Teor fenólico e atividade

antioxidante da Bolota

Licenciatura em Biotecnologia

Operações Unitárias em Biotecnologia

Ano Letivo 2017/2018

Docente: Inês Seabra

Discentes: Alexandra Santos 20150207

Ana Raquel Cruz 20150367

Raíssa Vieira 20150217

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ÍNDICE:

Introdução……………………………………………………………2

Objetivo………………………………………………..…………... 9

Materiais e Procedimento…………………………………………..... 9

Resultados e Discussão…..…………………..…………………….... 14

Conclusão………………………………………………….………...17

Bibliografia……………………………………………………......... 18

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INTRODUÇÃO

Plantas produtoras de bolotas

A bolota é um fruto ou metabolito secundário produzido por árvores da família fagaceae. Esta família pode

subdividir-se em varias espécies como quercus suber referente ao sobreiro (Figura 1), quercus rotundifolia que

diz respeito a azinheira (Figura 2) ou o quercus robur mais conhecido por carvalho (Figura 3).

FIGURA 1 – SOBREIRO F IGURA 2 – AZINHEIRA FIGURA 3 - CARVALHO

• Quercus suber

Espécie (Figura 4) que se pode encontrar espalhada

por todo o território nacional, tendo maior

abundância na zona sul (Figura 5). É uma árvore que

pode atingir até 25m de altura e viver em média 150

anos. Utilizada maioritariamente para produção de

cortiça. (UTAD Jardim Botânico,2017)

FIGURA 4 - CLASSIFICAÇÃO CIENTÍFICA

DA QUERCUS SUBER (UTAD JARDIM

BOTÃNICA,2017)

FIGURA 5 -

LOCALIZAÇÃO

GEOGRÁFICA DA

QUERCUS SUBER

(UTAD JARDIM

BOTÂNICO,2017)

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• Quercus rotundifólia

Esta espécie (Figura 6), mais conhecida como

azinheira, embora um pouco espalhada por todo o

território português, é mais abundante na zona do

Alentejo e Trás-os-Montes (Figura 7). (UTAD Jardim

Botânico,2017)

Esta árvore pode chegar até aos 1000 anos e o seu fruto é usado como alimento para porcos apesar de

também ser comestível para os humanos podendo assar-se e comer como as castanhas.

• Quercus robur

O carvalho-roble ou carvalho-alvarinho (Figura 8) é uma árvore que se pode encontrar mais abundantemente na zona norte (Figura 9). Esta espécie pode atingir os 45m de altura e ter uma longevidade de 1500 anos. É muito utilizado devido á madeira de alta qualidade, no entanto, relativamente ao fruto em estudo, as bolotas desta espécie são usadas como um substituto da amêndoa.

FIGURA 7 -

LOCALIZAÇÃO

GEOGRÁFICA DA

QUERCUS ROTUNDIFOLIA

(UTAD JARDIM

BOTÂNICO,2017)

FIGURA 6 - CLASSIFICAÇÃO

CIENTÍFICA DA QUERCUS

ROTUNDIFOLIA (UTAD JARDIM

BOTÂNICO,2017)

FIGURA 9 -

LOCALIZAÇÃO

GEOGRÁFICA DA

QUERCUS SUBER

(UTAD JARDIM

BOTÂNICO,2017)

FIGURA 8 - CLASSIFICAÇÃO CIENTIFICA

DA QUERCUS ROBUR (UTAD JARDIM

BOTÂNICO,2017)

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Fruto/Semente

O fruto que irá ser usado ao longo deste trabalho será a bolota, neste caso mais especifico, bolotas

provenientes de uma azinheira que se encontra localizada na Escola Superior Agrária de Coimbra.

De entre as três espécies acima mencionadas, a azinheira é a que produz as bolotas mais doces podendo

ser facilmente introduzida na nossa alimentação. Esta possui elevado poder antioxidante, sendo esta

uma das razões pela qual a escolhemos para elaborar o nosso trabalho.

