxido no óleo de canola não teve variações significativas

e o óleo de girassol apresentou valores entre 0,098 e 0,229 mEq/Kg. Porém ambos os óleos


tiveram seus indices bem inferiores aos valores máximos admitidos que, segundo a ANVISA

(1999), não deve ultrapassar o valor de 10 meq/1000g de amostra.

Os óleos apresentaram valores para o índice de acidez variados entre 0,8 e 5,5%

podendo ser considerado de ótima qualidade. Os óleos neutralizados podem ser classificados

comercialmente como óleo do tipo 1. Conforme Santos et al. (2001), o óleo com acidez

inferior a 1% é classificado, comercialmente, como óleo industrial do tipo 1 e, quando o óleo

apresentar no máximo 3% de acidez livre, é reconhecido como do tipo 3.

Assim, após vários testes, tem-se que a metodologia testada para o refino dos óleos

brutos de canola e girassol demonstraram resultados satisfatórios e dentro dos padrões para

óleos vegetais comestíveis.

5.7. Efeitos dos diferentes antioxidantes derivados do TCC nos óleos de canola e

girassol sob a estabilidade oxidativa

A oxidação lipídica é um fenômeno espontâneo e inevitável, com uma implicação direta

no valor comercial quer das matérias graxas, quer de todos os produtos que a partir deles são

formulados (SILVA; BORGES; FERREIRA, 1998). A estabilidade de um óleo é determinada

por meio de testes da oxidação acelerada sob temperaturas elevadas, pois para seu

acompanhamento em condições naturais é necessário um período muito longo. Após os óleos

serem padronizados e refinados, foram submetidos a um envelhecimento de 72h com e sem

antioxidantes. Os testes foram acompanhados por análises a cada intervalo preestabelecido e

avaliadas as eficácias antioxidantes dos extratos em OC e OG nas análises de IA, IP,

absortividades UV e estabilidade em PetroOxy, no qual foram determinadas como índice de

oxidação lipídica, por ser o indicativo mais usado para expressá-la (MEHLENBACHER,

1960; VANHANEN; SAVAGE, 2006). Os estudos foram realizados a 70 °C em estufa,

temperatura considerada ideal, pois à temperaturas mais elevadas os peróxidos irão se

decompor rapidamente (DUH; YEN, 1997; MARIOD; FATHY; ISMAIL, 2010).

Os antioxidantes testados foram MF, MDF, MQ e MDQ, comparados com o BHA,

cujos os resultados serão apresentados e discutidos a seguir.


Tab

ela

5.1

7 -

Ín

dic

e de

acid

ez d

os

óle

os

de

gir

asso

l e

canola

com

e s

em a

açã

o d

e an

tioxid

ante

s

5.7.1. Índice de acidez (IA)

Os resultados da determinação do índice de acidez para as amostras dos óleos de

girassol e canola com e sem antioxidantes naturais derivados do TCC e sintético (BHA) são

mostradas na tabela 5.17 e figuras 5.15(a) e (b). Os valores apresentados na tabela 5.17

representam os valores médios de quatro análises por amostra.


FIGURA 5.15 - Índice de acidez dos óleos de canola (OC) (a) e de girassol (OG) (b) nos

diferentes tempos de oxidação e antioxidantes.

(a) (b)

Ao analisar os dados da tabela 5.16 e das figuras 5.15 (a) e (b), nota-se que o aumento

da acidez titulável foi gradual em relação ao tempo. Os dados apresentados na Tabela 5.16

mostram claramente que o IA do OC armazenado foi afetado pela adição dos extratos

metanólicos do TCC. A acidez do óleo de canola se comportou de forma variada e muito

acelerada, estes aumentos abruptos são consequência da formação de produtos de reações

decorrentes da oxidação dos lipídios, que geram compostos que aumentam a acidez do meio,

acrescidos com ácidos fenólicos existentes no TCC e à produção de ácido orgânico (AL-

BACHIR, 2004; ALVES et al, 2009; FUSE et al., 1997; YUAN et al., 2006). Mas, mesmo

assim, os antioxidantes provenientes do TCC levaram os óleos de canola e girassol à baixos

índices de acidez em relação aos óleos sem antioxidantes. No óleo de girassol chegou a ser

menor ou igual ao BHA (0,814 % ác. Oleico) após 72h, vide figura 5.15 (b), MF e MDQ

(0,813 e 0,752 % ác. Oleico, respectivamente) mostrando uma maior estabilidade e variações

não significativas durante os testes de oxidação acelerada. Já para o óleo de canola, o BHA foi

o que mais reduziu a acidez titulável, após 72h de experimento, seguido do MDQ e MDF,

destacando-se por se mostrar estável durante todo o ensaio oxidativo. A Agência Nacional de

Vigilância Sanitária (BRASIL, 1999) estabelece uma acidez máxima de 2% para óleos e

gorduras vegetais não refinados. Os valores máximos nos dois ensaios e em todos os

antioxidantes utilizados apresentaram valores inferiores ao exigido pela legislação, indicando

que os antioxidantes preservaram a integridade dos triglicerídeos.

a b c d e f g

0,4

0,5

0,6

0,7

0,8

0,9

1,0

Índ

ice

de

ácid

ez (

% á

c.o

leic

o)

Tempo (h)

a b c d e f g

0,4

0,6

0,8

1,0

Índ

ice

de

ácid

ez (

%á

c.o

leic

o)

Tempo (h)

MQ

MF

MDQ

MDF

BHA

0ppm

0 4 8 12 24 48 72 0 4 8 12 24 48 72


5.7.2. Índice de peróxido (IP)

O hidroperóxido é o produto primário da oxidação de lipídeos; por conseguinte, a

determinação do valor de peróxido pode ser utilizada como um índice para a fase inicial de

oxidação de lipídeos. De modo geral, pode-se afirmar que o óleo de baixa qualidade terá um

período de indução mais curto. Neste estudo, o método do tiocianato de ferro foi utilizado

para medir a alteração do hidroperóxido nos óleos de canola e girassol e a ação de

antioxidantes naturais extraídos do TCC e compará-los ao antioxidante sintético (BHA), em

relação aos óleos sem antioxidantes, durante o período de 72h em estufa à 70°C. Os

resultados da influência dos antioxidantes são apresentados na figura 5.16.

FIGURA 5.16 - Índice de peróxido dos óleos de girassol (a) e canola (b) versus os tempos de

oxidação acelerada utilizando diferentes antioxidantes.

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

Índ

ice

de

Pe

róxid

o (

mE

q/K

g)

Tempo (h) 0 4 8 12 24 48 72

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

Índ

ice

de

Pe

róxid

o (

mE

q/K

g)

Tempo (h)

Legenda:

MQ

MF

MDQ

MDF

BHA

0ppm

0 4 8 12 24 48 72

(a)

(b)

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

Índ

ice

de

Pe

róxid

o (

mE

q/K

g)

Tempo (h)

Legenda:

MQ

MF

MDQ

MDF

BHA

0ppm

0 4 8 12 24 48 72


Foi observado um aumento contínuo no IP com o tempo de armazenamento para todas

as amostras de óleo (Figura. 5.16 a e b), ficando mais visível após 24 h de oxidação acelerada.

Todos os extratos mostraram uma atividade antioxidante maior em comparação com a

amostra de controle após 0, 4, 8, 12, 24, 48 e 72h (P <0,05), ou seja, inibindo a formação de

hidroperóxidos.

Ao observar a Figura 5.16 (a) nota-se que o antioxidante natural MDF em óleo de

girassol manteve o índice de peróxido constante a 1,973 mEQ/10Kg de 4h a 72h da oxidação,

diferentemente do BHA que variou o IP e teve após 72h de oxidação acelerada um valor de

2,959mEQ/10Kg de peróxidos e hidroperóxidos formados, mostrando a eficácia deste

antioxidante natural frente ao antioxidante industrial, com ação inibitória de 30%.

Nos testes oxidativos feitos com óleo de canola, figura 5.16 (b), observou-se que o

mesmo antioxidante natural MDF (2,491mEq/10Kg) se destacou entre os demais e em relação

ao BHA, e ao final da oxidação este teve uma ação inibitória 16,5% maior que o BHA

(3,034mEq/10Kg) e 35% mais eficiente na inibição da formação de peróxidos em relação à

amostra sem antioxidante (3,846 mEq/10Kg).

O óleo de girassol se mostrou mais estável em relação ao óleo de canola e com menor

formação de hidroperóxidos, após as 72h de oxidação acelerada em estufa a 70°C,

visivelmente notado no gráfico da figura 5.16. Depois que o período de indução é alcançado,

o nível de hidroperóxidos aumenta rapidamente, indicando o início do processo de oxidação

global, observado claramente na amostra sem antioxidante e que os antioxidantes naturais

retardaram esta etapa de término da oxidação e que no óleo de girassol ela é mais marcante.

Isto ocorre devido ao óleo de girassol conter antioxidantes próprios como o sesamol,

sesamolina e tocoferol, formados após as condições de temperaturas implantadas no estudo

(YEN, 2012).

Os teores máximos de IP para os óleos de canola e girassol com os antioxidantes

derivados do TCC foram 3,503 e 3,493mEq/10Kg, que são muito menores do que os de óleo

de girassol estabilizado com extrato de gengibre (HE et al., 1999), óleo de canola (SHAHIDI;

JANITHA; WANASUNDARA, 1992) e óleo de canola estabilizados por alguns antioxidantes

naturais (BANDONIENE et al., 2000). Estes dados sugerem a superioridade de extratos do

tegumento da castanha de cajú em relação ao antioxidante sintético estudado, devido à sua

eficácia por longo prazo e estabilidade (SHAHIDI; WANASUNDARA, 1997).

No gráfico da figura 5.17, tem-se a análise de superfície de resposta dos índices de

peróxido e acidez em relação ao tempo de oxidação acelerada em forno Schaal e nele pode-se


observar que o óleo de canola apresenta os menores índices até as primeiras quarenta horas de

envelhecimento, confirmando sua maior estabilidade em relação ao óleo de girassol, já citada.

FIGURA 5.17 - Gráfico de superfície do IP versus IA e o tempo de oxidação acelerada

dos óleos de canola (a) e girassol (b).

Ainda na figura 5.17, observa-se que o óleo de girassol tem um aumento gradual dos

índices de acidez e peróxido correlacionados e que sua maior aceleração do envelhecimento

se deu por volta de 40h de análise em forno schall.

5.7.3. Dienos (DC) e trienos (TC) conjugados

(a)

(b)


Geralmente, a determinação da absortividade a 232nm e a 270nm são indicativos do

estado de oxidação do óleo, revelando a presença de seus compostos secundários. No

processo oxidativo dos ácidos graxos poliinsaturados há a formação de hidroperóxidos e o

deslocamento das duplas ligações, com consequente formação de dienos conjugados

(DC), que absorvem a 232 nm, refletindo assim no grau de formação de produtos primários da

oxidação (GUTIERREZ; REGITANO-D ARCE; RAUEN-MIGUEL, 1997; JADHAV, 1996).

As cetonas e as cetonas insaturadas são consideradas como produtos secundários da oxidação,

apresentam um máximo de absorção a 270nm. Assim, é possível acompanhar e separar

estágios de evolução oxidativa com base na relação E270nm/E232nm: quanto maior o valor da

absorbância a 232 nm, mais elevado será o conteúdo em peróxidos, correspondendo, portanto,

ao início do processo de oxidação; já quanto maior for o valor de absorbância a 270nm, maior

será o teor de produtos secundários presentes (SRINIVASAN; XIONG; DECKER, 1996). O

aumento no conteúdo do DC e do TC é proporcional à absorção de oxigênio. À medida em

que os níveis de DC e TC aumentam o oxigênio dissolvido nos óleos aumenta

proporcionalmente e menor será a estabilidade oxidativa dos óleos (BUSHA et al., 2007;

CHATHA et al., 2006; IQBAL; BHANGER, 2007).

A figura 5.18 (a, b, c e d) mostra a formação de dienos conjugados (DC) e trienos

(TC), nos óleos de canola e girassol, respectivamente, com e sem antioxidante sob o processo

de oxidação acelerada em função do tempo de armazenamento.

O conteúdo de DC e TC continuou a aumentar em função do aumento do tempo de

armazenamento. Um padrão regular de aumento foi observado em todas as amostras. No

entanto, a taxa de aumento foi variável quanto ao antioxidante e ao óleo em análise. Nota-se

na figura 5.18 que os valores dos coeficientes de extinção a 232 nm foram menores que os

determinados a 270 nm, isso se deve à reação de formação de dienos conjugados, iniciadores

e propagadores da reação de oxidação de óleos e gorduras, para posterior etapa de finalização

com a formação de trienos conjugados, os quais são analisados a 270 nm.


0 12 24 36 48 60 72

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Ab

so

rtiv

ida

de

a 2

32

nm

(Ó

leo

de

gir

assol)

Tempo (h)

0 12 24 36 48 60 72

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Ab

so

rtiv

ida

de

a 2

32

nm

(Ó

leo

de

ca

no

la)

Tempo (h)

0 12 24 36 48 60 72

0

1

2

3

4

Ab

so

rtiv

ida

de

a 2

70

nm

(Ó

leo

de

gir

asso

l)

Tempo (h)

MQ

MF

MDQ

MDF

BHA

0ppm

0 12 24 36 48 60 72

0

1

2

3

4

Ab

so

rtiv

ida

de

a 2

70

nm

(Ó

leo

de

ca

no

la)

Tempo (h)

MQ

MF

MDQ

MDF

BHA

0ppm

(d) (c)

(b) (a)

FIGURA 5.18 – Formação de dienos (232 nm) e trienos (270nm) conjugados, extinção

específica versus o antioxidante e o tempo de oxidação acelerada nos óleos de canola (a) e (b)

e girassol (c) e (d).

Observa-

se ainda na figura 5.18 que a amostra controle (0ppm) apresentou maior presença de dienos

conjugados, verificado através dos maiores valores de absorção específica no UV a 232 nm

em óleo de girassol em função do tempo e em quase todos os tempos do óleo de canola, onde

houve uma sinergia com o antioxidante e o extrato MF que apresentou uma elevada presença

de dienos conjugados. O óleo de canola demonstrou maior estabilidade na formação de dienos

e trienos. Todos os óleos tiveram menores valores de trienos, demonstrando que o processo de

refino elaborado para os óleos eliminou uma boa quantidade de substâncias indesejáveis na

estabilidade dos óleos vegetais e que o baixo percentual da extinção específica para os trienos

conjugados demonstram que os óleos não chegaram na fase de terminação da auto-oxidação,

como já relatado anteriormente por meio de outras análises, pois não houve a intensa


formação de produtos secundários e terciários da oxidação, como aldeídos e cetonas

insaturadas.

O óleo de girassol apresentou maiores valores de DC e TC. A presença de elevados

teores de DC pode ser relacionada com as maiores quantidades de ácidos graxos poli-

insaturados (AGP) (LIU; WHITE, 1992) no óleo de girassol, que no óleo de canola. Trienos

conjugados podem ser produtos da desidratação de hidroperóxidos de dienos conjugados,

assim explicando os valores mais elevados do óleo de girassol frente ao de canola

(FISHWICK; SWOBODA, 1977).

As amostras contendo o antioxidante sintético BHA apresentaram comportamento

intermediário em todos os tempos e óleos. Por outro lado, as amostras contendo os

antioxidantes MDQ>MDF>MQ foram as que tiveram menores valores de absorbância no UV

a 232 e 270 nm, devido a menor presença de compostos secundários, o que lhes confere maior

eficiência quanto à inibição da oxidação, indicando potencial antioxidante dos componentes

dos extratos metanólicos do tegumento da castanha de cajú (LIU; WHITE, 1992).

A determinação do DC e TC é uma boa medida do estado oxidativo de óleos (YOON;

KIM, 1994) e, portanto, um bom indicador da eficácia dos antioxidantes testados. A absorção

a 232 nm e 270 nm foi correlacionada com os índices de acidez e de peróxido, devido à

formação de compostos primários e secundários de oxidação, no qual o óleo de canola e de

girassol apresentaram correlações positivas e boa concordância com o do IP e IA (Tabela

5.18).

TABELA 5.18 – Correlações entre os índices de acidez e de peróxido dos óleos de

canola e girassol com DC e TC.

Interações Óleos

Canola Girassol

I.Acidez X DC 0,74 0,72

I.Acidez X TC 0,26 0,24

I.Peróxido X DC 0,72 0,60

I.Peróxido X TC 0,29 0,40

Ao avaliar as concordâncias nos dados de IA e IP, apresentados constatou-se a falta de

produtos finais da oxidação, obtidos pela decomposição de hidroperóxidos, que estariam

evidenciados em uma elevada correlação do IP e os TC, o que não ocorreu nos óleos de


0b 4b 8b 12b 24b 48b 72b

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

20

Fa

tor

de

pro

teçã

o (

%)

Tempo (h)

MQ

MF

MDQ

MDF

0a 4a 8a 12a 24a 48a 72a

0

5

10

15

20

25

30

35

Fa

tor

de

pro

teçã

o (

%)

Tempo (h)

canola e girassol, confirmando que o tratamento e os antioxidantes utilizados elevaram a

estabilidade dos óleos, prolongando os estágios de degradação oxidativa dos óleos.

5.7.4. Método ASTM D7545 (PetroOXY)

Nestas análises foram avaliados todos os pontos da oxidação acelerada proporcionada

em forno Schaal com e sem antioxidantes, no qual foi avaliado se após indução à oxidação o

óleo ainda teria a proteção do antioxidante, para isto utilizou-se o PetroOXY.

Na figura 5.19 observa-se a atividade antioxidante de cada extrato que pôde ser

estudada pelo seu fator de proteção de cada óleo vegetal com e sem a dosagem do extrato, no

estado anterior e após a oxidação acelerada.

FIGURA 5.19 – Fator de proteção (%) dos antioxidantes naturais em relação aos óleos

de canola (a) e girassol (b) sem antioxidante.

Entre os óleos estudados o óleo de canola apresentou uma melhor estabilidade termo-

oxidativa, quando comparado ao de girassol. Observa-se que os extratos avaliados nesse

estudo apresentaram atividade antioxidante em praticamente todas as corridas, em particular

para o óleo de canola nos tempos de 12-24h da oxidação acelerada, no qual a atividade pode

ser melhor evidenciada. Em relação ao óleo de girassol, o melhor desempenho do antioxidante

após os testes em forno schaal foi para 4h de oxidação acelerada. Após 72h de ensaios

experimentais, notou-se que os óleos enriquecidos com os extratos MDQ e MDF depois de

uma nova oxidação acelerada em PetroOXY ainda se mantinham ativos no óleo de canola,


enquanto para o óleo de girassol somente o MF ainda não tinha sido totalmente consumido e

se mantinha em atividade.

Em geral, os resultados explicitados nesta tese sob perspectiva da atividade

antioxidante em cada extrato, apresentaram melhor desempenho dopado com óleo de canola.

Podemos destacar que quanto a estabilidade oxidativa dos óleos vegetais, o óleo de

canola apresentou maior estabilidade frente ao óleo de girassol, independente da ação dos

antioxidantes utilizados. Uma possível explicação pode estar relacionada ao número de

insaturações dos componentes dos óleos, pois a susceptibilidade da molécula à degradação

térmica e oxidativa está diretamente relacionada a quantidade de insaturações, pode-se

destacar os ácidos linoléico (C18:2) e linolênico (C18:3) como os de maior influencia na

degradação, devido as suas duplas ligações. O óleo de canola apresenta em sua composição

15-30% de C18:2, enquanto o óleo de girassol possui 55-75% de C18:2, fazendo com que o

óleo de canola apresente uma menor tendência a oxidação, conforme observado pelos maiores

fatores de proteção mostrados na figura 5.20 e tabela 5.18.

Em comparação aos antioxidantes, observou-se uma maior sinergia dos antioxidantes

naturais com o óleo de canola. Extratos desengordurados como o MDQ e MDF obtiveram

melhores respostas na estabilidade oxidativa, sendo estes mais polares e com maior

quantidade de compostos fenólicos em sua composição.

Como já ressaltado anteriormente, a atividade antioxidante não depende somente do

composto fitoquímico, mas também da sinergia dos compostos presentes em todo o meio.

Porter et al. (1989) e Frankel (1996) comentam em seus estudos que a presença de compostos

fenólicos hidrofílicos em óleos e sua elevada atividade antioxidante podem ser explicados

pelo chamado "paradoxo polar", no qual os antioxidantes polares em sistemas ricos em

lipídios, ou seja, em meios apolares, são mais eficazes que antioxidantes apolares e vice-

versa. Isso pois os compostos fenólicos são polares, e em interfaces ar-óleo (uma baixa

quantidade de ar) têm uma função mais protetora contra a oxidação, interrompendo a

cadeia de propagação, do que o antioxidante lipofilico, tais como tocoferóis, que

permanecem em solução no óleo (HUAN; OU; PRIOR 2005; ROGINSKY; LISSI, 2005;

SHAHIDI; JANITHA; WANASUNDRA, 1992).

