UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ
CENTRO DE TECNOLOGIA
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA QUÍMICA
JANAINA MARIA MARTINS VIEIRA
MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA CASCA RESIDUAL DO DESPOLPAMENTO
DOS FRUTOS DA CAJAZEIRA
FORTALEZA
2013
JANAINA MARIA MARTINS VIEIRA
MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA CASCA RESIDUAL DO DESPOLPAMENTO
DOS FRUTOS DA CAJAZEIRA
Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial à obtenção do título de Doutor em Engenharia Química. Área de concentração: Processos Químicos e Bioquímicos. Orientador: Dr. Gustavo Adolfo Saavedra Pinto.
FORTALEZA
2013
JANAINA MARIA MARTINS VIEIRA
MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA CASCA RESIDUAL DO DESPOLPAMENTO
DOS FRUTOS DA CAJAZEIRA
Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química da Universidade Federal do Ceará, como requisito parcial à obtenção do título de Doutor em Engenharia Química. Área de concentração: Processos Químicos e Bioquímicos.
AGRADECIMENTOS
A Deus, por me permitir estar aqui.
À Universidade Federal do Ceará pela oportunidade de realizar a graduação em
Engenharia de Alimentos, o Mestrado em Engenharia Química e agora o Doutorado também
em Engenharia Química.
Ao Dr. Gustavo Saavedra, pela orientação durante a pesquisa e também pelo
exemplo de profissional, ajudando sempre no experimento e também orientando para o futuro
profissional.
À Embrapa Agroindústria Tropical, pela oportunidade de realização da parte
experimental deste trabalho nas dependências do Laboratório de Bioprocessos e do
Laboratório de Processos Agroindustriais.
À Drª. Kally Alves, pelos ensinamentos, paciência e colaboração dada,
principalmente no tratamento estatístico.
À pesquisadora da Embrapa Ana Paula Dionísio, pela grande ajuda nas análises
de carotenoides.
Ao Prof. Dr. José Maria pela colaboração na fase final do trabalho.
À Prof. Drª. Rossana Figueirêdo, pela participação na banca e considerações feitas
na finalização da tese.
À Prof. Drª. Lucicléia Barros, pela disponibilidade e pela colaboração.
À Natália Moura pela ajuda constante na organização dos meus trabalhos, como
também pela amizade e pelos momentos maravilhosos de companheirismo.
Ao pesquisador da Embrapa, Lindbergue Araújo Crisóstomo, que a cada safra de
cajá de seu sítio, cedia parte de sua safra para a obtenção de polpa e película comestível para
serem utilizadas em diferentes trabalhos de Pós-Graduação do Laboratório de Bioprocessos.
À Novozymes, pela disponibilização das preparações enzimáticas.
À Universidade Federal de Campina Grande pela flexibilização dos horários e
pelo entendimento para que eu conseguisse seguir o doutorado.
À Funcap, pelo apoio financeiro com a manutenção da bolsa de auxílio durante 2
anos do doutorado.
À Ídila Maria pela ajuda nas análises físico-químicas, além dos momentos dentro
e fora da Embrapa Agroindústria Tropical.
Aos professores do Programa de Pós-graduação do Departamento de Engenharia
Química pela convivência, paciência e ricos ensinamentos.
A todos do Laboratório de Bioprocessos da Embrapa Agroindústria Tropical que
estiveram ao meu lado nas etapas mais importantes deste trabalho. Agradeço em especial a
Adriana Crispim, Carina Lemos, Andréa Cardoso, Cyntia Ladyane, Renata Débora, Cívita
Sousa, Suzanne CQ, Natália Lima, Helder Levi, Ruann Janser, Genilton Faheina, Caroline
Gondim, Rakel Hina, Mariza Vieira e Ana Paula Colares. A vida e o trabalho ao lado de
vocês é bem mais leve e divertida.
À Virna Luiza, pela amizade sincera, pela ajuda sempre constante, pelas dúvidas
tiradas via email, facebook, telefone ou mensagens e por compartilhar dos vários momentos,
sejam eles alegres ou tristes.
Aos meus pais, Itamar e Margaret, por sempre pensarem em mim antes de pensar
em si mesmos. Por terem renunciado de muitas coisas e momentos para que eu realizasse esta
etapa tão importante para mim e para minha vida. Muito obrigada por simplesmente tudo que
fizeram e fazem por mim.
À minha irmã Marieta, pelos conselhos, pelas brigas, discussões, crises
existenciais, tudo foi importante para as minhas decisões e para que continuasse a minha
caminhada.
À minha irmã Luciana, e minhas queridas sobrinhas Ana Letícia e Lavínia pelos
finais de semana de descontração e alegria que me fortaleciam.
À tia Marta, por simplesmente existir e sempre estar disponível a ajudar sem
medir esforços.
À minha irmã Neide e sua família, obrigada por sempre me ajudar e me escutar
quando eu precisei.
Ao Gerson, pela tranquilidade passada, pela paciência prestada, por sempre ter a
solução dos meus problemas e me ajudar de toda forma possível para que eu não sentisse
tanto a distância entre o meu trabalho e o Doutorado, além de entender o meu cansaço e a
minha indisposição principalmente. Enfim, obrigada por tudo que tem feito.
Aos amigos Carlos Eliardo, Marina Rebouças, Ilane Ximenes, Juliana Aderaldo,
Guilherme Sobral, Jéfferson Malveira, Francisca Maria, Milena Maria, Patrícia Barreto, Karine
Macedo e Joaquim Sotero, pela amizade, por aguentar meus desabafos, pelas palavras de apoio.
Tudo isso se transformou em força e me fez chegar até aqui.
Aos amigos de trabalho Julice Dutra e Rennan Gusmão, pela ajuda mútua,
convívio, apoio e momentos alegres durante o trabalho.
"O que vale na vida não é o ponto de partida,
e sim a caminhada. Caminhando e semeando,
no fim terás o que colher."
Cora Coralina
RESUMO O Brasil é um dos países que mais produz resíduos agroindustriais, como os resíduos de frutas
pelas indústrias de polpas, o que tem contribuído para o aumento da produção do lixo
orgânico provocando graves problemas ambientais. O Nordeste se destaca devido à enorme
diversidade de frutos considerados exóticos, sendo o cajá (Spondias mombin L.) um forte
exemplo. Este fruto contém substâncias antioxidantes, presença de compostos fenólicos, tais
como flavonoides, ácidos fenólicos, antocianinas, carotenoides, além das vitaminas A e C.
Desta forma, este estudo propôs caracterizar e quantificar a película comestível de cajá a fim
de direcionar o processo de extração de carotenoides por maceração enzimática e assim
determinar a melhor condição, através de um planejamento experimental, além de avaliar a
influência de fatores físicos e físico-químicos na maceração enzimática de película comestível
de cajá, e por fim realizar a maceração enzimática de película de cajá em reator de bancada e
obter um produto em pó através de secagem por atomização. A película de cajá apresentou-se
como uma boa fonte de carotenoides, onde a melhor condição para recuperação de
carotenoides foi ao utilizar 300 µL do complexo enzimático Pectinex XXL durante o período
de 3 horas de incubação, conseguindo o teor de 120,94 µg/g. Dentre os fatores físicos e físico-
químicos, a utilização de preparações enzimáticas de caráter celulolíticos junto às preparações
pectinolíticas, para a recuperação de carotenoides de película comestível de cajá, não se
mostrou eficiente e o ajuste do pH próximo à neutralidade (pH 6,0), antes de iniciar a
maceração mostrou-se eficiente para uma maior recuperação de carotenoides, isto a nível
laboratorial. A quantidade de água adicionada no processo não altera a recuperação de
carotenoides, podendo ser utilizada nas proporções película: água de 1: 2, 1: 3 ou 1: 4. O
emprego do ultrassom associado à maceração enzimática funcionou em escala laboratorial. A
utilização de reator de bancada foi tecnicamente viável especialmente pela melhora das
condições de homogeneização da mistura reacional, o que por sua vez levou à obtenção de
maior teor de carotenoides recuperados na fase aquosa, não sendo necessário ajuste do pH do
meio reacional. A secagem por atomização foi possível sendo necessária uma adequação dos
fatores que influenciam a secagem para que se encontre a melhor condição.
Palavras-chave: Polpa de frutas. Cajá. Carotenoides.
ABSTRACT Brazil is one of the countries that most produces organic residues, such as residues of fruit
pulp industries, which have contributed to the increased production of organic waste causing
serious environmental problems. The Brazilian Northeast stands out due to the huge diversity
of fruits considered exotic, where the yellow mombin (Spondias mombin L.) is a good
example. This fruit contains antioxidants, phenolic compounds such as flavonoids, phenolic
acids, anthocyanins, carotenoids, and also vitamins A and C. Thus, this study aimed to
characterize and quantify the yellow mombin edible peel, in order to direct the process of
extraction of carotenoids by enzymatic maceration and then determine the best condition,
through an experimental design, and also to evaluate the influence of physical and physico-
chemical factors on enzymatic maceration of the yellow mombin edible peel, and finally
performing enzymatic maceration in the the yellow mombin edible peel in a batch reactor and
obtain a product powder through spray drying. The yellow mombin edible peel presented
himself as a good source of carotenoids, where the best condition for recovery of carotenoids
was using 300 µL of the Pectinex enzymatic complex XXL during 3 hours of incubation,
reaching the level of 120.94 µg/g. Among the physical and physico-chemical factors, the use
of enzyme preparations of cellulolytics status with the pectinolytic preparations for the
recovery of carotenoids yellow mombin edible peel was not efficient, and adjusting the pH to
neutrality (pH 6.0) before starting maceration proved efficient for a greater recovery of
carotenoids, that in the laboratory level. The amount of water added in the process does not
alter the recovery of carotenoids, used in proportions skin: water of 1: 2, 1: 3 or 1: 4. The use
of ultrasound associated with enzymatic maceration worked at the laboratory scale. The use of
batch reactor was technically feasible especially for the improvement of the conditions of
homogenization of the mixture, which in turn led to obtaining higher levels of carotenoids
recovered in the aqueous phase, not being necessary to adjust the pH of the reaction
environment. Spray drying was possible being necessary suitability of the factors that
influence drying to find the best condition necessary.
Keywords: Pulp fruit. Yellow mombin. Carotenoids
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1- Fruto da cajazeira em diversos tamanho (A), fruto da cajazeira em tamanho médio
(B) e fruto em corte transversal (C). ......................................................................................... 17
Figura 2 - Estrutura de alguns carotenoides. ............................................................................ 25
Figura 3 – Estrutura da parede celular vegetal. ........................................................................ 27
Figura 4 - Fluxograma de obtenção da película comestível de cajá. ........................................ 39
Figura 5 - Obtenção da película comestível de cajá: cajás congelados (A), tanque para
separação da película e caroços (B) e película comestível (C)................................................. 39
Figura 6 – Esquema do tratamento enzimático da película comestível de cajá. ...................... 42
Figura 7 – Diagrama de Pareto para a variável dependente grupos redutores totais (GRT). ... 51
Figura 8 – Diagrama de pareto para a variável dependente sólidos solúveis totais (SST). ...... 53
Figura 9 – Diagrama de Pareto para a variável dependente resíduo seco. ............................... 55
Figura 10 – Diagrama de Pareto para a variável dependente teor de carotenoides na fase
aquosa. ...................................................................................................................................... 56
Figura 11 – Preparação da maceração enzimática da película comestível de cajá com
associação do ultrassom............................................................................................................ 67
Figura 12 – Reator de bancada utilizado na maceração enzimática de película comestível de
cajá (A) e a dorna utilizada (B). ............................................................................................... 84
Figura 13 – Fases da maceração enzimática da película comestível de cajá. Película
comestível de cajá (A), trituração realizada antes da maceração enzimática em reator (B),
dorna vazia (C), dorna com película triturada e água (D), dorna após a maceração durante 3h
(E) e líquido obtido na maceração enzimática da película comestível de cajá, após a separação
da fase sólida (F e G). ............................................................................................................... 87
Figura 14 – Secagem em spray dryer dos extratos de carotenoides obtidos por maceração
enzimática de película comestível de cajá. Secagem do extrato direto em spray dryer (A),
secagem do extrato adicionado do adjuvante maltodextrina De 4,0 – 7,0 (B). ........................ 90
Figura 15 - Pó obtido após a maceração enzimática de película comestível de cajá em reator
de bancada, seguido de secagem em spray dryer: secagem do líquido de maceração (A),
secagem do líquido de maceração com ajuste de pH (B), secagem do líquido de maceração
com adição de maltodextrina (C), secagem do líquido de maceração com ajuste de pH e
adição de maltodextrina (D). .................................................................................................... 91
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Matriz do planejamento fatorial 2k completo, com valores reais e codificados das
variáveis independentes. ........................................................................................................... 43
Tabela 2 – Rendimento das frações após o processamentode cajá........................................... 45
Tabela 3 – Caracterização da película comestível de cajá, em base seca. ................................ 46
Tabela 4 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL. ............................. 47
Tabela 5 – Variáveis dependentes determinadas em cada condição experimental. ................. 49
Tabela 6 – Análise da variância para as respostas Y1, Y2, Y3 e Y4. ...................................... 50
Tabela 7 – Combinações das enzimas Pectinex XXL e Celluclast. ......................................... 64
Tabela 8 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL e Celluclast. ......... 70
Tabela 9 – Resultados das análises de grupos redutores totais (GRT), resíduo seco e teor de
carotenoides totais para as macerações enzimáticas utilizando combinações das preparações
comerciais Pectinex XXL e Celluclast. .................................................................................... 71
Tabela 10 – Valores de pH das amostras de maceração enzimática. ....................................... 72
Tabela 11 – Teor de grupos redutores totais (GRT), sólidos solúveis totais (SST), resíduo seco
e teor de carotenoides totais para amostra controle e amostra com ajuste de pH. .................... 73
Tabela 12 – Teor de grupos redutores totais na fase líquida de película de cajá. .................... 74
Tabela 13 – Teor de carotenoides na fase líquida e na fase sólida determinados na película de
cajá, com diferentes quantidades de água adicionada. ............................................................. 74
Tabela 14 – Porcentagem de recuperação de carotenoides na fase líquida de película de cajá.
.................................................................................................................................................. 75
Tabela 15 – Teor de carotenoides na fase aquosa e na fase sólida determinados na película de
cajá, utilizando maceração enzimática associada à utilização do ultrassom. ........................... 76
Tabela 16 – Teor de grupos redutores totais na fase aquosa de película de cajá. .................... 77
Tabela 17 – Resultados das análises realizadas após a maceração em reator de bancada de
película comestível de cajá. ...................................................................................................... 88
Tabela 18 – Resultados das análises realizadas nos pós obtidos na secagem por atomização. 92
Tabela 19 – Rendimento dos pós obtidos por secagem em spray dryer. .................................. 93
SUMÁRIO
INTRODUÇÃO ........................................................................................................................ 14
CAPÍTULO 1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ........................................................................ 16
1.1. Cajá .................................................................................................................................... 16
1.2. Resíduos agroindustriais .................................................................................................... 19
1.3. Carotenoides ...................................................................................................................... 22
1.4. Maceração enzimática ....................................................................................................... 26
CAPÍTULO 2. CARACTERIZAÇÃO E MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA PELÍCULA
COMESTÍVEL DE CAJÁ (Spondias mombin L.) ................................................................... 37
2.1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 37
2.2. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................... 38
2.2.1. Obtenção e preparação da película comestível de cajá................................................... 38
2.2.3. Caracterização da película comestível de cajá ............................................................... 40
2.2.4. Maceração enzimática da película comestível de cajá ................................................... 42
2.2.5. Atividade enzimática do complexo Pectinex XXL ........................................................ 43
2.2.6. Determinações analíticas na maceração enzimática ....................................................... 44
2.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ...................................................................................... 45
2.4. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 57
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................... 58
CAPÍTULO 3. INFLUÊNCIA DE FATORES FÍSICOS E FÍSICO-QUÍMICOS NA
MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ ........................ 62
3.1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 62
3.2. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................... 63
3.2.1. Teste 1: Avaliação de duas diferentes preparações enzimáticas comerciais na maceração
enzimática da película comestível de cajá ................................................................................ 64
3.2.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá ..... 64
3.2.3. Teste 3: Proporção película:água utilizada na maceração enzimática da película
comestível de cajá ..................................................................................................................... 65
3.2.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película
comestível de cajá ..................................................................................................................... 66
3.2.5. Determinações analíticas ................................................................................................ 67
3.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ...................................................................................... 69
3.3.1. Teste 1: Avaliação de duas diferentes preparações enzimáticas comerciais na maceração
enzimática da película comestível de cajá ................................................................................ 69
3.3.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá ..... 72
3.3.3. Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película
comestível de cajá ..................................................................................................................... 73
3.3.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película
comestível de cajá ..................................................................................................................... 75
3.4. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 78
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................... 79
CAPÍTULO 4. MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ
EM REATOR DE BANCADA ................................................................................................ 82
4.1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................. 82
4.2. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................... 83
4.2.1. Maceração enzimática em reator de bancada ................................................................. 83
4.2.2. Secagem do extrato ......................................................................................................... 84
4.2.3. Determinações analíticas ................................................................................................ 85
4.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO ...................................................................................... 86
4.3.1. Maceração enzimática .................................................................................................... 86
4.3.2. Secagem do extrato ......................................................................................................... 89
4.4. CONCLUSÃO ................................................................................................................... 94
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................... 95
ANEXO I .................................................................................................................................. 98
14
INTRODUÇÃO
As tendências do mercado mundial de alimentos apontam para alto crescimento
no consumo de produtos naturais, como as frutas e verduras. Nos últimos anos, o Brasil
apresentou expressivo crescimento no comércio internacional do agronegócio, consolidando
sua posição como um dos maiores produtores e exportadores de alimentos (BUENO;
BACCARIN, 2012). A fruticultura brasileira teve um ano de manutenção do desempenho
geral, 2011 apresentou volumes praticamente iguais aos obtidos anteriormente, 42.101
milhões de toneladas. O Brasil exporta 25 espécies de frutas frescas, no entanto, a
produtividade aumentou sem ocupar extensão maior. Nesse sentido, os produtores dos polos
estão buscando soluções para elevar a rentabilidade, investindo em variedades mais
produtivas (ANUÁRIO FRUTICULTURA, 2012).
O desenvolvimento da indústria conduz à produção de resíduos e no processo de
obtenção de alimentos, além do produto desejado são gerados subprodutos residuais. A
maioria dessas indústrias não tem qualquer plano para gerir os subprodutos formados devido
ao custo elevado da reutilização. Estes resíduos, quando gerados a partir de frutas podem ser
reutilizados em alimentos e rações, fertilizantes, biocombustível, óleos essenciais, pectinas,
recuperação de compostos como carotenoides e flavonoides, entre outros (DAMODARAN;
PARKIN; FENNEMA, 2010; YEPES; NARANJO; SÁNCHEZ, 2008). Os carotenoides,
especificamente, são compostos lipossolúveis que formam um dos mais importantes grupos
de pigmentos naturais encontrados na natureza e são insolúveis em meio aquoso. Embora as
principais fontes dos carotenoides sejam as plantas, eles são também encontrados nos micro-
organismos e nos animais, sendo armazenados em diferentes tecidos. No entanto, o conteúdo
de carotenoides nos frutos depende da espécie, variedade, safra e grau de maturação. A
distribuição destes compostos também apresenta variações consideráveis, sendo geralmente
mais concentrados na película do que na polpa de alguns frutos (RODRIGUEZ-AMAYA;
KIMURA, 1989).
Um fruto bastante promissor e que a literatura relata a presença de carotenoides é
o cajá (Spondias mombin L). O fruto possui sabor exótico e apresenta boas características
agroindustriais, como bom rendimento da polpa e teor de sólidos solúveis elevados, o que faz
de sua polpa uma das mais comercializadas e utilizadas na produção de sucos, néctares,
sorvetes, geleias e outros produtos no Norte e Nordeste do país (SACRAMENTO; SOUZA,
2000). O fruto pertence à família Anarcadiaceae, que apesar da grande importância
15
econômica ainda está em fase de domesticação. Essa espécie sofre diversos tipos de
exploração, dentre os quais se destaca o extrativismo que é a forma mais comum de obtenção.
O sabor característico deve-se ao elevado teor de glicídios e de vitamina C. O conhecimento
do valor nutritivo do cajá assume importância considerável, uma vez que a aplicação de
métodos eficientes de processamento é diretamente vinculada ao entendimento das
propriedades nutricionais desse fruto (RODRIGUES et al., 2010; ALMEIDA et al., 2009).
A aplicação de enzimas é utilizada para a extração de uma variedade de
compostos, incluindo a extração de carotenoides a partir de frutos ou resíduos de plantas. Essa
nova tecnologia é objeto de estudo contínuo e tem potencial para ser comercialmente atraente
(PURI; SHARMA; BARROW, 2012). O processo de maceração e liquefação é considerado
uma tecnologia limpa, a qual consiste em tratar o triturado com preparações enzimáticas
compostas por poligalacturonases e celulases a uma temperatura ótima por um determinado
período de tempo e promover uma hidrólise da parede celular (GRANERO et al., 2012).
Sabendo-se da presença de carotenoides no cajá, e principalmente em seus
resíduos, investigou-se a maceração enzimática na recuperação de carotenoides da película
comestível de cajá. A grande vantagem seria a transformação de um resíduo, sem valor
comercial, em ingredientes para utilização e aproveitamento em outros ramos da indústria.
Como objetivos específicos foram definidos:
• Caracterizar e quantificar o rendimento da película comestível de cajá a fim de
direcionar o processo de extração de carotenoides por maceração enzimática e assim
determinar a melhor condição para a realização da maceração enzimática de película
comestível de cajá.
• Avaliar a influência de fatores físicos e físico-químicos na maceração enzimática de
película comestível de cajá, como a adição de celulases à maceração, ajuste do pH, quantidade
de água adicionada e o uso do ultrassom associado à maceração enzimática na extração de
carotenoides presentes na película comestível de cajá.
• Realizar a maceração enzimática de película de cajá em reator de bancada e obter um
produto em pó através de secagem por atomização.
16
CAPÍTULO 1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
1.1. Cajá
O gênero Spondias é um fruto tropical da família Anacardiaceae, com cerca de 14
espécies em todo o mundo. Existem relatos de sua origem na Ásia e sua dispersão para as
Américas ocorreu no Eoceno Atlântico Norte ou por dispersões de longa distância através do
Pacífico. No Brasil, os representantes mais significativos têm como centro de diversidade o
bioma Caatinga e as florestas úmidas, sendo a Spondias mombin uma das espécies
espontâneas regionais com potencial socioeconômico promissor no cenário agroindustrial do
Nordeste brasileiro. Isso, devido sua qualidade sensorial e diversidade de formas de consumo
dos frutos, muito embora, em razão do seu caráter essencialmente extrativista, ainda
permaneça na condição de cultivos não domesticados, para os quais inexistem sistemas de
produção definidos (DUVALL, 2006; LEDERMAN; LIRA JÚNIOR; SILVA JÚNIOR,
2008).
A cajazeira é conhecida na Amazônia como taperebá e cajazeira miúda e em São
Paulo, Minas Gerais e Bahia como cajá pequeno ou mirim. As plantas são de porte alto com
frutos nuculânios perfumados, com mesocarpo carnoso, amarelo, de sabor agridoce e que se
desprendem da planta quando maduros, possuindo até 6 cm de comprimento, formato ovóide
ou oblongo, casca fina e lisa, polpa pouco espessa e ácida (GOMES, 2007; CAVALCANTE,
1996; SACRAMENTO; SOUZA, 2000).
O fruto é constituído de polpa, casca e semente (Figura 1), mas apenas a polpa
assume posição de destaque no tocante ao aspecto comercial (BOSCO et al., 2000). Os frutos
possuem excelente sabor e aroma, além de rendimento de 60% em polpa, sendo amplamente
utilizados na confecção de sucos, néctar, sorvetes, geleias, vinhos, licores. Alguns autores
afirmam que devido à sua acidez, normalmente não é consumido ao natural
(SACRAMENTO; SOUZA, 2000). A polpa de cajá tem sido exportada da região Nordeste
para todo o Brasil, sua colheita é feita manualmente, coletando-se os frutos maduros caídos no
solo, que pode comprometer a qualidade do fruto (MATA; DUARTE; ZANINI, 2005; BRITO
et al., 2008). Nos Estados produtores o período de safra é variável, sendo de maio a julho na
Paraíba, fevereiro a maio no Sudeste da Bahia e janeiro a maio no Estado do Ceará. A
17
comercialização dos frutos é feita em feiras livres, às margens de rodovias próximas às
unidades de produção e nas indústrias de processamento de polpas.
