Estudo taxonômico de Branchiomma nigromaculatum (Baird...

Universidade Federal do Rio de Janeiro

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Elisa Maria Costa e Silva de Paiva

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EEssttuuddoo ttaaxxoonnôômmiiccoo ddee BBrraanncchhiioommmmaa nniiggrroommaaccuullaattuumm ((BBaaiirrdd,, 11886655))

((AAnnnneelliiddaa:: PPoollyycchhaaeettaa:: SSaabbeelllliiddaaee)) nnaa ccoossttaa bbrraassiilleeiirraa

Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa de Pós-graduação em Ciências Biológicas (Zoologia), Museu Nacional, da Universidade Federal do Rio de Janeiro, como parte dos requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Ciências Biológicas (Zoologia).

Rio de Janeiro Novembro/2006

i

EEssttuuddoo ttaaxxoonnôômmiiccoo ddee BBrraanncchhiioommmmaa nniiggrroommaaccuullaattuumm ((BBaaiirrdd,, 11886655)) ((AAnnnneelliiddaa:: PPoollyycchhaaeettaa:: SSaabbeelllliiddaaee)) nnaa ccoossttaa bbrraassiilleeiirraa


Orientadora: Dra. Michelle Klautau Dissertação de Mestrado submetida ao Programa de Pós-graduação em Ciências Biológicas

(Zoologia), Museu Nacional, da Universidade Federal do Rio de Janeiro, como parte dos

requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Ciências Biológicas (Zoologia).

Aprovada por: _____________________________________________ Presidente, Profa. Dra. Michelle Klautau ______________________________________________ Prof. Dr. Paulo da Cunha Lana ______________________________________________ Prof. Dr. Carlos Renato Rezende Ventura ______________________________________________ Prof Dr. Ana Claudia dos Santos Brasil _____________________________________________ Prof. Dr. Andrea Ribeiro Junqueira

Rio de Janeiro Novembro/2006

ii

Trabalho realizado no Laboratório de Biologia de Porifera

Departamento de Zoologia, Instituto de Biologia


Orientadora:

Profa. Dra. Michelle Klautau

Departamento de Zoologia, Instituto de Biologia


iii

Paiva, Elisa Maria Costa e Silva de

Estudo taxonômico de Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) (Annelida:

Polychaeta: Sabellidae) na costa brasileira / Elisa Maria Costa e Silva de Paiva

Rio de Janeiro, UFRJ/MN, 2006.

xi, 161 f.; 29,7 cm.

Orientadora: Michelle Regina Lemos Klautau

Dissertação (mestrado) - UFRJ/MN/Programa de Pós-graduação em Ciências Biológicas

(Zoologia), 2006.

Referências bibliográficas: f. 142-159.

1. Polychaeta. 2. Taxonomia. 3. Branchiomma. 4. Brasil.

I. Klautau, Michelle. II. Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional. III.


Polychaeta: Sabellidae) na costa brasileira

iv

“Yes, mighty warrior... what you hear now are the

suffering voices of all the heroes that crossed these lands

before you. They ended their quest tragically but their

thirst for victory is still alive and breathes through these

ancient rocks corroded by the fury of the wind. Their

pride now rides with you...”

Rhapsody – Symphony of Enchanted Lands

v

Ao meu marido Paulo, pelo apoio incondicional.

vi

Agradecimentos

Agradeço à minha querida orientadora, Michelle, por ter percorrido comigo esta

jornada. Agradeço primeiramente por ter aceitado o desafio de me orientar com meus

poliquetas (sei que não são os seus favoritos). Agradeço também pela sabedoria,

paciência, carinho e amizade com que me conduziu durante estes dois anos. Obrigada

por acreditar que eu seria capaz.

Agradeço aos meus amigos do Laboratório de “Porifychaeta” (agora virou

oficial!): Alejandro, André, Andrezinho, Bruna, Cintia, Diego, Emiliano, Emílio,

Fernanda, Fernandinha, Leandro, Lilian, Mariana, Raquel, Rômulo e Thayane. Muito

obrigada pela amizade de vocês! Quero deixar aqui registrado meus agradecimentos

especiais ao Emílio, à Fernanda e à Fernandinha por terem sido meus melhores amigos

durante esses anos. Eu amo vocês!

Agradeço ao Ricardo por tudo, dos momentos de descontração (que não foram

poucos!) aos meus painéis e “stubs” de varredura! Obrigada por acreditar em mim.

Agradeço ao Prof. Antônio Solé pela permissão do uso do Laboratório de

Biodiversidade Molecular sem restrições. Ao Prof. Jorge Nessimian por ter me doado

uma interminável garrafa de creosoto. E ao Prof. Paulo Paiva pelo uso interminável da

lupa.

Agradeço ao Maurício Luz, Javier Jara, Gianfranco Gallerani e Emílio Lanna

pelas coletas de Branchiomma. E ao André Souza pela minha infrutífera coleta em João

Pessoa.

Agradeço ao Laboratório de Ultraestrutura Celular Hertha Meyer, Instituto de

Biofísica Carlos Chagas Filho (UFRJ) pelo uso do Microscópio Eletrônico de Varredura

e, em especial, à Noêmia por me ajudar com tanto carinho e dedicação. Agradeço ao

vii

Pedro Paulo pelo uso do Microscópio Laser Confocal, Departamento de Patologia do

Instituto Oswaldo Cruz (FIOCRUZ).

Agradeço aos professores que fizeram parte da banca dos meus seminários pelos

conselhos e críticas: Renato Ventura, Ana Brasil, Fábio Pitombo, Alexandre Pimenta e

Eduardo Hajdu.

À CAPES pelo financiamento sob a forma de bolsa.

Agradeço à Livia, a melhor amiga que alguém poderia querer, por toda sua

amizade sem limites. Obrigada, minha anjinha!

Agradeço ao meu pai por todos os anos de leva-e-trás e por acreditar em mim,

mesmo quando nem eu mais acreditava. E aos meus irmão por fazerem minha vida de

irmã primogênita mais feliz. Amo vocês.

Um agradecimento especial à minha mãe e minha vó. São as mulheres da minha

vida e me ensinaram a ser íntegra, perseverante e disciplinada. Quero ser igual a vocês

quando eu crescer!!! Espero que vocês se orgulhem de mim!

E, agradeço ao amor da minha vida, meu poliquetólogo preferido, meu marido

Paulo. Que me ensinou muito mais que poliquetologia... me ensinou o que é o amor

verdadeiro e me deu uma família maravilhosa com a qual eu sempre sonhei. Obrigada

por ser o melhor marido do mundo, por compartilhar meus sonhos comigo, por me

incentivar e por acreditar que eu sempre estava no caminho certo. Obrigada pela

paciência, compreensão e todo o carinho durante esta jornada tão importante da minha

vida. E, como não poderia deixar de ser, agradeço ao meu filhinho Antônio Paulo, que

mesmo ainda dentro da minha barriga participou de grande parte desta dissertação, me

dando um “prazo” e sempre me incentivando para que eu desse o melhor de mim.

viii

Sumário Resumo ......................................................................................................................... 01

Abstract ......................................................................................................................... 04

I. Introdução .................................................................................................................. 07

1. Família Sabellidae Latreille, 1825 ..................................................................... 07

2. Subfamília Sabellinae Rioja, 1923 .................................................................... 11

3. Gênero Branchiomma Kölliker, 1858 ................................................................ 12

4. Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) ................................................... 13

5. Cosmopolitismo ................................................................................................. 20

6. Ferramentas ........................................................................................................ 22

II. Objetivos .................................................................................................................. 27

1. Objetivos gerais ................................................................................................. 27

2. Objetivos específicos ......................................................................................... 27

III. Material & Métodos ................................................................................................ 28

1. Populações ......................................................................................................... 28

2. Morfologia ......................................................................................................... 31

2.1. Morfologia externa .................................................................................. 31

2.2. Morfologia interna ................................................................................... 33

2.2.1. Microscopia óptica de luz .............................................................. 33

2.2.2. Microscopia laser confocal ............................................................ 34

3. Morfometria ....................................................................................................... 36

3.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma ................................................... 36

3.2. Discriminação entre as populações .......................................................... 41

ix

4. Sistemática Molecular ....................................................................................... 44

IV. Resultados ............................................................................................................... 47

1. Morfologia ......................................................................................................... 47



2. Morfometria ....................................................................................................... 68


2.2. Discriminação entre as populações .......................................................... 73

2.2.1. Variáveis morfométricas ................................................................ 73

2.2.1.1. Análise por população ......................................................... 73

2.2.1.2. Análise por morfotipo .......................................................... 78

2.2.2. Variáveis merísticas ....................................................................... 83

2.2.2.1. Análise por população ......................................................... 83

2.2.2.2. Análise por morfotipo .......................................................... 87

3. Sistemática Molecular ....................................................................................... 91

4. Descrição das espécies ....................................................................................... 93

4.1. Branchiomma nigromaculatum ............................................................... 93

4.2. Branchiomma luctuosum ......................................................................... 99

4.3. Branchiomma patriota ............................................................................. 106

4.4. Branchiomma sp. nov. 1 .......................................................................... 112

4.5. Branchiomma sp. nov. 2 .......................................................................... 119

V. Discussão ................................................................................................................. 125

1. Morfologia ......................................................................................................... 125

x



2. Morfometria ....................................................................................................... 128


2.2. Discriminação entre os morfotipos .......................................................... 133

3. Sistemática molecular ........................................................................................ 135

4. O complexo de espécies ..................................................................................... 136

VI. Conclusões .............................................................................................................. 140

VII. Referências bibliográficas ..................................................................................... 142

VIII. Glossário............................................................................................................... 160

IX. Anexos ....................................................................................................................

xi

Resumo

Resumo


Polychaeta: Sabellidae) na costa brasileira


Orientadora: Dra. Michelle Klautau

Resumo da Dissertação submetida ao Programa de Pós-graduação em Ciências

Biológicas (Zoologia) do Museu Nacional, Universidade Federal do Rio de Janeiro –

UFRJ, como parte dos requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Ciências

Biológicas.

O sabelídeo Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) foi originalmente

descrito para a Ilha Saint Vincent, no Caribe e, posteriormente, para o Atlântico

(tropical e subtropical), Pacífico, Índico (tropical) e Mar Vermelho. No Brasil, a espécie

é conhecida desde Sergipe até São Paulo, entretanto, apesar dessa ampla distribuição é

notória a existência de variações morfológicas entre espécimes de diferentes

localidades. Os principais objetivos do trabalho foram verificar a existência de um

possível complexo B. nigromaculatum na costa brasileira e avaliar a coespecificidade

das populações brasileiras identificadas como tal, a partir de análises morfológicas,

histológicas, morfométricas e moleculares. Para as análises morfológicas foram

examinados espécimes de 10 diferentes localidades, sendo elas: (a) Panamá: Isla

Porvenir, Comarca de San Blás (PAN); (b) Brasil: Bahia – Salvador (ITA) e

Arquipélago Marinho de Abrolhos (ABR); Espírito Santo – Guarapari (GUA); Rio de

Janeiro – Rio de Janeiro (URA), Mangaratiba (IBI), Arraial do Cabo (ARR); São Paulo

1

Resumo

– Ubatuba (UBA), São Sebastião (SSE), Santos (SAN). As análises morfométricas

foram aplicadas apenas às populações que possuem um número amostral compatível

com tal análise, portanto, apenas as populações de PAN, ABR, URA, UBA, SSE e SAN

foram medidas. Vinte e um caracteres morfométricos e 15 caracteres merísticos foram

medidos, mas foram tratados separadamente por estatística multivariada. Os caracteres

que se mostraram susceptíveis a variações devido aos diferentes métodos de anestesia e

fixação foram excluídos da análise. Para as análises histológicas, espécimes de PAN,

ABR, URA, UBA e SSE foram analisados; tais populações foram escolhidas devido aos

resultados morfológicos. Foram utilizadas técnicas padrão tanto para a observação de

lâminas em microscopia óptica quanto para a microscopia laser confocal, a partir de

coloração topográfica. Para as análises moleculares, espécimes do Brasil (URA) e do

Panamá (PAN) foram comparados a partir das suas seqüências do gene mitocondrial

citocromo oxidase I (COI). Este gene foi escolhido em função de sua herança

matrilinear e de sua alta taxa de substituição, o que será importante para se verificar a

relação entre populações ou espécies próximas. Como resultados morfológicos, houve a

discriminação de cinco morfotipos: morfotipo 1, formado pelas populações de PAN e

ITA; morfotipo 2, com as populações de ABR e GUA; morfotipo 3, com URA, IBI,

ARR e SAN; morfotipo 4, com UBA; e morfotipo 5, com SSE. Estes morfotipos se

caracterizam por uma combinação específica de caracteres e não por um único caráter

diagnóstico comum. Tais resultados morfológicos também foram corroborados tanto

pelos resultados morfométricos quanto pelos histológicos. Para as variáveis

morfométricas e merísticas, 12 de cada foram significativas na discriminação entre

morfotipos como, por exemplo, comprimento do setígero 1, de pínulas e de estilódios de

determinados radíolos e número de radíolos com olhos e com estilódios e número de

uncini nos setígeros 9, 20 e 50. Quanto às diferenças histológicas pôde-se observar

2

Resumo

diferentes tipos de inclusões em células do epitélio radiolar e diferenças quanto ao

epitélio das pínulas, que também corroboram a separação morfológica dos morfotipos.

Foram analisadas três seqüências de 629pb, duas de URA e uma de PAN as quais

mostram uma divergência no mesmo local (URA) de 0,6 % e de 17,2% entre locais

(URA x PAN). Este nível de divergência é compatível com espécies diferentes e não

com populações de uma mesma espécie. A variabilidade observada a partir de novos

caracteres indica que os espécimes de Branchiomma aqui estudados constituem um

complexo de pelo menos cinco espécies: B. nigromaculatum (PAN e ITA),

Branchiomma sp. nov. 1 (ABR e GUA), B. luctuosum (ARR, URA, IBI e SAN), B.

patriota (UBA) e Branchiomma sp. nov. 2 (SSE). Além disso, as análises realizadas

indicam que a espécie B. nigromaculatum está restrita, no Brasil, apenas à região

nordeste.

Palavras-chave: Polychaeta, taxonomia, Branchiomma, Brasil.

Rio de janeiro Novembro/2006

3

Abstract

Abstract

Taxonomic study of Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) (Annelida:

Polychaeta: Sabellidae) from the Brazilian coast


Orientadora: Dra. Michelle Klautau

Abstract da Dissertação submetida ao Programa de Pós-graduação em Ciências

Biológicas (Zoologia) do Museu Nacional, Universidade Federal do Rio de Janeiro –

UFRJ, como parte dos requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Ciências

Biológicas.

The sabellid polychaete Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) was

originally described from Saint Vincent Island, in the Caribbean Sea, and subsequently

to the tropical and subtropical Atlantic Ocean, Pacific Ocean, tropical Indian Ocean, and

Red Sea. For the Brazilian coast, this species is known from Sergipe to São Paulo.

Nevertheless, morphological differences among specimens from different localities are

frequently observed. The main goals of this study were to verify the existence of a

species complex of B. nigromaculatum alongside the Brazilian coast by morphological,

histological, morphometric, and molecular analysis. For the morphological analysis

specimens were examined from 10 different localities: (a) Panama: Porvenir Island,

Comarca de San Blás (PAN); (b) Brazil: Bahia State – Salvador (ITA) and Abrolhos

Archipelago (ABR); Espírito Santo State – Guarapari (GUA); Rio de Janeiro State –

Rio de Janeiro (URA), Mangaratiba (IBI), and Arraial do Cabo (ARR); São Paulo State

– Ubatuba (UBA), São Sebastião (SSE), and Santos (SAN). The morphometric analysis

4

Abstract

were performed only for PAN, ABR, URA, UBA, SSE, and SAN, because they were

the populations with the largest number of specimens. Twenty-one morphometric

variables and 15 meristic variables were measured, however they were separately

analyzed by multivariate statistics. Characters susceptible to variation due to the

different methods of anesthetization and fixation were removed from the analysis. For

histological analysis, specimens from PAN, ABR, URA, UBA, and SSE were analyzed;

those populations were chosen according to the morphological previous results.

Standard techniques of topographic dye were performed for optical and confocal laser

microscopies. For the molecular analysis, mitochondrial gene cytochrome oxidase I

(COI) of specimens from Brazil (URA) and Panama (PAN) were compared. This gene

was chosen because of its matrilineal inheritance and its high substitution rate, which is

important to verify the relationships among populations or close species. Concerning the

morphological results, five morphotypes were identified: morphotype 1 (PAN and ITA

populations); morphotype 2 (ABR and GUA populations); morphotype 3 (URA, IBI,

ARR, and SAN populations); morphotype 4 (UBA population); and morphotype 5 (SSE

population). These morphotypes are characterized by a specific combination of

characters and not by a single diagnostic character. These morphological results were

corroborated by morphometric and histological analysis. For morphometric and

meristic variables, 12 of each set were significative in the morphotypes discrimination

as, for example, length of setiger 1, pinnules and stylodes of some setigers; number of

radioles with eyes and with stylodes; and number of uncini from setigers 9, 20, and 50.

Concerning to the histological results, differences related to inclusions in radiolar

epithelium cells and to pinnular epithelium cells corroborate the morphological

discrimination into morphotypes. Three sequences of 629pb were analyzed, two from

URA and one from PAN, and presented an intra-population (URA) divergence of 0,6%

5

Abstract

and a inter-population (URA x PAN) of 17,2%. This level of inter-population

divergence is compatible with different species and not with different populations of a

single species. The variability observed in these studied characteres indicates that

Branchiomma nigromaculatum constitutes a species complex formed by at least five

species: B. nigromaculatum (PAN and ITA), Branchiomma sp. nov. 1 (ABR and GUA),

B. luctuosum (ARR, URA, IBI, and SAN), B. patriota (UBA), and Branchiomma sp.

nov. 2 (SSE). Furthermore, the analysis performed here indicates that B.

nigromaculatum is restricted to the northeastern coast of Brazil.

Key-words: Polychaeta, taxonomy, Branchiomma, Brazil.

Rio de janeiro Novembro/2006

6

I. Introdução

Introdução

1. Família Sabellidae Latreille, 1825

A família Sabellidae foi erigida por Latreille em 1825 para englobar vermes

poliquetas sésseis que possuíam uma coroa tentacular e que construíam tubos mucosos

ou de partículas de sedimento. A monofilia desta família atualmente é suportada por três

sinapomorfias morfológicas: (1) neuropódio torácico constituído por uncini que

apresentam um dente principal recoberto por dentículos secundários menores; (2)

manúbrio na região proximal dos uncini; (3) neuropódio abdominal composto por

cerdas em forma de espinho (Fitzhugh, 1989) (Figura 1).

A B

Figura 1: Desenhos esquemáticos de: A) uncinus avicular do neuropódio torácico

apresentando um dente principal recoberto por dentículos secundários menores;

B) cerda em forma de espinho que compõe o neuropódio abdominal.

7

Introdução

Os sabelídeos possuem uma distribuição bastante ampla, sendo encontrados

associados a ambientes dulcícolas e marinhos, sendo estes últimos em substratos

consolidados ou inconsolidados de todas as latitudes, desde regiões entre-marés até o

mar profundo (Fauchald, 1977, Fitzhugh & Rouse, 1999; Rouse, 2000; Rouse & Pleijel,

2001). Algumas espécies, como por exemplo as do gênero Pseudopotamilla, são

capazes de perfurar substratos de carbonato de cálcio, podendo viver, então, em recifes

de coral; já algumas espécies do gênero Caobangia são simbiontes de moluscos

gastrópodes e bivalves dulcícolas, perfurando suas conchas (Martin & Britayev, 1998).

Praticamente todas as espécies dessa família são suspensívoras, apresentando uma

grande eficiência na seleção de partículas (Nicol, 1930; Dales, 1957; Fitzsimons, 1965;

Lewis, 1968; Bonar, 1972; Fauchald & Jumars, 1979; Merz, 1984).

A cabeça dos sabelídeos é composta por um prostômio e um peristômio, como

todos os demais poliquetas, entretanto, o prostômio é extremamente modificado. Nesses

animais, existe apenas um indício de prostômio na forma de uma coroa radiolar, que é

composta por duas metades, onde cada metade compreende um número determinado de

radíolos. O número de radíolos varia enormemente entre espécies e gêneros, podendo

variar de dois pares, em Monroika, até algumas centenas de pares, como em Sabella.

Estudos ontogenéticos em poliquetas demonstraram que a coroa radiolar dos sabelídeos

é uma estrutura homóloga aos palpos sulcados encontrados em outras famílias de

poliquetas e que ela inicia seu desenvolvimento ainda na fase de prototroca (Orrhage,

1980; Rouse & Fitzhugh, 1994). O restante do prostômio está limitado à área tecidual

posterior à boca (Orrhage, 1980). O peristômio dos sabelídeos forma um anel completo

na porção anterior do corpo, normalmente associado a um colar (Figura 2).

8

Introdução

Figura 2: Região anterior do corpo de um espécime de Branchiomma proveniente da

Praia da Urca, Rio de Janeiro, Brasil mostrando o colar e a inversão da posição

entre cerdas e uncini no tórax e no abdômen.

O corpo desses animais possui uma conspícua distinção entre tórax e abdômen,

que pode ser notada devido à inversão do padrão setal observado entre notopódio e

neuropódio e também pela presença da goteira fecal, que possui uma posição dorsal no

tórax e assume uma posição ventral no abdômen (Knight-Jones, 1983; Rouse, 2000;

Rouse & Pleijel, 2001) (Figura 2). Normalmente, são encontrados oito setígeros

torácicos, mas esse número pode variar de quatro, como encontrado nas espécies de

Pseudobranchiomma, até 12, como em algumas espécies de Amphiglena. O número de

setígeros abdominais varia de dois a quatro, como nas espécies de Fabriciola e em

outros fabricíneos, até mais de 100, em grandes sabelíneos como Branchiomma e

Sabella, por exemplo. Por serem animais tubícolas, a remoção das fezes do tubo está

diretamente relacionada ao funcionamento de uma goteira fecal, um sulco composto por

9

Introdução

epitélio ciliado que liga o ânus do animal até o peristômio (Rouse & Pleijel, 2001).

Todos os setígeros do corpo possuem cerdas e uncini, exceto o primeiro setígero do

tórax, que possui apenas cerdas. Entretanto, a localização das cerdas e uncini é

diferenciada no tórax e no abdômen. No tórax, o notopódio é composto por cerdas e o

neuropódio é composto por uma fileira de uncini, enquanto no abdômen é o contrário. O

corpo termina em uma estrutura denominada pigídio, normalmente similar a um lobo

que pode possuir pares de olhos.

Na maioria dos sabelídeos, o tubo é construído usando os próprios apêndices da

coroa radiolar, os quais selecionam ativamente as partículas disponíveis no sedimento e

as combinam com uma mistura de compostos orgânicos referida como muco (Nicol,

1930; Lewis, 1968; Banse, 1972; Knight-Jones, 1983). Algumas espécies ocupam seu

tubo permanentemente (Nicol, 1930), enquanto outras espécies, de pequeno porte,

podem abandonar seus tubos em virtude de condições desfavoráveis, construindo um

novo tubo (Lewis 1968; Bonar 1972).

As principais características utilizadas na taxonomia do grupo incluem:

(i) presença de cerda acompanhante nos uncini torácicos;

(ii) forma dos uncini torácicos, que podem ser aciculares ou aviculares;

(iii) tipos de cerdas;

(iv) estrutura dos radíolos.

A primeira subdivisão significativa da família Sabellidae foi feita por Rioja (1923),

quando a família foi então subdividida em três subfamílias: Myxicolinae, Fabriciinae e

Sabellinae. Posteriormente, Fitzhugh (1989) elaborou um detalhado estudo filogenético

da família Sabellidae, chegando à conclusão de que apenas duas daquelas subfamílias

constituíam grupos monofiléticos: Fabriciinae e Sabellinae.

10

Introdução

2. Subfamília Sabellinae Rioja, 1923

Os representantes da subfamília Sabellinae se originaram a partir de ancestrais

semelhantes aos representantes da subfamília Fabriciinae que adquiriram a habilidade

de incorporar material coletado durante a alimentação à matriz do tubo em construção

(Nicol, 1930; Fitzsimons, 1965; Smith, 1991). A construção ativa do tubo permitiu às

espécies de Sabellinae elevar o corpo acima da linha do sedimento para uma utilização

mais eficiente dos recursos planctônicos disponíveis. Esta novidade evolutiva também

permitiu a colonização de substratos consolidados, como rochas e recifes de coral

(Smith, 1991). Além disso, como muitas espécies de Sabellinae são capazes de fechar a

abertura do tubo, possuem uma proteção adicional contra predadores (Knight-Jones,

1981).

As espécies de Sabellinae possuem os lobos branquiais fusionados dorsalmente

(Fitzhugh, 1989, 1991). A coroa radiolar é inervada por um único par de nervos (Day,

1967) e é composta por uma base fusionada suportada por um esqueleto cartilaginoso

(Perkins, 1984). A natureza do esqueleto radiolar, com pelo menos duas fileiras de

células, é a única sinapomorfia dessa subfamília (Fitzhugh, 1989). Os radíolos podem

ser completamente separados uns dos outros ou unidos em parte por uma membrana

palmar (Perkins, 1984). Algumas espécies podem apresentar olhos compostos ao longo

dos radíolos (Nilsson, 1994; Rouse & Pleijel, 2001).

O notopódio torácico pode ser identificado por dois grupos de cerdas, um grupo

superior e um inferior (Knight-Jones, 1981; Fitzhugh, 1989). Os uncini torácicos podem

variar entre formas aciculares e formas aviculares (Day, 1967; Fauchald, 1977; Knight-

Jones, 1981; Perkins, 1984; Uebelacker, 1984; Fitzhugh, 1989, 1991). Os uncini

aviculares, conhecidos por sua forma de “z”, possuem um dente principal e uma série de

11

Introdução

dentículos secundários menores sobre ele (Perkins, 1984). Segundo Perkins (1984),

diferenças intra-específicas moderadas em uncini aviculares estão relacionadas ao

tamanho do animal e apenas diferenças pronunciadas são importantes na taxonomia do

grupo. Alguns gêneros podem possuir cerdas acompanhantes que ocorrem em uma

posição neuropodial, ou seja, localizam-se em uma fileira paralela e anterior aos uncini

aviculares (Knight-Jones, 1981, 1983; Perkins, 1984; Fitzhugh, 1989).

3. Gênero Branchiomma Kölliker, 1858

O gênero Branchiomma possui como espécie tipo Branchiomma bombyx

(Dalyell, 1853). As espécies deste gênero são normalmente de porte médio a grande,

sendo a coroa radiolar provida de muitos pares de radíolos unidos em sua base por uma

membrana palmar curta. Os radíolos também apresentam olhos compostos pareados ao

longo de sua extensão e estilódios bem desenvolvidos (Day, 1967, 1973; Fauchald,

1977; Fitzhugh, 1989). Os lábios dorsais sempre apresentam apêndices radiolares, os

apêndices pinulares dorsais podem estar presentes ou não. O corpo sempre apresenta

olhos interramais, ou seja, olhos presentes entre o notopódio e o neuropódio (Fitzhugh,

1989). No tórax, as notocerdas são distribuídas em duas fileiras, uma superior e uma

inferior, sendo a fileira inferior sempre composta por cerdas em forma de espinho

(Fitzhugh, 1989). Os neuropódios torácicos e os notopódios abdominais são compostos

por uma fileira única de uncini aviculares que apresentam fileiras de dentículos

secundários sobre o dente principal; cerdas acompanhantes dos uncini são sempre

ausentes (Day, 1967, 1973; Berril, 1977; Fauchald, 1977; Fitzhugh, 1989).

12

Introdução

O gênero Branchiomma, por ser um gênero bastante antigo, possui muitas

descrições específicas relativamente curtas e contendo poucos caracteres diagnósticos, o

que dificulta a taxonomia das espécies do gênero.

As espécies de Branchiomma encontradas em águas tropicais do continente

americano habitam preferencialmente costões rochosos, grama marinha e,

principalmente, pilares de píeres e portos (Tóvar-Hernández & Knight-Jones, 2006).

Algumas dessas espécies modificam a estrutura da superfície onde se aderem, causando

corrosão devido à formação de seus tubos. Outras espécies são consideradas invasoras,

sendo transportadas por água de lastro e se estabelecendo em novos territórios,

causando muitas vezes sérios danos à fauna nativa (Tóvar-Hernández & Knight-Jones,

2006).

4. Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865)

Esta espécie foi descrita em 1865 por Baird como Sabella nigro-maculata, sendo

posteriormente transferida para o gênero Branchiomma. Sendo Sabella um nome de

gênero feminino e Branchiomma um gênero neutro, foi necessária uma modificação da

terminação do epíteto, passando de B. nigromaculata, como foi citada durante anos,

para B. nigromaculatum (Knight-Jones, 1994, 1997).

Branchiomma nigromaculatum foi originalmente descrita para a Ilha Saint

Vincent, no Caribe (Baird, 1865) e, posteriormente, referida para a Ilha Saint Thomas,

próxima à Ilha Saint Vincent (McIntosh, 1885). Em 1901, a espécie foi referida como

Dasychone ponce por Treadwell para Playa do Ponce, em Porto Rico; D. ponce se

tornou posteriormente um sinônimo júnior de B. nigromaculatum. Além deste registro

para Porto Rico, outro foi feito também por Treadwell (1924) para Caño de Martin

Peña, em San Juan, como Dasychonopsis arenosa, também um posterior sinônimo

13

Introdução

14

júnior. Em 1927, mais dois pesquisadores referiram esta espécie para o Caribe, Augener

para Curaçao, como Dasychone nigromaculatum (posterior sinônimo júnior), e

Johansson para Curaçao e Bermudas e também para Ilhas do Cabo Verde, na África,

como Branchiomma nigromaculata. Em diversos trabalhos, Day (1955, 1967 e 1973)

refere esta espécie para diversas localidades na África, tais como: estuário Knysna,

Mossel Bay, Still Bay, Cabo Infanta, Arniston, Cabo Agulhas, Ilha St. James, Natal,

Moçambique e Madagascar. Além da África, Day (1967 e 1973) também faz referência

desta espécie para o Mar Vermelho, Oceano Índico tropical, Caribe, Ilhas Gambier

(Polinésia Francesa) e Japão. Hutchings & Murray (1984) e Hartmann-Schröder (1991)

citam a espécie para a Austrália, respectivamente para a área oeste da Austrália e New

South Wales e para a Ilha Heron, um recife de corais em Queensland. San Martín et al.

(1994) fazem referência da espécie para Cuba e citam a distribuição para todo o Caribe

e Golfo do México. Recentemente, uma revisão sobre a espécie definiu que esta se

encontra amplamente distribuída pela região do Caribe, como, por exemplo, Caribe

Mexicano, Golfo do México, Panamá, Ilhas Virgens Britânicas, Flórida, Antilhas e

Curaçao (Tovar-Hernández & Knight-Jones, 2006). A Figura 3 mostra a distribuição

referida para esta espécie até o momento.

O primeiro registro de B. nigromaculatum para a costa brasileira foi feito por

Rullier & Amoureux (1979) para a região de Ubatuba, no Estado de São Paulo, costa

sudeste do Brasil. Para a região de Ubatuba, esta espécie também foi referida por

Amaral (1980) e Duarte & Nalesso (1996). Para a região de São Sebastião, também no

Estado de São Paulo, existem registros de Duarte & Nalesso (1996), Reis et al. (2000),

Rizzo & Amaral (2000, 2001) e Amaral et al. (2003). Para a região nordeste da costa

brasileira, existe um registro para o Estado de Sergipe feito por Santos et al. (1994).

Introdução

15

Figura 3: Distribuição referida para Branchiomma nigromaculatum até o momento. Em amarelo, a localidade tipo

(http:/www.lib.utexas.edu/maps).

Introdução

Anterior à descoberta de Baird em 1865, Krøyer (1856) encontrou uma espécie

nas Antilhas a qual denominou Sabella crispa. Anos mais tarde, Knight-Jones et al.

(1991) e Knight-Jones (1994) consideraram que B. nigromaculatum deveria ser, na

realidade, um sinônimo júnior de S. crispa, já que esta última possuía prioridade de

nome por ter sido descrita antes da outra. Entretanto, S. crispa foi citada apenas na sua

descrição original e por Hartman (1959), enquanto B. nigromaculatum foi citada com

freqüência desde sua origem, além de ser o nome utilizado como válido pela maioria

dos curadores de museus. Sendo assim, como o Código de Nomenclatura Zoológica

sugere, ocorreu uma reversão de precedência, tornando-se válido o nome B.

nigromaculatum (Art. 23, Sect. 9, ICZN, 1999).