A bolota ou glande é composta pelo pericarpo (casca) que é a capa externa lignificada que protege a

semente (parte mais interna) que, por sua vez, é constituída pela testa, uma espécie de membrana

aveludada e pelo embrião onde se acumulam as reservas energéticas (Figura 10) (PACHECO, 2015). O

tamanho das bolotas maduras depende, normalmente, do número de sementes e dos recursos disponíveis.

O consumo de bolotas, especialmente como farinha, remonta ao século XIV, embora, atualmente, o seu

principal destino seja a alimentação de suínos. Por tratar-se de um fruto seco, botanicamente descrito

como fruto de casca rija, tem níveis consideráveis de lípidos. Assim, o consumo de bolotas pode ocorrer

em forma de farinha ou em óleo. A composição química da bolota (Tabela 1) inclui hidratos de carbono,

lípidos, proteínas e aminoácidos resultantes do metabolismo primário do fruto e ainda substâncias de

reserva e metabolitos secundários (RAKIĆ et al., 2006).

FIGURA 10- COMPOSIÇÃO MORFOLÓGICA DOS FRUTOS DO GÉNERO

QUERCUS (PACHECO,2015)

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TABELA 1 - COMPOSIÇÃO QUÍMICA DA BOLOTA CRUA

Componente Unidade Quantidade por 100g

Água g 27,9

Proteína g 6,15

Gorduras totais g 23,86

Carboidratos g 40,75

Cálcio mg 41

Ferro mg 0,79

Magnésio mg 62

Fosforo mg 79

Potássio mg 539

Zinco mg 0,51

Tiamina mg 0,112

Riboflavina mg 0,118

Niacina mg 1,827

Vitamina B6 mg 0,528

Acido fólico total ug 87

Vitamina A ug 2

Gorduras saturadas g 3,102

Gorduras monoinsaturadas g 15,109

Gorduras polinsaturadas g 4,596

Colesterol mg 0

Recentemente, estudos realizados pela Escola Superior de Biotecnologia da Universidade Católica do

Porto vieram comprovar o "elevado valor nutricional da bolota fresca e da respetiva farinha que, além de

ser rica em fibra e proteína, perfil de lípidos semelhante ao azeite e ausência de glúten, demonstra ter um

alto teor de compostos antioxidantes". Como tal foi elaborado um café à base deste fruto que, mais uma

vez, demonstrou as suas propriedades antioxidantes como ainda a ausência de toxicidade. Paralelamente a

estes estudos foi ainda desenvolvida uma bebida à base de bolota que veio mostrar pela primeira vez "a

capacidade de promover o crescimento das bactérias benéficas presentes na flora intestina dos seres

humanos" (PINTADO, 2017)

Neste momento, devido a todos os benefícios que este alimento pode trazer a saúde humana, estão a ser

estudados métodos de conservação da bolota.

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Compostos Fenólicos

Existem vários estudos sobre a atividade antioxidante da bolota, associada a propriedades anti mutagénica,

anti carcinogénica e antienvelhecimento. Alguns desses estudos foram realizados com diferentes extratos

de bolotas e demostraram uma correlação positiva entre os compostos fenólicos e a atividade antioxidante.

Os compostos fenólicos são uma das cinco categorias de fitoquímicos encontrados em alimentos que

podem ativar ou limitar a expressão de genes de vias que influenciam o risco de doença e produzem

enzimas antioxidantes naturais. Estes componentes são responsáveis pelas funções fisiológicas, biológicas

e bioquímicas, principalmente devido à sua forte atividade antioxidante, mas também como estabilizadores

das membranas celulares. Além disso, estes compostos são importantes na dieta humana para manter um

nível adequado de antioxidantes e para equilibrar a produção e subsequente neutralização das espécies

reativas de oxigénio, de azoto e de enxofre. No entanto, está provado que o teor de compostos fenólicos

do género Quercus depende da espécie, da fase de maturidade, da variação sazonal e da origem geográfica

(RAKIĆ et al., 2006).