Outros fatores como a termodinâmica das fases em PetroOxy dos antioxidantes podem

afetar o resultado final da estabilidade no equipamento, como o caso em que o antioxidante


pode entrar em equilíbrio com a fase vapor durante a análise na cápsula e, assim, afetar os

resultados das amostras, pois segundo Bendini et al. (2007) os antioxidantes naturais

apresentam propriedades complexas, que entre as interfaces ar-óleo e óleo-água podem

interferir significativamente nas atividades de diferentes sistemas lipídicos.

Baseados em estudos na literatura em que os extratos contendo antioxidantes

naturais têm melhores rendimentos em concentrações bem maiores que a estudada na

figura 5.19 (200ppm), Cordeiro et al. (2013), Reda et al. (2010) e Taghvaei et al. (2014),

entre outros, usaram em seus estudos a concentração de 5000ppm de extratos com

antioxidantes naturais, pois os extratos são uma mistura de compostos em que a classe

principal estudada se encontra em maior quantidade, e obtiveram bons rendimentos.

Segundo a resolução RDC n.23/2005 da ANVISA, a concentração máxima de

antioxidantes sintéticos em óleos vegetais para a indústria alimentícia é de 200 ppm.

Visando uma possível aplicação industrial para óleos vegetais, foram realizados

experimentos utilizando uma concentração máxima de 5000 ppm dos extratos sintetizados,

fazendo um comparativo ao BHA (200) ppm (Tabela 5.19).

TABELA 5.19 –Fatores de proteção dos antioxidantes naturais (5000ppm) e do BHA

(200ppm) nos óleos de canola e girassol em diferentes tempos de oxidação acelerada.

Tempo (h)

Óleo de canola Óleo de girassol

Antioxidantes – Fator de proteção (%)

MQ MF MDQ MDF BHA MQ MF MDQ MDF BHA

0 275,2 357,2 698,8 639,9 202,6 204,5 166,7 462,7 315,6 422,6

4 132,3 343,7 306 123,6 175,3 135,9 147,9 219,5 213,5 477

8 111,8 151,2 141,2 -- 128,9 130,2 118,1 218,2 98,3 401,6

12 305,6 638,9 423,7 715,98 234,9 154,8 96,5 106,1 81,3 395,8

24 808,5 608,5 458 325,9 269,8 115,3 95,9 106 97,9 412,6

48 300,9 404,8 244,8 401,1 277,7 -- -- -- -- 355,3

72 -- -- 301,7 217,7 221,5 -- -- -- -- 248,7

-- Não avaliado devido a falta de material.

Observa-se na tabela 5.19, que para todos os pontos estudados do óleo de canola, com

exceção do ponto em 8h de oxidação acelerada em forno schaal, os extratos apresentaram

melhor atividade antioxidante que o BHA. Esta atividade também pode ser observada após

72h da dupla oxidação acelerada (Forno Schaal+PetroOxy). A baixa estabilidade do óleo de

girassol confirma os resultados discutidos nos parágrafos anteriores, uma vez que ao contrario


do óleo de canola, sua maior proteção se deu em 4h de oxidação acelerada, levantando a

hipótese anteriormente descrita sobre a sua degradação e ida ao estágio de propagação nas

análises de peroxidação e formação de dienos e trienos.

Capítulo 6

Conclusões


6. CONCLUSÕES

Caracterização do tegumento

O estudo fitoquímico dos constituintes do tegumento da castanha de cajú realizado nos

extratos lipofílicos e hidrofílicos indicaram a presença dos metabolitos: ácidos fixos fortes,

ácidos fixos fracos, ácidos graxos, alcalóides, antranóis, bases quartenárias, catequinas,

esteroides, fenóis, flavononas, flavonóis, quinonas, resinas, saponinas, taninos catéquicos,

taninos pirogáticos e triterpenóides, detectando constituintes ainda não revelados em outros

estudos.

A caracterização e isolamento de compostos do extrato apolar, alcalóides, sais de

amônio e compostos fenólicos, foram confirmados por meio de análises qualitativas

especificas, CCD e estudo no IV. Os resultados permitem concluir que no TCC há uma

expressiva quantidade de compostos fenólicos.

Refino em escala de bancada dos óleos de canola e girassol

Neste trabalho desenvolveu-se uma nova metodologia de refino, que permite a

obtenção dos óleos de canola e girassol serem classificados como Tipo 1, de acordo com os

padrões definidos pela ANVISA.

Potencial antioxidante do TCC em óleos vegetais sob oxidação

Os extratos metanólicos do tegumento da castanha do caju, apresentaram

representativa quantidade de compostos fenólicos e atividade antioxidante.

A adição de antioxidantes naturais foi eficaz para assegurar a estabilidade oxidativa

dos óleos vegetais refinados. Os óleos foram submetidos ao envelhecimento acelerado

permite concluir que o óleo de canola é mais estável e resistente a longos períodos de

estocagem do que o óleo de girassol.

Dentre os extratos observados, pode-se concluir que o desengorduramento favoreceu a

remoção de compostos não-antioxidantes e a extração previa de ácidos graxos livres


aumentou a concentração dos antioxidantes do tegumento da castanha de cajú. Os extratos

MDF e MDQ foram os que forneceram melhores resultados de IA, IP, DC e TC em relação

aos óleos semantioxidante e comparados ao antioxidante sintético BHA, inibindo a oxidação.

A oxidação acelerada dos óleos já oxidados foi feita no PetroOxy, onde se avaliou se

após cada período estudado em estufa ainda estaria propenso a oxidação e se os antioxidantes

estariam ativos mesmo após este tempo conclui-se que: o óleo de canola foi o que apresentou

o melhor resultado de estabilidade oxidativa sem a adição de antioxidantes e os extratos MDF

e MDQ continuaram como os melhores inibidores de oxidação nos dois óleos estudados.

A melhor concentração verificada para aditivação dos óleos vegetais com

antioxidantes naturais é de 0,5% ou 5000ppm. Ao comparar a atividade do BHA com os

antioxidantes naturais, estes aplicados aos óleos de canola e girassol, conclui-se que o

antioxidante sintético (BHA) foi mais eficiente no óleo de girassol e os antioxidantes naturais

no óleo de canola.

Frente a estes resultados, pode-se concluir que o subproduto do processamento da

castanha do caju (TCC) pode ser apontado como fonte de antioxidantes naturais, com

perspectiva de ser empregado no desenvolvimento de novos produtos podendo ser aplicados

em óleos vegetais para deter a oxidação lipídica.


Capítulo 7

Referências Bibliográficas


7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ABDON, A.P.; LEAL-CARDOSO, J.H.; COELHO-DE-SOUZA, A.N.; MORAIS, S.M.;

SANTOS, C.F. Antinociceptive effects of the essential oil of Croton nepetaefolius on mice.

Brazillian Journal of Medical and Biological Research, v.35, n.10, p.1215–1219, 2002.

ABIOVE. Estatística da capacidade instalada de óleos vegetais – 2013. Disponível em: http://

www.abiove.com.br. Associação Brasileira das Indústrias de Óleos Vegetais. Acesso em:

15 ago. 2015.

ABOU‐GHARBIA, H. A., SHAHIDI, F., SHEHATA, A. A. Y.; YOUSSEF, M. M. Oxidative

stability of extracted sesame oil from raw and processed seeds. Journal of Food Lipids, v.3,

n.1, p.59-72, 1996

ABUZAYTOUN, R.; SHAHIDI, F. Oxidative stability of flax and hemp oils. Journal of the

American Oil Chemists Society, V.83, p.855–861, 2006.

ADAMS, R.P. Systematics of multi-seeded eastern hemisphere Juniperus based on leaf

essential oils and RAPD DNA fingerprinting.Biochemical Systematics and Ecology, v. 27,

n. 7, p. 709-725, 1999.

AGNANIET, H.; MENUT, C.; BESSEIERE, J. Aromatic plants of tropical central Africa.

Part LII. Comparative study of the volatil constituents from barks of four Annonaceae species

growing in Gabon, Journal Of EssentialOil-Bearing Plants, v. 7, n. 3, p. 201-209, 2005.

AGUILAR, Y. M.; YERO, O. M.; ARIAS, A. E.; RODRÍGUEZ, F. S.; NAVARRO, M. V.

Chemical composition and phytochemical screening of leaf and shoot powder of Anacardium

occidentale L. (cashew tree). Composición química y tamizaje fitoquímico del polvo de

hojas y retoños del Anacardium occidentale l. (marañón), v. 17, n. 1, p. 1-10, 2012.

AHARONI, A.;JONGSMA, M.A.; KIM, T.-Y.; RI, M.-B.; GIRI, A.P.; VERSTAPPEN,

F.W.A.; SCHWAB, W. & BOUWMEESTER, H.J. Metabolic engineering of terpenoid

biosynthesis in plants. Phytochemistry reviews, v.5, p.49-58, 2006.

AHARONI, A.; GALILI, G. Metabolic engineering of the plant primary–secondary

metabolism interface. Current Opinion in Biotechnology, v. 22, n. 2, p. 239-244, 2011.

AHMAD, V. U.; RASOOL, N.; ABBASI, M. A.; RASHID, M. A.; KOUSAR, F.; ZUBAIR,

M.; EJAZ, A.; CHOUDHARY, M. I.; TAREEN, R. B. Antioxidant flavonoids from Pulicaria

undulata. Polish Journal of Chemistry, v.80. n.5, p.745-751, 2006.

AJILA, C.M.; BHAT, S. G.; PRASADA RAO,V.J.S. Valuable components of raw and ripe

peels from two Indian Mango varieties. Food Chemistry, London 102, 1006-1011. 2007.


AKOH, C. Oxidative stability of fat substitutes and vegetable oils by the oxidative stability

In: Method Journal of the American Oil Chemists Society, vol.71, n.2, pg. 211-216, 1994.

AL-BACHIR, M. Effect of gamma irradiation on fungal load, chemical and sensory

characteristics of walnuts (Juglans regia L.). Journal of Stored Products Research, v. 40, n.

4, p. 355-362, 2004.

ALBUQUERQUE, R.D.D.G. Estudo fitoquímico de folhas da espécie vegetal Xylopia

ochantha (Mart.). 2013. 94f. (Dissertação). Programa de Pós Graduação em Ciências

Aplicadas em Produtos pra Saúde. Universidade Federal Fluminense. Niteroi, RJ, 2013.

ALIAKBARIAN, B.; CASAZZA, A.A.; PEREGO, P. Valorization of olive oil solid waste

using high pressure–high temperature reactor. Food chemistry, v. 128, n. 3, p. 704-710,

2011.

ALLEN, J.C.; HAMILTON, R.J. Rancidity in foods. Ed. 3. Chapman & Hall Ltd., 1994.

ALMEIDA-DORIA, R. F.; REGITANO-D'ARCE, M.A.B. Antioxidant activity of rosemary

and oregano ethanol extracts in soybean oil under thermal oxidation. Food Science and

Technology (Campinas), v. 20, n. 2, p. 197-203, 2000.

ALMEIDA, E.; PORTELA, F.; SOUSA, R.; DANIEL, D.; TERRONES, M.; RICHTER, E.;

Behaviour of the antioxidant tert-butylhydroquinone on the storage stability and corrosive

character of biodiesel. Fuel, v.11, p.3480-3484, 2011.

ALONSO, E.; BOURZEIX, M.; REVILLA, E. Suitability of water ethanol mixtures for the

extraction of catechins and proanthocyanidins from Vitis vinifera seeds contained in a winery

by product. Seed Science and Technology, v.19, n.3, p.545-552, 1991.

ALVES, H.M. A diversidade química das plantas como fonte de fitofármacos. Cadernos

Temáticos de Química Nova na Escola, n.3, p.10-15, 2001.

ALVES, L.F. Produção de fitoterápicos no Brasil: história, problemas e perspectivas. Revista

Virtual de Química, v. 5, n. 3, p. 450-513, 2013.

ALVES, R. F.; GUIMARÃES, S. M.; ABREU T. C.; SILVA, R. D. Índices de Acidez Livre

e de Peróxido. Curso Técnico de Química Industrial, São José dos Campos, SP, 2009.

ANDRADE, F.M.C.; CASALI, V.W.D. Plantas medicinais e aromáticas: relação com o

ambiente, colheita e metabolismo secundário. Viçosa: UFV, 1999.

ANDRADE, T.D.J.A.D.S.; ARAÚJO, B.Q.; CITÓ, A.M.D. G.L.; DA SILVA, J.; SAFFI, J.;

RICHTER, M. F.; FERRAZ, A. D. B. F. Antioxidant properties and chemical composition of

technical Cashew Nut Shell Liquid (tCNSL). Food Chemistry, v.126, n.3, p.1044-1048,

2011.

ANDRADE JR, R.G.; DALVI, L.T.; HERMES-LIMA, M. Effects of Tannic Acid in copper-

mediated free radical reactions. In: XXXIII Reunião Anual da Sociedade Brasileira de

Bioquímica e Biologia Molecular - SBBq, Caxambú. Programa e Resumos da XXXIII

Reunião Anual, p.83, T.24, 2004.


ANDRADE NETO, J. C. D. Competitividade na pequena produção agroindustrial:

estudo na agroindustria da castanha de cajú. Universidade Federal do Rio Grande do

Norte, 2006.

ANDREESCU, S.; SADIK, O.A. Correlation of analyte structures with biosensor responses

using the detection of phenolic estrogens as a model. Analytical Chemistry, v. 76, n. 3, p.

552-560, 2004.

ANGELO, P.M.; JORGE, N. Compostos fenólicos em alimentos – Uma breve revisão.

Instituto Adolfo Lutz, v.66, n. 1, p. 1-9, 2007.

ANTOLOVICH, M.; PRENZLER, P.; ROBARDS, K.; RYAN, D. Sample preparation in the

determination of phenolic compounds in fruits. Analyst, 125, 989–1009, 2000.

ANVISA. Resolução nº 482, de 23 de setembro de 1999. Regulamento técnico para fixação

de identidade e qualidade de óleos e gorduras vegetais. Diário Oficial da República

Federativa do Brasil, Brasília, p. 82 - 87, 1999.

ANVISA. Resolução nº 270, de 22 de setembro de 2005. Regulamento técnico para óleos

vegetais e creme vegetal. D.O.U. – Diário Oficial da União. 2005.

AOCS, Official Methods and Recommended Practices of the AOCS (2004). 4thedn.

Champaign.

ARAÚJO, C.R.F.; PEREIRA, M.S.V.; HIGINO, J.S.; PEREIRA, J.V.; MARTINS, A.B.;

Atividade antifúngica in vitro da casca do Anacardium occindentale Linn. sobre leveduras do

gênero cândida. Arquivos em Odontologia de Belo Horizonte, v.41, n.3, p.193-272, 2005.

ARAÚJO, F. A. Café (Coffea arabica, L.) submetido a diferentes condições de

torrefação: caracterização química e avaliação da atividade antioxidante e sensorial.

2007.157f. Tese– Faculdade de Ciências Farmacêuticas, Programa de Pós-Graduação em

Ciência de Alimentos, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2007.

ARAÚJO, J. M. A. Química de Alimentos: teoria e prática. 3ª Ed. Viçosa: UFV, 2004. 478

p.

ARAÚJO, S. V.; LUNA, F. M. T.; ROLA, E. M.; AZEVEDO, D. C.; CAVALCANTE, C. L.

. A rapid method for evaluation of the oxidation stability of castor oil FAME: influence of

antioxidant type and concentration. Fuel Processing Technology, v.90, n.10, p.1272-1277,

2009.

ARUOMA, O.I. Free radicals, oxidative stress, and antioxidants in human health and

disease. Journal of the American Oil Chemists' Society, v. 75, n. 2, p. 199-212, 1998.

ARYA, R.; BABU, V.; ILYAS, M.; NASSIM, K. Phytochemical examination of the leaves of

Anacardium occidentale. Journal of the Indian Chemical Society, v. 66, n. 1, p. 67-68,

1989.

ASHIDATE, K.; KAWAMURA, M.; MIMURA, D.; TOHDA, H.; MIYAZAKI, S.;

TERAMOTO, T.; YAMAMOTO, Y.; HIRATA, Y. Gentisic acid, an aspirin metabolite,

inhibits oxidation of low-density lipoprotein and the formation of cholesterol ester


hydroperoxides in human plasma. European Journal of Pharmacology, v. 513, n. 3, p. 173-

179, 2005.

AZAM-ALI, S; E. JUDGE. Small-scale cashew nut processing. Coventry (UK): ITDG

Schumacher Centre for Technology and Development Bourton on Dunsmore, 2001.

BABBAR, N.; OBEROI,H.S.; UPPAL,D.S.; PATIL,R.T. Total phenolic content and

antioxidant capacity of extracts obtained from six important fruit residues. Food Research

International, v. 44, p. 391–396, 2011.

BACCAN, N.; ANDRADE, J.C.; GODINHO, O.E.S. Química Analítica Qualitativa

Elementar. Ed. Edgard Blucher, 3ª edição, 2001

BAILEY, A. E. Industrial Oil and Fat Products. New York, p. 691, 1951.

BAILEY, A. E. Bailey’s Industrial Oil and Fat Products, 5 ed., New York, 1996.

BAKKALI, F.; AVERBECK, S.; AVERBECK, D.; IDAOMAR, M. Biological effects of

essential oils–a review. Food and chemical toxicology, v. 46, n. 2, p. 446-475, 2008.

BANDONIENÉ, D.; VENSKUTONIS, P.R.; GRUZDIENÉ, D.; MURKOVIC, M.

Antioxidative activity of sage (Salvia officinalis L.), savory (Satureja hortensis L.) and

borage (Borago officinalis L.) extracts in rapeseed oil. European Journal of Lipid Science

and Technology, Frankfurt, v.104, n.5, p. 286-292, 2002.

BANDYOPADHYAY, C.; GHOLAP, A.S; MAMDAPUR, V.R. Characterisation of alkenyl

resorcinol in mango (Mangifera indica) latex. Journal of Agricultural and Food

Chemistry, v.33, p.377–379, 1985

BARREIROS, A. L. B. S.; DAVID, J. M.; DAVID, J. P. Oxidative stress: relations between

the formation of reactive species and the organism's defense. Química Nova, v.29, p. 113-

123, 2006.

BAKKALI, F.; AVERBECK, S.; AVERBECK, D.; IDAOMAR, M. Biological effects of

essential oils – A review. Food and Chemical Toxicology, v.46, p.446–475, 2008.

BELINATO, G. Estudo da oxidação dos óleos de soja e dendê aditivados com

antioxidantes para uso em tratamentos térmicos de têmpera. 2010. 121f. Dissertação

(Mestrado). Interunidades em Ciências e Engenharia de Materiais –Universidade de São

Paulo, São Carlos, 2010.

BELITZ, H. D.; GROSCH, W. Food Chemistry. 2ª Ed. Berlim: Springer Verlag, 1987. 774

p.

BELL, C.; HAWTHORNE, S. Ellagic acid, pomegranate and prostate cancer. A mini review.

Journal of Pharmacy and Pharmacology, v.60, n.2, p.139-144, 2008.

BELTRAN, M.H.R. Destilação: a arte de extrair virtudes. Química Nova na Escola, n.4,

p.24-27, 1996.


BENAVENTE-GARCÍA, O.; CASTILLO, J.; LORENTE, J.; ORTUÑO, A.; DEL RIO, J. A.

Antioxidant activity of phenolics extracted from Olea europaea L. leaves. Food Chemistry,

v. 68, n. 4, p. 457-462, 2000.

BENDINI, A.; CERRETANI, L.; CARRASCO-PANCORBO, A.; GÓMEZ-CARAVACA, A.

M.; SEGURA-CARRETERO, A.; FERNÁNDEZ-GUTIÉRREZ, A.; LERCKER, G. Phenolic

molecules in virgin olive oils: a survey of their sensory properties, health effects, antioxidant

activity and analytical methods. An overview of the last decade Alessandra. Molecules, v.12,

n.8, p.1679-1719, 2007.

BERBEL, L.O. Estabilidade oxidativa do biodiesel metílico do óleo de girassol do tipo

convencional e alto oleico. 2015. 94f. Programa de Pós-Graduação em Bioenergia,

Universidade Estadual do Centro-Oeste. Guarapuava, 2015.

BERNAL, R.; TORRES, C.; GARCÍA, N.; ISAZA, C.; NAVARRO, J.; VALLEJO, M. I.;

BALSLEV, H. Palm management in south america. The Botanical Review, v.77, n.4,p. 607-

646, 2011.

BEVILACQUA, H.E.C.R. Histórico das plantas medicinais. In: Haraguchi, L.M.M.;

CARVALHO, O.B. Divisão Técnica Escola Municipal de Jardinagem. Plantas medicinais,

v.2, p.33-40, 2010.

BEYER, K.; LEINE, D.; BLUME, A. The demicellization of alkyltrimethylammonium

bromides in 0.1 M sodium chloride solution studied by isothermal titration

calorimetry. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, v.49, n.1, p.31-39, 2006.

