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UNIVERSIDADE FEDERAL DE OURO PRETO
INSTITUTO DE CIÊNCIAS EXATAS E BIOLÓGICAS
DEPARTAMENTO DE BIODIVERSIDADE, EVOLUÇÃO E MEIO AMBIENTE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ECOLOGIA DE BIOMAS TROPICAIS
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO
Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais
ORIENTADA: Vanessa Ferreira de Souza
ORIENTADORA: Eneida Maria Eskinazi Sant’Anna
COORIENTADORA: Marina do Vale Beirão
Ouro Preto – MG
Setembro / 2019
UNIVERSIDADE FEDERAL DE OURO PRETO
INSTITUTO DE CIÊNCIAS EXATAS E BIOLÓGICAS
DEPARTAMENTO DE BIODIVERSIDADE, EVOLUÇÃO E MEIO AMBIENTE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ECOLOGIA DE BIOMAS TROPICAIS
Vanessa Ferreira de Souza
Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais
Dissertação apresentada ao Programa
de Pós-Graduação em Ecologia de
Biomas Tropicais da Universidade
Federal de Ouro Preto como requisito
parcial à obtenção do título de
Mestre.
Orientadora: Eneida Maria Eskinazi
Sant’Anna
Coorientadora: Marina do Vale
Beirão
Ouro Preto – MG
Setembro / 2019
Catalogação: www.sisbin.ufop.br
S895d Souza, Vanessa Ferreira de . Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais [manuscrito] / Vanessa Ferreira de Souza. - 2019. 63f.: il.: color; grafs; tabs; mapas.
Orientadora: Profª. Drª. Eneida Maria Eskinazi Sant\'Anna. Coorientadora: Profª. Drª. Marina do Vale Beirão.
Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal de Ouro Preto. Instituto deCiências Exatas e Biológicas. Departamento de Biodiversidade, Evolução e MeioAmbiente. Programa de Pós-Graduação em Ecologia de Biomas Tropicais . Área de Concentração: Evolução e Funcionamento de Ecossistemas.
1. Bacias hidrográficas. 2. Lagoas. 3. Organismos aquáticos. 4.Biodiversidade - Conservação. I. Sant\'Anna, Eneida Maria Eskinazi . II. Beirão,Marina do Vale . III. Universidade Federal de Ouro Preto. IV. Titulo.
CDU: 556.51(815.1)
Agradecimentos
Agradeço à minha orientadora, professora Eneida M. Eskinazi Sant’Anna, por confiar em
meu trabalho e por todas as orientações para melhorar o projeto.
Agradeço à minha coorientadora, Marina do Vale Beirão, exemplo de caráter e
profissionalismo, não tenho palavras para agradecer toda atenção e dedicação com as
análises e comigo. Agradeço também à Edissa e à Gleice pela amizade e por toda a
contribuição no texto, nas figuras e nos mapas. À equipe LAECO, às amigas de casa e de
Ouro Preto, aos colegas do Biomas, à minha família por sempre me apoiarem
independente do meu trajeto. Obrigada por compreenderem a minha ausência. Com
certeza o processo da academia ficou mais leve com a presença de vocês. Ninguém solta
a mão de ninguém. Agradeço a CAPES e à UFOP pela concessão da bolsa de estudos.
Agradeço ao Programa de Pós-Graduação de Biomas Tropicais, ao secretário Rubens
Modesto e aos professores por contribuírem com todo o conhecimento adquirido.
SUMÁRIO
Resumo 1
Abstract 2
1 Introdução 4
2 Objetivo 7
3 Metodologia 7
Base de dados 7
Análises estatísticas 9
4 Resultados 10
I Bacias Hidrográficas 12
II Tipos de corpos d’água 14
III Altitude 15
IV Hidroperíodo (Lagos e Lagoas) 17
V Decomposição da Diversidade Beta 18
5 Discussão 18
6 Conclusão 23
Referências 23
Material Suplementar 28
Relação de estações amostrais 31
Lista de espécies 36
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Localização dos corpos d’água em estudo no estado de Minas Gerais. As bacias
hidrográficas estão representadas no gradiente de cores e os tipos de corpos d’água estão
representados por símbolos. ............................................................................................. 8
Figura 2 - Distribuição dos grupos zooplanctônicos nas bacias hidrográficas de Minas
Gerais. ............................................................................................................................. 11
Figura 3 – Curva de acúmulo / rarefação de espécies. ................................................... 11
Figura 4 - Riqueza de espécies zooplanctônicas em relação às bacias hidrográficas de
Minas Gerais. As barras representam o intervalo de confiança. .................................... 12
Figura 5 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às bacias
hidrográficas de Minas Gerais. ....................................................................................... 13
Figura 6 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem:
(α) diversidade dos pontos, (β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as
bacias hidrográficas. ....................................................................................................... 13
Figura 7 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação aos tipos de corpos
d'água. ............................................................................................................................. 14
Figura 8 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem:
(α) diversidade dos pontos, (β1) diversidade entre os 133 pontos, (β2) diversidade entre
os tipos de corpos d’água. .............................................................................................. 15
Figura 9 - Riqueza do zooplâncton nas duas categorias de altitude estudadas. As barras
representam o intervalo de confiança ............................................................................. 15
Figura 10 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de
altitude. ........................................................................................................................... 16
Figura 11 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem:
(α) diversidade dos pontos, (β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as
categorias de altitude. ..................................................................................................... 17
Figura 12 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de
hidroperíodo de lagos e lagoas do estado de Minas Gerais. ........................................... 17
LISTA DE TABELAS – Material Suplementar
Tabela 1 - Publicações analisadas para registro de espécies zooplanctônicas. .............. 28
Tabela 2 - Relação de estações amostrais ....................................................................... 31
Tabela 3 - Lista de espécies de Protozoa ........................................................................ 36
Tabela 4 - Lista de espécies de Rotifera ......................................................................... 42
Tabela 5 - Lista de espécies de Cladocera ...................................................................... 55
Tabela 6 - Lista de espécies de Copepoda ...................................................................... 61
1
Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais
Resumo
Estudos de padrões ecológicos e diversidade β da comunidade zooplanctônica podem ser
fundamentais para a compreensão dos padrões de organização dos ecossistemas
aquáticos. A organização das comunidades zooplanctônicas responde a vários aspectos
dos habitats aquáticos, incluindo conectividade, distúrbios, origem e localização
geográfica do corpo d’água. Neste estudo foram utilizados dados publicados sobre a
comunidade zooplanctônica das principais bacias hidrográficas do estado de Minas
Gerais (MG, Brasil). Foram analisados 31 trabalhos científicos publicados entre os anos
de 2005 e 2019 e a riqueza, a composição e a diversidade beta da comunidade
zooplanctônica foram avaliadas para quatro variáveis: (I) bacias hidrográficas (variação
espacial); (II) tipo de corpo d’água (lagos, lagoas, reservatórios e rios); (III) altitude
(menor que 800 m.a.n.m. – baixa – ou maior que 800 m.a.n.m. - alta); e (IV) hidroperíodo
(permanente ou temporário). Espera-se que a riqueza, a composição e a contribuição da
diversidade beta de zooplâncton de MG podem modificar em relação à todas as variáveis
testadas, e que a diversidade β que contribui mais para a diversidade γ. Houve forte
influência do efeito espacial sobre a diversidade zooplanctônica, em que sistemas fluviais
representaram o tipo de corpo d’água com maior heterogeneidade na comunidade
zooplanctônica, acumulando mais espécies que lagos, lagoas e reservatórios. Foi
detectada também maior agregação da riqueza em ambientes categorizados como de
baixa altitude, com 70,37% mais espécies que de altas altitudes, considerando que houve
um esforço amostral de 74,14% para ambientes considerados de baixas altitudes, e apenas
25,86% de alta altitude. Os resultados indicaram que as bacias hidrográficas do Rio Doce,
Rio Grande e Rio Pardo contribuem de forma decisiva para a diversidade beta do
zooplâncton. O hidroperíodo não representou influência significativa na riqueza,
considerando um esforço amostral de 88,8% para ambientes permanentes e apenas 11,2%
para ambientes temporários. As análises para diversidade beta mostraram que todas as
variáveis contribuíram significativamente para a diversidade γ. O tipo de corpo d’água
contribuiu com 50%, a altitude com 29%, o hidroperíodo com 35%, e as bacias
hidrográficas exerceram a maior contribuição: 61% da diversidade γ. A decomposição da
diversidade beta sugeriu que 97% dos dados da diversidade beta são impulsionados por
2
turnover, enquanto apenas 3% são por aninhamento, reforçando a importância da
conservação de ambientes repositórios de espécies. Os resultados obtidos indicam a forte
influência do efeito espacial sobre a diversidade zooplanctônica, e também para a
necessidade de um maior esforço amostral em bacias hidrográficas pouco estudadas, em
ambientes de altitude e temporários, os quais desempenham importantes papeis na
estruturação da comunidade zooplanctônica de MG. Essas observações foram
corroboradas pela análise de acumulação de espécies, que indica claramente a
necessidade de mais pesquisas em bacias ainda muito pouco consideradas nos estudos da
diversidade zooplanctônica em Minas Gerais, a despeito de sua importância estratégica
para a biodiversidade aquática e desenvolvimento sócio-econômico do estado.
Palavras-chave: bacia hidrográfica, lagoas, zooplâncton, diversidade beta, conservação
Abstract
Studies of ecological patterns and β diversity of zooplankton community may be
fundamental to understand the patterns of aquatic ecosystems’ organization. The
organization of zooplankton communities react to many aspects of aquatic habitats,
including connectivity, disturbance, origin and geographical location of the water body.
In this study we used published data about the zooplankton community of the main
watersheds of Minas Gerais (MG, Brazil). Thirty-one scientific papers published between
2005 and 2019 were analyzed, and the richness, composition and β diversity were
evaluated for four variables: (I) watersheds (spatial variation); (II) type of water body
(lake, shallow lakes, reservoirs and rivers); (III) altitude (less than 800 m.a.n.m. - low -
or greater than 800 m.a.n.m. - high); and (IV) hydroperiod (permanent or temporary). It
is expected that the richness, the composition and the β diversity contribution of MG
zooplankton may change in relation to all tested variables and that the β diversity
contributes most to the γ diversity. There was a strong influence of the spatial effect on
the zooplankton diversity where river systems represented the water body with higher
heterogeneity on the zooplankton community accumulating more species than lakes,
shallow lakes and reservoirs. Greater aggregation of richness was also detected in low-
altitude environments with 70,37% more species than at high altitudes, considering that
there was a 74,14% sampling effort at low-altitude environments, and only 25,86% of
species at high altitude. The results indicated that the Rio Doce, Rio Grande and Rio
Pardo watersheds contribute decisively to the β diversity of zooplankton. The hydroperiod
3
did not represent significant influence on richness, considering a sample effort of 88,8%
of permanent and only 11,2% of temporary environments. The analysis of β diversity
showed that all variables contributed significantly to γ diversity. The type of water body
contributed to 50%, the altitude to 29%, the hydroperiod to 35%, and the watersheds
showed the largest contribution: 61% of the diversity γ. The β diversity decomposition
suggested that 97% of data were explained by turnover while only 3% were explained by
nesting reinforcing the importance of the species repository environments conservation.
The obtained results indicate the strong influence of the spatial effect on zooplankton
diversity also the need of greater researches effort in zooplankton communities at short
studied watersheds, as well as at high altitude and temporary environments, which play
important roles structuring the zooplankton community of MG. These observations were
corroborated by the analysis of species accumulation, which clearly indicates the need for
further researches in basins yet shortly considered in zooplankton diversity studies in
Minas Gerais although their strategic importance for aquatic biodiversity and
socioeconomic development of this State.
Keyword: watershed, zooplankton, beta diversity, conservation
4
1 Introdução
O estado de Minas Gerais é o principal divisor de águas das bacias hidrográficas
brasileiras. Ao Sul e Sudoeste do estado nascem respectivamente os Rios Grande,
Paranaíba e São Francisco, os quais integram com as principais bacias hidrográficas e
apresentam distintas potencialidades hídricas (COPASA, 2019). As bacias hidrográficas
de Minas Gerais são grandes áreas que compreendem um ou mais sistemas de água doce,
associados a um conjunto distinto de espécies e comunidades naturais de água doce
(Dinerstein et al., 1995). O sucesso da colonização dos invertebrados aquáticos é
demonstrado pela diversidade e abundância, por sua ampla distribuição e pela capacidade
de exploração de diferentes tipos de refúgios (Merritt e Cummnis, 1996).
O estado compreende os biomas da Caatinga (2%), Mata atlântica (41%) e Cerrado
(57%). O Cerrado, maior bioma do estado, encontra-se em sua maioria nas Bacias
Paranaíba e São Francisco e possui estações chuvosas e secas bem definidas, além de
abrigar espécies com características evolutivas, que apresentam tolerância às condições
abióticas extremas. A Mata Atlântica, segundo maior bioma, está predominantemente na
região hidrográfica do Atlântico Leste e se caracteriza pela grande densidade de
vegetação e alto volume de chuva, sendo encontrados organismos vegetais que possuem
sua morfologia propícia para formação de micro-habitats aquáticos, como bromélias e
liquens. A Caatinga situa-se no norte de Minas, com ocorrência na Bacia do Rio São
Francisco e abriga muitas espécies endêmicas (IEF, 2019). O uso dos recursos hídricos
no estado está diretamente relacionado à economia nacional, devido ao posicionamento
estratégico dos corpos d’água, facilitando sua exploração, e também devido à correlação
que Minas tem com outros estados que fazem fronteira.
Com tamanha potência hídrica, o estado é alvo de diferentes estudos voltados para a
qualidade aquática, reunindo uma vasta base de dados – como de espécies de
comunidades aquáticas e outras informações pertinentes ao ambiente em que se
encontram – podem ser agrupados e combinados, sintetizando toda a base de dados em
um só lugar. A revisão sistemática é uma maneira de integrar as informações existentes,
onde os dados podem ser quantitativamente combinados através de métodos estatísticos
(Hedges et al., 1999). Os trabalhos de síntese são de suma importância, facilitando a
interpretação do conjunto dos dados, atuando como uma ferramenta objetiva para
sumarizar as evidências e informações de diversidade, por exemplo (Ferreira et al., 2015),
5
sendo possível realizar diversas abordagens ecológicas que geram informações relevantes
para a criação de estratégias de conservação da biodiversidade.
A conservação da biodiversidade aquática é dificultada pela organização geográfica dos
corpos d’água, pelos receptores dos efluentes provenientes de atividades antrópicas, e
também por ser um recurso não renovável (Clarke, 2015). O desafio da proteção e
conservação da biodiversidade da água doce torna-se maior quando consideramos que
pode haver influência da rede de drenagem à montante, da área circundante, da zona
ribeirinha, e pelas vertentes à jusante – em caso de fauna aquática migratória (Dudgeon,
et al., 2006), podendo refletir diretamente na composição da fauna da comunidade de
invertebrados, como a comunidade zooplanctônica.
Uma forma de acessar a diversidade biológica aquática é através da partição das
diversidades em três componentes: diversidade alfa (α), diversidade beta (β) e a
diversidade gama (γ) (Whittaker, 1960). A diversidade α corresponde à diversidade local
(em um mesmo habitat), β corresponde à diferença de diversidade entre os locais e a γ
corresponde a um conjunto de diversidade (regional), ou em uma mesma paisagem
(Magurran, 2004). Os componentes da diversidade são abordagens fundamentais ao
entendimento de determinados processos ecológicos, como os padrões espaciais de
distribuição das comunidades.
Além de ser usada para avaliar a relação entre as diversidades locais e regionais, a
diversidade beta também pode indicar o grau de diferenciação entre as comunidades
biológicas (Baselga, 2010), refletindo fenômenos de aninhamento e turnover derivados
de processos de perda e substituição de espécies, respectivamente (Harrison et al., 1992;
Baselga et al., 2007). Essa avaliação pode ser realizada através de medidas de
similaridade, que se tornaram importantes mecanismos para o estudo da diversidade β,
podendo se utilizar de dados de abundância ou dados de presença e ausência (Barwell et
al., 2015). Os estudos de diversidade β com invertebrados aquáticos, como a comunidade
zooplanctônica, podem ser fundamentais para a compreensão dos padrões de organização
dos ecossistemas aquáticos (Frisch et al., 2012; Suurkuukka et al., 2012; Lopes et al.,
2014).
Os invertebrados aquáticos são capazes de responder rapidamente às perturbações,
exercendo papel de suma importância na estrutura dos ecossistemas. Esses organismos
6
são ainda diretamente afetados pela alteração de determinantes ambientais dos biomas
aquáticos como temperatura, produtividade, profundidade e heterogeneidade ambiental.
