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RELATÓRIO FINAL DE BOLSA DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA

Projeto Agrisus Nº: 2009/17

Título da pesquisa: Atributos microbiológicos do solo em áreas de ILP na região do Vale

do Araguaia-MT

Interessado (Coordenador do Projeto): Silvio Yoshiharu Ushiwata

Graduanda/bolsista: Ândria Alves de Sousa

Instituição: Universidade do Estado de Mato Grosso (UNEMAT), Campus Nova

Xavantina.

Av. Prof. Dr. Renato Figueiro Varella, Caixa Postal 08, CEP 78690-000, Nova Xavantina

– MT. Telefone: (66) 3438-1224. E-mail: [email protected]

Local da Pesquisa: Fazenda São Luiz (Grupo Carpa Serrana), município de Barra do

Garças – MT, e Universidade do Estado de Mato Grosso (UNEMAT), Campus Nova

Xavantina, Município de Nova Xavantina – MT.

Valor financiado pela Fundação Agrisus: R$7.200,00

Vigência da bolsa de estudos: 01/04/2017 a 30/09/2018

1. INTRODUÇÃO

O uso intensivo de solos da região de Cerrado para a produção agropecuária,

aliado ao manejo inadequado do solo, tem causado a sua degradação com consequente

diminuição da produtividade das culturas (DIAS-FILHO, 2016). Assim, há a necessidade

da utilização de sistemas com bases conservacionistas, como é o caso do sistema de

plantio direto (SPD), da rotação de culturas e, mais recentemente, da integração lavoura-

pecuária (ILP) (COSTA et al., 2015).

A microbiota do solo atua de modo significativo sobre diversos processos no solo

relacionados a vários fatores: agregação, disponibilização e ciclagem de nutrientes,

decomposição de resíduos orgânicos, fixação biológica de nitrogênio, solubilização de

fósforo e outros nutrientes e, também, na absorção de nutrientes pela micorrização

(LEITE; ARAUJO, 2007). Sendo assim, alternativas de manejo que aumentem a

diversidade e a atividade microbiana devem ser preferencialmente adotadas, visando

maximizar a contribuição dos microrganismos, para a exploração dos solos agrícolas em

bases sustentáveis (COLOZZI-FILHO et al., 1999).

Os microrganismos possuem a capacidade de dar respostas rápidas a mudanças na

qualidade do solo, característica que não é observada nos indicadores químicos ou físicos.

Em alguns casos, alterações na população e na atividade microbiana podem preceder

mudanças nas propriedades químicas e físicas, refletindo um claro sinal na melhoria ou

na degradação do solo (ARAÚJO & MONTEIRO, 2007).

Em termos de atividade da microbiota do solo, vários parâmetros podem ser

usados, como a respiração basal, carbono da biomassa microbiana, atividade de

microrganismos celulolíticos, atividades de enzimas como a desidrogenase, urease,

fosfatase, -glicosidase, taxa de mineralização de nitrogênio etc (DE-POLLI &

GUERRA, 1997). Em comparação com outros componentes, os atributos biológicos

apresentam maior suscetibilidade às alterações causadas por modificações de uso e

práticas de manejo do solo (SOUZA, 2014). Dessa forma, os atributos biológicos têm

sido utilizados como indicadores da qualidade do solo.

Este projeto de pesquisa tem como objetivo avaliar os atributos microbiológicos

como indicadores de qualidade do solo em sistema ILP na região do Vale do Araguaia –

MT. Para isso, atributos microbiológicos do solo serão avaliados por dois anos

consecutivos (2017 e 2018) em áreas sob diferentes tempos de integração lavoura-

pecuária (ILP).

2. MATERIAL E MÉTODOS

A área de pesquisa está localizada na Fazenda São Luiz (Grupo Carpa Serrana),

situada no município de Barra do Garças, região do Vale do Araguaia – MT (15º03’764”S

e 52º07’609”W). O solo do local é classificado como Latossolo Amarelo e de textura

média. De acordo com a classificação de Köppen, o clima da região é do tipo Aw, com

duas estações bem definidas, sendo o período seco de maio até outubro e o chuvoso de

novembro a março (PIRANI et al., 2009).

Para avaliação e estudo foram selecionadas cinco áreas distintas, com

aproximadamente 100 hectares cada, sendo: áreas com histórico de início de integração

lavoura-pecuária no ano de 2015 (ILP 2015), no ano de 2014 (ILP 2014) e no ano de 2013

(ILP 2013), área de pastagem degradada (PA) e área de mata nativa (área de referência).