• O que são compostos fenólicos?

Os fenóis são substâncias químicas que podem ser de origem natural ou sintética,

compostas, como podemos observar na figura 10, por um ou mais grupos hidroxilo

(OH) ligados a um anel aromático. A sua classificação varia conforme o número de

anéis aromáticos e dos elementos estruturais que ligam estes anéis uns aos outros.

Entre todos os compostos fenólicos, os que são encontrados em maior teor em grande parte das diferentes

espécies de bolotas são o ácido gálico e seus derivados e o ácido elágico (pertencente á classe dos taninos).

Em menor teor também se encontra outros taninos e flavonóides (RAKIĆ et al., 2006).

• Flavonóides

Constituem o maior grupo de compostos fenólicos que advêm de alimentos de origem vegetal. A sua

estrutura química (Figura 12) consiste em 2 anéis aromáticos ligados por 3 carbonos que formam um anel

heterocíclico, possuem 15 átomos de carbono e são compostos de baixo peso molecular.

FIGURA 11- ESTRUTURA

GERAL DOS FENÓIS

(SARAIVA,2006)

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Têm uma grande capacidade antioxidante e contribuem positivamente para a dieta humana e animal e

também na prevenção de doenças cardiovasculares, neurológicas e cancerígenas (DEGÁSPARI, 2004).

• Taninos

Compostos fenólicos distribuídos por inúmeras espécies de origem vegetal que contém um elevado

número de grupos carboxilo e de grupos hidroxilo, de tal maneira, que estabelecem ligações muito fortes

com proteínas e outras macromoléculas. A nível da sua estrutura podem ser divididos em:

1. Taninos hidrolisáveis – ésteres de ácido gálico (Figura 13)

2. Taninos condensados – polímeros formados pela condensação de 1 ou mais unidades de flavan-3-ol

(Figura 14)

F IGURA 14- ESTRUTURA GERAL DOS TANINOS CONDENSADOS

FIGURA 12- ESTRUTURA GERAL DOS FLAVONÓIDES

FIGURA 13- EXEMPLOS DE ESTRUTURAS DE TANINOS HIDROLISÁVEIS

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Os taninos, para além da sua atividade antioxidante, são também depuradores de colesterol, atuando na

parede arterial, reforçando a resistência das veias. Diversos estudos relacionam o consumo de taninos à

diminuição do risco de doenças cardiovascular e ao retardamento do envelhecimento celular (PACHECO,

2015).

Extração Sólido-Líquido

A extração sólido-líquido, também designada por lixiviação, é um processo de separação que envolve a

transferência de solutos de uma matriz sólida para um solvente. É uma operação de transferência de massa

que ocorre num sistema multicompetente e multifásico.

As fases mais importantes que ocorrem durante este tipo de extração são: (SEABRA,2017)

1. Entrada do solvente na matriz sólida;

2. Solubilização dos compostos;

3. Transporte do soluto do interior para o exterior da matriz sólida;

4. Transporte dos compostos de superfície externa da partícula para o solvente;

5. Separação do extrato do solvente de extração.

A selecção do solvente e alguns aspectos estruturais do tecido vegetal são parâmetros que influenciam o

rendimento de uma extracção. Devem então, serem seguidos, alguns principios na selecção do solvente

de extracção :

3. A solubilidade do composto específico, ou mistura de compostos, no solvente

4. A facilidade na remoção do solvente após a extracção

5. A tensão interfacial e viscosidade

6. Não ser tóxico, inflamável, reactivo

7. Ser estável, economicamente viável e “amigo” do ambiente

Além disto, a distribuição incial das substâncias a estrair no interior do tecido vegetal influencia a

velocidade da extracção. Compostos presentes no exterior das células, faz com que as membranas não

constituem resistência à transferência de massa, sendo mais rápida a extracção (SEABRA, 2017). Também

a temperatura (que influencia a solubilidade, viscosidade e volatilidade do solvente), a agitação, (que

influencia o coeficiente de transferência de massa e taxa de extração sólido-líquido) podem afectar o

rendimento de uma extracção (RODRIGUES,2016).