A alta diversidade de invertebrados aquáticos é reflexo da heterogeneidade dos habitats,
cuja complexidade possibilita uma maior variação das repostas às alterações ocorridas no
meio (Resh et al., 1996). Esses organismos são capazes de se estabelecer em diferentes
tipos de habitats (Merritt e Cummnis 1996), em ecossistemas que podem variar em
tamanho e profundidade. Além do tipo de corpo d’água, existem vários fatores que podem
influenciar na diversidade de invertebrados aquáticos, como o regime períodos
hidrológicos (hidroperíodo), a altitude do ecossistema e as bacias hidrográficas. Esses
fatores podem afetar os meios de sobrevivência desses organismos, como a
heterogeneidade ambiental, os mecanismos de dispersão e a produtividade no habitat
(Currie, 1991).
Para avaliar essa variação na comunidade dos organismos, o conhecimento dos padrões
da diversidade beta é fundamental para entender os padrões espaciais da distribuição de
comunidades de espécies nos ecossistemas (Baselga, 2010). Alguns estudos já foram
realizados considerando a beta diversidade da comunidade de invertebrados (Anderson et
al., 2006; Angeler, 2013; Tonkin, et al., 2016), e especificamente para o grupo
zooplanctônico (Bonecker, et al., 2013; Lopes et al., 2014; Bozelli et al., 2015), porém
em Minas Gerais não há nenhum estudo de beta diversidade na comunidade
zooplanctônica, destacando a contribuição potencial desta pesquisa.
O presente trabalho buscou investigar como a riqueza, a composição e a diversidade β da
comunidade zooplanctônica pode ser influenciada por fatores como a variação espacial
(bacia hidrográfica e altitude), os tipos de corpos d’água e o hidroperíodo de lagos e
lagoas, a fim de responder as seguintes hipóteses: (I) A diversidade da comunidade
zooplanctônica de MG difere entre bacias hidrográficas. Premissa: Fatores espaciais,
como estruturas e conectividade das bacias hidrográficas, podem funcionar como filtro
ambiental de distribuição de espécies; (II) A diversidade da comunidade zooplanctônica
de MG difere entre diferentes corpos d’água (lagos, lagoas, reservatórios e rios).
Premissa: Lagos e lagoas se diferenciam por área e profundidade, onde as lagoas são
menos profundas, estando sob forte influência das ações heólicas, do sol e predação,
enquanto os reservatórios são considerados ambientes semi-lênticos, com impulos
hidrológicos não-naturais, e os rios são ambientes conectados, permitindo uma maior
7
troca de espécies e dispersão. Todos esses fatores podem interferir na diversidade de
espécies; (III) A diversidade da comunidade zooplanctônica de MG pode variar em
função da altitude (baixa, <800 metros acima do nível do mar (m.a.n.m.) ou alta, >800
m.a.n.m.). Premissa: Ambientes de quota mais elevada tendem a possuir eventos
extremos de intempéries, estando sob forte ação heólica e baixas temperaturas,
diminuindo a heterogeneidade ambiental, enquanto ambientes de cotas mais baixas
tendem a possuir maior heterogeneidade ambiental, o que permite abrigar uma maior
variedade de espécies em relação às cotas mais altas; (IV) O hidroperíodo de lagos e
lagoas pode ser um fator que afeta a estrutura da comunidade zooplanctônica de MG.
Premissa: Ambientes temporários sofrem estresses periódicos, que podem selecionar
espécies que aturam tais estresses, diminuindo a diversidade, em relação aos ambientes
permanentes, cujo hidroperíodo permite uma maior troca de espécies, aumentando a sua
diversidade; e (V) A diversidade β pode contribuir mais para a diversidade γ do que a
alfa. Premissa: Por se tratar de ambientes com características muito distintas, pode haver
uma grande diferença na composição nas diferentes variáveis.
2 Objetivo
O presente estudo buscou identificar se há padrões espaciais entre os habitats aquáticos e
se eles podem exercer influência na distribuição de espécies e na diversidade beta da
comunidade zooplanctônica do estado de Minas Gerais.
3 Metodologia
Base de dados
Esse estudo realizou um levantamento de dados de riqueza da comunidade
zooplanctônica de bacias hidrográficas de Minas Gerais - Brasil, baseando-se em
pesquisas bibliográficas, realizadas em diferentes fontes de informação, incluindo artigos
publicados em periódicos, dissertações, teses e relatórios de monitoramento (Erro! Fonte d
e referência não encontrada.). O levantamento bibliográfico se iniciou com o artigo
“Zooplankton Biodiversity of Minas Gerais State: a Preliminary Synthesis of Present
Knowledge” publicado em 2005 por Eskinazi-Sant’Anna et al., 2005, pois é um estudo
pioneiro na comunidade zooplanctônica de Minas Gerais. Foram analisados ao todo 31
trabalhos publicados entre os anos de 2005 e 2019 que continham levantamento da
comunidade zooplanctônica no estado de Minas Gerais. Após a listagem das espécies
(Tabelas 3, 4, 5 e 6), a nomenclatura foi verificada e atualizada de acordo com Global
8
Biodiversity Information Facility (https://www.gbif.org), Cladóceros do Brasil
(https://cladocera.wordpress.com) e Rotifer World Catalog
(http://rotifera.hausdernatur.at).
Para cada ambiente estudado nas publicações foram catalogadas as espécies
zooplanctônicas, e foram compiladas as seguintes variáveis: (A) bacias hidrográficas; (B)
tipo de corpo d’água: lago, lagoa, reservatório e rio; (C) categorias de altitude: baixa (0 –
800 metros acima do nível do mar - m.a.n.m.) e alta (maior que 801 m.a.n.m.); (D)
hidroperíodo: ambientes permanentes e temporários.
Para a classificação das bacias seguiu-se o critério da Agência Nacional das Águas (ANA;
Figura 1), em que foram trabalhadas seis principais bacias hidrográficas destacadas no
mapa abaixo: (1) Bacia do Rio Doce, (2) Bacia do Rio Grande, (3) Bacia do Rio
Jequitinhonha, (4) Bacia do Rio Paranaíba, (5) Bacia dos Rios Pardo e (6) Bacia do Rio
São Francisco.
Figura 1 – Localização dos corpos d’água em estudo no estado de Minas Gerais. As bacias hidrográficas estão
representadas no gradiente de cores e os tipos de corpos d’água estão representados por símbolos.
Para a classificação das altitudes, foram estabelecidas categorias, onde os ambientes que
se encontram de 0 a 800 m.a.n.m. foram considerados de “baixa” altitude, bem como
aqueles que se estabeleceram em ambientes acima de 800 m.a.n.m. foram considerados
9
de alta altitude. Foram excluídos das análises estatísticas aqueles pontos que não
possuíam informações de altitude.
Para a análise de diversidade em relação ao hidroperíodo (classificado como permanente
ou temporário), foram considerados exclusivamente os ambientes lacustres classificados
como “lago” e “lagoa” – considerados ecossistemas lênticos naturais –, a fim de eliminar
a possibilidade de influência do esforço amostral em ecossistemas lacustres semi-lênticos
e de hidroperíodo permanente, como os reservatórios, bem como os ecossistemas lóticos
e predominantemente permanentes, como os rios.
Para as análises estatísticas, foram retirados organismos com classificação apenas a nível
de ordem ou variações de espécies, mantendo todos os registros no estudo, marcados em
“*” nas tabelas (Tabelas 3 a 6).
A partir dos dados compilados, foi originada uma matriz de contingência (presença e
ausência), utilizada para as análises estatísticas.
Análises estatísticas
Inicialmente, foi realizada uma curva de acumulação de espécies com todos os dados
obtidos na análise das referências com a finalidade de constatar se o conjunto de dados
analisados representava um resultado preciso da riqueza zooplanctônica para o estado de
Minas Gerais, identificado através da significância. Foram calculadas estimativas de
espécies pelos índices Chao 1, Jacknife de 1ª e 2ª ordem e Bootstrap.
Para o estudo da diversidade biológica consideramos os seguintes índices ecológicos:
riqueza, composição, a partição da diversidade por variável e a decomposição do beta
espacial.
Para verificar se a riqueza zooplanctônica foi influenciada pelos preditores selecionados,
foram montados modelos lineares generalizados (GLMs) cuja variável resposta era a
riqueza de zooplâncton e as variáveis explicativas foram as variáveis ambientais (bacia
hidrográfica, tipo de corpo d’água, altitude e hidroperíodo). Todos os modelos foram
testados quanto à adequação da distribuição de erros. Os dados também foram submetidos
a análises de contraste, a fim de detectar similaridades em termos de riqueza entre os
níveis das variáveis.
10
Para testar se a composição das comunidades zooplanctônicas foi influenciada pelos
preditores foram realizadas quatro análises de variância multivariada permutacional
(Permanova), uma para cada variável ambiental. No caso de significância de alguma
variável, os resultados foram apresentados como Escalonamento Multidimensional não
Métrico (nMDS).
Considerando a diversidade α como a diversidade local dos pontos amostrais e a
diversidade γ, a diversidade de todo o estado de Minas Gerais, a diversidade β foi
calculada e particionada como: (I) β1: Entre os pontos amostrais, i.e.: entre os α; (II) β2:
Entre as variáveis propostas.
Para testar se a dissimilaridade da diversidade entre as variáveis ambientais deve-se ao
aninhamento ou substituição e espécies foi realizada a decomposição do Beta. Foi
utilizado o pacote betapart (Baselga et al., 2018) que produz três índices: Simpson
(referente à substituição de espécies) e NRF (referente ao aninhamento) e Sørensen (o
total da contribuição pela diversidade beta).
4 Resultados
Os trabalhos consultados abordaram 41 lagos, 16 lagoas, 42 reservatórios e 34 rios. No
que se refere às principais bacias hidrográficas de Minas Gerais, 46 ambientes localizam-
se na bacia do Rio Doce, 19 na bacia do Rio Grande, 9 na bacia do Rio Jequitinhonha, 8
na bacia do Rio Paranaíba, 2 ambientes na bacia dos Rios Pardo, e 49 estão situados na
bacia do Rio São Francisco. Do total de organismos registrados, foram analisadas 601
espécies de organismos zooplanctônicos das principais bacias hidrográficas de Minas
Gerais. O grupo Protozoa foi representado por 139 espécies, enquanto 284 espécies
representaram o grupo com maior riqueza: Rotifera. Foram registradas também 133
espécies de Cladocera e 44 de Copepoda, grupo de menor riqueza entre os avaliados. As
bacias do Rio Doce (433 espécies), Rio São Francisco (331 espécies) e Rio Grande (303
espécies) comportam a maior parte das espécies catalogadas, enquanto as bacias do Rio
Paranaíba (134 espécies), bacia do Rio Pardo, Cachoeira e Outros (103 espécies) e bacia
do Rio Jequitinhonha (91 espécies) foram as regiões com menor registro de indivíduos
(Figura 2). As espécies mais frequentes foram do grupo Rotífera e Cladocera,
representadas por Bdelloidea Donner, 1951, Keratella americana Carlin, 1943, Keratella
cochlearis (Gosse, 1851), e Bosminopsis deitersi Richard, 1895, com ocorrência em pelo
menos 45% dos locais estudados.
11
Figura 2 - Distribuição dos grupos zooplanctônicos nas bacias hidrográficas de Minas Gerais.
A curva de acúmulo de espécies não apresentou tendência à estabilização (Figura 3),
indicando a necessidade de ampliação do esforço amostral para o zooplâncton. O índice
de diversidade de Jack 2, que indica frequência, estima que deva existir 877 espécies,
representando 31,47% de esforço amostral para atingir a assíntota.
Figura 3 – Curva de acúmulo / rarefação de espécies.
0 20 40 60 80 100 120
01
00
20
03
00
40
05
00
60
0
Sites
rare
factio
n
12
I Bacias Hidrográficas
Foi realizado um modelo GLM que indicou que a riqueza de espécies foi positivamente
correlacionada às bacias hidrográficas (p=0,042). De acordo com a análise de contraste,
as bacias foram separadas em quatro grupos de riqueza, por sua similaridade. Grupo 1:
Jequitinhonha + Paranaíba + São Francisco (média: 26,68 ± 2); Grupo 2: Rio Doce + Rio
Grande + Rio Pardo, Cachoeira e outros (média: 63,71, ±5,84); Grupo 2: Rio Grande
(média: 57,36, ± 5,25); Grupo 3: Rio Paranaíba + Rio São Francisco (média: 28,82, ±
2,64) e Grupo 4: Rio Jequitinhonha (média: 24,6 ± 2,25).
Figura 4 - Riqueza de espécies zooplanctônicas em relação às bacias hidrográficas de Minas Gerais. As barras
representam o intervalo de confiança.
Apesar dessas semelhanças, o resultado do NMDS indicou que a composição de espécies
diferiu entre todas as bacias (F=1,76; R2=0,07; p=0,0009; Figura 5), sugerindo que as
bacias do Rio Jequitinhonha e Rio São Francisco detém uma comunidade mais
heterogênea que as demais bacias.
0
100
200
300
400
500
600
Hydrographic basin
Ric
hn
ess
Doce Grande Jequitinhonha Paranaiba Sao_Francisco
A A B B B
C
13
Figura 5 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às bacias hidrográficas de Minas Gerais.
A partição aditiva da diversidade mostrou que apesar da diversidade nos pontos (α)
contribuir com apenas 6% da diversidade total (γ), ela ainda é maior que a esperada
(p=0,0009). A diferença de diversidade observada entre os pontos (β1) foi menor que a
esperada (p=0,0009), contribuindo com 32% da γ e a diversidade observada entre as
bacias hidrográficas (β2) foi maior que a esperada (p=0,0009; Figura 6), e contribuiu com
61% para a diversidade total.
Figura 6 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,
(β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as bacias hidrográficas.
NMDS1
NM
DS
2
-10 -5 0
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0 Rio DoceRio GrandeRio JequitinhonhaRio ParanaíbaRio Pardo, Cachoeira e outrosRio São Francisco
14
II Tipos de corpos d’água
A riqueza de espécies não diferiu entre os diferentes tipos de corpos d’água (p=0,0789),
resultado do modelo GLM.
Apesar disso, o NMDS indicou que a composição de espécies diferiu entre todos os tipos
de corpos d’água (F= 3,095; R2= 0,074; p=0,0009; Figura 7), onde os rios se destacam
com maior heterogeneidade na comunidade em relação aos demais corpos d’água,
seguidos de lagoas. Os reservatórios e os lagos são ambientes que estão mais sobrepostos.
Figura 7 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação aos tipos de corpos d'água.
A partição aditiva da diversidade mostrou diferenças em todas as escalas da diversidade.
A diversidade local observada (α), apesar de contribuir com somente 6% de toda a
diversidade (gama) foi maior que a esperada (p=0,0009). A diferença da diversidade entre
os pontos (β1) observada contribuiu com 43%, mas foi menor que a esperada (p=0,0009).
A maior contribuição para a diversidade foi entre os corpos d’água (β2) com 50%, onde
a observada foi maior que a esperada (p=00009; Figura 8).
15
Figura 8 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,
(β1) diversidade entre os 133 pontos, (β2) diversidade entre os tipos de corpos d’água.
III Altitude
A riqueza de espécies diferiu entre as categorias de altitude (p=0,02), resultado do modelo
GLM. Os ambientes com altitudes menores que 801 m.a.n.m. foram mais ricos que os
ambientes de maior altitude, com média de 41,27, ± 4,46 e 25,27, ± 2.37 espécies,
respectivamente (Figura 9).
Figura 9 - Riqueza do zooplâncton nas duas categorias de altitude estudadas. As barras representam o intervalo de
confiança
0
10
20
30
40
50
60
Altitude
Ric
hn
ess
High Low
16
Embora ambas altitudes tenham sobreposições, o NMDS indicou que a composição de
espécies diferiu entre os corpos d’água de baixa e alta altitude (F= 1,88; R2= 0,016;
p=0,003; Figura 10Figura 10).
Figura 10 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de altitude.
A partição aditiva mostrou diferenças em todas as escalas da diversidade para as
categorias de altitude. A diversidade local observada (α), contribuiu com 6% de toda a
diversidade gama, sendo maior que a esperada (p=0,0009). A diversidade entre os pontos
(β1) observada foi a maior contribuição, com quase 65%, e foi menor que a esperada
(p=0,0009). A diversidade entre as altitudes (β2) contribuiu com 29%, onde a observada
foi maior que a esperada (p=0,0009; Figura 11).
NMDS1
NM
DS
2
-10 -5 0
-1.0
-0.5
0.0
0.5
1.0HighLow
17
Figura 11 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,
(β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as categorias de altitude.
IV Hidroperíodo (Lagos e Lagoas)
O modelo GLM mostrou que a riqueza de espécies não diferiu entre os ambientes lênticos
permanentes e os temporários (p=0,07). Apesar disso, o NMDS demonstrou que a
composição de espécies diferiu entre os hidroperíodos (F=3,13; R2=0,054; p=0,0009;
Erro! Fonte de referência não encontrada. 12), onde os ambientes permanentes se d
estacaram por possuírem maior variação na comunidade em relação aos ambientes
temporários, homogeneidade na composição de espécies.