Apesar dessa ampla distribuição atribuída à espécie, é notória a existência de

variações morfológicas entre espécimes provenientes de diferentes localidades. Em

Cuba e no México (Isla Mujeres), por exemplo, foram encontrados espécimes com um

menor número de setígeros torácicos (San Martín et al., 1994; Tovar-Hernández &

Knight-Jones, 2006). Neste caso, tal diferença não parece ser relevante a ponto de ser

eleito como um caráter diagnóstico, entretanto, diferenças relacionadas ao tamanho e

forma dos estilódios e número de fileiras de dentículos secundários sobre o dente

principal dos uncini torácicos parecem ser diagnósticas para a diferenciação de espécies

(Tovar-Hernández & Knight-Jones, 2006). Atualmente, tais caracteres são utilizados

para a diagnose de espécies de Branchiomma e a partir de tais variações, Tovar-

Hernández & Knight-Jones (2006) puderam delimitar cinco espécies de Branchiomma

para a região do Caribe e costa pacífica do Panamá: B. nigromaculatum, B. bairdi, B.

iliffei, B. mexicanus e B. coheni. Anteriormente, supunha-se que apenas uma espécie, B.

nigromaculatum, existisse naquela região.

17

Introdução

Um dos fatores que pode ter sido responsável pelo agrupamento de diferentes

espécies em B. nigromaculatum é a limitação da descrição original dessa espécie (Baird,

1865). A descrição original de B. nigromaculatum é extremamente curta e superficial,

abrangendo poucos caracteres e apresentando apenas duas ilustrações, uma do animal

completo e outra de um radíolo (Figuras 4 e 5). Como tal descrição era a única existente

até a recente redescrição feita por Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006) pode ter

resultado em identificações equivocadas por mais de um século, gerando,

conseqüentemente, alguns complexos específicos, como demonstrado por aqueles

autores para o Caribe mexicano. Outro fator que contradiz o cosmopolitismo de B.

nigromaculatum é o fato dessa espécie possuir larva lecitotrófica de curta duração. Com

cerca de sete dias, a larva já se transformou em um juvenil assentado (Berril, 1977;

Rouse & Fitzhugh, 1994).

Figura 4: Descrição original de Branchiomma nigromaculatum, feita por Baird (1865).

18

Introdução

Figura 5: Ilustrações de Branchiomma nigromaculatum contidas na descrição original

de Baird (1865).

Na costa brasileira, B. nigromaculatum também apresenta variações

morfológicas, algumas delas em caracteres agora considerados como importantes para a

diagnose de espécies. Observando estes caracteres morfológicos variáveis, um recente

estudo sobre Branchiomma na costa do Estado de São Paulo, realizado por Nogueira et

al. (no prelo), observou a existência de duas espécies de Branchiomma: B. luctuosum,

uma espécie originalmente descrita para o Mar Vermelho e B. patriota, uma nova

espécie descrita. Essas espécies foram encontradas, respectivamente, em São Vicente e

Santos e Ubatuba, São Vicente e Santos.

19

Introdução

5. Cosmopolitismo

A taxonomia tradicional, tanto para poliquetas quanto para praticamente todos os

táxons do Reino Animal é baseada em diferenças fenotípicas. Entretanto, este tipo de

abordagem, para a definição de unidades evolutivas independentes, tem resultado em

um grande número de táxons marinhos amplamente distribuídos (Knowlton, 1993).

Atualmente, a implementação de diversas análises combinadas, como por exemplo,

estudos de morfologia externa e interna, morfometria e abordagens moleculares têm

contribuído com a redução do número de espécies referidas anteriormente como

cosmopolitas ou de ampla distribuição (Solé-Cava et al., 1991; Knowlton, 1993;

Klautau et al., 1994; Klautau et al., 1999).

O cosmopolitismo, ou seja, a presença de uma espécie em pelo menos dois

oceanos ou ao longo da costa de dois continentes (Westheide & Schmidt, 2003) tem

sido questionado para uma série de invertebrados marinhos, tais como cnidários

(Monteiro et al., 1997), esponjas (Klautau et al., 1999; Lazoski et al., 2001) e poliquetas

(Martin et al., 2003; Westheide & Schmidt, 2003).

Com relação aos poliquetas, várias espécies têm sido consideradas cosmopolitas

ou amplamente distribuídas, tais como Eurythoe complanata, Harmothoe lunulata,

Haplosyllis spongicola e a própria Branchiomma nigromaculatum (Day, 1967;

Pettibone, 1993; Salazar-Vallejo, 1997; Martin et al., 2003). Em algumas espécies, na

realidade complexos de espécies, o problema já foi solucionado totalmente ou

parcialmente com a implementação de outras abordagens metodológicas. Um estudo

sobre a espécie Eurythoe complanata, por exemplo, utilizando eletroforese de

aloenzimas provou que esta espécie é de fato um complexo de espécies (Barroso, 2005).

20

Introdução

Em outro estudo foi confirmada a ocorrência de um complexo de espécies em

Haplosyllis spongicola a partir de análises morfométricas (Martin et al., 2003).

Fatores que parecem contribuir para o falso cosmopolitismo de determinadas

espécies é o fato da maioria dessas espécies apresentar morfologia simples, já que

organismos com morfologia externa mais complexa poderiam ser mais facilmente

diferenciados (Thorpe & Solé-Cava, 1994; Klautau et al.¸1999), além da limitação da

descrição original de muitas espécies, que muitas vezes foram descritas há mais de um

século. Em ambos os casos, B. nigromaculatum se encaixa perfeitamente. Ou seja, além

de possuir uma descrição antiga e superficial possui também uma ampla distribuição no

Atlântico ocidental.

Ekman (1953) e Briggs (1974) defendem a existência de uma única província

zoogeográfica no Atlântico oeste, a Província Caribenha, que reuniria as faunas

tropicais do Caribe e do Brasil. Alguns estudos de fato corroboram tal afirmação, como

por exemplo, um estudo realizado com a esponja Chondrosia reniformis que parece se

distribuir desde o Caribe até o Brasil (Lazoski et al., 2001). Entretanto, esta hipótese

não é corroborada por outros trabalhos, por exemplo, um estudo que verificou que

populações da esponja Chondrilla aff. nucula não eram coespecíficas (Klautau et al.

1999). Desta forma, um maior número de espécies necessita ser estudado para que se

possa ter uma resposta definitiva sobre a existência ou não de uma única província

zoogeográfica no Caribe e no Brasil.

A própria costa brasileira pode ser considerada uma área de interesse com

relação aos estudos de complexos de espécies. Isso se deve ao fato da grande extensão

da costa brasileira englobar uma fauna marinha que varia de tipicamente tropical à

subtropical. Esta variação está relacionada diretamente à complexidade de massas

d’água e correntes. No litoral brasileiro existe uma predominância de águas mais

21

Introdução

quentes ao longo das costas norte, nordeste e leste e uma predominância de águas mais

frias na costa sul, com uma região de transição entre os Estados do Rio de Janeiro e

Santa Catarina (Castro-Filho et al., 1987). Além dessa diferença, também existe uma

diferenciação com relação ao tipo de substrato encontrado, ocorrendo sedimentos mais

finos na costa sul e uma grande abundância de sedimentos biogênicos de algas e corais

ao longo das costas leste e nordeste (Lana et al., 1996). Embora as costas norte,

nordeste e leste sejam consideradas como parte de uma mesma província biogeográfica

(Palácio, 1982), existe uma série de variações, em menor escala, das condições

geomorfológicas e oceanográficas ao longo dessa região. Algumas dessas variações

como, por exemplo, correntes e a presença da foz de alguns rios (i.e. Rio Amazonas,

Rio São Francisco) podem funcionar como barreiras para a dispersão dos organismos

adultos ou larvas (Rocha et al., 2002; Rocha, 2003).

A diferenciação de ambientes ao longo da costa brasileira poderia refletir-se em

uma composição faunística diferenciada. Entretanto, não é o que se observa, por

exemplo, na distribuição de Branchiomma nigromaculatum, que está referida para toda

a costa brasileira (Amaral & Nallin, 2004). Essa ampla distribuição na costa brasileira

pode ser questionada, principalmente, porque alguns estudos recentes baseados em

métodos moleculares têm demonstrado que a ampla distribuição geográfica de um

grande número de espécies marinhas parece não refletir a realidade (Knowlton, 1993,

2000; Solé-Cava et al., 1994).

6. Ferramentas

A análise da morfologia externa é, por muitas vezes, a única análise utilizada na

taxonomia de vários grupos de organismos, incluindo os anelídeos poliquetas (e.g.

22

Introdução

Knight-Jones & Perkins, 1998; Capa & López, 2004; Tovar-Hernández & Knight-Jones,

2006). O fato desse tipo de análise gerar resultados de uma única natureza e,

considerados muitas vezes plásticos, também pode estar contribuindo para a ocorrência

de espécies com ampla distribuição e para a formação de complexos de espécies, já que

espécies sutilmente diferentes ou diferentes em outros aspectos que não a morfologia

externa (i.e. espécies crípticas) podem não estar sendo diferenciadas.

Com a progressiva disponibilização de novos métodos de análises na taxonomia

de grupos animais, atualmente observa-se uma tendência a usar novas metodologias ou,

inclusive, usar uma combinação de metodologias para a obtenção de um resultado mais

apurado. Em uma combinação de metodologias, estas funcionam como ferramentas que

trabalham em colaboração para revelar padrões que influenciem na taxonomia do grupo

estudado, elucidando questões que provavelmente não seriam possíveis baseadas em

uma ferramenta apenas.

A partir desta linha de pensamento, algumas ferramentas têm destacado-se nos

últimos anos para a taxonomia de poliquetas como, por exemplo, métodos histológicos,

morfometria e técnicas moleculares.

A análise da morfologia interna e ultraestrutura dos sabelídeos é uma ferramenta

utilizada há apenas algumas décadas com função exploratória. Dragesco-Kernéis

(1980), por exemplo, fez um estudo sobre os olhos segmentares de Dasychone; Licciano

et al. (2002) efetuaram um estudo histológico da gametogênese em Branchiomma

luctuosum e Mastrodonato et al. (2005) apresentaram um estudo histoquímico e

ultraestrutural das células glandulares da epiderme também de B. luctuosum. Apenas

mais recentemente, as análises histológicas tornaram-se uma ferramenta que, aliada às

análises de morfologia externa, passaram a ser utilizadas também para estudos

taxonômicos (Tovar-Hernández & Sosa-Rodríguez, 2006).

23

Introdução

A forma do corpo tem sido utilizada com diferentes objetivos, como estudos de

taxonomia, ecologia, evolução, crescimento e anormalidades morfológicas em vários

organismos (Bookstein, 1982; Rohlf & Marcus, 1993; Lestrel, 2000; Becerra &

Valdecasas, 2004; Zelditch et al., 2004). Em estudos taxonômicos, a morfometria tem

sido utilizada com sucesso para analisar diferenças existentes entre espécies e, inclusive,

entre populações (e.g. Debuse et al., 2001; Jordaens et al., 2002; O’Reilly & Horn,

2004). Apesar de ser uma poderosa ferramenta, até o momento poucos trabalhos de

morfometria em poliquetas foram publicados (e.g. Mackie, 1984; Fauchald, 1991;

Sigvaldadóttir & Mackie, 1993; Martin et al., 2003).

Um problema encontrado para se trabalhar com morfometria em poliquetas é o

fato destes animais terem corpo mole, já que a forma do corpo depende do grau de

relaxamento do mesmo (Gustus, 1972). Desse modo, medidas de forma obtidas após a

fixação dos espécimes podem não refletir necessariamente a forma real do organismo e

gerar artefatos provenientes dos próprios métodos de fixação. Conseqüentemente, as

diferenças morfométricas observadas entre grupos de espécimes que foram submetidos

a diferentes métodos de anestesia e/ou de fixação podem ser apenas artefatos

provocados pelos diferentes métodos (Howe, 2002). Tais efeitos provocados pelos

fixadores são praticamente impossíveis de serem previstos, já que a deformação

resultante do espécime está relacionada a diversos fatores como, por exemplo, o tipo e

concentração do fixador utilizado, o estágio em que o espécime se encontrava, o hábito

de vida do espécime, entre outros (Woodin, 1987; Sagnes, 1997). Estudos experimentais

sobre potenciais modificações morfológicas relacionadas aos métodos de anestesia e

fixação são pouco comuns na literatura (Fowler & Smith, 1983; Kruse & Dalley, 1990;

Quiñonez-Velázquez & Chaumillon, 1996; Sagnes, 1997). Até o momento, não existem

trabalhos publicados sobre tal assunto para anelídeos poliquetas.

24

Introdução

Uma ferramenta que tem sido bastante utilizada em sistemática é a biologia

molecular, por exemplo, na definição do status taxonômico de um gênero de quiróptero

(Mapatuna et al., 2002), na elucidação da posição filogenética de alguns gêneros de

lepidópteros (Wahlberg & Nylin, 2003), na tentativa de compreender a evolução de

Metazoa (Nielsen, 2003), no estudo de variações entre populações de Donax serra, um

bivalve (Laudien et al., 2003) e na definição do status taxonômico de duas populações

de Encarsia sophia, um himenóptero (Giorgini & Baldanza, 2004). Em poliquetas,

Dahlgren et al. (2000) utilizaram análises morfológicas e moleculares para elaborar um

estudo sobre filogenia de Nereidiformia.

Estudos recentes em poliquetas têm utilizado muitas informações provenientes

do DNA mitocondrial. O DNA mitocondrial (mtDNA) tem sido extensivamente

utilizado nos últimos 30 anos como ferramenta para inferir taxas evolutivas e

demográficas de populações e espécies (Ballard & Whitlock, 2004). O genoma

mitocondrial de poliqueta consiste em uma molécula dupla-hélice com 37 genes, sendo

24 destes para regular a própria maquinaria do mtDNA e os demais 13 genes

relacionados às subunidades de transporte de elétrons (Boore, 2001). O mtDNA não

apresenta recombinação (na maioria dos casos) e possui um padrão de herança

matrilinear (Ballard & Whitlock, 2004), o que o torna interessante e útil para estudos de

sistemática (Avise, 2004). Em poliquetas existem três espécies em que o mtDNA está

completamente seqüenciado; a primeira a ser seqüenciada foi Platynereis dumerilii,

seguida por Clymenella torquata e Orbinia latreillii (Boore, 2001; Jennings &

Halanych, 2005; Bleidorn et al., 2006).

O genoma mitocondrial tem um grande potencial para resolver problemas

evolutivos e também para servir como modelo de evolução genômica. Muitos padrões

evolutivos, tanto de organismos quanto de genomas, poderão ser melhor compreendidos

25

Introdução

através da comparação de genomas mitocondriais (Boore, 1999; Will & Rubinoff,

2004), como, por exemplo, em estudos de heterocronia em poliquetas Eunicida (Struck

et al., 2002), de estrutura de populações de Pectinaria koreni, um poliqueta pectinarídeo

(Jolly et al, 2005) e na filogenia de Palola, um gênero de poliquetas eunicídeos

(Schulze, 2006). Dentro do genoma mitocondrial, não existe uma razão específica para

a escolha a priori de um determinado gene para o estudo, entretanto, o gene

mitocondrial citocromo oxidase I (COI) possui duas importantes vantagens: primeiro,

primers universais para esse gene são bastante robustos, sendo eficientes para a grande

maioria dos filos animais (Folmer et al., 1994) e, segundo, porque o gene COI

aparentemente possui uma taxa rápida de evolução, sendo assim bastante útil em

estudos com espécies (Avise, 2004).

Para o caso da definição do status de Branchiomma nigromaculatum na costa

brasileira, faz-se necessária uma reavaliação dos caracteres morfológicos que vêm

sendo utilizados, além de um levantamento de novos caracteres não só de morfologia

externa, mas também de diferentes naturezas, a partir de ferramentas ainda pouco

utilizadas na taxonomia do grupo, tais como análises de morfologia interna (i.e.

histologia) e análises morfométricas e moleculares.

26

II. Objetivos

Objetivos

1. Objetivos gerais

Esta dissertação teve como objetivo geral verificar a existência de um possível

complexo de espécies Branchiomma nigromaculatum na costa brasileira. Para tal

estudo, foram feitas análises morfológicas, histológicas, morfométricas e moleculares.

A hipótese nula a ser testada era que a espécie B. nigromaculatum estenderia-se

pelo menos do Caribe até o Estado de São Paulo, Brasil.

2. Objetivos específicos

Como objetivos específicos desta dissertação, destacaram-se:

(a) o levantamento de novos caracteres, tanto da morfologia externa e interna

quanto morfométricos, passíveis de serem utilizados na diagnose de B.

nigromaculatum e na taxonomia da família Sabellidae como um todo;

(b) a avaliação do efeito de diferentes técnicas de anestesia e fixação no estado

de alguns caracteres morfológicos para posterior uso em análises

morfométricas;

(c) a verificação da similaridade molecular entre as populações do Caribe

(localidade tipo) e do Brasil;

(d) a descrição de novas espécies encontradas ao longo do trabalho.

27

III. Material & Métodos

Material & Métodos

1. Populações

Foram analisadas nove populações de Branchiomma cf. nigromaculatum da

costa brasileira e uma população de B. nigromaculatum proveniente do Caribe

(Panamá), próximo à localidade tipo (Figura 6). Estamos considerando como

populações, grupos de espécimes em uma determinada localidade (sensu Hedrick,

2000). Tais populações foram coletadas diretamente na zona entre-marés, por mergulho

livre ou autônomo. Todos os indivíduos coletados foram depositados na Coleção de

Polychaeta Prof. Edmundo Ferraz Nonato (IBUFRJ), do Departamento de Zoologia,

Instituto de Biologia, Universidade Federal do Rio de Janeiro.

Figura 6: Mapa indicando as localidades analisadas neste estudo. PAN: Ilha Porvenir,

Província de San Blás, Panamá; ITA: Praia de Itapuã, Salvador, BA, Brasil;

ABR: Arquipélago Marinho dos Abrolhos, BA, Brasil; GUA: Canal de

28

Material & Métodos

29

Guarapari, Guarapari, ES, Brasil; ARR: Praia do Forno, Arraial do Cabo, RJ,

Brasil; URA: Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil; IBI: Barra do Sahy,

Ibicuí, Mangaratiba, RJ, Brasil; SAN: Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil;

UBA: Saco da Ribeira, Ubatuba, SP, Brasil; SSE: Praia do Araçá, São Sebastião,

SP, Brasil.

A localidade de cada população, o número amostral, a data das coletas, a forma

de fixação, o número de tombo e quais análises foram aplicadas para cada população

estão apresentadas na Tabela I. Algumas análises não puderam ser aplicadas para todas

as populações estudadas, principalmente pela restrição do número de espécimes ou pelo

método de fixação adotado.

Além das populações mencionadas acima, também foram examinados

morfologicamente espécimes adicionais:

i. Branchiomma cf. bairdi – 01 espécime completo; Ilha Granito de Oro,

Parque Nacional de Coiba, Panamá, Oceano Pacífico (7o 35’ 30’’ N 81o 42’ 30’’

W). Associado a corais mortos, a dois metros de profundidade. Junho/1996;

ii. Branchiomma sp. – 02 espécimes incompletos, Praia do Francês,

Marechal Deodoro, AL, Brasil. 23/janeiro/1983. Col: P.S. Young & M.L.

Christoffersen;

iii. Branchiomma sp. – 01 espécime completo, Praia do Cabo Branco, João

Pessoa, PB, Brasil. 09/abril/2005. Substrato consolidado. Anestesiado com cloreto

de magnésio e fixado em etanol;

iv. Branchiomma sp. – 03 espécimes completos, Praia do Frade, Coqueiral,

Aracruz, ES, Brasil. 06/agosto/2001. Col: P.C. Paiva;

Material & Métodos

30

Tabela I: Informações relevantes das populações utilizadas e número de espécimes utilizados para cada tipo de análise.

População

Localidade Habitat Data da coleta Forma de fixação Número de tombo

Morfologia externa

Morfologia interna

Morfometria Sistemática molecular

PAN

Ilha Porvenir, Província de San Blás, Panamá

associado a corais

10/fev/2004

etanol 100%

IBUFRJ-0516

11

03

11

01

ITA Praia de Itapuã, Salvador, BA, Brasil

sob pedras 30/mar/2002 etanol 100% IBUFRJ-0522 09 09

ABR Arquipélago Marinho dos Abrolhos, BA, Brasil

substrato artificial

25/nov/2002 formaldeído 4% IBUFRJ-0518 25 03 25

GUA Canal de Guarapari, Guarapari, ES, Brasil

? 10/jul/1984 ? IBUFRJ-0521 03

ARR Praia do Forno, Arraial do Cabo, RJ, Brasil

2-3 m 29/ago/2005 etanol 100% IBUFRJ-0520 05

URA Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil

associado a ascídias e algas

07/jan/2004 anestesia prévia (refrigeração) e etanol 93%

IBUFRJ-0519 30 03 30 02

IBI Barra do Sahy, Ibicuí, Mangaratiba, RJ, Brasil

? 16/jul/2004 ? IBUFRJ-0523 04

SAN Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil

entre-marés 30/dez/2005 etanol 92,8% IBURFJ-0532 21 03 21

UBA Saco da Ribeira, Ubatuba, SP, Brasil

? 15/jan/1979 ? IBUFRJ-0524 07 03 07

SSE Praia do Araçá, São Sebastião, SP, Brasil

? jul/1966 ? IBUFRJ-0527 10 03 10

Material & Métodos

v. Branchiomma sp. – 01 espécime completo, Camburi, ES, Brasil.

26/junho/1986;

vi. Branchiomma sp. – 02 espécimes incompletos, Santa Cruz, ES, Brasil.

Julho/1971;

vii. Branchiomma patriota – 02 espécimes completos, Ilha Porchat, São

Vicente, SP, Brasil (23o 59’ S 46o 22’ W). 19/dezembro/2003. Col: J. M. M.

Nogueira, M. C. S. Rossi & M. V. Fukuda;

viii. Branchiomma luctuosum – 02 espécimes de Ilha Porchat, São Vicente,

SP, Brasil (23o o 59’ S 46 22’ W). 19/dezembro/2003. Col: J. M. M. Nogueira, M.

C. S. Rossi & M. V. Fukuda;

ix. Branchiomma bombyx – 02 espécimes completos, Gullmarsfjoeden,

Suécia (58o o 13.154’ N 011 24.416’ L). Coletado com draga, 33-36 metros de

profundidade. 30/março/2003. Col: F. Pleijel.

2. Morfologia

2.1. Morfologia Externa

O estudo taxonômico baseou-se em caracteres presentes na coroa radiolar,

cerdas e unicini de acordo com a bibliografia especializada (Perkins, 1984; Fitzhugh,

1989; Rouse & Pleijel, 2001; Tóvaz-Hernandez & Knigth-Jones, 2006). Além dos

caracteres tradicionais citados acima, também foram analisados outros caracteres, tais

como a forma do sulco fecal, dos palpos e padrão de colorido dos radíolos e dos palpos.

31

Material & Métodos

Tais caracteres não são usualmente utilizados na taxonomia do grupo, mas foram

analisados com o objetivo de levantar novos caracteres da morfologia externa.

Apenas espécimes adultos, completos e sem sinais de regeneração foram

analisados. Cada espécime foi analisado inteiro em microscópio estereoscópico ZEISS

Stemi SV11. A análise de estruturas, tais como, radíolos, cerdas e uncini foi feita de

duas maneiras:

i. por microscopia óptica, a partir da montagem das estruturas em lâminas

usando Entellan (Merck) como meio de montagem e posterior observação ao

microscópio óptico de luz ZEISS Axioskop. As lâminas permanentes foram

tombadas juntamente com seus respectivos espécimes na Coleção de Polychaeta

Prof. Edmundo Ferraz Nonato (IBUFRJ);

ii. por microscopia eletrônica de varredura, a partir da submissão das

estruturas a ponto crítico no equipamento BALZERS, metalização a ouro no

equipamento BALZERS e posterior análise em microscópio eletrônico de

varredura JEOL JSN 5310. Esses procedimentos, desde o ponto crítico até a

observação e obtenção das imagens foram realizados no Laboratório de

Ultraestrutura Celular Hertha Meyer, Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho,

UFRJ.

Os valores de medidas contidos nas descrições das espécies representam o

mínimo e máximo de cada espécie e os valores entre parênteses são referentes às

medidas do holótipo, no caso das novas espécies.

32

Material & Métodos

2.2. Morfologia Interna

Para os estudos de morfologia interna foram utilizados apenas três espécimes de

cada uma das seguintes populações do Panamá (Ilha Porvenir) e do Brasil (Aquipélago

de Abrolhos, BA; Praia da Urca, RJ; Santos, SP e Ubatuba, SP). Tais populações foram

escolhidas por representarem os diferentes morfotipos encontrados segundo os

resultados prévios obtidos pela análise da morfologia externa.

2.2.1. Microscopia óptica de luz

As técnicas aqui descritas de inclusão em parafina, cortes seriados em

micrótomo e coloração por Hematoxilina-Eosina foram adaptadas, principalmente, de

Bancroft & Stevens (1996), Gitirana (2004) e Tovar-Hernández & Sosa-Rodríguez

(2006).

Os espécimes eram divididos em três partes, coroa branquial, tórax e abdôme,

que eram posteriormente cortadas em peças de, no máximo, 3,0 mm de espessura em

planos frontais, sagitais e transversais. As peças eram lavadas em água destilada e

colocadas em cassetes histológicos. Foram feitas três séries de desidratação com etanol

100%, as duas primeiras de 60 minutos cada e a última de apenas 15 minutos. Após a

total desidratação das peças, estas foram submetidas ao processo de clarificação em

duas baterias de xilol, a primeira por 90 minutos e a segunda por cerca de 10 horas e

logo depois foram submetidas a dois banhos de parafina líquida a 60o C, ambos por 60

minutos cada. Ao serem retiradas do segundo banho de parafina, as peças foram

imediatamente emblocadas em parafina. Cortes seriados de 5,0 μm foram feitos em

micrótomo Ancap 297 e organizados em lâminas.

33

Material & Métodos

Os cortes foram submetidos a três séries de xilol, de um minuto cada, para

desparafinização, e a três séries de etanol 100% por dois minutos cada. Para a coloração

dos cortes, as lâminas primeiramente foram passadas por água corrente para retirada de

qualquer resquício de etanol, em seguida foram coradas em uma solução de

Hematoxilina por cinco minutos e, então, novamente submetidas à água corrente

também por cinco minutos. Para retirar o excesso de corante, as lâminas foram

mergulhadas rapidamente em uma solução de álcool ácido (99 partes de etanol 70%: 1

parte de ácido clorídrico) e novamente deixadas em água corrente por três minutos. As

lâminas foram então submetidas a uma solução de Eosina por cerca de 10 minutos,

lavadas com água corrente e, posteriormente, submetidas a três baterias de etanol 100%,

as duas primeiras por 20 minutos e a última por apenas um minuto. Após as baterias de

etanol, as lâminas foram submetidas a três baterias de xilol, de cinco minutos cada e, em

seguida, as lâminas foram montadas com lamínulas, usando como meio de montagem

Entellan (Merck). As lâminas histológicas permanentes foram posteriormente

observadas em microscópio óptico de luz ZEISS Axioskop. A captura das imagens foi

feita simultaneamente à observação e as imagens geradas foram armazenadas em mídia

digital para posterior análise.

2.2.2. Microscopia laser confocal

Alguns caracteres de morfologia interna, tais como o esqueleto radiolar

cartilaginoso e as camadas musculares também foram analisados por microscopia laser

confocal. Os espécimes foram cortados em peças de, no máximo, 1,0 mm de espessura e

colocados em cassetes histológicos.

34

Material & Métodos

Os cassetes contendo as peças foram mergulhados por 40 minutos em uma

solução composta por 95 partes de etanol 70%, três partes de formalina 10% e duas

partes de ácido acético glacial para a preparação do material antes da coloração. Para a

etapa de coloração, o corante utilizado foi uma solução de carmim, preparada a partir de

100 mL de etanol 70%, 2 mL de água destilada, 2 mL de ácido clorídrico e 2 g do

corante carmim em pó. Após o preparo da solução, esta foi deixada em repouso por 48

horas em temperatura ambiente para sua total homogeneização, sendo filtrada em

seguida. Os cassetes foram submetidos à solução de carmim por três minutos. Tal

corante foi escolhido por produzir uma coloração topográfica das estruturas.

Após a etapa de coloração, os cassetes foram submetidos a uma solução de

álcool ácido 5% (200 partes de etanol 70% e 1 parte de ácido clorídrico) por 30 minutos

para que ocorresse a diferenciação. Em seguida, foi feita a desidratação das peças a

partir de uma série alcoólica, onde os cassetes eram mergulhados em etanol 70% por 30

minutos, etanol 80% por 30 minutos e duas etapas de etanol 92.8% de 30 minutos cada.

Ao término da desidratação, os cassetes contendo as peças e os radíolos foram

mergulhados em solução de Creosoto por 48 horas com o objetivo de proteger o

material contra fungos, principalmente.

Ao final de toda a preparação, as partes do corpo e os radíolos foram retirados

dos cassetes e montados em lâminas permanentes, cobertas com lamínulas, sendo usado

o Entellan (Merck) como meio de montagem. Este protocolo de preparação e de

coloração foi modificado de Bancroft & Stevens (1996).

As análises das estruturas em microscopia laser confocal foram feitas em um

microscópio ZEISS LSM 510 META localizado no Departamento de Patologia do

Instituto Oswaldo Cruz (FIOCRUZ). As estruturas foram excitadas com laser He/Ne

543 nm e, posteriormente, lidas com filtro LP (Long Pass) 560 a partir de cortes ópticos

35

Material & Métodos

de 1 μm ao longo de toda a estrutura observada. As imagens geradas foram salvas em

mídia digital para posterior análise mais detalhada.

3. Morfometria

3.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma

Como os caracteres morfológicos podem ser afetados pelos diferentes métodos

de anestesia e fixação, podendo gerar deformações que levariam a interpretações

equivocadas dos resultados, foi realizado um experimento onde cerca de 150 espécimes

de Branchiomma foram coletados na Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil. Apenas

uma coleta foi realizada, em 09 de julho de 2003, para que efeitos relativos à variação

espacial e temporal fossem evitados. Os espécimes foram coletados por mergulho livre

a cerca de três metros de profundidade e, posteriormente, acondicionados em um isopor

contendo água do mar e transportados ao laboratório.

No laboratório, os espécimes foram retirados de seus tubos e selecionados para o

experimento propriamente dito. Espécimes jovens ou que estavam sofrendo regeneração

foram excluídos do experimento. Os espécimes restantes foram conservados vivos em

um isopor com água do mar e temperatura controlada (18-20o C), na tentativa de evitar

alterações provocadas por estresse térmico.

Os 104 espécimes foram analisados ao longo do experimento, sendo estes

divididos em oito grupos de 13 espécimes cada. Cada grupo de espécimes foi submetido

a diferentes tipos de anestesia e fixação de acordo com a literatura especializada, tanto

36

Material & Métodos

para poliquetas como para invertebrados marinhos em geral (Fauchald, 1977; Lincoln &

Sheals, 1979; Amaral & Nonato, 1987; Blake, 1997; Rouse & Pleijel, 2001). Os grupos

foram submetidos aos seguintes tratamentos (Tabela II):

(1) Anestesia prévia – os espécimes eram medidos vivos, porém

completamente anestesiados:

(a) Cloreto de magnésio (MC) – os espécimes eram deixados por 30

minutos em uma solução isotônica de cloreto de magnésio;

(b) Refrigeração (RE) – os espécimes eram acondicionados em

recipientes individuais colocados em um isopor com gelo, onde a temperatura

variava de 1o C a 4o C. Os espécimes eram submetidos a este tratamento por

oito horas;

(c) Cristais de mentol (ME) – o mentol foi obtido de balas Halls®

extra forte previamente trituradas e dissolvidas em água do mar;

(d) Água doce (FW) – os espécimes eram colocados em um

recipiente contendo um litro de água doce a temperatura ambiente (20o C) e

deixados por 20 minutos.

(2) Fixados diretamente sem anestesia prévia – os espécimes eram

medidos fixados depois de 10 dias:

(a) Formaldeído 4% (FO) – a solução estoque de folmaldeído 40%

foi diluída na água do mar trazida para a realização do experimento;

(b) Etanol 100% (AE);

(c) Etanol 70% (ET).

Um grupo controle (CO) de espécimes medidos vivos também foi utilizado no

experimento. Estes espécimes foram mantidos vivos ao longo de todo o experimento em

um isopor com água do mar e temperatura controlada (18-20o C).