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OBJETIVO

Os objetivos da atividade experimental proposta foram a elaboração de uma extração sólido-líquido com

vista à extracção de compostos fenólicos das bolotas, o estudo do efeito do solvente (mistura de H2O e

etanol), do tempo de extração e da razão sólido:solvente (1:20 no nosso caso) no teor de fenólicos e na

atividade antioxidante dos extratos obtidos.

MATERIAIS E MÉTODOS

Protocolo nº1- Humidade de matrizes vegetais (Método gravimétrico)

Materiais:

• Matéria – prima (bolota) triturada

• Placas de Petri sem tampa

• Espátulas

• Excicador

• Estufa

• Balança analítica

• Caneta de acetato

Procedimento:

1. Triturou-se a matéria prima (bolota) recorrendo a uma trituradora;

2. As placas de Petri utilizadas foram previamente colocadas numa estufa a 103ºC, durante meia hora

no mínimo e posteriormente colocadas num Excicador até que atingissem a temperatura ambiente;

3. Identificou-se as placas de Petri com uma caneta de acetato, pesou-se numa balança analítica e

registou-se a sua massa;

4. Colocou-se aproximadamente 1 g de matéria-prima em cada placa de Petri e anotou-se a sua massa

(massa amostra húmida);

5. Colocou-se as placas com a matéria-prima numa estufa a 103ºC;

6. Após algum tempo, retirou-se as placas e colocou-se no Excicador para arrefecerem até à

temperatura ambiente e quando estas atingiram esta temperatura pesou-se.

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Protocolo nº2- Extração sólido-líquido

Materiais:

• Matéria-prima - bolota

• Manta de aquecimento

• Cronómetro

• Copos de Vidro

• Espátula

• Proveta para medição do solvente

• Eppendorfs e suporte para eppendorfs

• Tubos

• Caneta de acetato

• Balança semi-analítica

Solventes:

• Água destilada

• EtOH a 25%

• EtOH a 50%

• EtOH a 75%

• EtOH a 100%

Procedimento:

Parte 1 – Extração:

1. Efetuou-se o planeamento de extrações para o nosso grupo com a ajuda da professora (Tabela 2);

TABELA 2- PLANEAMENTO DAS CONDIÇÕES DAS EXTRAÇÕES PARA A BOLOTA

2. Realizou-se então no total 6 extrações, todas em copos de vidro colocados em banho maria.

Colocou-se 1g de matéria-prima com as diferentes razões de solvente apresentadas na tabela

acima em cada copo e transferiu-se as soluções por decantação para 6 tubos diferentes

previamente marcados.

Extração

Solvente

Tempo(min)

T(ºC)

Razão sólido:

solvente

Massa da matéria

prima(g)

1 H2O 30 60 1:20 1

2 EtOH 25% 30 60 1:20 1

3 EtOH 50% 30 60 1:20 1

4 EtOH 75% 30 60 1:20 1

5 EtOH 100% 30 60 1:20 1

6 EtOH 50% 15 60 1:20 1

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Parte 2 - Determinação do rendimento da extração:

1. Mediu-se o volume de extrato colocando um tubo igual ao lado do tubo com o extrato e

enchendo-o com água até ao mesmo nível. Posteriormente colocou-se essa água numa proveta e

efetuou-se a medição da água, que corresponde ao volume de extrato;

2. Para cada extrato marcou-se 3 eppendorfs limpos e secos (como exemplo e para o extrato 1: 1-

1, 1-2 e 1-3, onde o primeiro número refere-se ao extrato e o segundo à amostra, ou seja, 3

amostras para cada extrato). No total obteve-se 18 eppendorfs;

3. Pesou-se os eppendorfs numa balança semi-analítica com 4 casas decimais e apontámos o seu valor

numa tabela com indicação das condições de extração;

4. Colocou-se os eppendorfs num suporte adequado e enchemos os eppendorfs 1-1, 1-2 e 1-3 com

1 ml de extrato 1, os eppendorfs 2-1, 2-2 e 2-3 com 1 mL de extrato 2 e assim sucessivamente;

5. Colocou-se o suporte com os eppendorfs abertos numa estufa a 40ºC durante 1 semana até

evaporação completa do solvente;

6. Pesou-se os eppendorfs com as substâncias extraídas (extrato sem solvente) na mesma balança e

apontou-se os valores na tabela previamente construída.

