TCC Carina
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MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO
SECRETARIA DA EDUCAÇÃO MÉDIA E TECNOLÓGICA
INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO CIÊNCIA E TECNOLOGIA DO RIO
GRANDE DO SUL – CAMPUS BENTO GONÇALVES
CURSO SUPERIOR DE TECNOLOGIA EM VITICULTURA E ENOLOGIA
A EVOLUÇÃO DOS POLIFENÓIS DO VINHO TINTO MERLOT
DURANTE A MATURAÇÃO EM BARRICAS DE CARVALHO
FRANCÊS
CARINA ARIOTTI MILANI
BENTO GONÇALVES – RS
2011
MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO
SECRETARIA DA EDUCAÇÃO MÉDIA E TECNOLÓGICA
INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO CIÊNCIA E TECNOLOGIA DO RIO
GRANDE DO SUL – CAMPUS BENTO GONÇALVES
CURSO SUPERIOR DE TECNOLOGIA EM VITICULTURA E ENOLOGIA
A EVOLUÇÃO DOS POLIFENÓIS DO VINHO TINTO MERLOT
DURANTE A MATURAÇÃO EM BARRICAS DE CARVALHO
FRANCÊS
Trabalho de conclusão do Curso superior de
Tecnologia em Viticultura e Enologia,
apresentado como requisito parcial para a
obtenção do título de Enólogo.
Autora: Carina Ariotti Milani
Orientador: Prof. Dr. Julio Meneguzzo
Co-orientador: Prof. Msc. Luis Henrique Gularte Ferreira
Supervisor: Enólogo Gilberto Simonaggio (Vinícola Miolo)
BENTO GONÇALVES – RS
2011
AGRADECIMENTOS
Fica um agradecimento especial e justo:
A Deus pela sua fidelidade na proteção, orientação e condução da minha vida.
Ao meu marido Fábio Milani, pela paciência, compreensão das horas em que estive
ausente dedicando-me aos estudos, e pelo amor dedicado em todos os momentos,
principalmente nos mais difíceis.
Aos meus pais, Darci e Ires, um dos meus alicerces fundamentais na formação moral e
ética, agradeço pelo amor incondicional, e pelo apoio dedicado em todos os momentos.
As minhas irmãs e grande amigas, Cristina e Carla pela força, pela amizade e por
estarem sempre presentes.
As amigas, Michele Zortéa, Marcela Mariani Pires de Campos, Isabelle de Azevedo
Castro e Morgana Soldi que foram verdadeiras irmãs, e a todos os demais amigos, juntamente
com a turma de Eno 2008, que contribuíram na minha formação.
Aos meus mestres, pelos seus sábios ensinamentos que proporcionaram e
proporcionam crescimento e especialização profissional.
Ao meu orientador, Professor Julio Meneguzzo, juntamente com o co-orientador,
Professor Luis Henrique Gularte Ferreira, pela paciência, dedicação e disponibilidade na
orientação deste trabalho.
A todos da Vinícola Miolo Ltda.; que me deram a primeira oportunidade do contato
mais próximo com a enologia, em especial ao Enólogo Gilberto Simonaggio, pela paciência,
disponibilidade e conhecimentos transmitidos na orientação e acompanhamento durante o
desenvolvimento deste trabalho e ao supervisor Loiri de Villa por autorizar que este estudo
fosse realizado nas instalações da empresa.
A todas as pessoas que de uma forma ou de outra contribuem para o meu
desenvolvimento, minha eterna gratidão.
"O vinho molha e tempera os espíritos e acalma as preocupações da mente... ele reaviva nossas alegrias e é o óleo para a chama da vida que se apaga. Se você bebe moderadamente em pequenos goles de cada vez, o vinho gotejará em seus pulmões como o mais doce orvalho da manhã... Assim, então, o vinho não viola a razão, mas sim nos convida gentilmente a uma agradável alegria."
Sócrates
RESUMO
Este trabalho apresenta a avaliação da evolução dos polifenóis do vinho tinto Merlot safra
2010 durante o tempo de envelhecimento em carvalho Francês. Neste estudo, o vinho foi
analisado bimestralmente, sendo avaliadas, as densidades ópticas (DO) a 420 nm, 520 nm e
620 nm, a intensidade corante, a tonalidade, as antocianinas, os taninos e o IPT (índice de
polifenóis totais). Durante o tempo de maturação em carvalho pode-se observar que as
densidades ópticas (DO) a 420 nm, 520 nm e 620 nm, obtiveram uma diminuição, o que,
reflete na diminuição da intensidade corante, que embora ocorra perda de cor, é de certo modo
importante para a estabilização desta. Durante a maturação do vinho, nos primeiros meses em
barricas, devido à precipitação de colóides e matéria corante houve uma diminuição na
quantidade de antocianinas, taninos e no IPT. Com o passar dos meses os taninos começam a
aumentar lentamente no vinho, devido às reações de condensação e polimerização, o que
ocorre também com a relação taninos/antocianinas, bem como com o IPT. O uso da madeira
de carvalho é importante porque através das polimerizações e outras reações químicas, torna-
se possível prolongar a vida do vinho.
Palavras-chave: polifenóis, maturação, carvalho Francês, Merlot.
ABSTRACT
This assignment presents the Merlot red wine of the harvest 2010 phenols evolution during
the aging time in French oak. In this study the wine was analyzed each two months, being
analyzed the 420 nm, 520 nm and 620 nm optical densities (OD), the coloring intensity, the
shade, the anthocyanins, the tannins and the total phenols rate. During the time of maturation
in oak it could be observed that the 420 nm, 520 nm and 620 nm optical densities got a
decrease which reflects on the coloring intensity decrese, which although occuring a loss of
color, is in certain way important for the estabilization of this one. During the wine
maturation, in first months in barrels, due to a colloidal and coloring materials precipitation,
occured a decrease on the amount of anthocyanins, tannins and total phenols rate. With the
passing of the months the tannins started to increase slowly on the wine, due to the
condensation and polymerization reactions, which also occurs related to the
tannins/anthocyanins, as well as with the total phenols rate. The use of the oak wood is
important because, through the polymerization and other chemical reactions, it becames
possible to prolong the wine life.
Key-words: phenols, maturation, French oak, Merlot.
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Decomposição dos graus de liberdade do experimento..........................................48
Tabela 2 - Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 420nm...............................49
Tabela 3 - Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 520nm...............................49
Tabela 4 - Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 620nm...............................49
Tabela 5 - Quadro da análise da variância da Intensidade de cor (420nm + 520nm +
620nm)..................................................................................................................................... 51
Tabela 6 - Quadro da análise da variância da Tonalidade de cor (420nm / 520nm).................52
Tabela 7 - Quadro da análise da variância das Antocianinas....................................................53
Tabela 8 - Quadro da análise da variância dos Taninos............................................................54
Tabela 9 - Quadro da análise da variância da Relação Tanino/Antocianina.............................55
Tabela 10 - Quadro da análise da variância do Índice de Polifenóis Totais (IPT)....................56
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Fenol comum – Hidroxibenzeno.............................................................................17
Figura 2 – Ácidos fenólicos da uva e do vinho.........................................................................19
Figura 3 – Flavonoíde...............................................................................................................20
Figura 4 – Fórmula estrutural da antocianina 3-monoglucosídeos...........................................21
Figura 5 – Fórmula estrutural da antocianina 3,5-diglucosídeos..............................................21
Figura 6 – Estrutura das antocianidinas da uva e do vinho.......................................................22
Figura 7 – Unidades estruturais de base (flavan-3-ol), precursores das proantocianidinas .....25
Figura 8 – Estrutura das proantocianidinas condensadas..........................................................25
Figura 9 – Estrutura dos ácidos gálico e elágico.......................................................................26
Figura 10 – Estrutura dos elagitaninos......................................................................................27
Figura 11 – Estrutura dos produtos de adição de tipo A-T.......................................................28
Figura 12 – Estrutura dos produtos de adição de tipo T-A.......................................................29
Figura 13 – Estrutura de produtos de adição por ponte via de etanal.......................................29
Figura 14 – Evolução dos compostos fenólicos durante a conservação do vinho tinto............35
Figura 15 – Densidades Ópticas nas faixas 420nm (a), 520nm (b) e 620nm (c)......................50
Figura 16 – Resultado da intensidade corante durante a maturação.........................................51
Figura 17 – Evolução da tonalidade de cor do vinho durante a maturação..............................52
Figura 18 – Resultado das antocianinas do vinho durante a maturação...................................53
Figura 19 – Evolução dos taninos do vinho durante a maturação............................................54
Figura 20 – Evolução da relação tanino/antocianina do vinho durante a maturação................55
Figura 21 – Resultado do índice de polifenóis totais do vinho durante a maturação...............56
SUMÁRIO
RESUMO ..................................................................................................................
ABSTRACT ..............................................................................................................
LISTA DE TABELAS ................................................................................................
LISTA DE FIGURAS .................................................................................................
INTRODUÇÃO .........................................................................................................
1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ...........................................................................................14
1.1 Maturação fenólica..........................................................................................................14
1.2 Maceração.......................................................................................................................15
1.2.1 Princípios da maceração...........................................................................................15
1.3 Síntese e evolução dos compostos fenólicos nas uvas....................................................16
1.4 Compostos fenólicos.......................................................................................................17
1.4.1 Ácidos fenólicos (não-flavonóides).........................................................................18
1.4.2 Flavonóides..............................................................................................................19
1.4.3 Antocianinas.............................................................................................................20
1.4.4 Taninos.....................................................................................................................24
1.4.4.1 Taninos condensados.........................................................................................24
1.4.4.2 Taninos hidrolisáveis.........................................................................................26
1.4.5 Reações de condensação das antocianinas e dos taninos.........................................27
1.4.6 Polimerização fenólica no vinho..............................................................................30
1.5 Cor...................................................................................................................................31
1.5.1 Evolução da cor para um matiz amarelo-alaranjado................................................32
1.6 Madeira de carvalho........................................................................................................32
1.6.1 Espécies de carvalho................................................................................................33
1.6.2 Compostos extraídos da madeira pelo vinho...........................................................34
1.7 Envelhecimento dos vinhos............................................................................................34
2 MATERIAIS E MÉTODOS ...............................................................................................36
2.1 Local de realização do estágio........................................................................................36
2.2 Elaboração do vinho Merlot............................................................................................36
2.3 Obtenção das amostras....................................................................................................37
2.4 Metodologias analíticas conforme o Laboratório da Vinícola Miolo.............................38
2.4.1 Determinação da cor................................................................................................38
2.4.2 Determinação das antocianinas................................................................................39
2.4.3 Determinação dos taninos........................................................................................41
2.4.4 Determinação do índice de polifenóis totais (IPT)..................................................42
2.4.5 Determinação da turbidez........................................................................................44
2.4.6 Determinação do anidrido sulfuroso livre................................................................45
2.4.7 Determinação do anidrido sulfuroso total................................................................47
2.5 Técnica para análise dos dados.......................................................................................48
3 RESULTADOS E DISCUSSÕES.......................................................................................49
3.1 Densidades Ópticas a 420nm, 520nm e 620nm..............................................................49
3.2 Intensidade de cor...........................................................................................................51
3.3 Tonalidade de cor............................................................................................................51
3.4 Antocianinas....................................................................................................................52
3.5 Taninos............................................................................................................................53
3.6 Relação Taninos/Antocianinas........................................................................................54
3.7 Índice de Polifenóis Totais (IPT)....................................................................................55
4 CONCLUSÃO......................................................................................................................57
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..................................................................................58
BIBLIOGRAFIA CONSULTADA ........................................................................................61
APÊNDICES............................................................................................................................63
INTRODUÇÃO
Para muitos, o vinho tinto é o produto mais nobre obtido da videira, permitindo à
agroindústria agregar mais valor ao produto final. Mas ele exige do enólogo maior
conhecimento e dedicação, é produto da ciência e da arte.
O vinho, em especial o tinto, assim como qualquer ser vivo, possui fases evolutivas: a
maceração e as fermentações corresponderiam ao nascimento; a fase de estabilizações ao
crescimento; a etapa de maturação e envelhecimento em garrafa equivaleria à fase adulta, na
qual o vinho atingiria o seu apogeu qualitativo; e, por fim, o declínio ou morte, com a perda
significativa de aroma e sabor, e uma progressiva degradação oxidativa (GIOVANNINI e
MANFRÓI, 2009).