BEZERRA SILVA, G. Estudo da influência de antioxidantes na avaliação da estabilidade

oxidativa de biodiesel pelo método PetroOXY. 2015. 81f. Dissertação. Programa de Pós-

Graduação em Química, Universidade Federal do Espírito Santo. Vitória, 2015

BHAT, G. S.; MURTHY, M. K. R.; RAO, M.B. Journal of Food Science and Technology

(Mysore), v. 18, n., p. 210, 1981.

BILLETS, S.; CRAIG, J.C.; CORBETT, M. D.; VICKERY, J.F. Component analysis of the

urushiol content of poison ivy and poison oak. Phytochemistry, v.15, n.4, p.533-535, 1976.

BIRCH, A. E.; FENNER, G. P.; WATKINS, R.; BOYD, L. D. Antioxidant properties of

evening primrose seed extracts. Journal Agricultural Food Chemistry, Washington, v. 49,

n. 9, p. 4502-4507, 2001.

BISHOP, G. J. Refining the plant steroid hormone biosynthesis pathway. Trends in Plant

Science, v. 12, n. 9, p. 377-380, 2007.

BLUA, M.J.; HANSCOM, Z.; COLLIER, B.D.. Glucocapparin variability among four

populations ofIsomeris arborea Nutt. Journal of Chemical Ecology, v.14, p.623-33, 1998.

BLUM, U. Fate of phenolic allelochemicals in soils – the role of soil and rhizosphere

microorganisms. In:MACÍAS, F.A., GALINDO, J.C.G., MOLINILLO, J.M.G., CUTTLER,

H.G. (eds) Allelopathy chemistry and mode of action of allelochemics. CRC Press, Boca

Raton, FL, p.57–76, 2004.


BOBBIO, F.O.; BOBBIO, P. A. Introdução à química de alimentos. 2.ed. São Paulo :

Varela, 1989.

BOCCO, A.; CUVELIER, M.-E.; RICHARD, H.; BERSET, C. Antioxidant activity and

phenolic composition of citrus peel and seed extracts. Journal of Agricultural and Food

Chemistry, v.46, n.6, 2012/08/17, p.2123-2129. 1998.

BOETHLING, R. S.. Environmental aspects of cationic surfactants. J. Cross and E. J. and

Singer. Marcel Dekker, v.53, 1994.

BOYER, J.; LIU, R. H. Apple phytochemicals and their health benefits. Journal of

Nutrition, v. 3, n. 5, p. 12, 2004.

BRASILINO, M.G.A.Avaliação da estabilidade oxidativa do biodiesel de pinhão manso

(Jatropha curcas l.) e suas misturas ao diesel. 2010. 205f. Tese. Departamento de Química

da Universidade Federal da Paraíba, João Pessoa, 2010.

BREMNER, P.; HEINRICH, M. Natural products as targeted modulators of the nuclear

factor‐KB pathway. Journal of Pharmacy and Pharmacology, v. 54, n. 4, p. 453-472, 2002.

BRENNA, O.V.; PAGLIARINI, E. Multivariate analysis of antioxidant power and

polyphenolic composition in red wines. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.

49, n. 10, p. 4841-4844, 2001.

BRYNGELSSON, S.; MANNERSTEDT-FOGELFORS, B.; KAMAL-ELDIN, A.;

ANDERSSON, R.; DIMBERG, L. H. Lipids and antioxidants in groats and hulls of Swedish

oats (Avena sativa L.). Journal of the Science of Food and Agriculture, London, v. 82, n. 6,

p. 606–614, 2002.

BRITTON, D.; LORD, N.; HON, B. Illustrated Flora of the Northern United States,

Canada and the British Possessions From Newfoundland to the Parallel of the Southern

Boundary of Virginia, and from the Atlantic Ocean Westward to the 102D

Meridian. Portulacaceae to Menyanthaceae. Charles Scribner's Sons, 1897.

BRUNETON, J. Pharmacognosy, Phytochemistry, Medicinal Plants, Intercept Ltd.:

London, 1999.

BUSHA, S.; FAROOQ, A.; ROMAN, P. Antioxidant potential of corncob extracts for

stabilization of corn oil subjected to microwave heating. Food Chemistry v.104, p.997–1005,

2007.

BUENO, J.L.B.C. Influência da adição de óleo de soja no perfil oxidativo de concentrado

para bovino. 2012. 74f. Dissertação. Faculdade de Zootecnia e Engenharia de Alimentos,

Universidade de Sao Paulo. Pirassununga, 2012.

BUFFET-BATAILLON, S.; LE JEUNE, A.; LE GALL-DAVID, S.; BONNAURE-

MALLET, M.; JOLIVET-GOUGEON, A. Molecular mechanisms of higher MICs of

antibiotics and quaternary ammonium compounds for Escherichia coli isolated from

bacteraemia. Journal of antimicrobial chemotherapy, v. 67, n. 12, p. 2837-2842, 2012.

CADENAS, E. Basic mechanisms of antioxidant activity. Biofactors, v.6, n.4, p.391-397,

1997.

http://dictionary.sensagent.com/Nathaniel%20Lord%20Britton/en-en/

http://books.google.com/?id=6_IKAAAAIAAJ





CAETANO, A.C.S.; MELO, E.A.; LIMA, V.L.A.G.; MACIEL, M.I.S.M; ARAÚJO, C.R.

Extração de antioxidantes de subprodutos agroindustriais de acerola. Brazilian Journal of

Food and Technology, Campinas, V.12, n.2,p.155-160,2009.

CALDERON-MONTANO, J.; BURGOS-MORÓN, E.; PÉREZ-GUERRERO, C.; LÓPEZ-

LÁZARO, M. A review on the dietary flavonoid kaempferol. Mini reviews in medicinal

chemistry, v.11, n.4, p.298-344, 2011.

CALIXTO, J.B.; CAMPOS, M.M.; OTUKI, M.F.; SANTOS, A.R.S. Anti-inflammatory

compounds of plant origin. Part II. Modulation of pro-inflammatory cytokines, chemokines

and adhesion molecules. PlantaMed, v. 69, p. 973–983, 2003.

CANUTO, G.A.B.; XAVIER, A.A.O.; NEVES, L.C.; BENASSI, M.T.I. Caracterização

físico-química de polpas de frutos da Amazônia e sua correlação com a atividade anti-radical

livre. Revista Brasileira de Fruticultura, Cruz Das Almas, v. 32, n. 4, p. 1196-1205, 2010.

CARVALHO, M.G. Influência do processamento, de antioxidantes e da estocagem sobre

a estabilidade oxidativa lipídica do ovo. 2012. 187f. Tese de Doutorado. Universidade de

São Paulo, 2011.

CASTELO-BRANCO, V. N.; TORRES, A. G. Capacidade antioxidante total de óleos

vegetais comestíveis: determinantes químicos e sua relação com a qualidade dos óleos.

Revista de Nutrição, Campinas, vol. 24, no 1, p. 173-187, jan./fev., 2011.

CASTRO, H.G.; BARBOSA, L.C.A.; LEAL, T.C.A.B.; SOUZA, C.M.; NAZARENO, A.C.

Crescimento, teor e composição do óleo essencial de Cymbopogon nardus (L.). Revista

Brasileira de Plantas Medicinais, n.9, v.4, p.55-61, 2007.

CASTRO DANTAS, T. N.;DANTAS, M. S. G.; DANTAS NETO, A. A.; D'ORNELLAS, C.

V.; QUEIROZ, L. R. Novel antioxidants from cashew nut shell liquid applied to gasoline

stabilization." Fuel, v.82, n.12, p.1465-1469, 2003.

CECHINEL FILHO, V.; YUNES, R.A. Estratégias para a obtenção de compostos

farmacologicamente ativos a partir de plantas medicinais. Conceitos sobre modificação

estrutural para otimização da atividade. Química Nova, v.21, p.99-105, 1998.

CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. Editora da

UNICAMP: 2ª edição. Campinas – SP, 2003.

CERT, A.; MOREDA, W.; PÉREZ-CAMINO, M. Chomatographic analysis of minor

constituents in vegetable oils. Journal of Chomatography A, v. 881, n. 1, p. 131-148, 2000.

CHAGAS, A.C.S. Controle de parasitas utilizando extratos vegetais. Revista Brasileira de

Parasitologia Veterinária, v.13, p. 156-160, 2004

CHANDRASEKARA, N.; SHAHIDI, F. Effect of roasting on phenolic content and

antioxidant activities of whole cashew nuts, kernels, and testa. Journal of Agricultural and

Food Chemistry, v. 59, n. 9, p. 5006-5014, 2011.

CHANDRASEKARA, N.; SHAHIDI, F. Antioxidative potential of cashew phenolics in food

and biological model systems as affected by roasting. Food Chemistry, v. 129, n. 4, p. 1388-

1396, 2011.


CHANG, S.S.; OSTRIC-MATIJASEVIC, B.; HSIEH, O.A.L.; HUAN, C.L. Natural

antioxidants from rosemary and sage. Journal of Food Science, Oxford, v.42, n.4, p.1102-

1106, 1977.

CHANG, T.-H; HSIEH, F.L.; KO, T.P.; TENG, K.H.; LIANG, P.H.; WANG, A.H.J.

Structure of a heterotetrameric geranyl pyrophosphate synthase from mint (Mentha piperita)

reveals intersubunit regulation. The Plant Cell Online, v. 22, n. 2, p. 454–467, 2010.

CHAPMAN, D. M.; PFANNKOCH, E. A.; KUPPER, R. J. Separation and characterization of

pigments from bleached and deodorized canola oil.Journal of the American Oil Chemists’

Society, v. 71, n. 4, p. 401-407, 1994.

CHATHA, S.A.S.; ANWAR, F.; MANZOOR M.; BAJWA J.R. Evaluation of the antioxidant

activity of rice bran extracts using different antioxidant assays. Grasas Y Aceites, v.56,

p.328-335, 2006

CHAVES, M. H.; LOPES, A. M. G. C.; COSTA, D. A.; OLIVEIRA, C. A. A.; COSTA, A.

F.; BRITO JÚNIOR, F. E. M. Fenóis totais, atividade antioxidante e constituintes químicos de

extratos de Anacardium occidentale L., Anacardiaceae. Revista Brasileira de

Farmacognosia, v. 20, n., p. 106-112, 2010.

CHEN, B. H. e TANG, Y. C. Processing and stability of carotenoid powder from carrot pulp

waste. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.46, n.6, 2012/08/22, p.2312-2318.

1998.

CHEN, L.G.; YEN, K.Y.; YANG, L.L.; HATANO, T.; OKUDA, T.; YOSHIDA, T.

Macrocyclic ellagitannin dimers, cuphiins D1 and D2, and ac- 196. Appl Microbiol

Biotechnol v.78, p.189–199, 2007.

CHEOK, A.C.Y.; CHINA, N.L.; YUSOFA, Y. A.; TALIBA, R.A.; LAW, C.L. Optimization

of total phenolic content extracted from Garcinia mangostana Linn. hull using response

surface methodology versus artificial neural network Industrial Crops and Products, v.40,

p.247–253, 2012.

CHEUNG, L.M.; CHEUNG, P.C.K.; OOI, V.E.C. Antioxidant activity and total phenolics of

edible mushoom extracts. Food Chemistry, v.81, P.249-255, 2003.

CHEVOLLEAU, S., MALLET, J.F., UCCIANI, E., GAMISANS, J., GRUBER, M.

Antioxidant activity in leaves of some mediterranean plants. Journal of American Oil and

Chemistry Society, Champaign, v.69, n.12, p.1269-1271, 1992.

CHIPAULT, J.H.; MIZUNO, G.R.; HAWKINS, J.M.; LUNDBERG, W. O. The antioxidant

properties of natural spices a, b. Journal of Food Science, v.17, n.1‐6, p.46-55, 1952.

CHUNG, K. T.; WONG, T. Y.; WEI, C. I.; HUANG, Y. W.; LIN, Y. Tannins and human

health: A review. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, v. 38, n. 6, p. 421-464,

1998.

CLARDY, J.; WALSH, C. Lessons from natural molecules. Nature. v. 432, p. 729–837,

2004.


CMOLÍK, W. S.; HOLASOVA, M.; POKORNY, J.; REBLOVA, Z.; SCHWARZ, W. Minor

Lipophilic Substances in Rapessed Oil. Fat Science Technology, v.97, p.534-538, 1995.

COLARIC, M.; VEBERIC, R.; SOLAR, A.; HUDINA, M.; STAMPAR, F. Phenolic acids,

syringaldehyde, and juglone in fruits of different cultivars of Juglans regia L. Journal of

Agricultural and Food Chemistry, v.53, n.16, p.6390-6396, 2005.

COMPAGNONE, R.S. Composition and cytotoxic activity of essential oils from Croton

matourensis and Croton micans from Venezuela. Records of Natural Products, v. 4, p. 101-

108, 2010.

CONEGLIAN, S.M.; LIMA, B.S.; SILVA, L.G.; LAZZARI, C.M.; SERRANO, R.D.C.;

TONELLO, C.L. Utilizacao de antioxidantes nas racoes. PubVet, Londrina, v.5, 2011.

CORDEIRO, A. M. T. M.; MEDEIROS, M. L.; SILVA, M. A. A. D.; SILVA, I. A. A.;

SOLEDADE, L. E. B.; SOUZA, A. L.; SOUZA, A. G. Rancimat and PDSC accelerated

techniques for evaluation of oxidative stability of soybean oil with plant extracts. Journal of

thermal analysis and calorimetry, v.114, n.2, p.827-832, 2013.

CORREIA, R. T. P. Estudo do cultivo semi-sólido de Saccharomyces cerevisiae e

Rhizopus oligosporus em subproduto de abacaxi. 163f. 2004. (tese) – Centro de

Tecnologia, Departamento de Engenharia Química, Programa de Pós-Graduação em

Engenharia Química, Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Natal, 2004.

COSTA, A. F. Farmacognosia. 3 ed. Lisboa: Fundação Calouste Gulbenkian, 2000.

COSTA, C. T. C. Atividade anti-helmíntica e imunomoduladora de extratos de Cocos

nucifera L. 2008.130f. Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias da Faculdade

de Veterinária da Universidade Estadual do Ceará. Ceará, 2008.

COSTA, E.V.; SILVA, D.M.; DUTRA, L.M.; NOGUEIRA, P.C.L.; MORAES, V.R.S.;

VENDRAMIN, M.E.; BARISON, A.; PRATA, A.P.N. Terpenoides isolados do caule de

Xylopia laevigata. 34ª reunião da sociedade brasileira de química, 2011.

COSTA, F. J.; BANDEIRA, P. N.; ALBUQUERQUE, M. R. J. R.; PESSOA, O. D. L.;

SILVEIRA, E. R.; BRAZ-FILHO, R. Constituintes químicos de Vernonia chalybaea MART.

Química Nova, v. 31, n. 7, p. 1691-1695, 2008.

COUTINHO, C.M. Aplicação de Membranas Poliméricas no Processo de Degomagem do

Óleo de Girassol. 2008.180f. Tese. Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de

Campinas. Campinas, 2008.

CRONQUIST, A. An integrated system of classification of flowering plants. Columbia

University Press, 1981.

CROTEAU, R.; KUTCHAN, T.M.; LEWIS, N.G. Natural products (secondary

metabolites).In:. Biochemistry & molecular biology of plants. Rockville: Courier

Companies, p. 1250-1318. 2000.

CRUCES-BLANCO, C.; CARRETERO, A.S.; BOYLE, E.M.; GUTIÉRREZ, A.F. The use of

dansyl chloride in the spectrofluorimetric determination of the synthetic antioxidant butylated

hydroxyanisole in foodstuffs. Talanta, v.50, p.1099–1108, 1999.


DAKER, M.; ABDULLAH, N.; VIKINESWARY, S.; GOH, P.C.; KUPPUSAMY, U.R.

Antioxidant from maize and maize fermented by Marasmiellus sp. as stabiliser of lipid-rich

foods. Food Chemistry, Barking, v. 107, p.1092-1098, 2008.

DANIEL, E.M.; KRUPNICK, A.S.; HEUR, Y.; BLINZLER, J.A.; NIMS, R.W.; STONER,

G.D. Extraction, stability and quantitation of ellagic acid in various fruits and nuts. Journal

of Food composition and analysis, v.2, p.338-349, 1989.

DAS, P.; SREELATHA, T.; GANESH, A. Bio oil from pyrolysis of cashew nut shell-

characterisation and related properties. Biomass and Bioenergy, v. 27, n. 3, p. 265-275,

2004.

DAVID, J. P. L.; NASCIMENTO, J. A. P.; DAVID, J. M. Produtos fitoterápicos: uma

perspectiva de negócio para a indústria, um campo pouco explorado pelos farmacêuticos.

Infarma, v. 16, n. 9-10, p. 71-76, 2004.

DEGÁSPARI, C.H.; WASZCZYNSKYJ, N. Propriedades antioxidantes de compostos

fenólicos. Visão acadêmica, v. 5, n. 1, 2004.

DENG, Q.; PENNER, M. H.; ZHAO, Y. Chemical composition of dietary fiber and

polyphenols of five different varieties of wine grape pomace skins. Food Research

International, v.44, n.9, p.2712-2720. 2011.

DERY, M. Cationic Surfactants: The synthesis and manufacture of cationic surfactants.

Handbook of Applied Surface and Colloid Chemistry, v.1, 2001.

DEVATKAL,S.K.; NAVEENA. B.M. Effect of dalt, kinnow and pome granate fruit bay-

product powders on color and oxidative stability os raw ground goat meat during refrigerated

storage. Meat Science, v. 85, n. 2, p. 306-311, 2010.

DEWICK, P. M. Medicinal Natural Products.A Biosynthetic Approach. England: John Wiley

& Sons LTD, v.1. 515 p. 2002.

DINDA, B.; CHATTERJEE, J.; BANERJEE, J. Sterol from Anacardium occidentale.

Journal of the Indian Chemical Society, p.647-648, 1987.

DIXON, R. A. Plant natural products: the molecular genetic basis of biosynthetic diversity.

Current Opinion in Biotechnology, v.10, n.2, p.192-197, 1999.

DIXON, R.A. Natural products and plant disease resistance. Nature. v.411, p.843-847, 2001.

DONKOH, A.; ATTOH-KOTOKU, V.; OSEI KWAME, R.; GASCAR, R. Evaluation of

Nutritional Quality of Dried Cashew Nut Testa Using Laboratory Rat as a Model for Pigs.

The Scientific World Journal, v. 2012, n., p., 2012.

DOPIERALA, K.; PROCHASKA, K. The effect of molecular structure on the surface

properties of selected quaternary ammonium salts. Journal of Colloid and Interface

Science, v.321, n.1, p.220–226, 2008.

DORIA, R.F.; REGITANO-D’ARCE, M.A.B. Antioxidant activity of Rosemary and oregano

ethanol extracts in soybean oil under thermal oxidation, Ciencia e Tecnologia de Alimentos,

Campinas, v. 20, p.197-203, 2000.


DUBEY, R.K.; MANDHYAN, B.L.;KHANDELWAL, N.K. Steaming and pressing - and

integrated approach for more oil recovery. Journal of the Institution of Engineers (India):

Agricultural Engineering Division, v.69, p.1-3, 2002.

DUCLAUX, Émile. Le microbe et la maladie. G. Masson, 1886.

DUH, P. D.; YEN, G. C. Antioxidant efficacy of methanolic extracts of peanut hulls in

soybean and peanut oils. JAOCS, Journal of the American Oil Chemists' Society, v.74,

n.6, p.745-748, 1997.

DUKE, S. O.; OLIVA, A. Mode of action of phytotoxic terpenoids. CRC Press: Boca

Raton, FL, USA, 2004.

ESCARPA, A.; GONZÁLES, M.C. An overview of analytical chemistry of phenolic

compounds in foods. Critical Reviews in Analytical Chemistry, v. 31, n. 2, p. 57-139, 2001.

EVANS, F.J.; SCHMIDT. R.J.. Plants and plant products that induce contact dermatitis.

Planta Medica, v.38, p.289–316, 1980.

FALKENBERG, M.; BAUMGARTEN, D.; SIMIONATO, C. Screening of some Brazilian

medicinal plants with the brine shimp assay. Acta Horticulturae, v.502, p. 401-404, 1999.

FALKENBERG, M.B.; SANTOS, R.I.; SIMÕES, C.M.O. Introdução à Análise

Fitoquímica. Livro: Farmacognosia da Planta ao Medicamento. Capitulo 10. 6ª Edição.

UFRGS Editora. 1999. 229 p.

FAO - FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OF THE UNITED NATIONS.

Commodities by country: top production-world - 2013. Rome. Disponível em:

<http://faostat.fao.org/site/339/default.aspx>. Acesso em: 18 jan. 2015.

FARIA, E. A.; LELES, M. I. G.; IONASHIRO, M.; ZUPPA, T. O.; ANTONIOSI F., N. R.;

Estudo da estabilidade térmica de óleos e gorduras vegetais por TG/DTG e DTA, Eclética

Química, São Paulo, v. 27, p.111-119, 2002.