Protocolo nº3- Determinação do teor de compostos fenólicos nos extratos

Materiais:

• Espátula

• Copo de precipitação

• Tubos de ensaio

• Suporte para tubos de ensaio

• Pipetas automáticas (100 µL; 1 mL; 5 mL)

• Espectrofotómetro e cuvetes de plástico

• Vortex

• Cronómetro

• Solução de extracto

Solventes e Padrão:

• Água destilada

• Reagente de Folin-Ciocalteu

• Na2CO3

• Etanol

• Padrão de composto fenólico (ácido gálico)

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Procedimento:

Parte 1- Preparação das soluções:

1. Preparou-se a solução de Carbonato de sódio a 17%. Para isso pesou-se 17g de Na2CO3 e

dissolveu-se em 100mL de água, mantendo-se em agitação até diluição completa do carbonato;

2. Preparou-se a solução padrão de ácido gálico. Para isso pesou-se 3,2 mg de ácido gálico e diluiu-

se em 2 mL de etanol. Esta solução é denominada de solução-mãe de ácido gálico.

Parte 2- Preparação dos extratos para análise:

1. Diluiu-se os extratos em água/ etanol, consoante o solvente de extração. Usou se o Vortex para

garantir a solubilização completa do extrato;

2. Adicionou-se etanol/água para obter o extrato diluído em etanol 50%;

3. Para cada extrato obtido usou-se apenas um dos eppendorfs que secou a 40ºC.

Parte 3- Análise da solução padrão – construção da curva de calibração:

1. Colocou-se 11 tubos de ensaio limpos e secos num suporte, sendo que 1 serviu de “branco”;

2. Colocou-se nos tubos de ensaio 0, 4, 8, 12, 16 e 20 µL alíquotas de solução-mãe e adicionou-se

etanol para perfazer um volume de 20 µL. O primeiro tubo de ensaio serviu de “branco” para

fazer as leituras de absorvância no espectrofotómetro;

3. Adicionou-se de seguida 1580 µL de água destilada com a ajuda de uma micropipeta de 5000 µL

a todos os tubos de ensaio;

4. Iniciou-se a contagem do tempo com um cronómetro ao mesmo tempo que se adicionou 100 µL

de Folin com a ajuda de uma micropipeta de 200 µL ao primeiro tubo. Agitou-se bem. De 30 em

30 segundos, adicionou-se o reagente de Folin aos outros tubos por ordem;

5. Adicionou-se 300 µL da solução de Carbonato de Sódio por ordem, a todos os tubos com um

intervalo de 30 segundos. Adicionou-se o carbonato no 1º tubo quando se adicionou o reagente

de Folin no 2ºtubo;

6. Agitou-se as soluções;

7. Colocou-se os tubos de ensaio num banho a 40ºC, durante 30 minutos;

8. Ao fim de 30 minutos mediu-se a absorvância de cada amostra no espectrofotómetro a 765 nm.

Fez-se a leitura de 30 em 30 segundos, para que a reação ocorresse exatamente durante 30

minutos em cada tubo.