Para a elaboração de um vinho tinto de qualidade é essencial que a uva alcance um
estádio adequado de maturação, a relação açúcar/acidez não é garantia total de que se realizou
a colheita no ápice ou próximo a este, do potencial máximo qualitativo. É importante também
avaliar a maturação dos compostos fenólicos e compostos aromáticos existentes na matéria
prima uva. Segundo Ribéreau-Gayon et al., (2003) faz-se necessária à análise da maturação
fenólica, que não é somente o conteúdo total desses compostos, mas também a sua estrutura e
capacidade de extração durante a vinificação.
Nunca é demais referir que o vinho é uma mistura hidroalcoólica complexa, formada
de inúmeros compostos orgânicos e elementos minerais (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009),
na composição química do vinho denota-se água, álcool (em especial álcool etílico), ácidos
orgânicos (ácido tartárico, málico e cítrico e outros ácidos gerados na fermentação), açúcares
(depende do estilo de vinho), minerais, proteínas, peptídeos, polissacarídeos, polifenóis e
vitaminas.
Os polifenóis ou compostos fenólicos encontram-se no vinho em teores que variam de
2 a 7 g L-1. E como expõe Guerra (apud Seminário Franco-Brasileiro de Viticultura, Enologia
e Gastronomia – ANAIS, 1998), são estes compostos que direta ou indiretamente influenciam
na longevidade, qualidade e complexidade dos vinhos.
Os principais compostos fenólicos presentes nos vinhos são as antocianinas e os
taninos. Os taninos condensados são originários da uva, enquanto os taninos hidrolisáveis são
adicionados através de insumos enológicos ou por barricas de carvalho (RIBÉREAU-
GAYON et al., 2003). As principais reações que ocorrem entre os compostos fenólicos
encontrados nos vinhos são oxidativas, podendo ser benéficas ou não à evolução e
longevidade destes.
Neste contexto, este trabalho tem por objetivo acompanhar a evolução destes
polifenóis durante o tempo de maturação do vinho em barricas de carvalho, com os recursos
disponíveis na empresa que o estágio foi realizado.
14
1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
1.1 Maturação Fenólica
Devido à evolução na Vitivinicultura, percebeu-se que somente os parâmetros de
análise da maturação como açúcar e acidez não eram suficientes para determinar a qualidade
da colheita (TOGORES, 2003). Faz-se necessário a análise da maturação fenólica, que não é
somente o conteúdo total desses compostos, mas também a sua estrutura e capacidade de
extração durante a vinificação (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
Foi a partir dos estudos de Glories e seus colaboradores, que se passou a dar uma
abordagem mais sistematizada ao domínio da evolução de polifenóis durante a maturação das
uvas, de modo a utilizar essa variável como parâmetro para definição do ponto de colheita.
Esse controle passou a ser decisivo na elaboração de vinhos tintos superiores, com um
diferencial de estrutura.
Tratando-se da evolução dos principais compostos fenólicos da uva, as antocianinas
começam a se acumular na baga alguns dias antes da mudança de cor, enquanto os taninos
acumulam-se regularmente na película da baga, o que determina o ponto de colheita. A
velocidade e intensidade de acumulação dependem em muito do clima, do solo e das práticas
culturais (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
Durante a maturação da uva o teor de compostos fenólicos se modifica: os polifenóis
simples, encontrados na semente, tendem a diminuir, proporcionando a formação de
estruturas polimerizadas, enquanto na película da baga, os polifenóis reagem de forma mais
contundente, formando, proporcionalmente, um número maior de compostos polimerizados.
A maturação fenólica consiste no aumento da concentração das antocianinas e dos
taninos. Os taninos da semente são sempre mais adstringentes que os taninos da película, ao
longo da maturação da uva, os teores da fração extratível dos taninos da semente diminuem,
pois se polimerizam e também são bioconvertidos em outras moléculas, dado que a
adstringência dos taninos da película diminui e a adstringência dos taninos das sementes
permanece praticamente invariável. No entanto, este equilíbrio proveniente da maturação da
uva proporciona vinhos menos adstringentes e livres de características herbáceas provenientes
dos taninos verdes. Sendo assim, o que diminui durante a maturação da uva não é
necessariamente a quantidade de taninos, mas sim sua extratibilidade. Pode-se constatar que
ao retardar a vindima, e, portanto aumentar o nível de maturação da uva, se produz um
15
incremento na sensação de volume de boca e na sensação de tanicidade, diminuindo a acidez,
a adstringência e o sabor amargo do vinho (ZAMORA, 2003).
1.2 Maceração
Além do efeito das condições edafoclimáticas, de cultivo e de colheita, uma das
operações enológicas, senão a mais importante, que afeta grandemente a extração e o perfil de
extração de diferentes compostos é a maceração (RYANE e REVILLA, 2003).
Os vinhos tintos são caracterizados por serem provenientes somente de uvas tintas e,
principalmente, por passarem por um período de maceração; sendo este processo o
responsável por todas as suas características específicas, visuais, olfativas e gustativas, o que
os diferencia dos vinhos brancos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
Segundo a resolução nº 126/2009 da Organização Internacional da Uva e do Vinho
(OIV) a maceração é um procedimento que consiste em deixar a parte sólida da uva (cascas,
sementes e eventualmente engaço) e líquida (mosto de uvas esmagadas) em contato por um
determinado tempo, que pode ser antes, durante e depois da fermentação alcoólica.
A maceração possibilita a dissolução dos compostos presentes na fração sólida da uva,
sendo os compostos fenólicos (taninos e antocianinas) os principais, como também
substâncias aromáticas, compostos nitrogenados, polissacarídeos e elementos minerais
(TOGORES, 2003).
Assim sendo, a maceração confere ao vinho tinto as quatro características principais
do ponto de vista sensorial: cor, aroma, sabor e volume de boca. Conforme o tipo de uva e as
características desejadas para o vinho a maceração pode ser mais ou menos intensa
(GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
1.2.1 Princípios da maceração
A composição fenólica do vinho não está somente relacionada com a maceração,
como também depende da matéria-prima, do sistema de vinificação adotado e dos fenômenos
químicos e bioquímicos sobre os polifenóis (FLANZY, 2003).
Os polifenóis, ou seja, as antocianinas e os taninos apresentam diferentes perfis de
extração (FLANZY, 2003). As antocianinas são facilmente extraídas, devido estar localizadas
nas células das camadas externas da película (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009) e, também
16
por serem solúveis em água. Sua extração ocorre a partir, principalmente, da fase de
maceração pré-fermentativa e começo da fermentação alcoólica. Os taninos são extraídos uma
parte no começo da maceração e a outra parte no decorrer da fermentação alcoólica com a
formação de etanol, uma vez que é solúvel neste (OREGLIA, 1978). Os taninos da película
são os primeiros a serem extraídos em seguida os da semente. Sua extração segue até a fase de
maceração pós-fermentativa (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
1.3 Síntese e evolução dos compostos fenólicos nas uvas
Para que a maceração aconteça e tenha um bom rendimento, é importante que os
compostos fenólicos estejam presentes em quantidade e qualidade satisfatórias, e que sejam
extraíveis (TOGORES, 2003). As condições climáticas, a composição do solo e sua
capacidade de drenagem têm uma grande importância sobre a concentração de compostos
fenólicos na baga da uva e consequentemente no vinho. Este é o conceito de terroir que
condiciona que em determinados lugares uma mesma variedade vinífera, proporciona
produtos mais ou menos concentrados (ZAMORA, 2003), além desses aspectos existem ainda
fatores genéticos da própria uva, condições de cultivo, tratos culturais e estádio de maturação
fenólica que podem influenciar na quantidade e extratibilidade destes compostos
(GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
Para melhor compreender os processos que influenciam sobre a acumulação de
compostos fenólicos da uva é necessário compreender a sua biossíntese (ZAMORA, 2003).
Através da transformação da fenilalanina em ácido cinâmico que posteriormente serão
sintetizados os compostos fenólicos. Isso se torna possível devido à ação de uma enzima
(fenilalanina amoniolase – PAL) que irá desaminar a fenilalanina. Sua origem é o ácido
fosfoenopirúvico (PEP) que provém da glicólise anaeróbica. Isso explica porque os
compostos fenólicos se formam mais facilmente quando os teores de açúcares são elevados
(CHAMPAGNOL, 1984).
No entanto, existe uma concorrência entre dois metabolismos pela fenilalanina. Um
primário, que a utiliza para a síntese protéica, e o outro secundário, que é o de acumulação de
compostos fenólicos. O que determinará qual metabolismo será seguido são as condições já
citadas acima.
Segundo Zamora (2003), um dos principais fatores que influencia sobre a síntese dos
compostos fenólicos é evidentemente a insolação, que influi de forma indireta sobre a síntese
destes. Por um lado é imprescindível para garantir a fotossíntese, necessária para abastecer de
17
energia a planta, e por outro lado atua diretamente sobre a enzima PAL, já que existe uma
relação direta entre o nível de atividade e a presença de radiação solar.
Outro fator relevante para acumulação de compostos fenólicos é o vigor da planta, que
tem relação com a fertilidade do solo, e a disponibilidade de água. Em terrenos mais férteis
com plantas mais vigorosas, e grande disponibilidade de água, o excesso de nitrogênio fará
com que a síntese de proteínas seja maior, ou seja, a fenilalanina será utilizada para o
metabolismo primário. Isso trará safras mais abundantes, porém com conteúdo de compostos
fenólicos insuficiente. Já o contrário trará menor quantidade de uva, menor desenvolvimento
vegetativo, certo estresse hídrico, e essa baixa de vigor se traduzem em menor síntese
protéica, no entanto, disponibilidade de fenilalanina para o metabolismo secundário
(ZAMORA, 2003; CHAMPAGNOL, 1984).
As variedades de uva, independentemente das condições de cultivo, têm características
próprias que condicionam seu potencial de acumulação de polifenóis (TOGORES, 2003). O
tipo de clone e porta-enxerto também influenciam, pois condicionam o vigor e a
produtividade da planta e podem adiantar ou atrasar a colheita (ZAMORA, 2003).
1.4 Compostos Fenólicos
Os compostos fenólicos desempenham diversas funções na uva e nos vinhos, tendo
grande importância, pois é fator determinante da cor e da qualidade dos vinhos (BLIONIS et
al., 2001). Os polifenóis são estruturas contendo a função fenol. Esta resulta de um radical
hidroxila –OH, ligado a um anel benzênico.
A figura 1 apresenta o Fenol comum – hidroxibenzeno.
Figura 1 – Fenol comum - hidroxibenzeno (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
São caracterizados por um núcleo benzênico que possui um ou mais grupos hidroxila,
e são classificados em não-flavonóides e flavonóides (FLANZY, 2003). Os flavonóides têm
sua estrutura caracterizada por dois fenóis ligados por um anel carbônico oxigenado chamado
pirano, e os não-flavonóides são moléculas estruturalmente mais simples que derivam dos
ácidos hidroxicinâmico e hidroxibenzóicos (JACKSON, 2000), mas que possuem ao menos
um grupo fenólico (JACKSON, 2009).
18
O conteúdo destes compostos esta presente principalmente nas partes sólidas da uva.
A película e a semente são as principais áreas de acumulação de compostos fenólicos. As
antocianinas e as flavonas estão localizadas nos vacúolos das células da película (no caso das
cultivares tintórias também se depositam nos vacúolos da polpa). Os taninos são mais
abundantes nas sementes do que na película (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
As antocianinas, também chamadas de antocianidinas, pigmentos de cor viva,
vermelha ou azul, que existem nas películas das cepas de uvas negras; (NAVARRE, 1997),
são responsáveis pela coloração dos vinhos tintos.
Afirma Parodi, (apud Vignevini Rivista Italiana de Viticoltura e di Enologia, 1999),
que a dissolução ocorre durante o processo de maceração, bem como o aporte ao vinho, de
substâncias polifenólicas responsáveis pela cor, estrutura, corpo, sabor e aroma bem como as
demais substâncias como: matérias nitrogenadas, polissacarídeos, pectinas, substâncias
minerais, pirazinas, terpenos etc, localizados em sua maioria nas películas.