Figura 12 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de hidroperíodo de lagos e
lagoas do estado de Minas Gerais.
NMDS1
NM
DS
2
-2 -1 0 1 2 3 4
-1
0
1
2 PermanentTemporary
18
A partição aditiva da diversidade apresentou diferenças entre as escalas de diversidades.
Embora a contribuição da diversidade local (α) tenha sido de 8%, α observada foi maior
que a esperada (p=0,0009). A diversidade entre os pontos (β1) foi menor que esperada
(p=0,0009), contribuindo com 55%, enquanto e diferença de diversidade entre os
hidroperíodos (β2) se mostrou maior que a observada (p=0,0049), contribuindo com 35%
da diversidade total (γ; Figura 3).
Figura 13 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,
(β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as categorias de hidroperíodo.
V Decomposição da Diversidade Beta
A divisão entre o índice de Simpson (SIM) e o índice de Sørensen (SOR) mostrou que
97% da diversidade beta são explicados por turnover (substituição das espécies), sendo
somente 3% de aninhamento.
5 Discussão
Os resultados nos mostram que a riqueza e a composição da comunidade zooplanctônica
foi influenciada pelas principais bacias hidrográficas de Minas Gerais, o que pode ser
explicado pela estrutura das bacias e seus limites. As bacias hidrográficas foram
estabelecidas para representar os padrões de variáveis ecológicas, as quais podem
influenciar a distribuição da biodiversidade em grandes escalas, além de serem
reconhecidas e aplicadas para fins de conservação (Dodson, et al., 2005; Dodson, et al.,
19
2007), ou para determinar diferenças regionais na qualidade da água (Griffith et al., 1999).
Seus limites destinam-se a descrever padrões gerais de composição de espécies e
processos ecológicos e evolutivos associados. As bacias capturam os padrões gerados
principalmente pelos filtros de escala continental (ex.: barreiras geográficas, como
montanhas) e regional (ex.: padrões climáticos e barreiras de dispersão, como bacias
regionais; Tonm, 1990). Destes filtros, elas funcionam como barreiras de dispersão na
forma de divisórias de captação, i.e.: as espécies de água doce são incapazes de dispersar
de uma captação desconectada para outra (salvo aquelas com capacidade de dispersão via
terra ou ar).
Todos os anos, novas espécies de água doce são descritas (Watanabe & Tsukamoto, 2009;
Anderson & Cavalier-Smith, 2015; Ribeiro et al., 2016; Huber et al., 2018), tornando as
bacias hidrográficas um hotspot de espécies, confirmando o nosso resultado, onde as
bacias exerceram uma contribuição de 65% de toda a diversidade γ, potencializando a
necessidade de conservação de todas elas. Embora as bacias mais ricas fossem a Bacia do
Rio São Francisco e do Rio Pardo, Cachoeira e Outros, as duas possuem uma grande
diferença em termos de pesquisa. Enquanto a primeira foi a mais estudada, com 49 pontos,
a segunda segue sendo a menos pesquisada, com apenas 2 pontos. Além da bacia do São
Francisco, a bacia do Rio Doce também obteve um número significativo de pontos (46),
enquanto as demais, como Rio Grande (19), Rio Jequitinhonha (9) e Rio Paranaíba (8)
foram pouco estudadas. Isso reflete um desbalanceamento das análises, logo sugerem-se
mais investigações nessas bacias. Além disso, é provável que a diversidade beta aumente
se houverem mais pesquisas nessas bacias pouco analisadas.
Foi também observado outro padrão ecológico para os ecossistemas estudados, em que a
composição da comunidade zooplanctônica é influenciada pelos diferentes tipos de
corpos d’água, destacando os rios como aqueles ambientes com maior heterogeneidade
na comunidade, em relação aos demais ecossistemas. Dentre os tipos analisados, os rios
são os que possuem maior conectividade com outros ecossistemas, o que pode explicar o
nosso resultado. Os rios tributários pertencentes a uma mesma bacia são conectados entre
si, através de um rio principal. Neste sentido, os tributários, além de atuarem como meios
de conexão, podem formar também os seus próprios habitats (Campbell Grant et al.,
2007) através do represamento de pequenas poças em períodos de seca. Então, diferentes
espécies podem diferir sua sensibilidade à estrutura dentrítica – caracterizada por uma
grande quantidade de afluentes e subafluentes (Grönroos et al., 2013), bem como
20
diferentes grupos taxonômicos podem refletir na riqueza e na composição de espécies de
forma diferente à conectividade e à direcionalidade do fluxo fluvial (Liu et al., 2013). Isso
é confirmado pelos nossos resultados, em que tipos de corpos d’água possuem alta
diversidade beta. Isso é reflexo do grau de conexão entre os sistemas fluviais, o qual
permite uma maior possibilidade de troca de espécies (turnover) e, portanto, tende a
possuir uma maior riqueza (Liu et al., 2013), confirmado pelas nossas análises, que foi
enfatizada a alta heterogeneidade da comunidade nos rios, em relação aos demais
ecossistemas. Os tipos de corpos d’água contribuíram com 55% da diversidade γ,
refletindo uma preferência da comunidade zooplanctônica a uma estrutura aquática
específica.
Nossas análises não mostraram a relação da riqueza com o hidroperíodo dos lagos e
lagoas estudados, este resultado diverge da ideia de que as inundações normalmente
aumentam os insumos de nutrientes, sustentando a produtividade do fitoplâncton,
regulando a estrutura da comunidade zooplanctônica (Tavernini et al., 2005). Isso pode
ter ocorrido pela discrepância de esforços amostrais nas análises das publicações. Dos 56
ambientes lacustres naturais analisados no presente estudo, 44 eram permanentes e apenas
12 eram temporários, retratando a escassez de pesquisas nestes ambientes tão peculiares
e importantes na agregação de espécies zooplanctônicas.
Além disso, as análises indicaram que a composição da comunidade zooplanctônica é
estruturada pelo período hidrológico. Begon (2007) afirma que pode se esperar que em
um ambiente sazonal coexistam mais espécies que um ambiente completamente constante
(permanente). Os indivíduos aquáticos que sobrevivem aos distúrbios hidrológicos
(oscilação entre secas prolongadas e cheias) desenvolveram mecanismos de
sobrevivência a condições extremas. A produção de ovos de resistência é um exemplo,
cuja eclosão pode esperar longos períodos, podendo ocorrer somente quando o ambiente
estiver favorável (Eskinazi-Sant’Anna & Pace, 2018). Entretanto, nossos resultados
indicaram que os ambientes permanentes possuíam maior heterogeneidade na
composição da comunidade em relação aos ambientes temporários. O que também pode
ter ocorrido devido ao desbalanceamento dos dados amostrais.
É importante entender que em ecossistemas de lagoas temporárias naturais de altitude,
por exemplo, ao atingir a fase seca, a heterogeneidade ambiental e espacial diminui, pela
ausência da água, reduzindo então a ocupação de grandes predadores, como peixes e
21
anfíbios. Esse fator permite uma maior capacidade de estabelecimento de espécies
zooplanctônicas adaptadas aos extremos períodos hidrológicos. Outro fator importante na
avaliação da diversidade em ambientes lacustres é o isolamento da paisagem. Lagos e
lagoas tendem a ser ambientes confinados, com maior isolamento geográfico em relação
aos reservatórios e rios. O menor grau de conectividade desses ambientes confere uma
menor troca e dispersão de espécies, como pode ocorrer em ambientes montanhosos. Esse
fato também foi confirmado pelos resultados, os quais demonstraram que a diversidade
beta do hidroperíodo corresponde a 35% da diversidade de Minas Gerais, aumentando a
importância da conservação desses ambientes e do pulso aquático para a estruturação da
comunidade e equilíbrio da biodiversidade.
As análises também indicaram outro padrão ecológico da comunidade zooplanctônica de
MG, em que tanto a riqueza de espécies, quanto a composição da comunidade
zooplanctônica são influenciadas pela altitude. Os ecossistemas montanhosos
desenvolvem uma heterogeneidade ambiental conforme os gradientes climáticos, isto é,
ao longo dos gradientes de altitude as variações espaciais de temperatura, precipitação,
radiação solar e características da cobertura da terra são amplificadas (Loewen et al.,
2019). As diferentes complexidades topográficas dessas regiões podem funcionar como
barreira para a conectividade biológica, reduzindo a dispersão dos propágulos, além de
diminuir a capacidade das espécies atingirem e colonizarem novos habitats (Dong et
al., 2016).
Nossos resultados são similares aos encontrado por Hessen et al. (2006), Gaston (2000)
e Quenta Herrera, et al. (2018). Estes últimos realizaram um estudo de pequenas poças
alpinas nos Andes, onde destacaram a altitude como uma das principais variáveis
ambientais que mais se relacionaram às variações de espécies das comunidades. A
distribuição das poças em diferentes gradientes de altitude, acrescido de barreiras
geográficas, estabelece um gradiente de condições ambientais, o qual permite
interpretações dos diferentes processos envolvidos na dinâmica de dispersão dos
organismos aquáticos. Além disso, os nossos resultados mostraram que a riqueza de
espécies em ambientes acima de 801 m.a.n.m (aqui considerados de altas altitudes) são
menos ricos que aqueles que se encontram entre 0 e 800 m.a.n.m., possivelmente
refletindo restrições à migração e à dispersão (Hessen et al, 2006), mesmo com esforço
amostral sendo 74,14% de ambientes considerados de baixas altitudes, para apenas
25,86% considerados de alta altitude. Hessen et al. (2007) avaliaram a contribuição
22
relativa da temperatura e da radiação solar como tipos de distribuição de energia para a
riqueza de espécies aquáticas e relacionaram a altitude como reguladora. Enquanto a
entrada solar aumenta com a altitude, a temperatura tende a diminuir. A temperatura age
da cinética enzimática à taxa de crescimento, sendo importante para quase todos os
processos biológicos, exercendo um papel auxiliar. Em contrapartida, a entrada solar é
um direcionador direto para a fixação fotossintética de C, podendo ser relacionada,
portanto, à entrada de energia em termos de disponibilidade de matéria orgânica (MO).
A radiação solar e a disponibilidade de nutrientes determinam a produção da MO na base
da cadeia trófica, agindo como determinante da diversidade do consumidor. Por “altitude”
ser uma variável altamente relacionada à temperatura, sugere-se que mudanças climáticas
significativas possam resultar em significativas alterações bióticas.
Os lagos localizados em cotas mais baixas, por exemplo, por serem alimentados pelo
fluxo de superfície e solo, são enriquecidos em íons totais, como N e P, e dessa forma,
tendem a suportar uma maior produtividade primária (Hrabik et al., 2005) e, portanto, na
oferta de alimento, conferindo uma correlação com mudanças na composição de espécies
zooplanctônicas (Allen et al., 1999b; Patoine et al., 2002).
De acordo com os nossos resultados, o efeito espacial tem uma forte influência sobre a
diversidade zooplanctônica, estando positivamente correlacionado com as principais
bacias hidrográficas. A altitude também representou um importante elemento para a
diversidade β. A diversidade β foi claramente o principal componente da diversidade de
Minas Gerais (γ). E a maior parte desse beta foi por turnover, o que nos diz que a
comunidade difere bastante entre as variáveis testadas por substituição de espécies.
A elaboração de uma estratégia de conservação deve ser fundamentada no conhecimento
de como ocorre a estruturação da biodiversidade dentro de uma região, de forma a
contribuir na identificação dos potenciais limites espaciais apropriados para a
conservação e também para avaliar os mecanismos que podem interferir positivamente
nos padrões de diversidade observados (Zvuloni et al., 2010).
23
6 Conclusão
A função ecológica dos organismos zooplanctônicos é destacada principalmente por sua
atribuição na cadeia trófica aquática. Eles são responsáveis por intermediar a condução
do fluxo de energia entre os produtores primários e os consumidores, conferindo
importante papel na produtividade secundária, além de serem primordiais na ciclagem e
no transporte de nutrientes no ambiente aquático, proporcionando grande importância na
economia do estado (psicultura, por exemplo) e no equilíbrio ecológico. Os resultados
nos indicam a forte influência do efeito espacial sobre a diversidade zooplanctônica, e
também apontam a necessidade de um maior esforço amostral de pesquisas em
comunidades zooplanctônicas em bacias hidrográficas pouco estudadas, bem como em
ambientes de altitude e temporários que, assim como mostrado por esta pesquisa,
desempenham importantes papeis na estruturação da comunidade zooplanctônica de MG.
Além disso, embora a curva de acumulação de espécies indique a necessidade de mais
pesquisas nos diversos corpos d’água do estado, este trabalho preenche uma importante
lacuna a respeito da comunidade zooplanctônica de Minas Gerais, condensando dados
que podem ser posteriormente utilizados em outras análises.
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Simões, N. R., Nunes, A. H., Dias, J. D., Lansac-Tôha, F. A., Velho, L. F. M., &
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Zvuloni, A., Van Woesik, R., & Loya, Y. (2010). Diversity partitioning of stony corals
across multiple spatial scales around Zanzibar Island, Tanzania. Plos One, 5(3), e9941.
Material Suplementar
Tabela 1- Publicações analisadas para registro de espécies zooplanctônicas.
Referência Autor Título
1 Eskinazi-Sant'Anna, Eneida et
al. (2005)
Zooplankton Biodiversity of Minas Gerais
State: a Preliminary Synthesis of Present
Knowledge
2 dos Santos-Wisniewski, Maria
Aparecida et al. (2011)
O estado atual do conhecimento da
diversidade dos Cladocera (Crustacea,
Branchiopoda) nas águas doces do estado de
Minas Gerais
3 Coelho, Paula Nunes et al.
(2014)
Comunidade zooplanctônica em um pequeno
corpo d’água associado a um fragmento
florestal e pastagem no município de Alfenas
– MG
4 Moreira, Raquel Aparecida et al.
(2016)
Composition, body-size structure and
biomass of zooplankton in a high-elevation
temporary pond (Minas Gerais, Brazil)
5 Brito, Lorena Aparecida Fortes
(2016)
Importância de fatores locais e regionais
sobre a riqueza e composição do zooplâncton
em lagoas rasas montanas
29
6 Souza, Tiago Rosa et al. (2013) A comunidade zooplanctônica e seu uso
como bioindicadora do estado trófico de uma
região do reservatório da UHE de furnas
7 Moreira, Francisco Wagner
Araújo et al. (2016)
Assessing the impacts of mining activities on
zooplankton functional diversity
8 Maia-Barbosa, Paulina M. et al.
(2014)
Zooplankton (Copepoda, Rotifera, Cladocera
and Protozoa: Amoeba Testacea) from
natural lakes of the middle Rio Doce basin,
Minas Gerais, Brazil
9 Maia-Barbosa, Paulina M. et al.
(2008)
Zooplankton in littoral waters of a tropical
lake: a revisited biodiversity
10 Coelho, Paula Nunes & dos
Santos-Wisniewski, Maria
Aparecida (2016)
Composição da comunidade zooplanctônica
em um pequeno corpo d’água raso no sul de
Minas Gerais
11 Lopes, Janaína Horta de
Azevedo. (2014)
Comunidade Zooplanctônica da Região
Litorânea das Lagoas Carioca e Gambazinho
12 Bezerra-Neto, José Fernqandes
& Pinto-Coelho, Ricardo Motta
(2008)
A influência da larva de Chaoborus
brasiliensis (Theobald, 1901) (Diptera,
Chaoboridae) na distribuição vertical da
comunidade zooplanctônica da lagoa do
Nado, Belo Horizonte, Estado de Minas
Gerais
13 Negreiros, Natália Felix et al.
(2011)
First record of Synchaeta jollyae (Shiel and
Koste, 1993) (Rotifera) in the Neotropical
region: Furnas Reservoir, MG, Brazil
14 Santos, RM., et al. (2011) Biomass and production of Cladocera in
Furnas Reservoir, Minas Gerais, Brazil
15 Aoki, Akemi (2010) Caracterização da Comunidade
Zooplanctônica da Lagoa dos Patos – Parque
Estadual do Rio Doce (MG)
16 Corgosinho, Paulo Henrique
Coelho & Pinto-Coelho, R.M.