FARIA, J. A. F. e ESPINOZA-ATENCIA, E. J. Fotoxidação de óleos comestíveis em

embalagens plásticas transparentes. Óleos e Grãos, vol. 19, pg. 44–51, 1994.

FELDMAN, K.S. Recent progress in ellagitannin chemistry. Phytochemistry, v.66, p.1984-

2000, 2005.

FELDMAN, K.S.; SAHARABUDHE, K.; SMITH, R.S.; SCHEUCHENZUBER, W.J.

Immunostimulation by plant polyphenols: Relationship between tumor necrosis factor-α

production and tannin structure. Bioorganic and Medicinal Chemistry, v. 9, p.985–990,

1999.

FENNEMA, O.R. Química de los alimentos. Zaragoza: Acribia, 2000.

Fennema O.R. Food Chemistry. New York: Marcel Dekker Inc, 1996.

FENNEMA, O.R.; DAMODARAN, S.; PARKIN, K.L. Química de alimentos de

Fennema.4ª. ed., Porto Alegre: Artmed, p.900, 2010.


FERNÁNDEZ-LÓPEZ, J.; VIUDA-MARTOS, M.; SENDRA, E.; SAYAS-BARBERÁ, E.;

NAVARRO, C.; PÉREZ-ALVAREZ, J. A. Orange fibre as potential functional ingredient for

dry- cured sausages. European Food Research and Technology, Berlin, v. 226, n. 1/2, p. 1-

6, 2008.

FERRARI, R. A.; SOUZA, W. L. Avaliação da estabilidade oxidativa de biodiesel de óleo

de girassol com antioxidantes. Química Nova, v. 32, n. 1, p. 106–111, 2009.

FERRAZ, A. D. O.; ARAÚJO, M. D.; BISCEGLI, C.; INAMASU, R. Tecnologia para

Decorticação da Castanha de Cajú. Embrapa Instrumentação Agropecuária- Circular

Técnica, v.26, 2005.

FERREIRA, I.C.; BAPTISTA, P.; VILAS-BOAS, M.; BARROS, L. Free-radical scavenging

capacity and reducing power of wild edible mushooms from northeast Portugal: Individual

cap and stipe activity. Food chemistry, v.100, n.4, p.1511-1516, 2007.

FISHWICK, M.J.; SWOBODA, P.A.T. Measurement of oxidation of polyunsaturated fatty

acids by spectrophotometric assay of conjugated derivatives. Journal of the Science of Food

and Agriculture, v. 28, n. 4, p. 387-393, 1977.

FONSECA, M.C.M. Crescimento, composição do óleo essencial, teores de óleo e tanino

em Porophyllum ruderale (Jacq.) Cassini. 2001. 68 f. Tese de Doutorado. Dissertação

(Mestrado em Fitotecnia)–Universidade Federal de Viçosa, Viçosa, 2001.

FONTS, I.; KUOPPALA, E.; OASMAA, A. Physicochemical properties of product liquid

from pyrolysis of sewage sludge. Energy & Fuels, v. 23, n. 8, p. 4121-4128, 2009.

FRANÇA, F. C. F. Síntese e Caracterização de Novos Glicosídeos a partir da Amilose e

Constituintes do LCC Natural. 2007. 193f. Tese. Universidade Federal do Ceará, 2007.

FRANKEL, E. N. In search of better methods to evaluate natural antioxidants and oxidative

stability in food lipids. Trends in Food Science & Technology, v. 4, n. 7, p. 220-225, 1993.

FRANKEL, E.N. Lipid oxidation. Elsevier, 2014.

FRANKEL, E. N.; HUANG, S. W. Improving the oxidative stability of polyunsaturated

vegetable oils by blending with high-oleic sunflower oil.Journal of the American Oil

Chemists’ Society, v. 71, n. 3, p. 255-259, 1994.

FRANKEL, E.N., HUANG, S.W., AESCHBACH, R., PRIOR, E. Antioxidant activity of a

rosemary extract and its constituents, carnosic acid, carnosol and rosmarinic acid in bulk oil

and oil-in-water emulsion. Journal of Agricultural and Food Chemistry, Columbus, v.44,

p.131-135, 1996.

FUSE, T.; KUSU, F.; TAKAMURA, K. Determination of higher fatty acids in oils by high-

performance liquid chomatography with electrochemical detection. Journal of

Chomatography A, v.764, n.2, p.177-182, 1997.

GARCIA, A.F. Análises Filogenéticas no Gênero Anacardium. 2009. 72f. Tese

(Doutorado), Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”. Piracicaba, 2009.


GARCIA-MESA, J.A.; LUQUE C.M.D.; VALCARCEL, M. Coupled robot-flow injection

analysis system for fully automated determination of total polyphenols in olive oil. Analytical

Chemistry, v. 65, n. 23, p. 3540-3542, 1993.

GARCIA, E. S.; SILVA, A. C. P.; GILBERT, B.; CORRÊA, C. B. V.; CAVALHEIRO, M.

V. S.; SANTOS, R. R.; TOMASINI, T. Fitoterápicos. Campinas: André Tosello, 1996.

GARCÍA, G.M.; LAIME, G.S.; LEÓN, A.A.; MONTALVO, R.A. Uso etnomédico de la

corteza de Mangifera indica L. en Cuba. Revista Cubana de Plantas Medicinales, v.9, p.15,

2004.

GARCÍA FERNÁNDEZ, Antonio Juan. Toxicología Vegetal. 2011.

GARCIA, M.T.; CAMPOS, E.; SANCHEZ-LEAL, J.; COMELLES, F. Sorption of alkyl

benzyl dimethyl ammonium compounds by activated sludge. Journal of Dispersion Science

and Technology, v.27, p.739-744, 2006.

GATTO, V. J.; MOEHLE, W.E.; COBB, T.W.; SCHNELLER, E.R. The relationship between

oxidation stability and antioxidant depletion in turbine oils formulated with Groups II, III and

IV base stocks. Journal of Synthetic Lubrication, v.24, n.2, p.111-124, 2007.

GEORGE, B., KAUR, C., KHURDIYA, D. S. e KAPOOR, H. C. Antioxidants in tomato

(Lycopersium esculentum) as a function of genotype. Food Chemistry, v.84, n.1, p.45-51.

2004.

GERHARDT, D.; HORN, A. P.; GAELZER, M. M.; FROZZA, R. L.; DELGADO-

CAÑEDO, A.; PELEGRINI, A. L.; SALBEGO, C. Boldine: a potential new antiproliferative

drug against glioma cell lines. Investigational new drugs, v. 27, n. 6, p. 517-525, 2008.

GERHARDT, D. Investigação do efeito do alcalóide boldina. 75f. 2008. Tese de

Doutorado. Instituto de Ciências Básicas da Saúde Departamento de Bioquímica.

Universidade Federal do Rio Grande do Sul, 2008.

GIADA, M.L.R.; MANCINI-FILHO, J. Avaliação da atividade antioxidante in vitro de

compostos fenólicos de alimentos. Nutrire: Revista da Sociedade Brasileira de Alimentos e

Nutrição, v. 26, p.91-107, 2004.

GIL, M. A. I.; TOMÃ¡S-BARBERÃ¡N, F. A.; HESS-PIERCE, B.; KADER, A. A.

Antioxidant capacities, phenolic compounds, carotenoids, and vitamin c contents of nectarine,

peach, and plum cultivars from california. Journal of Agricultural and Food Chemistry,

v.50, n.17, 2012/08/22, p.4976-4982. 2002.

GIORGETTI, M.; NEGRI, G.; RODRIGUES, E. Brazilian plants with possible action on the

central nervous system—A study of historical sources from the 16th to 19th century. Journal

of Ethnopharmacology, v.109, n.2, p.338-347, 2007.

GOBBO NETO, L. Emprego de técnicas hifenadas na identificação de metabólitos

secundários de'Lychnophora ericoides' Mart.(Asteraceae) e determinação de suas

variações populacionais e temporais. 2007. 145f. Tese de Doutorado. Universidade de São

Paulo.2007.


GOLI, A. H.; BARZEGAR, M.; SAHARI, M. A. Antioxidant activity and total phenolic

compounds of pistachio (Pistachia vera) hull extracts. Food Chemistry, Barking, v. 92, n. 3,

p.521–525, 2005.

GORINSTEIN, S.; MARTÃN-BELLOSO, O.; PARK, Y. S.; HARUENKIT, R.; LOJEK, A.;

CASPI, A.; LIBMAN, I.; TRAKHTENBERG, S. Comparison of some biochemical

characteristics of different citrus fruits. Food Chemistry, v.74, n.3, p.309-315. 2001.

GOULART, M. O. F.; et. al. Fontes Naturais de Antioxidantes. Química Nova, vol. 32, n.3,

2009.

GRAMZA, A.; KHOKHAR, S.; YOKO, A.; GLISZCZYNSKA-SWIGLO, M.; HES, J.

KORCZAK. Antioxidant activity of tea extracts in lipids and correlation with polyphenol

content. European Journal Lipid Science Technology, Berlin, v.108, p.351-362, 2006.

GRANGEIA, C.; HELENO, S.A.; BARROS, L.; MARTINS, A.; FERREIRA, I.C. Effects of

trophism on nutritional and nutraceutical potential of wild edible mushooms. Food Research

International, v.44, n.4, p.1029-1035, 2011.

GROSS, M.; BAER, H.; FALES, H.M. Urushiols of poisonous Anacardiaceae.

Phytochemistry, v.14, n.10, p.2263-2266, 1975.

GRUPP, V. H.; Biologisch abbaubare schmierstoffe: Eine kritische durchsicht der literatur

und betreibserfahungen. VGB Kraftwerkstechnik, v.77, n.1, p.56-60, 1997.

GUALBERTO FILHO, A.; FIGUEREDO, F. Análise do processo de beneficiamento da

castanha de cajú dentro do Princípio da Produção Segura: secondary title: ENEGEP,

1997.

GUNSTONE, F.D. Chemical properties. In: GUNSTONE, F.D.; HARWOOD, J.L.;

PADLEY, F.B. (Ed.). The lipid handbook. London: Chapman & Hall, 1994. cap.10, p.566-

571, 1994.

GUNSTONE, F. D. Food applications of lipids. Food lipids: Chemistry, nutrition, and

biotechnology, n. Ed. 2, p. 729-750, 2002.

GUNSTONE, F.D.; HARWOOD, J.L. Occurrence and characterization of oils and fats.

DIJKSTRA, A.J. (Ed.) The Lipid Handbook. Boca Raton: Taylor & Francis Group, CRC

Press, 2007.

GUTIERREZ, E.M.R.; REGITANO-D ARCE, M.A.B.; RAUEN-MIGUEL, A.M.O.

Estabilidade oxidativa do óleo bruto da castanha do Pará (Berthollethia excelsa). Ciências

Tecnologia Alimentimentos, Campinas, v. 17, n. 1, p. 22-27, 1997.

HALLIWELL, B.; GUTTERIDGE, J.M.C. Iron and free radical reactions: two aspects of

antioxidant protection. Trends in Biochemical Sciences, v. 11, n. 9, p. 372-375, 1986.

HAMBURGER, M.; HOSTETTMANN, K. Bioactivity in plants: the link between

phytochemistry and medicine. Phytochemistry, v.30, p.3864-3874, 1991.

HAMILTON, R.J. The chemistry of rancidity in foods. Rancidity in Foods. Science

Publishers Ltda, p.1-20, 1983.


HAMILTON, R. J., KALU, C., PRISK, E., PADLEY, F. B. e PIERCE, H. Chemistry of free

radicals in lipids. Food Chemistry, vol. 60. pg 193–199, 1997.

HAMMOND, J.A.; FIELDING, D.; BISHOP, S.C. Prospects for plant anthelmintics in

tropical veterinary medicine. Veterinary Research Communication, v.21, p.213-28, 1997.

HARBORNE, J.B. Recent advances in chemical ecology. Natural Product Report, v.6, p.

85-109, 1989.

HARBORNE, J.B. Twenty-five years of chemical ecology. Natural Product Report, v.18, p.

361-379, 2001.

HARTLEY, R. D.; MORRISON III, W. H.; HIMMELSBACH, D. S.; BORNEMAN, W. S.

Cross-linking of cell wall phenolic arabinoxylans in graminaceous plants. Phytochemistry, v.

29, n.12, p.3705-3709, 1990.

HAYASE, F.; HIRASHIMA, S.; OKAMOTO, G.; KATO, H. Scavenging of active oxygens

by melanoidin. The Maillard Reaction in Food Processing, Human Nutrition and

Physiology, Basel Birkhäuser, p.361-366, 1990.

HEGSTAD, K.; LANGSRUD, S.; LUNESTAD, B.T.; SCHEIE, A.A.; SUNDE, M.;

YAZDANKHAH, S.P. Does the wide use of quaternary ammonium compounds enhance the

selection and spread of antimicrobial resistance and thus theaten our health? Microbial Drug

Resistance, v.16, n.2, p.91–104, 2010

HELLÍN, L.C.; CLAUSELL, M. P.R. Incidencia de la fritura en la composición de la fracción

lipídica de diversos aperitivos de consumo generalizado en nuestro pais. Analytical

Bromatology., v.36, n.1, p.5 – 31, 1984.

HEMALATHA, S. Sesame lignans enhance the thermal stability of edible vegetable oils.

Food Chemistry, v.105, n.3, p.1076-1085, 2007.

HENRIQUES, A.T.; LIMBERGER, R.P.; KERBER, V.A.; MORENO, P.R.H. Alcaloides :

generalidades e aspectos básicos. In: Simões, C.M.O., Schenkel, E.P., Gosmann G., Mello

J.C.P., Mentz, L.A., Petrovick, P.R. 2004. Farmacologia: da planta ao medicamento.

UFRGS. 5ª ed. 29: 765 – 791.

HETTIARACHCHY, N.S., GLENN, K.C., GNANASAMBANDAM, R., JOHNSON, M.G.

Natural antioxidant extract from fenugreek (Trigonella foenumgraecum) for ground beef

patties. Journal of Food and Science, Chicago, v.61, n.3, p.516-519, 1996.

HILST, A. G. P. Process for rapid acid hydrolysis of lignocellulosic material and

hydrolysis reactor. 1999. US Patent 5879463.

HOCQUEMILLER, R.; CAVÉ. A.; RAHARISOLOLALAO, A. 1981. Alcalóides des

annonacees. XXX. Alcalóides de Xylopia buxifolia et de Xylopia danguyella. Planta Medica,

v.42, n.37, p.552-556, 1981.

HAS, A. R., HADOLIN, M., KNEZ, Z. e BAUMAN, D. Comparison of antioxidative and

synergistic effects of rosemary extract with a-tocopherol, ascorbyl palmitate and citric acid in

sunflower oil. Food Chemistry, vol. 71, pg. 229–233, 2000.


HSU, S. Green tea and the skin. Journal of the American Academy of Dermatology, v. 52,

n. 6, p. 1049-1059, 2005.

HUAN, D.; OU, B.; PRIOR, R.L. The chemistry behind antioxidant capacity assays. Journal

of Agricultural and Food Chemistry. v.53, p.1841-1856, 2005.

HUANG, W.; NI, J.; BORTHWICK, A.G.L. Biosynthesis of valonia tannin hydrolase and

hydrolysis of volonia tannin to ellagic acid by Aspergillus niger SHL 6. Process

Biochemistry, v.40, p.1245–1249, 2005.

HURTADO, I. Poisonous Anacardiaceae of South America. Clinics in Dermatology, v. 4, n.

2, p. 183-190, 1986.

IBANEZ, E.; OCA, A.; MURGA, G.D.E; LOPEZ-SEBASTIAN, S.; TABERA, J.;

REGLERO, G. Supercritical fluid extraction and fractionation of different preprocessed

rosemary plants. Journal of Agricultural and Food Chemistry, n.47, p. 1400-1404, 1999.

IBGE. Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE), 2011. 22.

INAMASU, R.; BISCEGLI, C.; PAIVA, F.D.A. Máquina pneumática para abrir castanha-de-

cajú. Embrapa Instrumentação Agropecuária. Comunicado Técnico, v. 81, n., p., 2006.

IQBAL, S.; BHANGER, M. I.; ANWAR, Farooq. Antioxidant properties and components of

some commercially available varieties of rice bran in Pakistan. Food Chemistry, v. 93, n. 2,

p. 265-272, 2005.

IQBAL, S.; BHANGER, M.I. Stabilization of sunflower oil by garlic extract during

accelerated storage. Food Chemistry, v. 100, n. 1, p. 246-254, 2007.

ITO, H.; FUKUDA, Y.A.S.U.K.I.; MURATA, K.; KIMURA, A.. Transformation of intact

yeast cells treated with alkali cations. Journal of Bacteriology, v.153, n.1, p.163-168, 1983.

ITO, K. Graves' disease in children. Asian Medical Journal, v. 25, n. 2, p. 147-156, 1982.

IUPAC, C. P. Standard methods for the analysis of oils, fats and derivatives. Oxford

Pergamon Press, 1979.

IVANOVA, D.; GEROVA, D.; CHERVENKOV, T.; YANKOVA, T. Polyphenols and

antioxidant capacity of Bulgarian medicinal plants. Journal of Ethnopharmacology, v. 96,

n. 1, p. 145-150, 2005.

JADHAV, Dinesh. Medicinal plants of India. Interline Publ., 1996.

JAIN, R.; KUMAR, S. Development of a cashew nut sheller. Journal of Food Engineering,

v. 32, n. 3, p. 339-345, 1997.

JEONG, S. M.; KIM, S. Y.; KIM, D. R.; NAM, K.; AHN, D.; LEE, S. C. Effect of seed

roasting conditions on the antioxidant activity of defatted sesame meal extracts. Journal of

Food Science, v. 69, n. 5, p. C377-C381, 2004.

JOHN, J. A.; SHAHIDI, F. Phenolic compounds and antioxidant activity of Brazil nut

(Bertholletia excelsa). Journal of Functional Foods, v. 2, n. 3, p. 196-209, 2010.


JOSSANG A.; LEBOEUF, M.; CAVÉ, A. Alcaloides de annonacées, 96. Déhydroxylopine et

déhydrocoritenchine, noveaux alcaloides isoquinoléiques isolés de Xylopia viellardi. Journal

of Natural Products, v.54, p.466 – 472, 1991.

JUDD, W.S.; CAMPBELL, C.S.; KELLOGG, E.A.; STEVENS, P.F. Plant Systematics: A

phylogenic approach. Sunderland & Sinauer, p. 464, 1999.

JUNG, M.Y.; LEE, H.O.; MIN, D.B. Singlet oxygen and ascorbic acid effects on dimethyl

disulfide and off-flavor in skim milk exposed to light. Journal Food Science, v.63, p. 408 –

412, 1998.

KAMATH, V.; RAJINI, P. S. The efficacy of cashew nut (Anacardium occidentale L.) skin

extract as a free radical scavenger. Food Chemistry, v. 103, n. 2, p. 428-433, 2007.

KANNAN, V. R.; SUMATHI, C.; BALASUBRAMANIAN, V.; RAMESH, N. Elementary

chemical profiling and antifungal properties of cashew (Anacardium occidentale L.) Nuts.

Botany Research International, v. 2, n. 4, p. 253-257, 2009.

KÄHKÖNEN, M.P.; HOPIA, A.I.; HEINONEN, M. Phenolics Berry e sua atividade

antioxidantes. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 49, p. 4076-4082, 2001.

KALAČ, P.; DADÁKOVÁ, E.; PELIKÁNOVÁ, T. Content of biogenic amines and

polyamines in some species of European wild-growing edible mushooms. European Food

Research and Technology, v.230, p.163-217, 2009.

KALLITHAKA, S.; GARCIAVIGUERA, C. BAKKER, J. Extraction techniques and HPLC

analysis of phenolic compounds from grape seeds. In: INTERNATIONAL CONFERENCE

ON POLYPHENOLS, 17, 1995. Barcelona. Abstract, p. 227-228, 1995.

KANAN, M.W.; SURENDRANATH, Y.; NOCERA, D.G. Cobalt–phosphate oxygen-

evolving compound. Chemical Society Reviews, v. 38, n. 1, p. 109-114, 2009.

KANNER, J. Oxidative processes in meat and meat products: quality implications. Meat

Science, v.36, n.1/2, p.169-189, 1994.

KATO, A.; LAMB, J.C.; BIRCHLER, J.A. Chomosome painting using repetitive DNA

sequences as probes for somatic chomosome identification in maize. Proceedings of the

National Academy of Sciences of the United States of America, v.101, n.37, p.13554-

13559, 2004.

KATO, E.T.M.; AKISUE, G. Estudo farmacognóstico de cascas Myracrodruon urundeuva

Fr. All. Lecta-USF, v. 20, n. 1, p. 69-76, 2002.

KIM, H.J.; PARK, H.J.; PARK, W.S.; BAE, Y.M.. CD43 cross-linking increases the Fas-

induced apoptosis though induction of Fas aggregation in Jurkat T-cells. Experimental &

Molecular Medicine, v.38, p.357-363, 2006.