Figura 1- Fruto da cajazeira em diversos tamanho (A), fruto da cajazeira em tamanho médio (B) e fruto em corte transversal (C).
A cajazeira ainda não é cultivada em escala comercial e de exploração extrativa,
sendo considerada planta em domesticação, mesmo assim tem participação crescente no
agronegócio da região Nordeste. Para que se promova a viabilidade econômica a nível
comercial da cajazeira, é necessário que a pesquisa se aprofunde no conhecimento de
caracteres específicos da planta visando a solução de problemas tecnológicos que resultem na
otimização do rendimento e qualidade dos frutos, tanto para consumo ao natural como para
processamento agroindustrial (LIRA JUNIOR et al., 2005).
Apesar do impacto das frutas na economia brasileira e, com o conhecimento de
seus atributos como fontes de diversas vitaminas, carboidratos, sais minerais e lipídios, aliado
às suas qualidades organolépticas, pouco se sabe sobre o potencial de uso de algumas
frutíferas e sua importância no agronegócio brasileiro (MOREIRA et al., 2002).
O cajá, por ser considerado um fruto muito perecível, tem na extração da sua
polpa um menor desperdício de matéria-prima, entre as operações mais comumente
empregadas na indústria de alimentos para a utilização de frutas (MATTIETTO et al., 2010).
No entanto, por melhor que seja o método aplicado, ocorrem perdas de nutrientes. Os
carotenoides, por exemplo, se concentram nas camadas mais externas e são perdidos em
processos que exigem a retirada da casca (MATTIETTO et al., 2010, apud SGARBIERI,
1987). Segundo Rodriguez-Amaya (2008), a retirada da casca de frutas e a extração de seu
suco resultam em perdas substanciais de carotenoides, podendo superar as perdas em
tratamentos térmicos.
Dentre os trabalhos que vem sendo realizados com o cajá, a maioria utiliza sua
polpa como estudo. Bastos et al. (1997) estudaram o desenvolvimento das empresas de
18
beneficiamento de frutas como o cajá nos estados do Ceará e Rio Grande do Norte, e
diagnosticaram que mesmo com o aumento crescente de indústrias de polpa de frutas no
Nordeste, estas ainda se enquadram como micro empresas e não dispõem de equipamentos
necessários para produção elevada de polpas. Assis et al. (2006) realizaram um trabalho de
medição das propriedades termofísicas como condutividade térmica, difusividade térmica,
densidade e viscosidade aparente de suco de cajá. Cavalcante et al. (2009) avaliaram as
características físicas e químicas de cajás oriundos de plantas espontâneas localizadas na
Microrregião do Brejo Paraibano, visando o consumo in natura e verificaram que os frutos
possuíam grande variação nas suas características físicas, sendo necessário uma
caracterização em relação a cada município em que as plantas estão disseminadas. As
características físico-químicas e a composição centesimal da polpa de cajá congeladas foram
estudadas por Monção et al. (2010), onde os autores detectaram grande heterogeneidade do
produto final.
Rodriguez-Amaya e Kimura (1989) determinaram a composição de carotenoides e
o valor de vitamina A do cajá, detectando e identificando 7 carotenoides como o α-caroteno,
β-caroteno, γ-caroteno, zeinoxantina, criptoxantina, criptoflavina e luteína. A polpa com casca
apresentou um conteúdo total de carotenoides de 25,8 µg/g, o conteúdo total da polpa foi de
17 µg/g. Em termos de vitamina A, a remoção da casca causa um decréscimo de
aproximadamente 30%. Desta forma, estes autores sugerem que em termos nutricionais é
melhor se consumir o cajá com a casca, que segundo Silva et al. (1997) também é chamada de
película comestível.
Tiburski et al. (2011) avaliaram a composição centesimal, conteúdo de minerais,
compostos fenólicos totais, atividade antioxidante e caracterizaram os carotenoides da polpa
congelada do cajá. Os resultados indicaram uma quantidade importante de potássio e cobre, e
identificaram cinco carotenoides, β-criptoxantina, luteína, zeinoxantina, α e β caroteno, sendo
β-criptoxantina a principal, representando o nível elevado de atividade pró-vitamínica A na
polpa. Os autores afirmam que uma porção de 100 g de polpa de cajá pode fornecer mais de
37% da dose diária recomendada de vitamina A.
Silva et al. (2012c) avaliaram a presença de compostos bioativos, polifenóis
extraíveis e a atividade antioxidante de frutos da cajazeira (Spondias mombin L.),
provenientes de genótipos clones e pés-franco. A atividade antioxidante apresentou um
percentual de inibição da oxidação superior a 75% para os genótipos em estudo e a polpa de
cajá apresentou elevado poder antioxidante, estando correlacionados com os flavonoides,
carotenoides amarelos, e a clorofila.
19
Outros estudos também estão sendo realizados com componentes do cajá. Silva et
al. (2012b) investigaram a secagem do bagaço de cajá usando um secador de bandejas de
convecção com a finalidade de avaliar a influência da temperatura, velocidade do ar de
secagem e a espessura do material no teor de umidade do bagaço de cajá. Vieira (2010)
estudou os parâmetros para a maceração enzimática de película comestível de cajá com o
intuito de recuperar carotenoides. Ferreira et. al. (2011) utilizaram o resíduo do cajá como
meio de fermentação em estado sólido para verificar o efeito do tempo de fermentação e
umidade sobre a atividade específica da enzima endoglucanase produzida, sob a ação do
fungo Aspergillus niger, concluindo que a biotransformação do resíduo de cajá sob
fermentação em estado sólido é uma forma viável de obtenção da enzima endoglucanase.
Silva et al. (2012a) determinaram a composição química, antioxidante e atividade
antimicrobiana de espécies de Spondias para justificar seu uso etnofarmacológico, enfatizando
que as folhas de Spondias tuberosa e Spondias mombin L. tem sido utilizada para fins
medicinais. O resultado do trabalho foi satisfatório verificando dentre os fatores estudados
que os extratos de Spondias demonstraram alto rendimento de flavonoides.
Apesar de existirem poucas informações tecnológicas a respeito do seu
processamento. A literatura especializada apresenta poucos trabalhos, não muito abrangentes,
cujos resultados são de pouco alcance em função da restrita divulgação (MENDONÇA et al.,
2008).
1.2. Resíduos agroindustriais
As normas que definiam e regulavam a gestão de resíduos sólidos, até 2010,
tinham como características sua dispersão em corpos legais diferentes, às vezes, conflitantes
entre si, emanados de órgãos públicos também diferentes, com normas estabelecidas com
objetivos diversos nos três níveis de poder e nos três poderes da República (GODOY, 2013).
De acordo com a recente Lei 12.305, decretada em 2010 e que institui a Política
Nacional dos Resíduos Sólidos, a definição de resíduos sólidos por Brasil (2010) é: material,
substância, objeto ou bem descartado resultante de atividades humanas em sociedade, a cuja
destinação final se procede, se propõe proceder ou se está obrigado a proceder, nos estados
sólido ou semissólido, bem como gases contidos em recipientes e líquidos cujas
particularidades tornem inviável o seu lançamento na rede pública de esgotos ou em corpos
20
d’água, ou exijam para isso soluções técnicas ou economicamente inviáveis em face da
melhor tecnologia disponível.
Della, Kühn e Hotza (2005) avaliaram os processos de reciclagem de resíduos
agroindustriais e sugeriu que estes resíduos não podem mais ser definidos como lixo, e sim
como substâncias residuais possíveis de serem utilizadas como matéria-prima ou como fonte
de energia.
Dentro do contexto da legislação os resíduos da indústria de frutas, podem ser
classificados como resíduos industriais, pois são gerados nos processos produtivos e
instalações industriais. Ultimamente a pesquisa esteve centrada no aumento da capacidade e
sofisticação dos sistemas de gestão dos resíduos, onde uma vertente em crescimento é a
conversão ou isolamento de compostos bioativos ou produtos químicos de alto valor dos
resíduos agrícolas, principalmente provenientes da indústria de frutas e vegetais (SUDTO;
PORNPAKAKUL; WANICHWECHARUNGRUANG, 2009).
Nas últimas três décadas ocorreram grandes transformações na relação do homem
com o meio ambiente, em especial no processo produtivo. Desta forma, as empresas foram
impulsionadas a buscar uma resposta e uma adequação às questões ambientais. Até pouco
tempo, as exigências relacionadas com proteção ambiental eram consideradas como
empecilhos ao crescimento da produção. No entanto, é possível evidenciar que ocorreu um
processo evolutivo em relação aos aspectos ambientais, e o que antes era considerado como
ameaça passou a ser visto como oportunidade empresarial (BERTOLINO, 2012).
Existem consideráveis perdas de produtos agrícolas nas diversas etapas da cadeia
produtiva desde a produção no campo até o momento de consumo. O aproveitamento das
matérias-primas vegetais pode chegar até 85% e a quantidade de resíduos gerados podem
chegar a 30%. A geração de resíduos sólidos deve ser prevenida, mas se for inevitável é
necessário que seja minimizada o quanto possível. A implementação de um sistema de
reciclagem para resíduo sólido gerado pelo processamento de frutas na indústria é importante,
uma vez que agrega valor econômico ao bagaço de frutos reduzindo problemas ambientais e
resultando em atividade industrial (OLIVEIRA et al., 2012; BERTOLINO, 2012; SILVA et
al., 2012b).
Em toda cadeia produtiva de alimentos de origem vegetal ocorre perda
significativa devido a inúmeros fatores, tais como o amadurecimento, colheita tardia, excesso
de chuva, seca, formas inadequadas de armazenamento, falta de planejamento e a não
utilização integral dos vegetais. Dentre as várias alternativas já existentes para evitar
desperdício, destaca-se o aproveitamento de partes usualmente não consumíveis, que
21
normalmente apresentam valor nutricional relevante. As cascas das frutas e verduras possuem
grande quantidade de vitaminas e sais minerais e muitas vezes auxiliam em tratamentos e
prevenções de doenças (DAMIANI et al., 2011).
Na indústria de processamento de frutas e hortaliças o principal entrave está
associado à significativa quantidade de resíduos orgânicos que são gerados. Inúmeros
procedimentos são criados para utilização desses materiais, transformando-os em bagaços
para produção de enzimas lignocelulolíticas ou produtos como etanol, enzimas, ácidos
orgânicos, aminoácidos e metabólitos secundários biologicamente ativos (MIGUEL et al.,
2008; ALEXANDRINO, 2007).
A gestão agroindustrial apoia uma tecnologia limpa com o gerenciamento
adequado dos resíduos produzidos. Este tipo de tecnologia aplicado ao processamento de
frutas pode minimizar a produção de bagaço/resíduos/cascas e ainda otimizar o processo para
que o máximo de suco seja extraído, diminuindo as perdas do processo, bem como a
utilização do resíduo para obtenção de produtos com maior valor agregado (OLIVEIRA et al.,
2006).
Resíduos do cacau, por exemplo, possuem grande viabilidade para utilização, o
farelo e a casca do fruto do cacaueiro constituem os resíduos gerados em maior quantidade.
Normalmente são aproveitados para produção de biogás, biofertilizantes, briquetes e também
como substrato na produção de enzimas (PIRES et al., 2004; GONZALES et al., 2013).
Li et al. (2006) afirmam que a romã é uma importante fonte de compostos
bioativos e tem sido usada na medicina popular por muitos séculos. Em estudos realizados
pelos autores foi descoberto que a casca de romã teve a maior atividade antioxidante das
frações de casca, polpa e sementes de 28 tipos de frutas comumente consumidas na China,
além de grande quantidade de compostos fenólicos sendo responsável pela sua capacidade
antioxidante.
Alcântara, Almeida e Silva (2007) avaliaram a caracterização físico-química do
bagaço seco do pedúnculo do caju para sua utilização em um processo de fermentação com a
finalidade de produzir pectinases. Os autores afirmam que o aproveitamento integral do caju
(Anacardium occidentale L) é uma meta a ser alcançada pela indústria do beneficiamento da
castanha, que considera o pedúnculo dessa fruta um resíduo.
Uchoa et al. (2008) estudaram os parâmetros físico-químicos e o teor de fibra
bruta e fibra alimentar dos resíduos do bagaço do caju, bagaço da goiaba e casca do maracujá,
obtidos do processamento de polpa de fruta e transformados em pós alimentícios. Os autores
concluíram que os pós alimentícios dos resíduos de caju, goiaba e maracujá são fontes
22
importantes de vitamina C e apresentam alto índice de fibra bruta e alimentar e que, de forma
geral, os pós alimentícios obtidos de resíduos de frutas são ricos em fibras e outros
componentes, podendo ser aproveitados na formulação de novos produtos alimentícios.
Sousa et al. (2011) realizaram um estudo visando a caracterização nutricional dos
resíduos de polpas de frutas tropicais e a quantificação dos principais compostos
antioxidantes. O foco principal era a perspectiva de uma melhor utilização destes resíduos,
agregando valor. Os frutos avaliados foram goiaba, acerola, abacaxi, cupuaçu, bacuri e
graviola. Com este estudo foi possível perceber que os resíduos industriais apresentaram
quantidades variáveis de macro nutrientes, apresentando elevado teor de água e reduzido teor
de calorias; e os resíduos das polpas de acerola e goiaba se destacaram como fontes potenciais
de carotenoides totais, fenólicos totais e vitamina C, possibilitando a inserção destes resíduos
no desenvolvimento de novos produtos alimentícios, agregando valor nutricional e
antioxidante e diminuindo a contaminação ambiental por resíduos industriais.
Ainda existem poucas alternativas para a utilização da maior parte dos resíduos
vegetais, sendo esses dispostos no ambiente, utilizados como fertilizantes orgânicos ou na
alimentação animal. Os consumidores estão exigindo cada vez mais a extinção do uso de
produtos químicos em frutas e hortaliças com a intenção de aproveitar melhor as substâncias
que ocorrem naturalmente nestes alimentos. A composição dos resíduos do processamento de
alimentos é extremamente variada e depende tanto da natureza da matéria-prima como da
técnica de produção empregada, as cascas, por exemplo, são constituídas basicamente por
carboidratos, proteínas e pectinas, o que possibilitaria seu aproveitamento dentro da indústria,
podendo-se tornar uma alternativa viável para resolver o problema da eliminação dos
resíduos, além de aumentar seu valor comercial (MIGUEL et al., 2008; KALPNA; MITAL;
SUMITRA, 2011).
1.3. Carotenoides
Os produtos naturais são utilizados pela humanidade desde tempos antigos. A
grande extensão territorial brasileira e as condições climáticas fazem com que a flora possua
inúmeras espécies vegetais consideradas importantes matérias-primas e algumas já
incorporadas ao hábito alimentar dos brasileiros, mesmo sendo pouco conhecidas e
potencialmente benéficas (PEREIRA; CARDOSO, 2012). A produção contínua de radicais
23
livres durante os processos metabólicos levou ao desenvolvimento de muitos mecanismos de
defesa antioxidante para limitar os níveis intracelulares e impedir a indução de danos. Os
antioxidantes são agentes responsáveis pela inibição e redução das lesões causadas pelos
radicais livres nas células (BIANCHI; ANTUNES, 1999). As frutas, verduras e legumes,
principalmente, contêm agentes antioxidantes, tais como as vitaminas C, E e A, a clorofilina,
os flavonoides, carotenoides e outros que são capazes de restringir a propagação das reações
em cadeia e as lesões induzidas pelos radicais livres.
Os alimentos de origem vegetal são produtos de grande interesse quando
relacionados ao fornecimento de macro e micronutrientes, pois contêm uma série de
substâncias consideradas essenciais para a saúde humana. A dieta habitual fornece também
alguns compostos químicos, presentes, em sua maioria, em frutas e hortaliças, que exercem
uma potente atividade biológica. Alguns autores nomeiam estes compostos como bioativos, e
podem desempenhar diversos papéis em benefício da saúde humana. Estes compostos
bioativos são constituintes extras nutricionais e ocorrem tipicamente em pequenas
quantidades nos alimentos. Estudos baseados em dietas ricas em alimentos de origem vegetal
apresentam resultados interessantes sugerindo que esses alimentos são capazes de exercer
influência na redução do risco do desenvolvimento de doenças crônicas como
cardiovasculares, cânceres, distúrbios metabólicos, doenças neurodegenerativas e
enfermidades inflamatórias (MARTÍNEZ-NAVARRETE; VIDAL; LAHUERTA, 2008;
COZZOLINO, 2005).
Os carotenoides são pigmentos naturais amplamente distribuídos, responsáveis
pelas cores amarela, laranja e vermelha de frutas, raízes, flores, pescados, invertebrados e
pássaros, que apesar de não sintetizarem tais moléculas, podem obtê-las a partir do consumo
de alimentos de origem vegetal (RIBEIRO; SERAVALLI, 2004).
O nome carotenoides é derivado do nome científico da cenoura - Daucus carote,
reconhecido por Wackenroder em 1831 como a primeira fonte de caroteno (MORAIS, 2006,
apud GOODWIN, 1952). Atualmente, já foram identificados mais de 600 exemplares de
carotenoides, classificados estruturalmente em sete tipos diferentes e distribuídos em várias
formas isoméricas (FONTANA, et al., 2000). Os carotenoides dos alimentos são
tetrapernoides (C40) formados pela união de oito unidades isoprenoides (C5). A característica
marcante deste composto é o sistema extenso de duplas ligações conjugadas, responsável por
suas propriedades e funções, sendo considerado um sistema cromóforo, responsável pela cor
dos carotenoides. Denominam-se coletivamente como carotenos e os que contêm oxigênio se
denominam xantofilas. Podem ser acíclicos, monocíclicos ou bicíclicos. A ciclização ocorre
24
em um, ou ambos, extremos da molécula, formando um ou dois anéis β, ou anéis ε
(RODRIGUEZ-AMAYA; KIMURA; AMAYA-FARFAN, 2008; RODRIGUEZ-AMAYA,
1999).
A característica estrutural dos carotenoides (Figura 2) consiste em alternar
ligações carbono-carbono simples e duplas. Esta parte da molécula é responsável pela
capacidade de absorção de luz na região visível, e em consequência, uma grande capacidade de
coloração. É necessário pelo menos sete ligações duplas conjugadas para que um carotenoide
produza a cor amarelo suave. A cor se acentua, à medida que o sistema conjugado se estende. A
ciclização causa impedimento, por isso o β-caroteno e o ζ-caroteno são de cor laranja e vermelho-
laranja respectivamente, ainda que tenham o mesmo número de ligações duplas conjugadas que o
licopeno (onze), de cor vermelha. A intensidade e matiz das cores nos alimentos dependem de
quais carotenoides estão presentes, suas concentrações e estado físico. As frutas em geral, têm
baixos níveis de pró-vitamina A quando relacionadas a plantas com folhas, no entanto, são
geralmente bem aceitas por crianças e adultos. Acredita-se que a pró-vitamina A das frutas
são mais biodisponíveis (RODRIGUEZ-AMAYA, 1999). Por causa da estrutura molecular
dos carotenoides e dos muitos fatores que afetam sua bioconversão em retinol, a atividade
biológica de carotenoides em pró-vitamina A não é equivalente ao de retinol. Estudos relatam
que 1 mg de retinol é equivalente a 12 mg de β - caroteno de frutas e 26 mg de β-caroteno em
vegetais folhosos (NESTEL; NALUBOLA, 2003).
25
Figura 2 - Estrutura de alguns carotenoides.
Fonte: pubchem.ncbi.nlm.nih.gov (2013)
Os carotenoides parecem desempenhar alguns papéis fundamentais na saúde
humana, sendo essenciais para a visão. Os efeitos benéficos de carotenoides contra cânceres,
doenças de coração e degeneração macular foram reconhecidos e estimularam intensas
investigações sobre o papel desses compostos como antioxidantes e como reguladores de
26
resposta do sistema imune (CASTENMILLER et al., 1999; UENOJO; MARÓSTICA
JUNIOR; PASTORE, 2007).
Rodriguez-Amaya e Kimura (1989) determinaram a composição de carotenoides e
o valor de vitamina A do cajá, onde a polpa com a casca apresentou um conteúdo total de 25,8
µg/g de carotenoides, onde 64% era constituído por β-criptoxantina.
Lima, Mélo e Lima (2002) realizaram estudos com pitanga roxa e vermelha e
observaram que o teor de carotenoides totais do fruto maduro foi maior do que no semi
maduro, entretanto a quantidade deste fitoquímico foi significativamente mais elevada na
pitanga roxa do que na vermelha. Em polpa de acerola recém-processada não congelada,
foram identificados β-caroteno, β-criptoxantina e α-caroteno (AGOSTINI-COSTA; ABREU;
ROSSETI, 2003). Na polpa in natura e farinha de bacuri foram encontrados, por ordem
decrescente de concentração, β-caroteno, ζ-caroteno e β-zeacaroteno (HIANE et al., 2003).
Sentanin e Rodriguez-Amaya (2007) determinaram os principais carotenoides
presentes em três cultivares de mamão e três cultivares de pêssego. Nas variedades de mamão
foi encontrado licopeno, β-criptoxantina e β-caroteno como principais carotenoides, sendo o
primeiro majoritário. Fonseca et al. (2007) objetivaram explicar as diferenças na coloração da
polpa e da casca entre os frutos dos mamoeiros Sunrise Solo e Golden, e ao realizarem a
análise de carotenoides totais perceberam que a casca possuía um teor superior à polpa.
Huber et al. (2012) investigaram a caracterização química e o potencial
antioxidante de resíduos de manga Ubá e concluiu que o resíduo agroindustrial da casca de
manga tem um expressivo potencial de utilização como fonte alternativa de compostos
antioxidantes.
1.4. Maceração enzimática
A maceração enzimática, também tratada como liquefação enzimática, tem por
objetivo degradar os polissacarídeos da parede celular e favorecer o rendimento da extração
do suco, assim como a liberação de compostos funcionais presentes nos frutos, como
carotenoides, antocianinas, vitaminas, polifenois, entre outros (GRASSIN;
FAUQUEMBERGUE, 1996; RODRIGUES; FERNANDES, 2012).
A parede celular (Figura 3) é composta por várias camadas. A lamela média é a
camada mais externa que faz a coesão entre as células e é composta principalmente de
27
pectinas. A parede celular primária localiza-se após a lamela média e a secundária liga-se
imediatamente do lado de dentro da parede primária, ambas consistem de microfibrilas de
celulose trançadas em conjunto num padrão irregular, embebidas numa matriz amorfa
composta de hemiceluloses, pectinas e proteínas (CHITARRA; CHITARRA, 2005).
Figura 3 – Estrutura da parede celular vegetal.
Fonte: nature.com (2013)
A celulose encontrada na parede celular das plantas é a biomolécula mais
abundante na natureza. É produzida na forma de microfibrilas de celulose, (semi)-cristalina
em cadeias lineares de β-1,4-D-glicose ligadas por pontes de hidrogênio. Cada microfibrila de
celulose consiste de aproximadamente 36 cadeias lineares de glicose, cuja organização
determina as propriedades mecânicas da célula e promovem o suporte e resistência à parede
celular. Em geral, a parede primária contém de 10 a 40% de celulose e a secundária
aproximadamente 40 a 60%. As hemiceluloses são formadas por diversos grupos de
polissacarídeos, interligados às microfibrilas de celulose. (DELMER, 1999; MACNEIL et al.,
1984).
As substâncias pécticas encontram-se na parede celular vegetal e podem ser
degradadas por enzimas pectinolíticas, produzidas em diferentes combinações pelas plantas e
por micro-organismos como fungos e bactérias. São muito utilizadas nas indústrias de sucos
de frutas para reduzir viscosidade e melhorar e aumentar a eficiência de filtração e de
clarificação; no tratamento preliminar da uva em indústrias vinícolas; na maceração,
liquefação e extração de tecidos vegetais; na fermentação de chá, café e cacau; para melhorar
a extração de óleos vegetais e na extração de polpa de tomate. São também utilizadas para
28
reduzir o amargor excessivo em cascas de citrus, restaurar o aroma perdido durante secagem e
melhorar a firmeza de pêssego e picles processados. A infusão de pectinase e β-glicosidase
aumentam o aroma e as substâncias voláteis de frutas e vegetais e aumenta a quantidade de
agentes antioxidantes em óleo de oliva extra virgem (UENOJO; PASTORE, 2007).
Enzimas são catalisadores biológicos, de natureza principalmente proteica, que
participam de várias reações bioquímicas, tendo como fundamental o controle metabólico.