37

Material & Métodos

Tabela II: Síntese dos tratamentos testados no experimento.

Tratamentos Anestésico Fixador Tempo (min)

Temperatura (o C)

Controle (CO) - - - 18-20

Cloreto de magnésio (CM) Solução isotônica de cloreto de magnésio

- 30 18-20

Refrigeração (RE) Isopor com gelo - 480 1-4

Cristais de mentol (ME) Cristais de mentol dissolvidos em água do mar

- variável 18-20

Formaldeído 4% (FO) - Formaldeído 40% diluído em água do mar

- -

Etanol 100% (AE) - Etanol 100% - -

Etanol 70% (ET) - Etanol 70% - -

Vinte e três variáveis morfométricas foram medidas de cada espécime em cada

tratamento e também no grupo controle (Figura 7 e Tabela III). As medidas foram

tomadas utilizando um microscópio estereoscópico com ocular graduada ZEISS Stemi

SV11. As variáveis merísticas não foram consideradas neste experimento, já que as

mesmas não sofrem alteração devido aos diferentes métodos de anestesia e fixação.

38

Material & Métodos

39

As medidas foram convertidas em milímetros e organizadas em uma matriz de

dados em EXCEL que foi posteriormente linearizada por uma transformação

logarítmica dos dados (y = log

Figura 7. Espécime vivo de Branchiomma cf. nigromaculatum proveniente da Praia da

Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil, mostrando as principais estruturas mensuradas.

2 x) (Sokal & Rohlf, 1995). Esta nova matriz contendo os

dados logaritmizados foi importada ao SYSTAT 10.0 onde foram realizadas as análises

multivariadas. A primeira etapa foi a realização de uma Análise de Componentes

Principais (ACP), onde o efeito do tamanho dos espécimes pôde ser removido através

de uma regressão de cada varíável com o primeiro eixo do componente principal (CP1)

(Humphries et al., 1981). O CP1 é interpretado como o eixo de maior variação, sendo

neste tipo de análise, interpretado como um estimador multivariado do tamanho,

comumente sendo denominado “componente de tamanho” (Marcus, 1990). Os resíduos

Material & Métodos

40

Tabela III: Variáveis morfométricas medidas no experimento com seus respectivos códigos. Códigos Variáveis morfométricas Observações CTT Comprimento total do corpo sem coroa radiolar medida tomada desde o colar até o final do pigídio CCR Comprimento da coroa radiolar medida tomada da base do lobo branquial até o radíolo mais longo CTO Comprimento do tórax medida tomada desde o colar até o último setígero torácico CS1 Comprimento do setígero 1 ES1 Espessura do setígero 1 medida tomada com o espécime em posição lateral LS1 Largura do setígero 1 CS4 Comprimento do setígero 4 setígero foi escolhido por representar a porção mediana do tórax ES4 Espessura do setígero 4 medida tomada com o espécime em posição lateral LS4 Largura do setígero 4 CS8 Comprimento do setígero 8 setígero escolhido por ser o último setígero torácico ES8 Espessura do setígero 8 medida tomada com o espécime em posição lateral LS8 Largura do setígero 8 CS9 Comprimento do setígero 9 setígero escolhido por ser o primeiro setígero abdominal ES9 Espessura do setígero 9 medida tomada com o espécime em posição lateral LS9 Largura do setígero 9 CS20 Comprimento do setígero 20 ES20 Espessura do setígero 20 medida tomada com o espécime em posição lateral LS20 Largura do setígero 20 CS50 Comprimento do setígero 50 ES50 Espessura do setígero 50 medida tomada com o espécime em posição lateral LS50 Largura do setígero 50 CPI Comprimento do pigídio LPI Largura do pigídio

Material & Métodos

obtidos pela regressão das variáveis com o CP1 representam a variação da forma dos

espécimes para cada variável (Marcus, 1990) e com estes valores foi gerada uma nova

matriz.

A matriz composta pelos resíduos foi submetida a uma Análise das Funções

Discriminantes (AFD), que é uma análise que fornece uma descrição das diferenças

entre grupos especificados a priori em um conjunto de dados multivariados (Monteiro

& Reis, 1999). A importância relativa de cada variável na discriminação entre

tratamentos foi determinada por correlações lineares de Pearson entre os escores

individuais em cada variável canônica (CV) e o resíduo individual em cada variável

morfométrica (Strauss, 1985). Os níveis de significância (p < 0,05) para cada correlação

foram calculados pelo Método Bonferroni (Sokal & Rohlf, 1995).

3.2. Discriminação entre as populações

Para verificar a similaridade da forma entre as populações do Panamá e da costa

brasileira, verificar quais caracteres são mais adequados e levantar novos caracteres para

a taxonomia do gênero, análises morfométricas multivariadas foram realizadas para as

seguintes populações:

i. Ilha Porvenir, Província de Sán Blás, Panamá (PAN);

ii. Praia de Itapuã, BA, Brasil (ITA);

iii. Arquipélago Marinho dos Abrolhos, BA, Brasil (ABR);

iv. Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil (URA);

v. Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil (SAN);

vi. Saco da Ribeira, Ubatuba, SP, Brasil (UBA);

vii. Praia do Araçá, São Sebastião, SP, Brasil (SSE).

41

Material & Métodos

Foram utilizados dois conjuntos de variáveis: 21 variáveis morfométricas e 15

variáveis merísticas (Tabelas IV e V, respectivamente). Os conjuntos de variáveis

foram analisados separadamente (Lestrel, 2000). Ambas as variáveis foram obtidas

através da mensuração dos espécimes, utilizando um microscópio estereoscópico com

ocular graduada ZEISS Stemi SV11.

Tabela IV: Variáveis morfométricas utilizadas na discriminação das populações.

Siglas Variáveis morfométricas

CR1D Comprimento do radíolo mais dorsal

CR5D Comprimento do quinto radíolo mais dorsal

CRM Comprimento do radíolo mediano

CR5V Comprimento do quinto radíolo mais ventral

CR1V Comprimento do radíolo mais ventral

CP1D Comprimento das pínulas da região mediana do radíolo mais dorsal

CP5D Comprimento das pínulas da região mediana do quinto radíolo mais dorsal

CPM Comprimento das pínulas da região mediana do radíolo mediano

CP5V Comprimento das pínulas da região mediana do quinto radíolo mais ventral

CP1V Comprimento das pínulas da região mediana do radíolo mais ventral

CE1B Comprimento dos estilódios da região basal do radíolo mais dorsal

CE1M Comprimento dos estilódios da região mediana do radíolo mais dorsal

CE1A Comprimento dos estilódios da região apical do radíolo mais dorsal

CE5B Comprimento dos estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal

CE5M Comprimento dos estilódios da região mediana do quinto radíolo mais dorsal

CE5A Comprimento dos estilódios da região apical do quinto radíolo mais dorsal

CEMB Comprimento dos estilódios da região basal do radíolo mediano

CEMM Comprimento dos estilódios da região mediana do radíolo mediano

CEMA Comprimento dos estilódios da região apical do radíolo mediano

CS1 Comprimento do setígero 1

CP Comprimento do pigídio

42

Material & Métodos

Tabela V: Variáveis merísticas utilizadas na discriminação das populações.

Siglas Variáveis Merísticas

NR Número de radíolos presentes em cada semi-círculo que compõe a coroa branquial

NE1 Número de pares de estilódios presentes no radíolo mais dorsal

NE5 Número de pares de estilódios presentes no quinto radíolo mais dorsal

NEM Número de pares de estilódios presentes no radíolo mediano

NRE Número de radíolos que possuem estilódios

NO1 Número de pares de olhos compostos presentes no radíolo mais dorsal

NO5 Número de pares de olhos compostos presentes no quinto radíolo mais dorsal

NOM Número de pares de olhos compostos presentes no radíolo mediano

NRO Número de radíolos que possuem olhos compostos

NU2 Número de uncini presentes no setígero 2






As variáveis morfométricas foram convertidas em milímetros e organizadas em

uma matriz de dados em EXCEL. Esta matriz foi, posteriormente, linearizada por uma

transformação logarítmica (y = log2 x) (Sokal & Rohlf, 1995). As variáveis merísticas

foram organizadas também em uma matriz em EXCEL e logaritmizadas (y = log2 x). As

novas matrizes contendo as variáveis logaritmizadas foram importadas ao SYSTAT

10.0, onde foram realizadas as análises multivariadas separadamente para cada conjunto

de variáveis.

Primeiramente, foi realizada uma Análise de Componentes Principais (ACP),

onde o efeito do tamanho dos espécimes em cada conjunto de variáveis foi removido

por uma regressão de cada varíável com o primeiro eixo do componente principal (CP1)

(Humphries et al., 1981). As matrizes agora compostas pelos resíduos foram submetidas

a uma Análise das Funções Discriminantes (AFD). A importância relativa de cada

43

Material & Métodos

variável na discriminação entre populações foi determinada por correlações lineares de

Pearson entre os escores individuais em cada variável canônica (CV) e o resíduo

individual em cada variável morfométrica (Strauss, 1985). Os níveis de significância (p

< 0,05) para cada correlação foram calculados pelo Método Bonferroni (Sokal & Rohlf,

1995).

Para ambos os conjuntos de variáveis, essas análises foram feitas duas vezes,

primeiramente usando as populações como entidades independentes entre si e depois

usando como entidades os morfotipos obtidos como resultado preliminar da análise da

morfologia externa.

4. Sistemática Molecular

Com o objetivo de verificar a similaridade molecular entre as populações do

Panamá e do Brasil, foram feitas análises do gene mitocondrial da citocromo oxidase I

(COI) das seguintes populações fixadas e conservadas em etanol 100%:

i. Ilha Porvenir, Província de San Blás, Panamá (PAN);

ii. Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil (URA);

Para o isolamento do DNA foi utilizado um protocolo de extração com

guanidina e fenol-clorofórmio modificado de Hilis et al. (1996). O protocolo consistiu

em colocar pequenos fragmentos dos espécimes em microtubos contendo 1000 μL de

tampão Guanidina 4 M e macerar com pistilo até homogeneizar. Os fragmentos dos

espécimes foram retirados especialmente da região do colar e da musculatura torácica.

À solução homogeneizada foram adicionados 10 μL de Proteinase K (20 mg/mL) e 10

μL de β-mercaptoetanol. Essa solução contendo a amostra foi então deixada em banho-

maria a 55o C durante toda a noite. Após a incubação, a amostra foi submetida à

44

Material & Métodos

centrifugação por dez minutos a 3500 rpm e, posteriormente, 600 μL do sobrenadante

foram cuidadosamente retirados e transferidos para outro microtubo, ao qual foram

acrescentados 600 μL de uma solução de fenol: clorofórmio: álcool isoamílico na

proporção de 24:24:1. O microtubo foi invertido manualmente por cerca de cinco

minutos e centrifugado por cinco minutos a 3500 rpm. Novamente, o sobrenadante, com

cerca de 500 μL, foi cuidadosamente transferido para um novo microtubo e a ele foram

adicionados 500 μL de uma solução de clorofórmio: álcool isoamílico na proporção de

24:1. A amostra foi novamente invertida manualmente por cinco minutos e centrifugada

por mais cinco minutos a 3500 rpm. Após a centrifugação, 400 μL do sobrenadante

foram transferidos para um novo microtubo onde foram adicionados 1000 μL de etanol

P.A. 100% gelado para que o DNA precipitasse. O microtubo foi então deixado em

repouso a –20o C durante toda uma noite.

Para dar continuidade à precipitação do DNA, o microtubo foi retirado do

freezer e centrifugado por dez minutos a 14.000 rpm. Após essa etapa era possível ver o

sedimentado de DNA formado no fundo do microtubo. O etanol era descartado e o

sedimentado era lavado duas vezes com 1000 μL de etanol P.A. 70% e centrifugado por

cinco minutos a 14.000 rpm. O etanol era descartado após as lavagens e o sedimentado

era centrifugado por 20 minutos em uma centrífuga do tipo SPEEDVAC. O DNA seco

era ressuspendido em 20 μL de água MQ com 0,5 μL de RNAse (20 mg/mL) e

conservado em freezer até a realização das etapas posteriores.

O coquetel utilizado para a amplificação do gene COI está apresentado na

Tabela VI. Os primers utilizados foram primers universais para invertebrados: HCO

2198 (5’ GGTCAACAAATCATAAAGATATTG 3’) e LCO 1490 (5’

TAAACTTCAGGGTGACCAAAAAATCA 3’) (Folmer et al., 1994). Para cada 15 μL

de reação de amplificação eram adicionados 2,0 μL de DNA. Para a Reação em Cadeia

45

Material & Métodos

da Polimerase (PCR), o programa ideal estabelecido foi um ciclo a 94o C por quatro

minutos; um ciclo a 48o C por um minuto; um ciclo a 72o C por um minuto; 35 ciclos a

92o C por um minuto, 48o C por um minuto e 72o C por um minuto; um ciclo finalizador

a 72o C por seis minutos.

Tabela VI: Protocolo utilizado para o coquetel de amplificação do gene COI

para um volume de 15 μL de reação.

Reagente Volume Água MQ 8,05 μLTampão 10X sem MgCl 1,5 μL2BSA (10 mg/mL) 1,5 μLDNTP Mix (4 x 2 mM) 1,5 μLPrimer Forward (10 pmol/μL) 0,75 μLPrimer Reverse (10 pmol/μL) 0,75 μLMgCl2 50mM 0,75 μLTaq Polimerase 0,2 μL

As amostras amplificadas com sucesso foram seqüenciadas em seqüenciador

automático ABI377. As seqüências foram alinhadas no programa Clustal W

incorporado como rotina do programa MEGA 3.0 (Kumar et al., 2004) e ajustadas

manualmente. A verificação de que se tratavam de seqüências corretas foi baseada

primeiro no alinhamento das seqüências através do programa BLAST utilizando como

guia uma seqüência completa do DNA mitocondrial do poliqueta Platynereis dumerilli

do GenBank (número de acesso NC 000931) e posteriormente através da tradução em

aminoácidos utilizando-se o código genético para DNA mitocondrial de invertebrados.

A partir das seqüências alinhadas foram construídas árvores para se verificar as

relações evolutivas entre as populações. As divergências moleculares entre as

seqüências foram mensuradas através da distância p (porcentagem de divergência) e

Kimura 2- parâmetros (K2P) (Nei & Kumar, 2000).

46

IV. Resultados

Resultados

1. Morfologia

1.1. Morfologia externa

O estudo da morfologia externa mostrou-se extremamente útil na separação das

populações em morfotipos. Os caracteres morfológicos que se mostraram mais

importantes na taxonomia das populações estudadas foram: número de radíolos, forma

dos estilódios, forma e tamanho relativo dos macroestilódios e número de fileiras de

dentículos sobre o dente principal dos uncini. A combinação de todos os caracteres

morfológicos possibilitou a separação das dez populações estudadas em cinco

morfotipos, distribuídos conforme a Figura 8 e a Tabela VII. Os caracteres se

apresentaram como um mosaico, não havendo, portanto, um caráter único que fosse

diagnóstico para diferenciar os cinco morfotipos.

Figura 8: Distribuição das populações em morfotipos. Morfotipo 1: PAN (Ilha

Porvenir, Província de San Blás, Panamá) e ITA (Praia de Itapuã, Salvador, BA, Brasil);

47

Resultados

48

morfotipo 2: ABR (Arquipélago Marinho dos Abrolhos, BA, Brasil) e GUA (Canal de

Guarapari, Guarapari, ES, Brasil); morfotipo 3: ARR (Praia do Forno, Arraial do Cabo,

RJ. Brasil), URA (Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil), IBI (Barra do Sahy, Ibicuí,

Mangaratiba, RJ, Brasil) e SAN (Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil); morfotipo 4:

UBA (Saco da Ribeira, Ubatuba, SP, Brasil); morfotipo 5: SSE (Praia do Araçá, São

Sebastião, SP, Brasil).

Alguns dos caracteres utilizados para a diagnose dos morfotipos são novos para

a taxonomia do grupo, como, por exemplo, o padrão de colorido dos radíolos e a

disposição da goteira fecal no tórax.

Cada morfotipo pode ser descrito morfologicamente da seguinte maneira:

Morfotipo 1

Compreende 11 espécimes completos provenientes da Ilha Porvenir, Província

de San Blás, Panamá (PAN) e nove espécimes completos provenientes da Praia de

Itapuã, Salvador, BA, Brasil (ITA).

Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,3 e 6,8 cm de comprimento, com coroa

radiolar medindo entre 1,2 e 2,3 cm de comprimento. Coroa radiolar com 37 a 63 pares

de radíolos dispostos em dois semicírculos apresentando, após fixação, faixas em 3

cores alternadas: castanha clara, castanha escura e branca. Radíolos com estilódios e

macroestilódios digitiformes, sendo os macroestilódios cerca de duas vezes mais longos

que os estilódios. Radíolos com pares de olhos compostos presentes ao longo dos

radíolos, sendo ausentes no 1/3 - 1/5 mais apical. Goteira fecal profunda apenas no

setígero 1, depois sendo reconhecida apenas por uma faixa mais clara no tegumento.

Resultados

Tabela VII – Lista dos caracteres taxonômicos e o estado no qual eles se apresentam em cada morfotipo (Morfotipo 1: PAN e ITA; morfotipo

2: ABR e GUA; morfotipo 3: ARR, URA, IBI e SAN; morfotipo 4: UBA; morfotipo 5: SSE) (x representa a média e S2 representa o

desvio padrão).

Caracteres Morfotipo 1 Morfotipo 2 Morfotipo 3 Morfotipo 4 Morfotipo 5

Comprimento do corpo (mín e max em mm) média em mm desvio em mm

3.3 – 6.8 x = 5.0 S2 = 0.9

1.3 – 3.2 x = 1.9 S2 = 0.7

3.4 – 6.9 x = 4.8 S2 = 1.0

1.6 – 3.2 x = 2.4 S2 = 0.5

1.5 – 2.9 x = 2.1 S2 = 0.4

Número de radíolos 37 – 63 x = 49.7 S2 = 6.6

25 – 41 x = 30.7 S2 = 5.0

39 – 62 x = 47.0 S2 = 5.7

19 – 28 x = 22 S2 = 3.6

18 – 27 x = 22.6 S2 = 3.3

Padrão de colorido dos radíolos

faixas em 3 cores (ocre/roxo/branco)

faixas em 2 cores (rosa/branco)

todo ocre com laterais roxas

vestígio de faixas em 3 cores

não observado

Estilódios digitiformes digitiformes achatados digitiformes achatados

49

Resultados

50

Tabela VII: continuação da tabela

Caracteres Morfotipo 1 Morfotipo 2 Morfotipo 3 Morfotipo 4 Morfotipo 5

Macroestilódios (x mais longo que estilódios)

digitiformes (2 x)

achatados (2 x)

ausentes achatados (3 - 4 x)

achatados (2 – 2.5 x)

Distribuição dos olhos radiolares compostos

ausentes no 1/3 - 1/5 apical

ausentes no 1/3 apical e no 1/3 basal

todo o radíolo todo o radíolo todo o radíolo

Goteira fecal no tórax

faixa mais clara imperceptível faixa mais clara sulco até o setígero 3, depois faixa mais clara

sulco até o setígero 3, depois faixa mais clara

Cerdas do tórax (proporção do comprimento das cerdas mais curtas com relação às mais longas)

½

1/3

1/3

1/2 – 1/3

1/3 - 2/3

Uncinus (número de fileiras de dentículos sobre o dente principal)

1 2

3 2 2

Resultados

51

Resultados

Notopódio dos setígeros do tórax com duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior

de notocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em

forma de espinho, estas apresentando aproximadamente metade do comprimento das

notocerdas alongadas com limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios

abdominais compostos por uncini em fileiras únicas, apresentando apenas uma camada

de dentículos secundários.

Morfotipo 2

Compreende 25 espécimes completos provenientes do Arquipélago Marinho dos

Abrolhos, BA, Brasil (ABR) e três espécimes completos provenientes do Canal de

Guarapari, Guarapari, ES, Brasil (GUA).

Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,3 e 3,2 cm de comprimento, com

coroa radiolar medindo entre 0,8 e 2,2 cm de comprimento e com 25 a 41 pares de

radíolos dispostos em dois semicírculos. Radíolos, depois de fixados, apresentando

faixas em 2 cores alternadas: rosa clara e branca e com estilódios digitiformes e

macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de duas vezes mais longos

que os estilódios. Pares de olhos compostos presentes, porém ausentes no 1/3 mais

apical e no 1/3 mais basal dos radíolos. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1,

depois tornando-se imperceptível. Notopódios do tórax compostos por duas fileiras de

cerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira

inferior de notocerdas em forma de espinho, estas apresentando aproximadamente 1/3

do comprimento das notocerdas anteriores. Neuropódios torácicos e notopódios

abdominais compostos por fileiras únicas de uncini aviculares de peito inflado; a

maioria dos uncini apresenta duas camadas de dentículos secundários sobre o dente

principal.

53

Resultados

Morfotipo 3

Compreende cinco espécimes completos provenientes da Praia do Forno, Arraial

do Cabo, RJ, Brasil (ARR), 30 espécimes completos provenientes da Praia da Urca, Rio

de Janeiro, RJ, Brasil (URA), quatro espécimes completos provenientes da Barra do

Sahy, Ibicuí, Mangaratiba, RJ, Brasil (IBI) e 21 espécimes completos provenientes do

Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil (SAN).

Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,4 e 6,9 cm de comprimento com coroa

radiolar medindo entre 0,6 e 2,7 cm de comprimento. Enquanto vivo, o corpo possui

uma coloração verde brilhante, salpicada por manchas pretas e roxas distribuídas

aleatoriamente ao longo do corpo. Coroa radiolar com 39 a 62 pares de radíolos

dispostos em dois semicírculos. Radíolos, após fixação, com coloração ocre a laranja na

face externa e roxa na face interna, também podendo apresentar, in vivo, 1-4 faixas

brancas na face interna, com estilódios brancos na face externa; pínulas sempre brancas.

Presença de estilódios achatados nos radíolos, sendo os macroestilódios ausentes; olhos

presentes ao longo de todo o radíolo. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1,

depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento. Notopódios torácicos

compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas

com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas

apresentando aproximadamente 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas com

limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios abdominais compostos por uncini

em fileiras únicas, maioria dos uncini apresentando três camadas de dentículos

secundários sobre o dente principal.

54

Resultados

Morfotipo 4

Compreende 07 espécimes completos provenientes do Saco da Ribeira, Ubatuba,

SP, Brasil.

Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,6 e 3,2 cm de comprimento com coroa

radiolar medindo entre 0,5 e 1,1 cm de comprimento e com 19 a 28 pares de radíolos

dispostos em dois semicírculos. Radíolos com extremidades filiformes e presença de

estilódios digitiformes e macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de

três a quatro vezes mais longos que os estilódios. Pares de olhos compostos presentes

por toda a extensão do radíolo. Goteira fecal profunda do setígero 1 ao setígero 3,

depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento. Notopódios torácicos

compostos por duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com

limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas

apresentando aproximadamente 1/2 - 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas

com limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios abdominais compostos por

fileiras únicas de uncini aviculares que apresentam duas camadas de dentículos

secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/3 da extensão do

dente principal e a fileira superior de dentículos recobre aproximadamente metade dos

dentículos da fileira inferior.

Morfotipo 5

Compreende 10 espécimes completos provenientes da Praia do Araçá, São

Sebastião, SP, Brasil.


radiolar medindo entre 0,8 e 0,9 cm de comprimento. Coroa radiolar com 18 a 27 pares

de radíolos dispostos em dois semicírculos e unidos basalmente por uma membrana

55

Resultados

palmar curta apresentando uma pequena projeção digitiforme entre cada par de radíolos

adjacentes. Radíolos apresentando estilódios e macroestilódios achatados, sendo os

macroestilódios cerca de 2 a 2,5 vezes mais longos que os estilódios; pares de olhos

compostos distribuídos por toda a extensão do radíolo. Goteira fecal profunda do

setígero 1 ao setígero 2-3, tornando-se depois uma faixa mais clara no tegumento.

Notopódios do tórax compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de

notocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma

de espinho, estas apresentando aproximadamente 1/3 - 2/3 do comprimento das

notocerdas alongadas com limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios

abdominais compostos por fileiras únicas de uncini aviculares apresentando duas

camadas de dentículos secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior

cobre 1/3 da extensão do dente principal e a fileira superior de dentículos recobre

aproximadamente 1/2 dos dentículos da fileira inferior.

1.2. Morfologia interna

A morfologia interna, apesar de não ser freqüentemente utilizada na taxonomia

de Sabellida e até mesmo de Polychaeta como um todo, mostrou-se uma ferramenta

extremamente útil na separação dos morfotipos. Os resultados obtidos da análise na

morfologia interna corroboraram a discriminação das populações em morfotipos, como

observado nas análises de morfologia externa.

Caracteres relacionados ao corpo e ao esqueleto radiolar não apresentaram

diferenças significativas entre as populações estudadas, porém forneceram um

importante conhecimento acerca da morfologia interna desse grupo de animais.

56

Resultados

O tegumento dos espécimes analisados possui uma fina camada de cutícula, o

que já era esperado por se tratarem de animais sésseis. O epitélio é composto por uma

camada simples de células que variam de cúbicas a colunares com diversos tipos de

inclusões; as inclusões variam de concentração de acordo com a área encontrada (Figura

9). As manchas escuras (pretas ou roxas) encontradas espalhadas ao longo do corpo são,

na realidade, um tipo de inclusão (Figura 10). Os uncini ficam embebidos no tegumento,

emergindo pela cutícula e rodeados por inclusões (Figura 11). Ao contrário do que se

pensava, os olhos interramais, ou seja, os olhos encontrados entre o notopódio e o

neuropódio não são ocelos, mas sim olhos em taça (Figura 12). A goteira fecal, que é

uma invaginação da parede do corpo, é formada por epitélio com uma camada simples

de células colunares ciliadas sem inclusões pigmentares (Figura 13). Este epitélio

encontra-se associado a fibras musculares que provavelmente auxiliam na

movimentação das fezes ao longo da goteira (Figura 14).

Observou-se que os espécimes de Branchiomma, assim como os demais

sabelídeos, possuem duas camadas musculares: uma camada muscular circular e uma

camada muscular longitudinal (Figura 15), além de fibras musculares associadas a

algumas estruturas específicas, como a goteira fecal. A organização das camadas

musculares e sua espessura relativa também não apresenta variação entre morfotipos,

sendo a musculatura longitudinal sempre mais espessa que a musculatura circular nos

espécimes observados. A parede do tubo digestivo é composta por um epitélio pseudo-

estratificado com algumas células glandulares presentes (Figura 16).

Em alguns espécimes da população de San Blás, no Panamá, e em todos os

espécimes analisados da população de Arraial do Cabo, no Brasil, foram encontrados

gametas femininos rodeados por células foliculares, que são células que se encontram

57

Resultados

freqüentemente associadas a ovócitos em desenvolvimento mas que se diferenciam das

células nutridoras (“nurse cells”) por terem uma origem somática (Figura 17).

Os radíolos e as pínulas que compõem a coroa radiolar são formados por uma

camada de epitélio, uma matriz extracelular e um esqueleto radiolar cartilaginoso

(Figura 18). Os estilódios e macroestilódios não possuem esqueleto radiolar, ou seja,

são projeções dos radíolos compostos apenas por epitélio formado por uma camada

simples de células cúbicas e uma matriz extracelular (Figura 19). Os olhos compostos

presentes nos radíolos são formados por dezenas de unidades fotorreceptoras que não

variavam nos diferentes morfotipos (Figura 20).

Os caracteres histológicos que se mostraram úteis do ponto de vista taxonômico,

ou seja, aqueles que apresentaram variação entre os morfotipos foram os caracteres

relacionados ao epitélio das pínulas e dos radíolos. Esses caracteres histológicos nunca

haviam sido utilizados para a taxonomia do gênero. O epitélio dos radíolos apresentou

diferenças quanto ao tipo de inclusão que as células apresentaram, por exemplo, o

morfotipo 1 (PAN + ITA) apresentou células epiteliais com dois tipos diferentes de

inclusão, além de células sem inclusões; o morfotipo 2 (ABR + GUA), o morfotipo 4

(UBA) e o morfotipo 5 (SSE) apresentaram células com apenas um tipo de inclusão,

encontrado no morfotipo 1, e também apresentou grupos de células sem inclusões; e o

morfotipo 3 (ARR + URA + IBI + SAN) apresentou apenas células com inclusões, ou

seja, apresentou um epitélio homogêneo porém com menor concentração de inclusões

(Figura 21).

Além desse caráter, a forma das células epiteliais nas pínulas também se mostrou

um caráter variável, já que o morfotipo 1 (PAN + ITA) apresentou epitélio composto

por uma única camada de células pavimentosas, enquanto os demais morfotipos

apresentaram epitélio composto por uma camada única de células cúbicas (Figura 22).

58

Resultados

A B

C D

E F

Figura 9: A - F) Micrografias de microscopia óptica do tegumento de Branchiomma

das populações de URA (morfotipo 3) e PAN (morfotipo 1). Epitélio composto

por uma camada simples de células epiteliais cúbicas ou colunares com

inclusões; as inclusões variam de concentração de acordo com a região do corpo.

59

Resultados

Figura 10: A - B) Micrografias de microscopia óptica do tegumento de Branchiomma

da população de PAN (morfotipo 1) mostrando as inclusões no epitélio que

formam as manchas escuras (pretas ou roxas) encontradas espalhadas ao longo

do corpo desses animais.

A B

A B

Figura 11: A - B) Micrografias de microscopia óptica do tegumento de Branchiomma

da população de PAN (morfotipo 1) mostrando os uncini (seta) embebidos em

tecido epitelial.

60

Resultados

A B

Figura 12: A - B) Micrografias de microscopia óptica de Branchiomma da população

de URA (morfotipo 3) mostrando os olhos interramais em taça (seta).

A B

D C

Figura 13: A - D) Micrografias de miscroscopia óptica da goteira fecal de

Branchiomma das populações de URA (morfotipo 3) e PAN (morfotipo 1)

mostrando a invaginação da parede do corpo composta por epitélio com uma

camada simples de células colunares ciliadas sem inclusões pigmentares.

61

Resultados

A B

Figura 14: A - B) Micrografias de microscopia óptica da goteira fecal de Branchiomma

da populações de URA (morfotipo 3) mostrando as fibras musculares (seta)

associadas a goteira fecal.

A B

C D

100 μm

Figura 15: A - B) Micrografias de microscopia óptica de Branchiomma da população

de PAN (morfotipo 1) mostrando as camadas musculares circular e longitudinal;

C) Micrografia de microscopia óptica de Branchiomma da população de UBA

62

Resultados

(morfotipo 4) mostrando apenas a musculatura circular; D) Micrografia de

microscopia laser confocal de Branchiomma da população de ABR (morfotipo

2) mostrando as camadas musculares circular e longitudinal.

100 μm

A B

C D

Figura 16: A) Micrografia de microscopia laser confocal de Branchiomma da

população de ABR (morfotipo 2) mostrando o tubo digestivo ao longo do corpo;

B – D) Micrografias de microscopia óptica de Branchiomma da população de

URA (morfotipo 3) mostrando o tubo digestivo (seta) e seu epitélio composto

por uma camada pseudo-estratificada de células.

63

Resultados

A B

C

100 μm

Figura 17: A - B) Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma

da população de PAN (morfotipo 1) mostrando os ovócitos e as células

foliculares; C) micrografia de microscopia laser confocal de um espécime de

Branchiomma da população de ARR (morfotipo 3) mostrando também os

ovócitos e as células foliculares.

64

Resultados

A B

100 μm 100 μm

C D

Figura 18: A - B) Micrografias de microscopia laser confocal de espécimes de

Branchiomma da população de ABR (morfotipo 2) mostrando o esqueleto

radiolar; C) Micrografia de microscopia óptica mostrando a estrutura interna de

um radíolo, com esqueleto radiolar cartilaginoso (seta); D) Micrografia de

microscopia óptica mostrando a estrutura interna das pínulas, com epitélio e

esqueleto radiolar cartilaginoso (seta).

65

Resultados

A B

C D

Figura 19: A – D) Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma

das populações de PAN (morfotipo 1) e URA (morfotipo 3) mostrando os

estilódios com uma camada simples de células cúbicas (seta) e matriz

extracelular.

66

Resultados

A B

C

Figura 20: A – C) Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma

da população URA (morfotipo 3) mostrando os olhos compostos radiolares e

suas unidades fotorreceptoras (seta).