Complementa Parodi (apud Vignevini Rivista Italiana de Viticoltura e di Enologia,
1999), a maceração é variável em função do contato do mosto com as partes sólidas e nesta
fase é definitiva a qualidade do futuro vinho.
As antocianinas e os flavonóis extraídos na maceração reagem entre si, desde o início
da vinificação até o envelhecimento do vinho. São as seguintes as principais reações químicas
envolvendo esses compostos: condensação indireta flavanol-antocianina, polimerização
indireta flavanol-flavanol, condensação direta flavanol-antocianina, oxidação não enzimática
dos flavanóis e degradação das antocianinas. Essas reações de oxidação formam um grande
número de compostos polifenólicos incolores ou coloridos, que estão em relação direta com a
evolução da cor e a qualidade organoléptica do vinho (FALCÃO, 2007).
A matéria fenólica da uva tinta tem um valor elevado para o amadurecimento dos
vinhos em barricas de carvalho e posterior envelhecimento, assim como a matéria fenólica
extraída da madeira.
Os compostos fenólicos são substâncias de vital importância, visto que contribuem nas
características organolépticas do vinho, favorecem a estabilização da coloração e protéica
deste, bem como o protege contra oxidações.
Dentre os compostos fenólicos (ou polifenóis) podem ser distinguidos dois grupos:
ácidos fenólicos (não-flavonóides) e flavanóides.
1.4.1 Ácidos Fenólicos (não-flavonóides)
19
Os ácidos fenólicos estão presentes na casca, na polpa, nas sementes e no engaço
(ZAMORA, 2003). Apresentam-se na uva sob a forma de ésteres principalmente, formando
uma função ácida de um fenol e a função álcool de um açúcar ou de um ácido orgânico.
Podem ser derivados do ácido benzóico (ácido gálico e vanílico) ou derivados do ácido
cinâmico (ácido p-cumárico e cafeico), (figura 2), portadores de uma cadeia lateral insaturada
(C6-C3) (CROUZET, 2000), sua concentração no vinho tinto é de 100 a 200 mg L-1
(RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
A figura 2 apresenta os ácidos fenólicos da uva e do vinho.
Ácido benzóico Ácido cinâmico
Figura 2 – Ácidos fenólicos da uva e do vinho (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
No envelhecimento de vinhos em barricas de carvalho, tem-se o acúmulo de ácido
vanílico, ácido gálico, e ácido elágico pela hidrólise do tanino de carvalho (HERNÁNDEZ,
2002). O ácido gálico e o ácido elágico (dímero do ácido gálico) formam parte dos taninos
hidrolisáveis: os taninos gálicos e os taninos elágicos. Ambos os tipos de taninos
hidrolisáveis, procedem majoritariamente da madeira e, portanto estão presentes em vinhos
criados em barricas (ZAMORA, 2003).
1.4.2 Flavonóides
São compostos com estrutura carbônica C6C3C6 que possuem anéis benzênicos,
alternados com fragmento alifático C3 oxigenado (FILIPPON, 2003).
As moléculas dos compostos fenólicos estão, normalmente, no estado combinado, seja
com um ácido orgânico ou com um açúcar (flavonóis e antocianóis, respectivamente).
Combina-se com elas mesmas na formação de polímeros (caso dos taninos) (CROUZET,
2000).
A figura 3 apresenta a estrutura de um flavonoíde.
20
Figura 3 – Flavonoíde (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
1.4.3 Antocianinas
As antocianinas (do grego anthos flor e kyanos azul) são responsáveis pela cor
vermelho azulada da película das uvas tintas e naturalmente pela cor dos vinhos tintos
(ZAMORA, 2003). Representam uma parte importante tanto a nível quantitativo como
qualitativo dos flavonóides da baga das uvas tintas (FLANZY, 2003). A estrutura básica das
antocianinas é C6C3C6 (HERNÁNDEZ, 2002).
São heterosídeos formados pela combinação de uma aglicona (antocianidínea) e de um
açúcar (geralmente glicose), fixada no C3 em Vitis vinifera. A antocianina mais abundante é a
3-monoglucosídeo da malvidínea. Na maioria das viníferas a antociana presente em maior
quantidade é a malvidina (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009). Pode-se considerar que a
malvidina monoglucosídeo é a base da cor das uvas tintas e dos vinhos tintos (RIBÉREAU-
GAYON et al., 2003).
Em outras espécies de Vitis e na maioria de seus descendentes, encontram-se
heterosídeos com moléculas de açúcar nas posições 3 e 5 (3-5 diglucosídeos).
Isso permite a distinção entre viníferas, que têm somente monoglucosídeos (figura 4),
e americanas e/ou híbridas, que também têm diglucosídeos (principalmente malvidina),
(figura 5) (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
A figura 4 apresenta a fórmula estrutural da antocianina 3-monoglucosídeos.
21
Figura 4 - Fórmula estrutural da antocianina 3-monoglucosídeos (TOGORES, 2003).
A figura 5 apresenta a fórmula estrutural da antocianina 3,5-diglucosídeos.
Figura 5 - Fórmula estrutural da antocianina 3,5-diglucosídeos (TOGORES, 2003).
Sob a forma heterosídica (antocianinas), essas moléculas são muito mais estáveis que
sob a forma aglicona (antocianidinas) (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
Existem cinco antocianidinas no vinho: Cianidina, Peonidina, Delfinidina, Petunidina,
Malvidina, esta última está em maior concentração no vinho e na uva (RIBÉREAU-GAYON
et al, 2003; OREGLIA, 1978).
A figura 6 apresenta a estrutura das antocianidinas da uva e do vinho.
22
Figura 6 – Estrutura das antocianidinas da uva e do vinho (RIBÉREAU-GAYON et
al., 2003).
As antocianidinas diferem pela natureza dos radicais R’3 e R’
5, conforme figura acima,
pela hidroxilação sobre o C3, pela glucosidificação, isto é, o número e a natureza dos açúcares
fixados e pela acilação, ou seja, a esterificação dos açúcares.
Assim, por ação das glucosidificações, das esterificações, das hidroxilificações e das
acilações a matéria corante existe sob numerosas formas. Identificam-se dezessete substâncias
nos vacúolos das células da epiderme das uvas. A sua mistura e as diferentes proporções
conduzem as uvas de coloração negra ou cinzenta, vermelha ou rosada (NAVARRE, 1997).
Na verdade, a cor do vinho é o resultado da cor do conjunto das cinco antocianas
presentes. A porcentagem aproximada das antocianas na uva madura é variada em função da
variedade, da safra e do local, porém apresenta-se de 5% a 10% de cianidina, 10% a 20% de
delfinidina, 15% a 25% de petunidina, 15% a 30% de peonidina e 50% a 80% de malvidina
(FALCÃO, 2007).
Conforme Ruiz Hernández (2002) cabe salientar que nas uvas aparecem 70 dias da
floração e depois de 50 dias acumulam em até 1200 ppm. Após a maturação as antocianas
podem degenerar via combustão respiratória, na supermaturação.
A coloração do vinho tinto tem direta relação às antocianinas, tendo uma amplitude do
laranja ao vermelho violácea que passa pelo vermelho rubi.
Declara Ricardo da Silva, (apud X Congresso de Viticultura e Enologia – ANAIS,
2003) na vinificação em especial no período da maceração, há alguns fatores que influenciam
a solubilidade dos compostos fenólicos em especial as antocianinas, como: a temperatura, o
teor de etanol, teor de Dióxido de Enxofre, o pH, a ação enzimática, tipo de remontagem
praticada e o tempo de maceração.
Ainda afirma Ruiz Hernández (2002), que o vinho pode perder de 200 ppm a 500
ppm, especificamente a intensidade pode cair 20%. Nas barricas de carvalho novas pode cair
23
em torno de 7%, já em barricas de carvalho usadas ou velhas cai até 18%.
Alguns fatores favorecem a evolução e instabilidade ocorrendo alguns fenômenos:
com o oxigênio ocorre a polimerização e por condensação gera macromoléculas coloidais,
sensíveis a lacase, sensíveis a luminosidade ao polimerizar-se com os taninos condensados,
com intervenção dos aldeídos.
Nos vinhos tintos encontram-se:
• Antocianinas livres, que tendem a depositar-se. Em cada ano o vinho perde
metade de seu teor;
• Antocianinas mais ou menos condensadas, que conferem cor vermelha aos
vinhos. Uma pequena proporção passa para a forma coloidal. Interessa a sua
eliminação, antes do engarrafamento, pela passagem pelo frio, ou então por
filtração;
• Antocianinas combinadas, que, com o tempo, se depositam no fundo das
garrafas dos vinhos velhos.
De um modo geral, a evolução das antocianinas nos vinhos feitos depende das
condições de fabricação e, sobretudo do valor de pH e da quantidade de etanol presente
durante o envelhecimento (NAVARRE, 1997).
A cor de um vinho tinto não depende da riqueza em antocianas, mas do processo de
polimerização fundamentalmente com os taninos (HERNÁNDEZ, 2002).
A cor das antocianinas depende muito das condições do meio, como o pH do vinho, e
também da estrutura molecular e o meio ambiente (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Um
dos principais fatores que a determinam é o equilíbrio das antocianas em função do pH mais
alto ou mais baixo. No pH do vinho há um equilíbrio entre as formas vermelha, azul e incolor
(ZAMORA, 2003).
A maioria dos pigmentos se associa, se condensam com os taninos do vinho para
formar outra classe de moléculas de cor mais estável, porém que encontram-se mascaradas
frente aos métodos de análise, são as antocianas combinadas de estruturas complexas,
responsáveis pela cor dos vinhos, porém não quantificadas mediante os métodos analíticos
clássicos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Estima-se que até o final da fermentação cerca
de 25% das antocianinas podem ter se polimerizado com os taninos, e em um ano esse nível
pode subir para 40% ou mais (JACKSON, 2000).
Afirma Ribéreau-Gayon et al., (2003) que as moléculas de antocianinas não são muito
estáveis, seu teor nos vinhos cai de maneira notável nos primeiros meses de crianza e
desaparece em alguns anos, mesmo o vinho permanecendo com a coloração vermelha. Essa
24
diminuição se deve, por um lado devido a reações de combinações com diversos compostos
do vinho, em particular com os taninos, por outro lado com reações de degradação.
1.4.4 Taninos
Na uva apenas existem taninos concentrados. São chamados taninos catéquicos e
pirocatéquicos. Resultam da co-polimerização do ácido catéquico e das matérias glicídicas
(NAVARRE, 1997). Estão presentes no fruto desde a mudança de cor. Na uva aparece tanto
na película como nas sementes, além de estar presente no engaço (GIOVANNINI, 2008).
Os taninos podem se classificar segundo a sua procedência em dois grandes grupos:
taninos condensados provenientes da uva e taninos hidrolisáveis provenientes da madeira de
carvalho, no caso do vinho vir a permanecer em contato com este material (TOGORES,
2003).
1.4.4.1 Taninos condensados
São compostos intermediários. Por polimerizações sucessivas conduzem à formação
de substâncias tânicas complexas. Inversamente, por decomposição, tornam a produzir os
próprios fenóis de onde derivam. Dividem-se em:
• Catequinas (flavan-3-ol), que por polimerização, dão os taninos. Do ponto de
vista químico, são flavonóis.
• Procianidinas (flavan-3,4 dioles), também chamadas leucoderivados de
materiais corantes (NAVARRE, 1997).
Os taninos monômeros, ou catequinas, são amargos e ligeiramente adstringentes, e
alguns autores não os consideram taninos, pois não precipitam as proteínas, por não
possuírem uma massa molecular suficientemente grande para reagir de maneira estável
(GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
Os principais monômeros 3-flavanóis da uva são a (+)-catequina e seu isômero a (-)-
epicatequina (figura 7), podendo ser encontrado este último sob a forma de éster gálico (3-
galato de epicatequina) (FLANZY, 2003).
A figura 7 apresenta as unidades estruturais de base (flavan-3-ol), precursores das
procianidinas.