Estas moléculas aceleram reações termodinamicamente favorecidas, sendo extremamente
versáteis e de elevada importância nos processos biotecnológicos (COELHO; SALGADO;
RIBEIRO, 2008).
As pectinases são enzimas hidrolíticas, cuja definição e classificação se faz com
base na parte galacturano da molécula de pectina que é atacada. Embora o ácido D-
galacturônico seja o principal constituinte das substâncias pécticas, proporções variáveis de
outros açúcares, tais como D-galactose, L-arabinose, D-xilose, L-ramnose, L-fucose e traços
de 2-O-metilfucose também podem ser encontrados (LEITÃO et al., 1995).
Tais enzimas são produzidas e vendidas por diversas empresas industriais. Os
componentes majoritários das pectinases são a pectinesterase, pectinaliase e poligalacturonase
(COELHO; SALGADO; RIBEIRO, 2008).
A influência da adição de preparações comerciais de celulase e pectinase na
fermentação natural de raízes de mandioca para produção da puba foi avaliada por Menezes,
Sarmento e Daiuto (1998). Os autores constataram que atividades de celulases, xilanase e
poligalacturonase aumentaram durante a fermentação natural e ao adicionar os preparados
comerciais, o aumento foi maior do que o esperado pela fermentação natural.
Com o objetivo de aumentar o rendimento durante o processo de extração da
polpa de cupuaçu, estudos foram realizados utilizando dois tipos de preparações enzimáticas
de ação pectolítica (Citrozym-L e Rohament PL) adicionados à polpa bruta. Após todo o
processo, obteve-se a polpa, e o rendimento foi comparado com a polpa-controle, obtendo
assim um rendimento próximo a 60%, quando adicionada a preparação enzimática Citrozym-
L acima da concentração de 300 ppm (BASTOS et al., 2002).
Aquino (2008) realizou um estudo onde o objetivo era encontrar uma condição de
maceração enzimática da polpa de bacuri para a obtenção de uma bebida. Foram testadas
cinco preparações enzimáticas de caráter pectinolítico, onde a melhor condição indicou a
utlização da preparação Viscozyme L, com tratamento enzimático de 40 minutos, sendo
realizada homogeneização de 20 segundos e diluição da polpa em água na proporção de 1:2,
respectivamente.
29
Granero et al. (2012) objetivaram diminuir a produção de resíduos no
processamento de sucos de maçã e caracterizar os perfis dos bagaços em relação ao teor de
fibras totais, cinzas e lignina após os tratamentos com a preparação enzimática. Utilizaram as
preparações Novozym 33102 e Ultrazym®AFP-L, onde a melhor condição de trabalho foi
encontrada a 50°C com rendimento de 2,13% em relação à amostra inicial.
Em estudo com resíduos sólidos de framboesa a hidrólise com mistura de água e
álcool e aplicação 12 preparações enzimáticas comerciais demonstrou que uma concentração
mais elevada de enzima melhora significativamente a extração de antioxidantes fenólicos
(LAROZE; SOTO; ZÚÑIGA, 2010). Papaioannou e Karabelas (2012) realizaram um estudo
para extrair o licopeno de cascas de tomate, os autores utilizaram a associação da maceração
enzimática e extração com surfactante. Os resultados mostraram que a recuperação de
licopeno a partir da casca de processamento de tomate pode ser maior ao associar as duas
tecnologias (maceração enzimática e extração com surfactante). Ao utilizar o pré-tratamento
com enzimas o rendimento aumentou cerca de seis vezes.
Sabajanes et al. (2012) utilizaram hidrólise enzimática para extrair
oligossacarídeos a partir da pectina da casca de laranjas. Para isso realizaram o processo em
duas etapas: a extração de açúcar dos resíduos e posteriormente a hidrólise enzimática do
sólido extraído. Na hidrólise enzimática utilizaram duas preparações comerciais de enzimas,
Celluclast e Viscozyme. Foram desenvolvidos modelos matemáticos para esta finalidade,
conseguindo rendimento de 7,5 kg de gluco-oligossacarídeos, 4,5 kg de galacto-
oligossacarídeos, 6,3 kg de arabino-oligossacarídeos e 13 kg de oligogalacturonídeos, isso ao
utilizar 100 kg de substrato.
A maceração enzimática também foi utilizada para extrair flavonoides de cascas
de espinheiro-marítimo, onde os resíduos foram tratados com enzimas celulolíticas e a
extração chegou a 8 mg/g de resíduo(JIAO et al., 2012). Em raízes de jicama (Pachyrhizus
erosus), o processo foi capaz de aumentar o rendimento do suco empregando o complexo
enzimático Pectinex Ultra SP-L (RAMOS-DE-LA-PEÑA et al., 2012). Saxena et al. (2012)
fizeram vários tratamentos enzimáticos em sumo de melancia, onde diferentes concentrações
de enzima (0,01 a 0,1%), intervalo de tempo (20 a 120 min.) e temperaturas (30 a 50 ºC)
foram utilizadas para avaliar os efeitos no processamento. Os autores obtiveram como
resultado uma recuperação máxima de suco, com aproximadamente 86%, e uma diminuição
na viscosidade.
30
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AGOSTINI-COSTA, T.S.; ABREU, L.N.; ROSSETTI, A.G. Efeito do congelamento e do tempo de estocagem da polpa de acerola sobre o teor de carotenoides. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 25, n. 1, p. 56-58, 2003. ALCÂNTARA, S.R.; ALMEIDA, F.A.C.; SILVA, F.L.H. emprego do bagaço seco do pedúnculo do caju para posterior utilização em um processo de fermentação semi-sólida. Revista Brasileira de Produtos Agroindustriais, v.9, n.2, p.137-142, 2007. ALEXANDRINO, A. M. Aproveitamento do resíduo de laranja para a produção de enzimas lignocelulolíticas por Pleurotus ostreatus (Jack:Fr), Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 27, n. 2, p. 364-368, 2007. AQUINO, A.C. Otimização da maceração enzimática da polpa de bacuri (Platonia
insignis mart.). 2008. 116f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos) – Centro de Ciências Agrárias, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2008. ASSIS, M.M.M.; LANNES, S.C.S.;·TADINI, C.C.; TELIS, V.R.N. TELIS-ROMERO, J. Influence of temperature and concentration on thermophysical properties of yellow mombin (Spondias mombin L.). European Food Research Technology, n. 223, n. 5, p. 585-593, 2006. BASTOS, M.S.R; FEITOSA, T.; OLIVEIRA, M.E.B.; PIMENTEL, C.R.M. Check-list da produção de polpa congelada de frutos tropicais (cajá, caju e acerola) nos estados do Ceará e Rio Grande do Norte. Boletim do Centro de Processamento de Alimentos, v. 15, n. 2, p. 143-148, 1997. BASTOS, M.S.R.; GURGEL, T.E.P.; SOUSA FILHO, M.S.M; LIMA, I.F.B.; SOUZA, A.C.R.; SILVA, J.B. efeito da aplicação de enzimas pectinolíticas no rendimento da extração de polpa de cupuaçu. Revista Brasileira de Fruticultura., v. 24, n. 1, p. 240-242, 2002. BERTOLINO, M.T. Sistemas de gestão ambiental na indústria alimentícia. Ed. Artmed, Porto Alegre, 157p., 2012. BIANCHI, M.L.P. ; ANTUNES, L.M.G. Radicais livres e os principais antioxidantes da dieta. Revista de Nutrição, v. 12, n. 2, p. 123-130, 1999. BOSCO, J.; SOARES, K.T.; FILHO, S.P.A.; BARROS, R.V. A cultura da cajazeira. João Pessoa: EMEPA-PB. Documentos, 28, 2000. BRASIL. Decreto nº 7.404, de 23 de dezembro de 2010. Regulamenta a Lei nº 12.305, de 2 de agosto de 2010, que institui a Política Nacional de Resíduos Sólidos, cria o Comitê Interministerial da Política Nacional de Resíduos Sólidos e o Comitê Orientador para a Implantação dos Sistemas de Logística Reversa, e dá outras providências. Diário Oficial [da] República Federativa do Brasil. Disponível em:
31
<http://www.planalto.gov.br/ccivil_03/_ato2007-2010/2010/lei/l12305.htm>. Acesso em: 12 jul. 2013. BRITO, C. H. Termoterapia para o controle de patógenos em pós-colheita em frutos de cajazeira. Acta Scientiarum, Agronomy, v. 30, n. 1, p. 19-23, 2008. CASTENMILLER, J.J.M.; WEST, C.E.; LINSSEN, J.P.H.; VAN HET HOF, K.H.; VORAGEN, A.G.J. The food matrix of spinach is a limiting factor in determining the bioavailability of β-carotene and to a lesser extent of lutein in humans. The Journal of Nutrition, v. 129, n. 2, p. 349-355, 1999. CAVALCANTE, L.F.; LIMA, E.M.; FREIRE, J.L.O., PEREIRA, W.E.; COSTA, A.P.M.; CAVALCANTE, I.H.L. Componentes qualitativos do cajá em sete municípios do brejo paraibano. Acta Scientiarum. Agronomy, v. 31, n. 4, p. 627-632, 2009. CAVALCANTE, P. B. Frutas comestíveis da Amazônia. 6. ed. Belém: CNPq/Museu Paraense Emílio Goeldi, 1996. CHITARRA, M.I.F.; CHITARRA, A.B. Pós-colheita de Frutos e Hortaliças: Fisiologia e Manuseio. 2ª ed. revista e ampliada, Lavras: UFLA, 2005. COELHO, M.A.Z.; SALGADO, A.M.; RIBEIRO, B.D. Tecnologia Enzimática. EPUB, FAPERJ, Petrópolis, RJ, 2008. COZZOLINO, S. M. F. Biodisponibilidade de nutrientes. Barueri: Manole, 2005. 878p. DAMIANI, C.; SILVA, F.A.; RODOVALHO, E.C.; BECKER, F.S.; ASQUIERI, E.R.; OLIVEIRA, R.A.; LAGE, M.E. Aproveitamento de resíduos vegetais para produção de farofa temperada. Alimentos e Nutrição, v. 22, n. 4, p. 657-662, 2011. DELLA, V.P.; KÜHN, I. ; HOTZA, D. Reciclagem de resíduos agroindustriais: cinza de casca de arroz como fonte alternativa de sílica. Cerâmica Industrial, v. 10, p. 22-25, 2005. DELMER, D.P. Cellulose biosynthesis: Exciting times for a difficult field of study. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. Palo Alto, v.50, p.245-276, 1999. DUVALL, C.S. On the origin of the tree Spondias mombin in Africa. Journal of Historical Geography, v. 32, n. 2, p. 249-266, 2006. FERREIRA, A.N.; PACHECO, C.S.V.; TAVARES, I.M.C.; ROCHA, T.J.O.; FRANCO, M. Aplicação da fermentação em estado sólido na biotransformação do resíduo do cajá. Revista Acadêmica: Ciências Agrárias e Ambientais, v. 9, n. 2, p. 207-213, 2011. FONSECA, M.J.O.; LEAL, N.R.; CENCI, S.A.; CECON, P.R.; BRESSAN-SMITH, R.E.; BALBINO, J.M.S. Evolução dos pigmentos durante o amadurecimento de mamão “Sunrise Solo” e “Golden”. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 29, n. 3, p. 451-455, 2007.
32
FONTANA, J. D.; MENDES, S. V.; PERSIKE, D. S.; PERACETTA, L. F.; PASSOS, M. Carotenoides - cores atraentes e ação biológica. Biotecnologia Ciência e Desenvolvimento, v. 13, n. 1, p. 40-45, 2000. GRANERO, J.C.; BARBOSA, R.; ALMEIDA, D.M.; PINHEIRO, L.A.; SAUER, E.; WOSIACKI, G.; PRESTES, R.A. Mudanças no perfil do bagaço de maçã tratado com enzimas industriais. Revista Brasileira de Tecnologia Agroindustrial, v. 6, n. 2, p. 864-875, 2012. GRASSIN, C.; FAUQUEMBERGUE, P. Apple pomace liquefaction: a new technology. Fruit Processing, Oberhonnerfeld, v. 12, p. 490-495, 1996. GODOY, M.R.B. Dificuldades para aplicar a Lei da Política Nacional de Resíduos Sólidos no Brasil. Caderno de Geografia, v.23, n.39, p. 1-12, 2013. GOMES, R. P. Fruticultura brasileira. São Paulo: Nobel, 2007. GONZALES, A.D.F.; VITAL, A.V.D.; LIMA, J.M.; RODRIGUES, M.B.S. Desenvolvimento sustentável para o resgate da cultura do cacau baseado no aproveitamento de resíduos. Interfaces Científicas - Saúde e Ambiente , v.1, n. 2, p. 41-52, 2013. GOODWIN, T. W. The compative biochemistry of carotenoids. Chapmn & Hall LTD., 1ª edition, London, 1952. HIANE, P.A.; BOGO, D.; RAMOS, M.I.L.; FILHO, M.M.R. Carotenoides pró-vitamínicos e a composição em ácido graxos do fruto e da farinha do bacuri (Scheelea phalerata Mart.). Ciência e Tecnologia de Alimentos, v.23, n.2, p. 206-209, 2003. HUBER, K.; QUEIROZ, J.H.; MOREIRA, A.V.B.; RIBEIRO, S.M.R. Caracterização química do resíduo agroindustrial da manga ubá (Mangifera indica L.): uma perspectiva para a obtenção de antioxidantes naturais. Revista Brasileira de Tecnologia Agroindustrial, v. 6, n. 1, p. 640-654, 2012. JIAO, Y.; CHANG, Y.; YU, S.; SUN, X.;SONG, C. Optimization of enzyme assited extraction technology of flavonoids from seabuckthorn fruit peel marc. Advanced Materials Research, v. 550-553, p. 1826-1830, 2012. KALPNA, R.; MITAL, K.; SUMITRA, C. Vegetable and fruit peels as a novel source of Antioxidants. Journal of Medicinal Plants Research, v. 5, n. 1, p. 63-71, 2011. LAROZE, L.; SOTO, C.; ZÚÑIGA, M.E. Phenolic antioxidants extraction from raspberry wastes assisted by-enzymes. Electronic Journal of Biotechnology, v. 13, n. 6, 2010. LEDERMAN, I.E.; LIRA JÚNIOR, J.S.; SILVA JÚNIOR, J.F. Spondias no Brasil: umbu, cajá e espécie afins. Recife: IPA-UFRPE, 2008. LEITÃO, M.C.A.; SILVA, M.L. A.; JANUÁRIO, M.I.N.; AZINHEIRA, H.G. Galacturonic acid in pectic substances of sunflower head residues: quantitative determination by HPLC. Carbohydrate Polymers, v.26, p.165-169, 1995.
33
LI, Y.; GUO, C.; YANG, J.; WEI, J.; XU, J.; CHENG, S. Evaluation of antioxidant properties of pomegranate peel extract in comparison with pomegranate pulp extract. Food Chemistry, v. 96, p. 254-260, 2006. LIRA JUNIOR, J. S.; MUSSER, R. S.; MELO, E. A.; MACIEL, M. I. S.; LEDERMAN, I. L.; SANTOS, V. F. Caracterização física e físico-química de frutos de cajá- umbu. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 25, n. 4, p. 757-761, 2005. MACNEIL, M.; DARVILL, A.G.; FRY, S.C.; ALBERSHEIM, P. Structure and function of the primary cell walls of plants. Annual Review of Biochemistry. Palo Alto, v.53, p. 625-663, 1984. MARTÍNEZ-NAVARRETE, N.; VIDAL, M.M.C.; LAHUERTA, J.J.M. Los compuestos bioactivos de las frutas y sus efectos en la salud. Act. Diet., v. 12, n. 2, p. 64-68, 2008. MATA, M.E.R.M.C.; DUARTE, M.E.M.; ZANINI, H.L.H.T. Calor específico e densidade da polpa de cajá (Spondias lutea L.) com diferentes concentrações de sólidos solúveis sob baixas temperaturas. Engenharia Agrícola, v. 25, n. 2, p. 88-498, 2005. MATTIETTO, R. de A. Estudo tecnológico de um néctar misto de cajá (Spondias lutea L.) e umbu (Spondias tuberosa Arruda Câmara). 2005. 299 f. (Doutorado em Tecnologia de Alimentos) - Universidade Estadual de Campinas, Campinas, 2005. MENDONÇA, R. U.; MOURA, C. F. H.; ALVES, R. E.; FIGUEIREDO, R. W.; SOUZA, V. A. B. Caracterização física de frutos da cajazeira (Spondias mombin L.) oriundos da Região Meio-norte do Brasil. In: XX Congresso Brasileiro de Fruticultura. 2008, Vitória-ES, Anais…, 2008. MENEZES, T.J.B.; SARMENTO, S.B.S.; DAIUTO, E.R.. Influência de enzimas de maceração na produção de puba. Ciência e Tecnologia de Alimentos, Campinas, v. 18, n. 4, 1998. MIGUEL, A.C.A.; ALBERTINI, S.; BEGIATO, G.F.; DIAS, J.R.P.S.; SPOTO, M.H.F. Aproveitamento agroindustrial de resíduos sólidos provenientes do melão minimamente processado. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 28, n. 3, p. 733-737, 2008. MONÇÃO, E.C.; SILVA, E.F.; SOUSA, P.B.; SILVA, M.J.M.; SOUSA, M.M. Avaliação físico-química e centesimal de polpas congeladas de cajá (Spondias mombin L.) e de manga (Mangifera indica L.) consumidas em Teresina-PI. In: CONGRESSO DE PESQUISA E INOVAÇÃO DA REDE NORTE NORDESTE DE EDUCAÇÃO TECNOLÓGICA, 5., 2010, Maceió. Anais... Maceió: IFAL, 2010. MORAIS, F.L. Carotenoides: Características Biológicas e Químicas. 2006. 60 f. (Curso de Especialização em Qualidade de Alimentos) – Universidade de Brasília, Brasília, 2006. MOREIRA, M. A. B.; SOUZA, F. X.; RITZINGER, C. H. S. P.; FILGUEIRAS, H. A. C. Cajá (Spondias mombin L.). In: Frutíferas potenciais para os tabuleiros costeiros e baixadas litorâneas. 2. ed. Aracaju: Embrapa Tabuleiros Costeiros, 2002. p. 216.
34
NATURE.COM. Disponível em:<http://www.nature.com/scitable/content/plant-plasma-membrane-and-cell-wall-structure-14713218>. Acesso em: 17 julho 2013. NESTEL, P.; NALUBOLA, R. β-carotene in fruits is more bioavailable than that in vegetables. ILSI Human Nutrition Institute, 2003. Disponível em: http://www.foodsecurity.gov.kh/docs/ENG/FS12-Beta-Carotene-Fruits%20vs%20Veges-ENG.pdf> Acesso: 08/01/2010. OLIVEIRA, L.C.; SANTOS, J.A.B.; NARAIN, N.; FONTES, A.S.; CAMPOS, R.S.S.; SOUZA, T.L. Caracterização e extração de compostos voláteis de resíduos do processamento de maracujá (Passiflora edulis Sims f. flavicarpa Degener), Ciência Rural, v.42, n.12, 2012. OLIVEIRA, M.C.S.; SILVA, N.C.C.; NOGUEIRA, A.; WOSIACKI, G. Avaliação do método de liquefação enzimática na extração de suco de maçã. Ciência e Tecnologia de Alimentos, Campinas, v. 26, n. 4, p. 906-915, 2006. PAPAIOANNOU, E.H.; KARABELAS, A.J. Lycopene recovery from tomato peel under mild conditions assisted by enzymatic pre-treatment and non-ionic surfactants. Acta Biochimica Polonica, v. 59, n. 1, p. 71-74, 2012. PEREIRA, R.J.; CARDOSO, M.G. Metabólitos secundários vegetais e benefícios antioxidantes. Journal of Biotecnology and Biodiversity, v. 3, n. 4, p. 146-152, 2012. PUBCHEM.NCBI.NLM.NIH.GOV. Disponível em: <http://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/summary/summary.cgi?cid=5281235&loc=ec_rcs>. Acesso em 17 julho 2013. RAMOS-DE-LA-PEÑA, A.M.; RENARD, C.M.G.C.; LOUISE WICKER, L.; MONTAÑEZ, J.; REYES-VEGA, M.L.; VOGET, C.; CONTRERAS-ESQUIVEL, J.C. Enzymatic liquefaction of jicama (Pachyrhizus erosus) tuberous roots and characterization of the cell walls after processing. Food Science and Technology, v. 49, n. 2, p. 257-262, 2012. RIBEIRO, E. P.; SERAVALLI, E. A. G. Química de Alimentos. Instituto Mauá de Tecnologia. Editora Edgard Blücher Ltda, 1ª edição, São Paulo, p.155-157, 2004. ROGRIGUES, S.; FERNANDES, F.A.N. Advances in fruit processing technologies. Boca Raton: CRC Press, 472p., 2012. RODRIGUEZ-AMAYA, D.B. A Guide to carotenoid analysis in foods. Washington (DC): International Life Sciences Institute Press; 2001. RODRIGUEZ-AMAYA, D. B., Carotenoides y Preparación de Alimentos: La Retención de los Carotenoides Provitamina A em Alimentos Preparados, Procesados y Almacenados. Tradução: Saturnino de Pablo, Universidade Estadual de Campinas, Campinas, SP, 1999. RODRIGUEZ-AMAYA, D. B.; KIMURA, M.; AMAYA-FARFAN, J. Fontes brasileiras de carotenoides: Tabela brasileira de composição de carotenoides em alimentos. Brasília: MMA/SBF, 100p., 2008.
35
RODRIGUEZ-AMAYA, D.B.; KIMURA, M. Carotenoides e valor nutritivo de Vitamina A em cajá (Spondias lutea L.).Ciência e Tecnologia de Alimentos , v.9, n.2, p.148-162, 1989. SABAJANES, M.M.; YÁÑEZ, R.; ALONSO, J.L.; PARAJO, J.C. Pectic oligosaccharides production from orange peel waste by enzymatic hydrolysis. International Journal of Food Science and Technology, v. 47, p. 747-754, 2012. SACRAMENTO, C. K.; SOUZA, F. X.; Cajá (Spondias mombin L.), Jabuticabal: Funep (Série Frutas Nativas, 4), 42 p., 2000. SAXENA, D.; SABIKHI, L.; CHAKRABORTY, S.K.; SINGH, D. Process optimization for enzyme aided clarification of watermelon juice. Journal of Food Science and Technology, DOI 10.1007/s13197-012-0720-1, 2012. SENTANIN, M.A.; RODRIGUEZ-AMAYA, D.B. Teores de carotenoides em mamão e pêssego determinados por cromatografia líquida de alta eficiência. Ciência e Tecnologia de Alimentos, Campinas, v. 27, n. 1, p. 13-19, 2007. SGARBIERI, V. C. Efeitos dos vários processamentos sobre a qualidade dos alimentos. In: SGARBIERI, V. C. Alimentação e nutrição: fator de saúde e desenvolvimento. São Paulo: Almed, cap. 14, p. 295-297, 1987. SILVA, A.P.V; MAIA, G.A.; OLIVEIRA, G.S.F.; FIGUEIREDO, R.W.; BRASIL, I.M. Características de qualidade do suco polposo de cajá (Spondias lutea L.) obtido por extração mecânico-enzimático. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v.17, n.3, p.233-236, 1997. SILVA, A.R.A.; MORAIS, S. M.; MARQUES, M.M.M.; OLIVEIRA, D.F.; BARROS, C.C.; ALMEIDA, R.R.; VIEIRA, I.G.P.; GUEDES, M.I.F. Chemical composition, antioxidant and antibacterial activities of two Spondias species from Northeastern Brazil. Pharmaceutical Biology, v. 50, n. 6, p. 740-746, 2012a. SILVA, A.S.; OLIVEIRA, E.L.; SANTOS, E.S.; OLIVEIRA, J.A. Characterization and drying of caja bagasse (Spondias mombin L.) in a tray dryer using a factorial planning. Rev. Bras. Frutic., v. 34, n. 1, p. 239-247, 2012b. SILVA, F.V.G.; SILVA, S.M.; SILVA, G.C.; MENDONÇA, R.M.N.; ALVES R.E.; DANTAS, A.L. Bioactive compounds and antioxidant activity in fruits of clone and ungrafted genotypes of yellow mombin tree. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 32, n. 4, 2012c. SOUSA, M.S.B.; VIEIRA, L.M.; SILVA, M.J.M.; LIMA, A. Caracterização nutricional e compostos antioxidantes em resíduos de polpas de frutas tropicais. Ciência e Agrotecnologia, v. 35, n. 3, p. 554-559, 2011. SUDTO, K.; PORNPAKAKUL, S.; WANICHWECHARUNGRUANG, S. An efficient method for the large scale isolation of naringin from pomelo (Citrus grandis) peel. International Journal of Food Science and Technology, v. 44, p. 1737-1742, 2009. TIBURSKI, J.H.; ROSENTHAL, A.; DELIZA, R.; GODOY, R.L.O.; PACHECO, S. Nutritional properties of yellow mombin (Spondias mombin L.) pulp. Food Research International, v. 44, p. 2326-2331, 2011.