(2006)
Zooplankton biomass, abundance and
allometric patterns along an eutrophic
30
gradient at Furnas Reservoir (Minas Gerais,
Brazil)
17 Pinese, Olívia Penatti et al.
(2015)
Estrutura e biodiversidade de comunidades
zooplanctônicas em habitats de água doce de
uma Região de Vereda, Minas Gerais, Brasil
18 Sousa, Francisco Diogo Rocha,
et al. (2018)
Cladoceran biodiversity of protected areas
(olhar apenas MG)
19 Sousa, Francisco Diogo Rocha et
al. (2017)
The amazing diversity of the genus
Monospilus Sars, 1862 (Crustacea:
Branchiopoda: Aloninae) in South America
20 Sousa, Francisco Diogo; et al. -
revisão (2018)
A revision of the genus Disparalona
(Cladocera, Chydorinae) in South America
21 Mello, Nelson; Barbosa,
Paulina; dos Santos, Anderson
Medeiros (2011)
Zooplankton Dynamics in a Eutrophic Urban
Reservoir: Four Scenarios over a
Hydrological Cycle
22 Sousa, Elmoor-Loureiro (2013) Cladocerans (Crustacea: Anomopoda and
Ctenopoda) of the Sempre Vivas National
Park, Espinhaço Range, Minas Gerais, Brazil
23 Bezerra-Neto, Pinto-Coelho
(2017)
Diel vertical migration of the copepod
Thermocyclops inversus (Kiefer, 1936) in a
tropical reservoir: The role of oxygen and the
spatial overlap with Chaoborus
24 Moreira, et al. (2019) Forficatocaris odeteae n. sp., a new
parastenocarididae (copepoda,
harpacticoida) from a high-altitude pond in
Minas Gerais State, Brazil
25 Landa, et al. (2007) Thermocyclops decipiens (Kiefer, 1929)
(Copepoda, Cyclopoida) as Indicator of
Water Quality in the State of Minas Gerais,
Brazil
26 Pinto-Coelho et al. (2008) The inverted trophic cascade in tropical
plankton communities: Impacts of exotic fish
31
in the Middle Rio Doce lake district, Minas
Gerais, Brazil
27 Godinho & Godinho (2003) Águas, peixes e pescados do São Francisco
das Minas Gerais
28 Ferraz, Landa & Paprocki (2009) Zooplankton of an urban stretch, Itapecerica
river, Divinópolis, Minas Gerais, Brazil
29 Negreiros, dos Santos-
Wisniewski, dos Santos &
Rocha (2010)
The influence of environmental factors on the
seasonal dynamics and composition of
Rotifera in the Sapucaí River arm of Furnas
Reservoir, MG, Brazil
30 Alemeda et al. (2007) Variação sazonal da comunidade de
cladocera no Lago do Parque Sabiá
(Uberlândia - MG)
Relação de estações amostrais
Tabela 2 - Relação de estações amostrais
Ponto Legenda
do mapa
Nome Tipo de corpo
d’água
Bacia
Hidrográfica
Referência
1 47 Da Fazenda do
Matão –
Alfenas
Reservatório Grande 4
2 74 Do Parque
Sabiá
Lago Paranaíba 3, 31
3 90 Massacará –
Bacia São
Francisco
Lago São Francisco 3
4 105 33 Lago São Francisco 3
5 1 Aguapé Lago Doce 3
6 2 Águas Claras Lago Doce 2, 3, 9, 24,
27
7 3 Almecega Lago Doce 3, 9
8 4 Amarela Lago Doce 2, 3, 9, 24,
27
9 5 Anibal Lago Doce 3, 9
10 6 Ariranha Lago Doce 3
32
11 7 Azul Lago Doce 2, 3
12 8 Barra Lago Doce 9
13 9 Belgo-Mineira Lago Doce 3
14 117 Bonita – Cipó Lagoa São Francisco 6
15 Bongo Lagoa São Francisco 2
16 26 Bonita Lago Doce 3
17 65 Bracinho Lagoa Jequitinhonha 23
18 11 Cajueiro Lago Doce 2
19 12 Carioca Lago Doce 2, 3, 9, 12,
24, 27
20 13 Carvão com
Azeite
Lago Doce 3
21 27 Central Lago Doce 9
22 113 Cipó Lagoa São Francisco 2, 3
23 115 Comprida Lagoa São Francisco 2, 3
24 107 Confins Lago São Francisco 2, 3
25 29 Coutos Lagoa Doce 6
26 83 Divisor Lagoa São Francisco 23
27 15 Dom Helvécio Lago Doce 2, 3, 9, 10,
24, 27
28 91 Feia Lago São Francisco 2, 3, 28
29 16 Ferrugem Lago Doce 3, 9
30 17 Ferruginha Lago Doce 9
31 18 Gambá Lago Doce 9
32 19 Gambazinho Lago Doce 2, 3, 9, 12,
24, 27
33 30 Gorila Lagoa Doce 6
34 106 Grande Lago São Francisco 6
35 20 Hortência Lago Doce 2, 3
36 21 Jacaré Lago Doce 2, 3, 9, 24,
27
37 119 Jatobá Lago São Francisco 21
38 84 Lamarão Lagoa São Francisco 23
39 108 Mares Lago São Francisco 2, 3
33
40 46 Marimbondo Lagoa Grande 2, 3
41 109 Olhos D’Água Lago São Francisco 2, 3
42 116 Ossada Lagoa São Francisco 6
43 22 Palmeiras Lago Doce 3
44 23 Palmeirinha Lago Doce 2, 3, 9, 24,
27
45 24 Patos Lago Doce 9, 16
46 25 Pedra Lago Doce 2, 3, 6
47 28 Pimenta Lago Doce 9
48 111 Praiano Lago São Francisco 2, 3
49 118 Rasgada Lagoa São Francisco 6
50 Recreio Lago São Francisco 3
51 66 Redonda Lagoa Jequitinhonha 23
52 87 Rio Preto Lagoa São Francisco 23
53 110 Santa Lago São Francisco 2, 3, 26
54 10 Santa Helena Lago Doce 9
55 31 Seca Lagoa Doce 5, 6, 25
56 112 Sumidouro Lago São Francisco 2, 3
57 114 Tacho Lagoa São Francisco 2, 3
58 14 Verde Lago Doce 3, 9
59 92 Cajuru Reservatório São Francisco 2, 3
60 48 Camargo Reservatório Grande 2, 3
61 98 Da Fazenda
BMG
Reservatório São Francisco 3
62 32 Da Reitoria e
Quatro Pilastras
- UFV
Reservatório Doce 3
63 49 Furnas Reservatório Grande 2, 3, 7, 14,
15, 17, 26,
30
64 94 Ibirité Reservatório São Francisco 3, 22, 26
65 33 De Quatro
Pilastras - UFV
Reservatório Doce 3
66 34 Dona Rita Reservatório Doce 2, 3
67 120 Dos Ferros Reservatório São Francisco 8
34
68 75 Emborcação Reservatório Paranaíba 2, 3
69 55 Estação –
UFLA
Reservatório Grande 3, 26
70 96 Estaleiro Reservatório São Francisco 3
71 95 Gafanhoto Reservatório São Francisco 2, 3
72 51 Igarapava Reservatório Grande 2, 3
73 Igarapé Reservatório São Francisco 2
74 52 Itutinga Reservatório Grande 2, 3
75 53 Jacutinga Reservatório Grande 2
76 54 Jaguara Reservatório Grande 2, 3
77 121 Kaolin Reservatório São Francisco 8
78 81 Machado
Mineiro
Reservatório Pardo,
Cachoeira e
Outros
3
79 50 Marechal
Mascarenhas de
Moraes
Reservatório Grande 3
80 76 Miranda Reservatório Paranaíba 2, 3
81 56 Nado Reservatório Grande 2, 3, 13, 24
82 57 Nova – UFLA Reservatório Grande 3, 26
83 122 Nova Ponte Reservatório São Francisco 2, 3, 26
84 123 Pampulha Reservatório São Francisco 2, 3, 26
85 97 Parque de
Exposições
Reservatório São Francisco 2, 3
86 35 Peti Reservatório Doce 2, 3
87 58 Poço Fundo Reservatório Grande 2, 3
88 36 Pontal Reservatório Doce 26
89 59 Pomar – UFLA Reservatório Grande 3, 26
90 60 Pousada do
Porto – Alfenas
Reservatório Grande 11
91 124 PUC-Minas Reservatório São Francisco 26
92 93 Rio Manso Reservatório São Francisco 26
93 88 Juramento Reservatório São Francisco 26
94 44 Salto Grande Reservatório Doce 2, 3
95 99 São Simião Reservatório São Francisco 2, 3
35
96 100 Serra Azul Reservatório São Francisco 26
97 101 Três Marias Reservatório São Francisco 2, 3, 26, 28
98 102 Vargem das
Flores
Reservatório São Francisco 3, 26
99 61 Volta Grande Reservatório Grande 2, 3
100 62 Zootecnia -
UFLA
Reservatório Grande 3
101 77 Araguari Rio Paranaíba 3, 26
102 Barão de Cocais Rio Doce 2, 3
103 38 Caraça Rio Doce 2, 3
104 125 Cipó Rio São Francisco 2
105 126 Congonhas Rio São Francisco 2, 3
106 67 Rio de primeira
ordem com
mata de galeria
– Parque
Estadual do Rio
Preto
Rio Jequitinhonha 20
107 39 Doce Rio Doce 2, 3
108 63 Grande Rio Grande 26
109 40 Gunhães Rio Doce 26
110 68 Filipe – Parque
Nacional das
Sempre Vivas
Rio Jequitinhonha 21
111 103 Indaiá Rio São Francisco 2
112 84 Inhacica Rio São Francisco 20, 23
113 41 Ipanema Rio Doce 2, 3
114 73 Itaperecica Rio Jequitinhonha 3, 29
115 70 Jequitaí Rio Jequitinhonha 21, 23
116 127 Jequitaí –
Parque
Nacional das
Sempre Vivas
Rio São Francisco 20
117 71 Jequitinhonha –
Parque
Nacional das
Sempre Vivas
Rio Jequitinhonha 23
118 72 Jequitinhonha –
Diamantina
Rio Jequitinhonha 2, 3
36
119 64 Pará Rio Grande 26
120 78 Paranaíba Rio Paranaíba 26
121 104 Peixe Rio São Francisco 2, 3
122 89 Peruaçu Rio São Francisco 2
123 42 Piracicaba Rio Doce 2, 3
124 128 Preto Rio São Francisco 23
125 43
Preto do Itambé Rio Doce 26
126 86 Preto – Parque
Nacional das
Sempre Vivas
Rio São Francisco 23
127 79 Quebra Anzol Rio Paranaíba 26
128 37 Santa Bárbara Rio Doce 2, 3
129 45 Santo Antônio Rio Doce 26
130 82 São Gonçalo Rio Pardo,
Cachoeira e
Outros
2, 3
131 Severo Rio Paranaíba 2, 3
132 69 Silípe Rio Jequitinhonha 20, 23
133 80 Uberabinha Rio Paranaíba 3
Lista de espécies
Tabela 3 - Lista de espécies de Protozoa (*organismos que não foram analisados
estatísticamente)
PROTOZOA Ponto
Arcella arenaria Greeff, 1866 8
Arcella brasiliensis Cunha, 1913 8, 11, 19, 32, 99
Arcella catinus Penard, 1890 24, 35, 41, 46, 66, 72, 78, 97, 102, 107,
123, 128, 130
*Arcella cf. irregularis Motti, 1941 8
Arcella conica Playfair, 1918 8, 11, 15, 18, 19, 22, 27, 32, 45, 48, 57,
66, 72, 80, 83, 94, 99, 104, 107, 114, 128,
Arcella costata Ehrenberg, 1847 8, 11, 18, 19, 23, 27, 32 ,45, 48, 57, 72,
74, 80, 83, 104, 105, 107, 111, 114, 121,
123, 125, 128, 131
*Arcella costata angulosa Ehrenberg,
1847
19, 32
37
Arcella crenata Playfair, 1918 99
Arcella crenulata Deflandre, 1928 8, 19, 32, 103, 107, 131
Arcella dentata Ehrenberg, 1830 11, 27, 32, 35, 46, 57, 83, 99, 107, 114,
121, 123, 128, 130, 131
Arcella discoides Ehrenberg, 1843 8, 11, 18, 19, 23, 27, 28, 32, 39, 45, 48,
56, 60, 68, 71, 74, 75, 78, 83, 86, 99, 103,
104, 107, 114, 121, 122, 123, 125, 131
*Arcella discoides var. pseudovulgaris
Deflandre, 1928
45
Arcella excavata Cunningham, 1919 99
Arcella gibbosa Penard, 1890 8, 19, 27, 32, 66, 83, 94, 99, 114, 121,
128, 131
Arcella hemisphaerica Perty, 1852 8, 11, 15, 18, 22, 27, 45, 48, 57, 59, 66,
68, 71, 72, 76, 80, 83, 94, 95, 99, 104,
107, 114, 121, 122, 123, 128, 131
*Arcella hemisphaerica altae Deflandre,
1928
83
*Arcella hemisphaerica f. undulata
Deflandre, 1928
19, 32, 45, 76, 83, 122
*Arcella hemisphaerica hemisphaerica
Perty, 1852
83
*Arcella hemisphaerica minima Chardez,
1964
83, 122
Arcella lobostoma Deflandre, 1928 57, 83, 99
Arcella marginata Daday 1905 99
Arcella megastoma Penard, 1902 8, 18, 19, 27, 32, 45, 57, 63, 66, 76, 99,
114, 122
Arcella mitrata Leidy, 1876 45, 66, 99
*Arcella mitrata spectabilis Deflandre
1928
8
Arcella polypora Ehrenberg, 1832 78, 83, 99
Arcella rota Daday, 1905 11, 19, 27, 32, 45, 48, 57
Arcella rotundata Playfair, 1918 8, 68, 75, 94, 99, 122
*Arcella rotundata aplanata Deflandre,
1928
27, 45
*Arcella rotundata v. alta Playfair, 1918 19, 32, 99
*Arcella sp Ehrenberg, 1832 8, 19, 32, 36, 44
Arcella vulgaris Ehrenberg, 1830 8, 11, 18, 19, 23, 24, 27, 28, 32, 35, 39,
41, 45, 46, 48, 53, 57, 59, 63, 66, 68, 71,
72, 73, 78, 80, 83, 86, 94, 95, 97, 99, 102,
103, 104, 105, 107, 111, 114, 121, 123,
125, 128, 130, 131
*Arcella vulgaris penardi Deflandre, 1928 8, 83
*Arcella vulgaris undulata
Deflandre,1928
19, 27, 32, 45
Astramoeba radiosa Ehrenberg, 1830 83
*Bullinullaria sp. Penard, 1902 8
*Campanella sp. 8
38
Campanella umbellaria Linnaeus, 1767 59, 60, 66, 72, 74, 76, 78, 80, 83, 86, 94,
95, 99, 114
Centropyxis aculeata (Ehrenberg, 1832)
Stein, 1859
8, 18, 19, 22, 23, 24, 27, 28, 32, 35, 36,
39, 45, 46, 48, 53, 56, 57, 59, 66, 71, 72,
73, 74, 75, 76, 78, 80, 83, 94, 95, 99, 103,
104, 105, 107, 111, 113, 114, 121, 122,
123, 125, 128, 131
*Centropyxis aculeata oblonga Deflandre,
1929
19, 32
*Centropyxis aculeata var. tropica
Deflandre, 1929
18
Centropyxis aerophila Deflandre, 1929 8, 27, 83
Centropyxis arcelloides Penard, 1902 8, 23, 24, 39, 68, 73, 78, 83, 102, 103,
104, 105, 107, 111, 121, 123, 125, 128,
130, 131
Centropyxis cassis Wallich, 1864 8, 83, 99
Centropyxis constricta (Ehrenberg, 1841)
Penard, 1890
8, 27, 73, 78, 80, 103, 104, 111, 114, 122,
123, 131
Centropyxis delicatula Penard, 1902 27
Centropyxis discoides Penard, 1902 8, 18, 19, 27, 32, 45
Centropyxis ecornis Ehrenberg, 1841 8, 18, 23, 27, 66, 68, 71, 80, 83, 94, 99,
103, 104, 107, 114, 122, 123, 125, 130,
131
Centropyxis gibba Deflandre, 1929 8, 19, 27, 32, 45, 64, 83