25
Figura 7 – Unidades estruturais de base (flavan-3-ol), precursores das
proantocianidinas (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
São considerados taninos as proantocianidinas dímeras, trímeras, oligoméricas e as
proantocianidinas condensadas (figura 8).
A figura 8 apresenta a estrutura das proantocianidinas condensadas.
Figura 8 – Estrutura das proantocianidinas condensadas (RIBÉREAU-GAYON et al.,
2003).
Os taninos que designam geralmente dos oligômeros e polímeros de flavanóis
destacam-se pela capacidade de interatuar com as proteínas (FLANZY, 2003). Os taninos são
moléculas relativamente volumosas, resultantes da polimerização de moléculas de função
fenol, e é esse volume aliado à sua configuração espacial, que proporcionará combinações
estáveis com as proteínas. (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Por outro lado, estas
moléculas possuem a propriedade de liberar as antocianidinas, em meio ácido e aquecido, por
ruptura das uniões intermonoméricas, o que origina as procianidinas (FLANZY, 2003). As
26
procianidinas são responsáveis pelo sabor amargo dos vinhos, pelos componentes da parte de
coloração amarela, pela sensação de estrutura e corpo do vinho, pela capacidade de este
envelhecer, entendendo por elas como a capacidade de manter a cor ao longo do tempo
(ZAMORA, 2003).
Os taninos estão envolvidos com reações de polimerização, e essa polimerização dará
lugar a moléculas cada vez maiores, inicialmente aumentando a adstringência e diminuindo o
amargor, mas quando alcança um grau de polimerização alto, ele precipita diminuindo a
adstringência (JACKSON, 2000, ZAMORA, 2003).
Na condução da maceração busca-se sempre extrair de forma fracionada os
componentes nobres da uva, ou seja, que são dotados de bom sabor e aroma. O rendimento da
extração e qualidade dos compostos extraídos dependerá de vários fatores químicos,
bioquímicos e físicos (FLANZY, 2003), principalmente da natureza da cultivar, do grau de
maturação fenólica e sanidade da uva (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
1.4.4.2 Taninos hidrolisáveis
Provenientes da madeira de carvalho são formados por galotaninos e os elagitaninos,
que por hidrólise ácida liberam respectivamente ácido gálico (figura 9 - a) e ácido elágico
(figura 9 – b), e contendo ambos uma molécula de glicose (TOGORES, 2003).
A figura 9 apresenta a estrutura dos ácidos gálico e elágico.
a) b)
Figura 9 – Estrutura dos ácidos gálico e elágico (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
Na madeira de carvalho utilizada em tanoaria, aparecem em maior parte os
elagitaninos isômeros como a vescalagina e a castalagina (figura 10) (RIBÉREAU-GAYON
et al., 2003). Estas substâncias são muitos solúveis em meios hidroalcoólicos como é o caso
do vinho e possui propriedades muito distintas dos taninos condensados da uva, sendo a
presença de ácido gálico uma característica de vinhos acondicionados em barricas, ou ainda
de vinhos que receberam taninos comerciais (TOGORES, 2003).
A figura 10 apresenta a estrutura dos elagitaninos.
27
Figura 10 – Estrutura dos elagitaninos (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
Os taninos são oxidáveis. Dão, por esse processo, quinonas e melaninas. Esta
transformação liberta hidrogênio. Este tem como efeito proteger os outros constituintes de
uma possível oxidação; os taninos são chamados “antioxigênio”, são antioxidantes.
Protegendo os constituintes dos vinhos, eles permitem o desenvolvimento de reações
bioquímicas favoráveis à sua maturação (NAVARRE, 1997).
Entre os componentes de um vinho para envelhecer, o tanino é tão importante quanto
o álcool e a acidez. Além disso, é necessário ter taninos de qualidade (GIOVANNINI e
MANFRÓI, 2009).
Os taninos possuem um ligeiro poder antisséptico. Eles podem inibir o
desenvolvimento de microrganismos responsáveis por doenças no vinho (NAVARRE, 1997).
1.4.5 Reações de Condensação das Antocianinas e dos Taninos
Os pigmentos formados são de estrutura complexa, formados durante o
envelhecimento do vinho, pouco sensíveis à variação de pH e SO2. Trata-se de condensações
de antocianinas e taninos que podem ocorrer por vários mecanismos e, em função dos
compostos envolvidos, podem formar compostos de características diferentes, a cor varia de
vermelho-tijolo a marrom. Comprovando assim, o desaparecimento das antocianinas livres
com o envelhecimento do vinho (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003). Distinguem-se três tipos
de reações de condensações entre taninos e antocianinas:
• Condensação Antocianinas - Taninos (A-T): é uma reação na qual as
antocianinas sob a forma catiônica (A+), reagem sobre as valências negativas
28
dos carbonos 6 ou 8 das procianidinas (P), formando um flavano incolor (A-P).
A presença de oxigênio ou de um meio oxidante é indispensável para a
coloração (vermelho) do flavano (figura 11). A conservação das soluções de
antocianinas ao abrigo do oxigênio, em presença de flavanóis e a uma
temperatura superior a 20ºC, é acompanhada por uma diminuição de cor que
pode reaparecer depois de uma aeração. No vinho, tratasse de uma reação de
mesmo tipo que intervém durante o descube; o vinho ganha cor com a aeração
que acompanha essa operação (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003; TOGORES,
2003).
A figura 11 apresenta a estrutura dos produtos de adição de tipo A-T.
Figura 11 – Estrutura dos produtos de adição de tipo A-T (FLANZY, 2003).
• Condensação Taninos - Antocianinas (T-A): neste caso, que afeta unicamente
os flavonóis polímeros, o eletrófilo é um carbocátion liberado por ruptura das
uniões interflavánicas dos taninos que reagem com o carbono 6 e 8 de uma
antociana ou de outra molécula de flavanol (FLANZY, 2003). O novo
complexo formado é incolor e adquire uma cor vermelho laranja depois da
desidratação (figura 12). Essa reação ocorre em sua totalidade ao abrigo do
oxigênio e não necessita de nenhuma oxidação. É favorecida pela temperatura
e depende da quantidade de 18 antocianinas do meio. A cor varia com a
natureza do carbocátion e seu grau de polimerização. A conservação do vinho
em cuba fechada ou em garrafa são condições favoráveis para esse tipo de
condensação (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003; TOGORES, 2003).
A figura 12 apresenta a estrutura do produto de adição de tipo T-A.
29
Figura 12 – Estrutura do produto de adição de tipo T-A (FLANZY, 2003).
• Condensação com uma ponte de etanal: as reações são mais rápidas em
presença de etanal que se forma durante a fermentação, por oxidação do etanol
ou por descarboxilação do ácido pirúvico. Existem dois mecanismos de reação
que levam a produtos diferentes. No primeiro, o par livre de oxigênio do etanal
sofre um ataque eletrófilo por parte do cátion flavilium: o novo cátion assim
formado reaciona com as posições nucleófilas do flavanol. No segundo, que se
favorece em meio ácido, o par livre de oxigênio do etanal sofre um ataque
eletrófilo por parte de um próton. O cátion formado reage com o flavanol
nucleófilo para dar um condensado flavanol-etanal. Este condensado que dá
lugar a um novo carbocátion por perda de uma molécula de água, fixa-se sobre
um dos carbonos nucleófilos (C6 e C8) de uma antociana (figura 13)
(FLANZY, 2003).
Enquanto a cor das combinações antocianas-taninos é vermelho-amarelada, mais
intensa e menos sensível ao efeito do pH e do SO2 que o das antocianas livres, a cor dos
produtos gerados por reação entre as antocianas com os flavonóis em presença de etanal é
vermelho-violáceo (FLANZY, 2003).
A figura 13 apresenta as estruturas de produtos de adição por ponte via de etanal.
30
Figura 13 – Estruturas de produtos de adição por ponte via de etanal (FLANZY,
2003).
1.4.6 Polimerização fenólica no vinho
Polímeros são grandes moléculas constituídas pela união de pequenas moléculas que
recebem o nome de monômeros.
Sob o ponto de vista enológico os polímeros têm grande importância já que denotam
ao longo do tempo, a “vida” do vinho.
Os polímeros podem formar-se por adição ou por condensação. Na reação de adição
uma molécula do monômero adiciona-se a outra, formando uma nova molécula composta de
duas unidades do monômero. Depois uma outra molécula se adiciona novamente gerando uma
molécula com três unidades, e assim por diante (FLANZY, 2003).
Numa reação de condensação, sempre duas moléculas reagem formando uma
molécula mais complexa e eliminando uma outra pequena molécula. Geralmente, essa
polimerização envolve dois tipos de monômeros (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
A polimerização fenólica do vinho é de condensação. O processo mais importante nos
vinhos está constituído por condensação entre antocianos e taninos (procianidinas) com
intervenção de acetaldeído. A polimerização da matéria fenólica, antocianas e flavonóis
(taninos e leucoantocianas) são essenciais para a qualidade do vinho de amadurecimento e
envelhecimento (TOGORES, 2003).
Segundo Hernández (2002), em vinhos encubados por períodos pequenos, as
antocianas também se apresentam com cor viva, mas são monômeros. Este caráter de baixo
peso molecular supõe instabilidade, que se combate propiciando a condensação com taninos
com incidência de oxigênio. Portanto, fixar a cor vermelha é propiciar, com oxigênio, a
polimerização com tanino.
A uva madura possui antocianas já com certa condensação entre si e com taninos. Os
taninos por sua vez, são adstringentes e reativos à saliva quando o seu peso molecular chega a
500. Inicialmente, os monômeros são ásperos. Com a associação polimérica com antocianas,
perde-se essa atividade.
A harmonia em polimerização antocianas-taninos com intervenção de oxigênio gera
cor estável e suavidade. A falta de oxigênio o evita, prolongando o sabor herbáceo e perdendo
cor vermelha.
31
1.5 Cor
O pigmento predominante na uva verde é a clorofila. À medida que ocorre a
maturação outros pigmentos, até então mascarados, começam a ser discernidos. Geralmente,
os pigmentos encontram-se nas primeiras quatro camadas de células internas da película,
fazendo exceção das cultivares tintórias que têm pigmentos na polpa (GIOVANNINI, 2008).
A cor do vinho tinto depende da quantidade das diversas formas de antocianinas:
antocianinas livres e antocianinas combinadas com os taninos (RIBÉREAU-GAYON e
SUDRAUD, 1991), e também pelo modo que se ligam com as moléculas de glicose
(GIOVANNINI, 2008).
Além das características genéticas, diversos fatores ambientais afetam a coloração da
uva. Os principais são a luminosidade, a temperatura, a umidade do solo e a nutrição.
Também fatores fisiológicos podem determinar alterações na pigmentação da uva como área
foliar, a carga de frutos e a disposição do dossel vegetativo. Quanto maior a diferença de
temperatura do dia para a noite, melhor a coloração da uva (GIOVANNINI, 2008).
A maceração pré-fermentativa a frio que se realiza entre 12ºC e 15ºC
aproximadamente durante 3 a 6 dias, provoca uma extração lenta porém progressiva dos
compostos fenólicos totais, principalmente as antocianinas. O arranque da fermentação
alcoólica e o aquecimento provocado pela maceração provocam um enriquecimento rápido
em polifenóis, sobretudo na cor (FLANZY, 2003).
No vinho novo as antocianinas são os elementos essenciais da cor. Mas no decorrer do
envelhecimento, os taninos têm uma participação mais importante, e os vinhos de maceração
mais longa apresentam maior intensidade de cor que os vinhos de curta maceração, mesmo
quando no início se observou o contrário (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
Se o vinho não possuir quantidade suficiente de antocianinas combinadas com taninos,
a sua cor tenderá a dissociar-se rapidamente pela reação de degradação das antocianinas livres
(RIBÉREAU-GAYON e SUNDRAUD, 1981).
Segundo Togores (2003), a medição da cor dos vinhos tintos se realiza com um
espectrofotômetro, donde se podem determinar os seguintes parâmetros:
• Intensidade de cor (IC), cujos valores oscilam nos vinhos de 0,3 a 1,8.