36
UENOJO, M.; MARÓSTICA JUNIOR, M.R.; PASTORE, G.M. Carotenoides: propriedades, aplicações e biotransformação para formação de compostos de aroma. Quimica Nova, v. 30, n. 3, p. 616-622, 2007. UENOJO, M.; PASTORE, G.M. Pectinases: aplicações industriais e perspectivas. Química Nova, v. 30, n. 2, p. 388-394, 2007. UCHOA.M.A.; COSTA, J.M.C.; MAIA, G.A.; SILVA, E.M.C.; CARVALHO, A.F.F.U.; MEIRA, T.R. parâmetros físico-químicos, teor de fibra bruta e alimentar de pós alimentícios obtidos de resíduos de frutas tropicais. Segurança Alimentar e Nutricional, v. 15, n. 2, p. 58-65, 2008. VIEIRA, J. M. M., Maceração enzimática de película comestível de cajá (Spondias
mombin L.) para a extração de carotenoides. 2010. 53 f. (Mestrado em Engenharia Química) – Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2010.
37
CAPÍTULO 2. CARACTERIZAÇÃO E MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DA PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ (Spondias mombin L.)
2.1. INTRODUÇÃO
O consumo de frutas e hortaliças é prioridade mundial para a melhoria da saúde
da população. Várias investigações evidenciaram o efeito protetor das frutas e hortaliças e
nesse sentido, a Organização Mundial da Saúde (OMS) recomenda o consumo diário de 400g
de frutas (RAMALHO; DALAMARIA; SOUZA, 2012).
No Nordeste do Brasil, há muitas áreas onde o clima e as características do solo
são particularmente favoráveis para a produção de frutos tropicais. A atratividade do sabor e
do aroma destes frutos é o principal responsável pela elevada aceitação. No entanto, o
conhecimento do valor nutricional também tem uma grande participação nessa popularidade e
contribui para o aumento do consumo, considerando-se a grande preocupação dos
consumidores em manter hábitos alimentares saudáveis (TIBURSKI et al., 2011).
Um forte exemplo dentre estas frutas exóticas, é o fruto da cajazeira (Spondias
mombin L.), uma árvore frutífera da família Anacardiaceae, que se encontra dispersa nas
regiões tropicais da América, África e Ásia. No Brasil, a cajazeira é encontrada
principalmente nos estados do Norte e Nordeste. O fruto é constituído de polpa, casca e
semente, mas apenas a polpa assume posição de destaque no tocante ao aspecto comercial.
(SACRAMENTO; SOUZA, 2000; BOSCO et al., 2000). Mendes et al. (2008) afirmaram que
a polpa de cajá, além das propriedades nutricionais, apresenta propriedades funcionais
bastante desejáveis, principalmente pelos expressivos teores de carotenoides encontrados. Isto
torna o cajá uma promissora fonte de compostos antioxidantes, cujo consumo deveria ser
estimulado. Esses compostos encontram-se nos vegetais na forma livre ou ligadas a açúcares e
proteínas polifenólicas (CATANEO et al., 2008). É importante salientar que as evidências
desse alto potencial antioxidante não está restrito à polpa das frutas; tem sido demonstrado
que tal atividade é frequentemente superior em cascas, pelo fato destas possuírem teor
elevado de compostos fenólicos (HUBER et al., 2012).
Vieira (2010) estudou a maceração enzimática em película comestível de cajá
utilizando preparações enzimáticas pectinolíticas, empregou variação de quantidade de
38
preparação enzimática, tempo e temperatura. Pesquisas indicaram que a maceração
enzimática foi influenciada pela preparação utilizada, a concentração das enzimas, o tempo de
incubação e temperatura durante o tratamento (SUN et al., 2006). A concentração da
preparação enzimática está associada à quantidade de preparação usada e à atividade das
enzimas específicas contidas na preparação.
Desta forma o objetivo deste trabalho foi caracterizar e quantificar o rendimento
da película comestível de cajá a fim de direcionar o processo de extração de carotenoides por
maceração enzimática e assim determinar a melhor condição.
2.2. MATERIAL E MÉTODOS
2.2.1. Obtenção e preparação da película comestível de cajá
A obtenção de película comestível de cajá foi realizada de acordo com o
fluxograma ilustrado na Figura 4. Os frutos de cajá foram colhidos em pequena propriedade
rural no município de Pecém/CE, situado a 60 km da capital Fortaleza. Foram congelados a -
18ºC e armazenados em caixas de poliestireno expandido para serem transportados até o
Laboratório de Processos Agroindustriais da Embrapa Agroindústria Tropical em
Fortaleza/CE.
Na unidade de processamento, os frutos foram inicialmente lavados com água
para a retirada de sujidades. Foram processados apenas frutos em estádio de maturação. Após
a seleção, realizou-se uma segunda lavagem com água clorada (20 mg/L de cloro) com
imersão de 15 minutos. Em seguida, ocorreu a etapa de despolpa empregando despolpadeira
Bonina modelo 0.25 df (ITAMETAL – Itabuna/BA), malha de 1mm, para a remoção das
cascas e caroços. Posteriormente a retirada da polpa, películas e caroços foram colocados em
tanque com água para sua separação por diferença de densidade. As películas recolhidas da
porção inferior do tanque foram dispostas em telas para a retirada do excesso de água e, em
seguida, foram embaladas em sacos plásticos de polietileno e lacrados em seladora Sulpack
SP-350. Os sacos lacrados foram cobertos com papel alumínio para evitar reações oxidativas
e armazenados em freezer a -18°C (Figura 5).
39
Figura 4 - Fluxograma de obtenção da película comestível de cajá.
Figura 5 - Obtenção da película comestível de cajá: cajás congelados (A), tanque para separação da película e caroços (B) e película comestível (C).
40
2.2.2. Quantificação dos resíduos
Nesta etapa realizou-se a medida da quantidade de resíduos gerados na despolpa
dos frutos da cajazeira ao utilizar a peneira com furos de 1 mm de diâmetro. Quantificou-se o
rendimento em porcentagem de polpa, caroços e película.
2.2.3. Caracterização da película comestível de cajá
As análises físico-químicas da película comestível de cajá foram realizadas em
duplicatas e determinadas de acordo com a Associations of Official Analytical Chemists,
AOAC (2005):
Resíduo seco: conforme método 920.151;
Cinzas: conforme método 923.03;
Extrato etéreo: conforme método 922.06;
Teor de proteínas: de acordo com a determinação do nitrogênio total, conforme método
920.123.
A determinação de AIR (resíduo insolúvel em álcool), que quantifica pectina,
hemicelulose e celulose + lignina foi determinada de acordo com a metodologia de Schieber
et al. (2005). Pesaram-se 30 g de película de cajá e homogeneizou-se em 300 mL de etanol
(80% v/v) fervente como auxílio de um Mixer – Walita, permanecendo sob aquecimento por 1
hora a 80 °C. Logo após realizou-se uma centrifugação a 15.000 g durante 10 minutos e
filtrou-se o centrifugado à vácuo, coletando o resíduo. O resíduo foi lavado com etanol quente
até se obter um extrato com filtrado claro. Em seguida o extrato foi colocado em agitação com
50 mL de acetona. A agitação ocorreu em shaker orbital (TE-420 marca Tecnal) a 150 rpm
por 12 horas. Realizou-se nova filtração e secou-se o resíduo em exaustor por 24 horas.
Determinou-se o peso e assim obteve-se o AIR (resíduo insolúvel em álcool). Foi retirado 0,8
g do AIR e colocado sob agitação com 50 mL de solução alcalina de EDTA (0,05M NaOH;
0,5mM EDTA) a 150 rpm durante 1 hora. Em seguida realizou-se centrifugação a 15.000 g
por 20 minutos e logo após uma filtração à vácuo, coletando o resíduo e lavando com água
destilada. Este resíduo foi reservado para quantificar hemicelulose. Juntaram-se os
41
sobrenadantes e ajustou-se o pH para 6,5. A solução foi colocada na diálise em membranas de
diálise Dyalises membrane cellulose de espessura 33 mm (SIGMA-ALDRICH) com água
destilada por 48h. Após a diálise, o líquido das membranas foi coletado e adicionou-se álcool
comercial na proporção 3:1 (álcool:líquido), deixando em repouso por 24h. Após o descanso
foi colocado em estufa a 60°C e pesou-se o resíduo determinando assim pectina. O resíduo
reservado na etapa anterior foi colocado sob agitação em 50 mL de solução de NaOH 16%
por 5h. Em seguida realizou-se centrifugação a 15.000g por 20 minutos. Foi realizada
filtração à vácuo, coletando o resíduo e lavando com água destilada por duas vezes. O resíduo
foi reservado para quantificar celulose + lignina. Juntou-se os sobrenadantes e o pH foi
ajustado para 6,5. A solução foi colocada na diálise da mesma forma que quantificou pectina.
Após a diálise, o líquido das membranas foi coletado e adicionou-se álcool comercial na
proporção 3:1 (álcool:líquido), deixando em repouso por 24h. Após o descanso foi colocado
em estufa a 60°C e pesou-se o resíduo determinando assim hemicelulose. Ao resíduo
reservado na etapa anterior adicionou-se 100 mL de água destilada e colocou-se a solução na
diálise da mesma forma que quantificou pectina e hemicelulose. Após a diálise, o líquido das
membranas foi coletado e adicionou-se álcool comercial na proporção 3:1 (álcool:líquido),
deixando em repouso por 24h. Após o descanso foi colocado em estufa a 60°C e pesou-se o
resíduo. Após a pesagem, a amostra foi incinerada em mufla a 550ºC. Para determinar
celulose + lignina, retirou-se a diferença de peso referente às cinzas. Os resultados foram
determinados através da relação de peso de cada fração com o peso do AIR total da amostra e
expressos em g/100g película.
O teor de carotenoides totais foi determinado segundo o método proposto por
Higby (1962) Em um Becker âmbar, pesou-se aproximadamente 1 g do extrato da maceração
de película de cajá, adicionou-se 30 mL de álcool isopropílico e 10 mL de hexano,
homogeneizou-se por 1 minuto. Em seguida adicionou-se aproximadamente 10 mL de água e
transferiu-se para um tubo de centrífuga envolto em papel alumínio, agitando o material por 1
minuto em agitador de tubos. Transferiu-se para um funil de separação âmbar de 250 mL e
realizaram-se descansos de 30 minutos no funil de separação para a completa distinção das
fases aquosa e orgânica. A fase orgânica separada foi transferida para um Becker âmbar e
após a completa extração, o conteúdo foi filtrado em algodão contendo sulfato de sódio anidro
P.A., para um balão volumétrico âmbar de 50 mL. O algodão foi lavado com hexano para
retirar todo o pigmento presente. Adicionou ao balão 5 mL de acetona e aferiu-se o conteúdo
com hexano. A leitura foi feita em espectrofotômetro Varian em um comprimento de onda de
450 nm. Os resultados foram expressos em µg/g.
42
2.2.4. Maceração enzimática da película comestível de cajá
A maceração enzimática da película comestível de cajá foi realizada de acordo
com Vieira (2010). Os ensaios de maceração foram conduzidos em Erlenmeyers com
capacidade de 250 mL, onde 20 g de película de cajá foram trituradas em 80 mL de água
destilada com o auxílio de um Mixer Walita durante 30 segundos. A maceração enzimática da
película ocorreu utilizando a preparação enzimática Pectinex XXL, sob a agitação de 150 rpm
(Figura 6). Realizou-se uma maceração controle, sem adição de enzima, para comparação. Ao
término das macerações, a película (fase sólida) foi separada da água (fase aquosa) e
descartada. Esta separação foi feita com o auxílio de peneiras de malha com diâmetro de 1
mm.
Figura 6 – Esquema do tratamento enzimático da película comestível de cajá.
Com a finalidade de se obter dados significativos e confiáveis, os experimentos
foram conduzidos de acordo com um planejamento experimental. Estaticamente, todos os
dados foram analisados para que houvesse a atenuação dos erros experimentais e a garantia da
representatividade dos resultados encontrados. Estabeleceram-se como variáveis
independentes: a quantidade enzimas aplicadas na maceração (x1), o tempo de maceração (x2)
e a temperatura de maceração (x3). Assim, a escolha de um planejamento fatorial 2k com
adição de pontos centrais tornou-se pertinente. Pontos centrais adicionados ao espaço
experimental permitiram testar a linearidade nos efeitos dos fatores e, estimar
43
independentemente o erro obtido. O planejamento experimental verificou a influência das três
variáveis independentes nos seguintes parâmetros: teor dos grupos redutores totais (Y1), sólidos
solúveis totais (Y2), resíduo seco (Y3) e teor de carotenoides (Y4). A matriz do planejamento com
valores reais e codificados das variáveis independentes é apresentada na Tabela 1. Para a
determinação dos coeficientes de regressão do modelo utilizou-se o método dos mínimos
quadrados e, para a medida de adequação do modelo, aportaram-se do coeficiente de
correlação (R2) e da análise residual. Os dados experimentais foram analisados usando-se o
software Statistica versão 7.0. O nível de significância avaliado foi de 95%.
Tabela 1 – Matriz do planejamento fatorial 2k completo, com valores reais e codificados das
variáveis independentes.
Variáveis codificadas Variáveis reais
Ensaio Quantidade de
preparação Tempo Temperatura
Quantidade de
preparação
(µL)
Tempo
(h)
Temperatura
(°C)
1 -1 -1 -1 100 1 25
2 +1 -1 -1 300 1 25
3 -1 +1 -1 100 3 25
4 +1 +1 -1 300 3 25
5 -1 -1 +1 100 1 35
6 +1 -1 +1 300 1 35
7 -1 +1 +1 100 3 35
8 +1 +1 +1 300 3 35
9 0 0 0 200 2 30
10 0 0 0 200 2 30
11 0 0 0 200 2 30
2.2.5. Atividade enzimática do complexo Pectinex XXL
A preparação enzimática Pectinex XXL, da Novozymes®, foi caracterizada
quanto à atividade de:
i) Poligalacturonase (COURI, 1993): em tubos de ensaio adicionou-se 4 mL de
ácido poligalacturônico e foram mantidos em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Em
44
seguida, adicionou 0,1 mL do extrato enzimático devidamente diluído. Após 30 minutos de
reação transferiu-se 0,1 mL do meio reacional para um tubo contendo 1 mL de DNS e
completando o volume com 0,9 mL de água destilada. A atividade de poligalacturonase foi
expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde a 1 µmol de ácido galacturônico por mL,
por minuto nas condições de reação.
ii) Pectinametilesterase (KHANNA; SETHI; TEWARI, 1981): em um Becker
adicionou-se 30 mL de solução de pectina a 1% (previamente ajustada o pH para 7,0) e 6 mL
do extrato enzimático devidamente diluído. Realizou-se uma titulação com NaOH 0,01N
ajustando o pH do conteúdo do Becker para 7,0 em um tempo de 10 minutos de reação.
Anotou-se o volume de NaOH gasto para o ajuste do pH. O resultado é baseado no volume de
NaOH gasto, no fator do NaOH e na diluição do extrato enzimático. A atividade da
pectinametilesterase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade de pectinesterase
corresponde como a quantidade de enzima que libera 1 µmol de grupos carboxílicos por hora
de reação.
iii) Pectinaliase (ZETELAKI-HORVATH, 1982): em tubos de ensaio adicionou-se
2,5 mL de solução de pectina 2%, 0,5 mL de CaCl2 0,01M e 21,0 mL de tampão acetato. Em
seguida colocou-se em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Adicionou 1 mL do
preparo enzimático devidamente diluído, agitou-se e realizou-se imediatamente a leitura em
espectrofotômetro a 235 nm. Retornou ao banho e realizou-se nova leitura após 10 minutos de
reação. A atividade de pectinaliase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade representa 1
µmol de 4,5 glicosídeo uronato produzido por minuto de reação em pH 5,5 nas condições de
reação, por mL do preparado enzimático.
2.2.6. Determinações analíticas na maceração enzimática
As determinações analíticas foram realizadas na fase líquida da maceração. Os
grupos redutores totais (GRTs) foi determinado por método colorimétrico, utilizando o ácido
3,5 dinitrossalicílico (DNS), conforme metodologia proposta por Miller (1959). Os sólidos
solúveis totais (SST) foram quantificados em refratômetro digital (ATAGO PR-101) através
de leitura direta. Os resultados foram expressos em °Brix de acordo com o método 932.12 da
Association of Official Analytical Chemists (AOAC, 2005). O resíduo seco foi determinado
45
conforme método 920.151 da AOAC (AOAC, 2005). A quantificação de carotenoides totais
foi determinada na fase líquida segundo o método proposto por Higby (1962) (item 2.2.3).
2.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
O rendimento em polpa do processamento de cajá foi de 54,44%, a quantidade de
resíduos presentes foi de 42,45%, a película comestível representa 6,19% do resíduo gerado
(Tabela 2). Houve perdas no processamento, resultando em 3,11%. Silva Júnior et al.(2004)
obtiveram um rendimento médio de polpa para frutos de cajá-umbu entre 54,5 e 66,5%.
Cavalcante et al. (2009) estudaram os aspectos físicos e físico-químicos do cajá e encontraram
uma variação na porcentagem de polpa de 46,8 a 62,3%.
O processamento de frutas gera grandes quantidades de resíduos, que podem ser
perfeitamente utilizados no desenvolvimento de novos produtos, aumentando seu valor
agregado (UCHOA et al., 2008). Andrade et al. (2012) estudaram a obtenção e características
de melão cristalizado e, registraram 22,58% de resíduos de melão, entre casca e sementes.
Huber et al. (2012) encontraram o rendimento percentual do resíduo do processamento da
manga Ubá de aproximadamente 23% de casca e 15% de caroço ao investigarem a
caracterização química deste resíduo. Desta forma percebeu-se que há um grande percentual
de resíduos gerados pelo processamento de frutos.
Tabela 2 – Rendimento das frações após o processamentode cajá.
Característica Rendimento (%)
Polpa 54,44
Caroço 36,26
Película 6,19
Perdas 3,11
A película de cajá apresentou 80,18 g/100 g de umidade e 19,82 g/100 g de
resíduo seco, 2,51 g/100 g de cinzas, 6,54 g/100 g de extrato etéreo e 12,52 g/100 g de
proteínas, em base seca (Tabela 3).
46
O teor de extrato etéreo, proteína, carboidratos e cinzas para a película de cajá, em
base úmida, foram 1,29 g/100 g, 2,53 g/100 g, 15,49 g/100 g e 0,50 g/100 g respectivamente.
Os trabalhos sobre caracterização da película comestível de cajá são escassos, no entanto essa
caracterização foi realizada por alguns autores na polpa de cajá. Vieira Neto (2002) registrou
0,8 g/100 g de proteínas, Mattietto (2005) detectou 0,82 g/100 g de proteínas e 0,26 g/100 g
de extrato etéreo, Viana et al. (2009) demonstrou valores de proteínas referentes a 0,66 - 0,71
g/100 g e Santos et. al. (2010), encontrou 0,63 g/100 g de proteínas, 0,11 g/100 g de extrato
etéreo e 0,99 g/100 g de cinzas na polpa de cajá. A composição química da película de cajá,
ao ser comparada com os resultados citados, encontra-se com teores de proteína, extrato
etéreo e cinzas superiores ao da própria polpa de cajá.
Tabela 3 – Caracterização da película comestível de cajá, em base seca.
Característica Quantidade (g/100 g película)
Composição centesimal
Cinzas 2,5
Extrato etéreo 6,5
Proteína 12,5
Carboidratos 78,2
AIR1 66,9
Pectina 42,4
Hemicelulose 22,3
Celulose + lignina 1,9 1Resíduo insolúvel em álcool.
A quantificação da pectina, hemicelulose e celulose + lignina permitiu
caracterizar a parede celular da película comestível de cajá. Registrou-se maior teor de pectina
em sua estrutura, cerca de 42,39 g/100 g de película (Tabela 3).
As pectinas contribuem para a adesão entre as células e para a resistência
mecânica da parede celular, podem ser degradadas por enzimas pectinolíticas. Tais enzimas
são produzidas e vendidas por diversas empresas industriais. Os componentes majoritários das
pectinases são a pectinesterase, pectinaliase e poligalacturonase (BRANDÃO; ANDRADE,
1999; UENOJO; PASTORE, 2007; COELHO; SALGADO; RIBEIRO, 2008). O
conhecimento prévio da composição da parede celular da matéria-prima ajuda na seleção de
enzimas úteis para um tratamento adequado (PURI; SHARMA; BARROW, 2012).
47
O teor de carotenoides encontrado, foi de 242,39 µg/g. Rodriguez-Amaya e
Kimura (1989) determinaram a composição de carotenoides, detectando e identificando 7
carotenoides. A polpa com casca apresentou um conteúdo total de carotenoides de 25,8 µg/g,
o conteúdo total na polpa foi de 17 µg/g. Desta forma, estes autores sugerem que em termos
nutricionais é melhor se consumir o cajá com a casca. Mattietto (2005) encontrou 28,30 µg/g
de carotenoides totais para a polpa de cajá e 9,85 µg/g para o néctar e avaliou ainda a perda de
carotenoides em néctar de cajá durante 90 dias de armazenamento a temperatura ambiente,
onde houve uma queda significativa em 30 dias, mas ao longo do tempo não se observou mais
nenhuma variação significativa.
Hamano e Mercadante (2001) em estudo da composição de carotenoides em
produtos comerciais de cajá encontraram para o suco integral de cajá valores de 16,71µg/g e
88,7µg/100 g para carotenoides totais e vitamina A, respectivamente.
Segundo Rodriguez-Amaya, Kimura e Amaya-Farfan (2008), a retirada da casca
de frutas e extração de seu suco resultam em perdas substanciais de carotenoides, podendo
superar as perdas ocasionadas por tratamentos térmicos. A liberação de ácidos orgânicos,
quando as frutas são cortadas ou transformadas em sucos, é suficiente para provocar
isomerização, causando ligeira perda de cor e alteração da atividade biológica. O fato que
ocorre é que há o aumento da exposição ao oxigênio e assim carotenoides e enzimas catalisam
as reações de oxidação. Por tais motivos, recomenda-se um processamento rápido e o uso de
técnica alternativa de conservação logo após a extração.
O complexo enzimático Pectinex XXL apresentou atividade enzimática das três
enzimas caracterizadas como pectinases (Tabela 4), que atuam na degradação da pectina
facilitando assim a degradação da parede celular. É importante destacar a presença da
atividade de pectinaliase, 3,9 U/mL. Segundo Yadav et al. (2009) as pectinaliases são as
pectinases conhecidas capazes de degradar pectinas altamente esterificadas (como aqueles
encontrados em frutas) em pequenas moléculas sem produzir metanol, em contraste com a
combinação de poligalacturonase e pectinametilesterase, que são normalmente encontrados
em produtos comerciais.
Tabela 4 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL.
Preparação
enzimática
Pectinases (U/mL)
Poligalacturonase Pectinametilesterase Pectinaliase
Pectinex XXL 323,6 7918,3 3,9
48
A Tabela 5 apresenta os parâmetros determinados (variáveis dependentes) em
cada condição experimental ao final do processo de maceração. Consideraram-se, nos dados
apresentados, os valores médios das determinações de GRT, SST, resíduo seco e teor de
carotenoides na fase líquida.
Na amostra controle, sem adição de enzimas, não ocorreu passagem de material
da fase sólida para a aquosa, o que inviabilizou a realização das análises de grupos redutores
totais, sólidos solúveis totais, resíduo seco e teor de carotenoides totais.
A maior quantificação de grupos redutores totais foi registrada no ensaio 8 (4189
mg/L), onde empregou-se a maior quantidade de preparação enzimática, associada aos níveis
mais altos de tempo e temperatura de incubação. O teor máximo de carotenoides totais
encontrado foi 120,94 µg/g de extrato (experimento 4), ao utilizar maior quantidade de
preparação enzimática, mediante maior tempo e menor temperatura de incubação.