67

Resultados

A B

C D

E F

Figura 21: Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma

mostrando o epitélio dos radíolos e suas particularidades. A - B) Células

epiteliais com inclusões (seta) distintas do morfotipo 1; C) Células epiteliais sem

inclusões do morfotipo 1; D) Células epiteliais com inclusões (seta) dos

68

Resultados

morfotipos 2, 4 e 5; E) Células epiteliais sem inclusões dos morfotipos 2, 4 e 5;

F) Células epiteliais com inclusões (seta) do morfotipo 3.

A B

C D

Figura 22: Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma

mostrando o epitélio das pínulas. A) Morfotipo 1: células epiteliais pinulares

pavimentosas com inclusões (seta); B) Morfotipo 1: células epiteliais pinulares

sem inclusões; C - D) Morfotipos 2, 3, 4 e 5: células epiteliais pinulares cúbicas

sem inclusões.

69

Resultados

2. Morfometria


Para o experimento sobre diferentes métodos de anestesia e fixação em

espécimes de Branchiomma provenientes do Rio de Janeiro, verificou-se uma notável

discriminação entre os tratamentos empregados segundo a Análise das Funções

Discriminantes (AFD). A análise dos resíduos a partir da Análise das Funções

Discriminantes, após a remoção do efeito do tamanho pela Análise de Componentes

Principais (ACP), mostrou que a primeira Variável Canônica (VC1) foi responsável por

50% da variação observada entre os grupos analisados; a segunda Variável Canônica

(VC2) foi responsável por 17% da variação; a terceira Variável Canônica (VC3) foi

responsável por 13% e as demais Variáveis Canônicas (VC4-VC7) foram responsáveis

pelos 20% restantes da variação. A representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2

evidencia a notável discriminação entre os tratamentos para ambas as Variáveis

Canônicas (Figura 23).

Ao longo do eixo da primeira Variável Canônica (VC1), os tratamentos foram

discriminados em três grupos (Figura 23): (a) um grupo formado pelo tratamento de

anestesia por refrigeração (RE), que apresentou os escores mais baixos; (b) um grupo

formado pelos tratamentos de anestesia por cloreto de magnésio (MC) e cristais de

mentol (ME), que apresentaram os escores mais altos; e (c) um grupo, que apresentou

escores intermediários, formado pelo grupo controle (CO), pelo tratamento de anestesia

por água doce (FW) e pelos grupos diretamente fixados por etanol 100% (AE), etanol

70% (ET) e formaldeído 4% (FO), sendo que esse último apresentou escores levemente

mais baixos.

70

Resultados

Em VC2, os tratamentos foram separados formando três grupos (Figura 23): (a)

um grupo composto pelo tratamento de anestesia por refrigeração (RE), que apresentou

os escores mais baixos; (b) um grupo formado pelo controle (CO), pelo tratamento de

anestesia por água doce (FW) e pelos tratamentos de fixação direta em etanol 100%

(AE), etanol 70% (ET) e formaldeído 4% (FO), que apresentaram escores mais altos; e

(c) um grupo formado pelos tratamentos de anestesia por cloreto de magnésio (MC) e

cristais de mentol (ME), que apresentaram escores intermediários.

-10 -5 0 5 10-5-4-3-2-1012345

REMEMCFWFOCOETAE

TREAT

Tratamentos VC2

VC1 Figura 23: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2. As elipses que

envolvem os grupos representam o desvio padrão. AE: etanol 100%, ET: etanol 70%,

CO: controle, FO: formaldeído 4%, FW: água doce, MC: cloreto de magnésio, ME:

cristais de mentol e RE: refrigeração.

71

Resultados

Ao longo de VC3 foi observado um gradiente onde os tratamentos se

sobrepuseram levemente uns aos outros, mesmo assim pôde-se observar três

agrupamentos principais, como mostrado na Figura 24: (a) um grupo com escores mais

baixos formado pelo controle (CO), pelo tratamento de fixação direta em etanol 70%

(ET) e pelos tratamentos de anestesia por água doce (FW), refrigeração (RE) e cloreto

de magnésio (MC); (b) um grupo representado pelo tratamento de fixação direta por

formaldeído 4% (FO), com os escores mais altos; e (c) um grupo, com escores

intermediários, formado pelo tratamento de anestesia por cristais de mentol (ME) e pelo

tratamento de fixação direta por etanol 100% (AE).

-10 -5 0 5 10-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

REMEMCFWFOCOETAE

TREATTratamentos VC3

VC1

Figura 24: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC3. As elipses que

envolvem os grupos representam o desvio padrão. AE: etanol 100%, ET: etanol 70%,

CO: controle, FO: formaldeído 4%, FW: água doce, MC: cloreto de magnésio, ME:

cristais de mentol e RE: refrigeração.

72

Resultados

Das 23 variáveis morfométricas mensuradas, 19 foram significativamente

correlacionadas (p < 0,05) com VC1, quatro com VC2 e três com VC3 (Tabela VIII).

Essas variáveis morfométricas foram as principais responsáveis pela diferenciação entre

os tratamentos no experimento.

Tabela VIII: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os

valores do resíduo para cada variável morfométrica. Correlações significativas

(p < 0,05) estão em negrito.

Variáveis morfométricas VC1 VC2 VC3

Comprimento total do corpo sem coroa radiolar (CTT) 0.788 0.440 0.107Comprimento da coroa radiolar (CCR) 0.261 0.247 0.381Comprimento do tórax (CTO) 0.704 -0.036 0.128Comprimento do setígero 1 (CS1) 0.315 -0.366 0.044Espessura do setígero 1 (ES1) -0.521 0.121 0.144Largura do setígero 1 (LS1) -0.580 0.388 -0.123Comprimento do setígero 4 (CS4) 0.619 -0.278 0.133Espessura do setígero 4 (ES4) -0.747 0.176 -0.142Largura do setígero 4 (LS4) -0.683 0.146 0.205Comprimento do setígero 8 (CS8) 0.721 0.071 -0.069Espessura do setígero 8 (ES8) -0.758 -0.139 -0.239Largura do setígero 8 (LS8) -0.732 0.085 0.059Comprimento do setígero 9 (CS9) 0.645 0.072 -0.014Espessura do setígero 9 (ES9) -0.815 -0.247 -0.164Largura do setígero 9 (LS9) -0.658 0.002 -0.074Comprimento do setígero 20 (CS20) 0.470 0.040 0.378Espessura do setígero 20 (ES20) -0.839 0.136 -0.134Largura do setígero 20 (LS20) -0.620 -0.129 -0.370Comprimento do setígero 50 (CS50) 0.420 0.068 -0.062Espessura do setígero 50 (ES50) -0.686 0.357 -0.009Largura do setígero 50 (LS50) -0.530 -0.122 0.110Comprimento do pigídio (CPI) -0.176 -0.234 -0.123Largura do pigídio (LPI) 0.052 -0.458 -0.307

73

Resultados

O comprimento total do corpo sem coroa radiolar (CTT), o comprimento do

tórax (CTO) e o comprimento dos setígeros (CS) 4, 8, 9, 20 e 50 foram positivamente

correlacionados com VC1, enquanto que a espessura (ES) e a largura (LS) de todos os

setígeros mensurados foram negativamente correlacionadas com VC1. Os espécimes

submetidos ao tratamento de anestesia por refrigeração (RE) e ao tratamento de fixação

direta por formaldeído 4% (FO) apresentaram valores mais baixos de CTT, CTO e CS

(setígeros 4, 8, 9, 20 e 50), ou seja, esses espécimes, após os tratamentos, tornavam-se

mais curtos, mais largos e mais espessos do que os espécimes vivos (CO). Por outro

lado, os espécimes que foram submetidos aos tratamentos de anestesia por cloreto de

magnésio (MC) e por cristais de mentol (ME) apresentaram valores mais altos de CTT,

CTO e CS (setígeros 4, 8, 9, 20 e 50), pois adquiriam uma forma mais alongada, porém

mais estreita e achatada do que quando comparados aos espécimes do grupo controle

(CO).

Com relação a VC2, a largura do pigídio (LPI) apresentou uma correlação negativa,

enquanto o comprimento total do corpo sem coroa radiolar (CTT), a largura do setígero

1 (LS1) e a espessura do setígero 50 (ES50) apresentaram uma correlação positiva.

CTT, LS1 e ES50 também apresentaram uma correlação positiva com VC1. Os

espécimes submetidos aos tratamentos de anestesia por refrigeração (RE), cloreto de

magnésio (MC) e cristais de mentol (ME) apresentaram valores mais altos de LPI,

possuindo, assim, pigídios mais largos do que os encontrados no grupo controle (CO).

Aparentemente, os demais tratamentos não afetaram os valores de LPI quando

comparados aos valores obtidos no grupo controle (CO).

O comprimento da coroa radiolar (CCR) e o comprimento do setígero 20 (CS20)

foram positivamente correlacionados com VC3, enquanto a largura do setígero 20

(LS20) foi negativamente correlacionada. Aparentemente, os espécimes submetidos ao

74

Resultados

tratamento de fixação direta por etanol 70% (ET) e aos tratamentos de anestesia por

refrigeração (RE), cloreto de magnésio (MC) e água doce (FW) apresentaram os

mesmos valores para CCR, já que esses espécimes mantiveram o ápice dos radíolos

recurvados, como nos espécimes vivos (Figura 7). Entretanto, os espécimes submetidos

ao tratamento de anestesia por cristais de mentol (ME) e aos tratamentos de fixação

direta por formaldeído 4% (FO) e etanol 100% (AE) apresentaram valores mais altos de

CCR do que os obtidos para o grupo controle (CO). Isso porque estes espécimes

esticaram seus radíolos durante os respectivos processos de anestesia e fixação.

1.1. Discriminação entre as populações

1.1.1. Variáveis morfométricas

A partir do resultado obtido no experimento sobre diferentes métodos de

anestesia e fixação em Branchiomma, foram escolhidas 21 variáveis morfométricas para

se avaliar a similaridade entre as populações do Panamá (PAN) e as demais populações

da costa brasileira.

1.1.1.1. Análise por população

Como resultado da Análise das Funções Discriminantes (AFD) das variáveis

morfométricas em relação às populações estudadas, a primeira Variável Canônica

(VC1) foi responsável por 36,5% da variação total, a segunda Variável Canônica (VC2)

por 27,5% e as demais Variáveis (VC3-VC6) por 36,0% da variação. Como as duas

73

Resultados

primeiras Variáveis Canônicas (VC1 e VC2) foram responsáveis por mais da metade da

variação total obtida, apenas essas duas são explicadas abaixo.

Ao longo do eixo representado pela primeira Variável Canônica (VC1), as

populações foram discriminadas em três grupos (Figura 25): (a) um grupo formado

apenas pela população UBA com escores mais altos; (b) um grupo com escores

intermediários formado pelas populações de PAN, ITA e SSE; e (c) um grupo formado

pelas populações de ABR, URA e SAN com escores mais baixos.

-3 -2 -1 0 1 2 3 4 5-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

URAUBASSESANPANITAABR

POPPOPULAÇÕES VC2

VC1

Figura 25: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2 para a análise das

variáveis morfométricas entre as populações estudadas. As elipses que envolvem

os grupos representam o desvio padrão. ABR: Arquipélago de Abrolhos, BA,

Brasil; ITA: Salvador, BA, Brasil; PAN: San Blás, Panamá; SAN: Santos, SP,

74

Resultados

Brasil; SSE: São Sebastião, SP, Brasil; UBA: Ubatuba, SP, Brasil; URA: Rio de

Janeiro, RJ, Brasil.

Com relação a VC2, as populações foram discriminadas em quatro grupos

(Figura 25): (a) um grupo formado pelas populações de PAN, ABR e SAN, que

apresentaram escores mais altos; (b) um grupo formado pela população de ITA, com

escores intermediários; (c) um grupo composto pelas populações de URA e SSE, com

escores mais baixos; e (d) um grupo com escores que variam por todo o eixo, formado

pela população de UBA.

Das 21 variáveis analisadas, nove foram significativamente correlacionadas (p <

0,05) com VC1 e seis com VC2 (Tabela IX). Essas variáveis morfométricas foram as

principais responsáveis pela diferenciação entre as populações analisadas.

As variáveis relacionadas ao comprimento do primeiro radíolo mais ventral

(CR1V), comprimento dos estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal (CE5A) e

dos estilódios da região mediana do radíolo mediano (CEMM) foram positivamente

correlacionadas com VC1. Já as variáveis do comprimento do quinto radíolo mais

ventral (CR5V) e do comprimento das pínulas de todos os radíolos medidos (CP1D,

CP5D, CPM, CP5V e CP1V) foram negativamente correlacionadas com VC1. Os

espécimes da população de UBA apresentaram valores mais altos de CR1V, CE5A e

CEMM, ou seja, esses espécimes apresentaram o primeiro radíolo mais ventral mais

longo, estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal mais longos e estilódios da região

mediana do radíolo mediano também mais longos. Entretanto, esses mesmos espécimes

apresentaram valores de CR5V, CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V mais baixos do que

as demais populações, demonstrando que tais espécimes possuem o quinto radíolo mais

ventral mais curto e as pínulas de todos os radíolos medidos também mais curtas.

75

Resultados

Tabela IX: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os



Variáveis VC1 VC2 CR1D -0.002 0.078 CR5D -0.026 -0.048 CRM -0.251 0.214 CR5V -0.759 -0.052 CR1V 0.463 -0.062 CP1D -0.385 0.406 CP5D -0.351 0.522 CPM -0.354 0.544 CP5V -0.602 0.267 CP1V -0.360 -0.567 CE1B 0.138 0.140 CE1M 0.171 0.159 CE1A 0.159 0.127 CE5B 0.246 0.336 CE5M 0.217 0.069 CE5A 0.372 0.200 CEMB 0.311 0.231 CEMM 0.360 -0.052 CEMA 0.222 0.145 CS1 -0.282 -0.525 CP -0.241 -0.094

Os espécimes das populações de ABR, SAN e URA apresentaram valores mais

baixos de CR1V, CE5A e CEMM, ou seja, esses espécimes apresentaram o primeiro

radíolo mais ventral mais curto, estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal mais

curtos e estilódios da região mediana do radíolo mediano também mais curtos.

Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de CR5V, CP1D, CP5D,

CPM, CP5V e CP1V mais altos do que os espécimes das demais populações,

demonstrando que tais espécimes possuem o quinto radíolo mais ventral mais longo e as

76

Resultados

pínulas de todos os radíolos medidos também mais longas quando comparadas aos

demais espécimes.

Os espécimes das populações de PAN, ITA e SSE, que formavam um grupo com

escores intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários para todas

as variáveis correlacionadas com VC1.

Com relação a VC2, das seis variáveis correlacionadas, o comprimento dos

estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal (CE5B), comprimento das

pínulas do primeiro e quinto radíolos mais dorsais (CP1D e CP5D) e do radíolo

mediano (CPM) foram positivamente correlacionados, enquanto que o comprimento das

pínulas do primeiro radíolo mais ventral (CP1V) e o comprimento do setígero 1 (CS1)

foram negativamente correlacionados a VC2.

Os espécimes das populações PAN, ABR e SAN apresentaram valores mais

altos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM, ou seja, esses espécimes apresentaram os

estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal mais longos, as pínulas do

primeiro e quinto radíolos mais dorsais e do radíolo mediano mais longas quando

comparados aos espécimes das demais populações. Por outro lado, esses espécimes

apresentaram valores mais baixos de CP1V e CS1 indicando que possuem as pínulas do

primeiro radíolo mais ventral e o setígero 1 mais curtos do que os demais espécimes.

Os espécimes de URA e SSE, por apresentarem escores mais baixos em VC2,

possuíram valores mais baixos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM e valores mais altos de

CP1V e CS1. Dessa forma, esses espécimes possuem os estilódios da região basal do

quinto radíolo mais dorsal mais curtos, as pínulas do primeiro e quinto radíolos mais

dorsais e do radíolo mediano também mais curtas, enquanto que possuem as pínulas do

primeiro radíolo mais ventral e o setígero 1 mais longos do que as demais populações.

77

Resultados

Os espécimes da população de ITA, por apresentarem escores intermediários em

VC2, apresentam também valores intermediários de CE5B, CP1D, CP5D, CPM, CP1V

e CS1. Já os espécimes da população de UBA apresentaram valores tanto baixos como

altos para todas essas variáveis, pois a população se encontrou dispersa ao longo de todo

o eixo de VC2.

O eixo de VC1 possibilitou a diferenciação das populações corroborando os

resultados obtidos pelas análises de morfologia externa e interna, ou seja, a separação

em morfotipos.

1.1.1.2. Análise por morfotipo

Com o objetivo de levantar os melhores caracteres morfométricos para a

taxonomia deste grupo de populações estudadas de Branchiomma, refez-se a análise

com os morfotipos pré-estabelecidos. Como resultado da Análise das Funções

Discriminantes (AFD), a primeira Variável Canônica (VC1) foi responsável por 55,4%

da variação total, a segunda Variável Canônica (VC2) por 31,9% e as demais Variáveis

(VC3 e VC4) por 12,7% da variação. Como as duas primeiras Variáveis Canônicas

(VC1 e VC2) foram responsáveis por mais de 80% da variação total obtida, apenas

essas duas são explicadas abaixo.

Ao longo do eixo representado pela primeira Variável Canônica (VC1), os

morfotipos foram discriminados em quatro grupos (Figura 26): (a) um grupo formado

apenas pelo morfotipo 4 com escores mais altos; (b) um grupo com escores

intermediários formado pelo morfotipo 5; (c) um grupo formado pelos morfotipos 2 e 3

78

Resultados

com escores mais baixos; e (d) um grupo formado pelo morfotipo 1 que apresentou uma

grande variação de escores.

Com relação a VC2, os morfotipos também foram discriminados em quatro

grupos (Figura 26): (a) um grupo formado pelos morfotipos 1 e 2 que apresentaram

escores mais altos; (b) um grupo formado pelo morfotipo 3 com escores intermediários;

(c) um grupo composto pelo morfotipo 5 com escores mais baixos; e (d) um grupo com

escores que variam por todo o eixo formado pelo morfotipo 4.

-3 -2 -1 0 1 2 3 4 5-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

Morfotipo 5Morfotipo 4Morfotipo 3Morfotipo 2Morfotipo 1

MORFOTIPOS

VC2

VC1


variáveis morfométricas por morfotipos. As elipses que envolvem os grupos

representam o desvio padrão. Morfotipo 1: PAN e ITA; Morfotipo 2: ABR;

Morfotipo 3: SAN e URA; Morfotipo 4: UBA; Morfotipo 5: SSE.

79

Resultados

Das 21 variáveis analisadas, dez foram significativamente correlacionadas (p <

0,05) com VC1 e sete com VC2 (Tabela X). Essas variáveis morfométricas foram as


Tabela X: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os



Variáveis VC1 VC2 CR1D 0.056 0.194 CR5D 0.051 -0.017 CRM -0.176 0.194 CR5V -0.729 0.113 CR1V 0.484 -0.146 CP1D -0.419 0.522 CP5D -0.391 0.596 CPM -0.402 0.631 CP5V -0.594 0.286 CP1V -0.360 -0.536 CE1B 0.099 0.215 CE1M 0.152 0.038 CE1A 0.123 0.158 CE5B 0.209 0.446 CE5M 0.180 -0.117 CE5A 0.334 0.248 CEMB 0.297 0.258 CEMM 0.367 0.023 CEMA 0.227 0.130 CS1 -0.335 -0.391 CP -0.232 -0.337

As variáveis relacionadas ao comprimento do primeiro radíolo mais ventral

(CR1V), comprimento dos estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal (CE5A) e

dos estilódios da região mediana do radíolo mediano (CEMM) foram positivamente

80

Resultados

correlacionadas com VC1. Enquanto isso, as variáveis do comprimento do setígero 1

(CS1), comprimento do quinto radíolo mais ventral (CR5V) e comprimento das pínulas

de todos os radíolos medidos (CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V) foram

negativamente correlacionadas com VC1. Os espécimes do morfotipo 4 (UBA)

apresentaram valores mais altos de CR1V, CE5A e CEMM, ou seja, esses espécimes

apresentaram o primeiro radíolo mais ventral mais longo, estilódios apicais do quinto

radíolo mais dorsal mais longos e estilódios da região mediana do radíolo mediano

também mais longos. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de

CS1, CR5V, CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V mais baixos do que as demais

populações, demonstrando que tais espécimes possuem o setígero 1 menor, o quinto

radíolo mais ventral mais curto e as pínulas de todos os radíolos medidos também mais

curtas.

Os espécimes dos morfotipos 2 (ABR) e 3 (URA e SAN) apresentaram valores

mais baixos de CR1V, CE5A e CEMM, ou seja, esses espécimes apresentaram o

primeiro radíolo mais ventral mais curto, estilódios apicais do quinto radíolo mais

dorsal mais curtos e estilódios da região mediana do radíolo mediano também mais

curtos. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de CS1, CR5V,

CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V mais altos do que os demais morfotipos,

demonstrando que tais espécimes possuem o setígero 1 mais longo, o quinto radíolo

mais ventral mais longo e as pínulas de todos os radíolos medidos também mais longas

quando comparadas aos espécimes dos demais morfotipos.

Os espécimes do morfotipo 5 (SSE), que formavam um agrupamento com

escores intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários para todas

as variáveis correlacionadas com VC1. Já os valores do morfotipo 1 (PAN e ITA),

81

Resultados

encontram-se dispersos ao longo do eixo de VC1, pois há espécimes tanto com valores

altos como baixos para as variáveis correlacionadas com VC1.

Com relação a VC2, das sete variáveis correlacionadas, cinco já haviam sido

correlacionadas também com VC1. Dessas sete, o comprimento dos estilódios da região

basal do quinto radíolo mais dorsal (CE5B), o comprimento das pínulas do primeiro e

quinto radíolos mais dorsais (CP1D e CP5D) e do radíolo mediano (CPM) foram

positivamente correlacionadas, enquanto que o comprimento das pínulas do primeiro

radíolo mais ventral (CP1V), o comprimento do setígero 1 (CS1) e o comprimento do

pigídio (CP) foram negativamente correlacionadas a VC2.

Os espécimes dos morfotipos 1 (PAN e ITA) e 2 (ABR) apresentaram valores

mais altos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM, ou seja, esses espécimes apresentaram os

estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal mais longos, as pínulas do

primeiro e quinto radíolos mais dorsais e do radíolo mediano mais longas quando

comparadas aos espécimes dos demais morfotipos. Por outro lado, esses espécimes

apresentaram valores mais baixos de CP1V, CS1 e CP indicando que possuem as

pínulas do primeiro radíolo mais ventral, o setígero 1 e o pigídio mais curtos do que os

demais espécimes.

Os espécimes do morfotipo 5 (SSE), por apresentarem escores mais baixos em

VC2, possuíram valores mais baixos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM e valores mais

altos de CP1V, CS1, CP. Dessa forma, esses espécimes possuem os estilódios da região

basal do quinto radíolo mais dorsal mais curtos, as pínulas do primeiro e quinto radíolos

mais dorsais e do radíolo mediano também mais curtas, enquanto que possuem as

pínulas do primeiro radíolo mais ventral, o setígero 1 e o pigídio mais longos do que os

demais morfotipos.

82

Resultados

Os espécimes do morfotipo 3 (URA e SAN), por apresentarem escores

intermediários em VC2, apresentam também valores intermediários de CE5B, CP1D,

CP5D, CPM, CP1V, CS1 e CP. Já os espécimes do morfotipo 4 (UBA) apresentaram

valores tanto baixos como altos para todas essas variáveis, pois os espécimes se

encontraram dispersos ao longo de todo o eixo de VC2.

A partir dessa análise das variáveis morfométricas por morfotipos, foram

estabelecidos 12 caracteres morfométricos que poderão ser usados como novos

caracteres para a taxonomia do grupo.

1.1.2. Variáveis merísticas

Além das variáveis morfométricas, 15 variáveis merísticas também foram

analisadas com o objetivo de verificar a similaridade da forma entre a população do

Panamá e as populações da costa brasileira.

1.1.2.1. Análise por população

Como resultado da Análise das Funções Discriminantes (AFD) para a análise

das variáveis merísticas em relação às populações estudadas, a primeira Variável

Canônica (VC1) foi responsável por 55,0% da variação total, a segunda Variável

Canônica (VC2) por 18,7% e as demais Variáveis (VC3-VC6) por 26,3% da variação.

Como as duas primeiras Variáveis Canônicas (VC1 e VC2) foram responsáveis por

mais da metade da variação total obtida, apenas essas duas são explicadas abaixo.



83

Resultados

apenas pela população ITA com escores mais altos; (b) um grupo com escores

intermediários formado pelas populações de ABR, PAN, SAN e URA; e (c) um grupo

formado pelas populações de UBA e SSE com escores mais baixos.

-5 0 5 10-5

-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

URAUBASSESANPANITAABR

POP

POPULAÇÕES VC2

VC1


variáveis merísticas entre as populações estudadas. As elipses que envolvem os

grupos representam o desvio padrão. ABR: Arquipélago de Abrolhos, BA,

Brasil; ITA: Salvador, BA, Brasil; PAN: San Blás, Panamá; SAN: Santos, SP,

Brasil; SSE: São Sebastião, SP, Brasil; UBA: Ubatuba, SP, Brasil; URA: Rio de

Janeiro, RJ, Brasil.

84

Resultados

Com relação a VC2, as populações foram discriminadas em três grupos (Figura

27): (a) um grupo formado pelas populações de ABR, PAN, SAN e URA, que

apresentaram escores mais altos; (b) um grupo formado pela população de SSE, com

escores intermediários; e (c) um grupo composto pelas populações de UBA e ITA, com

escores mais baixos.

Das 15 variáveis analisadas, sete foram significativamente correlacionadas (p <

0,05) com VC1 e apenas uma com VC2 (Tabela XI). Essas variáveis merísticas foram

as principais responsáveis pela diferenciação entre as populações analisadas.

Tabela XI: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os

valores do resíduo para cada variável merística. Correlações significativas (p <

0,05) estão em negrito.

Variáveis VC1 VC2 NR 0.837 0.295 NE1 0.277 -0.213 NE5 0.275 -0.192 NEM 0.040 0.081 NRE 0.685 -0.142 NO1 -0.617 -0.051 NO5 -0.645 0.164 NOM -0.590 0.298 NRO 0.618 0.140 NU2 0.418 -0.317 NU4 0.293 -0.263 NU8 0.004 -0.484 NU9 -0.030 0.076 NU20 -0.018 0.154 NU50 0.157 0.245

85

Resultados

As variáveis relacionadas ao número de radíolos (NR), número de radíolos com

estilódios (NRE), número de radíolos com olhos (NRO) e número de uncini no setígero

2 (NU2) foram positivamente correlacionadas com VC1. As variáveis relativas ao

número de pares de olhos compostos no primeiro e quinto radíolos mais dorsais e no

radíolo mediano (NO1, NO5, NOM) foram negativamente correlacionadas com VC1.

Os espécimes da população de ITA apresentaram valores mais altos de NR,

NRE, NRO e NU2, ou seja, esses espécimes apresentaram um maior número de radíolos

na coroa radiolar, mais radíolos com estilódios e com olhos e mais uncini no notopódio

do setígero 2. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de NO1, NO5

e NOM mais baixos do que as demais populações, demonstrando que tais espécimes,

apesar de apresentarem mais radíolos com olhos, apresentaram um menor número de

olhos por radíolo.

Os espécimes das populações de UBA e SSE apresentaram valores mais baixos

de NR, NRE, NRO e NU2, ou seja, esses espécimes apresentaram um menor número de

radíolos na coroa radiolar, menos radíolos com estilódios e com olhos e menos uncini

no neuropódio do setígero 2 quando comparado às outras populações analisadas.

Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores mais altos de NO1, NO5 e

NOM, demonstrando que tais espécimes, apesar de apresentarem um menor número de

radíolos com olhos, apresentaram um maior número de olhos por radíolo.

Os espécimes das populações de ABR, PAN, SAN e URA, que formavam um

grupo com escores intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários

para todas as variáveis correlacionadas com VC1.

86

Resultados

Com relação a VC2, apenas uma variável foi significativamente correlacionada

(p < 0,05), sendo o número de uncini no setígero 8 (NU8) negativamente correlacionado

com VC2.

Os espécimes das populações UBA e ITA apresentaram valores mais altos de

NU8, ou seja, esses espécimes apresentaram um maior número de uncini no neuropódio

do último setígero do tórax. Por outro lado, os espécimes de ABR, PAN, SAN e URA,

por apresentarem escores mais altos em VC2, possuíram valores mais baixos de NU8.

Esses espécimes possuem um menor número de uncini no neuropódio do setígero 8.

Como os espécimes da população de SSE apresentaram escores intermediários em VC2,

apresentaram também valores intermediários de NU8.

1.1.2.2. Análise por morfotipo

Como resultado da Análise das Funções Discriminantes (AFD) para as variáveis

merísticas em relação aos morfotipos estudados, a primeira Variável Canônica (VC1)

foi responsável por 63,0% da variação total, a segunda Variável Canônica (VC2) por

23,4% e as demais Variáveis (VC3 e VC4) por 13,6% da variação. Como as duas

primeiras Variáveis Canônicas (VC1 e VC2) foram responsáveis por mais de 80% da

variação total obtida, apenas essas duas são explicadas abaixo.



apenas pelos morfotipos 1 e 2, com escores mais altos; (b) um grupo com escores

intermediários, formado pelo morfotipo 3; e (c) um grupo formado pelos morfotipos 4 e

5, com escores mais baixos.

87

Resultados

Com relação a VC2, as populações foram discriminadas em dois grupos (Figura

28): (a) um grupo formado pelos morfotipos 2, 3 e 5, que apresentaram escores mais

altos; e (b) um grupo formado pelos morfotipos 1 e 4, com escores relativamente mais

baixos.

-10 -5 0 5-4

-3

-2

-1

0

1

2

3

4

Morfotipo 5Morfotipo 4Morfotipo 3Morfotipo 2Morfotipo 1

MORFOTIPOS

VC2

VC1


variáveis merísticas por morfotipos. As elipses que envolvem os grupos

representam o desvio padrão. Morfotipo 1: PAN e ITA; Morfotipo 2: ABR;

Morfotipo 3: SAN e URA; Morfotipo 4: UBA; Morfotipo 5: SSE.

Das 15 variáveis analisadas, sete foram significativamente correlacionadas (p <

0,05) com VC1 e cinco com VC2 (Tabela XII). Das cinco variáveis correlacionadas

com VC2, a referente ao número de estilódios no primeiro radíolo mais dorsal (NE1) já

88

Resultados

havia sido também correlacionada com VC1. Essas variáveis merísticas foram as


As variáveis relacionadas ao número de radíolos (NR), número de radíolos com

estilódios (NRE), número de radíolos com olhos (NRO) e número de estilódios no

quinto radíolo mais dorsal (NE5) foram positivamente correlacionadas com VC1. As

variáveis relativas ao número de pares de olhos compostos no primeiro e quinto radíolos

mais dorsais e no radíolo mediano (NO1, NO5, NOM) foram negativamente

correlacionadas com VC1.

Os espécimes dos morfotipos 1 e 2 apresentaram valores mais altos de NR,

NRE, NRO e NE5, ou seja, esses espécimes apresentaram um maior número de radíolos

na coroa radiolar, mais radíolos com estilódios e com olhos e mais estilódios presentes

no quinto radiolo mais dorsal. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram

valores de NO1, NO5 e NOM mais baixos do que as demais populações, demonstrando

que tais espécimes, apesar de apresentarem mais radíolos com olhos, apresentaram um

menor número de olhos por radíolo.

Tabela XII: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os

valores do resíduo para cada variável merística. Correlações significativas (p <

0,05) estão em negrito.

Variáveis VC1 VC2 NR 0.818 0.246 NE1 0.311 -0.556 NE5 0.339 -0.596 NEM 0.162 -0.240 NRE 0.561 -0.158 NO1 -0.539 -0.093 NO5 -0.488 0.068 NOM -0.356 0.040 NRO 0.591 0.050 NU2 0.215 -0.080 NU4 0.091 0.043

89

Resultados

NU8 -0.197 -0.255 NU9 -0.090 0.329 NU20 -0.059 0.391 NU50 0.173 0.322

Os espécimes dos morfotipos 4 e 5 apresentaram valores mais baixos de NR,

NRE, NRO e NE5, ou seja, esses espécimes apresentaram um menor número de

radíolos na coroa radiolar, menos radíolos com estilódios e com olhos e menos

estilódios no quinto radíolo mais dorsal da coroa radiolar quando comparados às outras

populações analisadas. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores mais

altos de NO1, NO5 e NOM, demonstrando que tais espécimes, apesar de apresentarem

um menor número de radíolos com olhos, apresentaram um maior número de olhos por

radíolo.