IC = DO420 + DO520 + DO620
• Tonalidade de cor (T), que expressa o nível de evolução da cor, da tonalidade
telha ao laranja, oscilando desde 0,5 a 0,7 nos vinhos jovens, para 1,2 a 1,3 nos
vinhos velhos.
32
T = DO420/DO520
• Composição da cor que mede a contribuição de cada cor sobre o total.
DO420 (% amarelo) = 100 . DO420/IC
DO520 (% vermelho) = 100 . DO520/IC
DO620 (% azul) = 100 . DO620/IC
• Brilho da cor vermelha (B), cujos valores do vinho oscilam entre 40 a 60.
B (%) = (1 - DO420 + DO620 ) . 100
2 . DO520
Conforme Zamora (2003) é precisamente este espectro que definirá a cor real do
vinho, porém sua apreciação por parte do consumidor dependerá de outros fatores entre os
quais a iluminação e as cores do ambiente em que se encontra serão determinantes.
1.5.1 Evolução da cor para um matiz amarelo-alaranjado
Outras reações de degradação das antocianinas e dos taninos podem produzir uma
diminuição da cor. Traduzem-se geralmente por uma evolução da cor para matizes amarelo -
laranja característico da evolução normal dos vinhos tintos no transcurso de seu
amadurecimento em garrafa.
A degradação das antocianinas é acompanhada por uma perda da estrutura molecular
da cor vermelha com a aparição eventualmente de um matiz amarelo.
A oxidação violenta atua sobre todas essas moléculas quando não estão protegidas por
uma quantidade suficiente de taninos. O risco de reações de degradação com uma oxidação
controlada é muito mais reduzido, pois a malvidina, principal antocianina do vinho, não está
dihidroxilada e, por conseqüência, é pouco sensível a oxidação suave.
O amadurecimento dos vinhos a uma temperatura elevada conduz sempre à evolução
da cor para o laranja, com o aumento da proporção da cor amarela (DO 420 nm).
Também é possível uma degradação dos taninos por via oxidativa. No entanto, é mais
difícil que a das antocianinas. Essas modificações de estrutura produzem uma evolução da cor
para o amarelo-marrom e eventualmente precipitações. Essas reações caracterizam vinhos
muito ricos em taninos e pobres em antocianinas.
1.6 Madeira de carvalho
O carvalho começou a ser utilizado porque era uma das árvores mais abundantes da
33
Europa, e também, pela localização das florestas próxima às zonas vitivinícolas importantes.
Logo após sua utilização em enologia ser considerada agradável e/ou essencial ao vinho, é
que as características da madeira foram exploradas.
O carvalho apresenta uma estrutura definida por raios medulares que rompem os anéis
anuais de crescimento, enquanto que a castanheira e a cerejeira parecem a nível vascular mais
compactos por não possuirem os raios medulares (HERNÁNDEZ, 2002). O raio do carvalho
é duro, resistente e impermeável. Segundo Flanzy (2003), o carvalho é uma madeira fácil de
ser cortada e trabalhada para formar as aduelas, além de ser elástica, suave e flexível.
No interior da barrica, a difusão do vinho se dá por capilaridade. Estudos realizados,
demostram que a zona branda da madeira permite a penetração do vinho, o que não é
verificado nos raios medulares. O carvalho cede ao vinho material tânico hidrolisável, mais
precisamente glicoses, ácidos gálico e elágico. O material tânico depende diretamente da zona
de cultivo, tipo de secagem, tostagem e idade da barrica (HERNÁNDEZ, 2002).
A madeira de carvalho, origina no vinho um conteúdo sensorial agradável, conhecido
pela palavra “maderizado” ou “amadeirado” (FLANZY, 2003).
O tipo de carvalho utilizado na construção das barricas e o seu lugar de cultivo, junto
as técnicas de secagem da madeira e o grau de tostagem desta, aplicado ao processo
construtivo, são fatores de grande importância no comportamento da barrica frente ao vinho
que permanecerá no seu interior (TOGORES, 2003).
1.6.1 Espécies de carvalho
As árvores mais utilizadas na enologia são do gênero Quercus. Este é formado por
mais de 600 espécies (TOGORES, 2003), porém, somente umas 50 espécies são empregadas
na Enologia, seja em forma de barris ou chips (FLANZY, 2003).
Flanzy (2003), afirma que os carvalhos com importância econômica para a tonelaria
podem ser divididos em dois grupos:
• Carvalho branco da américa do Norte, também conhecido popularmente
como Carvalho Americano, representados por espécies de Quercus alba L..
Os tonéis deste tipo eram destinados ao envelhecimento de wiskies e
atualmente estão sendo utilizados na Enologia.
• Carvalho do tipo “rubra”(Quercus petraea Liebl.) e pedunculata (Quercus
robur L.) da Europa, conhecido popularmente como Carvalho Francês.
34
1.6.2 Compostos extraídos da madeira pelo vinho
A madeira de carvalho é muito rica em substâncias que se desprendem de sua estrutura
pela ação do vinho em sua superfície. Sua proporção varia segundo o tipo de solvente, mas
podem apresentar mais de 10% da massa de madeira seca (FLANZY, 2003). São muitos os
compostos da madeira, e desta podem ser extraídos compostos terpênicos, lactonas,
compostos alifáticos, hidrocarbonetos, ácidos graxos, compostos fenólicos, tais como
lignanos, cumarinas, fenóis e taninos.
Dois grupos específicos de taninos hidrolisáveis são encontrados na madeira, os
galotaninos e os elagitaninos (TOGORES, 2003).
Os taninos elágicos estão presentes tanto no carvalho europeu quanto no americano,
porém em quantidades mais baixas neste último. As concentrações dos taninos extraídos da
madeira variam de 6 a 42 mg g-1 de madeira seca (FLANZY, 2003).
1.7 Envelhecimento dos vinhos
O envelhecimento dos vinhos é definitivamente um processo de oxirredução e pode
ocorrer no tanque, em barricas de carvalho ou garrafa (meio redutivo).
Ao envelhecer os vinhos, estes tendem a aumentar o seu valor enológico,
organoléptico e comercial (HERNÁNDEZ, 2002). O envelhecimento do vinho é uma soma de
fenômenos elementares, que constituem uma reação global. Durante este processo, ocorre
uma série de modificações, que Ribéreau-Gayon et al. (2003) resumiu nas seguintes reações:
Químicas: oxidação e hidrólise dos polifenóis, condensação e polimerização dos
polifenóis, oxidação dos álcoois, formação de aldeídos, formação de ésteres e hidrólise de
polissacarídeos, reações de oxirredução, formação e precipitação de colóides;
Físicas: insolubilização de sais, formação e desprendimento de gás carbônico,
evaporação de substâncias voláteis (inclusive o álcool), solubilização das substâncias
extrativas da madeira;
Biológicas: fermentação lática, formação de ácido acético, autólise de células de
microrganismos, alterações provocadas por bactérias.
As antocianinas e os taninos extraídos da uva causam diferentes reações que
dependem, em particular, das condições externas e que conduzem a estruturas variadas. Trata-
se de reações de degradação, de estabilização da cor, de polimerização dos taninos e de
condensação com outros constituintes (figura 14) (RIBÉREAU-GAYON et al., 2003).
35
A figura 14 apresenta a evolução dos compostos fenólicos durante a conservação do
vinho tinto.
Figura 14 – Evolução dos compostos fenólicos durante a conservação do vinho tinto.
Influência dessas reações sobre as características organolépticas. : precipitação; Y:
produtos de degradação das antocianinas (ácidos fenólicos); TA: combinações taninos -
antocianinas; TP: combinações taninos-polissacarídeos e combinações taninos-proteínas; TtC:
taninos muito condensados; TC: taninos condensados; Td: taninos degradados (RIBÉREAU-
GAYON et al., 2003).
O desenvolvimento das características típicas de um vinho e sua conservação, são
fenômenos estritamente ligados ao tipo de vinho, sua procedência (local e cultivar) e do ano
da colheita (USSEGLIO-TOMASSET, 1998). Para os vinhos tintos, são determinantes de sua
longevidade, o conteúdo de polifenóis e a acidez total, porém não são os únicos fatores
analisados (JACKSON, 2000).
36
2. MATERIAIS E MÉTODOS
2.1 Local de realização do Estágio
O estágio curricular, um dos requisitos para a conclusão do curso Superior de
Tecnologia em Viticultura e Enologia foi realizado na Vinícola Miolo Ltda, localizada no Vale
dos Vinhedos, Bento Gonçalves, RS. O período de realização do mesmo foi de 05 de julho de
2010 a 01 de janeiro de 2011.
As análises realizadas no intervalo bimestral compreenderam as densidades ópticas
(DO) a 420 nm, 520 nm e 620 nm, a intensidade corante, a tonalidade, as antocianinas, os
taninos e o IPT (índice de polifenóis totais). Além dessas foram realizadas as análises do teor
de SO2 livre e SO2 total e turbidez (NTU), somente para controle e não para discussão.
2.2 Elaboração do Vinho Merlot
O vinho que foi utilizado no experimento foi elaborado na Vinícola Miolo, com a
cultivar Merlot, safra 2010 pelo método de vinificação com maceração pré-fermentativa a frio
e pós-fermentativa acompanhada de operações especiais.
As uvas foram colhidas dia 12/03/2010 em caixas plásticas com capacidade para 18 kg
e transportadas até a vinícola no mesmo dia. Imediatamente foi medido o grau Babo por meio
de um aerômetro específico, que no caso do vinho elaborado foi de 20º Babo.
Ao chegar à vinícola as caixas foram descarregadas em uma esteira que conduz até a
desengaçadeira, onde ocorre a separação da ráquis das bagas. As bagas caem inteiras dentro
de tanques móveis chamados de “aranhas” que são conduzidos ao topo do tanque de
fermentação com capacidade de 23.000 L para despejar as bagas, que serão esmagadas
somente pela força da gravidade. Isso ajuda a manter o máximo possível a integridade destas
e principalmente das sementes, o que auxilia na extração suave dos compostos fenólicos, e
pouca formação de borras (GIOVANNINI e MANFRÓI, 2009).
No próprio tanque “aranha” foi adicionado enzima pectolítica também com função
proteolítica, ou seja, as pectinas e proteínas são degradadas, no caso dos vinhos tintos isso
ajuda na extração dos compostos fenólicos da casca, e na estabilização da cor (RIBÉREAU-
GAYON et al., 2003). Também foi adicionado 1L de solução de dióxido de enxofre (SO2) a
5% para cada 1000 kg de uva.
Quando o tanque estava cheio, além do sistema de refrigeração das cintas, foram
37
colocadas placas para auxiliar no resfriamento das uvas, pois estas ficaram cinco dias em
maceração pré-fermentativa a frio (MPF), a temperaturas que variam de 6ºC a 12ºC.
No segundo dia de maceração foi realizada uma sangria de 10% do volume do tanque,
com o objetivo de aumentar a relação sólido/líquido, para melhor extração de compostos
fenólicos, e o volume retirado foi utilizado para concentração. Também iniciou-se
remontagens fechadas diárias, para somente molhar o bagaço.
Após os cinco dias de MPF, antes da adição das leveduras foi adicionado o mosto
concentrado para aumentar 1% v/v de álcool. A levedura utilizada foi da marca comercial
Maurivin BP 725 da cepa Saccharomyces cerevisiae, que possui como características ressaltar
o sabor varietal, realçar a cor e é indicada para a cultivar Merlot (MAURIVIN, 2010), foi
também adicionado o nutriente ativante de fermentação Gesferm na dose de 20g hL-1.
Até o pico de fermentação foram realizadas três remontagens fechadas diárias
acompanhadas de pigeage. No pico de fermentação que ocorreu no 7º dia de fermentação ou
no 12º dia de maceração, foi realizado uma délestage e seguiram três remontagens abertas
diárias. No fim da fermentação o esquema de remontagens foi igual ao início.
Quando ocorreu a constatação de que o vinho estava seco, iniciou-se a fase de
maceração pós-fermentativa. Manteve-se a temperatura a 28ºC, foi realizada uma remontagem
diária e frequentemente adicionava-se gás carbônico. O vinho foi mantido nesta operação por
doze dias, e após foi descubado e prensado.