A integração lavoura-pecuária consiste na sucessão soja (Glycine max) e pastagem

(Urochloa ruziziensis) para recria.

Com o intuito de se obter dados mais representativos, as áreas foram subdivididas

em cinco subáreas (pseudo-repetições), totalizando 25 amostras por profundidade. Cada

pseudo-repetições foi preparada a partir de oito amostras simples. O solo foi coletado nos

dias 28, 29 e 30 de abril de 2017 e nos dias 27, 29 e 31 de março de 2018, em duas

profundidades de 0,0 a 5,0 e 5,0 a 10,0 cm com o auxílio de trado holandês.

A caracterização química de rotina dos solos foi realizada conforme a metodologia

da EMBRAPA (DONAGEMA, 2011). A textura do solo foi determinada pelo método da

pipeta conforme a metodologia proposta pela EMBRAPA (DONAGEMA, 2011) (Quadro

1 e 2). Em 2018 não foi analisado o teor de argila, visto que esta é uma característica que

não se altera no curto prazo.

As análises laboratoriais dos atributos do solo foram conduzidas no Laboratório

de Solos da Universidade do Estado de Mato Grosso- Campus de Nova Xavantina. As

amostras de solo foram peneiradas em peneira com malha de 2 mm e os resíduos

orgânicos, como plantas, raízes e sementes, foram removidos manualmente. Essas

amostras de solo foram divididas em duas partes, uma para as análises microbiológicas e

outra para a caracterização físico-química de rotina. As amostras para as análises

microbiológicas foram mantidas em geladeira a 4ºC e as amostras para análise de rotina

foram secas ao ar (TFSA).

Como atributos microbiológicos foram determinadas as enzimas fosfatase ácida e

beta-glicosidase, carbono da biomassa microbiana, respiração do solo e taxa de

mineralização de nitrogênio.

As atividades das enzimas do solo associadas ao ciclo do carbono (-glicosidase)

e do fósforo (fosfatase ácida) foram determinadas pelo método colorimétrico nos

comprimentos de 410 e 420 nm, de acordo com Tabatabai e Bremer (1969) e Eivazi e

Tabatabai (1988), respectivamente. As análises das enzimas foram conduzidas em

duplicatas.

Esses métodos baseiam-se na determinação colorimétrica do p-nitrofenol, de

coloração amarela, formado após a adição de substratos incolores específicos para cada

enzima avaliada (p-nitrofenil-beta-D-glicopiranosídeo e nitrofenilfosfato) para as

enzimas beta-glicosidase e fosfatase ácida, respectivamente (SOUZA et al, 2009).

Quadro 1. Características físico-químicas do solo nas profundidades 0-5 e 5-10 cm Fazenda São Luiz, Barra do Garças-MT, 2017. PA= pastagem

degradada; ILP 2015, ILP 2014 e ILP 2013= integração lavoura-pecuária com início em 2015, 2014 e 2013; M= mata; M.O. = matéria orgânica;

TFSA= terra fina seca ao ar.

Extratores:P - K - Extrator Mehlich; Ca - Mg - Extrator: KCl - 1 mol/L.

Área pH

CaCl2

M.O

g dm-3

Argila

g kg-1 TFSA

P

K

Ca Mg CTC

V %

mg dm-3 cmolc dm-3

0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10

PA 4,28 4,20 13,80 13,80 194,50 190,80 4,02 3,10 48,36 66,26 0,34 0,24 0,22 0,14 3,50 3,21 20,10 17,11

ILP

2015

5,10 5,12 16,20 14,60 281,80 193,10 8,58 7,14 73,22 41,92 2,52 2,48 0,94 0,92 6,11 5,43 59,54 64,15

ILP

2014

5,42 5,28 15,00 12,80 218,60 222,60 6,26 8,68 91,04 75,62 2,08 1,92 1,14 0,94 4,91 4,55 69,49 66,76

ILP

2013

5,12 4,74 14,20 13,00 215,60 231,50 11,76 14,84 108,90 84,88 2,06 1,60 1,00 0,82 5,12 4,38 63,54 57,86

M 4,14 4,08 32,80 26,40 258,80 221,20 16,34 11,68 66,12 57,94 0,76 0,56 0,66 0,46 6,05 5,11 26,96 22,84

Quadro 2. Características físico-químicas do solo nas profundidades 0-5 e 5-10 cm Fazenda São Luiz, Barra do Garças-MT, 2018. PA=

pastagem degradada; ILP 2015, ILP 2014 e ILP 2013= integração lavoura-pecuária com início em 2015, 2014 e 2013; M= mata; M.O. =

matéria orgânica; TFSA= terra fina seca ao ar.