Os espécimes do morfotipo 3, que formavam um grupo com escores

intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários para todas as

variáveis correlacionadas com VC1.

Com relação a VC2, cinco variáveis foram significativamente correlacionadas (p

< 0,05), sendo que o número de estilódios no primeiro radíolo mais dorsal (NE1) já

havia sido também correlacionado com VC1. Das demais quatro variáveis, o número de

uncini nos setígeros abdominais mensurados (NU9, NU20 e NU50) foram

positivamente correlacionados, enquanto que o número de estilódios presentes no

primeiro radíolo mais dorsal foi negativamente correlacionado com VC2.

Os espécimes dos morfotipos 2 (ABR), 3 (SAN e URA) e 5 (SSE) apresentaram

valores mais altos de NU9, NU20 e NU50, ou seja, esses espécimes apresentaram um

maior número de uncini no notopódio de todos os setígeros abdominais mensurados do

90

Resultados

que quando comparados aos espécimes dos demais morfotipos. Por outro lado, esses

espécimes apresentaram valores mais baixos de NE1, indicando que possuem um menor

número de estilódios presentes no primeiro radíolo mais dorsal.

Os espécimes dos morfotipos 1 (ITA e PAN) e 4 (UBA), por apresentarem

escores mais baixos em VC2, têm valores mais baixos de NU9, NU20 e NU50 e valores

mais altos de NE1. Dessa forma, esses espécimes possuem um menor número de uncini

no notopódio de todos os setígeros abdominais mensurados, enquanto possuem um

maior número de estilódios presentes no primeiro radíolo mais dorsal.

A partir dessa análise das variáveis merísticas por morfotipos, pôde-se

estabelecer 11 caracteres merísticos que podem ser usados como caracteres de forma,

dentre esses, 10 são caracteres que não são utilizados na taxonomia do grupo.

2. Sistemática Molecular

Em virtude das dificuldades encontradas para a amplificação do DNA

mitocondrial de Branchiomma, as análises se restringiram a apenas três seqüências

provenientes de duas localidades: Rio de Janeiro, Brasil (BR 11 e 12) e San Blás,

Panamá (BR 53). Os fragmentos do gene da citocromo oxidase I (COI) do DNA

mitocondrial amplificados corresponderam a 629 nucleotídeos. O alinhamento das três

seqüências, representando também três haplótipos (Tabela XIII), não apresentou

qualquer inserção ou deleção e todas as substituições foram silenciosas, isto é, as

diferentes seqüências resultaram na mesma seqüência de aminoácidos. A janela de

leitura é de um gene funcional sem qualquer códon terminal. As duas seqüências do

Brasil, BR 11 e BR 12 apresentaram entre si uma divergência de 0,6% [distância p e

Kimura dois parâmetros K2P)], representando 4 nucleotídeos que diferiram entre as

91

Resultados

seqüências. A divergência entre a seqüência BR 11 do Brasil e BR 53, do Panamá foi de

15,6% e 17,6% (distância p e K2P, respectivamente), correspondendo a 98 nucleotídeos

diferentes. De forma similar, a divergência entre as seqüências BR 12 do Brasil e BR

53, do Panamá foi de 15,3% e 17,2% (distância p e K2P, respectivamente),

correspondendo a 96 nucleotídeos diferentes entre as seqüências.

Tabela XIII: As três seqüências obtidas, alinhadas. As seqüências BR 11 e BR 12

representam espécimes do Rio de Janeiro, Brasil e a seqüência BR 53 representa

um espécime de San Blás, Panamá.

BR12 GGT ACC TCT ATA AGA GTA ATT ATC CGT GCG GAG TTG GGG CAA GCG GGG [ 48] BR11 ... ... ... ... ..T ... ... ... ... ..? ... ... ... ... ..T ... [ 48] BR53 ..G ..A ..G ... ..T ... ... ..T ... ..C ..A ... ... ... ..T ... [ 48] BR12 AGA TTG TTA GGT AGT GAT CAG CTT TAT AAT AGG GTA GTA ACA GCT CAT [ 96] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [ 96] BR53 ..G ... ... ..A ... ..C ... ... ... ..C ..T ..G ..G ... ..C ... [ 96] BR12 GCT TTT TTA ATA ATT TTT TTC TTG GTA ATG CCG GTG ATT ATT GGG GGG [144] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... T.. ... ... ... [144] BR53 ... ... ... ... ... ... ..T ..A ... ..A ..T ..T T.. ... ... ... [144] BR12 TTT GGG AAT TGA CTT TTA CCT TTA ATG CTT GGG GCT CCA GAT ATA AGG [192] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [192] BR53 ... ..T ... ..G T.G ..G ..A ... ..A T.G ..T ... ..T ... ... ... [192] BR12 TTT CCT CGA TTA AAT AAC TTA AGG TTT TGG CTT CTT CCA AGT GCA CTT [240] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [240] BR53 ... ... ..G ... ... ..T ..G ... ... ... ... ... ..T ..G ... T.G [240] BR12 CTT TTA CTT TTG GGG TCT ACT TTT ATT GAG TCT GGT GCT GGG ACA GGA [288] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [288] BR53 ... ... T.G C.. ..T ... ... ... ... ..A CAG ... ..A ... ... ..G [288] BR12 TGA ACT GTT TAT CCT CCC TTA ?CA AGT AAT TTA GGG CAT TCT GGG AGG [336] BR11 ... ... ... ... ... ... ... T.. ... ... ... ... ... ... ... ... [336] BR53 ..G ... ... ... ... ..T C.T T.. ..G ... ..G ..T ... ..A ..T ... [336] BR12 TGT GTA GAT TTA GTA ATT TTT TCT TTA CAT TTG GCG GGG GCA TCT TCC [384] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [384] BR53 ... ..G ... ..G ... ... ... ... ... ... ... ..T ..T ..T ... ..T [384] BR12 ATT ATG GGG GCT ATT AAT TTT ATT ACG ACT ATT ATG AAT TTG CGG GGT [432] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [432] BR53 ... ... ..T ..C ... ..C ... ... ..A ... ... ..C ... ... ..T ..G [432] BR12 AAA GTT ATG AAG GCG GAA CGA ATT CCT TTG TTT GTT TGG GCT GTT GCA [480] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [480] BR53 ... ... ... ... ..A ..G ..T ... ... ... ... ..G ..A ... ... ..T [480] BR12 ATT ACT GTA GTG TTA TTA TTA TTG TCC CTG CCT GTA TTA GCT GCT GCA [528] BR11 ... ... .A. ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [528] BR53 ... ... ..T ..A ..G ... ..G C.T ..T T.. ... ..T ... ... ... ..G [528]

92

Resultados

BR12 ATT ACT ATG CTT TTA ACT GAT CGA AAT ATT AAT ACA AGG TTT TTT GAT [576] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [576] BR53 ... ... ... ... ... ..A ... ..T ... GC. ... ... ... ... ... ... [576] BR12 CCA GCA GGG GGA GGT GAC CCT ATT TTA TTT CAG CAT TTA TTT TGA TTT [624] BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [624] BR53 ... ... ..A ..T ..G ..T ..A ... ... ..C ... ... ..G ... ... ... [624] BR12 TTT GG [629] BR11 ... .. [629] BR53 ... .. [629] 3. Descrição das espécies

A combinação de todas as análises realizadas possibilitou a separação das

populações estudadas em cinco diferentes espécies descritas abaixo, correspondentes

aos cinco morfotipos originalmente definidos.

3.1. Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865)

Sinonímias:

Sabella crispa Krøyer, 1856

Sabella nigro-maculata Baird, 1865

Dasychone nigromaculatum McIntosh, 1885

Dasychone ponce Treadwell, 1901

Dasychonopsis arenosa Treadwell, 1924

Branchiomma nigromaculata Johansson, 1927

Branchiomma nigromaculatum San Martín et al., 1994

Branchiomma nigromaculatum Knight-Jones, 1994

Material: 11 espécimes completos provenientes da Ilha Porvenir, Província de

San Blás, Panamá (PAN), tombados como IBUFRJ-0516 e nove espécimes completos

provenientes da Praia de Itapuã, Salvador, BA, Brasil (ITA), IBUFRJ-0522.

93

Resultados

Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,3 e 6,8 cm de comprimento, com coroa

radiolar medindo entre 1,2 e 2,3 cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros em todos

os espécimes e abdômen apresentando entre 60 e 107 setígeros, todos os segmentos

apresentando olhos interramais. Após a fixação, o corpo adquire uma coloração

castanha clara salpicada por manchas pretas e roxas distribuídas aleatoriamente ao

longo do corpo (Figura 29 A). Coroa radiolar com 37 a 63 pares de radíolos dispostos

em dois semicírculos, reduzidos na região mediano-ventral e unidos basalmente por

uma membrana palmar curta que se estende por 2 a 3 mm, independente do tamanho

dos espécimes. Radíolos, após fixação, apresentando faixas em 3 cores alternadas:

castanha clara, castanha escura e branca (Figura 29 B). Radíolos com extremidades

filiformes e presença de estilódios e macroestilódios digitiformes, sendo os

macroestilódios cerca de duas vezes mais longos que os estilódios (Figura 29 C) e

sempre presentes em faixas brancas; 13-22 radíolos mais ventrais sem estilódios ou

macroestilódios. Estilódios e macroestilódios sempre em pares (16-39 no radíolo mais

dorsal, 16-42 no quinto radíolo mais dorsal e 8-37 no radíolo mediano) e intercalados

com pares de olhos compostos (4-30 no radíolo mais dorsal, 4-29 no quinto radíolo mais

dorsal e 5-27 no radíolo mediano) (Figura 29 D); olhos ausentes no 1/3 - 1/5 mais

apical dos radíolos e também nos 9-18 radíolos mais ventrais. Lábios dorsais

falciformes com um sulco longitudinal em uma face (Figura 30 A) e coloração roxa na

outra face. Colar com margens bem separadas dorsalmente que se fundem ao tegumento

do setígero 1 (Figura 30 B); margens laterais do colar recobrindo a junção entre o corpo

e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais com extremidade arredondada e manchas

roxas conspícuas, mesmo após a fixação. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1,

depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento (Figura 30 C). Cerdas

do setígero 1 alongadas com limbo estreito, todas com o mesmo comprimento. Demais

94

Resultados

setígeros do tórax com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero 8,



apresentando aproximadamente metade do comprimento das notocerdas alongadas com

limbo estreito (Figura 30 D). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras

únicas nas laterais do setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao centro;

uncini aviculares (Figura 31 A) organizados em fileiras e progressivamente em menor

número em direção ao abdômen: 87-206 uncini no setígero 2, 57-160 uncini no setígero

4 e 44-88 uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando apenas uma camada de

dentículos secundários, cobrindo 1/4 da extensão do dente principal (Figura 31 B),

sendo também encontrado. Raros uncini com 2 ou 3 fileiras de dentículos secundários

(Figura 31 C). No abdômen, a goteira fecal forma um sulco profundo desde o setígero 9

até o pigídio. Neuropódio abdominal composto também por duas fileiras de cerdas

como encontrado no notopódio torácico, uma fileira superior de neurocerdas alongadas

com limbo estreito e uma fileira inferior de neurocerdas em forma de espinho, também

apresentando aproximadamente metade do comprimento das neurocerdas alongadas

com o limbo estreito (Figura 31 D); o número de cerdas por neuropódio abdominal

diminui ao longo dos setígeros mais posteriores. Notopódio abdominal composto por

uma fileira única de uncini por setígero, 24-75 uncini no setígero 9, 22-78 uncini no

setígero 20 e 28-85 uncini no setígero 50; como no tórax, a maioria dos uncini apresenta

apenas uma camada de dentículos secundários cobrindo 1/4 da extensão do dente

principal, sendo também encontrados raros uncini com 2 ou 3 fileiras de dentículos

secundários. Pigídio bilobado. Tubo formado por areia fina aderida a muco.

Considerações: Os espécimes analisados são perfeitamente compatíveis com a

redescrição da espécie feita por Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006).

95

Resultados

Distribuição: Região do Caribe e costa nordeste do Brasil.

A B

C D

Figura 29: Branchiomma nigromaculatum: A) Foto de um espécime após a fixação; B)

Detalhe da coroa radiolar após fixação, mostrando as faixas em três cores

alternadas: castanha clara, castanha escura e branca; C) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura do radíolo, mostrando um estilódio, um olho

96

Resultados

composto e um macroestilódio; D) Micrografia de microscopia eletrônica de

varredura do radíolo, mostrando um estilódio e um olho composto.

A B

C D

Figura 30: Branchiomma nigromaculatum: A) Foto do lábio dorsal falciforme (seta),

mostrando o sulco longitudinal; B) Foto do colar mostrando as margens laterais

e o par de lamelas ventrais (seta); C) Foto do tórax mostrando a goteira fecal

profunda apenas no setígero 1, depois sendo reconhecida por uma faixa mais

clara no tegumento (seta); D) Micrografia de microscopia eletrônica de

97

Resultados

varredura do notopódio mostrando as duas fileiras de cerdas, cerdas alongadas

com limbo estreito (seta branca) e cerdas em forma de espinho (seta amarela).

A B

C D

Figura 31: Branchiomma nigromaculatum: A) Micrografia de microscopia óptica

mostrando a fileira neuropodial de uncini aviculares; B) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura mostrando os uncini com uma fileira de

dentículos secundários sobre o dente principal (seta); C) Micrografia de

98

Resultados

microscopia eletrônica de varredura de um uncinus com duas fileiras de

dentículos secundários sobre o dente principal (seta); D) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura do neuropódio, mostrando as duas fileiras

de cerdas, alongadas com limbo estreito (seta branca) e em forma de espinho

(seta amarela).

4.2. Branchiomma luctuosum (Grube, 1870)

Sinonímia:

Sabella (Dasychone) luctusoum Grube, 1970

Branchiomma luctusoum Knight-Jones et al., 1991

Material: Cinco espécimes completos provenientes da Praia do Forno, Arraial do

Cabo, RJ, Brasil (ARR), tombados como IBUFRJ-0519; 30 espécimes completos

provenientes da Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil (URA), IBUFRJ-0512; quatro

espécimes completos provenientes da Barra do Sahy, Ibicuí, Mangaratiba, RJ, Brasil

(IBI), IBUFRJ-0523 e 21 espécimes completos provenientes do Emissário de Santos,

Santos, SP, Brasil (SAN), IBUFRJ-0532.

Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,4 e 6,9 cm de comprimento com coroa



apresentando olhos interramais. Enquanto vivo, o corpo possui uma coloração verde

brilhante, salpicada por manchas pretas e roxas distribuídas aleatoriamente ao longo do

corpo (Figura 32 A). Depois de fixados, a coloração verde se torna verde clara ou

castanha clara (Figura 32 B). Coroa radiolar com 39 a 62 pares de radíolos dispostos em

99

Resultados

dois semicírculos, reduzidos na região mediano-ventral e unidos basalmente por uma

membrana palmar curta que se estende por 2 a 3 mm, independente do tamanho dos

espécimes, base da coroa roxa em material fixado. Radíolos, in vivo e após fixação, com

coloração ocre a laranja na face externa e roxa na face interna (Figura 32 C e D),

também podendo apresentar, in vivo, 1-4 faixas brancas na face interna, com estilódios

brancos na face externa; pínulas sempre brancas (Figura 33 A). Radíolos com

extremidades filiformes (Figura 33 B) e presença de estilódios achatados, sendo os

macroestilódios ausentes (Figura 33 C); 13-23 radíolos mais ventrais sem estilódios.

Estilódios sempre em pares (8-35 no radíolo mais dorsal, 14-35 no quinto radíolo mais

dorsal e 9-26 no radíolo mediano) e intercalados com pares de olhos compostos (8-24

no radíolo mais dorsal, 13-25 no quinto radíolo mais dorsal e 9-21 no radíolo mediano)

(Figura 33 D); olhos presentes ao longo de todo o radíolo; olhos ausentes nos 7-20

radíolos mais ventrais. Lábios dorsais falciformes com um sulco longitudinal (Figura 34

A) e com a outra face de coloração castanha. Colar com margens bem separadas

dorsalmente que se fundem ao tegumento do setígero 1; margens laterais do colar

recobrindo a junção entre o corpo e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais distalmente

arredondadas e lateralmente sobrepostas; superfície interna com manchas roxas

conspícuas, mesmo após a fixação. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1 e depois

sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento (Figura 34 B). Cerdas do

colar alongadas, com limbo estreito, dispostas em arco e cerdas em forma de espinho.

Demais setígeros do tórax com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero

8, compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas

alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho,

apresentando aproximadamente 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas com

limbo estreito (Figura 34 C). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras

100

Resultados

únicas nas laterais do setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao centro;

uncini aviculares (Figura 34 D) organizados em fileiras progressivamente em menor

número em direção ao abdômen: 66-215 uncini no setígero 2, 57-178 uncini no setígero

4 e 39-105 uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando três camadas de

dentículos secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/4 da

extensão do dente principal (Figura 35 A). Também se encontram facilmente uncini

com 2 fileiras de dentículos secundários (Figura 35 B). No abdômen, a goteira fecal

101

Resultados

forma um sulco profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio

abdominal composto também por duas fileiras de cerdas como encontrado no notopódio

torácico, uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira

inferior de neurocerdas em forma de espinho, apresentando aproximadamente 2/3 do

comprimento das neurocerdas alongadas com limbo estreito (Figura 35 C). Notopódio

abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero (Figura 35 D), 35-88

uncini no setígero 9, 36-81 uncini no setígero 20 e 39-81 uncini no setígero 50; como no

tórax, a maioria dos uncini apresenta três camadas de dentículos secundários sobre o

dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/4 da extensão do dente principal.

Também são encontrados facilmente uncini com 2 fileiras de dentículos secundários.

Pigídio bilobado. Tubo formado por areia fina aderida a muco.

Considerações: Os espécimes analisados são compatíveis com a descrição feita

por Nogueira et al. (no prelo) para espécimes da costa sudeste do Brasil.

Distribuição: Mar Vermelho, Mar Mediterrâneo e costa sudeste do Brasil.

101

Resultados

A B

C D

Figura 32: Branchiomma luctuosum: A) Foto de um espécime completo in vivo; B)

Foto de um espécime após fixação; C) Coroa radiolar in vivo (Foto E. Lanna);

D) Detalhe da coroa radiolar após fixação.

102

Resultados

A B

DC

Figura 33: Branchiomma luctuosum: A) Foto dos radíolos depois de fixados mostrando

as pínulas brancas (seta); B) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura

de um radíolo mostrando sua extremidade filiforme (seta); C) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura de um radíolo mostrando os estilódios

achatados (seta); D) Micrografia de microscopia óptica de um radíolo mostrando

os estilódios (seta azul) e os olhos compostos (seta preta).

103

Resultados

A B

C D

Figura 34: Branchiomma luctuosum: A) Foto da coroa radiolar mostrando o lábio

dorsal falciforme (seta); B) Foto do tórax mostrando a goteira fecal profunda

apenas no setígero 1, depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no

tegumento (seta); C) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura do

notopódio torácico composto por duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de

notocerdas alongadas com limbo estreito (seta amarela) e uma fileira inferior de

notocerdas em forma de espinho (seta branca); D) Micrografia de microscopia

óptica dos uncini aviculares do tórax.

104

Resultados

A B

DC

Figura 35: Branchiomma luctuosum: A) Micrografia de microscopia eletrônica de

varredura do neuropódio mostrando os uncini com três fileiras de dentículos

secundários sobre o dente principal (seta); B) Micrografia de microscopia

eletrônica de varredura do neuropódio mostrando os uncini com duas fileiras de

dentículos secundários sobre o dente principal (seta); C) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura do neuropódio abdominal composto por

duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo

estreito (seta amarela) e uma fileira inferior de neurocerdas em forma de espinho

(seta branca); D) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura mostrando

a fileira de uncini abdominais.

105

Resultados

4.3. Branchiomma patriota Nogueira, Rossi & López, no prelo

Material: Sete espécimes completos provenientes do Saco da Ribeira, Ubatuba,

SP, Brasil, tombados como IBUFRJ-0524.




apresentando olhos interramais. Depois de fixado, o corpo adquire uma coloração

creme, salpicada por manchas pretas distribuídas aleatoriamente ao longo do corpo

(Figura 36 A). Coroa radiolar com 19 a 28 pares de radíolos dispostos em dois

semicírculos e unidos basalmente por uma membrana palmar curta que se estende por

0,6 a 1 mm, independente do tamanho dos espécimes. Radíolos, após fixação,

apresentando vestígios de pigmentação em faixas de três cores alternadas (Figura 36 B).

Radíolos com extremidades filiformes e presença de estilódios digitiformes e

macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de três a quatro vezes mais

longos que os estilódios (Figura 36 C); 4-8 radíolos mais ventrais sem estilódios ou

macroestilódios. Fileira basal de estilódios apresentando apenas um estilódio por

radíolo, demais estilódios e macroestilódios sempre em pares (13-24 no radíolo mais

dorsal, 13-20 no quinto radíolo mais dorsal e 8-18 no radíolo mediano) e intercalados

com pares de olhos compostos (10-18 no radíolo mais dorsal, 9-17 no quinto radíolo

mais dorsal e 4-17 no radíolo mediano) (Figura 36 D); olhos distribuídos por toda a

extensão do radíolo e podem estar presentes em todos os radíolos ou ausentes nos 2-4

radíolos mais ventrais. Lábios dorsais falciformes com apêndices radiolares estendendo-

se por 1/3 - 1/4 do comprimento dos radíolos e unidos por uma membrana ao par de

radíolos mais dorsal. Colar com margens bem separadas dorsalmente (Figura 37 A);

106

Resultados

margens laterais do colar recobrindo a junção entre o corpo e a coroa radiolar; par de

lamelas ventrais com extremidades arredondadas e sobrepostas lateralmente, com

superfície interna apresentando uma conspícua mancha castanha. Goteira fecal profunda

do setígero 1 ao setígero 3, depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no

tegumento (Figura 37 A). Cerdas do setígero 1 de dois tipos: cerdas alongadas com

limbo estreito e cerdas em forma de espinho (Figura 37 B). Demais setígeros do tórax

com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero 8, compostos por duas

fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com limbo estreito e

uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas apresentando

aproximadamente 1/2 - 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas com limbo

estreito (Figura 37 C). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras únicas

nas laterais dos setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao centro; uncini

aviculares (Figura 37 D) organizados em fileiras e progressivamente em menor número

em direção ao abdômen: 45-104 uncini no setígero 2, 40-90 uncini no setígero 4 e 42-52

uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando duas camada de dentículos

secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/3 da extensão do

dente principal e a fileira superior de dentículos recobre aproximadamente 1/2 dos

dentículos da fileira inferior (Figura 38 A). Também se encontram raros uncini com 3

fileiras de dentículos secundários. No abdômen, a goteira fecal forma um sulco

profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio abdominal composto também por

duas fileiras de cerdas como encontrado no notopódio torácico, uma fileira superior de

neurocerdas modificadas, alongadas, com limbo estreito e uma fileira inferior de

neurocerdas em forma de espinho, também apresentando aproximadamente 1/3 - 1/4 do

comprimento das neurocerdas modificadas, alongadas com limbo estreito (Figura 38 B);

o número de cerdas por neuropódio abdominal diminui ao longo dos setígeros mais

107

Resultados

posteriores. Notopódio abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero

(Figura 38 C), 16-40 uncini no setígero 9, 21-46 uncini no setígero 20 e 20-36 uncini no

setígero 50; como no tórax, maioria dos uncini apresenta duas camada de dentículos

secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira de dentículos cobre 1/3 da

extensão do dente principal. Também são encontrados raros uncini com 1 ou 3 fileiras

de dentículos secundários. Pigídio bilobado.

Considerações: Os espécimes analisados são compatíveis com a descrição

original feita por Nogueira et al. (no prelo) para espécimes da costa sudeste do Brasil.

Distribuição: Costa sudeste do Brasil.

108

Resultados

A B

C D

Figura 36: Branchiomma patriota: A) Foto de um espécime após fixação; B) Detalhe

da coroa radiolar de um espécime após fixação; C) Micrografia de microscopia

eletrônica de varredura de um radíolo com estilódios digitiformes e

macroestilódios achatados; D) Micrografia de microscopia óptica mostrando os

estilódios, os macroestilódios e os olhos compostos.

109

Resultados

A B

C D

Figura 37: Branchiomma patriota: A) Foto de um espécime mostrando a face dorsal do

colar e a goteira fecal (seta); B) Micrografia de microscopia óptica do notopódio

do setígero 1 mostrando as cerdas alongadas com limbo estreito (seta preta) e as

cerdas em forma de espinho (seta azul); C) Micrografia de microscopia

eletrônica de varredura do notopódio torácico mostrando as duas fileiras de

cerdas: uma fileira de cerdas alongadas com limbo estreito (seta branca) e uma

fileira de cerdas em forma de espinho (seta amarela); D) Micrografia de

microscopia óptica mostrando os uncini aviculares do neuropódio torácico.

110

Resultados

A B

C

Figura 38: Branchiomma patriota: A) Micrografia de microscopia eletrônica de

varredura do neuropódio torácico mostrando os uncini com duas fileiras de

dentículos secundários sobre o dente principal (seta); B) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura do neuropódio abdominal mostrando as

duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de neurocerdas modificadas,

alongadas, com limbo estreito (seta branca) e uma fileira inferior de neurocerdas

em forma de espinho (seta amarela); C) Micrografia de microscopia eletrônica

de varredura do notopódio abdominal composto por um fileira única de uncini.

111

Resultados

4.4. Branchiomma sp. nov. 1

Compreende 25 espécimes completos provenientes do Arquipélago Marinho dos

Abrolhos, BA, Brasil (ABR), holótipo IBUFRJ-0554, nove parátipos IBUFRJ-0555 a

0563 e demais espécimes IBUFRJ-0518; e três espécimes completos provenientes do

Canal de Guarapari, Guarapari, ES, Brasil (GUA), IBUFRJ-0521.

Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,3 e 3,2 (1,7) cm de comprimento, com

coroa radiolar medindo entre 0,8 e 2,2 (1,1) cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros

em todos os espécimes e abdômen apresentando entre 65 e 85 (81) setígeros, todos os

segmentos apresentando olhos interramais. Após a fixação, o corpo adquire uma

coloração creme, salpicado por manchas pretas distribuídas aleatoriamente ao longo do

corpo (Figura 39 A). Coroa radiolar com 25 a 41 (32) pares de radíolos dispostos em

dois semicírculos, reduzidos na região mediano-ventral e unidos basalmente por uma

membrana palmar curta que se estende por 1 a 2 mm, independente do tamanho dos

espécimes. Radíolos, depois de fixados, apresentando faixas em 2 cores alternadas: rosa

clara e branca (Figura 39 B). Radíolos com extremidades filiformes e presença de

estilódios digitiformes (Figura 39 C) e macroestilódios achatados (Figura 39 D), sendo

os macroestilódios cerca de duas vezes mais longos que os estilódios e sempre presentes

em faixas brancas; 6-17 (12) radíolos mais ventrais sem estilódios ou macroestilódios.

Estilódios e macroestilódios sempre em pares [6-19 (17) no radíolo mais dorsal, 12-19

(14) no quinto radíolo mais dorsal e 8-16 (15) no radíolo mediano] e intercalados com

pares de olhos compostos [2-10 (7) no radíolo mais dorsal, 4-13 (8) no quinto radíolo

mais dorsal e 6-11 (10) no radíolo mediano] (Figura 40 A); olhos ausentes no 1/3 mais

apical e no 1/3 mais basal dos radíolos e também nos 4-12 (7) radíolos mais ventrais.

Lábios dorsais falciformes com um sulco longitudinal e com a outra face de coloração

112

Resultados

roxa. Colar com margens bem separadas dorsalmente que se fundem ao tegumento do

setígero 1 (Figura 40 B); margens laterais do colar curtas, recobrindo a junção entre o

corpo e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais com extremidade arredondada. Goteira

fecal profunda apenas no setígero 1 e depois sendo imperceptível (Figura 40 C). Cerdas

do setígero 1 de dois tipos: cerdas alongadas com limbo estreito e cerdas em forma de

espinho, estas com cerca de 1/3 do comprimento das primeiras (Figura 40 D). Demais

setígeros do tórax com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero 8,



apresentando aproximadamente 1/3 do comprimento das notocerdas anteriores (Figura

41 A). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras únicas nas laterais dos

setígeros, formando escudos ventrais ao centro; uncini aviculares de peito inflado

(Figura 41 B) organizados em fileiras (Figura 41 C) com uncini progressivamente em

menor número em direção ao abdômen: 32-84 (73) uncini no setígero 2, 34-66 (52)

uncini no setígero 4 e 22-45 (41) uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando

duas camadas de dentículos secundários sobre o dente principal. A fileira inferior cobre

1/3 da extensão do dente principal e a fileira superior de dentículos recobre

aproximadamente metade dos dentículos da fileira inferior (Figura 41 D). Há também

raros uncini com 3 fileiras de dentículos secundários (Figura 42 A). No abdômen, a

goteira fecal forma um sulco profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio

abdominal composto também por duas fileiras de cerdas como encontrado no notopódio

torácico, uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira

inferior de neurocerdas em forma de espinho, com aproximadamente 2/3 do

comprimento das neurocerdas alongadas com limbo estreito (Figura 42 B); o número de

cerdas por neuropódio abdominal diminui ao longo dos setígeros mais posteriores.

113

Resultados

Notopódio abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero, 14-27 (20)

uncini no setígero 9, 19-44 (36) uncini no setígero 20 e 12-38 (29) uncini no setígero

50; como no tórax, maioria dos uncini apresenta duas camadas de dentículos

secundários sobre o dente principal, mantendo as mesmas proporções encontradas para

os uncini torácicos. Pigídio bilobado.

Considerações: Os espécimes analisados foram identificados como uma nova

espécie pois apresentam várias diferenças de natureza morfológica, morfométrica e

histológica. Essa nova espécie é mais semelhante a Branchiomma patriota, encontrada

na costa sudeste do Brasil, do que com as demais espécies do gênero, mas diferencia-se

morfologicamente dela por possuir macroestilódios achatados duas vezes mais longos

do que os estilódios digitiformes e por apresentar olhos compostos apenas no terço

intermediário dos radíolos.

Distribuição: Região do Arquipélago Marinho dos Abrolhos, no Estado da Bahia

e em Guarapari, no Estado do Espírito Santo, Brasil.

114

Resultados

A B

C D

Figura 39: Branchiomma sp. nov. 1: A) Foto de um espécime após fixação; B) Detalhe

da coroa radiolar, mostrando a coloração em faixas de duas cores alternadas:

rosa clara e branca; C) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura do

radíolo mostrando o estilódio digitiforme (seta); D) Micrografia de microscopia

eletrônica de varredura do radíolo mostrando o macroestilódio achatado (seta).

115

Resultados

A B

C D

Figura 40: Branchiomma sp. nov. 1: A) Micrografia de microscopia eletrônica de

varredura do radíolo, mostrando os estilódios (seta branca) intercalados aos

olhos compostos (seta amarela); B) Foto do colar mostrando as margens laterais

e o par de lamelas ventrais (seta); C) Micrografia de microscopia eletrônica de

varredura mostrando a face dorsal do colar com a goteira fecal profunda apenas

no setígero 1 (seta) e depois sendo imperceptível; D) Micrografia de microscopia

eletrônica de varredura do notopódio do setígero 1 mostrando as cerdas

alongadas com limbo estreito (seta branca) e as cerdas em forma de espinho

(seta amarela).

116

Resultados

A B

C D


varredura do notopódio mostrando as duas fileiras de cerdas, cerdas alongadas

com limbo estreito (seta branca) e cerdas em forma de espinho (seta amarela); B)

Micrografia de microscopia óptica dos uncini torácicos mostrando sua forma

avicular; C) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura do neuropódio

torácico composto por uma fileira única de uncini; D) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura do uncinus, mostrando as duas camadas de

dentículos secundários sobre o dente principal (seta).

117

Resultados

A B


varredura do uncinus, mostrando as três camadas de dentículos secundários

sobre o dente principal; B) Micrografia de microscopia óptica do neuropódio

abdominal, mostrando as duas fileiras de cerdas, uma fileira superior de

neurocerdas alongadas, com limbo estreito (seta amarela) e uma fileira inferior

de neurocerdas em forma de espinho (seta branca).