Após a fermentação malolática o vinho permaneceu em tanques de inóx até maio de
2010 quando seguiu para maturação e envelhecimento em barricas de carvalho Francês, de
segundo uso, tostagem média, com capacidade de 250L.
No dia 17/05/2010, quando o vinho seguiu para as barricas foram realizadas em
triplicata no que estava estocado em tanque de inóx, chamado “amostra 1” as análises de cor,
antocianinas, taninos, IPT, turbidez, SO2 livre e total.
O vinho Merlot foi acompanhado analiticamente durante o período de 17/05/2010 à
19/01/2011, neste período as barricas foram atestadas quatro vezes, num intervalo de 2 meses
entre um atesto e outro, com cerca de 0,5% do volume, sendo que ao final o total de atesto
equivale a 2% do volume total ou seja aproximadamente 4,5L de vinho por barrica. Nesse
período também foram feitas correções de SO2, a dose aplicada foi cerca de 15 mg L-1, em
cada correção.
2.3 Obtenção das amostras
38
Foram coletadas num intervalo de tempo equivalente há dois meses amostras do vinho
que estava estagiando em barricas de carvalho Francês para acompanhar a evolução dos
polifenóis, neste caso foram definidas três barricas com a sequencia de numeração 1235, 1236
e 1237, para a realização destas. Todas as análises foram realizadas em triplicata, sempre
antes das correções de SO2 e dos atestos, no laboratório da própria empresa. As amostras
coletadas foram acondicionadas em garrafas de 375 mL, arrolhadas e identificadas por data e
número da barrica, foram analisadas no mesmo dia da coleta.
2.4 Metodologias analíticas conforme o Laborátorio da Empresa Vinícola Miolo
2.4.1 Determinação da cor
Método
Espectrofotometria
Princípio do método
A cor de um vinho é medida determinando a quantidade de luz absorvida de certa
radiação luminosa em absorbância, o tempo desta densidade óptica e sua extinção.
Materiais
� Espectrofotômetro Micronal B 582
� Cubetas de 1mm de quartzo
� Lenços de papel
� Funil
� Proveta de 100mL
� Pipeta de 1mL
� Papel filtro
Procedimento analítico
Para vinhos no tanque ou em barricas
� Ligar o equipamento 15 minutos antes de utilizá-lo
39
� Preparar o papel filtro no funil
� Filtrar os primeiros 20mL e descartá-los
� Recolher na proveta o vinho a ser analisado
� O vinho deve estar límpido para fazer a leitura
� Com o auxílio da pipeta colocar o vinho na cubeta de 1mm
� Em outra cubeta adicionar água destilada
� Colocar a cubeta de água no porta-cubetas do espectrofotômetro
� No display, digitar a faixa de onda 420 nm e selecionar enter
� Após ter atingido a faixa 420 nm e a cubeta estar na posição do feixo de
luz apertar o botão zero, para zerar o equipamento com água
� Posicionar a cubeta com vinho no espectrofotômetro e conduzi-la a
posição do feixo de luz
� Fazer a leitura diretamente no display
� Voltar para a posição em que a cubeta com água seja transpassada pelo
feixo de luz e mudar a faixa de onda para 520 nm
� Proceder como no caso anterior
� Fazer a leitura
� Mesmo procedimento para a faixa de onda a 620 nm
Cálculo
� As leituras são diretas
Cálculo da intensidade de cor
� Leitura a 420 nm + Leitura a 520 nm + Leitura a 620 nm
Cálculo da tonalidade de cor
� Leitura a 420 nm / Leitura a 520 nm
2.4.2 Determinação das antocianinas
Método
Espectrofotometria
40
Princípio do método
O princípio do método baseia-se na descoloração das antocianinas em meio ácido
através do anidrido sulfuroso.
Materiais
� Tubo de ensaio
� Funil
� Papel filtro
� Proveta de 100mL
� Pipeta volumétrica de 1mL
� Pipeta volumétrica de 1mL
� Proveta volumétrica de 20mL
� Pipeta volumétrica de 10mL
� Pipeta graduada de 5mL
� Pipeta graduada de 5mL
� Espectrofotômetro Micronal B582
� Cubetas de vidro de 10mm
Reagentes
� Etanol 96% a 0,1% de ácido clorídrico P.A
� Ácido clorídrico a 2%
� Bissulfito de sódio a 15%
Procedimento analítico
� Filtrar o vinho descartando os primeiros 20mL
� Pipetar 1mL e colocar em um tubo de ensaio
� Agregar ao tudo de ensaio 1mL de etanol a 0,1% de ácido clorídrico
� Adicionar 20mL de ácido clorídrico a 2%
� Separar em dois tubos de ensaio 10mL cada de solução acidificada de
vinho
� No primeiro tubo colocar 4mL de água destilada e ao segundo 4mL de
bissulfito de sódio
� Aguardar 20 minutos
41
� Selecionar a faixa de onda 520 nm
� Preparar as cubetas, uma com água destilada e outra com a solução de
amostra
� Zerar o espectrofotômetro com água destilada
� Fazer a leitura diretamente no display
Cálculo
863,4 X Leitura + 1,2 = mg L-1 de antocianos
Leitura = Leitura 1 - Leitura 2
Leitura 1 se refere ao tubo de ensaio com água destilada
Leitura 2 se refere ao tubo de ensaio com bissulfito de sódio ou metabissulfito de
potássio
863,4 = peso molecular das antocianinas
1,2 = fator de correção
2.4.3 Determinação dos taninos
Método
Espectrofotometria
Princípio do método
O método se baseia na coloração pelo cloreto férrico dos taninos a marrom-verde em
meio alcalino e leitura em espectrofotometria.
Materiais
� Tubo de ensaio
� Pipeta graduada de 1mL
� Funil
� Papel filtro
42
� Proveta de 100mL
� Pipeta graduada de 10mL
� Espectrofotômetro Micronal B582
� Cubetas de vidro de 10mm
Reagentes
� Cloreto férrico a 5%
� Hidróxido de sódio 1N
Procedimento analítico
� Filtrar o vinho descartando os primeiros 20mL
� Pipetar 1mL e colocar em um tubo de ensaio
� Agregar ao tudo de ensaio mais 9mL de água destilada
� Adicionar 1mL de cloreto férrico
� Colocar 2mL de hidróxido de sódio 1N
� Aguardar 15 minutos
� Filtrar a amostra
� Selecionar a faixa de onda 550 nm e pressionar enter
� Zerar o espectrofotômetro com água destilada
� Fazer a leitura diretamente no display
Cálculo
Leitura direta no display
2.4.4 Determinação do índice de polifenóis totais (IPT)
Método
Espectrofotometria
43
Princípio do método
Os núcleos benzênicos, característicos dos compostos fenólicos, absorvem
considerável radiação ultravioleta, num máximo de 280-282 nm, constituindo uma estimativa
válida do conjunto dos compostos fenólicos totais.
Materiais
� Espectrofotômetro Micronal B582
� Cubetas de 10mm de quartzo
� Balão volumétrico de 100mL com tampa
� Pipeta volumétrica de 1mL
� Lenços de papel
� Funil
� Proveta de 100mL
� Papel filtro
Procedimento analítico
Para vinhos no tanque ou barricas
� Ligar o equipamento 15 minutos antes de utilizá-lo
� Preparar o papel filtro no funil
� Filtrar os primeiros 20mL e descartá-los
� Recolher na proveta o vinho a ser analisado
� O vinho deve estar límpido para fazer a diluição
� Medir 1mL de vinho e colocá-lo no balão volumétrico
� Completar com água destilada
� Homogenizar a amostra diluída
� No display, digitar a faixa de onda 280 nm e selecionar enter
� Após ter atingido a faixa 280 nm aparece no display o “D2”
� Esperar que este código desapareça, o que indicará que a lâmpada de
deutério está estável
� Colocar a amostra diluída em uma cubeta de quartzo de 10mm
� Em outra cubeta adicionar água destilada
44
� Colocar a cubeta de água no porta-cubetas do espectrofotômetro
� Quando a cubeta estiver na posição do feixo de luz, apertar o botão
zero, para zerar o equipamento com água
� Posicionar a cubeta com a amostra diluída no espectrofotômetro e
conduzi-la a posição do feixo de luz
� Fazer a leitura diretamente no display
� Voltar para a posição em que a cubeta com água seja transpassada pelo
feixo de luz
Cálculo
Leitura a 280 nm X 100 = índice de polifenóis totais
2.4.5 Determinação da turbidez
Método
Turbidimetria
Princípio do método
Mede a turvação através da medida da radiação que e dispersada ou difundida pelas
partículas suspensas.
Materiais
� Turbidímentro
� Cubetas para turbidímetro
� Lenços de papel
Reagentes
45
� Não se aplica
Procedimento do método
� Desgaseificar a amostra
� Ligar o turbidímetro na rede elétrica
� Pressionar a tecla ON/OFF e aguardar a estabilização
� Enxaguar a cubeta com amostra a analisar
� Encher novamente a cubeta com amostra até a marca de 10mL (não
exceder o volume) e tampá-la
� Limpar a cubeta com papel macio
� Efetuar imediatamente a leitura da turbidez
� Apertar a tecla READ.
Cálculo
O resultado aparece direto no display
A turbidez é expressa em NTU (Unidade Nefelométrica)
2.4.6 Determinação do anidrido sulfuroso livre
Método
Titulometria (Ripper)
Princípio do método
Primeiramente o vinho é acidificado para evitar a oxidação dos polifenóis e em
seguida o anidrido sulfuroso é oxidado pelo iodo utilizando-se amido como indicador até o
aparecimento da cor azul.
No caso do desconto de polifenóis para mostos e vinhos tintos e rosados a água
oxigenada oxida o anidrido sulfuroso livre, permitindo somente a titulação destes polifenóis.
A diferença entre as duas titulações resulta no anidrido sulfuroso real.
46
Materiais
� Erlenmeyer de 250mL com tampa
� Pipeta volumétrica de 25mL
� Pipeta graduada de 5mL
� Pipeta graduada de 5mL
� Bureta de 50mL de cor âmbar com reservatório
� Pipetador
Reagentes
� Iodo 0,02N
� Ácido sulfúrico 1:3
� Amido 1%
� Água oxigenada 10 volumes
Procedimento analítico
Quantificação do anidrido sulfuroso livre
� Medir 25mL de amostra e colocá-la no erlenmeyer
� Adicionar 2,5mL de amido a 1%
� Colocar 2,5mL de ácido sulfúrico 1:3
� Titular com iodo 0,02N
� Ponto de viragem azul escuro que persista por 10 segundos
Desconto dos polifenóis para vinhos tintos
� Medir 25mL de amostra e colocá-la no erlenmeyer
� Colocar 5 gotas de água oxigenada 10 volumes
� Adicionar 2,5mL de amido a 1%
� Colocar 2,5mL de ácido sulfúrico 1:3
� Titular com iodo 0,02N
� Ponto de viragem azul escuro que persista por 10 segundos
47
Cálculo
Para mostos, vinhos e espumantes brancos:
mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de SO2 livre.
Para mostos, vinhos e espumantes rosados e tintos:
mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de SO2 livre.
mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de polifenóis expressos em SO2
g L-1 de SO2 livre – g L-1 de polifenóis expressos em SO2 = g L-1 de SO2 livre real.
2.4.7 Determinação do anidrido sulfuroso total
Método
Titulometria (Ripper)
Princípio do método
O anidrido sulfuroso combinado passa para livre em meio alcalino, em seguida sofre
uma enérgica acidificação para a fixação da cor, e é quantificado através de sua oxidação com
iodo até o aparecimento da cor azul, usando-se amido como indicador.