Centropyxis hemisphaerica (Barnard,
1875) Deflandre, 1929
35, 103, 128, 131
Centropyxis hirsuta Deflandre, 1929 8, 18, 22, 27, 45, 48, 83, 104
Centropyxis impressa Daday,1905 128
Centropyxis marsupiformis (Wallich,
1864) Deflandre, 1929
18
Centropyxis minuta Deflandre, 1929 8, 27, 45, 83
Centropyxis platystoma (Penard, 1890)
Deflandre, 1929
8, 45, 75
Centropyxis spinosa Cash, 1905 8, 18, 19, 27, 45
*Centropyxis sp. Stein, 1857 8, 19, 27, 32, 44, 45
*Centropyxis spp. Stein, 1857 8, 27, 44, 45
Centropyxis stellata Wailes, 1927 78
Chaos diffluens Ehrenberg, 1830 83
Codonella cratera Leidy, 1887 72, 76, 80, 83, 95, 97
Coleps hirtus (O.F. Müller, 1786) Nitzsch,
1827
66
Cucurbitella madagascariensis Gauthier-
Lièvre et Thomas, 1960
8, 18
Cucurbitella mespiliformis Penard, 1902 8, 103
Cucurbitella sp Gauthier-Lievrè &
Thomas, 1960
28
Cyclopyxis eurystoma Deflandre, 1929 45, 103, 131
Cyclopyxis impressa Daday, 1905 128, 131
Cyclopyxis kahli Deflandre, 1929 18, 27, 71, 107
39
*Cyclopyxis sp. Deflandre, 1929 8
Cyphoderia ampulla (Ehrenberg, 1840)
Leidy, 1878
8, 66, 68, 71, 72, 73, 74, 75, 76, 78, 80,
83, 94, 99, 114, 121, 122, 128
Didinium balbiani (Fabre-Domergue,
1888) Kahl, 1930
78
Didinium nasutum (Müller, 1773) Stein,
1859
78
Difflugia acuminata Ehrenberg, 1838 8, 18, 22, 23, 27, 28, 45, 72, 73, 78, 83,
99, 104, 111, 114, 125, 128, 131
*Difflugia acuminata acaulis Perty, 1852 45
*Difflugia acuminata var. magna
(Deflandre, 1926)
27
*Difflugia acuminata var. inflata Pénard,
1899
131
Difflugia achlora Penard, 1902 19, 32
Difflugia acutissima Deflandre, 1931 11, 18, 122
Difflugia amphoralis Cash, 1909 71
Difflugia angulostoma Gauthier-Lièvre &
Thomas, 1958
18, 71, 99
Difflugia bacillariarum Perty, 1849 8
Difflugia bicornis Penard, 1890 18
Difflugia brevicola Cash e Hopkinson,
1909
19, 32
Difflugia capreolata Penard, 1902 18
Difflugia congolensis Gauthier-Lièvre et
Thomas, 1958
8
Difflugia corona Wallich, 1864 8, 11, 18, 19, 22, 23, 28, 32, 45, 48, 57,
83, 99, 104, 105, 114, 122, 125, 128
*Difflugia corona crenulata Gauthier-
Lievre et Thomas, 1958
22, 57, 104
Difflugia curvicaulis Penard, 1899 8
Difflugia difficilis Thomas, 1954 8, 19, 32, 122
Difflugia echinulata Pénard, 1911 83
Difflugia elegans Penard, 1890 8, 11, 18, 22, 27, 45, 48, 57, 73, 86, 104,
122, 131
Difflugia globularis (Wallich, 1864)
Chardez, 1956
8, 57, 86
Difflugia globulosa (Dujardin, 1837)
Penard, 1902
56, 114
Difflugia gramen Penard, 1902 8, 11, 18, 19, 27, 45, 76, 83, 99
*Difflugia gramen achiora Penard, 1902 22, 57, 104, 122
*Difflugia gramen globularis 76
Difflugia hydrostatica Zacharias, 1897 18
Difflugia kabylica Gauthier-Lièvre &
Thomas, 1958
8, 45
Difflugia kempnyi Stepanek, 1953 8, 32, 45
Difflugia lanceolata Penard, 1890 27, 45
Difflugia lebes Penard, 1890 23, 78, 83, 105
40
Difflugia limnetica (Levander, 1900)
Penard, 1902
8, 19, 32, 45, 80, 114
Difflugia linearis (Penard, 1890) Gauthier
& Lièvre, 1958
83
Difflugia lismoriensis 104
Difflugia lithophila Pénard, 1902 8, 18, 19, 32, 83
Difflugia lobostoma Leidy, 1879 8, 18, 19, 23, 45, 57, 66, 71, 72, 78, 83,
86, 87, 94, 99, 114, 122, 125
*Difflugia lobostoma globulosa Playfair,
1917
45
*Difflugia lobostoma multilobata
Gauthier-Liève & Thomas, 1958
18, 45
Difflugia lucida Penard, 1890 8, 22, 83, 104
Difflugia microclaviformis (Kourov,
1925) Ogden, 1983
18
Difflugia microstoma (Thomas, 1954)
Ogden, 1983
18
Difflugia minuta Rampi, 1950 99
Difflugia muriformis Gauthier-Liève &
Thomas, 1958
8, 11, 18, 19, 32, 45, 57, 131
Difflugia oblonga Ehrenberg, 1838 8, 15, 18, 22, 23, 27, 28, 45, 48, 71, 73,
74, 75, 83, 97, 99, 103, 104, 105, 107,
111, 114, 123, 125, 128, 131
*Difflugia oblonga nodosa Leidy, 1879 11, 48
Difflugia penardi Cash & Hopkinson,
1909
19, 32, 83
Difflugia pseudogramen Gauthier-Lievrè
& Thomas, 1958
8, 18, 19, 32
Difflugia pyriformis Perty, 1849 114
Difflugia rubescens Penard, 1891 23, 73, 105, 125
Difflugia sarissa Tai, 1931 8
Difflugia schuurmani Van Oye, 1932 8, 11, 48, 57, 99
Difflugia stellastoma Vucetich, 1989 27
*Difflugia sp 8, 19, 27, 28, 32, 45, 97
Difflugia tuberculata (Wallich, 1864)
Archer, 1867
8, 11, 78, 99
Difflugia urceolata Carter, 1864 8, 11, 18, 23, 57, 94, 104, 105, 111, 114,
123, 125
*Difflugiella sp. 27, 45
*Difflugiella spp. 27, 45
*Epistylis spp. 8, 114
Euglypha acanthophora Ehrenberg, 1841 8, 18, 19, 23, 27, 32, 45, 57, 71, 72, 80,
83, 94, 104, 105, 111, 114, 121, 125
Euglypha alveolata Dujardin, 1841 72
Euglypha brachiata Penard, 1902 27, 45, 78, 83
Euglypha ciliata Ehrenberg 1848 8, 28, 39, 66, 68, 73, 78, 131
Euglypha crenulata Wailes, 1912 60, 71, 75
Euglypha denticulata Brown, 1912 18, 32
Euglypha filifera Penard, 1890 8, 18, 19, 32, 45
41
Euglypha laevis Perty, 1849 27, 45, 59, 66, 73, 78, 83, 94, 114
Euglypha lobostoma Deflandre, 1928 94
*Euglypha sp. 45
Euglypha strigosa Ehrenberg, 1848 27, 83
Euglypha tuberculata Dujardin, 1841 18, 27, 32, 66, 68, 73, 78, 83
Hyalosphenia elegans Leidy, 1874 66
Lesquereusia epistomium Penard, 1902 8, 18, 45
Lesquereusia extranea Awerintzew, 1906 19
Lesquereusia gibbosa Gauthier-Lievrè &
Thomas, 1960
8, 128
Lesquereusia globulosa Rhumbler, 1896 19, 32, 45
Lesquereusia mimetica Penard, 1911 8
Lesquereusia modesta Rhumbler, 1895 8, 18, 23, 27, 28, 45, 72, 73, 78, 83, 104,
121, 125, 128, 131
*Lesquereusia modesta minima Van oye,
1953
19, 32
Lesquereusia spiralis Ehrenberg, 1840 8, 11, 18, 19, 22, 23, 24, 27, 32, 39, 44,
48, 56, 72, 74, 76, 80, 83, 99, 104, 105,
111, 114, 123, 124, 128, 131
*Lesquereusia spiralis caudata Playfair,
1917
32
*Lesquereusia spiralis declotrei Van oye,
1959
19, 32
*Lesquereusia spiralis hirsuta Gauthier-
Lièvre & Thomas, 1959
19, 27, 32, 45
*Lesquereusia sp. 32
Nebela caudata Leidy, 1879 103
Nebela collaris Ehrenberg, 1848 66, 76, 94, 99
*Nebela fabrei 66
Nebela flabellulum Leidy, 1874 40, 68
*Nebela laugeliformes 41, 78
Nebela nobilis Cash, 1908 66
*Nebela sp. Leidy, 1875 8, 27
Nebela tubulata Brown, 1911 71
Netzelia labeosa Netzelia labeosa Beyens
& Chardez, 1997
19, 32, 45
Netzelia oviformis (Cash, 1909) Ogden,
1979
8, 18, 19, 27, 32, 45, 114
*Netzelia sp. Ogden, 1979 19, 32, 45
Netzelia tuberculata Wallich, 1864 8, 18, 19, 32, 45
Netzelia wailesi (Ogden, 1980)
Meisterfeld, 1984
8, 18, 27, 45, 71
*Paraeuglypha aurelia 83
*Paraeuglypha caudatum 74
Paraeuglypha reticulata Penard, 1902 78
*Paraeuglypha trichium 83
*Paulinella chromatophorce 68
*Pentagonia macroccana 18
Phryganella dissimulatoris Chardez, 1969 27, 45
42
Phryganella hemisphaerica (Penard,
1890) Penard, 1902
45
Pontigulasia compressa Rhumbler, 1896 18, 128
Protocucurbitella coroniformis Gauthier-
Lièvre & Thomas, 1960
8, 18, 19, 45
*Pseudodifflugia sp. 8
Quadrulella symmetrica (Wallich, 1863)
Kosakyan et al., 2016
27, 72, 83, 94, 99, 103, 111, 125, 128
Quadrulella tubulata Gauthier-Lievre ,
1953
72, 80, 83
Raphidiophrys viridis Archer 1867 71
Suiadifflugia multipora Green, 1975 11, 15, 18, 22, 48, 57, 104
*Suiadifflugia sp 28
Trinema enchelys (Ehrenberg 1938)
Leidy, 1878
8, 27, 45
Trinema lineare Penard, 1890 8
Tintinnidae Claparède & Lachmann, 1858 68, 80
Trichodina pediculus Ehrenberg, 1838 68, 83, 95
Trigonopyxis arcula Penard, 1912 83, 103
Trigonopyxis enchelys Ehrenberg, 1838 8, 18, 66, 71, 72, 73, 83, 99
Trigonopyxis lineare Penard, 1890 8, 18, 23, 104, 105, 111, 125, 128
Vorticella campanula Ehrenberg, 1831 74, 78
Vorticella microstoma Ehrenberg, 1830 71, 94, 95
*Vorticella sp 8, 114
*Wallesella eboracensis 83
Zoothamnium arbuscula Ehrenberg, 1839 8
*Zoothamnium spp. 8
Tabela 4 - Lista de espécies de Rotifera (*organismos que não foram analisados
estatisticamente)
ROTIFERA Pontos
Anuraeopsis agilis 72, 73
Anuraeopsis eucadis 11, 48, 57, 60, 71, 72, 76, 78, 80, 83,
86, 95, 99,
Anuraeopsis fissa Gosse, 1851 8, 11, 14, 19, 25, 27, 32, 36, 45, 46,
48, 55, 59, 64, 67, 68, 73, 77, 78, 81,
83, 94, 95, 97, 114
*Anuraeopsis fissa fissa Gosse, 1851 99
43
Anuraeopsis navicula Green, 1960 6, 8, 11, 19, 27, 36, 42, 44, 45, 49,
57, 60, 64, 71, 72, 74, 75, 76, 78, 83,
86, 99
*Anuraeopsis navicula navicula Gillard, 1948 99
Anuraeopsis ovalis 72, 76, 80, 83, 99
Anuraeopsis saltans 11, 60, 66, 71, 72, 83, 94, 95, 97, 99
*Anuraeopsis sp 1, 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 28, 29,
30, 31, 36, 44, 45, 47, 54, 58
Ascomorpha ecaudis Perty, 1850 6, 8, 36, 44, 45, 63
Ascomorpha ovalis (Bergendal, 1892) 27, 36, 63
Ascomorpha saltans Bartsch, 1870 8, 27
Ascomorpha saltans indica Koste, 1978 19, 32
Ascomorpha sp 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 44, 45, 47,
58
Asplanchna brightwellii Gosse, 1850 99
*Asplanchna cf priodonta Gosse, 1850 114
Asplanchna sieboldi (Leydig, 1854) 15, 63
Asplanchnopus hyalinus Harring, 1913 66
*Asplanchna sp 6, 19, 32, 45, 64
Bdelloidea Donner, 1951 6, 7, 8, 9, 11, 12, 14, 15, 19, 21, 23,
25, 27, 28, 29, 30, 32, 33, 35, 36, 39,
41, 42, 44, 45, 46, 47, 48, 49, 53, 54,
55, 56, 57, 58, 60, 63, 64, 67, 68, 71,
72, 73, 75, 76, 77, 78, 80, 83, 97,
102, 103, 104, 105, 107, 111, 113,
121, 122, 123, 125, 128, 130, 131
Beauchampiella eudactylota (Gosse, 1886) 8, 78, 99
Brachionus angularis Gosse, 1851 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 24, 27, 28, 32,
35, 36, 39, 44, 45, 46, 47, 53, 54, 56,
58, 63, 64, 68, 71, 81, 83, 84, 99,
103, 104, 105, 107, 111, 114, 123,
125, 128, 130, 131
*Brachionus angularis var chelonis
Ahlstrom, 1940
81
Brachionus bidentatus Anderson, 1889 19, 27, 64, 74, 75, 78, 104, 114
Brachionus budapestiensis Daday, 1885 99
Brachionus calyciflorus Pallas, 1766 6, 8, 19, 24, 27, 32, 36, 44, 56, 59,
63, 64, 78, 81, 83, 84, 94, 95, 99,
114, 123, 125, 128
*Brachionus calyciflorus amphicerus
Ehrenberg, 1838
99
*Brachionus calyciflorus f. dorcas Gosse,
1851
99
Brachionus caudatus Barrois & Daday, 1894 15, 63, 64, 68, 71, 78, 81, 83, 97
Brachionus dolabratus Harring, 1914 1, 6, 7, 9, 11, 12, 19, 21, 24, 27, 28,
29, 35, 36, 39, 41, 44, 45, 46, 47, 48,
53, 56, 58, 63, 64, 68, 71, 72, 76, 78,
83, 90, 97, 99, 104, 105, 111, 114,
125, 128, 130
44
Brachionus falcatus Zacharias, 1898 6, 7, 8, 9, 11, 12, 15, 19, 21, 23, 24,
27, 28, 29, 32, 34, 36, 39, 41, 44, 45,
47, 48, 53, 54, 56, 57, 58, 63, 64, 68,
71, 72, 76, 77, 78, 80, 81, 83, 90, 94,
97, 99, 102, 103, 104, 105, 107, 114,
121, 123, 125, 128, 130
Brachionus forficula Wierzejski, 1891 6, 19, 27, 35, 36, 44, 46, 71, 114
Brachionus havanaensis Rousselet, 1911 64
Brachionus macrocanthus Jakubski, 1912 8, 28, 107
Brachionus mirabilis Daday, 1897 14, 99
Brachionus mirus Daday, 1905 6, 7, 8, 9, 11, 12, 19, 21, 27, 29, 30,
31, 32, 36, 44, 45, 47, 48, 53, 54, 58,
63, 64, 78, 81, 83, 99
Brachionus patulus O. F. Muller, 1786 19, 27, 35, 46, 78, 80, 83, 97, 114
*Brachionus patulus macrachantus 22
*Brachionus patulus patulus 22
Brachionus quadridentatus Hermann, 1783 6, 8, 11, 19, 22, 23, 27, 32, 35, 36,
44, 45, 46, 53, 59, 64, 71, 78, 81, 83,
90, 94, 99, 104,
*Brachionus quadridentatus brevispinus
Ehrenberg, 1832
99
*Brachionus quadridentatus cluniorbicularis
Skorikov, 1894
99
*Brachionus quadridentatus melheni Barrois
& Daday, 1894
99
*Brachionus quadridentatus quadridentatus
Hermann, 1783
99
Brachionus rubens Ehrenberg, 1838 28, 84
Brachionus sessilis Varga, 1951 76, 80, 83, 99
Brachionus urceolaris Müller, 1773 64, 74, 78, 80
*Brachionus urceolaris sessilis (Varga, 1951) 99
*Brachionus urceolaris urceolaris (O.F.