KIM, M.J.; RYU, G.R.; CHUNG, J S.; SIM, S.S.; RHIE, D.J.; YOON, S.H.;JO, Y.H.

Protective effects of epicatechin against the toxic effects of streptozotocin on rat pancreatic

islets: in vivo and in vitro. Pancreas, v.26, n.3, p.292-299, 2003.


KIM, S.; GABER, M.W.; ZAWASKI, J.A.; ZHANG, F.; RICHARDSON, M.; ZHANG,

X.A.; YANG, Y.. The inhibition of glioma growth in vitro and in vivo by a chitosan/ellagic

acid composite biomaterial. Biomaterials, v.30, p.4743-4751, 2009.

KIM, S.; LIU, Y.; GABER, M.W.; BUMGARDNER, J.D.; HAGGARD, W.O.; YANG, Y..

Development of chitosan-ellagic acid films as a local drug delivery system to induce apoptotic

death of human melanoma cells. Journal of Biomedical Materials Research Part B:

Applied Biomaterials, v. 90B(1), p.145-155, 2009.

KIM, S.A.; KIM, Y.C.; KIM, S.W.; LEE, S.H.; MIN, J.J.; AHN, S.G.. Antitumor Activity of

Novel Indirubin Derivatives in Rat Tumor Model. Journal of Clinical Cancer Research, v.

13, p.253-259, 2007.

KING, A.; YOUNG, G. Characteristics and occurrence of phenolic phytochemicals. Journal

of the American Dietetic Association, v. 99, n. 2, p. 213-218, 1999.

KNOTHE, G. Dependence of biodiesel fuel properties on the structure of fatty acid alkyl

esters. Fuel Processing Techonology, v. 86, p. 1059-1070, 2005.

KNOTHE, G. Some aspects of biodiesel oxidative stability. Fuel Processing Technology,

v.88, p.669-677, 2007.

KNOTHE, G.; DUNN, R.O. Dependence of oil stability index of fatty compounds on their

structure and concentration and presence of metals. Journal of the American Oil Chemists'

Society, v.80, n.10, p.1021-1026, 2003.

KNOTHE, G.; GERPEN, J. V.; KRAHL, J.; RAMOS, L. P.; Manual de Biodiesel, 1ª. ed.,

Edgard Blücher: São Paulo, 2006.

KOEHN, F.E.; CARTER, G.T. The evolving role of natural products in drug discovery.

Nature Reviews Drug Discovery - England, v. 4, n. 3, p. 206-220, 2005.

KONAN, N. A.; BACCHI, E. M.; LINCOPAN, N.; VARELA, S. D.; VARANDA, E. A.

Acute, subacute toxicity and genotoxic effect of a hydroethanolic extract of the cashew

(Anacardium occidentale L.). Journal of Ethnopharmacology, v. 110, n. 1, p. 30-38, 2007.

KONSOULA, Z.; LIAKOPOULOU-KYRIAKIDES, M. Effect of endogenous antioxidants of

sesame seeds and sesame oil to the thermal stability of edible vegetable oils. LWT-Food

Science and Technology, v. 43, n. 9, p. 1379-1386, 2010.

KRINSKY, N. I.; JOHNSON, E. J. Carotenoid actions and their relation to health and disease.

Molecular Aspects of Medicine, v. 26, n. 6, p. 459-516, 2005.

KRYGIER, K., SOSULSKI, F. e HOGGE, L. Free, esterified, and insoluble-bound phenolic

acids. 1. Extraction and purification procedure. Journal of Agricultural and Food

Chemistry, v.30, n.2, 2012/08/22, p.330-334. 1982.

KUBO, I.; MASUOKA, N.; HA, T. J.; TSUJIMOTO, K. Antioxidant activity of anacardic

acids. Food Chemistry, v. 99, n. 3, p. 555-562, 2006.


KUBICKA, E., JEDRYCHOWSKI, L. e AMAROWICZ, R. Effect of phenolic compounds

extracted from sunflower seeds on native lipoxygenase activity. Grasas y Aceites, v.50, n.2,

p.127-130. 1999.

KUMAR, KPV.; SETHURAMAN, M. G. Studies on oleoresinous varnishes and their natural

precursors. Progress in Organic Coatings, v.49, n.3, p.244-251, 2004.

KUTCHAN, TM. Alkaloid biosynthesis – the basis for metabolic engineering of medicinal

plants. Plant Cell, v.7, n.7, p. 1059-70, 1995.

KWON, Y. I.; APOSTOLIDIS, E.; LABBE, R. G.; SHETTY, K. Inhibition of

Staphylococcus aureus by phenolic phytochemicals of selected clonal herbs species of

Lamiaceae family and likely mode of action though proline oxidation. Food Biotechnology,

v. 21, n. 1, p. 71-89, 2007.

LAI, S.; CHOU, S.T.; CHAO, W.W. Studies on the antioxidative activities of Hsian-tsao

(Mesona procumbens Hemsl) leaf gum.Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 49,

n. 2, p. 963-968, 2001.

LAPORNIK, B.; PROSEK, M.; WONDRA, A.G.; Comparison of extracts prepared from

plant by-products using different solvents and extraction time. Journal of Food Engineering.

N.71,p.214–222,2005.

LAUGHTON, M. J.; EVANS, P. J.; MORONEY, M. A.; HOULT, J.; HALLIWELL, B.

Inhibition of mammalian 5-lipoxygenase and cyclo-oxygenase by flavonoids and phenolic

dietary additives: relationship to antioxidant activity and to iron ion-reducing ability.

Biochemical Pharmacology, v. 42, n. 9, p. 1673-1681, 1991.

LEE, J.; LEE, Y.; CHOE, E. Effects of sesamol, sesamin, and sesamolin extracted from

roasted sesame oil on the thermal oxidation of methyl linoleate. LWT-Food Science and

Technology, v. 41, n. 10, p. 1871-1875, 2008.

LEE, J.H.; TALCOTT, S.T. A hidrólise enzimática de derivados de ácido elágico em uvas

muscadínia (Vitis rotundifolia). Sessão 36E Frutas e Produtos Hortícolas: Geral. Reunião

Anual do IFT, Nova Orleans, Louisiana, EUA, 2008.

LEE, J.S.; FUCHS, P.L. J. Am. Chem. Soc.v.127, p.13122–13123, 2005. JOURDES, M.,

LEFEUVRE, D., AND QUIDEAU, S.Chemistry and Biology of Ellagitannins,

Underestimated Class of Bioactive Plant Polyphenols (ed. S. Quideau), World Scientific, p.

320–365, 2009.

LEE, S.H.; TANAKA, T.; NONAKA, G.; NISHIOKA, I. Structure and biogenesis of

Jolkinin, a highly oxygenates Ellagitannin from Euphorbia jolkinii. Journal of Natural

Products, v.67, p.1018–1022, 2004.

LEE, N.P.; ARRIOLA, E.R. Poison ivy, oak, and sumac dermatitis.Western Journal of

Medicine, v.171, n.5-6, p.354, 1999.

LEI, Z. Monomeric ellagitannins in oaks and sweetgum. 187f. Ph.D. (tese) 2002.Wood

Science and Forest Products, Blacksburg, 2002.


LEI, Z.; JERVIS, J.; HELM, R.F. Use of Methanoliysis for the determination of total ellagic

and gallic acid content of Wood and Food Products. Journal of Agricultural and Food

Chemistry, v. 49, p.1165-1168, 2001.

LÉON, J.O.G. Las saponinas y sapogeninas esteroidales,Acesso em 26/10/2015.

LETERME, P.; GAYOT, A.; FINET, G.; BIZI, M.; FLAMENT, M. P. Influence of the

morphogranulometry and hydrophobicity of talc on its antisticking power in the production of

tablets. International Journal of Pharmaceutics, v.289, n.1–2, p.109-115, 2005.

LEITE, L. A. S.; PAULA PESSOA, P. F. A. Estudo da cadeia produtiva como subsídio para

pesquisa e lvimento do agronegócio. Fortaleza: EMBRAPA-CNPAT, v., n., p., 1996.

LIAUW, M. Y.; NATAN, F. A.; WIDIYANTI, P.; IKASARI, D.; INDRASWATI, N.;

SOETAREDJO, F. E. Extraction of neem oil (Azadirachta indica A. Juss) using n-hexane and

ethanol: studies of oil quality, kinetic and thermodynamic. ARPN Journal of Engineering

and Applied Sciences, v.3, n.3, p.49-54, 2008.

LIM, J.D.; YU, C.Y.; KIM, M.J.; YUN, S.J.; LEE, S.J.; KIM, N. Y.; CHUNG, I. M..

Comparision of SOD activity and phenolic compound contents in various Korean

plants. Korean Journal of Medicinal Crop Science, v.12, n.3, p.191-202, 2004.

LIMA, A. C.; GARCIA, N. H. P.; LIMA, J. R. Obtenção e caracterização dos principais

produtos do cajú. AFTS, 2004.

LIMA, C.A.A.; PASTORE, G.M.; LIMA, E.D.P.A. Estudo da atividade antimicrobiana dos

ácidos anacárdicos do óleo da casca da castanha de caju (CNSL) dos clones de cajueiro-anão-

precoce CCP-76 e CCP-09 em cinco estágios de maturação sobre microrganismos da

cavidade bucal. Sociedade Brasileira de Ciência e Tecnologia de Alimentos, 2000.

LIMA, E. D. Estudo de despeliculamento da amêndoa da castanha de cajú com aplicação

de baixas temperaturas e ultra-som, 2009.

LIMA, J. R.; GARRUTI, D. S.; BRUNO, L. M. Physicochemical, microbiological and

sensory characteristics of cashew nut butter made from different kernel grades-quality. LWT

- Food Science and Technology, v. 45, n. 2, p. 180-185, 2012.

LIMA, J.R; GONÇALVES, L.A.G. Quantificação de tocoferóis em óleos de milho, soja,

castanha-do-pará e castanha de caju por cromatografa líquida de alta eficiência de fase

reversa. Alim. Nutri., v.8, p.65-73, 1997.

LIMA, R.C. Limonóide de Guarea kunthiana com potencial leishmanicida. 2006. 77f.

Dissertação de Mestrado. Universidade de Brasília, 2006.

LIMA, R. V. Síntese de Xantonas e Tioxantonas a Partir dos Lipídeos Fenólicos Isolados

da Casca da Castanha do Caju. 2011. 146 f. Dissertação. Universidade Federal de Mato

Grosso do Sul, 2011.

LINDLEY, J. An introduction to the natural system of Botany: or, a systematic view of

the organization, natural affinities, and geographical distribution of the whole vegetable

kingdom; together with the uses of the most important species in medicine, the arts and

rural or domestic economy. London: Logman, Rees, Orme, Brown, and Green. 1831.


LIST, G.R.; PATTERSON, H. Bleaching and purifying fats and oils: theory and practice.

AOCS Press, 2009.

LIU, H.R.; WHITE, P.J. Oxidative stability of soybean oils with altered fatty acid

compositions. Journal of the American Oil Chemists Society, v. 69, n. 6, p. 528-532, 1992.

LIU, Q.; YAO, H. Antioxidant activities of barley seeds extracts. Food Chemistry. London.

v.102 , p.732–737,2007.

LIU, Z.L. Bioradicals detected by ESR spectroscopy.Antioxidant activity of vitamin E and

vitamin C derivatives in membrane mimetic systems. Switzerland, Birkhauser Verlag Basel,

p.259-275, 1995.

LOCATELLI, M.; TRAVAGLIA, F.; COÏSSON, J.D.; MARTELLI, A.; STÉVIGNY, C.;

ARLORIO, M. Total antioxidant activity of hazelnut skin (Nocciola Piemonte PGI): Impact

of different roasting conditions. Food Chemistry, v. 119, n. 4, p. 1647-1655, 2010.

LOPES, W.A.; FASCIO, M. Esquema para interpretação de espectros de substâncias

orgânicas na região do infravermelho. Química Nova, v. 27, n. 4, p. 670-673, 2004.

LORENZI, H. Árvores brasileiras: Manual de identificação e cultivo de plantas arbóreas

nativas do Brasil. 4a.ed., Nova Odessa, São Paulo: Ed. Plantarum, 2002.

LOUSADA JÚNIOR, J.E.; COSTA,J.M.C.; NEIVA,J.M.M.; RODRIGUEZ,N.M.

Caracterização físico-química de subprodutos obtidos do processamento de frutas tropicais

visando seu aproveitamento na alimentação animal. Revista Agronômica, V.37,n.1,p.70-76,

2005.

LU, Y.; FOO, L. Y. Antioxidant and radical scavenging activities of polyphenols from apple

pomace. Food chemistry, v. 68, n. 1, p. 81-85, 2000.

LU, R.; HARIGAYA, S.; ISHIMURA, T.; NAGASE, K.; MIYAKOSHI, T. Development of

a fast drying lacquer based on raw lacquer sap. Progress in Organic Coatings 51: 238-243,

2004.

LUBI, M.C.; THACHIL, E. T. Cashew nut shell liquid (CNSL) - a versatile monomer for

polymer synthesis. Designed Monomers and Polymers, v. 3, n. 2, p. 123-153, 2000.

LUCAS, A. Programming by early nutrition: An experimental approach. Journal

Nutrycionist v.128(2 Suppl): p.401-406, 1998.

M. CALDERON-MONTANO, J.; BURGOS-MORÓN, E.; PÉREZ-GUERRERO, C.;

LÓPEZ-LÁZARO, M. A review on the dietary flavonoid kaempferol. Mini Reviews in

Medicinal Chemistry, v. 11, n. 4, p. 298, 2011.

MACÍAS, F.A.; GALINDO, J.L.C.;GALINDO, J.C.G. Evolution and current status of

ecological phytochemistry. Phytochemistry, v.68, p.2917–2936, 2007.

MADHUJITH, T.; AMAROWICZ, R.; SHAHIDI, F. "Phenolic antioxidants in beans and

their effects on inhibition of radical-induced DNA damage. Journal of the American Oil

Chemists' Society, v.81(7), p.691-696, 2004.


MAGALHÃES, L.M.; SEGUNDO, M.A.; REIS, S.; LIMA. J.L.F.C. Methodological aspects

about in vitro evaluation of antioxidant properties. Analytica Chimica Acta, Amsterdam,

v.613,n. 1, p.1-19, 2008.

MAHATO, S.B.; SARKAR, S.K.; PODDAR, G. Triterpenoid saponins. Phytochemistry, v.

27, n. 10, p. 3037-3067, 1988.

MAHATO S.B.; SARKAR S.K.; PODDAR G. Control by pulse parameters. Radiologica

Oncology, v.35, p.193-202. 2001.

MAHAWAR, M.; SINGH, A.; JALGAONKAR, K. Utility of apple pomace as a substrate for

various products: A review. Food and Bioproducts Processing, v.90, n.4, p.597-605. 2012.

MAJONI, S.; WANG, T. Characterization of oil precipitate and oil extracted from condensed

corn distillers solubles. Journal of the American Oil Chemists' Society, v. 87, n. 2, p. 205-

213, 2010.

MALACRIDA, C. R.; JORGE, N. Alterações do óleo de soja e da mistura azeite de dendê -

óleo de soja em frituras descontínuas de batatas chips. Brazilian Journal of Food

Technology, v.6, n.2, p. 245-249, 2003.

MALCOLMSON, L.J.; VAISEY-GENSER, M.; PRZYBYLSKI, R.; ESKIN, N.A.M.

Sensory stability of canola oil: present status of shelf life studies. Journal of the American

Oil Chemists´ Society, v.71, n.4, p.435-440, 1994.

MAN, S.; GAO, W.; ZHANG, Y.; HUANG, L.; LIU, C. Chemical study and medical

application of saponins as anti-cancer agents. Phytotherapy v.81(7), p.703-714, 2010.

MANCINI-FILHO, J., VAN-KOIIJ, A., MANCINI, D.A.P., COZZOLINO, F.F., TORRES,

R.P. Antioxidant activity of cinnamon (Cinnamomum Zeylanicum, Breyne) extracts.

Bollettino Chimico Farmaceutico, Milano, v.137, n.11, p.443-447, 1998.

MANHÃES, L. R. T. Avaliação do potencial nutricional, funcional e sensorial de óleo de

buriti (Mauritia flexuosa, Mart.). 2014. 105f. Tese. Pós-Graduação em Ciência e

Tecnologia de Alimentos, UFRRJ. Seropédica, 2014.

MANN, J.; DAVIDSON, S.; HOBBS, J.; BANTHORPE, D. Natural products: their chemistry

and biological significance. Longmann: Harlow, p.455, 1994.

MARINHO, R.B. Estudo da Estabilidade Termo-oxidativa de Biodiesel por Rancimat,

PetroOXY e Termogravimetria. 2012. 97f. Dissertação. Programa de Pós-Graduação em

Química, Universidade Federal do Espírito Santo. Vitória, 2012.

MARIOD, A.A., FATHY, S.F., ISMAIL, M. Preparation and characterization ofprotein

concentrates from defatted kenaf seed. Food Chemistry, v.123, p.747–752., 2010.

MARIUTTI, L.R.B.; BRAGAGNOLO, N. Revisão: Antioxidantes naturais da família

Lamiaceae. aplicação em produtos alimentícios. Brazilian Journal of Food Technology, vol.

10, n. 2, p. 96-103, 2007.


MATHEW, M.I; CARTY, A. J.; PALENIK, G.J. Unusual complex containing bridging

vanadyl groups. Crystal structure of N, N'-propylenebis (salicylaldiminato) oxovanadium

(IV). Journal of the American Chemical Society, v. 92, n. 10, p. 3197-3198, 1970.

MATOS, F. J.A, Introdução a Fitoquimica experimental. 3ª Ed. Fortaleza, CE, edições

UFC, 187p, 2009.

MATOS, F.J.A. Uso de plantas e seus derivados para fins medicinais. In: MORAIS, S.M.;

BRAZ-FILHO, R. Produtos Naturais: estudos químicos e biológicos, Editora da

Universidade Estadual do Ceará, 240p., 2007.

MAZZETO, S. E.; LOMONACO, D.; MELE, G. Óleo da castanha de cajú: oportunidades e

desafios no contexto do desenvolvimento e sustentabilidade industrial. Quimica Nova, v. 32,

n. 3, p. 732-741, 2009.

MCCURDY, C.R.; SCULLY, S.S. Analgesic substances derived from natural products

(natureceuticals). Life Sciences, v. 78, p. 476 – 484, 2005.

MCMURRY, J. Química orgânica; tradução da 6ª edição norte-americana. São Paulo:

Cengage Learning, 2008.

MEHLENBACHER, V.C. The analysis of fats and oils. Champaign: Garrard Press, 1960.

MELO, E.A.; GUERRA, N.B. Acao antioxidante de compostos fenolicos naturalmente

presentes em alimentos. Boletim da Sociedade Brasileira de Ciencia e Tecnologia de

Alimentos, Campinas, v.36, n. 1, p. 1-11, 2002.

MELO, M.A.M.F. Avaliação das Propriedades de Óleos Vegetais visando a Produção de

Biodiesel. 2010. 118f. Dissertação. Programa de Pós-Graduação em Química, Universidade

Federal da Paraíba. João Pessoa, 2010.

MELO, P.S.; BERGAMASCHI, K.B.; TIVERON, A.P.; MASSARIOLI, A.P.; OLDONI,

T.L.C.; ZANUS, M.C.; ALENCAR, S. D. Composição fenólica e atividade antioxidante de

subprodutos agroindustriais. Ciência Rural, v.41, n.6, p.1088-1093, 2011.

METTELBACH, M; SCHOBER, S., The influence of antioxidants on the oxidation stability

of biodiesel. Journal of the American Oil Chemists’ Society, v.8, n.8, p.817, 2003.

MEYER, T. E.; KAMEN, M. D. New Perspectives on c-Type Cytochomes. Advances in

Protein Chemistry. J. T. E. C.B. Anfinsen and M. R. Frederic, Academic Press, v. 35, p.105-

212, 1982.

MIRANDA, M.S., SATO, S., MANCINI-FILHO, J. Antioxidant activity of the microalga

Chlorella vulgaris cultered on special conditions. Bollettino Chimico Farmaceutico,

Milano, v.140, n.3, p.165-168, 2001.

MITCHELL, J.D.; MORI, S.A. The Cashew and Its Relatives (Anacardium:

Anacardiaceae). New York Botanical Garden; Bronx; New York, 1987.

MITCHELL, Peter WD. Reacting terpin hydrate or terpineol with phosphoric acid;

distillation. U.S. Patent n. 4,831,163, 16 maio 1989.


MOHAN, R.; CHUI, E.A.; BIASI, L.A.; SOCCOL, C.R.. Alternative invitro propagation: use

of sugarcane bagasse as a low cost support material during rooting stage of strawberry cv.

Dover. Brazilian Archives of Biology and Technology, v.48,p.1516-8913, 2005.