Analisando os resultados, percebeu-se que o emprego da maceração enzimática
possibilitou a recuperação de carotenoides da película de cajá para a fase líquida, uma vez que
os carotenoides foram determinados em todos os ensaios. Essa constatação é reforçada ao
avaliarem-se as demais variáveis dependentes do planejamento experimental. Aumento nos
parâmetros GRT, SST e resíduo seco correlacionam-se com a efetividade do complexo
enzimático em romper as células vegetais presentes na película de cajá. O complexo
enzimático Pectinex XXL, empregado no estudo tem atividade para enzimas pectinolíticas,
possuindo atividade de 3,9 U/mL para pectinaliase como relatado anteriormente.
49
Tabela 5 – Variáveis dependentes determinadas em cada condição experimental.
Condições Experimentais Parâmetros Determinados
Testes Preparação
(µL) x1
Tempo (h) x2
Temperatura (oC) x3
GRT (mg/L)
Y1
SST (°Brix)
Y2
Resíduo seco (g/100g)
Y3
Carotenoides (µg/g)
Y4
1 100 1 25 1023 0,5 0,40 23,33
2 300 1 25 1810 0,8 0,58 18,15
3 100 3 25 1835 0,55 0,62 44,77
4 300 3 25 2988 0,9 1,16 120,94
5 100 1 35 1841 0,75 0,49 34,20
6 300 1 35 2335 0,80 0,68 21,64
7 100 3 35 2627 0,65 0,77 74,58
8 300 3 35 4189 1,1 1,27 66,60
9 200 2 30 3234 0,8 0,89 58,43
10 200 2 30 2709 0,75 0,80 51,95
11 200 2 30 2832 0,70 0,89 40,28
Com os resultados obtidos foi possível determinar a análise de variância para as
distintas variáveis respostas, como apresentada na Tabela 6. A validade dos modelos foi
aferida pela análise da variância através do teste F, comparando-se os valores de F dos
modelos com os valores de F críticos. Notou-se que, para todas as variáveis dependentes
investigadas, as curvaturas não foram significativas. Tais constatações sugerem que, diante
das condições experimentais estabelecidas, os modelos provavelmente comportaram-se
linearmente.
Para a resposta Y4, correspondente ao teor de carotenoides presente na fase líquida,
observou-se que o modelo matemático não foi tão robusto, conseguindo explicar cerca de
52,0% da variação total em torno da média (R2 ajustado), no entanto com valor de F calculado
(12,93) maior que o valor de F crítico (5,32). Notou-se que para essa resposta, o teste de falta
de ajuste não foi significativo, com o valor de F calculado (6,35) menor que o F crítico
(19,33), reafirmando que os dados se ajustaram bem ao modelo linear. O coeficiente de
correlação da variável Y3 foi altamente significativo (93,0%), sendo estabelecido para a
resposta resíduo seco, um valor de F calculado (41,15) superior ao F crítico (4,76) e falta de
ajuste não significativa (2,44) em comparação ao F crítico (19,25). Para as demais variáveis
independentes (Y1, Y2), embora não tenham apresentado coeficientes de correlação
50
relativamente altos, 63,0 e 52,0% respectivamente, apresentaram testes de falta de ajuste não
significativos, ou seja, valores de F calculados menores que os valores do F crítico.
Tabela 6 – Análise da variância para as respostas Y1, Y2, Y3 e Y4.
Para a variável resposta Y1 (GRT), as maiores determinações estão diretamente
relacionadas aos experimentos em que se empregaram quantidades de preparação enzimática
superiores ou iguais a 200 µL em períodos de maceração superiores ou iguais a 2 horas
(experimentos 4, 8, 9, 10 e 11). Os fatores considerados significativos para esta resposta
podem ser facilmente visualizados pelo emprego do diagrama de Pareto (Figura 7).
Causa de Variação Soma Quadrática
Graus de Liberdade
Média Quadrática
Fcal
GRT (mg/L) (Y1) Regressão 4675615 2 2337807,5 8,54 Curvatura 769824 1 769824 Resíduos 1915037 7 2773576,7 Lack of fit 1764251 5 352850,2 4,68 Erro puro 150786 2 75393 Total 7360476 10 736047,6 R2 ajustado= 63,0% SST (°Brix) (Y2) Regressão 0,165313 1 0,165313 12,98 Curvatura 0,000085 1 0,000085 Resíduos 0,101875 8 0,01273437 Lack of fit 0,096875 6 0,01614583 6,46 Erro puro 0,00500 2 0,002500 Total 0,267273 10 0,0267273 R2 ajustado= 52,0% Resíduo seco (g/100 g) (Y3) Regressão 0,653238 3 0,217746 41,15 Curvatura 0,028231 1 0,028231 Resíduos 0,03175 6 0,0052917 Lack of fit 0,02635 4 0,0065875 2,44 Erro puro 0,0054 2 0,002700 Total 0,713218 10 0,071322 R2 ajustado= 93,0% Carotenoides (µg/g) (Y4) Regressão 5489,948 1 5489,948 12,93 Curvatura 0,205 1 0,205 Resíduos 3396,251 8 424,5314 Lack of fit 3227,050 6 537,8417 6,35 Erro puro 169,201 2 84,6005 Total 8886,404 10 888,6404 R2 ajustado= 52,0%
51
Figura 7 – Diagrama de Pareto para a variável dependente grupos redutores totais (GRT).
Os efeitos nos quais os retângulos se dispõem após a linha divisória (p = 0,05)
podem ser considerados significativos no modelo matemático. Analisando-se os fatores,
observou-se que o tempo e quantidade de preparação apresentaram efeitos positivos na
resposta Y1, ou seja, o aumento dessas variáveis independentes contribui para o aumento da
liberação de GRT na fase líquida, sendo o efeito do tempo de incubação maior que o da
quantidade de preparação aplicada na maceração. O efeito temperatura de incubação e todos
os termos de interação não influenciaram significativamente na liberação de GRT durante o
processo de maceração.
A maior liberação de GRT na fase líquida foi obtida mediante a aplicação de
maior quantidade de preparação enzimática (300 µL), sob temperatura de incubação de 35 oC,
durante 3 horas de processo (experimento 8). No entanto, percebeu-se uma queda de 28,67%
nas determinações de GRT, quando foram empregados os níveis superiores para os
parâmetros quantidade de preparação e tempo de maceração e o nível inferior para a
temperatura de incubação (experimento 4). Queda mais acentuada na liberação de GRT
(37,30%) foi verificada quando se mantiveram os parâmetros tempo e temperatura de
incubação nos níveis mais altos e reduziu-se o nível para o parâmetro quantidade de
preparação (experimento 7). Aumentando-se em três vezes a quantidade de preparação (300
µL), no experimento que ocorreu sob temperatura de incubação de 25 oC durante 3 horas,
registrou-se um aumento de 62,8% na liberação de GRT. Efeito similar ocorreu quando a
,1493645
,8369564
,9039129
1,846455
3,195437
4,295518
5,145351
5,961705
p=,05
1by3
2by3
1*2*3
1by2
Curvatr.
(3)Temperatura
(1)Quantidade de enzima
(2)Tempo
,8369564
,9039129
1,846455
3,195437
4,295518
5,145351
52
quantidade de preparação enzimática foi empregada no nível mais alto (300 µL) durante 1
hora de processo sob incubação de 35 oC (experimento 6), ou seja, aumento de 26,8% na
resposta GRT.
De modo geral, o emprego da quantidade de enzimas, no nível mais alto, permitiu
liberação mais acentuada de GRT na fase líquida. Os GRT são constituídos principalmente
por açúcares, um aumento nessa determinação possivelmente deve-se a presença de enzimas
degradantes da parede celular encontradas no complexo Pectinex XXL. Essas enzimas são
principalmente as poligalacturonases que liberam ácido poligalacturônico e as pectinaliases
que atuam sobre os resíduos de ácido poligalacturônico ou substratos desmestoxilado
liberando oligogalacturonídeos (UENOJO; PASTORE, 2007). Silva et al. (1999) estudaram a
produção de suco clarificado de cajá utilizando uma preparação enzimática pectinolítica
(Pectinex AR) e realizaram quantificação de GRT na polpa in natura e no suco clarificado
com emprego de enzimas pectinolíticas. Na polpa determinaram 4,53% de GRT e no suco o
valor subiu para 6,65%. Afirmando assim, que enzimas pectinolíticas presentes nos
complexos enzimáticos comerciais são capazes de liberar GRT em frutos, polpas ou sucos de
frutos. Kunnika e Pranee (2011) realizaram um estudo para avaliar o efeito da maceração
enzimática sobre a polpa e casca de pitaya, utilizando os grupos redutores totais como
indicativo da degradação da parede celular. Assim, verificaram que a preparação enzimática
Pectinex Ultra SP-L é capaz de degradar os polissacarídeos contidos na lamela média e que o
teor de grupos redutores foi aumentado de acordo com o tempo de maceração. Afirmando que
a preparação Pectinex Ultra SP-L degrada as ligações glicosídicas da pectina, celulose e
hemicelulose da parede celular do tecido de frutos levando a uma liberação de grupos
redutores.
Visualizando o diagrama de Pareto (Figura 8) para a variável Y2 (SST), expressa
em °Brix, foi possível constatar que apenas o efeito principal quantidade de preparação foi
significativo na resposta. Os demais efeitos principais e termos de interações não
apresentaram significância na resposta ao intervalo de confiança de 95,0%. Maiores
determinações de SST ocorreram nas condições em que o nível mais elevado de quantidade
de preparação foi adotado, sendo o efeito desse fator positivo, ou seja, aumento no nível
quantidade de preparação determina em aumento na resposta.
53
Figura 8 – Diagrama de pareto para a variável dependente sólidos solúveis totais (SST).
A maior determinação de SST foi verificada em condições experimentais nas
quais se aplicaram os níveis superiores dos fatores independentes (experimento 8). Mantendo
os mesmos níveis de temperatura e tempo de incubação, mediante diminuição em três vezes a
quantidade de preparação (experimento 7), constatou-se queda de 40,90% nos valores de SST.
Quedas menores nos valores de SST (em torno de 27,27%) foram verificadas quando
mantiveram os níveis mais altos para a quantidade de preparação e temperatura e diminuiu-se
o nível do tempo para incubação (experimento 6) ou ainda, quando manteve-se o nível mais
elevado para quantidade de preparação e diminuíram-se os níveis de temperatura e tempo de
incubação (experimento 2). Queda menos acentuada (18,18%) foi registrada no experimento
que manteve os níveis altos para quantidade de preparação e tempo de incubação e diminuiu-
se o nível de temperatura do processo (experimento 4). Nos experimentos realizados com os
níveis inferiores de quantidade de preparação foram verificadas as menores determinações
para a resposta Y2. Percebeu-se que nessas condições, aumentando-se o tempo de incubação
(3 horas), independentemente da temperatura empregada no processo, as determinações para
SST na fase líquida foram as mais baixas registradas.
Os sólidos solúveis totais são os sólidos que se encontram dissolvidos, na fase
aquosa do experimento. Aumento nos sólidos solúveis era esperado, pois a maceração
enzimática utilizando enzimas pectinolíticas facilitou a liberação dos sólidos que estavam
,3535534
-1,06066
2,474874
2,474874
3,181981
3,889087
8,131728
p=,05
2by3
1by3
1*2*3
(2)Tempo
1by2
(3)Temperatura
(1)Quantidade de enzima
,3535534
-1,06066
2,474874
2,474874
3,181981
3,889087
54
contidos na película. Singh, Dhuique-Mayer e Lozano (1999) fizeram um estudo com
maceração enzimática da polpa de manga, utilizando complexos enzimáticos comerciais a
base de enzimas pectinolíticas, e perceberam um aumento no teor de sólidos solúveis totais e
grupos redutores totais e uma ligeira diminuição no valor do pH. Outro fator importante no
referido trabalho é que os autores constataram também uma maior retenção dos pigmentos
amarelos. Norjana e Noor Aziah (2011) utilizaram a enzima Pectinase Ultra SP-L para tratar o
suco da fruta durião e verificou que houve um incremento no teor de sólidos solúveis totais ao
aumentar a quantidade de enzima e o tempo de incubação. O autor percebeu também que
somente o aumento do tempo não contribuiu para uma maior determinação de SST, o mesmo
fato ocorrido nos ensaios com a película de cajá. O autor ainda afirma que uma maior
quantidade de preparação enzimática desencandeia uma maior degradação dos tecidos
facilitando o aumento dos sólidos solúveis.
Com a variável (Y3), resíduo seco, quantidades de preparação superior ou igual a
200 µL e períodos de maceração superiores ou iguais a 2 horas (experimentos 4, 8, 9, 10 e 11)
promoveram incremento na resposta. A Figura 9 apresenta o diagrama de Pareto para a
resposta Y3 (resíduo seco), onde observam-se que os efeitos principais tempo de incubação e
quantidade de preparação tiveram efeito positivo. O que significa concluir que aumento
nesses fatores resulta em aumento na produção de resíduo seco, sendo o efeito principal
tempo o mais determinante. O termo de interação x1.x2 também foi significativo, em intervalo
de confiança de 95,0% e, proporciona aumento na resposta Y3.
55
Figura 9 – Diagrama de Pareto para a variável dependente resíduo seco.
Observou-se que as maiores determinações de resíduo seco relacionaram-se com
os maiores níveis de quantidade de preparação e tempo de incubação (experimentos 4 e 8).
Nesses experimentos, alterando em 10 ºC a temperatura de incubação, a quantidade de resíduo
seco gerada foi praticamente a mesma. Os menores resultados para resíduo seco foram
relacionados aos níveis mais baixos de quantidade de preparação e tempo de incubação,
independentemente da temperatura que ocorreu o processo de maceração (experimentos 1 e
5). Uma maior quantidade de preparação enzimática irá atuar fortemente na película de cajá,
desestruturando a parede celular e liberando os sólidos solúveis e insolúveis. O resíduo seco
encontrado na fase aquosa é todo o material que foi possível recuperar da película de cajá
após a maceração.
Para a variável teor de carotenoides totais (Y4), a maior determinação foi
encontrada no experimento 4 (120,94 µg/g de extrato). Mantendo os níveis mais elevados de
quantidade de preparação e temperatura de incubação, diante da diminuição do tempo de
incubação (experimento 2). É relevante destacar que os experimentos conduzidos com a
quantidade de preparação e temperatura em níveis inferiores, apenas com a alteração do
tempo, resultou em um aumento de aproximadamente 40 % para a resposta Y4, na ordem de
44,77 µg/g de extrato (experimento 3). Alto teor de carotenoides (74,58 µg/g de extrato) foi
detectado sob nível inferior de quantidade de preparação e temperatura e tempo de incubação
em níveis superiores (experimento 7).
-,204124
-,340207
,4762897
3,061862
4,558773
9,593835
11,36291
p=,05
1by3
1*2*3
2by3
(3)Temperatura
1by2
(1)Quantidade de enzima
(2)Tempo
-,340207
,4762897
3,061862
4,558773
56
Para Y4, o efeito principal tempo foi significativo a um intervalo de confiança de
95%. O efeito principal tempo foi o mais importante na resposta e tem efeito positivo, um
aumento nesse fator resulta em aumento na liberação de carotenoides na fase líquida (Figura
10). Diferentemente do que ocorreu com as variáveis Y1, Y2 e Y3, o efeito principal
quantidade de preparação passou a ter efeito negativo na resposta Y4, um aumento nesse
efeito proporcionaria diminuição na resposta.
Nas frutas e hortaliças intactas, a estrutura celular e a complexação com proteínas
conferem aos carotenoides certa estabilidade. Durante as várias etapas do processamento esta
estrutura e os complexos podem ser quebrados, expondo os pigmentos a fatores adversos
(STRINGHETA et al., 2006). Para que um carotenoide esteja disponível é necessário que
sejam liberados mecanicamente ou enzimaticamente da fonte e, devido à sua solubilidade
limitada em água, devem ser incorporados em gotículas lipídicas, ou associados a outros
componentes como proteína e amido (BOHN, 2008). Uma quantidade maior de enzimas
podem desestruturar a parede celular e os carotenoides liberados não complexam com outros
componentes para serem recuperados na fase aquosa.
Figura 10 – Diagrama de Pareto para a variável dependente teor de carotenoides na fase aquosa.
-,402579
-1,53927
1,997106
-3,03907
3,402184
-3,62321
8,296277
p=,05
(3)Temperatura
2by3
(1)Quantidade de enzima
1*2*3
1by2
1by3
(2)Tempo
-,402579
-1,53927
1,997106
-3,03907
3,402184
-3,62321
57
Dentro do contexto investigado e das constatações demonstradas pelo
planejamento experimental, verificou-se que houve recuperação de carotenoides da película
de cajá para a fase líquida. Essa constatação foi reforçada pelo aumento das variáveis GRT,
SST e resíduo seco ao final do processo de maceração enzimática.
2.4. CONCLUSÃO
A película de cajá é uma boa fonte de carotenoides. Sua parede celular possui
quantidades consideráveis de pectina, hemicelulose e celulose + lignina, sendo majoritário o
teor de pectina. Desta forma, o processo de maceração deve ser baseado em preparações
enzimáticas com forte caráter pectinolítico.
É imprescindível a utilização de enzimas pectinolíticas para que ocorra a
recuperação de carotenoides através da maceração enzimática. A melhor condição para
recuperação de carotenoides foi ao utilizar 300µL do complexo enzimático Pectinex XXL
durante o período de 3 horas de incubação.
58
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ANDRADE, K.M.N.S.S.; DIAS, R.C.S.; SOUZA, H.N.S.; SANTOS, J.S.; DAMASCENO, L.S.; TEIXEIRA, F.A. Melão cristalizado com adição de polpa de frutas tropicais: processamento, rendimento e avaliação físico-química. Horticultura Brasileira, v. 30, n. 2, 2012. AOAC. Official Methods of analysis of AOAC International. 18th Ed. Associations of Official Analytical Chemists. Gaithersburg, MD, USA, 2005. BOHN, T. Bioavailability of Non-Provitamin A Carotenoids. Current Nutrition & Food Science, n.4, p. 240-258, 2008 BOSCO, J.; SOARES, K.T.; FILHO, S.P.A.; BARROS, R.V. A cultura da cajazeira. João Pessoa: EMEPA-PB. Documentos, 28, 2000. BRANDÃO, E.M.; ANDRADE, C.T. Influência de fatores estruturais no processo de gelificação de pectinas de alto grau de metoxilação. Polímeros: Ciência e Tecnologia, vol.9, n.3, p.38-44, 1999. CATANEO, C. B.; CALLARI, V.; GONZAGA, L. V.; KUSKOSKI, E. M.; FETT, R. Atividade antioxidante e conteúdo fenólico do resíduo agroindustrial da produção de vinho. Ciências Agrárias. v. 29, n. 1, p. 93-102, 2008. CAVALCANTE, L.F.; LIMA, E.M.; FREIRE, J.L.O.; PEREIRA, W.E.; COSTA, A.P.M.; CAVALCANTE, I.H.L. Componentes qualitativos do cajá em sete municípios do brejo paraibano. Acta Scientiarum: Agronomy, v. 31, n. 4, p. 627-632, 2009. COELHO, M.A.Z.; SALGADO, A.M.; RIBEIRO, B.D. Tecnologia Enzimática. EPUB, FAPERJ, Petrópolis, RJ, 2008. COURI, S. Efeito de cátions na morfologia do agregado e na produção de poligalacturonase por Aspergillus niger mutante 3T5B8. 1993. 199 f. Tese (Doutorado em Tecnologia de Processos Bioquímicos) – Departamento de Engenharia Bioquímica, Escola de Química, Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro - RJ, 1993. HAMANO, P.S.;MERCADANTE, A.Z. Compositions of carotenoids from commercial products of caja (Spondias lutea). Journal of Food Composition and Analysis, v.14, n. 4, p.335-343, 2001. HIGBY, W. K. A simplified method for determination of some aspects of the carotenoid distribution in natural and carotene-fortified orange juice. Journal of Food Science, v.27, n. 1, p.42-49, 1962.
59
HUBER, K.; QUEIROZ, J.H.; MOREIRA, A.V.B.; RIBEIRO, S.M.R. Caracterização química do resíduo agroindustrial da manga ubá (Mangifera indica L.): uma perspectiva para a obtenção de antioxidantes naturais. Revista Brasileira de Tecnologia Agroindustrial, v. 6, n. 1, p. 640 - 654, 2012. KHANNA, P.K.; SETHI, R.P.; TEWARI, H.K. Production poligalacturonase and pectin methyl esterase by Aspergillus niger C1. Journal of Research. Punjab Agricultural University, v. 18, n. 4, p. 415-420, 1981. KUNNIKA, S.; PRANEE, A. Influence of enzyme treatment on bioactive compounds and colour stability of betacyanin in flesh and peel of red dragon fruit Hylocereus polyrhizus (Weber) Britton and Rose. International Food Research Journal, v.18, n.4, p.1437-1448, 2011. MATTIETTO, R. de A. Estudo tecnológico de um néctar misto de cajá (Spondias lutea L.) e umbu (Spondias tuberosa Arruda Câmara). 2005. 299 f. Tese (Doutorado em Tecnologia de Alimentos) - Universidade Estadual de Campinas, Campinas, 2005. MENDES, L. M. de F. C; NEVES, J. A.; DIAS, L. P.; SILVA, M. de J. M. Carotenoides e antocianinas totais em polpas de cajá congeladas (Spondias mombin L.). In: CONGRESSO DE PESQUISA E INOVAÇÃO DA REDE NORTE NORDESTE DE EDUCAÇÃO TECNOLÓGICA, 3., 2008, Fortaleza. Anais... Fortaleza: CEFET-CE, 2008. MILLER, G.L. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugars. Analytical Chemistry, v.31, n. 3, p. 426-428, 1959. NORJANA, I.; NOOR AZIAH, A. A. Quality attributes of durian (Durio zibethinus Murr) juice after pectinase enzyme treatment. International Food Research Journal, v. 18, n. 3, p. 1117-1122, 2011. PURI, M.; SHARMA, D.; BARROW, C. J. Enzyme-assisted extraction of bioactives from plants. Trends in Biotechnology, v. 30, n. 1, p. 37 – 44, 2012. RAMALHO, A.A.; DALAMARIA, T.; SOUZA, O.F. Consumo regular de frutas e hortaliças por estudantes universitários em Rio Branco, Acre, Brasil: prevalência e fatores associados. Cadernos Saúde Pública, v. 28, n. 7, p. 1405-1413, 2012. RODRIGUEZ-AMAYA, D. B.; KIMURA, M.; AMAYA-FARFAN, J. Fontes brasileiras de carotenoides: Tabela brasileira de composição de carotenoides em alimentos. Brasília: MMA/SBF, 2008, 100 p. RODRIGUEZ-AMAYA, D.B.; KIMURA, M. Carotenoides e valor nutritivo de Vitamina A em cajá (Spondias lutea L.). Ciência e Tecnologia de Alimentos , v.9, n.2, p.148-162, 1989. SACRAMENTO, C. K.; SOUZA, F. X.; Cajá (Spondias mombin L.), Jabuticabal: Funep (Série Frutas Nativas, 4), 2000, 42 p. SANTOS, M. B.; CARDOSO, R. L.; FONSECA, A. A. O.; CONCEIÇÃO, M. N. Caracterização e qualidade de frutos de umbu-cajá (Spondias tuberosa x S. mombin)
60
provenientes do Recôncavo Sul da Bahia. Revista Brasileira de Fruticultura, v. 32, n. 4, p. 1089-1097, 2010. SCHIEBER, A.; FÜGEL, R.; HENKE, M.; CARLE, R. Determination of the fruit content of strawberry fruit preparations by gravimetric quantification of hemicelluloses. Food Chemistry, v. 91, p. 365-371, 2005. SILVA JÚNIOR, J. F.; BEZERRA, J.E.F.; LEDERMAN, I.E.; ALVES, M.A.; MELO NETO, M.L. Collecting, ex situ conservation and characterization of “cajá-umbu” (Spondias mombim x Spondias tuberosa) germplasm in Pernambuco State, Brazil. Genetic Resources and Crop Evolution, v. 51, n. 4, p. 343-349, 2004. SINGH, N. I.; DHUIQUE-MAYER, C.; LOZANO, Y. Physico-chemical changes during enzymatic liquefaction of mango pulp (cv. Keitt). Journal of Food Processing and Preservation, v. 24, n. 1, p. 73-85, 1999. STRINGHETA, P.C.; NACHTIGALL, A.M.; OLIVEIRA,T.T.; RAMOS, A.M.; SANT'ANA, H.M.P.; GONÇALVES,M.P.J.C. Lutein: antioxidant properties and health benefits. Alimentos e Nutrição, v.17, n.2, p.229-238, 2006. SUN, Y.; WANG, Z.; WU, J.; CHEN, F.; LIAO, X.; HU, X. Optimising enzymatic maceration in pretreatment of carrot juice concentrate by response surface methodology. International Journal of Food Science and Technology, v. 41, n.9, p. 1082–1089, 2006. TIBURSKI, J.H.; ROSENTHAL, A.; DELIZA, R.; GODOY, R.L.O.; PACHECO, S. Nutritional properties of yellow mombin (Spondias mombin L.) pulp. Food Research International, v. 44, n. 7, p. 2326 – 2331, 2011. UCHOA, A.M.A; COSTA, J.M.C.; MAIA, G.A.; SILVA, E.M.C.; CARVALHO, A.F.F.U.; MEIRA, T.R. Parâmetros físico-químicos, teor de fibra bruta e alimentar de pós alimentícios obtidos de resíduos de frutas tropicais. Segurança Alimentar e Nutricional, Campinas, v. 15, n. 2, p. 58-65, 2008. UENOJO, M.; PASTORE, G.M. Pectinases: aplicações industriais e perspectivas. Química Nova, v. 30, n. 2, p. 388-394, 2007. VIANA, E.S.; OLIVEIRA, L.A.; SOUSA, M.R.; SILVEIRA, A.P.P.; LEAL, L.R.S.; GOMES, R.B. Caracterização de frutos de umbu-cajazeira para consumo in natura e processado. In: XVI Encontro Nacional e II Encontro Latino Americano de Analista de Alimentos, 2009, Belo Horizonte. Anais..., 2009. VIEIRA, J. M. M., Maceração enzimática de película comestível de cajá (Spondias
mombin L.) para a extração de carotenoides. 2010. 53 f. (Mestrado em Engenharia Química) – Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2010. VIEIRA NETO, R. D. Frutíferas potenciais para os tabuleiros costeiros e baixadas litorâneas. Aracaju: Embrapa Tabuleiros Costeiros/Empresa de Desenvolvimento Agropecuário de Sergipe – Emdagro, 216 p., 2002.