Muller, 1773) Gillard, 1948
99
Cephalodella auriculata Mueller, 1773 19, 32
Cephalodella catellina Harring, 1913 76, 80, 83
*Cephalodella cf. exigua Gosse, 1886 8
Cephalodella forficula Ehrenberg, 1832 8, 27, 45, 72, 76, 83, 99, 122
Cephalodella gibba Ehrenberg, 1830 8, 19, 25, 32, 45, 49, 64, 71, 77, 78,
83, 94, 99, 121, 122, 128
Cephalodella mucronata Myers, 1924 23, 104, 125
Cephalodella rotunda Wulfert, 1937 8
*Cephalodella spp. Bory de St. Vincent, 1826 6, 8, 19, 27, 32, 36, 45
Cephalodella sterea (Gosse, 1887) 64
Cephalodella tenuiseta (Burn, 1890) 11, 80, 99
*Collotheca cf. sulcata 76
Collotheca edentata (Collins, 1872) 55
Collotheca mutabilis (Hudson, 1885) 33, 49, 55, 72, 76, 80, 83
Collotheca pelagica (Rousselet, 1893) 68, 72, 76, 78, 80, 83, 86
45
*Collotheca sp 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 25, 27, 28, 29,
30, 31, 32, 36, 44, 45, 47, 54, 55, 58,
63, 64, 67, 77, 97
Collotheca tenuilobata (Anderson, 1889) 8
Colurella adriatica Ehrenberg, 1831 73, 78
Colurella obtusa (Gosse, 1886) 6, 8, 11, 45, 48, 55, 73, 80, 121, 128
Colurella sulcata (Stenroos, 1898) 27, 33, 45
Colurella uncinata (Müller, 1773) 8, 25, 45, 55, 57, 72, 73, 80, 104,
114, 122
*Colurella uncinata bicuspidata (Ehrenberg,
1830)
11, 27, 45, 48, 76, 83, 86
Colurella tesselata (Glascott, 1893) 45
*Colurella sp 6, 8, 19, 28, 32, 36, 45, 64
*Conochiloides sp Hlava, 1904 19
Conochilus coenobasis (Skorikov, 1914) 1, 6, 8, 27, 36, 44, 45, 63, 72, 76, 80,
83, 86, 95, 97
Conochilus dossuarius Hudson, 1885 8, 15, 19, 27, 45, 48, 57, 64, 68, 83,
99
Conochilus hippocrepis (Schrank, 1803) 95
Conochilus natans (Seligo, 1900) 8, 72
Conochilus unicornis Rousselet, 1892 1, 6, 8, 27, 44, 60, 63, 64, 68, 71, 72,
76, 80, 83, 86, 90, 95, 97, 99, 107
*Conochilus sp 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 28, 29, 30,
32, 36, 44, 45, 47, 54, 58
Dicranophorus caudatus Harring & Myers,
1928
94
*Dicranophorus caudatus brasiliensis Koste,
1972
11, 22, 48, 57, 66, 99, 104
Dicranophorus epicharis Harring & Myers,
1928
27, 45, 99
Dicranophorus forcipatus (Müller, 1786) 15, 48, 99
Dicranophorus propatula 8, 57, 78, 107, 128
*Dicranophorus propatula f. macrodactyla
(Hauer, 1965)
99
*Dicranophorus propatula propatula 99
Dicranophorus rostratus (Dixon-Nuttall &
Freeman, 1902)
71
*Dicranophorus sp 8, 28, 32
Dipleuchlanis propatula (Gosse, 1886) 8, 14, 19, 25, 27, 42, 44, 45
*Dipleuchlanis sp 31, 114
Dissotrocha aculeata (Ehrenberg, 1830) 6, 8, 9, 19, 23, 27, 30, 32, 35, 44, 45,
47, 104, 105, 107, 111, 123, 125, 131
Dissotrocha macrostyla (Ehrenberg, 1838) 8, 19, 32, 131
*Dissotrocha sp. 6, 32
Epiphanes brachionus (Ehrenberg, 1837) 71, 78
Epiphanes clavulata (Ehrenberg, 1831) 8, 57, 99
Epiphanes deflexa 74
Epiphanes macrourus (Barrois & Daday,
1894)
24, 56
46
Epiphanes senta (Müller, 1773) 59
Euchlanis calpidia (Myers, 1930) 42
Euchlanis dilatata Ehrenberg, 1830 8, 15, 19, 21, 27, 32, 42, 45, 48, 49,
55, 57, 63, 64, 72, 77, 78, 80, 90, 99,
114, 128, 131
*Euchlanis dilatata f lucksiana (Hauer, 1930) 99
Euchlanis incisa Carlin, 1939 7, 8, 9, 27, 29, 45, 64, 128, 131
Euchlanis lyra Hudson, 1886 1
Euchlanis meneta Myers, 1930 8, 27, 32, 66, 99, 131
Euchlanis triquetra Ehrenberg, 1838 14, 23, 55, 73, 104, 111, 125
Euchlanis parva Rousselet, 1892 19
*Euchlanis sp 19, 32
Filinia camasecla Myers, 1938 38, 68, 71
Filinia longiseta (Ehrenberg, 1834) 6, 7, 8, 9, 11, 12, 19, 22, 27, 29, 32,
36, 44, 48, 54, 55, 58, 63, 64, 71, 72,
74, 76, 78, 80, 81, 83, 84, 86, 94,
104, 113
Filinia opoliensis (Zacharias, 1898) 27, 32, 44, 45, 55, 59, 63, 64, 72, 76,
78, 80, 83, 95, 97
Filinia pejleri Hutchinson, 1964 8
Filinia saltador (Gosse, 1886) 48, 76, 80, 83, 99
*Filinia sp 28
Filinia terminalis (Plate, 1886) 15, 35, 45, 46, 57, 64, 72, 74, 76, 78,
97, 99, 114, 130
Gastropus hyptopus (Ehrenberg, 1838) 8, 27, 28, 74, 78
Gastropus stylifer Imhof, 1891 8, 27, 76, 83, 86, 99
Harringia eupoda (Gosse, 1887) 66
Hexarthra brasiliensis 28, 76, 83, 86
Hexarthra intermedia (Wiszniewski, 1929) 1, 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 29, 30,
31, 32, 36, 44, 45, 47, 54, 58, 59, 60,
63, 64, 68, 72, 74, 76, 78, 80, 83, 94,
97, 123, 130
*Hexarthra intermedia brasiliensis (Hauer,
1953)
28, 48, 83, 94, 97
*Hexarthra intermedia intermedia
(Wiszniewski, 1929)
99
Hexarthra longicomicula 72, 76, 80, 83, 86, 99
Hexarthra mira (Hudson, 1871) 67, 99
*Hexarthra sp 6, 8, 19, 27, 32, 36, 44
Horaella brehmi Donner, 1949 78
Horaella thomassoni Koste, 1973 23, 74, 83, 99
Kellicottia bostoniensis (Rousselet, 1908) 1, 6, 19, 27, 36, 63, 64, 67, 72, 76,
77, 80, 81, 83, 90, 114
Kellicottia longispina (Kellicott, 1879) 60, 74, 75, 83
Keratella americana Carlin, 1943 6, 7, 8, 9, 11, 12, 15, 19, 21, 23, 24,
27, 28, 29, 30, 31, 32, 35, 36, 39, 40,
41, 44, 45, 46, 47, 48, 53, 54, 56, 57,
58, 59, 60, 63, 64, 66, 68, 71, 72, 74,
47
75, 76, 78, 80, 83, 86, 94, 95, 97, 99,
103, 104, 105, 107, 111, 114, 121,
123, 125, 128, 130, 131
*Keratella americana hispida Lauterborn,
1898
94, 99
Keratella cochlearis (Gosse, 1851) 1, 6, 8, 9, 11, 19, 230 24, 27, 28, 29,
32, 35, 36, 39, 40 ,41, 44, 46, 48, 53,
56, 57, 59, 60, 63 ,64, 66, 68, 71, 72,
73, 74 ,75, 76, 77, 78, 79, 80, 83, 86,
87, 90, 94, 95, 97, 99, 102, 103, 104,
105, 107, 111, 114, 121, 123, 125,
128, 130, 131
Keratella lenzi Hauer, 1953 6, 8, 11, 12, 19, 23
*Keratella lenzi lenzi Hauer ,1953 66, 94
Keratella quadrata (Müller, 1786) 55
Keratella reducta (Huber-Pestalozzi, 1929) 55
Keratella tecta (Gosse, 1851) 99
Keratella tropica (Apstein, 1907) 8, 11, 19, 23, 24, 27, 28, 32, 36, 39,
41, 44, 45, 48, 53, 54, 56, 57, 63, 64,
68, 71, 72, 76, 78, 80, 81, 83, 95, 97,
99, 102, 104, 105, 111, 114, 121,
123, 125, 128, 131
*Keratella tropica brehmi Klausener 1908 99
*Keratella tropica tropica (Apstein, 1907) 83
Keratella valga (Ehrenberg, 1834) 107
Lecane acanthinula (Hauer, 1938) 76
Lecane acronycha Harring & Myers, 1926 99
Lecane aculeata (Jakubski, 1912) 14, 32, 45, 55, 83, 99, 122
Lecane aguessei De Ridder, 1960 99
Lecane amazoniana Koste & Robertson, 1983 99
Lecane aquila Harring & Myers, 1926 99
Lecane arcuata (Bryce, 1891) 114
Lecane arcula Harring, 1914 8, 27, 45, 72, 76, 80, 83
Lecane armata Thomasson, 1971 27, 32, 45
Lecane braziliensis Segers, 1993 27, 45
Lecane bulla (Gosse, 1851) 1, 6, 7, 8, 9, 12, 14, 19, 21, 23, 24,
25, 27, 28, 29, 30, 32, 33, 36, 39, 42,
44, 45, 46, 47, 49, 54, 55, 56, 58, 64,
67, 77, 90, 97, 99, 102, 103, 104,
105, 107, 111, 113, 114, 121, 123,
125, 128, 130, 131
*Lecane bulla bulla (Gosse, 1851) 71, 72, 76, 78, 80, 83
Lecane clara (Bryce, 1892) 8, 27, 55, 99
Lecane closterocerca (Schmarda, 1859) 1, 8, 14, 23, 25, 27, 32, 33, 45, 71,
72, 76, 78, 80, 83, 90, 99, 105, 122,
131
Lecane copeis (Harring & Myers, 1926) 14, 19, 99, 111
48
Lecane cornuta (Müller, 1786) 1, 6, 8, 9, 12, 19, 27, 32, 36, 45, 63,
72, 76, 99
Lecane crenata (Harring, 1913) 42, 46
Lecane crepida Harring, 1914 8, 27, 45, 72, 99, 122
Lecane curvicornis (Murray, 1913) 1, 6, 8, 9, 14, 19, 22, 23, 25, 27, 29,
32, 34, 36, 44, 45, 64, 67, 76, 90, 99,
104, 123
*Lecane curvicornis nitida (Murray, 1913) 14, 25, 34
*Lecane curvicornis lofuana (Murray, 1913) 99
Lecane decipiens (Murray, 1913) 8, 27, 45, 72, 99
Lecane doryssa Harring, 1914 8, 27, 71, 72, 99
Lecane elegans Harring, 1914 8, 78, 99
Lecane elongata Harring & Myers, 1926 99
Lecane elsa Hauer, 1931 99
Lecane eutarsa Harring & Myers, 1926 45
Lecane flexilis (Gosse, 1886) 8, 14, 15, 25, 32, 76, 80, 99
Lecane furcata (Murray, 1913) 1, 8, 27, 45, 55, 72, 76, 80, 83, 99
*Lecane furcata var elachis 99
Lecane glypta Harring & Myers, 1926 114
Lecane haliclysta Harring & Myers, 1926 8, 27, 45, 55, 57, 71, 80, 99
Lecane hamata (Stokes, 1896) 8, 27, 32, 44, 45, 64, 76, 80, 83, 99,
114, 122
Lecane hastata (Murray, 1913) 99, 114
Lecane hornemanni (Ehrenberg, 1834) 8, 9, 14, 15, 19, 27, 32, 36, 45, 48,
57, 58, 67, 80, 83, 99
Lecane imbricata Carlin, 1939 73, 74
Lecane inconspicua Segers & Dumont, 1993 6
Lecane inermis (Bryce, 1892) 8, 27, 48, 77, 83, 99
Lecane inopinata Harring & Myers, 1926 8, 45, 99
*Lecane inopinata sympoda Wiszniewski,
1954
57, 99
Lecane lauterbomi 99
Lecane leontina (Turner, 1892) 6, 8, 11, 12, 19, 22, 23, 25, 27, 28,
32, 36, 39, 44, 45, 46, 48, 49, 57, 68,
72, 76, 77, 78, 80, 90, 99, 104, 114,
122, 125, 131
Lecane levistyla (Olofsson, 1917) 11, 48, 57, 72, 76, 80, 99, 114
Lecane lopeis 105
Lecane ludwigii (Eckstein, 1883) 8, 19, 27, 32, 45, 48, 58, 63, 72, 78,
83, 99, 104, 125
*Lecane ludwigii f ludwigii (Eckstein, 1883) 8
*Lecane ludwigii marshi Harring, 1914 57
*Lecane ludwigii ohioensis 19, 32, 122
Lecane luna (Müller, 1776) 6, 8, 19, 23, 24, 25, 27, 32, 36, 39,
45, 64, 66, 71, 72, 73, 78, 81, 83, 97,
99, 102, 104, 107, 121, 122, 123,
125, 128, 131
49
Lecane lunaris (Ehrenberg, 1832) 6, 7, 8, 9, 12, 14, 19, 21, 23, 27, 29,
30, 32, 33, 35, 36, 39, 42, 44, 45, 46,
47, 49, 54, 55, 59, 67, 68, 71, 72, 73,
75, 76, 77, 78, 80, 83, 94, 99, 104,
105, 107, 111, 114, 125, 128, 131
*Lecane lunaris crenata (Harring, 1913) 99
*Lecane lunaris perplexa (Ahlstrom, 1938) 83, 99
Lecane marchantaria Koste & Robertson,
1983
71
Lecane mira (Murray, 1913) 19, 32, 33
Lecane Monostyla (Lecane) (Daday, 1897) 1, 6, 8, 19, 27, 32, 35, 36, 45, 46, 67,
68, 71, 76, 78, 81, 99, 128
Lecane murrayi (Hauer, 1965) 46
Lecane nana (Murray, 1913) 45, 48
Lecane nitida (Murray, 1913) 11, 48, 57
Lecane nodosa Hauer, 1938 11
Lecane obtusa (Murray, 1913) 27, 47, 55, 90
Lecane ohioensis (Herrick, 1885) 25, 99
Lecane ovalisi (Jakubski, 1914) 64, 114
Lecane papuana (Murray, 1913) 8, 9, 15, 22, 32, 36, 48, 57, 64, 83,
99, 104
Lecane proiecta Hauer, 1956 32, 63, 76, 97
Lecane psammophila (Wiszniewski, 1932) 27, 83
Lecane pumila (Rousselet, 1906) 14
Lecane pusilla Harring, 1914 8, 27, 99
Lecane pyriformis (Daday, 1905) 8, 27, 45, 72, 78, 80, 83, 99, 122, 131
Lecane quadridentata (Ehrenberg, 1830) 6, 8, 19, 23, 27, 32, 45, 49, 72, 99,
104, 105, 114, 122
Lecane rhenana Hauer, 1929 64
Lecane rhopalura (Harring & Myers, 1926) 45
Lecane rhytida Harring & Myers, 1926 27, 45
Lecane ruttneri Hauer, 1938 14, 49, 99
Lecane scutata (Harring & Myers, 1926) 7, 8, 12, 30, 32, 58, 83, 86, 99, 114
Lecane signifera (Jennings, 1896) 6, 8, 15, 19, 23, 27, 32, 45, 76, 80, 83
*Lecane signifera ploenensis (Voigt, 1902) 67, 77, 99
*Lecane sp 19, 27, 32, 45
Lecane stenroosi (Meissner, 1908) 63, 66, 78, 94, 99
Lecane stichaea Harring, 1913 8, 23, 27, 33, 49, 55, 57, 67, 73, 77,
78, 104, 125
*Lecane stichaea amazonica Koste, 1978 99
*Lecane stichaea intranusiata 99
*Lecane stichaea stichaea Harring, 1913 99
Lecane stichaeaoides 15, 57
Lecane stichoclysta Segers, 1993 12
Lecane subtilis Harring & Myers, 1926 8, 30, 45, 71
Lecane sylvatica (Harring, 1913) 99
Lecane tenuiseta Harring, 1914 99
50
Lecane tudicola Harring & Myers, 1926 33
Lecane uenoi Yamamoto, 1951 8, 45
Lecane ungulata (Gosse, 1887) 14, 19, 22, 32, 42, 99, 104, 111
Lecane venusta Harring & Myers, 1926 99
Lecane wulferti Hauer, 1956 99
Lepadella acuminata (Ehrenberg, 1834) 14, 19, 33, 49, 57, 71, 72, 73, 99
Lepadella christinei Koste, 1990 99
Lepadella cristata (Rousselet, 1893) 8, 14, 19, 23, 27, 32, 44, 45, 104,
122, 125, 128
Lepadella cryphaea Harring, 1916 55
Lepadella dactyliseta (Stenroos, 1898) 48