118

Resultados

4.5. Branchiomma sp. nov. 2

Compreende 10 espécimes completos provenientes da Praia do Araçá, São

Sebastião, SP, Brasil, holótipo IBUFRJ-0564 e nove parátipos IBUFRJ-0565 a 0573.

Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,5 e 2,9 (1,9) cm de comprimento com

coroa radiolar medindo entre 0,8 e 0,9 (0,8) cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros

em todos os espécimes e abdômen apresentando entre 59 e 70 (60) setígeros, todos os

segmentos apresentando olhos interramais. Após a fixação, o corpo adquire uma

coloração castanha clara salpicada por manchas pretas distribuídas aleatoriamente ao

longo do corpo (Figura 43 A). Coroa radiolar com 18 a 27 (22) pares de radíolos

dispostos em dois semicírculos e unidos basalmente por uma membrana palmar curta

que se estende por 0,5 a 1,1 mm, independente do tamanho dos espécimes; membrana

palmar apresentando uma pequena projeção digitiforme entre cada par de radíolos

adjacentes. Radíolos, depois de fixados, apresentam vestígios de pigmentação rosa na

base dos radíolos; radíolos creme (Figura 43 B). Radíolos com extremidades filiformes

e presença de estilódios e macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de

2 a 2,5 vezes mais longos do que os estilódios (Figura 43 C); 7-11 (10) radíolos mais

ventrais sem estilódios ou macroestilódios. Estilódios e macroestilódios sempre em

pares [11-16 (13) no radíolo mais dorsal, 12-19 (15) no quinto radíolo mais dorsal e 11-

18 (16) no radíolo mediano] e intercalados com pares de olhos compostos [4-14 (7) no

radíolo mais dorsal, 7-16 (7) no quinto radíolo mais dorsal e 9-16 (10) no radíolo

mediano] (Figura 43 D); olhos distribuídos por toda a extensão do radíolo e ausentes

nos 3-7 radíolos mais ventrais. Lábios dorsais falciformes com apêndices radiolares

(Figura 44 A), unidos por uma membrana ao radíolo mais dorsal. Colar com margens

bem separadas dorsalmente (Figura 44 B); margens laterais do colar recobrindo a junção

119

Resultados

entre o corpo e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais com extremidades

arredondadas. Goteira fecal profunda do setígero 1 ao setígero 2-3, depois sendo

reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento (Figura 44 B). Cerdas do setígero 1

alongadas com limbo estreito (Figuta 44 C). Demais setígeros do tórax com notopódios

progressivamente mais laterais até o setígero 8, compostos por duas fileiras de

notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com limbo estreito e uma

fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas apresentando

aproximadamente 1/3 - 2/3 do comprimento das notocerdas alongadas com limbo

estreito (Figura 44 D). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras únicas

(Figura 45 A) nas laterais dos setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao

centro; uncini aviculares organizados em fileiras e progressivamente em menor número

em direção ao abdômen: 64-87 (74) uncini no setígero 2, 60-77 (60) uncini no setígero 4

e 30-65 (40) uncini no setígero 8; a maioria dos uncini apresentando duas camadas de

dentículos secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/3 da

extensão do dente principal e a fileira superior de dentículos recobre aproximadamente

1/2 dos dentículos da fileira inferior (Figura 45 B). Também se encontram facilmente

uncini com 3 fileiras de dentículos secundários (Figura 45 B). No abdômen, a goteira

fecal forma um sulco profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio abdominal

composto também por duas fileiras de cerdas, como encontrado no notopódio torácico,

uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior

de neurocerdas em forma de espinho, também apresentando aproximadamente 1/3 - 2/3

do comprimento das neurocerdas modificadas, alongadas com limbo estreito; o número

de cerdas por neuropódio abdominal diminui ao longo dos setígeros mais posteriores.

Notopódio abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero, 20-42 (25)

uncini no setígero 9, 18-44 (24) uncini no setígero 20 e 14-38 (30) uncini no setígero

120

Resultados

50; como no tórax, maioria dos uncini apresentando duas camada de dentículos

secundários sobre o dente principal, mantendo a mesma proporção entre os dentículos

secundários encontrada no tórax. Pigídio bilobado.

Considerações: Os espécimes analisados foram identificados como uma nova

espécie, pois apresentam várias diferenças de natureza morfológica e morfométrica.

Esta nova espécie é mais semelhante a Branchiomma patriota e Branchiomma sp. nov.

1, ambas encontradas na costa sudeste do Brasil. Entretanto, apresenta diferenças com

relação à forma dos estilódios, que são achatados na nova espécie e digitiformes em B.

patriota e em Branchiomma sp. nov. 1. Difere também com relação às cerdas do

setígero 1 que, nessa nova espécie, são alongadas com limbo estreito e em B. patriota e

em Branchiomma sp. nov. 1 são de dois tipos, alongadas com limbo estreito e em forma

de espinho.

Distribuição: Praia do Araçá, São Sebastião, Estado de São Paulo, Brasil.

121

Resultados

A B

C D

Figura 43: Branchiomma sp. nov. 2: A) Foto de um espécime após fixação; B) Detalhe

da coroa radiolar de um espécime após fixação; C) Micrografia de microscopia

eletrônica de varredura de um radíolo, mostrando os estilódios e macroestilódios

achatados; D) Micrografia de microscopia óptica mostrando os estilódios, os

macroestilódios e os olhos compostos (seta).

122

Resultados

A B

C D

Figura 44: Branchiomma sp. nov. 2: A) Foto do lábio dorsal falciforme com a face

ventral sulcada; B) Foto de um espécime após fixação mostrando o colar com

margens bem separadas dorsalmente e a goteira fecal profunda do setígero 1 ao

setígero 3 (seta), depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no

tegumento; C) Micrografia de microscopia óptica do notopódio do setígero 1

mostrando as cerdas alongadas com limbo estreito; D) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura mostrando o notopódio torácico com duas

fileiras de cerdas: uma fileira superior de cerdas alongadas com limbo estreito

(seta branca) e uma fileira inferior de cerdas em forma de espinho (seta amarela).

123

Resultados

A B

Figura 45: Branchiomma sp. nov. 2: A) Micrografia de microscopia óptica do

neuropódio torácico, mostrando a fileira de uncini; B) Micrografia de

microscopia eletrônica de varredura do neuropódio, mostrando os uncini com

duas e três fileiras de dentículos secundários sobre o dente principal (setas).

124

V. Discussão

Discussão

1. Morfologia

1.1. Morfologia externa

Um dos maiores problemas da taxonomia tradicional é definir quais caracteres

são úteis na delimitação de espécies e quais são produtos de variações fenotípicas. No

caso de organismos marinhos, não é raro encontrarmos essa plasticidade fenotípica

(Gaino et al., 1995; Johnson & Black, 1999; Klautau et al., 1999; Laudien et al., 2003).

Laudien et al. (2003), por exemplo, encontraram grande variação morfológica aliada à

baixa variação gênica em populações de moluscos bivalves da espécie Donax serra de

praias arenosas do sul da África. Os autores atribuíram esse fato à plasticidade

fenotípica provocada por fatores ambientais. O uso, portanto, de caracteres plásticos

para diagnósticos específicos requer uma cuidadosa interpretação e a observação de um

considerável número de espécimes adultos e de tamanho semelhante (Lu & Fauchald,

1998). Todavia, a análise de um grande número de espécimes nem sempre é possível, o

que torna muito importante a determinação de caracteres que não sejam afetados pelo

ambiente.

Para o gênero Branchiomma, Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006)

apontaram alguns caracteres morfológicos externos como os mais importantes para a

taxonomia, como, por exemplo, o tamanho e a forma dos estilódios e o número de

fileiras de dentículos secundários sobre o dente principal dos uncini torácicos. Essas

autoras sugeriram diversos tipos de estilódios, tais como: digitiformes, em forma de

faixa, de língua, de folha ou de remo. Nenhuma dessas categorias de forma, entretanto,

foi utilizada neste estudo, pois parecem tratar-se de estados extremamente subjetivos de

um contínuo de forma de um caráter plástico, já que em um mesmo radíolo pôde-se

125

Discussão

observar variações na forma dos estilódios e dos macroestilódios achatados, quando

presentes. Por isso, a divisão adotada para a forma dos estilódios neste estudo foi apenas

a de estilódios digitiformes ou achatados, divisão válida também para os

macroestilódios.

Outro caráter também apontado por Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006)

como extremamente importante para a diagnose das espécies foi o número de fileiras de

dentículos secundários sobre o dente principal dos uncini torácicos. Entretanto,

observou-se que o número de fileiras de dentículos varia entre os uncini de um mesmo

setígero. Desta forma é mais apropriado considerar o número de fileiras de dentículos

secundários sobre o dente principal na maior parte dos uncini. Analisar de três a quatro

setígeros parece ser suficiente para determinar esse caráter.

Além da confirmação da validade dos caracteres citados acima como úteis na

taxonomia do grupo, alguns novos caracteres foram utilizados na diagnose dos

morfotipos no presente estudo. Tais caracteres são o padrão de colorido dos radíolos e a

disposição da goteira fecal no tórax. Muitas vezes, a observação do padrão de colorido

dos radíolos pode ser impossibilitada pelo tempo de preservação dos espécimes, já que

as cores tendem a desaparecer ao longo do tempo. Entretanto, quando há preservação

das cores, estas tornam-se um importante caráter diagnóstico. A disposição da goteira

fecal no tórax é um caráter que não depende do tempo de preservação do espécime e

pode variar em um contínuo, podendo ser imperceptível, apenas uma faixa mais clara no

tegumento ou até um sulco visível, que varia em sua extensão.

As cerdas, tanto no tórax como no abdômen, não apresentaram grandes

variações de forma, porém, apresentaram diferenças com relação ao tamanho das

fileiras de cerdas. O conhecimento dos processos envolvidos na variação das cerdas em

anelídeos poliquetas ainda é bastante restrito, todavia, um dos fundamentos da

126

Discussão

sistemática do grupo é a suposta uniformidade intraespecífica das cerdas (Gaffney,

1973).

1.2. Morfologia interna

Até poucos anos atrás, a morfologia externa era praticamente a única ferramenta

utilizada para a taxonomia de poliquetas. Apenas recentemente, a morfologia interna

passou a ser considerada uma importante ferramenta taxonômica (Tovar-Hernández &

Sosa-Rodríguez, 2006).

Além da importância taxonômica, os estudos de morfologia interna permitem

avaliar várias características da biologia dos poliquetas, como por exemplo, a

metamorfose pela qual o juvenil passa para se tornar um indivíduo adulto (Smith &

Chia, 1985) e os aspectos reprodutivos (Licciano et al., 2002). Apesar da importância

desses estudos, a maior parte dos trabalhos de histologia ou ultraestrutura em sabelídeos

consiste ainda de trabalhos exploratórios (e. g. Nicol, 1930; Dragesco-Kernéis, 1980;

Koechlin, 1986; Mastrodonato et al., 2005). Recentemente, a histologia começou a ser

utilizada como uma ferramenta com propósitos taxonômicos em sabelídeos. Tovar-

Hernández & Sosa-Rodríguez (2006) aliaram as análises de morfologia externa às

análises histológicas dos apêndices da coroa radiolar, dos palpos e da faixa glandular

para a redescrição de Chone infundibuliformis.

Os resultados obtidos nesta dissertação demonstram que, além de uma

ferramenta exploratória, as análises histológicas consistem em uma poderosa ferramenta

para a taxonomia de Branchiomma. A partir dessas análises, dois novos caracteres

foram levantados para identificar os morfotipos e, provavelmente, podem ser utilizados

também na taxonomia de Branchiomma como um todo. Um dos caracteres levantados

127

Discussão

está relacionado aos tipos de inclusão presentes nas células epiteliais do radíolo. Esse

caráter foi diagnóstico na separação de alguns dos morfotipos estudados. Em um mesmo

radíolo é possível observar faixas sem nenhum tipo de inclusão e faixas com inclusões

de natureza distinta. A combinação destas faixas forma um padrão diagnóstico

característico para alguns dos morfotipos analisados.

Além deste, um outro caráter passível de utilização em taxonomia é a forma das

células epiteliais nas pínulas, caráter que se apresenta em dois estados distintos: epitélio

composto por células pavimentosas ou epitélio composto por células cúbicas. A partir

da forma dessas células foi possível diferenciar B. nigromaculatum das demais espécies

estudadas.

2. Morfometria


Ao se trabalhar com medidas de forma de organismos que apresentam corpo

mole, é necessário que se saiba previamente como a forma do animal reage a cada tipo

de anestésico e/ou fixador (Howe, 2002). Os resultados aqui obtidos geraram

informações sobre quais anestésicos e fixadores afetaram a forma em Branchiomma e

como os caracteres foram afetados pelos tratamentos utilizados, indicando, assim, o tipo

de deformação ocorrido nas variáveis morfométricas para cada tratamento utilizado.

Dependendo da espécie e dos objetivos do estudo, a anestesia prévia não só é

uma etapa recomendada como também necessária. Por exemplo, quando o objeto de

estudo é uma espécie com probóscide eversível como as espécies de nereidídeos ou

glicerídeos, o procedimento de anestesia prévia dos espécimes facilita a reversão da

128

Discussão

probóscide, que é extremamente importante para alguns trabalhos de taxonomia. Nesses

casos, uma solução isotônica de cloreto de magnésio parece ser o anestésico mais

eficiente (Fauchald, 1977; Amaral & Nonato, 1987; Rouse & Pleijel, 2001). Entretanto,

alguns problemas podem surgir quando se está trabalhando com caracteres de forma,

especialmente quando a variação encontrada entre espécimes ou entre espécies é

definida baseada em espécimes que foram submetidos a mais de um tipo de

procedimento para anestesia ou fixação, o que pode levar a resultados equivocados. Este

grave problema já havia sido observado por alguns pesquisadores, como Howe (2002),

por exemplo.

Procedimentos de anestesia prévia por solução de cloreto de magnésio (MC) ou

por cristais de mentol (ME) são indicados para poliquetas, hidrozoários, briozoários e

moluscos aquáticos (Lincoln & Sheals, 1979; Rouse & Pleijel, 2001). Para

Branchiomma, os procedimentos de MC e ME produziram espécimes mais alongados,

mais estreitos e mais achatados. Também apresentaram pigídios mais largos do que

quando comparados aos espécimes vivos. Por outro lado, os espécimes submetidos à

anestesia por refrigeração (RE) apresentaram corpos mais curtos, mais largos e mais

espessos e também apresentaram pigídios mais largos, como observado nos espécimes

submetidos a MC e ME. Algumas modificações na forma dos organismos causadas por

métodos de refrigeração já haviam sido descritas para larvas de peixes (Fowler & Smith,

1983). Com relação à coroa radiolar, apenas os espécimes submetidos à anestesia por

cristais de mentol (ME) foram afetados, apresentando radíolos mais esticados. Além

disso, ocorreu a perda do tegumento em espécimes submetidos aos procedimentos de

ME e RE; juntamente com o tegumento, também foram perdidas cerdas e uncini,

caracteres fundamentais para a taxonomia do grupo (Fitzhugh, 1989). A maioria dos

espécimes submetidos ao procedimento de MC também perdeu seus uncini abdominais.

129

Discussão

A água doce (FW) é amplamente utilizada como anestésico para equinodermas,

principalmente holotúrias (Lincoln & Sheals, 1979), entretanto, não existe nenhum

registro desse tipo de anestesia para poliquetas. Os resultados obtidos para

Branchiomma foram bastante interessantes, já que os espécimes submetidos a esse tipo

de anestesia não apresentaram diferenças significativas nos caracteres mensurados, ou

seja, esses espécimes preservaram sua forma. Sendo assim, o procedimento de anestesia

por água doce (FW) pode ser utilizado com sucesso para sabelídeos quando o objetivo

do estudo é apenas a forma do corpo. Porém, o tegumento dos espécimes foi perdido

durante esse tratamento, incluindo cerdas e uncini, e a conexão entre a coroa radiolar e o

tórax se tornou extremamente frágil, destacando-se com facilidade.

O tegumento dos poliquetas é formado por uma simples e delicada estrutura,

composta por uma camada simples ou pseudo-estratificada de células que se apoiam em

uma matriz extracelular (Richards, 1978; Hausen, 2005). Os poliquetas também podem

possuir uma cutícula sobre a epiderme, que promove enrijecimento e resistência ao

corpo do animal, no entanto, alguns poliquetas de hábito tubícola podem ter perdido

secundariamente a cutícula (Gardiner, 1992). A ausência de uma espessa cutícula em

Branchiomma, como observado nas análises histológicas, pode explicar a perda do

tegumento quando os espécimes foram submetidos aos procedimentos de anestesia por

cristais de mentol (ME) e por refrigeração (RE). Além disso, a perda das cerdas e dos

uncini impossibilita futuros trabalhos taxonômicos baseados nesses espécimes, já que

estes caracteres são essenciais para uma identificação específica em sabelídeos

(Fitzhugh, 1989).

O procedimento de fixação de organismos em formaldeído 4% (FO) é

amplamente utilizado, não só para poliquetas mas também para muitos outros grupos de

invertebrados, tais como cnidários, sipúnculas, crustáceos e quetognatos (Lincoln &

130

Discussão

Sheals, 1979; Gershwin, 2002). Para os espécimes de Branchiomma submetidos a esse

procedimento, o padrão de colorido do corpo e da coroa radiolar foi mantido, porém

resultou em espécimes mais curtos, mais largos e mais espessos do que quando

comparados aos espécimes vivos. A coroa radiolar também ficou mais longa devido ao

esticamento dos radíolos. Artefatos similares causados na forma por métodos de

fixação em formaldeído 4% (FO) já foram referidos anteriormente para peixes (e.g.

Dabrowski & Bardega, 1982; Takizawa et al., 1994; Sagnes, 1997). Além de provocar

deformações na forma dos organismos, existem outras desvantagens em usar

formaldeído como um fixador (Hopwood, 1996). O fato de se tratar de uma substância

altamente tóxica, carcinogênica e volátil requer a adoção de vários procedimentos de

segurança (Sims, 1991; Roskams & Rodgers, 2002; Coggon et al., 2003).

Métodos de fixação por etanol (AE e ET) são recomendados não só como

fixadores mas também como preservantes para a maioria dos grupos de invertebrados

(Lincoln & Sheals, 1979). Em praticamente todas as variáveis analisadas, os

procedimentos de fixação por etanol 100% (AE) e por etanol 70% (ET) mantiveram

estáveis as variáveis estudadas, com exceção da coroa radiolar, que apresentou valores

maiores nos espécimes submetidos ao procedimento AE. Semelhante ao ocorrido nos

espécimes submetidos ao procedimento de fixação por formaldeído 4% (FO), este

aparente aumento do tamanho dos radíolos ocorre devido ao esticamento dos mesmos.

O mesmo efeito de esticamento dos radíolos não foi observado nos espécimes

submetidos à fixação direta por etanol 70% (ET), provavelmente devido à concentração

mais baixa do fixador. Além de preservar a forma dos espécimes e não ser uma

substância tóxica, o uso de etanol como fixador também permite que os espécimes

possam ser utilizados tanto para estudos morfológicos como moleculares. Atualmente, a

biologia molecular é considerada como uma eficiente ferramenta para resolver questões

131

Discussão

relacionadas à sistemática e o etanol é considerado um eficiente fixador para tal

finalidade (Smith et al., 1987; Dessauer et al., 1996).

Os resultados morfométricos obtidos para Branchiomma corroboram a idéia

inicial de que animais de corpo mole são afetados por diferentes métodos de anestesia e

fixação. Resultados morfométricos obtidos através de comparações entre populações ou

espécies devem ser utilizados com cautela a fim de prevenir conclusões equivocadas.

Por exemplo, um pesquisador desatento pode concluir que as populações estudadas por

ele apresentam uma variação geográfica que, na realidade, podem ser diferenças

causadas por deformações resultantes de diferentes metodologias de anestesia e fixação.

Para Branchiomma, as melhores metodologias a serem utilizadas com o

objetivo de preservar a forma dos espécimes são a anestesia prévia por água doce (FW)

e os procedimentos de fixação direta por etanol (AE e ET). Entretanto, a escolha do

procedimento a ser utilizado deve levar em conta os objetivos de cada estudo (Kruse &

Dalley, 1990). Com relação aos caracteres, o comprimento do setígero 1 e do pigídio

parecem ser os melhores caracteres morfométricos para a discriminação das populações,

já que não apresentaram nenhum tipo de deformação quando submetidos a diferentes

procedimentos de anestesia e fixação. Mesmo que o comprimento da coroa radiolar

tenha apresentado variações ao longo das diferentes metodologias, este caráter pode ser

bastante útil para estudos taxonômicos. Os radíolos que compõem a coroa radiolar são

geralmente compostos por células epiteliais e por células cartilaginosas esqueléticas

(Perkins, 1984). As deformações da forma do corpo são causadas principalmente por

ação muscular e a redução da musculatura nos radíolos faz com que a coroa radiolar

seja uma interessante fonte de variáveis morfométricas, já que a variação encontrada

não foi produto de uma deformação irreversível, mas apenas de um esticamento dos

radíolos, que pode ser reproduzido igualmente em todos os espécimes. Desta forma, a

132

Discussão

variação dos valores relativos à coroa radiolar observada neste estudo pode ser

facilmente corrigida caso os radíolos sejam sempre esticados no momento da tomada

das medidas.

As espécies da família Sabellidae e até da ordem Sabellida possuem uma

morfologia e hábitos de vida semelhantes (Orrhage, 1980; Smith, 1991; Rouse &

Pleijel, 2001), por exemplo, todas as espécies são sedentárias e vivem em tubos

construídos por elas próprias. Sendo assim, é provável que essas conclusões acerca dos

melhores métodos de anestesia e fixação e também dos caracteres mais estáveis para

análises morfométricas possam ser aplicadas não só para as espécies de Branchiomma,

como também para as demais espécies da família e inclusive para outras famílias

pertencentes à ordem Sabellida.

2.2. Discriminação entre os morfotipos

A taxonomia dos sabelídeos e dos poliquetas em geral é baseada principalmente

em caracteres merísticos, medidas relativas e expressões qualitativas da forma do corpo

(Rouse & Pleijel, 2001). Muitas vezes, a forma depende da interpretação do

pesquisador, apesar de poder ser formalmente descrita através de funções matemáticas

(Stevens, 1991). Tais funções, obtidas por análises quantitativas de caracteres

morfométricos e merísticos, permitiram discriminar as populações de Branchiomma

estudadas.

Fatores genéticos, ambientais e casuais podem influenciar no desenvolvimento

de um organismo (Scheiner, 1993). Sendo assim, é esperado, para espécies de

organismos sésseis, que os espécimes provenientes de uma mesma localidade sejam

mais parecidos entre si do que com espécimes de outras localidades. Além de serem

133

Discussão

mais semelhantes geneticamente, já que possuem um maior grau de parentesco devido

ao endocruzamento, também estão sujeitos às mesmas condições ambientais, fazendo

com que os caracteres plásticos recebam os mesmos estímulos. Desta forma, pode-se

explicar as semelhanças morfométricas observadas entre as populações de PAN e ITA e

entre URA e SAN.

Como os resultados obtidos das análises dos caracteres morfométricos e

merísticos corroboram a divisão prévia em morfotipos, os caracteres significativos serão

discutidos apenas em relação à separação entre morfotipos, pois esses são os caracteres

que efetivamente poderão ser utilizados nas diagnoses das espécies de Branchiomma.

Dos caracteres morfométricos analisados, 12 foram significativos para a

discriminação entre os cinco morfotipos, gerando, então, novos caracteres para serem

utilizados na taxonomia do grupo. Esses caracteres podem ser divididos em quatro

grupos: um grupo formado por medidas de comprimento dos radíolos, significativo para

os radíolos mais ventrais; um grupo formado por medidas de comprimento das pínulas,

de todos os radíolos; um grupo formado pelas medidas de comprimento dos estilódios,

apenas dos estilódios mais apicais do quinto radíolo mais dorsal e dos estilódios

medianos do radíolo mediano; e um grupo formado pela medida do comprimento do

setígero 1.

Dos caracteres merísticos analisados, 11 foram significativos para a separação

entre os morfotipos. Entretanto, não foram tão eficientes para a discriminação entre os

morfotipos quanto os caracteres merísticos. Ainda assim, são caracteres extremamente

úteis para serem utilizados na taxonomia do grupo. Desses caracteres, o número de

radíolos já era anteriormente utilizado como caráter diagnóstico (Knight-Jones, 1983,

1994; Tovar-Hernández & Knight-Jones, 2006) e foi confirmado pelo presente estudo.

Os demais 10 caracteres são novos para a sistemática do grupo, sendo eles: o número

134

Discussão

de estilódios presentes no primeiro e no quinto radíolo mais dorsal, o número de

radíolos com estilódios, o número de olhos presentes nos radíolos (primeiro e quinto

radíolos mais dorsais e radíolo mediano), o número de radíolos com olhos e o número

de uncini nos setígeros abdominais (setígeros 9, 20 e 50).

Esses caracteres são interessantes, pois além de serem novos caracteres

diagnósticos, também são provenientes de diferentes partes do animal. Por exemplo, o

comprimento das pínulas e dos estilódios está relacionado à coroa radiolar, enquanto o

número de uncini dos setígeros abdominais está relacionado à parte posterior do animal.

Isso é particularmente importante para o estudo em poliquetas já que, muitas vezes, é

difícil obter espécimes completos para análise morfológica (Giangrande, 1989). Dessa

forma, mesmo que uma parte do animal seja perdida, ainda seria possível fazer uma

diagnose precisa.

As análises morfométricas se mostraram eficientes tanto para a definição dos

morfotipos quanto para a escolha de novos caracteres para a taxonomia do gênero

Branchiomma, sendo uma ferramenta bastante útil para ser utilizada em futuros estudos

taxonômicos de sabelídeos e provavelmente outros poliquetas.

3. Sistemática molecular

A grande divergência encontrada entre as populações do Panamá (PAN) e do

Rio de Janeiro, costa sudeste do Brasil (URA) (15,6% de distância p), não pode ser

atribuída apenas à distância geográfica entre populações de uma única espécie.

Divergências moleculares de COI dessa magnitude são comuns em espécies diferentes

de um mesmo gênero em anelídeos poliquetas (Jolly et al., 2005), justificando a

135

Discussão

separação de ambas as populações em duas espécies distintas, já que tal divergência

seria incompatível com populações de uma mesma espécie.

Essa grande divergência molecular se reflete nos resultados obtidos nas análises

morfológica e morfométrica que apontaram essas duas populações como os morfotipos

mais distintos entre os estudados. Desta forma, a sistemática molecular corroborou os

padrões observados, mostrando-se útil na delimitação de espécies (Avise, 2004). Além

disso, permitiu evidenciar que a divergência morfológica dos caracteres observados não

era fruto de plasticidade fenotípica e que, portanto, B. nigromaculatum não é a única

espécie encontrada na costa brasileira.

4. O complexo de espécies

A partir dos resultados obtidos pôde-se comprovar que, para a costa brasileira,

existem, pelo menos, cinco espécies de Branchiomma, ou seja, Branchiomma

nigromaculatum forma um complexo de espécies na costa brasileira, assim como Tovar-

Hernández & Knight-Jones (2006) haviam observado para a região do Caribe. Esse

complexo de espécies foi dividido em cinco espécies: B. nigromaculatum, que é

encontrada tanto no Panamá (Caribe) como em Salvador, costa nordeste do Brasil; B.

luctuosum, que foi encontrada nos municípios de Arraial do Cabo, Mangaratiba e Rio de

Janeiro, no Estado do Rio de Janeiro e também no município de Santos, no Estado de

São Paulo, ambos Estados na costa sudeste do Brasil; B. patriota, que foi encontrada

apenas na região de Ubatuba, Estado de São Paulo, e duas espécies novas para a ciência,

Branchiomma sp. nov. 1 e Branchiomma sp. nov. 2, a primeira ocorrendo no

Arquipélago de Abrolhos, no Estado da Bahia e em Guarapari, Estado do Espírito

Santo, e a segunda ocorrendo apenas em São Sebastião, Estado de São Paulo. Sendo

136

Discussão

assim, é possível que B. nigromaculatum também constitua um complexo de espécies

em várias outras localidades onde tal espécie já foi referida, como o Pacífico e o Índico,

por exemplo.

A semelhança morfológica e morfométrica encontrada entre as populações do

Panamá e de Salvador, no Estado da Bahia, costa nordeste do Brasil (ITA), confirma a

presença de B. nigromaculatum na costa brasileira, corroborando a hipótese

biogeográfica de que exista uma única província zoogeográfica no Atlântico oeste, a

Província Caribenha (Ekman, 1953; Briggs, 1974). Outros estudos corroboram tal

resultado a partir de dados moleculares, como por exemplo Lazoski et al. (2001) em um

estudo com uma espécie de esponja. Entretanto, alguns estudos não confirmam essa

província, como por exemplo, estudos com peixes recifais (Gilbert, 1972), lagostas

(Sarver et al., 1998) e ouriços (Lessios et al., 2003).

Essa descontinuidade observada em alguns trabalhos tem sido explicada pela

presença do Rio Amazonas, que estaria agindo como uma barreira biogeográfica

(Lessios et al., 2003; Rocha, 2003). Esse corpo de água descarrega uma grande

quantidade de sedimento e de água doce. A influência da água doce pode ser notada por

até 30 metros de profundidade por mais de 500 Km no Oceano Atlântico (Lentz, 1995),

com a água salgada sendo mantida abaixo dela (Curtin & Legeckis, 1986).

A presença do Rio Amazonas parece, no entanto, não constituir uma barreira

biogeográfica para essa espécie, corroborando a hipótese da existência de uma província

Caribenha no Atlântico ocidental. Não obstante, estudos genéticos entre as populações

do Caribe e do Brasil seriam extremamente interessantes para se poder quantificar o

fluxo gênico e o número de migrantes entre tais populações e se chegar a conclusões

mais definitivas.

137

Discussão

Outra espécie que apresenta uma ampla distribuição é B. luctuosum. Esta espécie

foi primeiramente referida para o Mar Vermelho por Grube (1870) e posteriormente

referida para o Mar Mediterrâneo (Knight-Jones et al., 1991; Licciano et al., 2002).

Apesar de possuir um período larval de apenas três dias (Licciano et al., 2002), essa

espécie é conhecida por sua habilidade de invadir novas áreas e competir com espécies

nativas. Muito provavelmente, os espécimes são transportados por navios. Essa espécie

coloniza ambientes instáveis onde o tamanho populacional varia drasticamente ao longo

do tempo e o curto período larval permite que se forme uma nova população

rapidamente (Licciano et al., 2002). Dessa forma, essa espécie é considerada uma

colonizadora primária que pode atingir altas densidades.

A hipótese mais provável para a observação de B. luctuosum na costa brasileira é

de que esta seja uma espécie invasora, que está atualmente colonizando áreas onde antes

não era encontrada como, por exemplo, Angra dos Reis, no Estado do Rio de Janeiro

(1Junqueira, comunicação pessoal) e áreas portuárias na Argentina (2Diez, comunicação

pessoal). É importante ressaltar que tanto as áreas em que essa espécie foi encontrada

neste estudo, como as outras áreas citadas acima, estão localizadas em regiões de

intensa atividade portuária (costa sudeste do Brasil), o que sugere que essa espécie

possa estar sendo transportada em cascos de embarcações de grande porte (navios), já

que são espécies sésseis, componentes de bioincrustação.

A grande divergência molecular observada entre os morfotipos do Panamá e do

Rio de Janeiro é então corroborada por se tratarem de duas espécies distintas, no caso,

B. nigromaculatum e B. luctuosum.

1 Andréa Junqueira – Depto de Biologia Marinha – Instituto de Biologia – UFRJ 2 María Emilia Diez – Universidad Nacional de la Patagonia San Juan Bosco – Puerto Madryn -

Argentina

138

Discussão

A grande diversidade de morfotipos encontrada na costa brasileira reflete a

grande variedade ambiental da mesma, tanto quanto à geomorfologia de fundo, como

quanto às condições hidrodinâmicas, predominando massas de água mais quentes na

costa leste e nordeste, influenciadas pela Corrente do Brasil (Evans et al., 1985) e uma

oscilação e mistura de massas de água quentes e frias na costa sul (Castro-Filho et al.,

1987; Lana et al., 1996). Essa variabilidade da costa sul, devido à interação entre três

massas de água: Água Central do Atlântico Sul, Água Costeira e Água Tropical (Castro-

Filho et al., 1987) pode levar à maior complexidade ambiental dessa região, onde foram

encontradas três das cinco espécies referidas neste estudo.