Materiais
� Erlenmeyer de 250mL com tampa
� Pipeta volumétrica de 25mL
� Pipeta graduada de 5mL
� Pipeta graduada de 5mL
� Pipeta graduada de 25mL
� Bureta de 50mL de cor âmbar com reservatório
� Pipetador
Reagentes
� Iodo 0,02N
48
� Hidróxido de sódio 1 N
� Ácido sulfúrico 1:3
� Amido 1%
Procedimento analítico
� Medir 25mL de amostra e colocá-la no erlenmeyer
� Agregar 12,5mL de hidróxido de sódio 1N e fechar o erlenmeyer
� Esperar 15 minutos
� Adicionar 2,5mL de amido a 1%
� Colocar 5mL de ácido sulfúrico 1:3
� Titular com iodo 0,02N
� Ponto de viragem azul escuro que persista por 10 segundos
Cálculo
mL de Iodo 0,02N gastos X 0,025 = g L-1 de SO2
2.5 Técnica para análise dos dados
Os dados foram analisados de acordo com o modelo experimental completamente ao
acaso, com a decomposição de variação conforme apresentado na tabela abaixo.
A tabela 1 apresenta a decomposição dos graus de liberdade do experimento.
Tabela 1. Decomposição dos graus de liberdade do experimento. Fonte de variação Gl
Tempo 4 Erro 19 Total 23
49
3 RESULTADOS E DISCUSSÕES
3.1 Densidades Ópticas a 420nm, 520nm e 620nm
As cores, amarela, representada pela densidade óptica a 420nm (figura 15-a),
vermelha, representada pela densidade óptica a 520nm (figura 15-b) e violeta, representada
pela densidade óptica a 620 nm (figura 15-c), obtiveram um decréscimo, durante o estágio em
carvalho.
Através da análise estatística, foi possível observar, que avaliando a cor em relação ao
tempo de maturação do vinho em carvalho, houve uma perda maior na cor vermelha, quando
comparada à cor amarela e violeta.
Segundo Zamora (2003) a oxidação das antocianinas, provocará uma perda maior da
coloração vermelha, o que é absolutamente necessário tratar de minimizar.
Afirma Ribéreau-Gayon e Sudraud (1991), que quanto maior a quantidade de
antocianas livres no vinho, maior é a diminuição dos valores da densidade óptica a 520 nm,
pois as antocianas livres precipitam; devido essa precipitação há também uma diminuição nas
densidades ópticas a 420 nm e 620 nm, o que justifica o resultado obtido.
As tabelas 2, 3 e 4, apresentam a análise da variância da densidade óptica a 420nm,
520nm e 620nm, respectivamente.
Tabela 2. Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 420nm
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 0,01407 0,003518 66,983567 0,0000 Erro 19 0,001 0,000053 ... ... Total 23 0,01507 0,000655 ...
Tabela 3. Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 520nm Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,294904 0,073726 232,407134 0,0000 Erro 19 0,006027 0,000317 ... ... Total 23 0,300932 0,013084 ...
Tabela 4. Quadro da análise da variância da Densidade Óptica a 620nm
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 0,00486 0,001216 129,28862 0,0000 Erro 19 0,00018 0,000009 ... ... Total 23 0,00504 0,000219 ...
50
Figura 15 – Densidades Ópticas nas faixas 420nm (a), 520nm (b) e 620nm (c).
b) Densidade Óptica a 520nm
y = -0,0489x + 1,2393
R2 = 0,9743
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
1,20
1,40
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
Co
r
a) Densidade Óptica a 420nm
y = -0,0106x + 0,656
R2 = 0,958
0,56
0,58
0,60
0,62
0,64
0,66
0,68
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
Co
r
c) Densidade Óptica a 620nm
y = -0,0062x + 0,2234
R2 = 0,9588
0,00
0,05
0,10
0,15
0,20
0,25
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
Co
r
51
3.2 Intensidade de cor
Os valores de intensidade de cor são obtidos através da soma dos comprimentos de
onda obtidos nas faixas de leitura a 420 nm, 520 nm e 620 nm.
Podemos observar que houve uma diminuição da intensidade de cor nesse período,
isso devido à precipitação de matéria corante, o que mais uma vez justifica a figura 15 pelo
decréscimo nas densidades ópticas.
A tabela 5 apresenta a análise da variância da intensidade de cor.
Tabela 5. Quadro da análise da variância da Intensidade de cor (420nm +520nm +620nm)
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 0,5304 0,132600 171,44205 0,0000 Erro 19 0,0147 0,000773 ... ... Total 23 0,54509 0,023700 ...
Intensidade de cor (420nm + 520nm +620nm)
y = -0,0656x + 2,1175
R2 = 0,9726
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
0 2 4 6 8 10
Tempo de permanência em barricas (meses)
Inte
nsi
da
de
Figura 16 – Resultado da intensidade corante do vinho durante a maturação.
3.3 Tonalidade de cor
A tonalidade de cor é representada pela divisão dos valores das densidades ópticas a
420 nm e 520 nm. O aumento da tonalidade foi discreto durante a maturação em carvalho,
indicando pouca diminuição da leitura a 420 nm em relação a 520 nm.
52
Durante o envelhecimento em barricas a tonalidade de cor aumentou, variando de 0,52
a 0,67, esta evolução da cor é muito importante para os vinhos e para a sua estabilização,
principalmente quando ocorre durante o período de maturação em carvalho.
A tabela 6 apresenta a análise da variância da tonalidade de cor.
Tabela 6. Quadro da análise da variância da Tonalidade de cor (420nm / 520nm)
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 0,03653 0,009133 509,39892 0,0000 Erro 19 0,00034 0,000018 ... ... Total 23 0,03687 0,001603 ...
Tonalidade de cor (420nm / 520nm)
y = 0,0174x + 0,5246
R2 = 0,9945
0,00
0,10
0,20
0,30
0,40
0,50
0,60
0,70
0 2 4 6 8 10
Tempo de permanência em barricas (meses)
To
na
lida
de
Figura 17 – Evolução da tonalidade de cor do vinho durante a maturação.
3.4 Antocianinas
Ocorre uma diminuição na quantidade de antocianinas no vinho devido à precipitação
de matéria corante. Segundo Navarre (1997), nos vinhos tintos encontram-se antocianinas
livres que tendem a depositar-se, em cada ano o vinho perde metade de seu teor, existem
ainda as antocianinas mais ou menos condensadas, que conferem cor vermelha aos vinhos.
Uma pequena proporção passa para a forma coloidal.
53
Afirma Ribéreau-Gayon et al (1998), que a maioria dos pigmentos se associa, se
condensam com os taninos do vinho para formar outra classe de moléculas de cor mais
estável, porém que se encontram mascaradas frente aos métodos de análise, são as
antocianinas combinadas de estruturas complexas, responsáveis pela cor dos vinhos, porém
não quantificadas mediante os métodos analíticos clássicos.
A tabela 7 apresenta a análise da variância das antocianinas.
Tabela 7. Quadro da análise da variância das Antocianinas
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 57850,2 14462,556557 234,45795 0,0000 Erro 19 1172,02 61,685077 ... ... Total 23 59022,2 2566,184465 ...
Antocianinas
y = -21,509x + 736,77
R2 = 0,9596
0,00
100,00
200,00
300,00
400,00
500,00
600,00
700,00
800,00
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
An
toci
an
ina
s (m
g L-1
)
Figura 18 – Resultado das antocianinas do vinho durante a maturação.
3.5 Taninos
Observamos num primeiro momento uma diminuição da quantidade de taninos
presentes no vinho, isso se deve a lenta atuação da madeira, além disso, nos primeiros meses
ocorreu uma maior precipitação de colóides. No apêndice “L” podemos observar o resultado
da turbidez que diminui bastante nos dois primeiros meses de maturação em barricas, o que
justifica a redução de taninos, bem como de outros polifenóis.
A linha pontilhada no gráfico representa o valor referente aos taninos da “amostra 1”,
analisando o gráfico, nota-se que é necessário, cerca de seis meses de maturação para que a
54
evolução de taninos chegue próximo ao valor inicial – referente à “amostra 1”(vinho no
tanque). Após o segundo mês de maturação em barricas observa-se uma evolução lenta na
quantidade de taninos, isso pode ser conseqüência das reações de polimerização e
condensação, serem mais lentas devido às barricas não serem de primeiro uso.
A tabela 8 apresenta a análise da variância dos taninos.
Tabela 8. Quadro da análise da variância dos Taninos
Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,05636 0,014091 30,101848 0,0000 Erro 19 0,00889 0,000468 ... ... Total 23 0,06526 0,002837 ...
Taninos
y = 0,0295x + 1,8075
R2 = 0,9677
1,80
1,85
1,90
1,95
2,00
2,05
2,10
0 2 4 6 8 10
Tempo de permanência em barricas (meses)
Ta
nin
os
Figura 19 – Evolução dos taninos do vinho durante a maturação.
3.6 Relação Taninos/Antocianinas
A relação taninos/antocianinas é calculada dividindo o resultado dos taninos pelo
resultado das antocianinas. Ocorreu um aumento gradativo desta relação tanino/antocianas,
onde se deve que os taninos aumentaram com o passar do tempo em barricas de carvalho,
conforme figura 19, e as antocianinas diminuíram com o passar do tempo em barricas de
carvalho, conforme figura 18.
Segundo Ribéreau-Gayon et al (1998), a relação tanino/antocianina que se espera em
um vinho, para ser considerada ideal é de 4:1, ou seja, 4 taninos para 1 antocianina, nesse caso
55
para que se possa atingir este resultado o vinho deve permanecer por mais algum tempo em
maturação.
A tabela 9 apresenta a análise da variância da relação tanino/antocianina.
Tabela 9. Quadro da análise da variância da Relação Tanino/Antocianina
Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 1,73087 0,432717 180,56259 0,0000 Erro 19 0,04553 0,002396 ... ... Total 23 1,7764 0,077235 ...
Relação Tanino/Antocianina
y = 0,1178x + 2,5687
R2 = 0,9626
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
4,00
0 2 4 6 8 10
Tempo de permanência em barricas (meses)
Re
laçã
o T
/A
Figura 20 – Evolução da relação tanino/antocianina do vinho durante a maturação.
3.7 Índice de Polifenóis Totais (IPT)
Afirma Ribéreau-Gayon et al (1998), que o IPT indica a riqueza polifenólica do vinho,
ou seja, o conjunto dos compostos derivados da estrutura básica do fenol.
Assim como no caso dos taninos, nos primeiros meses de barrica, ocorreu uma
diminuição no índice de polifenóis totais (IPT), porém, depois de aproximados seis meses de
maturação inicia um lento aumento nesse índice.
O que explica esse aumento é a intervenção da madeira de carvalho sobre o vinho.
Segundo Hernández (2002), o carvalho, possui taninos elágicos que catalisam a polimerização
entre os taninos proantocanidinícos e as antocianinas do vinho.
A tabela 10 apresenta a análise da variância do índice de polifenóis totais.
56
Tabela 10. Quadro da análise da variância do Índice de Polifenóis Totais (IPT)
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 61,0493 15,262333 14,270883 0,0000 Erro 19 20,32 1,069474 ... ... Total 23 81,3693 3,537797 ...
Índice de Polifenóis Totais (IPT)
y = 0,1429x2 - 1,6595x + 72,636
R2 = 0,7494
66,00
67,00
68,00
69,00
70,00
71,00
72,00
73,00
0 2 4 6 8 10
Tempo de permanência em barricas (meses)
IPT
Figura 21 – Resultado do índice de polifenóis totais do vinho durante a maturação.
As tabelas referentes aos resultados analíticos de cada bimestre que foram realizados,
com suas respectivas datas, todos os resultados em triplicata, estão apresentadas em apêndices
“A” a “F”.
Os resultados referentes às análises de SO2 Livre e Total, estão apresentados em
apêndices “G” a “J” e os resultados referentes à turbidez, estão apresentados em apêndice
“L”. Estas análises foram realizadas somente para controle, pois se houvesse algum erro de
dosagem, no caso do SO2, poderia interferir no objetivo do trabalho, e no caso da turbidez
com o passar do tempo teve uma diminuição bastante acentuada, devido uma decantação
espontânea que ocorreu durante a maturação do vinho, isso se deve a precipitação de colóides,
juntamente com a matéria corante, o que justifica alguns resultados.
57
4 CONCLUSÃO
Durante o estudo e desenvolvimento deste trabalho pode-se observar que houve uma
evolução dos polifenóis do vinho tinto Merlot durante a maturação em barricas de carvalho
Francês, conforme esperado frente o objetivo inicial.