Parte 4- Análise das amostras de extrato:

1. Num suporte de tubos de ensaio colocou-se 1 + nº de extratos × 3 tubos limpos e secos;

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2. No primeiro tubo de ensaio colocou-se 20 µL de água. Este tubo de ensaio serviu como “branco”

para as leituras de absorvância no espectrofotómetro;

3. Nos restantes tubos de ensaio, colocou-se 20 µL das amostras a analisar com a ajuda de uma

micropipeta. Analisou-se 3 amostras de cada extrato;

4. Repetiu-se os passos 3 – 8 explicados atrás para a construção da curva de calibração.

Protocolo nº4- Determinação da atividade antioxidante usando o radical

DPPH

Materiais:

• Espátula

• Balança analítica

• Tubos de ensaio

• Suporte para tubos de ensaio

• Pipetas automáticas (100 µL; 1 mL; 5 mL)

• Espectrofotómetro e cuvetes de plástico

• Vortex

• Cronómetro

Solventes e Reagente:

• Radical DPPH (1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl)

• Etanol

• Água destilada

Procedimento:

Parte 2- Preparação dos reagentes:

1. Preparou-se a solução de DPPH em etanol com uma concentração de 0.3 mM (milimolar). Foi necessário 1 ml por amostra.

TABELA 2- CONCENTRAÇÕES DE DPPH E ETANOL PARA AS SOLUÇÕES

DPPH (mg) 3,0 5,9 8,9 11,8 14,8 17,7 20,7 23,7 26,6 29,6

Etanol (mL) 25 50 75 100 125 150 175 200 225 250

2. Diluiu-se os extratos em etanol: água (75:25, v/v).

Parte 2- Reação:

1. Colocou-se os tubos de ensaio no suporte (3 para o controlo, 3 por cada extrato e 3 “brancos”)

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2. Em 3 tubos de ensaio colocou-se 2,5 ml de solvente que se usou para dissolver os extratos (etanol:

água 75:25) sendo este o controlo (em triplicado). Noutros 3 tubos de ensaio colocou-se 2,5mL

de solução de extrato sendo este a amostra (em triplicado).

3. Ligou-se o cronómetro e no instante de tempo zero adicionou-se 1mL da solução de DPPH ao 1º

tubo de controlo. Agitou-se no Vortex durante uns breves segundos e colocou-se num suporte ao

abrigo da luz, à temperatura ambiente;

4. Repetiu-se este procedimento para os outros dois tubos de controlo e para os 3 tubos com extrato

que serviram de amostra, com intervalo de 30 segundos entre eles. Não se desligou o cronómetro

durante todo o ensaio

5. Fez-se autozero do equipamento com etanol: água (75:25) a 517 nm

6. Após 30 minutos leu-se a absorvância do 1º controlo. Repetiu-se o procedimento para os restantes

de 30 em 30 segundos.

7. Colocou-se 2,5 ml de cada solução de extrato e 1mL de etanol. Agitou-se e mediu-se a

absorvância, sendo este o branco de cada extrato.

RESULTADOS E DISCUSSÃO:

Os resultados abaixo demonstrados foram obtidos a partir de fórmulas “impostas” no Excel anexado a este relatório, sendo elas:

Protocolo 1:

100(g) húmida amostra

(g) seca amostra Massa - (g) húmida amostra Massa % ,

MassaHumidade

100Média

Padrão Desvio (%) CV variação,de eCoeficient

Resultados

satisfatórios se

CV < 10 %.

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Protocolo 2:

Protocolo 4:

FIGURA 45 – GRÁFICO QUE TRADUZ O EFEITO DO TEMPO

O gráfico 1 traduz o efeito do tempo nas extrações.

Neste estudo, utilizaram-se as amostras 1 e 6 pois, apesar das concentrações de etanol serem iguais em

ambas (50:50) e a razão de solido solvente também ser a mesma (1:20), e as condições a que foram sujeitas

serem as mesmas diferenciando apenas na quantidade de tempo em que estas se encontraram em banho

maria, que no caso da amostra 1 foi de 30 minutos e a amostra 6 de metade do tempo, 15 minutos.