MOHDALY, A.A.A.; SARHAN, M.A.; MAHMOUD, A.; RAMADAN, M.F.;

SMETANSKA, I. Antioxidant efficacy of potato peels and sugar beet pulp extracts in

vegetable oils protection. Food Chemistry, v. 123, n. 4, p. 1019-1026, 2010.

MOHOD, A.G.; KHANDETOD, Y.P.; POWAR, A.G. Processed cashew shell waste as fuel

supplement for heat generation. Energy for Sustainable Development, v. 12, n. 4, p. 73-76,

2008.

MOON, J.K.; SHIBAMOTO, T.. Antioxidant assays for plant and food components. Journal

of agricultural and Food Chemistry, v. 57, n. 5, p. 1655-1666, 2009.

MOORE, D.M.; REYNOLDS, R.C. X-ray Diffraction and the Identification and Analysis

of Clay Minerals. Oxford: Oxford university press, 1989.

MORAES, F.P. Alimentos funcionais e nutracêuticos: definições, legislação e benefícios à

saúde. Revista Eletrônica de Farmácia, v. 3, n. 2, p., 2007.

MORAES, M. S. A. Biodiesel de sebo: avaliação de propriedades e testes de consumo em

motor a diesel. 2008. 105 f. Dissertação (Mestrado em Química) – Programa de Pós-

Graduação em Química, Universidade Federal do Rio Grande do Sul. Porto Alegre, 2008.

MORAIS, S. M.; CAVALCANTI, E. S. B.; BERTINI, L. M.; OLIVEIRA, C. L. L.;

RODRIGUES, J. R. B.; CARDOSO, J. H. L. Larvicidal activity of essential oils from

Brazilian Croton species against Aedes aegypti L. Journal of the American Mosquito

Control Association, v.22, n.1; p.161–164, 2006.

MORETTO, E.; FETT, R. Óleos e gorduras vegetais: processamento e análises, 1989.

MORETTO,E.; FETT,R. Óleos e Gorduras Vegetais: Processamento e Análises. 3ªed.,

Florianópolis: ED. UFSC, 1998, 177p.

MORETTO, E.; FETT, R.; GONZAGA, L. V. Introdução à Ciência de Alimentos. 1ª ed.,

Florianópolis: Editora UFsc, v.1, 255p, 2002.

MORRIS, S.G. et al. Antioxidant properties of the fatty alcohol esters os gallic acid. Journal

of the American Oil Chemistry’s Society (AOCS), v. 24, n. 9 p.309-311, 1947.

MOTA, M. Estudo antiinflamatório e análise química da casca do Anacardium

occidentale L, 1982.

MOURE, A., CRUZ, J. M., FRANCO, D., DOMÍNGUEZ, J. M., SINEIRO, J.,

DOMÍNGUEZ, H., NÚÑEZ, M. J. e PARAJÓ, J. C. Natural antioxidants from residual

sources. Food Chemistry, v.72, n.2, p.145-171. 2001.

MURTHY, A. S. P. Soil Sci, v. 133, p.150, 1982.

NACZK, M.; SHAHIDI, F. Extraction and analysis of phenolics in food. Journal of

Chomatography A, v.1054(1-2), p.95-111, 2004.


NACZK, M.; SHAHIDI, F. Phenolics in cereals, fruits and vegetables: occurrence, extraction

and analysis. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, v.41, n.5, p. 1523-1542,

2006.

NAKASHIMA, N.; KIMURA, I.; KIMURA, M.; MATSUURA, H. Isolation of

pseudoprototimosaponin AIII from rhizomes of Anemarrhena asphodeloides and its

hypoglycemic activity in streptozotocin-induced diabetic mice. Journal of Natural

Products, v.56, n.3, p.345-350, 1993.

NAKATANI, N. Natural antioxidants from spices. In: HO, C.T., LEE, C.Y., HUANG, M.T.,

eds. Phenolic compounds in food and their effects on health. Washington: American

Chemical Society, p.54-71, 1992

NAKATANI, N. Antioxidants from spices and herbs. In: SHAHIDI, F., ed. Natural

antioxidants: chemistry, health effects and applications. Champaign: AOCS Press, p.64-75,

1997.

NASCIMENTO, R. J.; ARAÚJO, C. R.; MELO,E. A. Atividade antioxidante de extratos de

subproduto agroindustrial de goiaba (Psidium guajava L.). Alimentos e Nutrição,

Araraquara, v.21, n.2, p.209-216, 2010.

NAWAR, W.W. Lipids. In Food Chemistry, 3rd ed., ed. O. Fennema. Marcel Dekker, New

York, 1996.

NEIVA, T.J.; MACHADO, M.J.; HOEHN, M.; HERMES, E.M.; VITURI, C.L.; FERREIRA,

J.S.; D'AMICO, E. A. Evaluation of platelet aggregation in platelet concentrates: storage

implications. Revista Brasileira de Hematologia e Hemoterapia, v.25, n.4, p.207-212,

2003.

NEUMANN, A.; JEBENS, T.; WIEMBICKI, V.; A method for determining oxidation

stability of petrodiesel, biodiesel, and blended fuels. American Laboratory, v.40, p.22–23,

2008.

NILO, M.C.S.S. Composição química e atividade antioxidante da hortelã pimenta

(mentha piperita). 2015. 78f. Dissertação. Programa de Pós Graduação em Alimentos e

Nutrição, Universidade Federal do Estado do Rio de Janeiro. Rio de Janeiro, 2015.

NOGALA-KALUCKA, M., KORCZAK, J., DRATWIA, M., LAMPSRT-SZCZAPA, E.,

SIGER, A. e BUCHOWSKI, M. Changes in antioxidant activity and free radical scavenging

potential of rosemary extract and tocopherols in isolated rapeseed oil triacylgliycerols during

accelerated tests. Food Chemistry, 93, pg. 227 – 235, 2005.

NOSARI, A.B.F.L. Desenvolvimento de micropartículas lipídicas sólidas contendo óleo

de café verde por spray congealing . 2012. 116f. Dissertação. Faculdade de Ciências

Farmacêuticas de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo. Ribeirão Preto, 2012.

O'BRIEN, R. D. Fats and oils: formulating and processing for applications: CRC press,

2010.


O'BRIEN, N.M.; WOODS, J.A.; AHERNE, S.A.; O'CALLAGHAN, Y.C. Cytotoxicity,

genotoxicity and oxidative reactions in cell-culture models: modulatory effects of

phytochemicals. Biochemical Society Transactions, v.28, n.2, p.22-26, 2000.

OCHOA, N.; PAGLIERO, C.; MARCHESE, J.; MATTEA, M. Ultrafiltration of vegetable

oils: degumming by polymeric membranes. Separation and Purification Technology, v. 22,

n., p. 417-422, 2001.

OETTERER, M.; D'ARCE, M. A. B. R.; SPOTO, M. Fundamentos de ciência e tecnologia

de alimentos: Editora Manole Ltda, 2006

OLDONI, T.L.C.Isolamento e identificação de compostos com atividade antioxidante de uma

nova variedade de própolis brasileira produzida por abelhas da espécie Apis mellifera.

2007.154f. Dissertação.Universidade de São Paulo. Piracicaba. São Paulo, 2007.

OLIVEIRA, A. C.; VALENTIM, I. B.; GOULART, M. O. F.; SILVA, A. S.; BECHARA, E.

J. H.; TREVISAN, M. T. S. Fontes vegetais naturais de antioxidantes. Química Nova, Sao

Paulo, v. 32, n. 3, p. 689-702, 2009.

OLIVEIRA, L.E. Avaliação dos parâmetros térmicos e calorimétricos das matérias-

primas lipídicas e dos respectivos biodieseis produzidos. 2015. 212f. Tese. Programa de

Pós-Graduação em Biotecnologia Industrial, Escola de Engenharia de Lorena da Universidade

de São Paulo. Lorena, 2015.

OLIVEIRA, N.F. Avaliação físico-química e funcional da algaroba Prosopis juliflora

proveniente da mesorregião agreste do Rio Grande do Norte. 2011. 112f. Programa de

Pós Graduação de Engenharia Química, UFRN. Natal, Brasil, 2011.

OLIVEIRA, N.F.; LEAL, R.S.; DANTAS, T.N.C. The importance of the cashew nut

(Anacardium occidentale L.) coat: a review. American international Journalof

contemporary Scientific Research, v.8, p.9-41, 2015.

OLIVEIRA, S.H.; LUKACS, N.W. The role of chemokines and chemokine receptors in

eosinophil activation during inflammatory allergic reactions. Brazillian Journal of Medical

and Biological Research. v. 36, p. 1455-1463, 2003.

OOMAH, B. D., KENASCHUK, E. O. e MAZZA, G. Phenolic acids in flaxseed. Journal of

Agricultural and Food Chemistry, v.43, n.8, 2012/08/22, p.2016-2019. 1995.

ORWA, C.; MUTUA, A.; KINDT, R.; JAMNADASS, R.; ANTHONY, S.Agroforestree

Database:a tree reference and selection guide version 4.0

http://www.worldagroforestry.org/sites/treedbs/treedatabases.asp, 2009.

PAIVA, F. D. A.; GARRUTTI, D. D. S.; SILVA NETO, R. D. Aproveitamento industrial do

cajú. Embrapa Agroindústria Tropical. Documentos, v. 38, n., p., 2000.

PAIVA, F. D. A.; SILVA NETO, R. M.; PESSOA, P. F. A.; LEITE, L. A. S. Processamento

de castanha de cajú. Coleção Agroindústira Familiar, v., n., p., 2006.

PARAMASHIVAPPA, R.; KUMAR, P. P.; VITHAYATHIL, P. J.; RAO, A. S. Novel

Method for Isolation of Major Phenolic Constituents from Cashew (Anacardium occidentale

http://www.worldagroforestry.org/sites/treedbs/treedatabases.asp


L.) Nut Shell Liquid. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 49, n. 5, p. 2548-

2551, 2001.

PARAMESWARAN PILLAI, P. R. Infestation in cashew kernels. Cashew & Pepper Bull, v.

3, n. 4, p. 5-7, 1959.

PATEL, R. N.; BANDYOPADHYAY, S.; GANESH, A. Extraction of cashew (Anacardium

occidentale) nut shell liquid using supercritical carbon dioxide. Bioresource Technology, v.

97, n. 6, p. 847-853, 2006.

PEREIRA, A. L. F.; VIDAL, T. F.; CONSTANT, P. B. L. Antioxidantes alimentares:

importância química e biológica. Nutrire Revista da Sociedade Brasileira de Alimentação

e Nutrição, v. 34, n. 3, p., 2009.

PEREIRA, G. I. S.; PEREIRA, R.; BARCELOS, M. D. F. P.; MORAIS, A. R. D. Avaliação

química da folha de cenoura visando ao seu aproveitamento na alimentação humana. Ciência

e agrotecnologia, Lavras, v. 27, n. 4, p. 852-857, 2003.

PERES, L. E. P. Metabolismo Secundário: secondary title. Piracicaba - São Paulo: Escola

Superior de Agricultura Luiz de Queiroz. USP, 26 p, 2004.

PÉREZ-JIMÉNEZ, J.; SAURA-CALIXTO, F. Effect of solvent and certain food constituents

on different antioxidant capacity assays. Food Research International, v.39, p.791-800,

2006.

PESCHEL, W.; SANCHEZ-RABANEDA, F.; DIEKMANN, W.; PLESCHER, A.;

GARTZIA, I.; JIMENEZ, D.; LAMUELA-RAVENTOS, R.; BUXADERAS, S.; CODINA,

C. An industrial approach in the search of natural antioxidants from vegetable and fruit

wastes. Food Chemistry, v. 97, n. 1, p. 137-150, 2006.

PICCIN, E. Determinação de polifenóis totais utilizando sistemas de análises por injeção

em fluxo.2004. 98f. Dissertação, Centro de Ciências Exatas e de Tecnologia, Universidade

Federal de São Carlos, São Carlos, 2004.

PILLAI, M.; KEDLAYA, K.; SELVARANGAN, R. Cashew seed skin as a tanning material.

Leather Science, 1963. 10: p. 317.

PINO, L.M. Influência da ração com extratos naturais na qualidade e estabilidade

oxidativa da carne de frangos. 2009. 118p. Tese (Doutorado em Nutrição Humana

Aplicada) – Faculdade de Ciências Farmacêuticas, Universidade de São Paulo, São Paulo,

2009.

PINTO, A.C. O Brasil dos viajantes e exploradores e a química dos produtos naturais

brasileira. Química Nova, v.10, p.174-188, 1995.

PINTO, A.C. et al. Produtos naturais : atualidades, desafios e perspectivas. Química Nova,

v.25, n.1, p.45-61, 2002.

POKORNY, J.; YANISHLIEVA, N.; & GORDON, M.; The development of oxidative

rancidity in foods. In:. Antioxidants in food. England: Woodhead publishing, 2001.

PORTER, M.C. Handbook of industrial membrane technology. 1989.


PORTER, W. L. Paradoxical behavior of antioxidants in food and biological systems.

Toxicology and Industrial Health, Princeton, v. 9, n. 12, p. 93-122, 1993.

POTTER, D. A.; REDMOND, C. T.; MEEPAGALA, K. M.; WILLIAMS, D. W. Managing

earthworm casts (Oligochaeta: Lumbricidae) in turfgrass using a natural byproduct of tea oil

(Camellia sp.) manufacture. Pest Management Science, v.66, n.4, p.439-446, 2010.

PRADEEP, S.R.; GUHA, M. Effect of processing methods on the nutraceutical and

antioxidant properties of little millet (Panicum sumatrense) extracts. Food chemistry, v.126,

n.4, p.1643-1647, 2011.

PRATT, D.E. Natural antioxidants from plant material. In: HUANG, M.T., HO, C.T., LEE,

C.Y. Phenolic compounds in food and their effects on health. Washington: American

Chemical Society, p.54-71, 1992.

PRIOR, R.L. Fruits and vegetables in the prevention of cellular oxidative damage. American

Journal of the Clinical Nutricion, v.78, p.570S–8S, 2003.

PULLEN, J.; SAEED, K. An overview of biodiesel oxidation stability. Renewable and

Sustainable Energy Reviews, v.16, p.5924-5950, 2012.

PUUPPONEN-PIMIÄ, R.; NOHYNEK, L.; MEIER, C.; KÄHKÖNEN, M.; HEINONEN,

M.; HOPIA, A.; OKSMAN-CALDENTEY, K. M. Antimicrobial properties of phenolic

compounds from berries. Journal of Applied Microbiology, v. 90, n. 4, p. 494-507, 2001.

QUEIROGA NETO, V., BORA;DINIZ, P.S.; CAVALHEIRO, Z.N.; QUEIROGA, K. F.

Dipteryx lacunifera seed oil: characterization and thermal stability. Ciência e

Agrotecnologia, v.33, n.6, p.1601-1607, 2009.

QUETTIER-DELEU, C.; GRESSIER, B.; VASSEUR, J.; DINE, T.; BRUNET, C.;

LUYCKX, M.; CAZIN, M.; CAZIN, J.-C.; BAILLEUL, F.; TROTIN, F. Phenolic

compounds and antioxidant activities of buckwheat (Fagopyrum esculentum Moench) hulls

and flour. Journal of Ethnopharmacology, v. 72, n. 1, p. 35-42, 2000.

QUINTEIRO, L.M.C.; VIANNI, R. Características e estabilidade de óleos de soja. Ciência e

Tecnologia de Alimentos. v.15, n.1, p.29-36, 1995.

RACANICCI, A.M.C. ; DANIELSEN, B.; MENTEN, J.F.M.; REGITANO-D’ARCE,

M.A.B.; SKIBSTED, L.H. Antioxidant effect of dittany (Origanum dictamnus) in pre-cooked

chicken meat balls during chill-storage in comparison to rosemary (Rosmarinus officinalis).

European Food Research and Technology, Berlin, v. 218, p. 521-524, 2004.

RAHMAN, W.; ISHATULLAH, K.; WAGNER, H.; SELIGMANN, O.; CHARI, V.M.;

ÖSTERDAHL, B.-G. Prunin-6″-O-p-coumarate, a new acylated flavanone glycoside from

Anacardium occidentale. Phytochemistry, v. 17, n. 6, p. 1064-1065, 1978.

RAMALHO, V.C.; JORGE, N. Antioxidantes utilizados em óleos, gorduras e alimentos

gordurosos. Química Nova, São Paulo, v.29, n.4, p.755-760, 2006.

RAMARARHNAM, N.; OSAWA, T.; OCHI, H.; KAWAKISHI, S. The contribution of plant

food antioxidants to human health. Trends in Food Science and Technology, Cambrigde, v.

6, n. 3, p. 75-82, 1995.


RAO, C.V.; VERMA, A.R.; VIJAYAKUMAR, M. & RASTOGI, S. Gastroprotective effect

of standardized extract of Ficus glomerata fruit on experimental gastric ulcers in rats. Journal

Ethnopharmacology, v.115, n.2, p.323-326, 2009.

RATES, S.M.K. Plants as source of drugs. Toxicon, v.39, p. 603-613, 2001.

RAVELLI, D. Estabilidade oxidativa de óleo de soja adicionado de extratos de

especiarias: correlação entre parâmetros físico-químicos e avaliação sensorial. 2011.

113p. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos) – Escola Superior de

Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2011.

RAVEN, P.H.; EVERT, R.F.; EICHHORN, S.E. Biologia vegetal. 6ª ed. Rio de Janeiro:

Guanabara Koogan, 2004.

RAZALI, N.; MAT-JUNIT, S.; ABDUL-MUTHALIB, A.F.; SUBRAMANIAM, S.;

ABDUL-AZIZ, A. Effects of various solvents on the extraction of antioxidant phenolics from

the leaves, seeds, veins and skins of Tamarindus indica L. Food Chemistry, v. 131, n. 2, p.

441-448, 2012.

REDA, S.Y. Estudo comparativo de óleos vegetais submetidos a estresse térmico. 2004.

153 f. Dissertação. Programa de Pós Graduação em Tecnologia de matérias – Primas.-

Faculdade de Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Ponta Grossa, 2004.

REDA, S. Y.; COSTA, B. J.; FREITAS, R. J. S.; ANAISSI, F. J. Avaliação termoanalítica do

isobutirato acetato de sacarose como antioxidante em biodiesel. Semina: Ciências Exatas e

Tecnológicas, v.31, n.2, p.157-164, 2010.

REGITANO-D’ARCE, M.A.B.; SPOTO, M.H.F. Química básica dos lipídeos,

Fundamentos de ciência e tecnologia de alimentos. São Paulo, v. 5, p. 196, 2006.

REHMAN, Z.; HABIB, F.; SHAH, W.H. Utilization of potato peels extract as a natural

antioxidant in soy bean oil. Food Chemistry, London, v. 85, n. 2, p. 215-220, 2004.

REIS, S. F.; RAI, D. K.; ABU-GHANNAM, N. Water at room temperature as a solvent for

the extraction of apple pomace phenolic compounds. Food Chemistry, v.135, n.3, p.1991-

1998. 2012.

RICE-EVANS, C.A., MILLER, N.J., PAGANGA, G. Antioxidant properties of phenolic

compounds. Trends Plant Science, v.2, p.152–159, 1997.

RÍOS, J.L.; RECIO, M.C.; ESCANDELL, J.M.; ANDÚJAR, I. Inhibition of transcription

factors by plant-derived compounds and their implications in inflammation and cancer.

Current Pharmaceutical Design, v. 15, n. 11, p. 1212-1237, 2009.

ROBLEDO, S.N.; TESIO, A.Y.; CEBALLOS, C.D.; ZON, M.A.; FERNÁNDEZ, H.

Electrochemical ultra-micro sensors for the determination of synthetic and natural

antioxidants in edible vegetable oils. Sensors and Actuators B: Chemical, v. 192, n., p. 467-

473, 2014.

ROCKENBACH, I. I.; SILVA, G.; RODRIGUES, E.; KUSKOSKI, E. M.; FETT, R.

Influência do solvente no conteúdo total de polifenóis, antocianinas e atividade antioxidante


de extratos de bagaço de uva (Vitis vinifera) variedades Tannat e Ancelota. Ciência e

Tecnologia de Alimentos, Campinas, v. 28, n., p. 238-244, 2008.

RODRIGUES, F. Ação antioxidante de derivados do líquido da castanha de caju (LCC)

sobre a degradação termooxidativa do poli (1, 4-cis-isopreno). 2006. 167f. Universidade

Federal do Ceará, Fortaleza, 2006.

RODRIGUES FILHO, M.G. Cardanol e eugenol modificados–uso como antioxidantes no

controle do processo oxidativo do biodiesel etílico de algodão. 2010. 187f. Tese de

Doutorado. Universidade Federal da Paraíba, 2010.