Foi possível comprovar pelas metodologias analíticas que em muito se confirma à
literatura nos aspectos relacionados com a evolução dos polifenóis no vinho tinto durante o
envelhecimento e maturação na presença do carvalho.
Como foi observado nos resultados e discussões houve uma diminuição nas
densidades ópticas, o que influenciou na diminuição da intensidade corante, resultado
aparentemente negativo, no entanto, importante para a estabilização desta. No caso da
tonalidade houve uma evolução, justificada pelo envelhecimento. As antocianinas diminuíram
devido à precipitação de antocianinas livres, também importante para a estabilização da cor.
Os taninos diminuem num primeiro momento pela precipitação de colóides, porém,
aumentam depois de alguns meses em barricas devido às polimerizações e outras reações
influenciadas pela ação do carvalho, bem como aumenta a relação tanino/antocianina. O
índice de polifenóis totais é decadente nos primeiros meses, porém com evolução lenta após
esse período pela intervenção da madeira.
É sabido que além da evolução polifenólica do vinho durante a maturação em
carvalho, há uma importante evolução organoléptica que permite através da madeira agregar
maior complexidade ao produto, tornando-o mais agradável ao paladar.
Conclui-se, então, que os compostos fenólicos são de vital importância, visto que
contribuem nas características organolépticas do vinho, favorecem a estabilização da cor e
protéica deste, bem como o protege contra oxidações. No entanto, a intervenção da madeira
sobre o vinho tinto é indispensável, pois participa na evolução destes compostos fenólicos,
sendo que esta evolução é muito importante principalmente para prolongar a vida do vinho
após o engarrafamento.
58
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64
APÊNDICE A - Análise do vinho testemunha realizada no dia 17 de maio de 2010.
Característica avaliada Amostra 1 (vinho do tanque)
Média Desvio padrão
Coeficiente de variação
(%) 1 2 3
SO2 Total (g L-1) 0,031 0,036 0,033 0,03 0,00 7,5 SO2 Livre (g L-1) 0,021 0,021 0,021 0,02 0,00 0,00 SO2 Desconto (g L-1) 0,013 0,013 0,013 0,01 0,00 0,00 SO2 Livre Real (g L-1) 0,008 0,008 0,008 0,01 0,00 0,00 Cor 420 nm 0,664 0,666 0,664 0,66 0,00 0,17 Cor 520 nm 1,268 1,273 1,269 1,27 0,00 0,21 Cor 620 nm 0,228 0,229 0,228 0,23 0,00 0,25 Intensidade de cor 2,16 2,162 2,161 2,16 0,00 0,05 Tonalidade de cor 0,524 0,523 0,523 0,52 0,00 0,11 Antocianas (mg L-1) 759,27 739,41 755,81 751,50 10,61 1,41 Taninos 1,959 2 2 1,99 0,02 1,19 IPT 72,6 73,6 70,2 72,13 1,75 2,42 Relação T/A 2,58 2,7 2,64 2,64 0,06 2,27 Turbidez (NTU) 92,9 93 88,9 91,60 2,34 2,55
65
APÊNDICE B - Análise do vinho em barricas realizada no dia 16 de julho de 2010.
Característica avaliada Barrica 1 Barrica 2 Barrica 3
Média Desvio padrão
Coeficiente de variação
(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237
SO2 Total (g L-1) 0,036 0,036 0,036 0,04 0,00 0,0 SO2 Livre (g L-1) 0,023 0,023 0,023 0,02 0,00 0,00 SO2 Desconto (g L-1) 0,008 0,008 0,008 0,01 0,00 0,00 SO2 Livre Real (g L-1) 0,015 0,015 0,015 0,02 0,00 0,00 Cor 420 nm 0,607 0,635 0,632 0,62 0,02 2,46 Cor 520 nm 1,077 1,127 1,141 1,12 0,03 3,02 Cor 620 nm 0,198 0,207 0,21 0,21 0,01 3,05 Intensidade de cor 1,882 1,969 1,983 1,94 0,05 2,81 Tonalidade de cor 0,563 0,563 0,553 0,56 0,01 1,03 Antocianas (mg L-1) 679,51 682,42 674,65 678,86 3,93 0,58 Taninos 1,886 1,796 1,886 1,86 0,05 2,80 IPT 69,5 71,4 73,3 71,40 1,90 2,66 Relação T/A 2,77 2,63 2,79 2,73 0,09 3,19 Turbidez (NTU) 17,00 17,10 17,20 17,10 0,10 0,58
66
APÊNDICE C - Análise do vino em barricas realizada no dia 17 de setembro de 2010.
Característica avaliada Barrica 1 Barrica 2 Barrica 3
Média Desvio padrão
Coeficiente de variação
(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237
SO2 Total (g L-1) 0,051 0,059 0,049 0,05 0,01 10,0 SO2 Livre (g L-1) 0,036 0,031 0,028 0,03 0,00 12,76 SO2 Desconto (g L-1) 0,01 0,01 0,01 0,01 0,00 0,00 SO2 Livre Real (g L-1) 0,026 0,021 0,021 0,02 0,00 12,74 Cor 420 nm 0,606 0,608 0,618 0,61 0,01 1,05 Cor 520 nm 1,003 1,012 1,04 1,02 0,02 1,89 Cor 620 nm 0,198 0,195 0,201 0,20 0,00 1,52 Intensidade de cor 1,807 1,815 1,859 1,83 0,03 1,53 Tonalidade de cor 0,604 0,600 0,594 0,60 0,01 0,84 Antocianas (mg L-1) 647,88 649,61 652,2 649,90 2,17 0,33 Taninos 1,921 1,959 1,921 1,93 0,02 1,13 IPT 66,3 67,5 66,5 66,77 0,64 0,96 Relação T/A 2,96 3,01 2,94 2,97 0,04 1,21 Turbidez (NTU) 12,9 11,6 12,5 12,33 0,67 5,40
67
APÊNDICE D - Análise do vinho em barricas realizada no dia 19 de novembro de 2010.
Característica avaliada Barrica 1 Barrica 2 Barrica 3
Média Desvio padrão
Coeficiente de variação
(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237
SO2 Total (g L-1) 0,048 0,046 0,041 0,05 0,00 8,0 SO2 Livre (g L-1) 0,028 0,028 0,025 0,03 0,00 6,42 SO2 Desconto (g L-1) 0,01 0,007 0,007 0,01 0,00 21,65 SO2 Livre Real (g L-1) 0,018 0,021 0,018 0,02 0,00 9,12 Cor 420 nm 0,586 0,586 0,61 0,59 0,01 2,33 Cor 520 nm 0,93 0,932 0,997 0,95 0,04 4,00 Cor 620 nm 0,182 0,181 0,192 0,19 0,01 3,29 Intensidade de cor 1,698 1,699 1,799 1,73 0,06 3,35 Tonalidade de cor 0,63 0,628 0,611 0,62 0,01 1,68 Antocianas (mg L-1) 588,31 593,49 603,85 595,22 7,91 1,33 Taninos 2,00 2,00 2,00 2,00 0,00 0,00 IPT 67,2 67,9 69,9 68,33 1,40 2,05 Relação T/A 3,39 3,36 3,31 3,35 0,04 1,21 Turbidez (NTU) 8,11 8,26 7,01 7,79 0,68 8,76
68
APÊNDICE E - Análise do vinho em barricas realizada dia 19 de janeiro de 2011.
Característica avaliada Barrica 1 Barrica 2 Barrica 3
Média Desvio padrão
Coeficiente de variação
(%) Nº 1235 Nº1236 Nº 1237
SO2 Total (g L-1) 0,061 0,061 0,058 0,06 0,00 2,9 SO2 Livre (g L-1) 0,033 0,033 0,03 0,03 0,00 5,41 SO2 Desconto (g L-1) 0,012 0,01 0,007 0,01 0,00 26,03 SO2 Livre Real (g L-1) 0,021 0,023 0,023 0,02 0,00 5,17 Cor 420 nm 0,57 0,58 0,572 0,57 0,01 0,92 Cor 520 nm 0,855 0,869 0,861 0,86 0,01 0,82 Cor 620 nm 0,174 0,178 0,176 0,18 0,00 1,14 Intensidade de cor 1,599 1,627 1,609 1,61 0,01 0,88 Tonalidade de cor 0,666 0,667 0,664 0,67 0,00 0,23 Antocianas (mg L-1) 571,9 600,39 562,41 578,23 19,77 3,42 Taninos 2,046 2,046 2,000 2,03 0,03 1,31 IPT 68,9 69,3 67,3 68,50 1,06 1,54 Relação T/A 3,57 3,4 3,55 3,51 0,09 2,65 Turbidez (NTU) 7,21 7,33 7,57 7,37 0,18 2,49
69
APÊNDICE F - Médias temporais referentes às análises realizadas
Característica avaliada Tempo de permanência em barrica (meses)
0 2 4 6 8
SO2 Total (g L-1) 0,03 0,04 0,1 0,0 0,1 SO2 Livre (g L-1) 0,02 0,02 0,03 0,03 0,03 SO2 Desconto (g L-1) 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01 SO2 Livre Real (g L-1) 0,01 0,02 0,02 0,02 0,02 Cor 420 nm 0,66 0,62 0,61 0,59 0,57 Cor 520 nm 1,27 1,12 1,02 0,95 0,86 Cor 620 nm 0,23 0,21 0,20 0,19 0,18 Intensidade de cor 2,16 1,94 1,83 1,73 1,61 Tonalidade de cor 0,52 0,56 0,60 0,62 0,67 Antocianas (mg L-1) 751,50 678,86 649,90 595,22 578,23 Taninos 1,99 1,86 1,93 2,00 2,03 IPT 72,13 71,40 66,77 68,33 68,50 Relação T/A 2,64 2,73 2,97 3,35 3,51 Turbidez 91,60 17,10 12,33 7,79 7,37
70
APÊNDICE G - Quadro da análise da variância do SO2 Total
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 0,00152 0,000379 71,489073 0,0000 Erro 19 0,0001 0,000005 ... ... Total 23 0,00162 0,000070 ...
Teor de SO2 Total (g L-1)
y = 0,0031x + 0,033R² = 0,77**
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0,06
0,07
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
Te
or d
e S
O2 (g
L-1
)
71
APÊNDICE H - Quadro da análise da variância do SO2 Livre Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,00030 0,000074 31,5059701 0,0000 Erro 19 0,00004 0,000002 ... ... Total 23 0,00034 0,000015 ...
Teor de SO2 Livre (g L-1)
y = 0,0013x + 0,0217R² = 0,68**
0,00
0,01
0,01
0,02
0,02
0,03
0,03
0,04
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9Tempo de permanência em barricas (meses)
Te
or
de
SO2
(g
L-1
)
72
APÊNDICE I - Quadro da análise da variância do SO2 Desconto de Polifenóis
Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 5E-05 0,000013 12,791071 0,0000 Erro 19 1,9E-05 0,000001 ... ... Total 23 6,9E-05 0,000003 ...
Teor de SO2 Desconto de Polifenóis (g L-1)
y = 0,0002x2 - 0,0017x + 0,0124
R² = 0,64*
0,00
0,00
0,00
0,01
0,01
0,01
0,01
0,01
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
Te
or
de
SO2
(g
L-1
)
73
APÊNDICE J - Quadro da análise da variância do SO2 Livre Real
Fonte Gl SQ QM F p>F Tempo 4 0,00045 0,000112 83,675 0,0000 Erro 19 2,5E-05 0,000001 ... ... Total 23 0,00047 0,000021 ...
Teor de SO2 Livre Real (g L-1)
y = -0,0003x2 + 0,0043x + 0,0082
R2 = 0,8847
0,00
0,01
0,01
0,02
0,02
0,03
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
Te
or
de
SO2
(g L
-1)
74
APÊNDICE L - Quadro da análise da variância da turbidez
Fonte Gl SQ QM F p>F
Tempo 4 15720,7 3930,170740 5813,168
1 0,0000 Erro 19 12,8455 0,676081 ... ... Total 23 15733,5 684,066456 ...
NTU (Unidade Nefelométrica)
y = -1,6865x + 19,582
R2 = 0,9122
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
100,00
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Tempo de permanência em barricas (meses)
Tu
rbid
ez