139

VI. Conclusões

Conclusões

1. A espécie Branchiomma nigromaculatum, que era referida como a única espécie de

Branchiomma da costa brasileira, representa, na realidade um complexo de espécies,

sendo a hipótese nula deste trabalho refutada. Existem, pelo menos, cinco espécies

desse complexo na costa brasileira: B. nigromaculatum, que é encontrada tanto no

Panamá (Caribe) como em Salvador, no Estado da Bahia; B. luctuosum, que é

encontrada nos municípios de Arraial do Cabo, Mangaratiba e Rio de Janeiro, no

Estado do Rio de Janeiro e também no município de Santos, no Estado de São

Paulo; B. patriota, que foi encontrada apenas na região de Ubatuba, Estado de São

Paulo; e duas espécies novas para a ciência, Branchiomma sp. nov. 1 e

Branchiomma sp. nov. 2, a primeira ocorrendo no Arquipélago de Abrolhos, no

Estado da Bahia e em Guarapari, no Estado do Espírito Santo, e a segunda

ocorrendo apenas em São Sebastião, Estado de São Paulo.

2. Foi levantado um total de 26 novos caracteres para serem utilizados na taxonomia

do grupo: dois caracteres de morfologia externa, dois de morfologia interna e 22

caracteres de forma, sendo 12 morfométricos e 10 merísticos.

3. Para Branchiomma, as melhores metodologias a serem utilizadas com o objetivo de

preservar a forma dos espécimes são a anestesia prévia por água doce (FW) e os

procedimentos de fixação direta por etanol (AE e ET). Entretanto, a água doce

impossibilita futuros estudos taxonômicos dos espécimes. Os caracteres que não

sofrem deformação quando submetidos a diferentes procedimentos de anestesia e

fixação são o comprimento do setígero 1 e do pigídio.

140

Conclusões

4. As populações do Panamá (PAN) e do Rio de Janeiro, Estado do Rio de Janeiro

(URA) apresentam uma divergência molecular encontrada em diferentes espécies e

não em populações de uma mesma espécie. Sendo a espécie de PAN B.

nigromaculatum, enquanto a espécie de URA é B. luctuosum.

5. Duas novas espécies de Branchiomma foram encontradas e descritas: Branchiomma

sp. nov. 1 e Branchiomma sp. nov. 2, a primeira ocorrendo no Arquipélago de

Abrolhos, no Estado da Bahia, e em Guarapari, Estado do Espírito Santo, e a

segunda ocorrendo apenas em São Sebastião, Estado de São Paulo.

141

VII. Referências bibliográficas

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VIII. Glossário

Glossário

Cerda alongada, com limbo estreito (“elongated, narrowly hooded setae”) – Cerda

semelhante à cerda com limbo estreito, porém com uma haste mais longa e

limbo ligeiramente mais estreito.

Cerda com limbo estreito (“narrowly hooded setae”) – Cerda com limbo estreito

começando na parte basal que se estende até o ápice da cerda, sendo mais largo

na região basal e afilando gradualmente em direção ao ápice. Haste ligeiramente

recurvada.

Cerda em forma de espinho (“spinelike setae”) – Semelhante à cerda alongada, com

limbo estreito, entretanto, apresentando limbo mais estreito, como uma faca.

Cerda modificada, alongada com limbo estreito (“modified, elongated, narrowly

hooded setae”) – Cerda bastante afilada, com limbo muito alongado e estreito,

que se origina a partir do ponto em que a mesma emerge do tegumento,

ligeiramente mais largo na região basal e afilando gradualmente em direção ao

ápice.

Estilódios – Projeções que se originam na face externa dos radíolos.

Goteira fecal – Um sulco no tegumento composto por epitélio ciliado que liga o ânus

ao peristômio; possui uma posição dorsal no tórax e uma posição ventral no

abdôme. Está relacionada à remoção das fezes do tubo.

Membrana palmar – Extensão lateral de radíolos adjacentes que os une na base da

coroa radiolar, por extensão variável. A membrana é recoberta por um epitélio

colunar, com uma camada interna de tecido de sustentação do esqueleto radiolar.

Pínulas – Projeções ciliadas que se originam do eixo central do radíolo.

Radíolos – Projeções filiformes do prostômio, sulcadas longitudinalmente na face

interna, apresentando uma dupla fileira de pínulas, presentes na face interna do

radíolo. Podem apresentar esqueleto cartilaginoso interno. Também podem

160

Glossário

apresentar olhos compostos e estilódios na face externa.

Uncinus acicular – Uncinus que possui um manúbrio muito alongado e voltado para

baixo, levemente recurvado; com peito pouco desenvolvido. Possui uma crista

formada por fileiras de dentes secundários sobre o dente principal.

Uncinus avicular – Uncinus que possui manúbrio dobrado abaixo do dente principal,

adquirindo um formato de Z característico; o manúbrio pode ser longo ou

reduzido. Possui fileiras de dentes secundários, como uma crista, sobre o dente

principal.

161

IX. Anexos

Anexos

Anexo I: Medidas em mm das variáveis morfométricas utilizadas para o experimento de

anestesia e fixação em Branchiomma.

Espécimes CTT CCB CTO CS1 ES1 LS1 CS4 ES4 LS4 CS8 ES8 LS8 CS9 ES9 LS9CO1 71,00 23,00 8,25 0,66 4,95 6,49 0,66 5,28 6,71 1,10 6,05 6,27 0,55 6,27 6,82CO2 33,00 15,00 4,18 0,55 3,63 4,73 0,55 4,51 4,62 0,66 4,40 5,28 0,55 3,85 4,07CO3 65,00 30,00 8,80 0,99 6,49 7,70 0,66 7,04 7,70 0,77 7,59 7,37 0,77 7,59 7,26CO4 45,00 19,00 6,60 0,66 5,50 6,38 0,44 5,94 6,82 0,88 6,27 6,71 0,88 6,60 7,04CO5 34,00 22,00 5,94 0,44 4,29 5,17 0,55 6,49 4,73 0,77 5,39 4,95 0,77 5,83 5,17CO6 35,00 23,00 5,06 0,33 4,95 5,50 0,66 5,17 4,95 0,99 4,07 4,84 1,10 4,29 4,84CO7 59,00 25,00 6,60 0,55 4,95 6,05 0,66 5,94 6,93 0,77 6,82 7,70 0,88 6,93 7,92CO8 48,00 22,00 4,40 0,55 4,95 5,50 0,55 6,05 6,71 0,66 6,05 6,60 0,77 5,94 6,93CO9 60,00 33,00 7,70 0,77 5,50 5,50 0,99 7,04 7,48 1,10 6,82 9,24 0,99 7,04 8,80CO10 50,00 23,00 5,61 0,55 4,51 4,84 0,55 5,06 6,05 0,66 5,28 5,83 0,55 4,73 5,50CO11 31,00 15,00 4,62 0,33 3,52 3,74 0,55 4,07 4,84 0,55 4,84 5,39 0,66 4,40 5,50CO12 35,00 28,00 5,72 0,66 4,95 5,50 0,55 6,60 7,15 0,55 7,15 7,04 0,66 6,05 7,59CO13 47,00 25,00 6,05 0,66 5,28 6,60 0,55 6,27 7,70 0,66 6,16 7,81 0,66 6,16 7,15MC1 57,00 27,00 8,47 0,66 4,29 4,40 0,77 4,62 6,05 0,99 5,83 6,60 0,88 5,72 6,82MC2 48,00 20,00 7,26 0,77 4,40 3,85 0,55 4,62 5,39 0,55 5,06 5,39 0,66 4,73 5,50MC3 41,00 20,00 4,95 0,33 3,85 3,52 0,55 3,85 4,84 0,66 4,62 5,06 0,77 4,62 4,95MC4 66,00 22,00 10,12 0,77 4,40 4,73 0,99 4,84 5,72 1,10 5,50 6,05 0,99 5,06 6,05MC5 50,00 22,00 6,60 0,55 4,95 4,40 0,55 4,84 6,05 0,77 5,28 6,05 0,66 5,17 5,83MC6 53,00 25,00 7,26 0,55 4,40 4,73 0,77 5,28 6,49 0,77 6,05 6,38 0,77 5,94 6,49MC7 51,00 21,00 6,93 0,55 3,85 3,85 0,77 4,62 5,39 0,88 5,50 5,72 0,66 5,61 5,83MC8 43,00 15,00 5,50 0,55 3,85 3,85 0,77 4,40 4,95 0,88 5,17 5,28 0,77 4,95 5,28MC9 50,00 28,00 7,37 0,55 5,61 5,72 0,66 5,72 6,38 0,77 6,27 6,82 0,77 6,27 6,71MC10 42,00 19,00 5,72 0,55 3,30 3,85 0,55 3,63 4,07 0,66 4,07 4,07 0,66 4,29 4,40MC11 65,00 27,00 7,15 0,55 4,95 5,06 0,88 5,72 6,49 0,88 6,05 6,38 0,77 6,05 6,38MC12 76,00 25,00 10,12 0,88 4,51 5,94 0,99 5,06 6,71 1,10 5,94 6,60 1,10 6,05 6,60MC13 40,00 20,00 5,72 0,44 3,08 4,18 0,66 4,29 5,17 0,77 4,40 5,50 0,66 4,18 5,72RE1 24,00 12,00 4,29 0,66 4,40 5,06 0,55 5,50 5,50 0,44 6,05 6,82 0,44 6,49 6,60RE2 26,00 19,00 4,40 0,44 4,84 5,61 0,44 5,39 6,60 0,44 6,27 6,82 0,33 6,38 7,04RE3 28,00 20,00 5,28 0,44 4,51 5,17 0,55 5,17 5,94 0,66 5,50 6,38 0,55 6,05 6,49RE4 26,00 15,00 4,51 0,55 4,18 4,95 0,44 4,62 5,61 0,44 5,28 5,94 0,44 5,39 5,94RE5 25,00 15,00 4,51 0,44 4,51 4,84 0,44 4,95 6,05 0,66 5,50 6,38 0,44 5,72 6,16RE6 30,00 19,00 4,84 0,44 4,29 4,95 0,55 5,17 6,27 0,55 5,83 6,60 0,55 6,05 6,60RE7 39,00 22,00 6,27 0,55 5,83 5,94 0,66 6,38 6,93 0,66 7,26 7,92 0,55 7,48 8,03RE8 33,00 18,00 4,51 0,44 4,07 4,73 0,55 4,73 6,05 0,44 5,50 5,83 0,44 6,38 5,61RE9 25,00 9,00 4,95 0,55 4,73 5,28 0,55 5,39 6,27 0,55 5,61 6,27 0,66 5,61 6,60

Espécimes CTT CCB CTO CS1 ES1 LS1 CS4 ES4 LS4 CS8 ES8 LS8 CS9 ES9 LS9RE10 26,00 14,00 4,40 0,33 3,74 4,40 0,55 4,84 5,39 0,55 5,17 5,61 0,44 5,17 5,72RE11 38,00 22,00 5,72 0,77 5,06 5,50 0,66 5,72 6,27 0,44 6,27 6,27 0,66 6,05 6,49RE12 28,00 16,00 5,17 0,44 4,29 4,40 0,55 4,95 5,94 0,55 5,72 5,94 0,66 5,83 5,94RE13 31,00 14,00 5,17 0,44 4,95 4,84 0,66 4,73 5,50 0,55 5,17 5,50 0,55 5,28 5,61ME1 62,00 30,00 8,25 0,66 4,84 5,28 0,88 4,84 6,38 0,99 5,50 6,38 0,88 5,61 6,05ME2 61,00 25,00 8,47 0,77 4,95 5,17 0,88 4,95 6,38 0,99 5,50 6,05 0,99 5,17 5,83ME3 46,00 19,00 7,26 0,77 3,63 3,96 0,77 3,96 4,40 0,99 3,85 3,96 0,88 3,96 3,96ME4 50,00 19,00 7,04 0,66 4,62 4,84 0,88 4,62 5,39 0,88 4,84 4,95 0,88 4,73 4,84ME5 68,00 21,00 8,58 0,77 4,95 5,94 0,99 5,17 6,60 1,21 6,05 6,05 1,10 5,72 6,27ME6 58,00 22,00 8,25 0,66 3,74 4,40 0,88 3,85 5,06 1,10 4,40 4,84 0,88 4,40 5,06ME7 56,00 20,00 7,15 0,66 4,18 4,95 0,77 4,18 5,50 0,99 4,51 5,61 0,88 4,84 6,16ME8 36,00 16,00 6,60 0,55 3,85 3,85 0,55 3,96 4,84 0,66 4,18 4,84 0,55 3,74 4,95ME9 45,00 17,00 4,95 0,55 3,30 4,07 0,55 3,52 4,51 0,66 3,30 4,95 0,55 3,41 4,95ME10 47,00 20,00 5,94 0,55 4,07 4,51 0,77 3,96 4,95 0,55 4,18 4,73 0,55 3,96 4,40ME11 29,00 14,00 4,62 0,44 3,19 3,30 0,66 3,30 3,85 0,88 3,30 3,96 0,66 3,63 3,96ME12 37,00 15,00 4,07 0,44 3,85 4,18 0,55 4,07 4,40 0,66 3,85 4,18 0,55 3,52 4,40ME13 47,00 19,00 7,70 0,55 4,40 3,85 0,77 3,96 5,06 1,10 4,40 4,95 0,88 4,07 4,40FW1 48,00 22,00 4,84 0,55 5,17 4,95 0,77 5,50 5,61 0,77 5,50 5,17 0,55 5,50 5,06FW2 48,00 20,00 5,50 0,55 6,05 6,27 0,55 6,16 6,60 0,66 6,05 6,60 0,55 5,72 5,94FW3 51,00 24,00 6,16 0,66 4,73 5,72 0,66 5,39 6,60 0,77 6,27 6,60 0,55 6,16 6,60FW4 64,00 20,00 6,71 0,66 6,60 6,60 0,66 6,27 6,27 0,77 6,38 6,82 0,66 6,38 6,27FW5 45,00 17,00 5,28 0,44 4,95 5,28 0,55 5,39 5,72 0,66 5,72 5,50 0,55 6,05 5,28FW6 48,00 18,00 5,61 0,55 6,16 5,50 0,55 5,72 6,05 0,77 6,16 6,60 0,55 6,38 6,93FW7 42,00 16,00 6,05 0,44 3,96 5,17 0,55 4,18 5,17 0,66 4,95 5,17 0,55 4,95 5,06FW8 45,00 17,00 5,39 0,55 4,40 5,50 0,55 4,95 5,72 0,77 5,17 6,05 0,66 5,17 6,05FW9 46,00 20,00 5,61 0,33 4,73 5,72 0,55 5,17 6,16 0,55 5,50 5,94 0,55 5,61 6,16FW10 58,00 29,00 7,92 0,55 6,49 7,26 0,77 6,27 7,37 0,77 6,60 7,26 0,66 6,60 7,81FW11 52,00 23,00 5,94 0,33 4,95 5,94 0,66 5,94 6,93 0,77 6,27 7,26 0,88 6,38 7,59FW12 42,00 19,00 5,83 0,44 4,62 5,06 0,66 5,17 6,38 0,66 5,72 6,71 0,66 5,72 6,93FW13 51,00 23,00 5,83 0,55 5,06 5,50 0,55 5,72 6,71 0,77 6,16 6,93 0,55 6,05 7,04FO1 48,00 22,00 6,16 0,33 5,61 5,06 0,55 5,39 6,49 0,55 5,17 6,82 0,55 5,28 6,93FO2 49,00 20,00 6,60 0,55 4,07 4,40 0,55 4,51 5,39 0,55 4,73 5,28 0,66 4,40 4,73FO3 30,00 16,00 3,96 0,33 4,51 4,73 0,44 4,62 5,50 0,44 4,62 5,28 0,44 4,62 5,17FO4 45,00 25,00 6,05 0,55 7,15 6,60 0,66 6,60 8,14 0,66 6,38 7,92 0,55 6,49 7,59FO5 39,00 21,00 5,06 0,33 4,51 5,06 0,44 5,17 6,05 0,55 5,06 6,05 0,55 4,95 5,94

Espécimes CTT CCB CTO CS1 ES1 LS1 CS4 ES4 LS4 CS8 ES8 LS8 CS9 ES9 LS9FO6 41,00 22,00 5,72 0,44 4,95 4,62 0,55 4,84 6,16 0,55 5,28 6,05 0,66 5,39 5,94FO7 45,00 23,00 5,83 0,44 5,28 5,72 0,55 6,27 7,04 0,77 6,38 7,37 0,66 6,60 7,26FO8 52,00 32,00 7,81 0,66 6,16 6,49 0,77 6,16 7,48 0,77 6,38 7,70 0,77 6,49 7,04FO9 44,00 24,00 6,27 0,33 4,62 5,50 0,55 5,83 6,93 0,55 6,16 7,59 0,55 6,27 7,26FO10 40,00 23,00 5,61 0,44 5,39 5,06 0,55 5,50 6,49 0,66 5,83 6,49 0,66 6,27 6,49FO11 36,00 22,00 4,73 0,33 4,95 5,61 0,55 5,39 6,71 0,55 5,94 6,82 0,44 6,05 6,38FO12 37,00 25,00 5,72 0,66 4,95 5,06 0,55 4,95 5,94 0,55 5,39 6,05 0,44 5,39 5,72FO13 47,00 23,00 4,95 0,99 5,39 6,38 0,77 6,93 8,25 0,55 7,37 7,92 0,55 7,15 7,81AE1 48,00 17,00 4,51 0,55 4,07 5,5 0,55 4,95 5,72 0,66 5,17 6,27 0,77 5,28 6,49AE2 41,00 18,00 4,62 0,33 3,74 4,51 0,33 3,63 4,84 0,55 3,85 4,84 0,55 3,85 4,84AE3 46,00 18,00 6,38 0,55 4,95 5,5 0,55 4,95 5,72 0,88 5,28 5,94 0,88 5,28 5,83AE4 37,00 18,00 4,95 0,55 3,85 4,51 0,55 4,4 4,95 0,55 4,51 4,95 0,44 4,51 5,06AE5 37,00 18,00 5,61 0,33 3,74 4,51 0,66 4,29 5,39 0,44 4,51 5,5 0,55 4,51 5,28AE6 33,00 14,00 6,05 0,66 3,74 4,73 0,77 3,85 5,17 0,88 4,29 5,39 0,66 4,29 5,17AE7 33,00 13,00 4,4 0,22 2,75 3,52 0,33 3,3 4,4 0,66 3,41 4,51 0,55 3,41 4,4AE8 43,00 17,00 6,38 0,22 3,85 4,95 0,66 3,74 5,39 0,77 4,18 5,17 0,66 4,18 5,06AE9 41,00 18,00 5,61 0,22 4,07 5,17 0,55 4,51 6,05 0,55 4,73 5,83 0,55 4,73 5,94AE10 40,00 15,00 4,95 0,33 3,85 5,28 0,55 4,4 5,94 0,55 4,51 5,5 0,44 4,4 5,39AE11 32,00 10,00 4,4 0,22 3,19 3,96 0,55 3,52 4,62 0,55 3,85 4,95 0,55 3,74 4,84AE12 33,00 11,00 4,95 0,55 3,63 4,4 0,66 3,85 4,95 0,66 4,07 5,06 0,66 4,07 5,17AE13 43,00 16,00 5,61 0,44 3,96 4,51 0,55 3,96 5,17 0,77 4,07 5,28 0,55 3,96 5,17ET1 49,00 23,00 7,04 0,55 5,39 6,16 0,66 6,05 7,26 0,55 6,38 7,37 0,44 6,16 7,26ET2 48,00 17,00 6,05 0,55 4,51 5,72 0,55 4,84 6,16 0,66 4,95 6,38 0,66 4,84 6,05ET3 27,00 11,00 4,18 0,22 2,42 2,97 0,33 2,64 3,52 0,33 2,64 3,63 0,33 2,42 3,85ET4 41,00 15,00 5,28 0,22 3,96 5,06 0,55 4,62 6,05 0,77 4,95 6,16 0,66 4,95 6,05ET5 54,00 20,00 6,16 0,33 5,50 6,60 0,77 5,61 6,82 0,99 6,60 6,93 0,77 6,38 7,15ET6 42,00 14,00 6,05 0,33 3,52 4,40 0,55 4,07 5,39 0,88 4,51 5,61 0,77 4,40 5,72ET7 36,00 13,00 4,95 0,33 3,63 3,96 0,55 4,40 4,95 0,55 4,40 5,28 0,55 4,40 5,17ET8 40,00 15,00 5,72 0,33 3,96 4,73 0,44 4,40 5,39 0,55 4,62 5,50 0,55 4,18 5,72ET9 41,00 16,00 6,60 0,33 4,18 5,06 0,55 4,40 5,50 0,66 4,95 5,39 0,66 4,95 5,61ET10 39,00 15,00 5,28 0,33 3,52 4,18 0,55 3,85 4,51 0,66 4,18 4,73 0,66 4,07 4,62ET11 30,00 11,00 5,17 0,22 3,63 4,29 0,55 3,74 4,73 0,55 3,85 4,73 0,55 3,74 4,62ET12 32,00 15,00 4,95 0,33 2,97 4,18 0,44 3,63 4,73 0,55 3,85 4,51 0,55 3,74 4,62ET13 37,00 15,00 4,95 0,55 3,30 3,85 0,55 3,63 4,40 0,66 4,07 4,40 0,66 4,07 4,51

Espécimes CS20 ES20 LS20 CS50 ES50 LS50 CPI LPICO1 0,77 5,94 6,16 0,33 5,06 6,05 0,55 0,77CO2 0,33 4,73 5,06 0,22 3,96 3,96 0,33 0,33CO3 0,77 7,81 9,13 0,66 10,01 9,46 0,55 0,99CO4 0,55 5,06 6,05 0,55 6,05 5,72 0,33 0,44CO5 0,44 6,05 7,92 0,33 4,95 5,61 0,33 0,44CO6 0,44 6,05 6,05 0,22 6,60 5,94 0,33 0,66CO7 0,55 7,15 8,03 0,33 6,60 8,69 0,22 0,88CO8 0,55 7,15 7,37 0,33 6,49 7,15 0,44 0,88CO9 0,33 8,47 9,90 0,44 8,14 9,24 0,33 0,88CO10 0,44 5,50 5,83 0,33 6,27 6,60 0,44 0,88CO11 0,22 4,73 5,61 0,22 4,95 5,83 0,33 0,77CO12 0,44 6,60 7,70 0,33 6,16 7,70 0,44 0,88CO13 0,33 6,60 7,92 0,33 6,49 8,03 0,33 0,77MC1 0,44 6,05 7,26 0,44 4,51 7,04 0,33 0,55MC2 0,55 3,52 4,95 0,44 4,29 4,51 0,44 0,77MC3 0,55 4,62 5,17 0,33 3,41 5,17 0,33 0,66MC4 0,77 4,29 5,06 0,55 3,52 5,06 0,33 1,10MC5 0,55 4,51 5,28 0,44 3,74 5,17 0,33 0,88MC6 0,66 6,05 6,82 0,33 5,17 6,49 0,33 1,10MC7 0,55 5,06 5,61 0,33 4,29 5,17 0,33 0,55MC8 0,66 4,62 5,39 0,33 3,96 4,84 0,44 0,66MC9 0,66 5,83 7,37 0,44 5,17 6,93 0,33 0,88MC10 0,55 4,07 4,73 0,33 3,85 4,84 0,33 0,55MC11 0,55 5,50 7,04 0,33 5,61 6,05 0,44 0,77MC12 0,66 4,95 6,93 0,55 5,72 7,15 0,33 0,88MC13 0,44 4,40 5,94 0,22 3,63 5,61 0,33 0,88RE1 0,33 5,50 7,04 0,22 4,62 6,93 0,44 1,54RE2 0,33 5,72 7,37 0,22 5,61 7,48 0,33 0,77RE3 0,55 6,16 7,15 0,44 5,83 6,60 0,44 0,66RE4 0,33 5,94 6,93 0,22 4,62 6,16 0,33 0,55RE5 0,33 4,84 6,71 0,22 4,18 5,72 0,33 0,66RE6 0,55 5,94 6,82 0,33 3,74 6,82 0,44 1,10RE7 0,44 7,37 9,35 0,33 7,04 9,90 0,55 1,32RE8 0,44 5,83 6,82 0,33 5,28 6,93 0,33 0,88RE9 0,33 5,72 6,71 0,22 4,95 6,82 0,33 0,66

Espécimes CS20 ES20 LS20 CS50 ES50 LS50 CPI LPIRE10 0,44 5,06 6,60 0,22 3,74 6,05 0,44 0,55RE11 0,55 6,71 7,70 0,22 6,38 7,59 0,66 0,99RE12 0,33 5,61 7,48 0,22 4,62 6,49 0,44 0,66RE13 0,44 4,95 6,60 0,33 5,06 6,27 0,33 0,44ME1 0,77 5,06 6,16 0,44 4,29 5,61 0,44 0,77ME2 0,77 4,84 5,83 0,33 5,06 5,50 0,33 0,66ME3 0,66 3,74 4,18 0,33 2,64 4,51 0,33 0,55ME4 0,66 3,74 5,28 0,33 3,41 5,50 0,33 0,55ME5 0,77 4,62 6,82 0,55 4,84 6,16 0,33 0,88ME6 0,77 4,40 5,06 0,44 4,62 5,61 0,33 0,44ME7 0,55 4,40 6,05 0,44 4,62 7,48 0,33 0,88ME8 0,44 3,85 6,05 0,22 3,96 6,60 0,33 0,66ME9 0,55 3,74 5,72 0,44 3,63 5,39 0,44 0,77ME10 0,55 3,41 4,29 0,44 3,08 4,51 0,33 0,44ME11 0,44 3,52 5,06 0,33 2,86 4,84 0,44 0,77ME12 0,44 3,74 5,17 0,22 3,30 5,17 0,33 0,66ME13 0,55 3,41 4,40 0,33 3,41 5,39 0,33 0,66FW1 0,44 5,72 6,05 0,33 5,06 5,50 0,33 0,66FW2 0,44 5,72 6,82 0,33 4,95 5,50 0,44 0,66FW3 0,44 6,49 6,93 0,33 5,28 6,05 0,33 0,66FW4 0,55 6,27 6,49 0,66 6,16 5,28 0,33 0,66FW5 0,55 5,50 5,83 0,44 4,40 4,40 0,33 0,55FW6 0,55 6,49 6,16 0,44 5,06 4,40 0,33 0,66FW7 0,55 4,95 5,17 0,33 4,51 5,83 0,44 1,10FW8 0,44 5,50 6,49 0,33 4,40 6,60 0,33 0,66FW9 0,55 5,72 6,60 0,33 4,62 6,60 0,33 0,55FW10 0,55 6,60 8,03 0,44 5,50 7,15 0,44 0,66FW11 0,66 6,05 7,26 0,44 4,95 5,72 0,33 0,55FW12 0,44 6,05 7,15 0,33 5,39 7,15 0,44 0,88FW13 0,55 6,05 6,93 0,44 5,28 7,37 0,44 0,55FO1 0,55 5,72 6,16 0,33 5,61 6,38 0,33 0,33FO2 0,66 4,29 4,62 0,44 4,07 4,62 0,33 0,44FO3 0,44 4,95 5,06 0,22 4,73 5,61 0,44 0,44FO4 0,55 6,71 7,26 0,44 6,49 7,70 0,33 0,44FO5 0,66 5,28 5,39 0,22 5,39 6,38 0,33 0,66

Espécimes CS20 ES20 LS20 CS50 ES50 LS50 CPI LPIFO6 0,44 5,83 6,16 0,33 5,72 7,26 0,33 0,44FO7 0,66 6,60 7,04 0,33 6,93 7,70 0,33 0,55FO8 0,66 7,15 7,26 0,44 7,37 7,70 0,44 1,10FO9 0,44 6,71 7,15 0,44 6,82 8,03 0,33 0,55FO10 0,55 5,72 6,71 0,22 5,72 6,82 0,33 0,44FO11 0,33 6,38 6,93 0,22 4,40 6,49 0,33 0,66FO12 0,55 5,72 5,83 0,33 5,17 5,83 0,33 0,66FO13 0,55 6,93 7,26 0,44 6,60 7,81 0,33 0,66AE1 0,44 5,17 6,16 0,33 4,29 6,71 0,33 0,44AE2 0,44 3,74 4,51 0,33 3,85 4,84 0,33 0,55AE3 0,55 5,39 6,27 0,44 5,5 6,82 0,33 0,44AE4 0,44 4,95 5,61 0,22 4,07 5,5 0,33 0,55AE5 0,55 4,51 5,39 0,33 3,85 5,39 0,44 0,44AE6 0,66 4,51 5,28 0,22 4,07 5,61 0,33 0,66AE7 0,44 3,52 4,84 0,22 2,86 4,73 0,44 0,44AE8 0,55 4,18 5,17 0,22 4,73 5,72 0,33 0,55AE9 0,55 4,84 6,16 0,22 4,62 6,05 0,33 0,66AE10 0,55 4,29 6,38 0,22 4,62 6,27 0,33 0,55AE11 0,55 3,85 4,95 0,22 3,19 4,29 0,44 0,55AE12 0,44 4,07 5,5 0,11 3,96 4,84 0,33 0,44AE13 0,66 3,63 5,06 0,33 3,41 4,95 0,33 0,44ET1 0,44 5,83 7,26 0,44 6,60 7,59 0,33 0,66ET2 0,44 4,62 6,49 0,44 4,84 6,38 0,44 0,44ET3 0,33 2,53 4,29 0,22 1,87 3,63 0,33 0,44ET4 0,44 4,73 6,71 0,22 4,40 5,83 0,22 0,99ET5 0,77 6,49 7,81 0,55 6,93 7,92 0,33 0,66ET6 0,44 4,07 6,05 0,33 4,95 5,06 0,44 0,77ET7 0,44 4,40 5,72 0,33 4,07 5,50 0,33 0,55ET8 0,66 4,07 6,16 0,33 4,73 5,94 0,33 0,44ET9 0,55 4,62 6,49 0,44 4,73 5,94 0,33 0,44ET10 0,44 3,74 5,50 0,33 3,74 5,50 0,33 0,44ET11 0,33 2,97 5,28 0,22 3,08 4,84 0,33 0,44ET12 0,55 3,85 4,62 0,22 3,63 5,17 0,33 0,44ET13 0,55 4,07 5,17 0,22 4,18 5,17 0,22 0,55