RODRIGUES, F. H. A., FEITOSA, J., RICARDO, N. M., FRANÇA, F. C. F. D., &

CARIOCA, J. O. B. Antioxidant activity of cashew nut shell liquid (CNSL) derivatives on the

thermal oxidation of synthetic cis-1, 4-polyisoprene. Journal of the Brazilian Chemical

Society, v.17, n.2, p.265-271, 2006

ROGERIO, A.P.; FONTANARI, C.; MELO, M.C. Anti-infl ammatory, analgesic and anti-

oedematous effects of Lafoensia pacari extract and ellagic acid. Journal

Ethnopharmacology, v.58, n. 9, p.1265-1273, 2006.

ROGINSKY, V.; LISSI, E. A. Review of methods to determine chain-breaking antioxidante

activity in food. Food Chemistry, Barking, v. 92, n. 2, p. 235-254, 2005.

ROMAN, O.; BERTRAND, H.; BROYART, B.; CASTILLO, R.; MAILLARD, M. Oxidative

reactivity of unsaturated fatty acids from sunflower, high oleic sunflower and rapeseed oils

subjected to heat treatment, under controlled conditions. LWT- Food Science and

Technology, v.52, p.49-59, 2013.

ROSENBERG, M.; BRYNGELSON, J.D.; SIDORENKO, N.,; BARON, M.. Price spikes and

real options: transmission valuation. Real options and energy management: using options

methodology to enhance capital budgeting decisions. Risk Books, London, 2002.

ROSSEL, G.B. Classical analysis of oil sand fats. In: Hamilton, R.G., Rossel, J.B. editors.

Analysis of oil sand fats. Elsevier; p.10–20, 1986.

ROSSEL, J. B. Measurement of rancidity. In: ALLEN, J. C.; HAMILTON, R. J. Rancidity in

Foods and Applied Science, pg. 21-45, 1983.

RUDNIK, E.; SZCZUCINSKA, A.; GWARDIAK, H.; SZULC, A.; WINIARSKA, A.

Comparative studies of oxidative stability of linseed oil.Thermochimica Acta, v.370, n.1,

p.135-140, 2001.

RUFINO, M.S.M.; FERNANDES, F.A.N.; ALVES, R.E.; BRITO, E.S. Free radical-

scavenging behaviour of some north-east Brazilian fruits in a DPPH system. Food

Chemistry, v.114, n.2, p.693-695, 2009.

RUSSELL, D. Cashew nut processing: Food and Agriculture Organization of the United

Nations, 1969

SADIK, C. D.; SIES, H.; SCHEWE, T. Inhibition of 15-lipoxygenases by flavonoids:

structure–activity relations and mode of action. Biochemical Pharmacology, v. 65, n. 5, p.

773-781, 2003.


SAHA, J.-B. T.; ABIA, D.; DUMARÇAY, S.; NDIKONTAR, M. K.; GÉRARDIN, P.;

NGAMVENG NOAH, J.; PERRIN, D. Antioxidant activities, total phenolic contents and

chemical compositions of extracts from four Cameroonian woods: Padouk (Pterocarpus

soyauxii Taubb), tali (Erythophleum suaveolens), moabi (Baillonella toxisperma), and

movingui (Distemonanthus benthamianus). Industrial Crops and Products, v. 41, n. 0, p.

71-77, 2013.

SAIJA, A.; SCALESE, M.; LANZA, M.; MARZULLO, D.; BONINA, F.; CASTELLI, F.

Flavonoids as antioxidant agents: importance of their interaction with biomembranes. Free

Radical Biology and Medicine, v.19, p.481-486, 1995.

SALAS, J. J.; SÁNCHEZ, J.; RAMLI, U. S.; MANAF, A. M.; WILLIAMS, M.;

HARWOOD, J. L.; Biochemistry of lipid metabolism in olive and other oil fruits. Progress in

Lipid Research, 39, p.151-180, 2000.

SAMMAN, S.; SANDSTRÖM, B.; TOFT, M. B.; BUKHAVE, K.; JENSEN, M.;

SØRENSEN, S. S.; HANSEN, M. Green tea or rosemary extract added to foods reduces

nonheme-iron absorption. American Journal of Clinical Nutrition, v. 73, n. 3, p. 607-612,

2001.

SÁNCHEZ, A.A.; ESPINOSA, M.E.; VÁSQUEZ, E.N.O.; CAMBEROS, E.P.; VÁSQUEZ,

R.S.; CARVANTES, E.L. Antimicrobial and antioxidant activities of Mexican oregano

essential oils (Lippia graveolens H. B. K.) with different composition when

microencapsulated in ßcyclodextrin. Letters in Applied Microbiology, vol. 50, p. 585-590,

2010.

SÁNCHEZ, G.M.; RE, L.; GIULIANI, A.; NUNEZ-SELLES, A.J.; DAVISON, G.P.; LEON-

FERNANDEZ, O.S. Protective effects of Mangifera indica L. extract, mangiferin and

selected antioxidants against TPA-induced biomolecules oxidation and peritoneal macrophage

activation in mice.Pharmacological Research, v.42, n.6, p.565-573, 2000.

SANKARA SUBRAMANIAN, S.; JOSEPH, K. J.; NAIR, A. G. R. Polyphenols of

Anacardium occidentale. Phytochemistry, v. 8, n. 3, p. 673, 1969.

SANTOS, A.G.D. Avaliação da estabilidade térmica e oxidativa do biodiesel de algodão,

girassol, dendê e sebo bovino. 2010. 121f. Dissertação. Universidade Federal do Rio Grande

do Norte, 2010.

SANTOS, A.R.L.; REINHARDT, D.H.; SILVEIRA, W.R.; OLIVEIRA, J.R.P.; CALDAS,

R.C. Qualidade pós-colheita de acerola para processamento, em função de estádios de

maturação e condição de armazenamento. Revista Brasileira de Fruticultura, Cruz das

Almas, v. 21, n. 3, p. 365-371, 1999.

SANTOS, E. M. S. Avaliação da estabilidade oxidativa de óleo de soja contendo

concentrações contrastantes de ácido linolênico, durante o processamento. 2007. 98f.

Dissertação. Universidade Federal de Viçosa. Viçosa – MG, 2007.

SANTOS, F.O. Atividades biológicas de Anacardium occidentale (Linn).2011. 57f. Pós-

Graduação em Sistemas Agrosilvopastoris do Semi-Árido, Universidade Federal de Campina

Grande, Patos, 2011.


SANTOS, J.C.O.; SANTOS, I.M.G.; SOUZA, A.G. Effect of heating and cooling on

rehological parameters of edible vegetables oils. Journal od Food Enginnering, v.67, n.4, p.

401-405, 2005.

SANTOS, R. F.; BARROS, A. L.; MARQUES, F. M.; FIRMINO, P. de T.; REQUIÃO, L. E.

G. Análise Econômica. In: AZEVEDO, D.M.P. de.; LIMA, E.F. (eds.). O agronegócio da

mamona no Brasil: EMBRAPA-SPI, p.17-35. 2001.

SANTOS, R.I. Metabolismo básico e origem dos metabólitos secundários. In: Simões,

C.M.O., Schenkel, E.P., Gosmann G., Mello J.C.P., Mentz, L.A., Petrovick, P.R. 2004.

Farmacologia: da planta ao medicamento. UFRGS. 5ed. V.16 p.403-404, 2004.

SANTOS, S. C.; MELLO, C. P. Taninos. In: SIMÕES, C. M. O. (org). Farmacognosia: da

planta ao medicamento. 4ª ed. pp. 517-544. Porto Alegre / Florianópolis: Editora

Universitária UFRGS, Editora da UFSC, 1998.

SATO, F.; HASHIMOTO, T.; HACHIYA, A.; TAMURA, K. I.; CHOI, K. B.; MORISHIGE,

T.; YAMADA, Y. Metabolic engineering of plant alkaloid biosynthesis.Proceedings of the

National Academy of Sciences, v. 98, n. 1, p. 367-372, 2001.

SCHERER, R.; RYBKA, A. C. P.; GODOY, H. T. Determinação simultânea dos ácidos

orgânicos tartárico, málico, ascórbico e cítrico em polpas de acerola, açaí e caju e avaliação

da estabilidade em sucos de caju. Química Nova, v.31, p.1137, 2008.

SCHULZ, H.; BARANSKA, M. Fruits and vegetables. infrared spectroscopy for food

quality analysis and control. Elsevier. New York, USA. Pp, p. 321-353, 2009.

SCHCHIPUNOV, Y.A. Hydrophobic and electrostatic interactions in adsorption of surface-

active substances. Tetraalkylammonium salts.Advances in colloid and interface science, v.

28, p. 135-195, 1987.

SEGATO, Milena Pinotti. Estudos termoanalíticos do ácido algínico e dos alginatos de

metais alcalinos, alcalino-terrosos, amônio, mono-, di-e trietanolamônio. 2007.156f. Tese

de Doutorado. Universidade de São Paulo., 2007.

SEGERS, J.; VAN DER SANDE, R. Degumming—theory and practice. In: Proceedings of

the World conference on edible fats and oils processing: Basic principles and modern

practices, p. 88-93, 1990.

SHAHIDI, F. Natural antioxidants: chemistry, health effects, and applications. The

American Oil Chemists Society, 1997.

SHAHIDI, F.; ALASALVAR, C.; LIYANA-PATHIRANA, C. M. Erratum: Antioxidant

phytochemicals in hazelnut kernel (Corylus avellana L.) and hazelnut byproducts (Journal of

Agricultural and Food Chemistry. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 55, n. 8,

p. 3232, 2007a.

SHAHIDI, F.; ALASALVAR, C.; LIYANA-PATHIRANA, C. M. Antioxidant

phytochemicals in hazelnut kernel (Corylus avellana L) and hazelnut byproducts. Journal of

Agricultural and Food Chemistry, v. 55, n. 4, p. 1212-1220, 2007b.


SHAHIDI, F.; HO, C. T. Antioxidant measurement and applications: An overview, v.956,

p.2-7, 2007.

SHAHIDI, F.; HO, C.T. Phenolic compounds in foods and natural health products. American

Chemical Society. Washington, DC, 2005.

SHAHIDI, F.; JABLONSKI, C.R. Comparison of standard and NMR methodologies for

assessment of oxidative stability of canola and soybean oils. Food Chemistry, Barking, v. 52,

p.249–253, 1995.

SHAHIDI, F.; JANITHA, P.K.; WANASUNDARA, P.D. Phenolic antioxidants. Critical

Reviews in Food Science and Nutrition, Boca Raton, v.32, n.1, p.67-103, 1992.

SHAHIDI, F.; NACZK, M. Food Phenolics - Sources, chemistry, effect, applications.

Pennsylvania: Technomic, p. 321, 1995.

SHAHIDI, F.; NACZK, M. Phenolics in food and nutraceuticals. Boca Raton: CRC Press,

p.511, 2004.

SHAHIDI, F.; PEGG, R.B.; SALEEMI, Z.O. Stabilization of meat lipids with ground spices.

Journal Food Lipids, Dordrecht, v.2, p. 145–153, 1995.

SHAHIDI, F.; SENANAYAKE, S. P. J. N. Fatty acids. In: (Ed.). International

Encyclopedia of Public Health, p.594-603, 2008.

SHAHIDI, F.; WANASUNDARA, P. Cyanogenic glycosides of flaxseeds. 1997.

SHAHIDI, F.; WANASUNDARA, U.N. Methods for measuring oxidative rancidity in fats

and oils. Food lipids: chemistry, nutrition and biotechnology, p. 387-403, 2002.

SHAHIDI, F.; WANASUNDARA, U.N.; BRUNET, N. Oxidative stability of oil from

blubber of harp seal (Phoca groenlandica) as assessed by NMR and standard procedures.

Food Research, v.27, p. 555–562, 1994.

SHAHIDI, F.; ZHONG, Y. Lipid oxidation: Measurement methods. In: SHAHIDI,

Fereidoon. Bailey’s Industrial Oil and Fat Products. 6. ed., v.1, New foundland: John Wiley &

Sons. Cap. 8, p. 357-386, 2005.

SHARMA, S.K.; ALI, M.Phytochemical investigation of stem bark of Mangifera indica.

Journal of Indian Chemical Society, v.72, n.5, p.339–342, 1995.

SHARMA, V.K.; GRAHAM, N.J.D. Oxidation of amino acids, peptides and proteins by

ozone: a review. Ozone: Science & Engineering, v.32, n.2, p.81-90, 2010.

SHARMA, V.; MUSTAFA, S.; PATEL, N.; WAMBOLT, R.; ALLARD, M F.; MCNEILL,

J.H. Stimulation of cardiac fatty acid oxidation by leptin is mediated by a nitric oxide–p38

MAPK-dependent mechanism. European journal of pharmacology, v.617, n.1, p.113-117,

2009.

SHEABAR,F.Z., NEEMAN,L Concentration to tocopherols from soy oi! Deodorization

seum. La Rivista Italiana delle Sostange Gras, v.64, n.6, p.219-222, 1987.


SHIBAMOTO, T. Antioxidant assays for plant and food components. Journal of

Agricultural and Food Chemistry, Easton, v. 57, n. 5, p. 1655-1666, 2009.

SHIMANO, M.Y.H. Ação antioxidante de extratos de especiarias e suas misturas

binárias e ternárias sobre a estabilidade oxidativa de óleo de soja. 2012. 113p.

Dissertação (Mestrado em Ciências e Tecnologia de Alimentos) – Escola Superior de

Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2012.

SICHIERI, A.P.M.Po. Potencial antioxidante de extratos de especiarias em sistemas

modelo e na estabilidade oxidativa do óleo de soja. 2013.195f. Tese. Escola Superior de

Agricultura “Luiz de Queiroz. 2013.

SILVA, A.C.; OLIVEIRA, M.C.; RÉ, P.V.D.; JORGE, N. Utilização de extrato de cogumelo

como antioxidante natural em óleo vegetal. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 33, n. 4, p.

1103-1108, 2009.

SILVA, B.M.; ANDRADE, P.B.; VALENTÃO, P.; FERRERES, F.; SEABRA, R.M.;

FERREIRA, M.A. Quince (Cydonia oblonga Miller) fruit (pulp, peel, and seed) and jam:

antioxidant activity. Journal of Agricultural and Food Chemistry, Easton, v. 52, n. 15, p.

4705-4712, 2004.

SILVA, C. G. V, ZAGO, H. B., JUNIOR, H.J.G.S., OLIVEIRA, J. C. S. Atividade inseticida

do óleo essencial de Croton grewioides Baill. sobre a praga de grãos armazenados Zabrotes

subfasciatus Boheman . 29a. Reunião da SBQ, 2004.

SILVA, F.A.M.; BORGES, M.F.M;. FERREIRA, M.A. Metodos para avaliacao do grau de

oxidacao da capacidade antioxidante. Quimica Nova, Campinas, v. 22, p. 94-103, 1998.

SILVA, G. A.Síntese enzimática, caracterização físico-química e térmica de biodiesel de

sebo bovino por rota etílica. 2009. 115f. Dissertação (Mestrado) – Escola de Engenharia de

Lorena –EEL-USP, Lorena, Brasil, 2009.

SILVA JUNIOR, A.A.; VIZZOTTO, V.J. Plantas medicinais, aromaticas e

fitoprotetoras. Agropecuaria Catarinense, Florianópolis, v.9, n.1, p.5-8, 1996.

SILVA, M.G.V. Óleos essenciais: composição química, biossíntese, técnicas de extração,

atividades farmacológicas e importância econômica. In: MORAIS, S.M.; BRAZ-FILHO,

R. 119 Produtos Naturais: estudos químicos e biológicos, Editora da Universidade Estadual

do Ceará, 240p., 2007.

SILVA, M.S.; TAVARES, J.F.; QUEIROGA, K.F.; AGRA, M.F.; BARBOSA FILHO, J.M.

Alcalóides e outros constituintes de Xylopia langsdorffiana. Química Nova, v.32, p.1566-

1570, 2009.

SILVA, N.C.C.; BARBOSA, L.; SEITO, L. N.; FERNANDES JUNIOR, A. Antimicrobial

activity and phytochemical analysis of crude extracts and essential oils from medicinal

plants. Natural product research, v. 26, n. 16, p. 1510-1514, 2012.

https://www.bdpa.cnptia.embrapa.br/consulta/busca?b=ad&biblioteca=vazio&busca=autoria:%22SILVA%20JUNIOR,%20A.A.%22

https://www.bdpa.cnptia.embrapa.br/consulta/busca?b=ad&biblioteca=vazio&busca=autoria:%22VIZZOTTO,%20V.J.%22

https://www.bdpa.cnptia.embrapa.br/consulta/busca?b=ad&id=353978&biblioteca=vazio&busca=autoria:%22VIZZOTTO,%20V.J.%22&qFacets=autoria:%22VIZZOTTO,%20V.J.%22&sort=&paginacao=t&paginaAtual=1

https://www.bdpa.cnptia.embrapa.br/consulta/busca?b=ad&id=353978&biblioteca=vazio&busca=autoria:%22VIZZOTTO,%20V.J.%22&qFacets=autoria:%22VIZZOTTO,%20V.J.%22&sort=&paginacao=t&paginaAtual=1


SILVERSTEIN, Robert M.; WEBSTER, Francis X.; KIEMLE, David J. Identificação

espectrométrica de compostos orgânicos. In: Identificação espectrométrica de compostos

orgânicos. Ltc, 2007.

SIMÃO, A.M. Aditivos para alimentos sob o aspecto toxicologico. Sao Paulo: Nobel, 1985.

SIMAS, N. K.; LIMA, E. C.; CONCEIÇÃO, S. R.; KUSTER, R. M.; OLIVEIRA FILHO, A.

M. Produtos naturais para o controle da transmissão da dengue – atividade larvicida de

Myroxylon Balsamum (óleo vermelho) e de terpenóides e fenilpropanóides. Química Nova

27: 46-49, 2004.

SIMÊNCIO, E.C.A. Estudo do comportamento de biofluidos de óleos de palma e soja

com antioxidantes na têmpera de aços, antes e após o envelhecimento acelerado.2014.

145f. Tese de Doutorado. Escola de engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo.

São Carlos, 2014.

SIMIONATTO, E.; BONANI, V.F.L.; MOREL, A.F. Chemical composition and evaluation

of antibacterial and antioxidant activities of the essential oil of Croton urucurana Baillon

(Euphorbiaceae) stem bark. Journal of the Brazilian Chemical Society, v.18, n.5, p..879–

885, 2007.

SIMÕES, C. M.C.; SCHENKEL, E. P.; GOSMANN, G.; MELLO, J. C. P.; MENTZ, L. A.;

PETROVICK, P.R.. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 3 ed. Porto Alegre /

Florianópolis: Ed. UFSC/ Ed. UFRGS, 833p. 2001.

SIMÕES, C. M. O.; SCHENKEL, E. P.; GOSMANN, G.; MELLO, J. C. P. D.; MENTZ, L.

A.; PETROVICK, P. R. Farmacognosia da planta ao medicamento. Brasil: UFSC UFRGS,

1102p. 2008.

SIMÕES, C.M.O.; SPITZER, V. Óleos voláteis. In: SIMÕES, C.M.O., SCHENKEL, E.P.,

GOSMANN G., MELLO J.C.P., MENTZ, L.A., PETROVICK, P.R. 2004. Farmacologia: da

planta ao medicamento. UFRGS. 5ª ed, p.467 – 495, 2004.

SIMÕES, M.; BENNETT, R.N.; ROSA, E.A.S. Understanding antimicrobial activities of

phytochemicals against multidrug resistant bacteria and biofilms. Natural Products Report,

v.26, n.6, p. 746-57, 2009.

SIMON, P.; KOLMAN, L’.; NIKLOVA, I.; SCHMIDT, Š. Analysis of the induction period

of oxidation of edible oils by differential scanning calorimetry. Journal of the American Oil

Chemists’ Society, v.77, n.6, p.639 – 642, 2000.

SOARES, J. O cajú. O cajú: aspectos tecnológicos. Fortaleza: BNB, p. 37-123, 1986.

SOKENG, S.; LONTSI, D.; MOUNDIPA, P.; JATSA, H.; WATCHO, P.; KAMTCHOUING,

P. Hypoglycemic effect of Anacardium occidentale L. methanol extract and fractions on

streptozotocin-induced diabetic rats. Research Journal of Medical Sciences, v. 2, n. 2, p.

133-137, 2007.

SOLEREDER, H. 1908. Systematic anatomy of the dicotyledons. Oxford Univ. Press,

London. v.2, p.645–1182, 1908.


SOLOMONS, T.W.G.; FRYHLE, C.B. Química Orgânica, v.2, 7ºed. Trad. Lin, W.O.; LTC

– Livros Técnicos e Científicos. Editora S.A.: Rio de Janeiro, 2006.

SOLOMONS; VIANNI, R.; BRAZ-FILHO, R. Ácidos graxos naturais: importância e

ocorrência em alimentos. Química Nova, v.19, n.4, p.400-407, 1996.

SOONG, Y.-Y.; BARLOW, P. J. Antioxidant activity and phenolic content of selected fruit

seeds. Food Chemistry, v. 88, n. 3, p. 411-417, 2004.