61
YADAV, S., YADAV, P.K., YADAV, D., YADAV, K.D.S. Pectin lyase: A review. Process Biochemistry, v. 44, p. 1–10, 2009. ZETELAKI-HORVATH, K.. Factors affecting pectin lyase activity. Acta Alimentaria, v.11, n.1, p.21-29, 1982.
62
CAPÍTULO 3. INFLUÊNCIA DE FATORES FÍSICOS E FÍSICO-QUÍMICOS NA MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ
3.1. INTRODUÇÃO
A partir das primeiras décadas do século XX o desenvolvimento da tecnologia de
enzimas se intensificou. A descoberta de novas enzimas integrantes das vias metabólicas, o
aumento do conhecimento das propriedades das enzimas, a constatação de que quase todas as
enzimas de interesse industrial podem ser produzidas por micro-organismos e o crescimento
no mercado de produção de enzimas, foram fatores responsáveis para a evolução da
tecnologia enzimática (NOVOZYMES, 2002).
As pectinases são enzimas hidrolíticas, cuja definição e classificação se faz com
base na parte galacturano da molécula de pectina que é atacada. As pectinas encontram-se
naturalmente em associação com a celulose e hemicelulose, que auxiliam na adesão entre as
células, sendo considerada a pectina, o principal agente que dá resistência à parede celular
(LEITÃO et al., 1995; PAIVA; LIMA; PAIXÃO., 2009).
A parede celular é composta por várias camadas, a lamela média é a camada mais
externa que faz a coesão entre as células e é composta principalmente de pectinas. A parede
celular primária localiza-se após a lamela média e a secundária liga-se imediatamente do lado
de dentro da parede primária, ambas consistem de microfibrilas de celulose trançadas em
conjunto num padrão irregular, embebidas numa matriz amorfa composta de hemiceluloses,
pectinas e proteínas (CHITARRA; CHITARRA, 2005).
A celulose encontrada na parede celular das plantas é a biomolécula mais
abundante na natureza. As plantas produzem, anualmente, cerca de 180 bilhões de toneladas
de celulose. É produzida na forma de microfibrilas de celulose, (semi)-cristalina em cadeias
lineares de β-1,4-D-glicose ligadas por pontes de hidrogênio (DELMER, 1999).
Celulases são enzimas que constituem um complexo capaz de atuar sobre
materiais celulósicos, promovendo sua hidrólise. Estas enzimas são biocatalisadores altamente
específicos que atuam em sinergia para a liberação de açúcares. A produção de celulases em
escala industrial começou em meados da década de 80 e sua utilização tem o potencial de
alterar a textura, sabor e outras propriedades organolépticas dos alimentos, além de facilitar a
remoção da pele ou casca de alguns frutos cítricos. Para isto muitas enzimas não são usadas
63
separadamente e sim associadas, ou seja, misturas de celulases, hemicelulases e pectinases
para o máximo benefício. A utilização de celulases na hidrólise da celulose ocorre em
condições mais brandas de pressão, temperatura e pH (PRESTES et al., 2012; CASTRO;
PEREIRA JÚNIOR, 2010; BATH, 2000).
Desta forma, a investigação de novas tecnologias para o processamento de frutos
e alimentos faz-se pertinente. Os avanços recentes, pontuados na evolução na tecnologia
enzimática, tais como, a descoberta de novas enzimas integrantes de vias metabólicas, o
aumento do conhecimento das propriedades das enzimas, a constatação de que a maioria das
enzimas de interesse industrial pode ser sintetizada por micro-organismos e o crescimento no
mercado de produção de enzimas, são exemplos promissores de alternativas no
processamento de frutos ou alimentos (NOVOZYMES, 2002). Em alimentos, o
relacionamento enzima/substrato é mais complexo e menos previsível porque os materiais
alimentícios não são substâncias químicas puras, mas sim estruturas complexas ou misturas
de potenciais substratos e inibidores, assim a instabilidade física das enzimas pode ser
induzida pelo efeito de pH e temperatura (FIB, 2001).
Este trabalho teve por objetivo avaliar a influência de fatores físicos e físico-
químicos na maceração enzimática de película comestível de cajá como a associação de
preparações pectinolíticas e celulolíticas, o ajuste de pH antes da maceração, a quantidade de
água adicionada e o uso do ultrassom associado à maceração enzimática.
3.2. MATERIAL E MÉTODOS
Para avaliar e verificar a ocorrência de uma maior recuperação de carotenoides na
maceração enzimática da película comestível de cajá, foram realizados 4 (quatro) testes
distintos:
Teste 1: Avaliação de duas diferentes preparações enzimáticas comerciais na maceração
enzimática da película comestível de cajá;
Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá;
Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película comestível
de cajá;
Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película
comestível de cajá.
64
3.2.1. Teste 1: Avaliação de duas diferentes preparações enzimáticas comerciais na maceração
enzimática da película comestível de cajá
Os ensaios de maceração foram realizados em Erlenmeyer, onde 10 g de película
e 40 mL de água destilada foram triturados por 30 segundos em Mixer Walita. Posteriormente
adicionaram-se os complexos enzimáticos. A maceração ocorreu em shaker orbital a 150 rpm,
a uma temperatura de 30 °C durante 3 horas. As preparações enzimáticas comerciais
utilizadas foram Pectinex XXL e Celluclast, doadas pela Novozymes®. As combinações
foram formuladas baseando-se em um estudo realizado com a preparação enzimática Pectinex
XXL (Capítulo 2). Na Tabela 7 encontram-se os ensaios de maceração com as combinações
das preparações enzimáticas utilizadas.
Tabela 7 – Combinações das enzimas Pectinex XXL e Celluclast.
Condições experimentais
Teste Pectinex XXL (µL) Celluclast (µL)
A 300 0
B 300 100
C 300 200
Os ensaios de maceração foram realizados em duplicata. Ao término das
macerações, a película (fase sólida) foi separada da água (fase aquosa) e descartada. Esta
separação foi feita com o auxílio de peneiras de malha com diâmetro de 1 mm. As
determinações analíticas foram realizadas na fase aquosa, onde se determinou grupos
redutores totais, resíduo seco e teor de carotenoides totais.
3.2.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá
A película comestível de cajá foi triturada com água destilada, na proporção de
1:4 (película: água destilada), em Mixer Walita durante 30 s. Em seguida realizou-se o ajuste
do pH (pHmetro HANNA HI 2221) utilizando solução de NaOH 0,01N. Com o pH ajustado,
adicionaram-se 300µL do complexo enzimático Pectinex XXL (Novozymes®) e prosseguiu
65
com a maceração a 150 rpm em shaker orbital, a temperatura de incubação de 30 °C durante 3
horas. Os experimentos foram realizados em duplicatas.
Após o término das macerações, as amostras foram separadas em fase aquosa
(líquido com recuperação de carotenoides) e fase sólida (resíduo de película). A separação foi
realizada utilizando peneira com malha de 1mm. A fase sólida foi descartada e na fase aquosa
foram realizadas análises de grupos redutores totais, sólidos solúveis totais, resíduo seco e
teor de carotenoides totais.
3.2.3. Teste 3: Proporção película:água utilizada na maceração enzimática da película comestível de cajá
A maceração enzimática foi realizada em Erlenmeyers com capacidade de 250
mL, contendo 10g de película comestível de cajá triturada previamente em Mixer Walita. A
trituração foi realizada juntamente com a água destilada. Foram realizados 4 (quatro)
tratamentos:
i) Tratamento 1: proporção película: água de 1:1;
ii) Tratamento 2: proporção película água de 1:2;
iii) Tratamento 3: proporção película: água de 1:3;
iv) Tratamento 4: proporção película: água de 1:4.
Posterior à trituração foi adicionado 300µL do complexo enzimático Pectinex
XXL, da Novozymes® e prosseguiu com a maceração a 150 rpm em shaker orbital, a uma
temperatura de incubação de 30 °C durante 3 horas. Os experimentos foram realizados em
duplicatas.
Após o término das macerações, as amostras foram separadas em fase aquosa
(líquido com recuperação de carotenoides) e fase sólida (resíduo de película). A separação foi
realizada por peneira com malha de 1 mm. Na fase aquosa foram realizadas análises grupos
redutores totais e teor de carotenoides. Na fase sólida foi realizada análise do teor de
carotenoides totais.
66
3.2.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película comestível de cajá
O tratamento das amostras com ultrassom foi feito com um aparelho UP400S
processador ultrassônico (400 W, 24 kHz), conduzido com dois sonotrodos (H7 e H22),
amplitude 100% e frequência contínua (1 minuto). Os testes com ultrassom foram realizados
antes e após a maceração. Nas amostras que não sofreram maceração enzimática inicial, o
tratamento com o ultrassom foi realizado diretamente na película triturada em água.
Posteriormente ao tratamento com o ultrassom, foi adicionado o complexo enzimático
comercial Pectinex XXL, produzido pela Novozymes®. Nos experimentos de maceração
enzimática empregaram-se Erlenmeyers, com capacidade de 250 mL, contendo 10 g de
película de cajá triturados em 40 mL de água destilada com o auxílio de um Mixer Walita
durante 30 segundos. A maceração enzimática da película foi realizada com 300 µL do
complexo enzimático sob agitação de 150 rpm, em shaker orbital, a uma temperatura de
incubação de 30 °C durante 3 horas (Figura 11).
As amostras foram organizadas e submetidas ao tratamento com ultrassom, da
seguinte forma:
i) amostra controle (submetida apenas à maceração enzimática sem emprego de
ultrassom);
ii) amostra H7AM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom antes da maceração
enzimática empregando sonotrodo com ponta de 7 mm);
iii) amostra H7DM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom depois da
maceração enzimática empregando sonotrodo com ponta de 7 mm);
iv) amostra H22AM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom antes da
maceração enzimática empregando sonotrodo com ponta de 22 mm)
v) amostra H22DM (amostra submetida ao tratamento com ultrassom depois da
maceração enzimática empregando sonotrodo com ponta de 22 mm).
Após os tratamentos, as amostras foram separadas em fase aquosa (líquido com
recuperação de carotenoides) e fase sólida (resíduo de película). A separação foi por peneira
de malha de 1 mm. Na fase aquosa foram realizadas análises grupos redutores totais e teor de
carotenoides. Na fase sólida foi realizada análise do teor de carotenoides totais para que
pudesse estimar o teor de carotenoides recuperados.
67
Figura 11 – Preparação da maceração enzimática da película comestível de cajá com associação do ultrassom.
3.2.
5. Determinações analíticas
As preparações enzimáticas Pectinex XXL e Celluclast foram cedidas pela
Novozymes® e caracterizadas quanto à atividade de:
i) Poligalacturonase (COURI, 1993): em tubos de ensaio adicionou-se 4 mL de
ácido poligalacturônico e foram mantidos em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Em
seguida, adicionou 0,1 mL do extrato enzimático devidamente diluído. Após 30 minutos de
reação transferiu-se 0,1 mL do meio reacional para um tubo contendo 1 mL de DNS e
completando o volume com 0,9 mL de água destilada. A atividade de poligalacturonase foi
expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde a 1 µmol de ácido galacturônico por mL,
por minuto nas condições de reação.
ii) Pectinametilesterase (KHANNA; SETHI; TEWARI, 1981): em um Becker
adicionou-se 30 mL de solução de pectina a 1% (previamente ajustada o pH para 7,0) e 6 mL
do extrato enzimático devidamente diluído. Realizou-se uma titulação com NaOH 0,01N
ajustando o pH do conteúdo do Becker para 7,0 em um tempo de 10 minutos de reação.
Anotou-se o volume de NaOH gasto para o ajuste do pH. O resultado é baseado no volume de
NaOH gasto, no fator do NaOH e na diluição do extrato enzimático. A atividade da
pectinametilesterase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade de pectinesterase
68
corresponde como a quantidade de enzima que libera 1 µmol de grupos carboxílicos por hora
de reação.
iii) Pectinaliase (ZETELAKI-HORVATH, 1982): em tubos de ensaio adicionou-se
2,5 mL de solução de pectina 2%, 0,5 mL de CaCl2 0,01M e 21,0 mL de tampão acetato. Em
seguida colocou-se em banho termostático a 35 °C por 10 minutos. Adicionou 1 mL do
preparo enzimático devidamente diluído, agitou-se e realizou-se imediatamente a leitura em
espectrofotômetro a 235 nm. Retornou ao banho e realizou-se nova leitura após 10 minutos de
reação. A atividade de pectinaliase foi expressa em U.mL-1, onde uma unidade representa 1
µmol de 4,5 glicosídeo uronato produzido por minuto de reação em pH 5,5 nas condições de
reação, por mL do preparado enzimático.
iv) Celulase (WOOD; GARCIA-CAMPAYO, 1990): em tubos de ensaio
adicionou-se 0,9 mL de solução de celulose 1% e manteve-se em banho termostático a 40°C
por 10 minutos. Em seguida, foi adicionado 0,1 mL do complexo enzimático devidamente
diluído permanecendo em banho termostático, sob agitação, por 60 minutos. Para a
paralisação da reação foi adicionado 1 mL de DNS e realizada uma homogeneização. A
atividade de celulase é expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde à quantidade de
enzima que libera 1 µmol de glicose por minuto.
v) Xilanase (GOMES et al., 1992): em tubos de ensaio adicionou-se 0,5 mL de
solução de xilana 1% e 0,5 mL do complexo enzimático diluído em balão volumétrico. Os
tubos foram levados ao banho termostático a 60 °C por 10 minutos. Após os 10 minutos, a
reação foi paralisada adicionando em cada tubo 1 mL de DNS. Homogeneizou-se e procedeu-
se a análise de Grupos Redutores Totais. O branco foi feito sem deixar que a reação ocorresse.
A atividade de xilanase é expressa em U.mL-1, onde uma unidade corresponde a 1 µmol de
xilose por mL, por minuto nas condições de reação.
O teor de grupos redutores totais (GRTs) foi determinado por método
colorimétrico, utilizando o ácido 3,5 dinitrossalicílico (DNS), conforme metodologia proposta
por Miller (1959). A concentração de GRT foi determinada por curvas-padrões previamente
estabelecidas. As análises de resíduo seco e de sólidos solúveis totais foram realizadas de
acordo com AOAC (2005). Para resíduo seco, utilizou-se o método 920.151 e para sólidos
solúveis totais utilizou-se o método 932.12.
Para o teste 1, a quantificação de carotenoides totais foi realizada de acordo com o
método descrito por Higby (1962), onde os resultados foram expressos em µg/g de extrato.
Para os outros testes foi realizada uma metodologia de teor de carotenoides mais
recente e utilizada ultimamente com maior frequência, proposta por Rodriguez-Amaya
69
(2001), com as adaptações necessárias para a película comestível de cajá. Para a fase sólida
foi pesado, em média, 1 g da película e, na fase aquosa foram pesados 3 g de amostra
homogeneizada. Em almofariz, misturou-se a amostra com aproximadamente quatro vezes
sua quantidade de celite. Adicionou-se acetona em temperatura de aproximadamente 4 °C
para promover a extração dos pigmentos. A mistura foi filtrada a vácuo em funil de porcelana
e o resíduo foi levado novamente ao almofariz. A extração e a filtração foram repetidas até
que o resíduo se tornasse incolor. O extrato foi recolhido em um único kitassato. Foram
adicionados 30 a 80 mL de éter de petróleo, dependendo da amostra. Em seguida, os
carotenoides dissolvidos no éter foram transferidos para um funil de separação.
Posteriormente, adicionou-se água para que houvesse a separação de fases. A etapa de adição
foi repetida por 3 vezes e feito o descarte da fase água-acetona após cada repetição. Ao final,
depois de toda a remoção da acetona, a fase etérea foi recolhida em frasco Erlenmeyer. Em
seguida foi adicionado sulfato de sódio anidro para que absorvesse a água que eventualmente
poderia ter passado juntamente com a fase etérea. Transferiu-se o líquido para uma proveta
para verificar a quantidade. Foi realizada leitura em espectrofotômetro Varian Cary – 50 a 450
nm. O cálculo foi realizado baseando-se no coeficiente de absorção do carotenoide
majoritário, no caso a β-criptoxantina.
Para uma melhor avaliação do experimento, foi utilizado o teste de Tukey para
avaliar os resultados, pelo pacote Statistica 7.0. O nível de significância avaliado foi de 95%.
3.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.3.1. Teste 1: Avaliação de duas diferentes preparações enzimáticas comerciais na maceração
enzimática da película comestível de cajá
A preparação enzimática comercial Celluclast apresentou atividade enzimática das
duas enzimas caracterizadas como pectinases, atividade de celulase totais de 15,3 U/mL e de
xilanase de 407,9 U/mL (Tabela 8). Em relação às atividades pectinolíticas, percebeu-se que o
complexo, mesmo sendo a base de celulases possui a atividade de pectinametilesterase e
pectinaliase. A película de cajá possui quantidades majoritárias de pectina e hemicelulose,
70
mas os complexos enzimáticos são compostos por uma mistura de enzimas que degradam a
parede celular. Segundo Silva et al. (2005) as preparações comerciais de enzimas destinadas à
maceração enzimática de produtos de frutas contem um ou mais tipos de pectinases, além de
atividades de celulases, hemicelulases, proteases e amilases, onde os autores denominam
como coquetel enzimático.
A ação das hemicelulases é realizada através de enzimas específicas tais como:
xilanase, arabinofuranosidase, α-Galactosidase e mananase, que atuam degradando xilanas,
arabinanas, galactomananas e mananas, respectivamente (WOOD; KELLOGG, 1986).
Tabela 8 – Atividade enzimática do complexo enzimático Pectinex XXL e Celluclast.
Preparação
enzimática
Pectinases (U/mL)
PG1 PME2 PL3 Celulase Xilanase
Pectinex XXL 323,6 7918,3 3,9 0,8 202,8
Celluclast ND 808,4 5,0 15,3 407,9 1Poligalacturonase, 2Pectinametilesterase, 3Pectinaliase, ND = não detectada.
Os resultados dos testes utilizando diferentes complexos enzimáticos estão
descritos na Tabela 9. Na análise de grupos redutores totais houve diferença significativa ao
nível de 5% de significância. O maior teor de grupos redutores encontrados foi no Teste 3, ao
utilizar 300 µL de Pectinex XXL e 200 µL de Celluclast. O uso de 200 µL de celulase fez o
teor de grupos redutores totais aumentar aproximadamente 35%. Sabe-se que é uma
característica das ações destas enzimas que degradam a parede celular, liberar açúcares.
A análise de resíduo seco apresentou diferença significativa no Teste C, os Testes
A e B não diferiram (ao nível de 5%). O resíduo seco constitui o material que foi possível
passar da fase sólida para a fase aquosa. Assim, no Teste 3 foi onde se conseguiu passar mais
material, 1,7 g/100 g de extrato, este fato deve-se possivelmente a maior quantidade de
enzima empregada.
71
Tabela 9 – Resultados das análises de grupos redutores totais (GRT), resíduo seco e teor de carotenoides totais para as macerações enzimáticas utilizando combinações das preparações comerciais Pectinex XXL e Celluclast.
Teste GRT
(mg/L)
Resíduo seco
(g/100g)
Teor de carotenoides
(mg/ 100mL de extrato)
A 1832,1a ± 10,10 1,3a ± 0,01 1,92b ± 0,03
B 2033,9b ± 7,58 1,4a ± 0,09 1,75a ± 0,08
C 2814,3c ± 10,10 1,7b ± 0,03 1,27a ± 0,12 Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
O teor de carotenoides encontrado não apresentou diferença significativa (ao nível
de 5%) para os Testes A e B, somente o Teste C apresentou esta diferença. No entanto o
maior teor de carotenoide encontrado foi ao utilizar somente a preparação enzimática Pectinex
XXL, ou seja, não adicionar complexo enzimático rico em celulases à maceração. Ao utilizar
a preparação enzimática Celluclast, o teor de carotenoides foi reduzido em aproximadamente
18% (Teste 3). Castro e Pereira Junior (2010), afirmam que a hidrólise enzimática da celulose,
normalmente, tem seu rendimento aumentado com incrementos na carga enzimática, até uma
concentração limite, a partir da qual não é compensatório continuar adicionando enzimas ao
processo, pois os sítios da matriz do substrato já se encontram saturados pelos
biocatalisadores.
A não eficiência do uso da Celluclast neste estudo pode estar associada ao tipo de
material que se deseja degradar e ao tipo de composto que se deseja recuperar, no caso, os
carotenoides. Alguns trabalhos afirmam que o uso de celulases está associado à hidrólise
parcial de componentes da parede celular, reduzindo a viscosidade e mantendo a textura em
sucos de frutas (SANTOS, 2011). Coelho, Salgado e Ribeiro (2008) afirmam que a quebra da
pectina age formando uma suspensão celular. Se esta suspensão for subsequentemente tratada
com celulases, a quebra da parede celular aumenta levando a uma quase completa degradação
dos carboidratos solúveis e insolúveis. Mas, para uma boa ação das celulases é necessário
atenção para alguns fatores, uma vez que Oliveira et al. (2006 apud SPAGNUOLO et al.,
1997) afirmam que as condições ótimas de atividade da celulase são temperatura de 50 °C.
Uenojo e Pastore (2007) afirmam que o efeito sinergístico da combinação de
pectinases e celulases é um processo crucial no tratamento enzimático da polpa para uma
quase completa liquefação das frutas e dos vegetais. Aquino (2012) estudou a maceração
72
enzimática de polpa de bacuri e concluiu que a maceração da polpa foi melhorada quando
utilizou a adição das combinações de preparações enzimáticas (Pectinex XXL e Celluclast/
Viscozyme L e Celluclast), ocorrendo uma redução da consistência de cerca de 70 – 75%.
3.3.2. Teste 2: Ajuste de pH para a maceração enzimática da película comestível de cajá
O pH das amostras, após a trituração foi de 3,7. A amostra A1 (controle) não
sofreu ajuste de pH antes da maceração. Na amostra A2 o pH foi ajustado para 6,1 (Tabela
10). Os resultados das análises estão apresentados na Tabela 11. Todos os resultados, grupos
redutores totais, sólidos solúveis totais, resíduo seco e teor de carotenoides totais foram
diferentes significativamente ao nível de 5% pelo teste de Tukey.
Tabela 10 – Valores de pH das amostras de maceração enzimática.
Amostra pH inicial pH para maceração
A1 – Controle 3,7 -
A2 - pH ajustado 3,7 6,1
O teor de grupos redutores totais foi maior na amostra controle (A1), 691,2 mg/L.