Onde,

100(g) seca base em MP Massa

(g) extracto Massa % extracção, de Rendimento

100

(%) Humidade-100 (g) húmida base em MP Massa (g) seca base em MP Massa

1001%

controlo

brancoamostra

Abs

AbsAbsAA

5,50 6,60

58,00

21,25

87,62

96,67

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10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

100,00

Amostra 6 - 15 min Amostra 1 - 30 min

Per

cen

tage

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%)

Tempo (min)

Rendimento das extracções Teor de fenólicos nos extractos Atividade antioxidante dos extractos

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Avaliando os resultados, podemos afirmar que o rendimento de extração é semelhante em ambas as

amostras, ou seja, 5,5% na amostra 6 e 6,6% na amostra 1. Podemos retirar ainda do gráfico que o teor

de compostos fenólicos dos extratos é superior quando a amostra é submetida a menos tempo no banho

maria. No entanto a atividade antioxidante do mesmo é ligeiramente superior quando a nossa amostra é

submetida a um maior tempo de banho maria.

Tendo em conta que o principal objetivo é a extração de compostos fenólicos, apesar de a percentagem

em ambas as amostras serem muito próximas, podemos concluir que o tempo ideal de extração seria de

30 minutos e não de 15, obtendo assim um rendimento ligeiramente superior.

FIGURA 16 -GRÁFICO QUE TRADUZ O EFEITO DA COMPOSIÇÃO DO SOLVENTE

Em relação ao efeito da composição de solvente, usámos para

comparação as extrações 1, 2, 3, 4 e 5, sendo que podemos ver

as variações das concentrações de etanol na tabela 3.

Analisando o gráfico da figura 2, podemos verificar que a

extração com maior rendimento é a da amostra 3 (100% água),

com um rendimento de aproximadamente 21% e um desvio-

padrão de 0,6, com menor rendimento de extração temos a

amostra 1 onde foi usada uma concentração de 50:50 e onde o

rendimento obtido foi apenas de 6,6%.

Quanto ao teor de fenólicos, a extração mais eficaz foi a 1 (EtOH: H20 50:50) com uma média de teor de

fenólicos nos extratos de 21,25%, apesar de ter um desvio padrão bastante elevado, de 7,13.

Podemos ainda avaliar no gráfico a percentagem de atividade antioxidante, que apesar de serem todas

bastante elevadas, destaca-se a atividade da amostra 1 de quase 97%.

Amostras EtOH:H20

1 50:50

2 25:75

3 0:100

4 75:25

5 100:0

6,60

17,2020,90

14,0011,60

21,25

14,8612,06

18,0115,26

96,67

78,62

72,33

79,61

88,55

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

100,00

EtoH:H2O(50:50) EtoH:H2O(25:75) EtoH:H2O(0:100) EtOH:H20(75:25) EtOH(100)

Per

cen

tage

m(%

)

Concentração de etanol

Rendimento das extracções Teor de Fenólicos nos extractos Actividade antioxidante

TABELA 3- CONCENTRAÇÃO DE ETANOL NAS

DIFERENTES AMOSTRAS

17

Te

or

fen

ólico

e a

tivid

ad

e a

nti

oxi

da

nte

da

Bo

lota

|

12

/0

1/2

01

8

Assim sendo e apesar de esta ter tido um menor rendimento, a composição de solvente ideal para extração

de fenóis da bolota seria de 50% água e 50% etanol. Além de mais, a extração 1 é a que apresenta maior

atividade antioxidante.

Quanto ao efeito da razão sólido/solvente não foi estudado no nosso trabalho tendo em conta que a

diluição foi sempre a mesma, 1:20.

CONCLUSÃO:

Com a elaboração destas atividades laboratoriais foi possível perceber que a bolota apresenta elevadas taxas

de compostos fenólicos, tornando-se assim um alimento benéfico para a saúde humana na medida em que

inibe a oxidação de moléculas de outros alimentos, principalmente lípidos, tornando-os mais estáveis.

Foi ainda possível perceber que, através do mesmo método de extração, é possível obter mais ou menos

rendimento dependendo das quantidades de etanol e agua utilizadas.

18

Te

or

fen

ólico

e a

tivid

ad

e a

nti

oxi

da

nte

da

Bo

lota

|

12

/0

1/2

01

8

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