SOUSA, L. C.; ROCHA, E. D. ROCHA, C. P. Análises de óleos vegetais e óleo residual

bruto por cromatografia gasosa visando à produção do biodiesel. Conexão ci.: r. cient.

UNIFOR-MG, Formiga, v. 8, n. 2 , p. 85-91, 2013.

SOUSA, M. S. B.; VIEIRA, L. M.; DA SILVA, M. J. M.; LIMA, A. Caracterização

nutricional e compostos antioxidantes em subprodutos de polpas de frutas tropicais. Ciência

Agrotécnica, v.35, p.554, 2011.

SOUZA, A. G.; SANTOS, J. C. O.; CONCEIÇÃO, M. M.; SILVA, M. C. D.; PRASAD, S.

A. Thermoanalytic and kinetic study of sunflower oil. Brazilian Journal of Chemical

Engineering, v. 21, n. 2, p. 265-273, 2004.

SOUZA, A. P. S.; SANTOS, R. A.; SANTOS, L. S.; GUILHON, G. M. P.; SANTOS, A. S.;

ARRUDA, M. S. P.; MULLER, A. H.; ARRUDA, A. C. Potencial alelopático de Myrcia

guianensis. Planta Daninha, v.24, n.4, p.649-656, 2006.

SOUZA, E.C. Estudo da oxidação do óleo de soja com diferentes concentrações de

aditivos anti-oxidantes, para uso em tratamentos térmicos de têmpera. 2007. 163f. Tese

de Doutorado. Universidade de São Paulo, 2007.

SOUZA, O.V.; SILVERIO, M.S.; DEL VECHIO VIERIA, G.; MATHEUS, F.C.;

YAMAMOTO, C.H.; ALVES, M.S. Antinociceptive and anti-infl ammatory effects of the

essential oil from Eremanthus erythopappus leaves. Journal of Pharmacy and

Pharmacology, v.60, p.771–777, 2008.

SOUZA, T.J.T. Determinação da composição química e avaliação preliminar das

atividades antioxidante e anticolinesterásica dos óleos voláteis de espécies de

Eupatorium L.(Asteraceae). 2007. 144f. Universidade de São Paulo. São Paulo, 2007.

SRINIVASAN, S.; XIONG, Y.L.; DECKER, E.A. Inhibition of protein and lipid oxidation in

beef heart surimi-like material by antioxidants and combinations of pH, NaCl, and buffer type

in the washing media. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 44, n. 1, p. 119-125,

1996.

STOCKWELL, C.. Nature’s pharmacy. Century hutchinson ltd., London, United Kingdom.

1988.

SUÁREZ, E.R.; KRALOVEC, J.A.; NOSEDA, M.D.; EWART, H.S.; BARROW, C.J.;

LUMSDEN, M.D.; GRINDLEY, T.B. Isolation, characterization and structural determination

of a unique type of arabinogalactan from an immunostimulatory extract of Chlorella

pyrenoidosa. Carbohydrate Research, v. 340, p. 1489-1498, 2005.


SUJA, K. P.; ABRAHAM, J. T.; THAMIZH, S. N.; JAYALEKSHMY, A.; ARUMUGHAN,

C. Antioxidant efficacy of sesame cake extract in vegetable oil protection. Food Chemistry,

v. 84, n. 3, p. 393-400, 2004.

SUN, F.; CAI, Z.; CHAUDHARY, M. I.; XIAO, P.; CHENG, Y. Distribution of the

triterpenoid saponins and chemotaxonomy of the genus Clematis L. by high-performance

liquid chomatography-mass spectrometry. Biochemical Systematics and Ecology, v38(5),

p.1018-1025, 2010.

SVOBODOVA, A.; PSOTOVA, J.; WALTEROVA, D. Biomedical Papers, v.147, p.137-

145, 2003.

SYLVESTRE, M.; A. PICHETTE, A.; LONGTIN, A.; NAGAU, F.; LEGAULT, J. Essential

oil analysis and anticancer activity of leaf essential oil of Croton fl avens L. from Guadeloupe.

Journal of the Ethnopharmacology, v.103, p.99–102, 2006.

TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia do estresse. Fisiologia vegetal, v. 4, p. 738-772, 2004

TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia vegetal. Universitat Jaume I, 1998.

TAIZ, L.; ZEIGER, E. Metabólitos secundários e defesa vegetal. Fisiologia Vegetal 3ªed, p.

309-334, 2006.

TAGHVAEI, M.; JAFARI, S. M.; MAHOONAK, A. S.; NIKOO, A. M.; RAHMANIAN, N.;

HAJITABAR, J.; MESHGINFAR, N. The effect of natural antioxidants extracted from plant

and animal resources on the oxidative stability of soybean oil. LWT-Food Science and

Technology, v.56, n.1, p.124-130, 2014.

TAKEOKA, G. R.; DAO, L. T. Antioxidant constituents of almond. Journal of Agricultural

and Food Chemistry, Easton, v. 51, p. 496–501, 2002.

TANAKA, T.; JANG, Z.H.; KOUNO, J. Distribution of ellagic acid derivatives and a

diarylheptanoid inwood of Platycarya strobilacea. Phytochemistry, 47, p.851-854, 1998.

TEDONG, L.; DIMO, T.; DZEUFIET, P.D.D.; ASONGALEM, A.E.; SOKENG, D.S.;

CALLARD, P.; FLEJOU, J. F.; KAMTCHOUING, P. Antihyperglycemic and renal

protective activities of Anacardium occidentale (Anacardiaceae) leaves in streptozotocin

induced diabetic rats. 2006.

TELLES, M., M.; Caracterização dos grãos, torta e óleo de três variedades de girassol

(helianthus annuus l.) e estabilidade do óleo bruto. 2006. 98f. Dissertação. Programa de

Pós-Graduação Ciência dos Alimentos,Universidade Federal de Santa Catarina. Santa

Catarina, 2006

TEZEL, U. Fate and effect of quaternary ammonium compounds in biological systems.

2009. 286f. Tese, School of Civil and Environmental Engineering, Georgia Institute of

Technology. EUA, 2009.

THEVET, A. Singularidades da França antártica. São Paulo: Companhia Editora Nacional,

504p., 1557.


THOMAIDIS, N.S.; GEORGIOU, C.A. Edible oil analysis by flow injection. Laboratory

Automation and Information Management, v.34, p.101-114, 1999.

THURNHOFER, S.; LEHNERT, K.; VETTER, W. Exclusive quantification of methyl-

branched fatty acids and minor 18:1-isomers in foodstuff by GC/MS in the SIM mode using

10,11- dichloroundecanoic acid and fatty acid ethyl esters as internal standards. European

Food Research and Technology, v. 226, n. 5, p. 975-983, 2008.

TOOR, R. K. e SAVAGE, G. P. Antioxidant activity in different fractions of tomatoes. Food

Research International, v.38, n.5, p.487-494. 2005.

TORRES, J. L.; BOBET, R. New flavanol derivatives from grape (vitis vinifera) byproducts.

Antioxidant aminoethylthio flavan-3-ol conjugates from a polymeric waste fraction used as a

source of flavanols. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v.49, n.10, 2012/08/22,

p.4627-4634. 2001.

TORRES, M.A.; BARROS, M.P.; CAMPOS, S.C.; PINTO, E.; RAJAMANI, S.; SAYRE,

R.T.; COLEPICOLO, P. Biochemical biomarkers in algae and marine pollution: a

review. Ecotoxicology and environmental safety, v. 71, n. 1, p. 1-15, 2008.

TOUBRO, S.; ASTRUP, A. V.; BREUM, L.; QUAADE, F. Safety and efficacy of long-term

treatment with ephedrine, caffeine and an ephedrine/caffeine mixture. International journal

of obesity and related metabolic disorders: journal of the International Association for

the Study of Obesity, v. 17, p. S69-72, 1993

TRINDADE, R.A.; SALUM, D.C.; ANDRADE-WARTHA, E.R.S.; SILVA, M.A.,

AQUINO, S.; MANCINI-FILHO, JVICENCIO, A.L.C.H. Comparative analysis of

antioxidante activity of aqueous extracts of orégano (Origanum vulgare) and rosemary

(Rosmarinus officinalis L.) by beta-carotene/linoleic acid system. Arquivos do Instituto

Biológico, São Paulo, v.72, n.2, p.1-64, 2005.

TROPICAL, E. A.; FRUTICULTURA, E. M. E. Iniciando um pequeno grande negócio

agroindústrial: castanha de cajú: Embrapa Informação Tecnológica, 2003

TROX, J.; VADIVEL, V.; VETTER, W.; STUETZ, W.; SCHERBAUM, V.; GOLA, U.;

NOH, D.; BIESALSKI, H. K. Bioactive compounds in cashew nut (Anacardium occidentale

l.) kernels: Effect of different shelling methods. Journal of Agricultural and Food

Chemistry, v. 58, n. 9, p. 5341-5346, 2010.

TROX, J.; VADIVEL, V.; VETTER, W.; STUETZ, W.; KAMMERER, D. R.; CARLE, R.;

SCHERBAUM, V.; GOLA, U.; NOH, D.; BIESALSKI, H. K. Catechin and epicatechin in

testa and their association with bioactive compounds in kernels of cashew nut (Anacardium

occidentale L.). Food Chemistry, v. 128, n. 4, p. 1094-1099, 2011.

TSUJIMOTO, M. ON HARDENED CHYSALIS OIL. Industrial & Engineering

Chemistry, v. 8, n. 9, p. 802-804, 1916.

TUBEROSO, C. I. G.; KOWALCZYK, A.; SARRITZU, E.; CABRAS, P. Determination of

antioxidant compounds and antioxidant activity in commercial oilseeds for food use. Food

Chemistry, v. 103, n. 4, p. 1494-1501, 2007.


TYMAN, J.H.P. Non-isoprenoid long chain phenols. Chemical Society Reviews, v.8, p.499-

537, 1979.

USDA (United States Department of Agriculture): World Agricultural Production;

Oilseeds and products - World Markets and Trade in 2013-2016. Circular Series WAP 8–

15, 2015.

VALE, M. A. S. Estudo da estabilidade oxidativa do biodiesel de soja sob condições de

armazenamento. Tese de Doutorado. Universidade Federal da Paraíba, 2011.

VALKO, M.; LEIBFRITZ, D.; MONCOL, J.; CRONIN, M. T.; MAZUR, M.; TELSER, J.

Free radicals and antioxidants in normal physiological functions and human disease. The

international journal of biochemistry & cell biology,v.39, n.1, p.44-84, 2007.

VANHANEN, L. P.; SAVAGE, G. P. The use of peroxide value as a measure of quality for

walnut flour stored at five different temperatures using th ee different types of packaging.

Food Chemistry, Barking, v. 99, p. 64-69, 2006.

VARELA-SANTOS, E.; OCHOA-MARTINEZ, A.; TABILO-MUNIZAGA, G.; REYES, J.

E.; PÉREZ-WON, M.; BRIONES-LABARCA, V.; MORALES-CASTRO, J. Effect of high

hydrostatic pressure (HHP) processing on physicochemical properties, bioactive compounds

and shelf-life of pomegranate juice. Innovative Food Science & Emerging

Technologies, v. 13, n. 0, p. 13-22, 2012.

VATTEM, D.A.; SHETTY, K. Biological functionality of ellagic acid: A review. Journal of

Food Biochemistry, v.29, n. 3, p. 234-266, 2005.

VELASCO, J.; ANDERSEN, M. L.; SKIBSTED, L. H. Evaluation of oxidative stability of

vegetable oils by monitoring the tendency to radical formation. A comparison of electron

spins resonance spectroscopy with the Rancimat method and differential scanning

calorimetry. Food Chemistry, v. 85, p. 623-632, 2004.

VELASCO, J.; DOBARGANES, C. Oxidative stability of virgin olive oil. European Journal

of Lipid Science and Technology, v. 104, n. 9‐10, p. 661-676, 2002.

VELIOGLU, Y. S., MAZZA, G., GAO, L., & OOMAH, B. D. Antioxidant activity and total

phenolics in selected fruits, vegetables, and grain products.Journal of agricultural and food

chemistry, v.46, n.10, p.4113-4117, 1998.

VERPOORTE, R.; ALFERMANN, A. W. Metabolic engineering of plant secondary

metabolism. Kluwer Academic Publishers. 2000.

VERPOORTE, R.; MEMLINK, J. Engineering secondary metabolite production in plants.

Current Opinion in Biotechnology., v. 13, p. 181–187, 2002.

VICKERY, M. L.; VICKERY, B. Secondary Plant Metabolism. London: The Macmillan

Press, 1981.

VIEGAS JÚNIOR, C. Terpenes with insecticidal activity: an alternative to chemical control

of insects. Química Nova, v. 26, n. 3, p. 390-400, 2003.


VIEGAS JR, C.; BOLZANI, V.S.; BARREIRO, E.J. Os produtos naturais e a química

medicinal moderna. Química Nova, v. 29, n. 2, p. 326-337, 2006.

VINOD KUMAR, K. P.; SETHURAMAN, M. G. Studies on oleoresinous varnishes and their

natural precursors. Progress in Organic Coatings, v. 49, n. 3, p. 244-251, 2004.

VIZZOTO, M., KROLOW, A.C.; WEBER, E.B.Metabólitos secundários encontrados em

plantas e sua importância. 16f. Pelotas: Embrapa Clima Temperado, 2010.

WALLEN, L.L. The effect of organometallic and quaternary ammonium compounds on

the growth of microorganisms. Retrospective Theses and Dissertations. Paper 14151, 1954.

WANASUNDARA, U., AMAROWICZ, R. e SHAHIDI, F. Isolation and identification of an

antioxidative component in canola meal. Journal of Agricultural and Food Chemistry,

v.42, n.6, p.1285-1290. 1994.

WANASUNDARA, U. N. e SHAHIDI, F. Antioxidant and pro-oxidant activity of green tea

extracts in marine oils. Food Chemistry, v.63, n.3, p.335-342. 1998.

WANASUNDARA, PKJPD; SHAHIDI, F. Antioxidants: science, technology, and

applications. Bailey's Industrial Oil and Fat Products, 2005.

WANASUNDARA, U.N.; SHAHIDI, F.; JABLONSKI, C.R. Comparison of standard and

NMR methodologies for assessment of oxidative stability of canola and soybean oils. Food

Chemistry, v. 52, n. 3, p. 249-253, 1995.

WANG, B. S.; CHANG, L. W.; YEN, W. J.; DUH, P. D. Antioxidative effect of sesame coat

on LDL oxidation and oxidative stress in macrophages. Food Chemistry, v. 102, n. 1, p. 351-

360, 2007.

WARNER, K.; FRANKEL, E.N.; MOUNTS, T.L.Flavour and Oxidative Stability of

Soybean, Sunflower and Low Erucic Acid Rapeseed Oils. Journal of the American Oil

Chemical Society, v.66, p.558–564, 1989.

WATANABE, M.; OHSHITA, Y.; TSUSHIDA, T. Antioxidant compounds from buckwheat

(Fagopyrum esculentum) hulls. Journal of Agricultural and Food Chemists’ Society,

Easton, v. 45, p.1039–1044, 1997.

WATSON, L.; DALLWITZ, M. J. The families of flowering plants: descriptions,

illustrations, identification, and information retrieval. Version: 4th March 2011. 1992.

WETTASINGHE M., SHAHIDI F. Antioxidant and free radical-scavenging properties of

ethanolic extracts of defatted borage (Borago officinalis L.) seeds. Food Chem., Kidlington,

v.67, p.399-414, 1999.

WHITE, P. J. Conjugated diene, anisidine value, and carbonyl value analyses, In: WARNER,

K. W.; ESKIN, N. A. M., (Eds). Methods to assess quality and stability of oils and

fatcontaining foods. Champain: American Oil Chemist’s Society, pg. 159-178, 1995.

WIJERATNE, S. S.; AMAROWICZ, R.; SHAHIDI, F. Antioxidant activity of almonds and

their by-products in food model systems. Journal of the American Oil Chemists' Society, v.

83, n. 3, p. 223-230, 2006.


WINK, M. Physiology of secondary product formation in plants. In: Charlwood, BV;

Rhodes, MJC. Secondary products from plant tissue culture. Oxford: Clarendon. 1990.

WOJDYŁO, A.; OSZMIAŃSKI, J.; CZEMERYS, R. Antioxidant activity and phenolic

compounds in 32 selected herbs. Food Chemistry, v. 105, n. 3, p. 940-949, 2007.

WOLFE, K.; WU, X.; LIU, R.H. Antioxidant activity of apple peels. Journal of agricultural

and food chemistry, v. 51, n. 3, p. 609-614, 2003.

WUERATIN, E.M.K.; HATANAKA, Y.; KIRUCHI, T.; TEZUKA, Y.; GUNATILAKA,

A.A.L. A dioxoaporphine and others alkaloids of two annoaneceous plants of Sri Lanka.

Photochemistry, v.42, p.1703-1706, 1996.

Y., K. Oils and fats: Reito, 2001

YAHIA, E. M. The contribution of fruit and vegetable consumption to human health. In: DE

LA ROSA, L. A.; ALVAREZ-PARILLA, E.; GONZALEZ-AGUILAR, G. (Ed.). Fruit and

vegetable phytochemicals: chemistry, nutritional and stability. Iowa: Wiley-Blackwell, p.

3−52, 2010.

YANG, G.Y.; LIAO, J.; LI, C.; CHUNG, J.; YURKOW, E.J.; HO, C.T.; YANG, C.S. Effect

of black and green tea polyphenols on c-jun phosphorylation and H(2)O(2) production in

transformed and non-transformed human bronchial cell lines: possible mechanisms of cell

growth inhibition and apoptosis induction. Carcinogenesis, v.21, p.2035-2039, 2000.

YANG, J. Brazil nuts and associated health benefits: A review. LWT - Food Science and

Technology, v.42, n.10, p.1573-1580. 2009.

YANG, J., LIU, R. H. e HALIM, L. Antioxidant and antiproliferative activities of common

edible nut seeds. LWT - Food Science and Technology, v.42, n.1, p.1-8. 2009.

YANG, X.; DOWNES, M.; RUTH, T.Y.; BOOKOUT, A.L.; HE, W.; STRAUME, M.;

EVANS, R. M. Nuclear receptor expression links the circadian clock to metabolism.

Cell, v.126, n.4, p.801-810, 2006.

YANISHLIEVA, N.V.; MARINOVA, E.M.; POKORNY, J. Natural antioxidants from herbs

and spices. European Journal of Lipid Science and Technology, v.108, n.9, p.776-93,

2006.

YEN, G.C. Influence of seed roasting process on the changes in composition and quality of

sesame (Sesame indicum) oil. Journal of Science and Food Agricultural, v.50, p.563–

570, 1990.

YI, T.; LOWRY, P.P.; PLUNKETT, G.M. Chomosomal evolution in Araliaceae and close

relatives. Taxon, v.53, n.4, p.987-1005, 2004.

YILDRIM, A.; MAVI, A.; KARA, A.A. Determination of antioxidant and antimicrobial

activities of Rumex crispus L. extracts. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 49,

n. 8, p. 4083-4089, 2001.


YILMAZ, E. E.; ÖZVURAL, E. B.; VURAL, H. Extraction and identification of

proanthocyanidins from grape seed (Vitis vinifera) using supercritical carbon dioxide. The

Journal of Supercritical Fluids, v.55, n.3, p.924-928. 2011.

YOON, S.H.; KIM, S.K. Oxidative stability of high fatty acid rice bran oil at different stages

of refining. Journal of the American Oil Chemists´ Society, v.71, n.2, p.227-229, 1994.

YUAN, H. X.; XIA, Q. H.; ZHAN, H. J.; LU, X. H.; SU, K. X. Catalytic oxidation of

cyclohexane to cyclohexanone and cyclohexanol by oxygen in a solvent-free system over

metal-containing ZSM-5 catalysts. Applied Catalysis A: General, v.304, p.178-184, 2006.

XING, Y., WHITE, P.J. Identification and function of antioxidants from oat groats and hulls.

Journal of the American Oil Chemists’ Society, Champaign, v.74, n.3, p.303-307, 1997.

ZAMORA-RES.; LEÓN, M.M.; HIDALGO, F.J. Free radical-scavenging activity of

nonenzymatically-browned phospholipids produced in the reaction between

phosphatidylethanolamine and ribose in hydrophobic media. Food Chemistry, v.124, n.4,

p.1490-1495, 2010.

ZHANG, W.J.; BJÖRN, L.O. The effect of ultraviolet radiation on the accumulation of

medicinal compounds in plants. Fitoterapia, v. 80, n. 4, p. 207-218, 2009.

ZHENG, W.; WANG, S.Y. Antioxidant activity and phenolic compounds in selected herbs.

Journal Agricultural Food Chemistry, Chicago, v.49, p. 5165-5170, 2001.

TESE DE DOUTORADO - repositorio.ufrn.br · universidade federal do rio grande do norte centro de...

Documents

Transcript of TESE DE DOUTORADO - repositorio.ufrn.br · universidade federal do rio grande do norte centro de...