Este resultado pode ser associado ao valor do pH e à presença dos ácidos orgânicos. O pH é
uma variável importante em qualquer processo biológico e esses ácidos orgânicos conferem
um pH baixo à amostra (DEMIATE et al., 2002; ALCÂNTARA; ALMEIDA; SILVA, 2007;
SANTANA et al., 2008).
Os sólidos solúveis totais capazes de serem percebidos na fase aquosa apresentou
maior teor na amostra A2, onde foi feito o ajuste de pH, chegando a praticamente ao dobro,
1,1 ºBrix. O resíduo seco também apresentou diferença significativa sendo um pouco a
quantidade maior na amostra controle, cerca de 18% maior que a amostra com pH ajustado.
Com relação ao teor de carotenoides totais percebeu-se que foi possível recuperar
uma maior quantidade de carotenoides ao ajustar o pH deixando-o próximo da neutralidade
antes de iniciar a maceração. O teor de carotenoides totais, ao se ajustar o pH, teve um
aumento de aproximadamente 44%.
73
Tabela 11 – Teor de grupos redutores totais (GRT), sólidos solúveis totais (SST), resíduo seco e teor de carotenoides totais para amostra controle e amostra com ajuste de pH.
Amostra GRT
(mg/L) SST
(ºBrix) Resíduo seco
(g/100g) Teor de carotenoides
(µg/g de extrato)
A1 - Controle 6912,0b 0,6a 1,7b 32,4a
A2 - pH ajustado 5446,0a 1,1b 1,4a 57,9b Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
3.3.3. Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película comestível de cajá
Com a realização da maceração foi possível notar que no tratamento 1, que
utilizou a proporção 1:1 (película: água) não houve maceração. Visivelmente não se observou
nenhuma transformação na amostra após 3h de incubação. Neste tratamento não foi possível
realizar as análises.
Com os tratamentos 2, 3 e 4 notou-se visualmente que ocorreu maceração e as
análises transcorreram normalmente. O tratamento 2 apresentou diferença significativa,
enquanto que os tratamentos 3 e 4 encontraram-se iguais estatisticamente. Na Tabela 12 são
apresentados os resultados do teor de grupos redutores totais estimados no tratamento. O
maior teor foi registrado no tratamento 2, com 11240,5 mg/L de grupos redutores totais e, ao
empregar a maior proporção de água (tratamento 4), obteve-se menor quantidade de grupos
redutores totais, 5231,0 mg/L.
Heck et al. (2003) realizaram um estudo de hidrólise de um resíduo fibroso de
soja utilizando extratos enzimáticos produzidos por bactérias e compararam a eficiência da
hidrólise através da análise de grupos redutores totais. A comparação utilizou o extrato e
preparações enzimáticas comerciais, o resultado foi favorável para o extrato devido uma
maior liberação de grupos redutores totais.
A partir do efeito destas enzimas sobre a parede celular, açúcares neutros como D-
arabinose, D-galactose, L-ramnose e D-xilose, que estão ligados nas substâncias pécticas, são
liberados e se tornam solúveis.
74
Tabela 12 – Teor de grupos redutores totais na fase líquida de película de cajá.
Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
Para o teor de carotenoides recuperados na fase aquosa, não houve diferença
significativa ao nível de 5% de significância, mas o teor de carotenoides máximo encontrado
foi no tratamento 3, onde utilizou-se a proporção de 1:3, película:água (Tabela 13).
Tabela 13 – Teor de carotenoides na fase líquida e na fase sólida determinados na película de cajá, com diferentes quantidades de água adicionada.
Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
Juntamente com este resultado percebeu-se que a maior porcentagem de
recuperação dos carotenoides foi também no tratamento 3, onde conseguiu-se recuperar 24%
de carotenoides (Tabela 14). A porcentagem recuperada refere-se à quantidade de
carotenoides capaz de ser extraídos da película de cajá para a fase aquosa durante a
maceração. O resultado é similar ao dos autores Zeraik e Yariwake (2008), que estudaram a
extração de carotenoides da cenoura utilizando maceração com éter de petróleo e verificaram
que o extrato de cenouras apresentou 10% de carotenoides totais.
Amostra Concentração (mg/L)
Tratamento 1 -
Tratamento 2 11240,5b
Tratamento 3 7301,2a
Tratamento 4 5231,0a
Amostra
Fase sólida Fase aquosa
Teor de carotenoides (µg/g de película macerada)
Teor de carotenoides (µg/g de extrato)
Tratamento 1 269,1ª ± 23,14 -
Tratamento 2 200,8a ± 37,20 14,3 ± 8,02
Tratamento 3 261,3a ± 9,52 27,7 ± 3,87
Tratamento 4 262,0a ± 36,31 19,7 ± 9,31
75
Tabela 14 – Porcentagem de recuperação de carotenoides na fase líquida de película de cajá.
Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
A adição de água é um requisito para se trabalhar com enzimas hidrolíticas, como
o caso das pectinases. Moura (2009) realizou um estudo com maceração da polpa de cajá e
concluiu que a adição do complexo enzimático á polpa, sem adição de água já proporciona
uma boa redução na viscosidade. No entanto, Aquino (2008) realizou maceração enzimática
em polpa de bacuri e percebeu que a adição de enzimas em baixas concentrações não obteve
bons resultados, necessitando utilizar a razão polpa: água de 1:2.
Dentro deste contexto, a adição de água nas proporções estudadas 1:2, 1:3 e 1:4,
de película: água favorecem a maceração enzimática e consequente recuperação de
carotenoides, mas não apresentam diferença significativa (ao nível de 5%) entre si. A única
proporção que desfavorece a maceração é a proporção 1: 1 (película: água).
3.3.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película comestível de cajá
Analisando os dados apresentados na Tabela 15, percebeu-se que não houve
diferença significativa no teor de carotenoides em um nível de 5% pelo Teste de Tukey para
as amostras controle, sonda H7AM, sonda H7DM e H22DM.
Amostra Porcentagem recuperada (%)
Tratamento 1 -
Tratamento 2 12ª
Tratamento 3 24ª
Tratamento 4 23ª
76
Tabela 15 – Teor de carotenoides na fase aquosa e na fase sólida determinados na película de cajá, utilizando maceração enzimática associada à utilização do ultrassom.
Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
Entretanto, verificou-se que o maior teor de carotenoides recuperado ocorreu na
amostra H7AM (40,8 µg/g de extrato), apresentando diferença signifcativa em relação ao
restante dos tratamentos. A liberação de carotenoides é prevista pela atuação das enzimas
pectinolíticas, que degradam as substâncias pécticas da parede celular, liberando os
carotenoides retidos na célula. O uso da sonda H7 antes da maceração possibilitou um
acréscimo na recuperação de carotenoides, uma vez que sua ação possivelmente desestruturou
as células e facilitou uma maior liberação de pigmento. Essa tendência pode ser confirmada
pelo valor inferior alcançado pela amostra controle (17,4 µg/g de extrato). É relevante
destacar que a amostra H22AM também apresentou uma considerável recuperação de
carotenoides (28,6 µg/g de extrato), sendo inclusive maior que o teor determinado no
controle.
Para aumentar a eficiência de métodos de extração a frio, é importante romper as
paredes das células para liberar os constituintes desejados e assim as ondas ultrassônicas
podem proporcionar os meios necessários para interromper as paredes celulares da amostra de
fruta (RODRIGUES; FERNANDES, 2012).
Ainda observando os valores apresentados na Tabela 15, para as determinações
realizadas na fase sólida, o teor de carotenoides não apresentou diferença significativa (nível
de 5%) para as amostras controle, sondas H7AM e H7DM, sondas H22AM e H22DM. O teor de
carotenoides na fase sólida refere-se aos valores de carotenoides presentes na película de cajá
que não foram recuperados na fase líquida.
Cabe salientar, que a literatura é muito escassa no que tange o emprego do
ultrassom como alternativa no processamento de frutos. Considerações sobre a técnica são
Fase sólida Fase aquosa
Amostra Teor de carotenoides
(µg/g de película macerada) Teor de carotenoides
(µg/g de extrato)
Controle 188,2a ± 10,0 17,4a ± 3,2
H7AM 172,2a ± 11,2 40,8c ± 1,6
H7DM 189,8a ± 22,6 15,7ab ± 5,2
H22AM 124,3a ± 41,3 28,6b ± 1,0
H22DM 102,4a ± 8,7 11,0a ± 0,2
77
feitas por alguns autores, como Sganzerla et al. (2009), mas discorrem sobre o sucesso do
ultrassom em um estudo realizado com óleo de amêndoas. Os autores demonstraram que o
maior rendimento de extração foi observado com o emprego associado do ultrassom com
outras técnicas e, esse rendimento relacionou-se possivelmente com os efeitos de cavitação e
agitação provocados pelas ondas sonoras na amostra imersa.
Em relação ao teor de grupos redutores totais presente na fase aquosa da película
de cajá (Tabela 16), percebeu-se que não houve diferença significativa, ao nível de 5% entre
as amostras analisadas. Desta forma, entendeu-se que, o teor de grupos redutores totais não é
alterado pelo emprego do ultrassom, mesmo que seja demonstrado acréscimo da liberação dos
grupos redutores totais em relação à amostra controle.
Tabela 16 – Teor de grupos redutores totais na fase aquosa de película de cajá.
Médias seguidas de mesma letra não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
Mesmo não constatando diferenças significativas das amostras pelo Teste de
Tukey, notou-se um acréscimo considerável na liberação dos grupos redutores totais das
amostras tratadas com ultrassom. É interessante observar, que os maiores acréscimos
ocorreram nas amostras que empregaram o ultrassom com a sonda de 22 cm, amostras H22AM
e H22DM, que apresentaram em relação à amostra controle, um acréscimo no teor de grupos
redutores totais na fase líquida, de 853,4 mg/L (cerca de 11,7% de aumento) e 1241,5 mg/L
(cerca de 16,1 % de aumento), respectivamente.
Amostra Concentração (mg/L)
Controle 6466,3a ± 429,4
H7AM 6549,3a ± 752,7
H7DM 6573,0a± 301,9
H22AM 7319,7a ± 429,4
H22DM 7707,8a ± 512,6
78
3.4. CONCLUSÃO
A utilização de preparações enzimáticas de caráter celulolíticos junto às
preparações pectinolíticas, para a recuperação de carotenoides de película comestível de cajá,
não se mostrou eficiente.
O ajuste do pH, próximo à neutralidade (pH 6,0), antes de iniciar a maceração
mostrou-se eficiente para uma maior recuperação de carotenoides.
A quantidade de água adicionada para que haja uma boa maceração não altera a
recuperação de carotenoides, podendo ser utilizada nas proporções película: água de 1: 2, 1: 3
ou 1: 4. No entanto, as proporções 1:3 e 1:4 recuperaram um maior teor de carotenoides e
recomenda-se o emprego da proporção 1:4, por conter uma maior quantidade água que facilita
a operação além de melhorar na fase de separação entre fase sólida e fase aquosa.
O emprego do ultrassom associado à maceração enzimática favoreceu a operação,
sendo a utilização da sonda com 7 cm, antes da maceração a mais eficiente, amostra H7AM.
79
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALCÂNTARA, S.R.; ALMEIDA, F.A.C.; SILVA, F.L.H. emprego do bagaço seco do pedúnculo do caju para posterior utilização em um processo de fermentação semi-sólida. Revista Brasileira de Produtos Agroindustriais, v.9, n.2, p.137-142, 2007. AOAC. Official Methods of analysis of AOAC International. 18th Ed. Associations of Official Analytical Chemists. Gaithersburg, MD, USA, 2005. AQUINO, A.C. Estudo da ampliação da escala na produção de néctar de bacuri (Platonia
insignis Martius) com aplicação de preparações enzimáticas comerciais. 2012. 181f. Tese (Doutorado em Engenharia Química) – Centro de Tecnologia, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2012. AQUINO, A.C. Otimização da maceração enzimática da polpa de bacuri (Platonia
insignis mart.). 2008. 116f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos) – Centro de Ciências Agrárias, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2008. BHAT, M.K. Cellulases and related enzymes in biotechnology. Biotechnology Advances, v. 18, p. 355 – 383, 2000. CASTRO, A.M.; PEREIRA JUNIOR, N. Produção, propriedades e aplicação de celulases na hidrólise de resíduos agroindustriais. Quimica Nova, v. 33, n. 1, p. 181-188, 2010. CHITARRA, M.I.F.; CHITARRA, A.B. Pós-colheita de Frutos e Hortaliças: Fisiologia e Manuseio. 2ª ed. revista e ampliada, Lavras: UFLA, 2005. COELHO, M. A. Z.; SALGADO, A. M.; RIBEIRO, B. D. Tecnologia Enzimática. Rio de Janeiro: FAPERJ; Petrópolis, RJ: EPUB, 288 p., 2008. COURI, S. Efeito de cátions na morfologia do agregado e na produção de poligalacturonase por Aspergillus niger mutante 3T5B8. 1993. Tese (Doutorado em Tecnologia de Processos Bioquímicos) – Departamento de Engenharia Bioquímica, Escola de Química, Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro - RJ, 1993. DELMER, D.P. Cellulose biosynthesis: Exciting times for a difficult field of study. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. Palo Alto, v.50, p.245-276, 1999. DEMIATE, I. M., WOSIACHI, G., CSELUSNIAK, C., NOGUEIRA, A., Determinação dos açúcares redutores e totais em alimentos. Comparação entre o método colorimétrico e titulimétrico. Exact and Soil Sciences, Agrarian, S. Engineering, v. 8, n. 1, p. 65-78, 2002. FIB. Enzimas: natureza e ação nos alimentos. Food Ingredients Brasil, UBM Brazil Feiras & Eventos Ltda., n. 16, 2011.
80
GOMES, I.; GOMES, J.; STEINER, W.; ESTERBAUER, H. Production of cellulase and xylanase by a wild strain of Trichoderma viride. Applied Microbiology and Biotechnology. 36: 701-707, 1992. HECK, J.X.; MATOS, G.S. ;HERTZ, P. F.; AYUB, M.A.Z. Hidrólise de um resíduo fibroso de soja empregando extratos enzimáticos produzidos por bactérias isoladas de ambientes amazônicos. In: XIV Simpósio Nacional de Fermentações - Sinaferm, 2003, Florianópolis. Anais..., 2003. HIGBY, W.K. A simplified method for determination of some the carotenoid distribution in natural and carotene-fortified orange juice. Journal of Food Science, v.27, p.42-49, 1962. KHANNA, P.K.; SETHI, R.P.; TEWARI, H.K. Production poligalacturonase and pectin methyl esterase by Aspergillus niger C1. Journal of Research. Punjab Agricultural University, v. 18, n. 4, p. 415-420, 1981. LEITÃO, M.C.A.; SILVA, M.L. A.; JANUÁRIO, M.I.N.; AZINHEIRA, H.G. Galacturonic acid in pectic substances of sunflower head residues: quantitative determination by HPLC. Carbohydrate Polymers, v.26, p.165-169, 1995. MILLER, G. L. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugars. Analitical Chemistry, v.31, p. 426-428, 1959. MOURA, C.L.A. Maceração enzimática da polpa de cajá (Spondias mombin L.). 2009. 78f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos) – Centro de Ciências Agrárias, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2009. NOVOZYMES. A revolução da panificação. Editora Dorthe Naundrup Hansen, ano XVII, n. 4, 2002. PAIVA, E.P; LIMA, M.S.; PAIXÃO, J.A. Pectina: propriedades químicas e importância sobre a estrutura da parede celular de frutos durante o processo de maturação. Revista Iberoamericana de Polímero, v. 10, n. 4, 2009. PRESTES, R.A.; ALMEIDA, D.M.; BARISON, A.; PINHEIRO, L.A.; WOSIACKI, G. Caracterização por ressonância magnética nuclear de sucos de maçã obtidos por preparações enzimáticas. Quimica Nova, v. 35, n. 6, p. 1141 - 1145, 2012. ROGRIGUES, S.; FERNANDES, F.A.N. Advances in fruit processing technologies. Boca Raton: CRC Press, 472p., 2012. RODRIGUEZ-AMAYA, D.B. A Guide to carotenoid analysis in foods. Washington (DC): International Life Sciences Institute Press; 2001. SANTANA, M.T.A.; SIQUEIRA, H.H.; REIS, K.C.; LIMA, L.C.O.; SILVA, R.J.l. Caracterização de diferentes marcas de sucos de uva comercializados em duas regiões do Brasil. Ciência e Agrotecnologia, v. 32, n. 3, p. 882-886, 2008.
81
SANTOS, A.S. Produção, concentração e caracterização parcial de extrato celulolítico produzido por linhagem fúngica mutante. 2011. 93f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos), Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, 2011 SGANZERLA, M.; RUTZ, J. K.; VOSS, G. B.; CHIM, J. F.; ZAMBIAZI, R. C. Extração de óleo das amêndoas de frutos de butiá (Butia capitata e Butia eriosphata) por três diferentes métodos. In: XI ENPOS - Encontro de Pós-Graduação, Pelotas: UFPel, 2009. SILVA, E. G.; BOERGES, M. de F.; MEDINA, C.; PICCOLI, R. H.; SCHWAN, R. F., Pectinolytic enzymes secreted by yeasts from tropical fruits. FEMS Yeast Research, v. 5, n. 9, p. 859 - 865, 2005. SPAGNUOLO, M.; CRECCHIO, C.; PIZZIGALLO, M. D. R.; RUGGIERO, P. Synergistic effects of cellulolytic and pectinolityc enzymes in degrading sugar beet pulp. Bioresource Technology, Grã Bretanha, v. 60, p. 215-222, 1997. UENOJO, M.; PASTORE, G.M. Pectinases: aplicações industriais e perspectivas. Química Nova, v. 30, n. 2, p. 388-394, 2007. WOOD, T.M.; GARCIA-CAMPAYO,V. Enzymology of cellulose degradati. Biodegradation, v. 1, p. 147-161, 1990. WOOD, W.A.; KELLOGG, S.T. Biomass: part A - Cellulose and hemicellulose, Methods in enzymology, v.160, 1986. ZERAIK, M.L.; YARIWAKE, J.H. Extração de β-caroteno de cenouras: uma proposta para disciplinas experimentais de química. Quimica Nova, v. 31, n. 5, p. 1259-1262, 2008. ZETELAKI-HORVATH, K.. Factors affecting pectin lyase activity. Acta Alimentaria, v.11, n.1, p.21-29, 1982.
82
CAPÍTULO 4. MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE CAJÁ EM REATOR DE BANCADA
4.1. INTRODUÇÃO
A tecnologia de maceração enzimática tem por objetivo degradar os
polissacarídeos da parede celular liberando os compostos solúveis, em especial o ácido D-
galacturônico e os açúcares neutros. A hidrólise que ocorre na parede celular é devida à
atividade de poligalacturonases, pectinaliases e pectinesterases. A partir do efeito destas
enzimas sobre a parede celular, açúcares neutros como D-arabinose, D-galactose, L-ramnose
e D-xilose, que estão ligados nas substâncias pécticas, são liberados e se tornam solúveis
(OLIVEIRA et al., 2006; PIATKA; WILKOWSKA; POGORZELSKI., 2010). Oliveira et
al.(2006 apud LANZARINI; PIFFERI, 1989) afirmam que a estrutura celular consiste em
uma parede com uma composição que varia na mesma fruta durante o amadurecimento,
composta por um complexo de celulose e hemicelulose. O citoplasma, estratificado na parede
celular, contém o núcleo, os plastídios, as enzimas, os fatores de crescimento e os vacúolos,
nos quais estão dissolvidos os açúcares, ácidos, sais, polifenóis e pigmentos.
Todas as frutas de interesse industrial e nutricional possuem quantidade variável
de substâncias pécticas. A maceração enzimática já é amplamente utilizada na produção de
sucos de frutas tropicais (COELHO; SALGADO; RIBEIRO, 2008). No entanto, há uma
expansão de pesquisas envolvendo o aproveitamento de resíduos de frutas e vegetais que
utilizam tecnologia limpa como as aplicações de enzimas. Após a extração do sumo, os
resíduos que permanecem são compostos principalmente de polpa e bagaços e a composição
destes resíduos tem enorme potencial para obter compostos bioativos ou fibras dietéticas que
podem ser utilizados como ingrediente de processamento de alimentos ou utilização em
outros ramos da indústria (VIUDA-MARTOS et al., 2011).
Dentre os pigmentos, os carotenoides são conhecidos por estarem presentes
naturalmente nos alimentos e, representam uma classe de antioxidantes encontrados
predominantemente em frutas e vegetais. Apresentam diversas funções benéficas à saúde, mas
nem todos são absorvidos e utilizados nos tecidos, devido ao fato de que estes não se
encontram livres nos alimentos, mas sim associados a várias estruturas celulares da planta,
como fibras, polissacarídeos, proteínas. Para que ocorra a absorção, o rompimento da matriz
83
alimentar constitui-se o primeiro passo. Trabalhos realizados por diferentes autores
confirmam estas informações, a exemplo de pesquisadores que observaram que o tratamento
enzimático com celulase e pectinases, utilizado para destruição da matriz de espinafre, por
exemplo, aumentou a resposta plasmática do β-caroteno em homens e mulheres com idade
entre 18 e 58 anos (LIMA et al., 2011; CASTENMILLER et al., 1999).
Desta forma, este trabalho teve por objetivo utilizar a maceração enzimática de
película de cajá em reator de bancada para obter um extrato líquido de carotenoides e em
seguida realizar secagem do extrato por atomização.
4.2. MATERIAL E MÉTODOS
4.2.1. Maceração enzimática em reator de bancada
A maceração enzimática ocorreu em condições pré-estabelecidas por um
planejamento experimental no capítulo 2, ajustando os parâmetros para reator de bancada.
Foram realizados dois testes.
Teste 1: Maceração enzimática em reator de bancada;
Teste 2: Maceração enzimática em reator de bancada com ajuste de pH.
O reator utilizado foi New Brunswick, modelo Bioflo® & Celligen® 310,
capacidade de 4L, com 2 impelidores do tipo pás marinhas, com distância de 1,3 cm entre
eles, e com sensor de pH (Figura 12). No reator colocou-se 250g de película e 1500 mL de
água destilada, a película foi previamente triturada (30 segundos) em Processador Robot
Coupe. No reator, adicionou-se a preparação enzimática Pectinex XXL (Novozymes®). A
maceração ocorreu a 300 rpm, a uma temperatura de 30°C durante 3 horas. A rotação
escolhida foi a que favoreceu a agitação completa da mistura reacional, película triturada e
água destilada, sem que houvesse depósitos de películas nas paredes do reator.
A maceração foi realizada em duplicata. No teste 2, o ajuste do pH (pHmetro
HANNA HI 2221) foi realizado com uma solução de NaOH 0,01N, ajustando-se o pH para
próximo à neutralidade (pH = 6,0).
84
Ao término das macerações, a película (fase sólida) foi separada da água (fase
aquosa) e descartada. Esta separação foi feita com o auxílio de peneiras de malha com
diâmetro de 1 mm. As determinações analíticas foram realizadas na fase aquosa.
Figura 12 – Reator de bancada utilizado na maceração enzimática de película comestível de cajá (A) e a dorna utilizada (B).
4.2.2. Secagem do extrato
A secagem foi realizada por atomização em Mini Spray Dryer Büchi B-290, com
capacidade máxima de secagem de 1,0 L de água por hora e bico atomizador integrado de
duplo fluido com 0,7 mm de diâmetro. Foram determinados quatro experimentos de secagem:
Secagem 1: Secagem direta em spray dryer do extrato da maceração enzimática de película
comestível de cajá;
Secagem 2: Secagem direta em spray dryer do extrato da maceração enzimática de película
comestível de cajá, com ajuste do pH;
Secagem 3: Secagem direta em spray dryer do extrato da maceração enzimática de película
comestível de cajá,com adição de adjuvante;
85
Secagem 4: Secagem direta em spray dryer do extrato da maceração enzimática de película
comestível de cajá, com ajuste do pH e adição do adjuvante.
O adjuvante utilizado foi a maltodextrina DE1 4,0 – 7,0 (SIGMA), na proporção
de 10%. A escolha do adjuvante foi baseada na literatura, a maltodextrina possui baixa
higroscopicidade, alta solubilidade, baixo custo e quanto menor os valores de DE, menor a
possibilidade de absorver umidade (BHANDARI; DATTA; HOWES, 1997; COLLARES,
2002).
O volume do extrato foi medido em proveta de plástico de 250 mL, quando
adicionado o adjuvante, realizou-se uma homogeneização com Mixer por aproximadamente 1
minuto.