Lepadella donneri Koste, 1972 27, 45
Lepadella elongata Koste, 1992 45
Lepadella inopinata 19
Lepadella latusinus (Hilgendorf, 1899) 8, 27, 45, 80
Lepadella minoruoides Koste & Robertson,
1983
45
Lepadella ovalis (Müller, 1786) 8, 19, 27, 32, 36, 45, 57, 73, 78, 114,
125, 131
Lepadella patella (Müller, 1773) 1, 6, 8, 14, 19, 23, 25, 27, 32, 36, 42,
45, 48, 49, 55, 64, 71, 73, 74, 75, 76,
78, 80, 83, 86, 90, 94, 99, 107, 114,
122, 128
*Lepadella patella oblonga (Ehrenberg,
1834)
8
*Lepadella patella similis Lucks 1912 99
Lepadella quinquecostata (Lucks, 1912) 27
Lepadella rhomboides (Lucks, 1912) 8, 44, 45, 64, 122
Lepadella rottenburgi (Lucks, 1912) 45
*Lepadella spp. 6, 8, 9, 19, 27, 30, 32, 36, 44, 45, 58
Lepadella triptera (Ehrenberg, 1830) 27, 45
Lepadella venefica Myers, 1934 14
*Lepadella triptera var. alata (Myers, 1934) 27
Limnias melicerta Weisse, 1848 99
Lophocharis salpina (Ehrenberg, 1834) 27, 45
Macrochaetus collinsii (Gosse, 1867) 8, 11, 14, 27, 32, 33, 36, 45, 66, 67,
77, 113, 123
*Macrochaetus collinsi collinsi (Gosse, 1867) 99
Macrochaetus eudactylotum 99
Macrochaetus longipes Myers, 1934 8, 19, 27, 32, 45, 48, 53, 57, 99
Macrochaetus maculata 11, 48, 57
Macrochaetus sericus (Thorpe, 1893) 8, 11, 22, 27, 32, 36, 44, 45, 71, 73,
76, 80, 83, 86, 97, 99, 104, 114
*Macrochaetus sp. 6, 7, 28, 29, 30, 36, 44, 45, 90, 97
*Macrotrachela sp. 6, 32
Microcodon clavus Ehrenberg, 1830 14, 55
Monommata aequalis (Ehrenberg, 1830) 19, 27
51
Monommata dentata Wulfert, 1940 55
Monommata longiseta (Müller, 1786) 14, 25, 49, 55
Monommata maculata 19, 32
*Monommata sp. 8, 14, 25, 27, 32, 33, 42, 44, 45, 49,
55, 67, 77
Monostyla (Lecane) bulla Gosse, 1851 11, 15, 22, 48, 104
Monostyla (Lecane) closterocerca Schmarda,
1859
48, 57
Monostyla (Lecane) cornuta (Muller, 1786) 11, 22, 57, 104
Monostyla (Lecane) crenata Harring, 1913 48, 57
Monostyla (Lecane) decipiens (Daday, 1913) 11
Monostyla (Lecane) furcata Murray, 1913 48
Monostyla (Lecane) hamata (Stokes 1896) 48, 57
Monostyla (Lecane) lunaris (Ehrenberg,
1832)
48
*Monostyla (Lecane) lunaris perplexa
Wiszniewski, 1954
48
Monostyla (Lecane) Monostyla (Daday, 1897) 57
Monostyla (Lecane) oidipus 48
Monostyla (Lecane) quadridentata
(Ehrenberg, 1892)
11, 48, 57
Monostyla (Lecane) rugosa (Harring, 1914) 48
Monostyla (Lecane) scutata (Harring &
Myers, 1926)
22, 48, 104
Monostyla (Lecane) trigona 22, 104
Monostyla (Lecane) unguipes 22, 104
Monostyla (Lecane) wulferti Hauer 1956 48, 57
Mytilina acanthophora Hauer, 1938 6, 8, 11, 36, 44, 99
Mytilina bisulcata (Lucks, 1912) 8, 27, 32, 36, 44, 45, 64, 78, 99, 107
Mytilina mucronata (Müller, 1773) 32
*Mytilina mucronata mucronata (Müller
1773)
99
*Mytilina sp. 8, 19
Mytilina trigona (Gosse, 1851) 99
Mytilina unguipes (Lucks, 1912) 99, 122
Mytilina ventralis (Ehrenberg, 1830) 8, 14, 19, 27, 32, 42, 44, 45, 47, 55,
57, 64, 97, 99
*Mytilina ventralis macracantha (Gosse,
1886)
27, 99
*Mytilina ventralis ventralis 8, 27
Notommata copeus Ehrenberg, 1834 45
*Notommata sp 8, 19, 28, 32, 45, 55
Paracolurella logima (Myers, 1934) 73
Plationus macracanthus (Daday, 1905) 63
Plationus patulus (Müller, 1786) 1, 6, 8, 9, 12, 19, 27, 32, 36, 44, 45,
58, 63, 64, 90
*Plationus patulus macracanthus (Daday,
1905)
8, 19
52
Platyias leloupi Gillard, 1957 8, 45
*Platyias leloupi latiscapularis 8, 22, 99
*Platyias leloupi leloupi Gillard, 1967 99
Platyias patulus (Müller, 1786) 8, 19, 32
Platyias quadricornis (Ehrenberg, 1832) 1, 6, 8, 9, 19, 27, 32, 36, 42, 44, 45,
64, 68, 71, 73, 77, 78, 80, 83, 90, 94,
97, 99, 114, 123, 128
*Platyias quadricornis brevispinus Daday,
1905
76, 83, 99, 122
*Platyias quadricornis quadricornis
(Ehrenberg, 1832)
8
Platyias sp. 36
Ploesoma lenticulare Herrick, 1885 60, 74
Ploesoma truncatum (Levander, 1894) 64, 72, 76, 80, 83, 99
Polyarthra dolichoptera Idelson, 1925 8, 19, 23, 24, 32, 33, 34, 39, 41, 46,
49, 56, 57, 60, 66, 67, 77, 87, 94,
107, 121, 128
Polyarthra remata Skorikov, 1896 14, 66, 71, 87, 94, 97
*Polyarthra sp 6, 8, 9, 12, 19, 27, 28, 32, 36, 44, 45,
47, 54, 64, 97
*Polyarthra aff vulgaris 63, 90
Polyarthra vulgaris Carlin, 1943 1, 15, 19, 22, 27, 34, 48, 57, 59, 66,
72, 73, 78, 80, 81, 83, 87, 94, 95, 99,
104
*Polyarthra vulgaris longiremis Carlin, 1943 94
Pompholyx complanata Gosse, 1851 72, 76, 83, 99
Pompholyx sulcata Hudson, 1885 28
*Proales sp 67
*Ptygura cf wilsonii 63
Ptygura elsteri Koste, 1972 45
Ptygura furcillata (Kellicott, 1889) 45
Ptygura libera Myers, 1934 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 29, 30, 31,
32, 36, 44, 45, 47, 54, 58, 60, 72, 74,
76, 78, 80, 83, 86, 97, 99
Ptygura melicerta Ehrenberg, 1832 19, 32, 72, 76, 80, 83, 97, 99
*Ptygura melicerta socialis (Weber, 1888) 99
*Ptygura sp. 14, 46, 49, 55, 64
*Ptygura spp. 27, 45
*Resticula sp. 45
Rotaria neptunia (Ehrenberg, 1830) 8, 78, 99
Rotaria rotatoria (Pallas, 1766) 78, 128
*Rotaria sp. 32
Scaridium longicaudum Muller, 1786 45, 78, 83, 99
Sinantherina semibullata (Thorpe, 1889) 63, 99
*Sinantherina sp 8, 12, 27, 36, 45, 97
Sinantherina spinosa (Thorpe, 1893) 99
Squatinella lamellaris (Müller, 1786) 8, 27, 45
Squatinella longipes 28, 48
53
Squatinella mutica (Ehrenberg, 1832) 45, 99, 122
Squatinella oblonga 81
Squatinella stylata Harring, 1913 64, 76, 83, 86, 99, 123
Stephanoceros fimbriatus (Goldfuß, 1820) 14, 42
Synchaeta jollyae Shiel & Koste, 1993 8, 63
Synchaeta longipes Gosse, 1887 28
*Synchaeta sp 67, 77
*Synchaeta spp 67, 77
Taphrocampa annulosa Gosse, 1851 99
Testudinella ahlstromi Hauer, 1956 99
Testudinella amphora Hauer, 1938 27, 45, 76
Testudinella braziliensis 104
Testudinella emarginula (Stenroos, 1898) 45
*Testudinella incisa emarginula (Stenroos,
1898)
33
Testudinella mucronata (Gosse, 1886) 8
*Testudinella mucronata hauerensis (Gosse,
1886)
99
*Testudinella mucronata mucronata (Gosse,
1886)
99
Testudinella ohlei Koste, 1972 27, 32, 45, 67, 103
*Testudinella ohlei ohlei Bory de St. Vincent,
1826
19, 32
Testudinella parva (Ternetz, 1892) 32, 45
Testudinella patina (Hermann, 1783) 1, 6, 8, 22, 27, 32, 45, 48, 57, 63, 76,
78, 103, 104, 122
*Testudinella patina dendradena
Beauchamp, 1955
22, 99
*Testudinella patina trilobata Anderson &
Shephard, 1892
99
Testudinella similis 104
*Testudinella sp 28
Testudinella tridentata Smirnov, 1931 76, 80
Tetrasiphon notommata (Ehrenberg, 1840) 14
*Thricocerca sp. 45
Trichocerca bicristata (Gosse, 1887) 1, 8, 19, 23, 32, 45, 78, 83, 99
Trichocerca bidens (Lucks, 1912) 45, 80, 99
Trichocerca brachyura (Gosse, 1851) 33
Trichocerca braziliensis (Murray, 1913) 22
Trichocerca capucina (Wierzejski &
Zacharias, 1893)
28, 48, 57, 63, 76, 80, 83, 97, 99, 125
*Trichocerca capucina multicrinis Kellicott,
1894
99
Trichocerca carinata Korde, 1928 74
Trichocerca cavia (Gosse, 1886) 45, 71, 83
Trichocerca chattoni (Beauchamp, 1907) 6, 27, 45, 54, 63, 72, 76, 80, 83, 86,
97, 99
Trichocerca collaris (Rousselet, 1896) 73, 99
54
Trichocerca cylindrica (Imhof, 1891) 1, 39, 45, 55, 59, 73, 90, 125
*Trichocerca cylindrica chattoni De
Beauchamp, 1907
27, 40, 59, 63, 97
Trichocerca dixon-nuttalli (Jennings, 1903) 99
Trichocerca elongata (Gosse, 1886) 27, 76
*Trichocerca elongata braziliensis (Murray,
1913)
8, 27, 45, 60, 71, 74, 99
Trichocerca flagellata Hauer, 1937 8, 64
Trichocerca fusiformis (Levander, 1894) 8, 73, 78
Trichocerca gracilis (Tessin, 1890) 76, 83, 99
Trichocerca iernis (Gosse, 1887) 8, 27, 45, 99
Trichocerca inermis (Linder, 1904) 8, 99
Trichocerca insignis (Herrick, 1885) 8, 25, 45, 48, 55, 57, 72, 78, 99, 104,
125
Trichocerca intermedia (Stenroos, 1898) 55
Trichocerca longiseta (Schrank, 1802) 78
Trichocerca lophoessa (Gosse, 1886) 33, 46, 49
Trichocerca macera (Gosse, 1886) 8
Trichocerca minuta (Olofsson, 1918) 114
Trichocerca multicrinis (Kellicott, 1897) 72, 78
Trichocerca myersi (Hauer, 1931) 55, 99
Trichocerca ornata Myers, 1934 78
Trichocerca porcellus (Gosse, 1851) 14, 23, 78
Trichocerca pusilla (Jennings, 1903) 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 23, 27, 28, 29,
30, 31, 32, 36, 39, 44, 45, 47, 53, 54,
56, 58, 59, 60, 64, 66, 67, 72, 78, 80,
83, 86, 94, 97, 99, 111, 121, 128
Trichocerca rattus (Müller, 1776) 7, 8, 14, 27, 32, 44, 49, 53, 56, 59,
60, 74
Trichocerca ruttneri Donner, 1953 78
Trichocerca scipio (Gosse, 1886) 8, 32
Trichocerca similis (Wierzejski, 1893) 6, 8, 12, 15, 19, 22, 23, 27, 28, 32,
34, 36, 39, 44, 45, 46, 48, 55, 57, 58,
59, 60, 64, 67, 74, 76, 78, 80, 83, 86,
94, 97, 99, 104, 105, 111, 125, 128
*Trichocerca similis grandis Hauer, 1965 103
*Trichocerca sp 19, 27, 32, 45, 72, 99
Trichocerca stylata (Gosse, 1851) 6, 8, 9, 12, 19, 27, 29, 36, 47, 54, 58,
64, 72, 80, 83, 86, 94, 99
Trichocerca tenuior (Gosse, 1886) 8
Trichocerca terminalis 59
Trichocerca tetractis (Ehrenberg, 1830) 8
Trichocerca tigris (Müller, 1786) 45, 66, 99
Trichocerca trichocerca 28
Trichocerca voluta (Murray, 1913) 99
Trichotria tenuior 78, 80, 83, 121, 122
Trichotria tetractis (Ehrenberg, 1830) 1, 8, 27, 28, 32, 36, 45, 47, 48, 63,
68, 71, 74, 78, 80, 90
55
Tabela 5 - Lista de espécies de Cladocera (*organismos que não foram analisados
estatisticamente)
CLADOCERA Atualizações Pontos
Acroperus harpae (Baird, 1834) Acroperus
tupinamba
22, 63, 104, 111, 121,
125, 131
*Acroperus sp 114
Acroperus tupinamba Sinev & Elmoor-Loureiro, 2010 1, 63, 112, 115, 126,
132
Alona affinis (Leydig, 1860) Alona ossiani
Sinev, 1998
4
Alona cambouei Alona glabra Sars,
1901
8, 27
Alona costata Flavalona costata
(Sars, 1962)
23, 46, 105, 123
Alona dentifera Magnospina
dentifera (Sars,
1901)
1, 8, 14, 68
Alona glabra Sars, 1901 1, 8, 27, 55, 63
Alona guttata Sars, 1862 Alona cf guttata 1, 8, 19, 22, 23, 27, 32,
33, 35, 41, 45, 46, 53,
55, 63, 97, 104, 105,
107, 111, 112, 115,
123, 125, 126, 128,
131, 132
Alona iheringula Flavalona
iheringula (Kotov
& Sinev, 2004)
14, 33, 38, 115, 126,
132
Alona intermedia Sars, 1862 8, 63, 105, 111, 112,
115, 125, 126
Alona monacantha Coronatella
monacantha (Sars,
1901)
8, 131
Alona ossiani Sinev, 1998 14, 17, 25, 26, 33, 38,
49, 55, 63, 112, 115,
117, 126, 132
Alona poppei Coronatella
poppei (Richard,
1897)
8, 27, 121, 128
Alona quadrangularis Alona yara Sinev
& Elmoor-
Loureiro, 2010
39
Alona quadrata 5, 6, 8, 10, 19
Alona rectangula Coronatella
rectangula (Sars,
1861)
4, 19, 22, 27, 39, 40,
63, 104, 105, 107, 111,
128, 130
56
Alona setigera Flavalona
asymmetrica Sousa
& Elmoor-
Loureiro, 2018
63, 115, 126
*Alona sp 114
*Alona spp. 6, 8, 12, 30, 32, 36, 44,
45, 47, 58
Alona verrucosa Anthalona
verrucosa (Sars,
1901)
8, 19, 27, 45, 63
Alona yara Sinev & Elmoor-Loureiro, 2010 14, 63, 112
Alonella clathratula Sars, 1896 17, 26, 27, 63, 67, 112,
115, 117, 126, 132
Alonella dadayi Birge, 1910 1, 4, 8, 19, 25, 27, 32,
33, 36, 45, 46, 49, 51,
52, 55, 63, 112, 115,
117, 126, 132
Alonella dentifera Magnospina
dentifera (Sars,
1901)
8, 68
Alonella excisa Alonella
clathratula Sars,
1896
22, 104, 131
Alonella karua Karualona
muelleri (Richard,
1897)
4
Alonella lineolata Bergamina
lineolata (Sars,
1901)
27
Alonella nana Baird, 1850 19
Anthalona verrucosa (Sars, 1901) 14, 33, 46, 49, 51, 52,
55, 112, 115, 126, 132
Biapertura affinis Alona ossiani
Sinev, 1998
5, 6, 8, 10 19
Biapertura intermedia Ver Alona
intermedia, Alona
isabellae e Alona
elisae.