Anexos

Anexo II: Medidas em mm das variáveis morfométricas utilizadas para a discriminação

entre as populações e os morfotipos de Branchiomma

CR1D CR5D CRM CR5V CR1V CP1D CP5D COMURA 17,00 23,00 16,00 10,00 1,47 0,81 1,09 1,00URA 19,00 17,00 19,00 3,00 0,69 1,13 1,22 1,16URA 17,00 17,00 18,00 7,00 1,00 1,09 1,16 1,13URA 20,00 18,00 14,00 12,00 1,66 1,25 1,16 0,75URA 21,00 14,00 20,00 6,00 0,94 0,84 1,00 0,91URA 17,00 15,00 16,00 8,00 0,94 0,88 1,03 0,94URA 17,00 14,00 17,00 11,00 0,81 0,88 0,91 0,88URA 19,00 20,00 15,00 16,00 1,72 1,03 0,97 0,69URA 12,00 19,00 15,00 4,00 0,63 0,75 0,94 0,78URA 13,00 12,00 11,00 11,00 0,94 1,06 1,16 0,94URA 18,50 19,00 17,00 16,00 0,63 0,81 1,09 1,13URA 16,00 15,00 15,00 11,00 0,53 0,94 0,94 1,00URA 15,00 15,00 15,00 6,00 0,53 1,03 1,09 1,09URA 19,00 18,00 19,00 8,00 1,00 1,00 0,78 0,94URA 14,00 15,00 12,00 11,00 0,63 0,94 0,78 0,81URA 12,00 14,00 12,00 8,00 0,63 0,84 0,94 0,91URA 16,00 16,00 13,00 6,00 0,69 0,94 1,00 1,00URA 15,00 14,00 14,00 8,50 1,00 1,06 0,84 0,94URA 21,00 20,00 19,00 14,00 0,66 1,00 0,91 1,00URA 11,00 16,00 11,00 12,00 0,81 1,31 0,94 0,97URA 17,00 19,00 16,00 3,00 0,78 1,22 1,06 1,06URA 12,00 11,00 11,00 10,00 0,84 0,91 0,81 0,72URA 8,00 13,00 11,00 5,00 0,34 0,94 1,19 1,25URA 12,00 11,00 11,00 4,00 0,75 0,75 0,97 0,56URA 11,00 12,00 9,00 6,00 0,50 0,78 0,75 0,63URA 14,00 14,00 13,00 7,00 0,78 0,78 0,69 0,72URA 13,00 12,00 10,00 6,00 0,88 0,78 0,94 0,69URA 16,00 15,00 12,00 10,00 0,63 1,13 1,06 1,06URA 16,00 15,00 15,00 14,00 1,41 1,03 0,94 0,94PAN 29,00 28,00 32,00 3,00 1,66 0,97 1,81 1,25PAN 24,00 24,00 23,00 4,00 1,72 1,28 1,47 1,34PAN 22,00 24,00 23,00 7,00 1,00 1,22 1,63 1,25PAN 14,00 15,00 13,00 2,00 0,91 1,00 1,16 1,09PAN 33,00 33,00 35,00 3,00 1,25 1,72 1,19 1,25PAN 26,00 27,00 26,00 8,00 0,78 1,56 1,50 1,19PAN 22,00 24,00 23,00 5,00 1,09 1,56 1,59 1,44PAN 26,00 29,00 27,00 7,00 0,78 1,25 1,09 1,56PAN 28,00 24,00 24,00 2,00 1,09 1,31 1,25 1,03PAN 24,00 24,00 25,00 2,00 1,41 1,09 1,31 1,09PAN 26,00 30,00 28,00 2,00 1,47 1,72 1,72 1,75ABR 10,00 12,00 11,00 7,00 0,78 0,94 0,88 0,84ABR 11,00 11,00 10,00 7,00 0,63 0,84 0,97 0,78ABR 12,00 10,00 13,00 10,50 1,00 1,13 0,94 1,09ABR 12,00 11,00 11,00 9,00 0,34 0,78 0,84 0,78ABR 12,00 10,00 10,00 8,00 0,69 0,63 1,16 1,00ABR 10,00 9,00 10,00 7,00 0,63 0,91 0,94 0,88ABR 9,00 11,00 7,00 6,00 0,78 0,97 1,22 1,00ABR 13,00 13,00 13,00 6,00 0,47 0,91 0,94 0,94ABR 13,00 14,00 10,00 6,00 0,47 0,69 0,94 0,78ABR 10,00 10,00 11,00 9,00 0,78 0,78 0,63 0,69ABR 13,00 13,00 14,00 8,00 0,28 0,97 0,94 0,78ABR 10,00 10,00 10,00 6,00 0,63 0,69 0,63 0,66ABR 12,00 12,00 12,00 8,00 0,22 0,91 0,84 0,94ABR 11,00 11,00 13,00 3,00 0,19 0,63 0,63 0,94ABR 5,00 8,00 9,00 6,00 0,97 0,53 0,59 0,59

CR1D CR5D CRM CR5V CR1V CP1D CP5D COMABR 8,00 8,00 8,00 5,00 0,31 0,66 0,69 0,88ABR 12,00 11,00 11,00 6,00 0,31 0,94 0,78 0,78ABR 12,00 10,00 11,00 6,00 0,31 0,66 0,69 0,69ABR 11,00 10,00 10,00 6,00 0,47 0,91 1,09 1,00ABR 10,00 10,00 9,00 7,00 0,25 1,09 1,00 0,84ABR 8,00 8,00 7,00 6,00 0,31 0,63 0,56 0,69ABR 10,00 10,00 11,00 8,00 0,72 0,50 0,63 0,78ABR 8,00 10,00 10,00 7,00 0,47 0,63 0,63 0,75ABR 9,00 9,00 8,00 8,00 0,69 0,75 0,66 0,78ABR 10,00 8,50 9,50 8,00 0,47 0,69 0,78 0,94ITA 14,00 13,00 11,00 6,00 0,72 1,00 0,88 0,81ITA 19,00 17,00 18,00 3,00 0,78 1,31 1,47 1,34ITA 18,50 19,00 16,00 4,00 1,41 1,31 1,47 1,31ITA 13,00 16,00 13,00 4,00 0,78 1,03 1,19 1,41ITA 20,00 20,00 17,00 1,00 1,06 1,09 1,25 1,09ITA 15,00 15,00 16,00 7,00 0,63 1,13 1,00 1,09ITA 20,00 19,00 16,00 2,00 0,75 1,25 1,31 1,25ITA 15,00 17,00 14,00 3,00 1,00 1,16 1,50 1,44ITA 23,00 21,00 19,00 2,00 1,09 1,44 1,41 1,38UBA 7,00 7,00 5,00 4,00 0,31 0,53 0,56 0,38UBA 13,00 14,00 10,00 10,00 2,81 0,56 0,63 0,53UBA 12,00 12,00 13,00 10,00 2,59 0,75 0,56 0,72UBA 9,00 7,00 7,50 7,00 0,94 0,63 0,63 0,69UBA 10,00 11,00 9,00 7,00 0,78 0,63 0,56 0,53UBA 12,00 12,00 9,00 9,00 2,34 0,66 0,75 0,66UBA 8,00 7,00 5,50 4,00 0,63 0,50 0,69 0,66SSE 8,00 10,00 8,00 6,00 0,94 0,47 0,56 0,47SSE 8,00 9,00 10,00 7,00 0,53 0,41 0,50 0,44SSE 10,00 11,00 8,00 4,00 0,66 0,50 0,53 0,63SSE 9,00 8,50 7,00 4,00 1,16 0,44 0,47 0,63SSE 10,00 11,00 8,00 4,00 0,69 0,72 0,72 0,59SSE 10,00 9,00 9,00 7,00 1,44 0,69 0,59 0,66SSE 7,00 8,00 6,00 6,00 0,53 0,47 0,44 0,38SSE 8,00 9,00 10,00 8,00 1,00 0,44 0,34 0,44SSE 10,00 10,00 10,00 7,00 0,94 0,59 0,63 0,66SSE 8,00 8,00 7,00 6,00 0,47 0,47 0,47 0,44SAN 11,00 11,00 10,00 7,00 0,94 0,78 0,97 0,88SAN 10,00 10,00 9,00 9,00 1,25 0,78 1,06 0,88SAN 12,00 13,00 11,00 10,00 2,66 0,78 0,84 0,81SAN 11,00 11,00 12,00 7,00 0,94 0,72 0,78 0,78SAN 15,00 15,00 14,00 13,00 1,31 0,69 0,94 0,81SAN 9,00 9,00 8,00 9,00 0,72 0,78 0,69 0,72SAN 10,00 12,00 10,00 8,00 0,47 0,78 1,06 0,88SAN 16,00 14,00 15,00 13,00 1,31 0,78 1,03 0,78SAN 11,00 10,00 12,00 9,00 2,34 0,78 0,78 0,78SAN 10,00 9,00 7,00 5,00 0,34 0,84 0,69 0,66SAN 11,00 12,00 11,00 9,00 1,16 0,78 0,94 0,84SAN 19,00 17,00 16,00 8,00 0,78 0,91 0,94 1,25SAN 10,00 10,00 9,00 5,00 0,63 1,00 0,81 0,78SAN 13,00 14,00 12,00 9,50 0,78 1,13 1,09 1,09SAN 11,50 10,00 11,00 9,00 0,84 0,72 0,69 0,72SAN 10,00 14,00 12,00 8,00 0,63 0,94 0,69 0,72SAN 14,00 15,00 13,50 9,00 2,78 1,06 0,97 0,91SAN 14,00 14,00 12,00 9,00 0,88 0,88 0,97 0,84SAN 10,00 11,00 9,50 6,50 0,66 1,09 0,94 0,78

CP5V CP1V CE1B CE1M CE1A CE5B CE5M CE5AURA 0,66 0,34 0,13 0,22 0,16 0,16 0,22 0,13URA 0,28 0,22 0,16 0,31 0,13 0,16 0,31 0,16URA 0,47 0,19 0,19 0,34 0,16 0,19 0,34 0,13URA 0,25 0,19 0,16 0,19 0,13 0,16 0,25 0,16URA 0,38 0,13 0,19 0,28 0,16 0,16 0,22 0,19URA 0,59 0,31 0,19 0,22 0,13 0,16 0,22 0,16URA 0,56 0,22 0,19 0,31 0,22 0,19 0,34 0,13URA 0,63 0,28 0,19 0,28 0,13 0,16 0,25 0,13URA 0,41 0,31 0,16 0,16 0,13 0,19 0,28 0,13URA 0,66 0,31 0,19 0,25 0,16 0,19 0,28 0,16URA 0,78 0,41 0,19 0,22 0,19 0,19 0,25 0,13URA 0,56 0,19 0,19 0,25 0,16 0,19 0,28 0,16URA 0,47 0,19 0,19 0,34 0,13 0,22 0,34 0,13URA 0,31 0,22 0,25 0,34 0,19 0,19 0,28 0,16URA 0,47 0,25 0,16 0,22 0,16 0,19 0,25 0,13URA 0,63 0,22 0,28 0,34 0,16 0,22 0,31 0,16URA 0,44 0,22 0,22 0,28 0,13 0,22 0,28 0,16URA 0,72 0,28 0,19 0,34 0,16 0,22 0,31 0,16URA 0,59 0,19 0,38 0,44 0,22 0,34 0,38 0,16URA 0,59 0,25 0,19 0,28 0,16 0,25 0,38 0,19URA 0,31 0,25 0,16 0,28 0,13 0,25 0,34 0,16URA 0,53 0,31 0,19 0,22 0,16 0,19 0,31 0,16URA 0,31 0,09 0,16 0,22 0,16 0,16 0,22 0,19URA 0,41 0,22 0,22 0,28 0,16 0,22 0,28 0,16URA 0,50 0,09 0,16 0,16 0,16 0,16 0,22 0,16URA 0,41 0,16 0,22 0,31 0,28 0,19 0,28 0,19URA 0,53 0,09 0,28 0,31 0,13 0,22 0,28 0,13URA 0,66 0,22 0,25 0,38 0,19 0,22 0,31 0,16URA 0,66 0,31 0,25 0,44 0,16 0,22 0,31 0,16PAN 0,28 0,16 0,13 0,31 0,13 0,16 0,31 0,19PAN 0,31 0,22 0,22 0,47 0,16 0,16 0,47 0,16PAN 0,63 0,19 0,16 0,28 0,16 0,16 0,22 0,13PAN 0,19 0,16 0,22 0,34 0,13 0,19 0,25 0,09PAN 0,38 0,16 0,16 0,28 0,16 0,16 0,25 0,19PAN 0,66 0,19 0,22 0,25 0,19 0,22 0,25 0,16PAN 0,50 0,16 0,22 0,31 0,16 0,19 0,28 0,16PAN 0,63 0,16 0,16 0,25 0,16 0,22 0,25 0,16PAN 0,19 0,16 0,19 0,25 0,16 0,19 0,25 0,16PAN 0,38 0,22 0,19 0,22 0,16 0,19 0,22 0,09PAN 0,25 0,31 0,19 0,25 0,16 0,16 0,28 0,16ABR 0,31 0,13 0,19 0,28 0,16 0,16 0,31 0,16ABR 0,44 0,16 0,19 0,28 0,16 0,16 0,31 0,16ABR 0,81 0,16 0,16 0,22 0,16 0,19 0,25 0,19ABR 1,09 0,06 0,16 0,19 0,16 0,19 0,19 0,13ABR 0,94 0,16 0,19 0,22 0,13 0,19 0,22 0,16ABR 0,78 0,19 0,19 0,22 0,13 0,16 0,25 0,16ABR 0,59 0,16 0,19 0,22 0,13 0,13 0,19 0,13ABR 0,47 0,13 0,19 0,19 0,19 0,19 0,19 0,16ABR 0,38 0,13 0,19 0,19 0,16 0,22 0,22 0,16ABR 0,69 0,13 0,19 0,16 0,13 0,16 0,19 0,16ABR 0,63 0,09 0,19 0,19 0,16 0,16 0,16 0,16ABR 0,56 0,13 0,19 0,19 0,16 0,22 0,22 0,19ABR 0,38 0,09 0,19 0,16 0,19 0,19 0,19 0,16ABR 0,28 0,09 0,16 0,19 0,16 0,19 0,19 0,16ABR 0,34 0,16 0,19 0,19 0,16 0,16 0,16 0,13

CP5V CP1V CE1B CE1M CE1A CE5B CE5M CE5AABR 0,38 0,13 0,13 0,19 0,13 0,16 0,16 0,16ABR 0,38 0,13 0,19 0,19 0,16 0,19 0,19 0,13ABR 0,38 0,09 0,19 0,19 0,16 0,19 0,19 0,16ABR 0,63 0,13 0,19 0,16 0,16 0,19 0,19 0,16ABR 0,31 0,09 0,19 0,19 0,16 0,19 0,19 0,16ABR 0,41 0,13 0,19 0,16 0,16 0,19 0,19 0,16ABR 0,56 0,13 0,16 0,16 0,16 0,19 0,22 0,16ABR 0,50 0,13 0,16 0,16 0,16 0,16 0,19 0,16ABR 0,63 0,13 0,19 0,19 0,13 0,19 0,19 0,16ABR 0,66 0,16 0,19 0,19 0,13 0,19 0,19 0,13ITA 0,50 0,22 0,19 0,31 0,16 0,16 0,25 0,16ITA 0,28 0,19 0,19 0,28 0,16 0,19 0,28 0,19ITA 0,28 0,22 0,22 0,28 0,16 0,19 0,31 0,16ITA 0,31 0,19 0,19 0,22 0,22 0,19 0,25 0,13ITA 0,25 0,19 0,25 0,31 0,19 0,25 0,31 0,19ITA 0,31 0,13 0,25 0,22 0,16 0,22 0,25 0,19ITA 0,38 0,19 0,19 0,22 0,16 0,19 0,31 0,16ITA 0,31 0,16 0,22 0,28 0,19 0,19 0,31 0,16ITA 0,25 0,22 0,19 0,22 0,16 0,19 0,22 0,19UBA 0,31 0,09 0,16 0,25 0,13 0,16 0,31 0,19UBA 0,41 0,19 0,31 0,56 0,19 0,31 0,56 0,19UBA 0,34 0,19 0,16 0,31 0,22 0,28 0,38 0,31UBA 0,72 0,09 0,31 0,38 0,28 0,38 0,53 0,19UBA 0,38 0,09 0,38 0,50 0,22 0,66 0,78 0,31UBA 0,47 0,19 0,31 0,47 0,22 0,34 0,44 0,25UBA 0,56 0,06 0,19 0,19 0,09 0,19 0,28 0,13SSE 0,38 0,16 0,13 0,16 0,13 0,13 0,22 0,16SSE 0,28 0,19 0,19 0,22 0,19 0,19 0,25 0,25SSE 0,47 0,19 0,16 0,22 0,16 0,16 0,28 0,16SSE 0,47 0,22 0,19 0,22 0,16 0,19 0,25 0,16SSE 0,47 0,09 0,28 0,31 0,16 0,19 0,31 0,16SSE 0,47 0,16 0,22 0,19 0,13 0,16 0,25 0,16SSE 0,34 0,16 0,16 0,19 0,16 0,13 0,22 0,13SSE 0,28 0,16 0,16 0,22 0,16 0,19 0,28 0,13SSE 0,28 0,19 0,19 0,25 0,16 0,19 0,31 0,16SSE 0,34 0,16 0,19 0,22 0,16 0,19 0,25 0,16SAN 0,47 0,13 0,16 0,22 0,13 0,19 0,31 0,13SAN 0,53 0,31 0,22 0,41 0,28 0,22 0,44 0,19SAN 0,66 0,25 0,19 0,31 0,16 0,22 0,31 0,16SAN 0,56 0,19 0,19 0,31 0,19 0,19 0,38 0,16SAN 0,69 0,22 0,22 0,41 0,19 0,22 0,38 0,19SAN 0,63 0,13 0,22 0,38 0,16 0,19 0,34 0,13SAN 0,63 0,16 0,22 0,38 0,16 0,19 0,31 0,13SAN 0,69 0,22 0,22 0,31 0,16 0,31 0,44 0,16SAN 0,66 0,25 0,31 0,44 0,22 0,31 0,44 0,22SAN 0,34 0,09 0,22 0,31 0,16 0,19 2,81 0,19SAN 0,59 0,28 0,16 0,31 0,19 0,25 0,41 0,16SAN 0,56 0,22 0,31 0,47 0,22 0,31 0,53 0,25SAN 0,56 0,19 0,16 0,28 0,19 0,19 0,34 0,19SAN 0,63 0,16 0,44 0,50 0,16 0,44 0,53 0,16SAN 0,63 0,16 0,31 0,47 0,19 0,16 0,38 0,22SAN 0,47 0,16 0,19 0,31 0,16 0,25 0,47 0,25SAN 0,63 0,38 0,22 0,38 0,16 0,22 0,34 0,16SAN 0,66 0,16 0,31 0,38 0,16 0,25 0,38 0,16SAN 0,50 0,22 0,19 0,31 0,16 0,31 0,47 0,19

CEMB CEMM CEMA CS1 CPURA 0,16 0,25 0,16 1,28 0,13URA 0,16 0,34 0,13 1,47 0,16URA 0,13 0,28 0,13 1,56 0,31URA 0,16 0,22 0,13 1,47 0,16URA 0,19 0,25 0,16 1,41 0,16URA 0,19 0,25 0,19 1,13 0,16URA 0,22 0,38 0,16 1,81 0,16URA 0,19 0,25 0,16 1,34 0,19URA 0,19 0,25 0,16 1,41 0,16URA 0,25 0,31 0,16 1,00 0,19URA 0,16 0,31 0,13 1,25 0,16URA 0,16 0,34 0,19 1,31 0,31URA 0,22 0,34 0,16 1,22 0,16URA 0,22 0,31 0,16 1,28 0,16URA 0,19 0,25 0,13 0,97 0,16URA 0,22 0,38 0,16 1,00 0,13URA 0,25 0,28 0,16 1,34 0,16URA 0,28 0,38 0,16 1,19 0,16URA 0,31 0,44 0,19 1,31 0,16URA 0,19 0,38 0,19 0,94 0,19URA 0,19 0,28 0,16 1,09 0,34URA 0,13 0,22 0,16 0,94 0,16URA 0,16 0,22 0,16 1,19 0,16URA 0,16 0,31 0,19 1,22 0,16URA 0,13 0,19 0,16 0,84 0,13URA 0,19 0,31 0,19 1,25 0,16URA 0,22 0,31 0,16 1,03 0,16URA 0,22 0,22 0,19 1,25 0,13URA 0,19 0,31 0,16 1,53 0,19PAN 0,19 0,41 0,16 1,66 0,19PAN 0,16 0,25 0,16 1,53 0,19PAN 0,22 0,28 0,16 1,28 0,19PAN 0,19 0,25 0,16 1,00 0,19PAN 0,19 0,25 0,13 1,09 0,25PAN 0,19 0,28 0,19 2,34 0,16PAN 0,19 0,25 0,19 1,41 0,19PAN 0,16 0,22 0,13 1,47 0,13PAN 0,22 0,28 0,16 1,63 0,16PAN 0,16 0,19 0,19 1,41 0,28PAN 0,19 0,22 0,19 1,50 0,19ABR 0,19 0,31 0,22 0,94 0,13ABR 0,09 0,19 0,19 0,97 0,13ABR 0,19 0,31 0,19 0,88 0,16ABR 0,16 0,19 0,16 0,63 0,13ABR 0,16 0,22 0,16 0,75 0,13ABR 0,19 0,22 0,13 0,56 0,09ABR 0,13 0,22 0,16 0,63 0,13ABR 0,16 0,19 0,16 0,75 0,09ABR 0,16 0,28 0,16 0,81 0,16ABR 0,22 0,19 0,16 0,63 0,09ABR 0,19 0,19 0,13 0,94 0,16ABR 0,19 0,19 0,16 0,47 0,13ABR 0,22 0,22 0,13 0,78 0,13ABR 0,16 0,19 0,16 0,47 0,19ABR 0,19 0,25 0,16 0,63 0,09

CEMB CEMM CEMA CS1 CPABR 0,19 0,19 0,16 0,75 0,16ABR 0,13 0,16 0,16 0,63 0,16ABR 0,19 0,19 0,16 0,72 0,13ABR 0,19 0,19 0,16 0,59 0,13ABR 0,13 0,19 0,16 0,72 0,16ABR 0,22 0,16 0,16 0,41 0,16ABR 0,16 0,16 0,13 0,59 0,16ABR 0,19 0,19 0,13 0,44 0,13ABR 0,16 0,19 0,16 0,47 0,13ABR 0,16 0,19 0,16 0,69 0,09ITA 0,19 0,25 0,16 1,31 0,16ITA 0,19 0,31 0,16 1,34 0,16ITA 0,22 0,25 0,16 2,25 0,16ITA 0,19 0,22 0,13 1,69 0,22ITA 0,19 0,25 0,19 1,53 0,09ITA 0,19 0,25 0,16 1,09 0,09ITA 0,13 0,19 0,13 1,66 0,13ITA 0,25 0,22 0,16 1,63 0,13ITA 0,16 0,22 0,19 2,03 0,31UBA 0,16 0,22 0,09 0,94 0,16UBA 0,31 0,56 0,16 0,56 0,16UBA 0,31 0,63 0,44 0,69 0,16UBA 0,44 0,69 0,22 0,44 0,09UBA 0,34 0,44 0,19 0,47 0,13UBA 0,41 0,53 0,25 0,56 0,09UBA 0,16 0,31 0,16 0,53 0,13SSE 0,19 0,28 0,16 0,69 0,13SSE 0,19 0,34 0,16 0,63 0,13SSE 0,13 0,22 0,16 0,81 0,13SSE 0,19 0,19 0,13 0,53 0,09SSE 0,25 0,31 0,25 0,78 0,22SSE 0,19 0,22 0,16 0,84 0,13SSE 0,16 0,25 0,19 0,44 0,16SSE 0,16 0,22 0,16 0,69 0,16SSE 0,19 0,28 0,16 0,47 0,16SSE 0,19 0,19 0,16 0,53 0,16SAN 0,19 0,31 0,16 0,84 0,19SAN 0,19 0,31 0,16 1,00 0,19SAN 0,22 0,28 0,16 0,94 0,31SAN 0,16 0,28 0,16 0,75 0,19SAN 0,22 0,31 0,16 1,09 0,19SAN 0,19 0,31 0,16 0,97 0,16SAN 0,19 0,41 0,19 0,75 0,16SAN 0,25 0,31 0,16 1,06 0,19SAN 0,31 0,28 0,19 0,94 0,16SAN 0,31 0,38 0,19 0,94 0,16SAN 0,25 0,38 0,19 1,09 0,16SAN 0,31 0,47 0,19 1,72 0,22SAN 0,19 0,28 0,16 0,84 0,16SAN 0,22 0,41 0,16 0,84 0,16SAN 0,16 0,31 0,19 0,78 0,31SAN 0,31 0,41 0,19 0,94 0,16SAN 0,22 0,31 0,19 1,25 0,16SAN 0,22 0,31 0,19 0,78 0,25SAN 0,31 0,31 0,19 0,94 0,19

Anexos

Anexo III: Medidas em mm das variáveis merísticas utilizadas para a discriminação

entre as populações e os morfotipos de Branchiomma.

NR NE1 NE5 NEM NRE NO1 NO5 NOMURA 41 35 35 21 24 26 26 12URA 46 25 24 24 29 22 23 22URA 45 24 22 25 25 16 21 21URA 46 23 23 16 31 22 23 19URA 49 28 21 26 34 22 20 23URA 39 23 22 23 26 25 22 23URA 46 28 28 22 28 23 24 19URA 46 28 28 20 31 23 29 17URA 48 16 21 21 27 17 17 17URA 42 19 14 13 25 15 12 12URA 36 25 24 21 23 24 23 21URA 41 19 20 18 23 21 20 18URA 45 19 20 17 23 16 18 17URA 46 26 24 27 26 20 21 16URA 39 20 18 11 22 16 13 9URA 44 18 19 22 24 18 18 18URA 43 22 23 20 23 20 26 19URA 43 20 19 20 26 16 17 18URA 46 23 24 23 24 21 19 19URA 44 12 20 14 26 11 15 12URA 47 28 26 21 24 22 25 19URA 45 19 17 15 25 16 14 12URA 39 8 14 11 20 8 14 12URA 34 20 20 17 18 18 20 14URA 33 17 20 13 18 15 16 12URA 46 17 22 16 26 15 20 14URA 39 23 19 16 20 15 14 13URA 43 21 23 9 23 20 21 13URA 42 24 23 18 22 15 18 12PAN 50 36 28 36 33 19 25 25PAN 44 27 29 23 24 24 25 23PAN 40 24 28 27 25 22 19 25PAN 50 16 18 14 31 7 7 9PAN 52 39 45 28 33 30 27 26PAN 58 31 30 28 29 22 24 20PAN 50 29 33 29 28 22 22 21PAN 46 35 36 37 26 27 28 27PAN 56 36 30 24 36 27 27 22PAN 52 32 30 34 37 21 22 23PAN 58 36 42 18 36 26 29 31ABR 29 11 12 11 18 10 6 9ABR 27 18 15 11 16 4 10 6ABR 34 19 15 13 23 4 10 7ABR 25 17 14 15 15 7 5 9ABR 26 17 17 15 16 8 9 7ABR 28 15 12 12 17 5 4 7ABR 28 12 17 10 19 7 10 8ABR 30 17 19 17 19 10 11 11ABR 32 19 18 8 16 10 13 7ABR 26 15 14 16 15 9 7 9ABR 32 14 16 15 15 9 9 10ABR 23 13 13 13 11 8 11 8ABR 31 17 16 14 16 9 11 8ABR 27 17 14 13 14 8 8 8ABR 24 6 12 10 13 2 4 7

NR NE1 NE5 NEM NRE NO1 NO5 NOMABR 26 14 12 12 14 9 9 8ABR 30 15 14 14 15 8 9 7ABR 32 17 14 15 20 7 8 10ABR 27 14 14 14 21 7 11 11ABR 28 13 14 11 17 5 8 10ABR 22 12 12 11 10 7 7 8ABR 25 14 14 12 14 7 8 8ABR 23 16 14 16 13 8 10 10ABR 26 14 12 12 14 8 8 8ABR 26 14 12 11 14 9 9 9ITA 37 19 16 15 24 4 4 5ITA 44 23 20 24 26 6 8 7ITA 55 22 23 15 37 11 6 6ITA 46 19 21 14 30 10 15 7ITA 52 21 26 14 32 11 10 7ITA 41 21 21 21 29 10 8 10ITA 48 28 27 20 32 12 13 9ITA 63 20 20 8 42 8 8 5ITA 51 25 22 17 31 12 11 14UBA 28 13 13 8 20 10 9 4UBA 20 20 20 18 16 18 17 17UBA 22 24 19 18 18 17 16 17UBA 20 14 14 13 15 12 12 13UBA 19 19 16 16 13 15 14 14UBA 26 19 19 16 20 15 13 15UBA 19 17 14 12 14 15 15 11SSE 24 13 15 13 13 12 13 12SSE 27 15 15 17 17 13 13 14SSE 27 15 17 12 14 13 16 11SSE 21 16 14 13 12 7 13 12SSE 24 16 18 13 16 13 15 10SSE 25 14 12 13 14 13 11 13SSE 18 11 17 11 9 4 9 9SSE 22 13 15 16 12 7 7 10SSE 20 12 19 18 12 12 14 16SSE 18 14 15 13 11 14 12 10SAN 42 14 19 19 28 19 20 17SAN 50 13 13 15 31 12 11 13SAN 36 20 22 18 24 18 19 16SAN 50 20 17 17 39 15 17 12SAN 45 22 24 24 26 19 20 17SAN 46 16 13 18 26 11 10 15SAN 44 18 22 16 28 15 16 14SAN 51 23 26 22 28 23 19 17SAN 49 18 16 16 31 15 14 16SAN 39 17 15 16 27 13 16 14SAN 47 22 21 18 25 17 14 16SAN 50 30 24 27 28 24 23 22SAN 33 17 22 15 21 14 18 16SAN 46 19 18 17 24 14 13 10SAN 39 17 16 20 25 14 14 17SAN 45 17 19 18 27 19 14 16SAN 50 17 27 18 30 18 20 18SAN 46 25 19 20 29 17 17 15SAN 40 11 14 14 25 9 10 10

NRO NU2 NU4 NU8 NU9 NU20 NU50URA 21 66 57 39 40 50 53URA 30 98 76 59 54 47 57URA 30 106 86 64 47 50 52URA 35 120 99 58 60 55 56URA 38 106 84 63 50 52 60URA 29 132 116 71 66 55 56URA 29 154 120 105 74 66 56URA 34 128 119 67 66 64 61URA 33 128 111 24 50 58 60URA 28 142 97 46 50 53 62URA 29 123 83 54 57 59 72URA 29 99 80 47 39 44 46URA 28 89 74 45 40 49 57URA 31 86 74 55 50 39 55URA 27 103 83 45 35 39 39URA 30 120 102 76 43 51 56URA 29 114 106 64 39 52 62URA 28 110 107 53 68 53 42URA 26 215 178 95 80 89 63URA 31 109 106 89 66 68 61URA 28 139 96 54 50 57 65URA 27 135 156 80 88 81 78URA 27 112 108 69 50 48 45URA 22 140 119 57 59 66 81URA 23 125 99 48 46 51 48URA 31 149 99 73 59 56 69URA 27 127 86 52 50 53 59URA 27 176 149 65 53 50 60URA 26 142 120 61 44 58 57PAN 38 159 117 62 45 48 61PAN 28 88 57 49 75 78 85PAN 30 87 78 44 34 35 40PAN 32 130 121 66 43 38 68PAN 38 116 112 68 45 49 62PAN 49 145 108 70 63 59 73PAN 40 146 109 75 55 65 64PAN 36 120 83 62 51 47 53PAN 36 103 96 64 68 59 70PAN 41 102 76 69 68 67 68PAN 40 114 95 75 47 50 52ABR 24 84 46 35 22 27 29ABR 22 80 52 38 24 24 20ABR 28 84 66 36 20 28 30ABR 17 32 54 29 14 24 28ABR 19 63 47 34 16 19 20ABR 20 69 53 28 27 27 32ABR 23 57 48 28 22 22 29ABR 22 84 61 41 26 30 38ABR 24 71 60 32 20 26 26ABR 20 60 51 36 20 23 20ABR 24 74 62 31 20 26 24ABR 17 56 53 30 20 23 19ABR 24 52 48 45 20 21 25ABR 20 60 52 31 19 22 24ABR 20 32 26 24 17 20 20

NRO NU2 NU4 NU8 NU9 NU20 NU50ABR 20 56 42 28 20 22 21ABR 23 52 41 29 18 24 22ABR 25 73 52 41 20 36 29ABR 15 59 34 23 20 21 20ABR 21 58 47 25 21 44 31ABR 16 56 55 22 26 32 18ABR 20 65 54 30 17 24 20ABR 18 78 60 22 26 21 12ABR 21 60 49 25 20 29 19ABR 21 59 43 27 22 19 15ITA 24 114 82 54 24 22 28ITA 26 126 118 53 39 33 38ITA 46 174 124 66 56 56 43ITA 31 118 102 48 45 38 42ITA 38 152 100 58 43 43 50ITA 31 109 90 60 32 38 38ITA 35 206 160 81 50 52 48ITA 46 151 134 88 47 50 43ITA 34 148 109 70 34 48 52UBA 26 54 48 42 40 46 36UBA 17 104 90 52 24 28 35UBA 20 79 46 42 20 28 25UBA 16 56 40 37 25 26 28UBA 15 71 52 50 26 22 22UBA 23 64 65 44 16 36 27UBA 16 45 40 34 18 21 20SSE 17 74 68 30 28 24 20SSE 24 76 64 58 36 44 24SSE 20 64 58 51 30 41 38SSE 15 78 77 52 30 18 20SSE 19 64 64 46 24 26 22SSE 22 87 74 58 42 38 14SSE 12 70 63 65 40 26 16SSE 18 74 60 40 25 24 30SSE 15 78 70 43 20 21 25SSE 13 70 60 32 23 28 18SAN 35 78 66 56 40 48 49SAN 36 142 124 97 58 60 68SAN 26 81 76 48 42 40 56SAN 48 85 68 50 44 43 40SAN 34 78 64 60 43 60 63SAN 33 128 111 43 49 45 54SAN 33 134 117 72 45 54 55SAN 33 102 87 44 43 59 49SAN 36 94 108 57 62 55 48SAN 33 68 82 50 45 38 40SAN 32 90 69 71 48 58 55SAN 35 114 104 80 65 78 64SAN 30 86 60 45 36 35 44SAN 32 168 148 93 63 72 78SAN 31 85 70 47 40 36 36SAN 42 106 98 56 42 40 48SAN 48 140 132 83 62 60 65SAN 34 119 115 51 62 54 60SAN 37 91 73 66 42 38 47

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