As condições do spray dryer para atomização foram:
Temperatura de entrada do ar de secagem: 115 °C
Temperatura de saída do ar: 85 °C
Vazão de ar comprimido para a atomização: 742 L.h-1
Aspiração: 90%
Vazão de alimentação da suspensão: 15%
A secagem foi feita nos Testes 1 (maceração em reator de bancada) e 2
(maceração em reator de bancada com ajuste de pH) de maceração, e em cada teste foi
realizada uma segunda secagem adicionando maltodextrina. Foi calculado o rendimento da
secagem com base no teor de sólidos e feitas análises de teor de carotenoides, umidade no pó
obtido e a umidade do adjuvante.
4.2.3. Determinações analíticas
O teor de grupos redutores totais (GRTs) foi determinado por método
colorimétrico, utilizando o ácido 3,5 dinitrossalicílico (DNS), conforme metodologia proposta
por Miller (1959). A concentração de GRT foi determinada por curvas-padrões previamente
estabelecidas.
1 Dextrose equivalente, poder redutor percentual de um composto quando comparado à glicose
86
As análises de resíduo seco e de sólidos solúveis totais foram realizadas de acordo
com AOAC (2005). Para resíduo seco, utilizou-se o método 920.151 e para sólidos solúveis
totais utilizou-se o método 932.12.
A análise dos carotenoides foi realizada seguindo-se as orientações de Rodriguez-
Amaya (2001), com as adaptações necessárias para a película comestível de cajá. Para a fase
sólida foi pesado, em média, 1 g da película e, na fase aquosa foram pesados 3 g de amostra
homogeneizada. Em almofariz, misturou-se a amostra com aproximadamente quatro vezes
sua quantidade de celite. Adicionou-se acetona em temperatura de aproximadamente 4 °C
para promover a extração dos pigmentos. A mistura foi filtrada a vácuo em funil de porcelana
e o resíduo foi levado novamente ao almofariz. A extração e a filtração foram repetidas até
que o resíduo se tornasse incolor. O extrato foi recolhido em um único kitassato. Foram
adicionados 30 a 80 mL de éter de petróleo, dependendo da amostra. Em seguida, os
carotenoides dissolvidos no éter foram transferidos para um funil de separação.
Posteriormente, adicionou-se água para que houvesse a separação de fases. A etapa de adição
foi repetida por 3 vezes e feito o descarte da fase água-acetona após cada repetição. Ao final,
depois de toda a remoção da acetona, a fase etérea foi recolhida em frasco Erlenmeyer. Em
seguida foi adicionado sulfato de sódio anidro para que absorvesse a água que eventualmente
poderia ter passado juntamente com a fase etérea. Transferiu-se o líquido para uma proveta
para verificar a quantidade. Foi realizada leitura em espectrofotômetro Varian Cary – 50 a 450
nm. O cálculo foi realizado baseando-se no coeficiente de absorção do carotenoide
majoritário, no caso a β-criptoxantina.
4.3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.3.1. Maceração enzimática
Para que a maceração em reator de bancada fosse realizada da mesma forma que
em escala laboratorial, foram necessárias adaptações. Os testes em reator iniciaram-se com
agitação de 250 rpm, no entanto verificou-se pouca homogeneização da mistura. Assim,
optou-se em aumentar a quantidade de água no processo de maceração, bem como a
87
velocidade de agitação. Foi adicionado ao processo 500 mL de água destilada e estabeleceu
uma agitação de 300 rpm. Desta forma a proporção película: água modificou para 1: 6.
Ao término da maceração em reator de bancada, verificou-se visivelmente que
houve uma boa maceração do mesmo modo como ocorre em escala laboratorial de acordo
com o capítulo 2. A Figura 13 retrata essa visível maceração.
Figura 13 – Fases da maceração enzimática da película comestível de cajá. Película comestível de cajá (A), trituração realizada antes da maceração enzimática em reator (B), dorna vazia (C), dorna com película triturada e água (D), dorna após a maceração durante 3h (E) e líquido obtido na maceração enzimática da película comestível de cajá, após a separação da fase sólida (F e G).
Aquino (2012) desenvolveu um trabalho com o objetivo de elaborar um néctar de
bacuri em escala piloto, utilizando a maceração enzimática em reator, mas anteriormente
88
desenvolveu um néctar em escala laboratorial utilizando a aplicação de enzimas celulolíticas e
pectinolíticas. Como resultado verificou que é viável a produção do néctar utilizando as
mesmas condições de concentração das preparações enzimáticas, tempo e temperatura de
incubação do processamento do néctar de bacuri em escala laboratorial, mas a agitação
precisou ser modificada, sendo aumentada para que apresentasse as mesmas características do
teste realizado em menor escala.
Ao avaliar os resultados (Tabela 17), percebeu-se que o teor de grupos redutores
totais foi elevado, 8236,6 mg/L. Comparando com os resultados vistos no capítulo 2,
percebeu-se que a maceração em reator de bancada deu incremento em todas as análises
realizadas. Ao realizar a maceração em Erlenmeyer, a agitação foi feita utilizando somente a
rotação do shaker. No reator de bancada além da agitação pela rotação há atuação dos
impelidores, onde o seu atrito com a película pôde favorecer a maceração enzimática.
Tabela 17 – Resultados das análises realizadas após a maceração em reator de bancada de película comestível de cajá.
Maceração pH GRT (mg/L)
SST (ºBrix)
Resíduo seco (g/100g de extrato)
Teor de carotenoides
(µg/g de extrato)
Teste 1 Sem ajuste 8236,6b ± 339,2 1,5b± 0,2 3,6b± 0,06 64,3b ± 0,7
Teste 2 pH ajustado 4432,3a ± 218,9 1,0a ± 0,0 1,3a ± 0,03 33,0a ± 9,0 Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
Os sólidos solúveis totais e o resíduo seco também se destacaram em relação à
escala laboratorial. O resíduo seco é todo o material que se conseguiu recuperar da película
para o extrato, em reator de banca foi de 3,6 g/100g.
O principal componente que se deseja recuperar, os carotenoides, obtiveram um
resultado melhor ao utilizar o reator em bancada, com 64,3 µg/g de extrato. Mesmo com as
adaptações realizadas para que houvesse uma boa maceração em reator de bancada, como a
adição de água, os resultados foram mais expressivos. Assim, quando comparado ao teor de
carotenoides que foi possível recuperar em escala laboratorial, no reator de bancada foi
possível recuperar uma quantidade de carotenoides bem mais expressiva.
É um pouco recente a inserção de novas tecnologias para obtenção de compostos
bioativos a partir de frutas e legumes ou resíduos destes. Sudto, Pornpakakul e
Wanichwecharungruang (2009) obtiveram sucesso ao extrair o flavonoide naringina de cascas
89
de pomelo, um fruto cítrico nativo da Ásia, sua extração foi feita a partir de metanol e os
autores conseguiram atingir 98% de pureza.
Em um estudo realizado com cascas de manga, Huber et al. (2012) trabalham a
possibilidade de obter antioxidantes naturais e comparam com antioxidantes sintéticos. Os
autores afirmam que o resíduo é constituído por outros compostos como os açúcares, visto
que na etapa de despolpamento da manga na agroindústria as cascas descartadas podem ter
alguma parte da polpa. Assim, o resíduo da manga é constituído de uma mistura de compostos
que podem ou não ter atividade antioxidante, e mesmo assim, após comparação com
antioxidantes sintéticos conclui-se que é relevante o potencial de utilização desse extrato
como fonte de compostos antioxidantes, após a realização de purificação do mesmo.
Assim, a maceração em reator de bancada mostrou-se bastante promissora para a
recuperação de carotenoides, sendo mais eficiente do que a realizada em escala laboratorial.
4.3.2. Secagem do extrato
Ao realizar a secagem do líquido da maceração diretamente no atomizador,
percebeu-se visualmente que não houve diferença quanto a utilização do ajuste do pH. A cor
das amostras mostrou-se parecidas, com aspecto amarelado, cor característica do fruto.
O processo de secagem do líquido em spray dryer apresentou alguns problemas
operacionais que afetaram diretamente o rendimento, como a adesão de material na parede da
câmara de secagem e na tubulação do equipamento (Figura 14A).
90
Figura 14 – Secagem em spray dryer dos extratos de carotenoides obtidos por maceração enzimática de película comestível de cajá. Secagem do extrato direto em spray dryer (A), secagem do extrato adicionado do adjuvante maltodextrina De 4,0 – 7,0 (B).
Os pós obtidos com essa secagem continham grãos que se aglomeravam. Essa
aglomeração tinha a característica de ser irreversível, tornando o pó com partículas de
tamanhos variados (Figura 15).
Na secagem utilizando o adjuvante, o pó gerado apresentou partículas uniformes,
caracterizando-se com uma cor mais clara, sendo levemente amarelado. A secagem ocorreu
adequadamente, sem dificuldades durante o processo.
91
Figura 15 - Pó obtido após a maceração enzimática de película comestível de cajá em reator de bancada, seguido de secagem em spray dryer: secagem do líquido de maceração (A), secagem do líquido de maceração com ajuste de pH (B), secagem do líquido de maceração com adição de maltodextrina (C), secagem do líquido de maceração com ajuste de pH e adição de maltodextrina (D).
Em relação às análises (Tabela 18), houve diferença significativa no teor de
umidade dos pós sem adição da maltodextrina.
Assim, a umidade foi mais baixa nos pós onde houve adição de adjuvante, ou seja,
o uso da maltodextrina reduziu a umidade do pó. Na secagem direta no spray dryer, a
umidade foi de 7,31 e 5,73 g/100 g, sem ajuste do pH e com o ajuste do pH, respectivamente.
A umidade encontrada no pó obtido da maceração com adição de maltodextrina foi 3,71
g/100g, na maceração realizada com o ajuste do pH foi de 3,67 g/100 g. Ambos estando
próximos ao valor encontrado por Tanaka (2007), que realizou secagem da polpa de acerola e
92
o produto final encapsulado com maltodextrina apresentou umidade de 3,47 g/100g. A
umidade da maltodextrina utilizada foi de 3,78 g/100g.
As amostras submetidas ao ajuste de pH apresentaram umidade menor,
independentemente do uso de adjuvante de secagem. No entanto, não houve diferença
estatística significativa nas amostras com adjuvante.
Tabela 18 – Resultados das análises realizadas nos pós obtidos na secagem por atomização.
Secagem pH Adjuvante Umidade
(g/100g)
Teor de carotenoides
(µg/g de pó)
Secagem 1 Sem ajuste Ausência 7,31c ± 0,1 825,7b ± 140,2
Secagem 2 Ajustado Ausência 5,73b ± 0,3 587,8b ± 149,4
Secagem 3 Sem ajuste Presença 3,71a ± 0,0 124,1a ± 32,8
Secagem 4 Ajustado Presença 3,67a ± 0,2 37,9a ± 8,4 Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.
Em relação aos carotenoides, o pó sem o ajuste do pH (secagem 1) apresentou um
teor maior de carotenoides, 825,7 µg/g de extrato. O ajuste do pH ocasionou um decréscimo
de cerca de 30 % no teor de carotenoides do pó da secagem 2 que foi de 587, 8 µg/g de
extrato. À medida que ocorre a maceração, o pH decresce. Embora o pH ótimo da enzima
esteja em torno de 4,5, optou-se em estabelecer um pH próximo da neutralidade (6,1), uma
vez que a película de cajá quando macerada sofre acentuada queda de pH, mesmo com os
devidos ajustes. Assim, o ajuste foi realizado em faixa superior ao ótimo de atuação da
enzima. No entanto, o ajuste não foi favorável à recuperação de carotenoides.
O teor de carotenoides encontrado na secagem 3 foi de 124,1 µg/g de pó e na
secagem 4 foi de 37,9 µg/g de pó. É esperado um menor teor de carotenoides ao utilizar a
maltodextrina, devido à diferença na proporção de sólidos. O maior teor de carotenoides foi
no pó que não sofreu ajuste do pH, mas o extrato já continha um teor de carotenoides mais
elevado. Dantas et al. (2010) estudaram a secagem de extrato de casca de acerola, utilizando
maltodextrina como agente adjuvante afim de avaliar a umidade e o teor de vitamina C.
Verificaram que o emprego da maltodextrina proporcionou menores perdas de ácido
ascórbico, quando comparado a secagem sem utilização de adjuvante, além da secagem
apresentar baixa eficiência de produção de pó, devido à grande quantidade de açúcares
redutores presentes na acerola.
93
O uso da maltodextrina favoreceu a secagem, tornando o pó uniforme, com
umidade baixa e com uma boa quantidade de carotenoides, 124,1 µg/g de pó. Na indústria
alimentícia, já é comum o uso de secagem por atomização para polpas de frutas devido à boa
qualidade conferida ao pó resultante e a facilidade no transporte, armazenamento e
estabilidade físico-química. Um fator interessante para esse tipo de secagem é o uso dos
adjuvantes de secagem, que no caso, a maltodextrina é a mais indicada (ABADIO et al., 2004;
OLIVEIRA; PETROVICKY, 2010).
O rendimento do processo de secagem variou de 14,3% a 34,7% (Tabela 19). Isso
pode ser explicado pelo baixo teor de sólidos que o extrato obtido da maceração possuía.
Daiuto e Cereda (2003) afirmaram que a desidratação por atomização se torna viável para a
maioria dos produtos em solução e suspensão com uma concentração mínima de 20% de
sólidos. A concentração de sólidos presentes no extrato que se deseja secar exerce grande
impacto sobre a eficiência da operação de secagem, isto devido ao custo do processo, pois
quanto maior o teor de sólidos, melhor será a utilização do calor (OLIVEIRA; PETROVICK,
2010 apud MASTERS, 1985).
Tabela 19 – Rendimento dos pós obtidos por secagem em spray dryer.
Secagem pH Adjuvante Rendimento (%)
Secagem 1 Sem ajuste Ausência 14,3
Secagem 2 Ajustado Ausência 15,3
Secagem 3 Sem ajuste Presença 31,9
Secagem 4 Ajustado Presença 34,7
A necessidade de conservação dos pigmentos tem incentivado o desenvolvimento
de novas pesquisas e que as formas mais importantes de conservação do pigmento são o
encapsulamento e adição de antioxidantes. No entanto, a literatura é muito escassa no que diz
respeito ao encapsulamento de compostos bioativos (DEL-VALLE, 2004; VALDUGA et al.,
2008).
Alguns trabalhos têm sido realizados nesse contexto, Valduga et al. (2008)
objetivaram obter um corante natural na forma de pó a partir do bagaço de uva da cultivar
Isabel (Vitis labrusca), onde o resultado foi favorável desde que a secagem utilizasse dois
tipos de adjuvantes de secagem. Caramez (1999) realizou secagem por atomização utilizando
adjuvante de um extrato da vinagreira Hibiscus sabdriffa L e Wagner e Warthesen (1995)
94
realizaram um estudo semelhante, mas o objetivo eram os carotenos do suco de cenoura.
Porém, a resposta mais relevante e afetada pelas condições de operação do processo é a
qualidade do produto resultante. As variáveis devem ser controladas visando a obtenção de
rendimento e teor de umidade adequados, estabilidade química, minimização da aderência de
partículas na câmara de secagem e algumas características específicas do material a ser
atomizado (OLIVEIRA; PETROVICKY, 2010). Para que se atinja a idealidade de um pó
estável estudos mais minuciosos devem ser realizados, englobando vários fatores.
4.4. CONCLUSÃO
A utilização de reator de bancada foi tecnicamente viável, especialmente pela
melhora das condições de homogeneização da mistura reacional, o que por sua vez levou a
obtenção de maior teor de carotenoides recuperados na fase líquida. Não sendo necessário
ajuste do pH do meio reacional.
A secagem por atomização foi possível sendo necessária uma adequação dos
fatores que influenciam a secagem para que se encontre a melhor condição.
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABADIO, F.D.B; DOMINGUES, A.M.;. BORGES, S.V.; OLIVEIRA, V.A. Physical properties of powdered pineapple (Ananas comosus) juice - Effect of malt dextrin concentration and atomization speed. Journal of Food Engineering, v. 64, p. 285-287, 2004. AOAC. Official Methods of analysis of AOAC International. 18th Ed. Associations of Official Analytical Chemists. Gaithersburg, MD, USA, 2005. AQUINO, A.C. Estudo da ampliação da escala na produção de néctar de bacuri (Platonia
insignis Martius) com aplicação de preparações enzimáticas comerciais. 2012. 181f. Tese (Doutorado em Engenharia Química) – Centro de Tecnologia, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2012. BHANDARI, B. R.; DATTA, N.; HOWES, T. Problems associated with spray drying of sugar-rich foods. Drying Technology, Philadelphia, v. 15, n. 2, p. 671-684, 1997. CARAMEZ, R. R. B. Caracterização físico-química e estudo da estabilidade das antocianinas do cálice de Hibiscus sabdariffa L. 1999. 101 f. Dissertação (Mestrado em Ciência de Alimentos) - Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis, 1999. CASTENMILLER, J.J.M.; WEST, C.E.; LINSSEN, J.P.H.; VAN HET HOF, K.H.; VORAGEN, A.G.J. The food matrix of spinach is a limiting factor in determining the bioavailability of β-carotene and to a lesser extent of lutein in humans. Journal of Nutrition, v.129, n. 2, p. 349 - 355, 1999. COLLARES, F. P. Desprendimento de filmes de pastas alimentícias durante a secagem sobre superfícies de sólidos e sua relação com a transição vítrea. 2002. 190p. (Doutorado em Tecnologia de Alimentos), Faculdade de Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Campinas, 2002. DAIÚTO, E.R.; CEREDA, M.P. Amido como suporte na desidratação por atomização e em microencapsulamento. In: CEREDA, M.P. (Coord.). Tecnologias, usos e potencialidades de tuberosas amiláceas latino americanas. São Paulo: Fundação Cargill, 2003, v. 3, cap. 16, p. 449 - 454. DANTAS, N.P.; SOUZA JÚNIOR, F.E.; CRUZ, T.J.T.; MEDEIROS. M.F.D. Secagem e microencapsulação de extrato de acerola proveniente de resíduo industrial. In: 62ª Reunião Anual da Sociedade Brasileira Para o Progresso da Ciência (SBPC). 2010, Natal-RN. Anais..., 2010. DEL-VALLE, E. M. M. Cyclodextrins and their uses: a review. Process Biochemistry, Amsterdam, v. 39, p. 1033-1046, 2004.
96
FARIAS, V.L. Estudo das condições de secagem por atomização de conídios de Trichoderma harzianum LCB47. 2009. 75f. Dissertação (Mestrado em Engenharia Química) – Centro de Tecnologia, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2009. HUBER, K.; QUEIROZ, J.H.; MOREIRA, A.V.B.; RIBEIRO, S.M.R. Caracterização química do resíduo agroindustrial da manga ubá (Mangifera indica L.): uma perspectiva para a obtenção de antioxidantes naturais. Revista Brasileira de Tecnologia Agroindustrial, v. 6, n. 1, p. 640 - 654, 2012. LANZARINI, G.; PIFFERI, P. G. Enzymes in the fruit juice industry. Biotechnology applications in beverage production. London: Elsevier Appleid Science, 1989, p. 189-222. LIMA, J.P.; LOPES, C.O.; DIAS, N.A.A.; PEREIRA, M.C.A. Atividade e biodisponibilidade dos carotenoides no organismo. Revista Ciências em Saúde, v. 2, n. 1, 2012. MASTERS, K. Spray Drying Handbook.4. ed. Londres: George Godwin, 1985. MEYER, A.S.; ARNOUS, A. Enzymatic modifications of grape skin phenolics: A new look at wine maceration? AgroFOOD industry hi-tech, v. 21, n. 1, 2010. MILLER, G. L. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugars. Analytical Chemistry, v.31, p. 426-428, 1959. OLIVEIRA, M.C.S.; SILVA, N.C.C.; NOGUEIRA, A.; WOSIACKI, G. Avaliação do método de liquefação enzimática na extração de suco de maçã. Ciência e Tecnologia Alimentos, Campinas, v. 26, n. 4, p. 906-915, 2006. OLIVEIRA, O.W.; PETROVICK, P.R. Secagem por aspersão (spray drying) de extratos vegetais: bases e aplicações. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 20, n. 4, p. 641-650, 2010. PIATKA, D.; WILKOWSKA, A.; POGORZELSKI, E. Enzymatic liquefaction of apple pomace. Food Chemistry and Biotechnology, v. 74, n. 1081, 2010. RODRIGUEZ-AMAYA, D.B. A Guide to carotenoid analysis in foods. Washington (DC): International Life Sciences Institute Press; 2001. SUDTO, K.; PORNPAKAKUL, S.; WANICHWECHARUNGRUANG, S. An efficient method for the large scale isolation of naringin from pomelo (Citrus grandis) peel. International Journal of Food Science and Technology, v. 44, p. 1737–1742, 2009. TANAKA, D.L. Influência da desidratação por spray drying Sobre o teor ácido ascórbico no suco de acerola (Malpighia ssp). 2007. 56f. (Mestrado em Alimentos e Nutrição) - Universidade Estadual Paulista “Professor Júlio de Mesquita Filho”, Araraquara, 2007. VALDUGA, E.; LIMA, L.; PRADO, R.; PADILHA, F.F.; TREICHEL, H. Extração, secagem por atomização e microencapsulamento de antocianinas do bagaço da uva isabel (Vitis
labrusca). Ciênc. Agrotecnologia, v. 32, n. 5, p. 1568-1574, 2008.
97
VIEIRA, J. M. M., Maceração enzimática de película comestível de cajá (Spondias
mombin L.) para a extração de carotenoides. 2010. 53 f. (Mestrado em Engenharia Química) – Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2010. VIUDA-MARTOS, M.; , RUIZ-NAVAJAS, Y.; FERNÁNDEZ-LÓPEZ, J.; SENDRA, E.; SAYAS-BARBERÁ,E.; PÉREZ-ÁLVAREZ, J.A. Antioxidant properties of pomegranate (Punica granatum L.) bagasses obtained as co-product in the juice extraction. Food Research International, n. 44, p. 1217 – 1223, 2011. WAGNER, L. A.; WATHESEN, J. J. Stability of spray-dried encapsulated carrot carotene. Journal of Food Science, London, v. 60, n. 5, p. 1048-1053, 1995.
98
ANEXO I
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS - INTRODUÇÃO
ALMEIDA, M. M. A.; SILVA, F. L. H.; CONRADO, L. S.; FREIRE, M. M.; VALENÇA, A. R. Caracterização física e físico-química de frutos do mandacaru. Revista Brasileira de Produtos Agroindustriais, Campina Grande, v.11, n.1, p.15-20, 2009. ANUÁRIO BRASILEIRO DE FRUTICULTURA 2012. São Paulo: Ed. Gazeta, 67 p., 2012. BUENO, G.; BACCARIN, J.G. Participação das principais frutas brasileiras no comércio internacional: 1997 a 2008. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v. 34, n. 2, 2012 . DAMODARAN, S.; PARKIN, K.L.; FENNEMA, O.R. Química de alimentos de Fennema. 4. ed. Porto Alegre : Artmed, 2010. GRANERO, J.C.; BARBOSA, R.; ALMEIDA, D.M.; PINHEIRO, L.A.; SAUER, E.; WOSIACKI, G.; PRESTES, R.A. Mudanças no perfil do bagaço de maçã tratado com enzimas industriais. Revista Brasileira de Tecnologia Agroindustrial, v. 6, n. 2, p. 864-875, 2012. PURI, M.; SHARMA, D.; BARROW, C. J. Enzyme-assisted extraction of bioactives from plants, Trends in Biotechnology, v. 30, n. 1, 2012. RODRIGUES, F. F. G.; NASCIMENTO, E. M. M.; FURTADO, C. A. N.; COSTA, J. G. M. Análise físico-química de species de Spondias oriundas do Cariri cearense. Cadernos e Cultura e Ciência, Ano IV - vol. 1, n. 2, 2010. RODRIGUEZ-AMAYA, D.B.; KIMURA, M. Carotenoides e valor nutritivo de Vitamina A em cajá (Spondias lutea L.). Ciência e Tecnologia de Alimentos , v.9, n.2, p.148-162, 1989. SACRAMENTO, C. K.; SOUZA, F. X.; Cajá (Spondias mombin L.), Jabuticabal: Funep (Série Frutas Nativas, 4), 42 p., 2000. YEPES, S.M.; NARANJO, L.J.M.; SÁNCHEZ, F.O. Valorización de residuos agroindustriales – Frutas – En medellín y el Sur del Valle del Aburrá, Colombia. Revista da Faculdade Nacional Agrária, v. 61, n. 1, p. 4422 – 4431, 2008.
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