8, 103, 107, 121, 128,
131
Biapertura karua Karualona
muelleri (Richard,
1897)
8, 63
Biapertura verrucosa Anthalona
verrucosa (Sars,
1901)
27
Bosmina coregoni Baird, 1857 13, 16, 19, 27, 78
Bosmina deitersi 27
Bosmina eurynotus 27
Bosmina freyi 19, 27, 32, 55, 63, 64,
90, 97
57
Bosmina hagmanni 1, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10,
12, 19, 27, 32, 36, 44,
45, 57, 58, 60, 61, 63,
64, 68, 69, 71, 72, 74,
76, 78, 79, 80, 83, 84,
86, 90, 97, 99, 100,
101, 107, 114, 128
Bosmina longirostris 2, 60, 63, 64, 69, 72,
74, 76, 77, 78, 79, 80,
81, 82, 83, 84, 89, 97,
98, 99, 100, 114, 118,
133
Bosmina longiseta 74
*Bosmina sp Baird, 1845 28, 114
*Bosmina spp Baird, 1845 63
Bosmina tubicen 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12,
19, 20, 24, 27, 30, 31,
32, 36, 39, 41, 43, 44,
45, 50, 53, 54, 58, 61,
63, 67, 68, 69, 82, 85,
87, 89, 95, 97, 100,
107, 128
Bosminopsis deitersi Richard, 1895 1, 2, 3, 6, 7, 8, 11, 12,
16, 19, 20, 22, 27, 28,
29, 32, 36, 41, 43, 44,
45, 48, 50, 54, 57, 58,
60, 61, 63, 66, 67, 68,
69, 70, 72, 74, 76, 78,
79, 80, 82, 83, 85, 86,
87, 94, 95, 97, 98, 99,
100, 101, 104, 105,
107, 111, 118, 123,
125, 128, 130
Camptocercus australis Sars, 1896 1, 62, 112, 132
Camptocercus dadayi Camptocercus
australis Sars,
1896
63
Celsinotum candango Sinev & Elmoor-Loureiro, 2010 25
Ceriodaphnia cornuta Sars, 1886 2, 6, 7, 8, 9, 12, 13, 19,
27, 29, 35, 36, 40, 42,
43, 44, 45, 46, 51, 56,
58, 59, 60, 62, 63, 64,
65, 68, 69, 71, 72, 76,
78, 79, 80, 81, 83, 84,
86, 87, 94, 95, 97, 98,
99, 101, 103, 107, 114,
118, 123, 125, 130
*Ceriodaphnia cornuta cornuta Sars,
1886
1, 19, 27, 35, 63, 90, 97
*Ceriodaphnia cornuta intermedia Sars, 1886 63, 85, 97
58
*Ceriodaphnia cornuta rigaudi Sars,
1896
19, 27, 60, 63, 64, 84,
90, 97, 99, 114
Ceriodaphnia dubia Richard, 1894 13, 78
Ceriodaphnia quadrangula (Müller, 1785) 80
Ceriodaphnia reticulata (Jurine,
1820)
76
Ceriodaphnia richardi Sars, 1901 59, 60, 72, 76, 80, 83,
86, 101
Ceriodaphnia rigaudi Richard, 1894 69, 100, 114
Ceriodaphnia silvestrii (Daday,
1902)
1, 6, 8, 9, 10, 19, 27,
32, 36, 44, 45, 63, 64,
79, 90, 97, 107
*Ceriodaphnia spp 63
Chydoridae Dybowski & Grochowski, 1894 23, 39, 72, 80, 99, 104,
107, 111, 125
Chydorus dentifer Daday, 1905 63
Chydorus eurynotus Sars, 1901 1, 6, 8, 19, 26, 27, 32,
33, 36, 63, 112, 115,
132
Chydorus globosus Pseudochydorus
globosus (Baird,
1850)
4, 13, 16, 113
Chydorus hybridus Ephemeroporus
hybridus (Daday,
1905)
13
Chydorus nitidulus (Sars, 1901) 1, 27, 45
Chydorus parvireticulatus Frey, 1987 63
Chydorus pubescens Sars, 1901 1, 4, 5, 6, 8, 10, 14, 19,
25, 26, 45, 55, 63, 90,
112
*Chydorus sp. 14, 26, 34, 49, 51, 112
Chydorus sphaericus Chydorus cf
sphaericus
(Müller, 1776)
6, 8, 10, 19, 27, 49, 63
Coronatella monacantha (Sars, 1901) 8, 63
Coronatella poppei (Richard, 1897) 8, 19, 27, 32, 63
Dadaya macrops (Daday, 1898) 8, 27, 32, 45
Daphnia ambigua Scourfield, 1947 6, 62, 63, 65, 69, 82,
128, 133
Daphnia dubia Herrick, 1883 68
Daphnia galeata Sars, 1863 40, 68, 78
Daphnia gessneri 6, 8, 19, 27, 34, 36, 43,
59, 60, 63, 64, 68, 72,
74, 76, 78, 79, 90, 83,
84, 86, 90, 94, 95, 97,
98, 99, 101, 123
Daphnia laevis 3, 6, 8, 9, 19, 27, 32,
36, 44, 45, 59, 63, 64,
68, 84, 97
59
*Daphnia spp 63
Depanothrix dentata 68, 78
Diaphanosoma birgei Korinek, 1981 1, 2, 5, 6, 7, 8, 10, 12,
19, 22, 27, 28, 29, 30,
32, 36, 44, 45, 50, 53,
54, 58, 59, 62, 63, 64,
65, 68, 69, 71, 72, 74,
76, 78, 79, 80, 82, 83,
84, 86, 87, 90, 94, 95,
97, 99, 100, 101, 103,
104, 107, 114, 123,
128, 130
Diaphanosoma brachyurum (Liévin, 1848) 4, 8, 13, 16, 27, 98
Diaphanosoma brevireme Sars, 1901 8, 9, 12, 19, 20, 27, 43,
45, 63, 79, 81, 99
Diaphanosoma fluviatile Hansen
1899
10, 45, 61, 63, 64, 68,
83, 94, 95, 97, 99
Diaphanosoma polyspina Korovchinsky 1982 79
*Diaphanosoma spp 63
Diaphanosoma spinulossum Herbst, 1967 1, 8, 25, 27, 32, 35, 46,
63, 64, 68, 72, 76, 79,
80, 97, 99, 101, 123
Disparalona dadayi Alonella dadayi
Birge, 1910
8, 19, 22, 23, 27, 32,
63, 85, 97, 104, 111
Disparalona hamata (Birge, 1879) 112, 115, 126, 132
Disparalona (Mixopleuroxus) leptorhyncha (Daday, 1905) 37
Disparalona (Mixopleuroxus)
lucianae
115
Dunhevedia odontoplax Sars, 1901 19, 27, 32, 45
Ephemeroporus barroisi (Richard,
1894)
1, 4, 6, 8, 14, 19, 23,
27, 32, 35, 36, 44, 45,
46, 49, 51, 55, 107, 115
Ephemeroporus hybridus (Daday,
1905)
8, 19, 25, 27, 32, 42,
49, 51, 52, 63
Ephemeroporus tridentatus
(Bergamin, 1931)
1, 19, 27, 32, 45, 55, 63
Euryalona brasiliensis Brehm &
Thomsen, 1936
8, 63
Euryalona occidentalis Euryalona
orientalis (Daday,
1898)
99
Euryalona orientalis (Daday, 1898) 1, 17, 63, 82, 99, 100,
112
Eulimnadia colombiensis Roessler,
1990
25, 42
Graptoleberis occidentalis Sars, 1901 1, 14, 26, 49, 112, 115,
117, 126
Graptoleberis testudinaria Graptoleberis
occidentalis Sars,
1901
22, 63, 104
60
Grimaldina brazzai Richard, 1892 8, 23, 133
Ilyocryptus sarsi Stingelin, 1913 126
Ilyocryptus spinifer Herrick, 1882 1, 4, 6, 8, 9, 11, 12, 13,
14, 16, 17, 19, 23, 25,
26, 27, 32, 33, 36, 44,
45, 48, 49, 51, 54, 55,
57, 60, 63, 67, 79, 90,
97, 99, 107, 112, 115,
117, 121, 126, 128, 132
Ilyocryptus sordidus (Liévin, 1848) 22, 66, 104
Ilyocryptus verrucosus Daday, 1905 63, 79
Karualona muelleri (Richard, 1897) 8, 32
Kurzia latissima Kurzia polyspina
Hudec, 2000
63
Kurzia polyspina Hudec, 2000 63
Latonopsis australis Sars, 1888 26, 60, 112
Leydigia ciliata Leydigia striata
Berabén, 1939
70, 97
Leydigia ipojucae Brehm, 1938 107
Leydigia propinqua Sars, 1903 63
*Leydigia sp 8, 27, 63
Leydigia striata Berabén, 1939 63
Leydigiopsis curvirostris Sars, 1901 27, 63, 79, 132
Leydigiopsis ornata Daday, 1905 14, 27
Macrothrix elegans Sars, 1901 8, 17, 19, 25, 27, 32,
45, 46, 49, 51, 63, 64,
112, 126
Macrothrix flabelligera Smirnov,
1992
27, 63, 99
Macrothrix laticornis (Jurine, 1820) 4, 5, 6, 8, 10, 13, 19,
23, 27, 35, 43, 107
Macrothrix paulensis (Sars,1901) 14, 27, 42, 45, 46, 49,
63
*Macrothrix sp. 1
Macrothrix spinosa King, 1853 19, 27, 32, 63, 79, 114
Macrothrix superaculeata (Smirnov, 1982) 63
Macrothrix squamosa Sars, 1901 8, 14, 19, 27, 45, 49
*Macrothrix sp 8, 32, 36, 44
Moina macrocopa (Straus, 1820) 42
Moina micrura Kurz, 1875 24, 39, 53, 56, 62, 63,
64, 65, 72, 76, 81, 84,
99, 123, 128
Moina minuta Hansen, 1899 1, 2, 6, 8, 19, 20, 24,
27, 28, 32, 43, 55, 59,
60, 61, 63, 64, 68, 69,
72, 74, 76, 78, 80, 83,
84, 85, 86, 90, 94, 95,
97, 98, 99, 100, 101,
107, 114, 123, 128
61
Moina reticulata (Daday, 1905) 4, 8, 13, 27, 45
Monospilus brachyspinus Sousa,
Elmoor-Loureiro & Panarelli, 2017
106, 112, 116, 124, 132
Monospilus macroerosus Sousa, Elmoor-Loureiro &
Panarelli, 2017
106
*Monospilus sp. 106, 115, 124
Nicsmirnovius eximius (Kiser 1948) 63
Notoalona sculpta (Sars, 1901) 27
Oxyurella ciliata Bergamin, 1939 27, 63
Oxyurella longicaudis (Birge, 1910) 1
Parvalona parva (Daday, 1905) 63
Pleuroxus scopuliferus (Ekman,
1900)
Picripleuroxus
similis (Vávra,
1900)
63
Pseudosida bidentata Herrick, 1884 8, 27, 45
Pseudosida ramosa Daday, 1904 8, 14, 45, 51
Scapholeberis armata Freyi Dumont & Pensaert, 1983 1, 6, 8, 19, 27, 32, 36,
45, 90
Scapholeberis kingi Sars, 1903 13
Scapholeberis mucronata (Müller,
1776)
76
Scapholeberis serrulatus 76, 83, 128
Scapholeberis spinifera Nicolet, 1849 32
Simocephalus exspinosus (De Geer, 1778) 33
Simocephalus latirostris Stingelin,
1906
19, 32, 63
Simocephalus mixtus Sars, 1903 27
Simocephalus semiserratus (Kock,
1841)
1, 64
Simocephalus serrulatus (Kock,
1841)
4, 5, 6, 10, 19, 27, 36,
45, 62, 63, 65, 76, 79,
83, 90, 128
*Simocephalus sp. 8, 36, 44
Simocephalus vetulus (Müller, 1776) 27, 63, 68
Streblocerus pygmaeus Sars, 1901 23, 27, 32, 45
Tabela 6 - Lista de espécies de Copepoda (*organismos que não foram analisados
estatisticamente)
COPEPODA Pontos
Allocyclops neotropicalis Dussart, 1984 99
Argyrodiaptomus furcatus (Sars, 1901) 27, 33, 35, 44, 46, 60, 63, 70, 76, 78,
80, 83, 99, 102, 128, 130
*Argyrodiaptomus sp 44
Attheyella fuhrmani Thieband, 1914 27, 114
Attheyella sp. Brady, 1880 14, 49, 55
Dactylodiaptomus pearsei (Wright, 1927) 25, 49
62
Diaptomus minutus Lilljeborg 1889 68, 78
Ectocyclops herbsti Dussart, 1984 27, 45
*Ectocyclops cf rubescens Brady, 1904 8, 14, 27, 44, 45
*Ectocyclops sp. Kiefer, 1929 33, 34, 49, 67
*Elaphoidella sp. Chappuis, 1929 27
*Ergasylus sp 28
Eucyclops serrulatus (Fischer, 1851) 63
**Forficatocaris odeteae n. sp. (2019) 55
Haplocyclops torresi Rocha, Torres & Maia-Barbosa,
1998
107
*Haplocyclops sp. Kiefer, 1952 8
*Harpacticoida Sars, 1903 8, 97
Homocyclops ater (Herrick, 1882) 27
Macrocyclops albidus (Jurine, 1820) 27
Mesocyclops aspericornis (Daday, 1906) 14
Mesocyclops brazilianus Kiefer, 1933 6, 8, 97
Mesocyclops edax (Forbes, 1891) 78
Mesocyclops longisetus (Thiébaud, 1912) 8, 27, 36, 59, 68, 76, 80, 83, 95, 97,
107, 128
*Mesocyclops longisetus longisetus 99
Mesocyclops meridianus Kiefer, 1926 6, 8, 19, 27, 32, 45, 64, 86
Mesocyclops ogunnus Onabamiro, 1957 27, 45, 63
*Mesocyclops sp Kiefer Van de Velde, 1984 7, 9, 21, 27, 29, 30, 32, 33, 34, 44,
45, 47, 54, 58
Metacyclops mendocinus (Wierzejski, 1892) 64, 66, 94, 123, 131
*Metacyclops sp. Kiefer, 1927 27, 29
Microcyclops alius Kiefer, 1935 27, 45
Microcyclops anceps (Richard, 1897) 6, 8, 14, 19, 27, 32, 33, 36, 42, 44,
45, 46, 55, 77
Microcyclops ceibaensis (March, 1919) 8, 27, 45
Microcyclops finitimus Dussart, 1984 19, 32, 45, 99
*Microcyclops sp. Claus, 1893 14, 49
Neutrocyclops brevifurca (Lowndes, 1934) 8, 27
Notodiaptomus brandorffi Reid, 1987 63
Notodiaptomus cearensis Wright, 1936 45, 63, 64
Notodiaptomus conifer (Sars, 1901) 68, 95, 128
Notodiaptomus deitersi (Poppe, 1890) 83
Notodiaptomus dubius Dussart & Matsumura-
Tundisi, 1985
8
Notodiaptomus iheringi (Wright, 1935) 8, 19, 27, 32, 36, 44, 59, 63, 68, 72,
74, 76, 78, 80, 83, 95, 99
Notodiaptomus isabelae (Wright, 1936) 6, 7, 9, 12, 19, 21, 27, 29, 30, 31, 32,
36, 44, 45, 58, 97
Notodiaptomus nordestinus (Wright, 1935) 59, 68, 72, 76, 80, 83, 95
*Notodiaptomus sp Kiefer, 1936 14, 28, 34, 46, 55, 114
Notodiaptomus spinuliferus Dussart and Matsumura-
Tundisi, 1986
63, 97
63
Paracyclops chiltoni (Thomson, 1882) 8, 14, 27
Paracyclops fimbriatus Fisher, 1853 8, 27, 72, 97, 107, 121, 123, 128, 131
Potamocaris estevesi Reid, 1991 107
*Potamocaris sp. Dussart, 1979 8, 27
*Pseudodiaptomus sp. Herrick, 1884 33, 49
Scolodiaptomus corderoi (Wright, 1936) 25, 27, 59, 63, 68, 72, 83, 84, 86, 94,
95, 99, 102, 123, 128, 130
Thermocyclops crassus (Fischer, 1853) 107, 121, 128, 131
Thermocyclops decipiens (Kiefer, 1929) 14, 25, 53, 56, 59, 63, 64, 67, 68, 69,
72, 77, 80, 82, 83, 84, 86, 88, 89, 91,
92, 93, 94, 96, 97, 98, 99, 101, 108,
109, 114, 119, 120, 127, 129
Thermocyclops inversus (Kiefer, 1936) 81
Thermocyclops minutus (Lowndes, 1934) 6, 7, 8, 9, 12, 15, 19, 21, 22, 27, 28,
29, 30, 31, 32, 33, 41, 44, 45, 47, 53,
54, 58, 59, 60, 63, 68, 71, 72, 74, 76,
78, 80, 81, 83, 86, 94, 95, 97, 99,
102, 104, 107, 114, 121, 123, 128,
130, 131
Trichodiaptomus coronatus (Sars, 1901) 48, 99
Tropocyclops prasinus (Fischer, 1860) 19, 27, 32, 33, 34, 45, 49, 64, 67, 77,
123
*Tropocyclops prasinus meridionalis Kiefer, 1927 6, 7, 8, 19, 27, 32, 36, 44, 45, 58
*Tropocyclops prasinus prasinus 33, 34, 49
** Espécie nova