Extratores: P-K- Extrator Mehlich; Ca-Mg- Extrator Kcl 1 Mol/L

Área pH

CaCl2

M.O

g dm-3

P

K

Ca Mg CTC

V %

mg dm-3 cmolc dm-3

0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10 0-5 5-10

PA 4,00

3,98 15,80

13,80

2,22

2,04 703,8

539,58

0,38 0,24 0,18

0,12

4,01 4,00

5,62

2,39

ILP

2015

4,86

4,76

21,2

16,80

17,78

12,49

58,65

54,74

1,92

1,98

0,80

0,76

6,03

6,17

17,26

22,88

ILP

2014

5,52

5,16

16,20

14,60

9,04

15,16

66,47

58,65

2,46

2,14

1,16

0,94

5,72

5,61

11,55

15,17

ILP

2013

5,06

4,54

17,20

13,60

7,92

7,76

234,6

148,58

1,84

1,48

0,46

0,28

5,14

5,21

12,10

11,32

M 3,76

3,7

33,60

26,60

14,70

10,34

46,92

43,01

0,62

0,4

1,06

0,88

9,88

7,20

5,39

4,94

O carbono da biomassa microbiana foi determinado pelo método de irradiação,

utilizando micro-ondas (FERREIRA, 1999). Os solos conservados em geladeira foram

incialmente pré-incubados a 60% da capacidade de campo, 25º C e ausência de luz,

durante uma semana para reestabelecer a microbiota do solo. Após esse período, cada

amostra foi dividida em três subamostras irradiadas em microndas durante dois segundos

e outra três subamostras não irradiadas, ou seja, estão sendo analisadas em triplicatas.

Todas essas amostras foram posteriormente extraídas com sulfato de potássio (0,5 M),

deixadas em repouso durante 30 minutos para decantação e em seguidas filtradas. O

carbono da biomassa microbiana foi determinado pelo método de titulação via sulfato

ferroso amoniacal segundo Silva et al., (1998).

A respiração do solo foi analisada pelo método de captura de CO2 em NaOH e

posterior titulação com HCl (ANDERSON, 1982). Para essa determinação, os solos

foram previamente pré-incubados nas mesmas condições para o carbono da biomassa

microbiana. Posteriormente, 40 gramas desses solos foram colocados em frascos de 100

ml. Cada frasco com solo e mais um frasco com NaOH (1,0 M) foram colocados em potes

de vidro de 2,5 L em condições herméticas. A incubação foi conduzida em duplicata por

um período de 7 dias. Ao término da incubação, os frascos com NaOH serão titulados

com HCl (0, 5 M) para quantificar CO2 liberado.

Para a taxa de mineralização de nitrogênio, os solos foram incubados em

condições aeróbicas durante 28 dias e mantidas a 25oC, 60% da capacidade de campo e

no escuro. A taxa de mineralização de N será calculada da seguinte forma: nitrogênio

mineral (NO3- + NH4

+) após a incubação menos o nitrogênio mineral (NO3- + NH4

+) do

início da incubação. O nitrato (NO3-) e amônio (NH4

+) do solo serão extraídos com 0,5

M de sulfato de potássio (K2SO4). Posteriormente, o nitrato e amônio foram analisados

pelo método colorimétrico descrito por Anderson & Ingram (1993) e Hayashi et al.,

(1997), respectivamente. As análises de nitrato e amônio foi realizada em triplicatas.

As comparações entre os tratamentos para as variáveis serão feitas por meio do

uso de intervalo de confiança de média à 95% (p < 0,05), com auxílio de uma planilha

eletrônica. Todas as análises serão executadas usando o software SISVAR 5.3.

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

3.1. Resultados das análises microbiológicas de 2017

Fosfatase ácida

Na profundidade de 0 a 5 cm os valores de atividade de fosfatase ácida variaram

de 265 a 588 mg de p-nitrofenol kg-1 de solo h-1 (Figura 1). Houve diferença entre

pastagem degradada e a mata nativa e ILP 2013. Embora não diferentes da pastagem, as

áreas de ILP mostraram uma tendência de maior atividade dessa enzima em relação à

pastagem degradada.

Figura 1. Valores de atividade de fosfatase ácida em amostras de solo sob pastagem

degradada (PA), diferentes anos de início do sistema de integração lavoura-pecuária

(2013, 2014 e 2015) e mata nativa, nas profundidades de 0 a 5 cm, na Fazenda São Luiz,

município de Barra do Garças - MT, 2017. As barras verticais referem-se ao intervalo de

confiança de média a 95% de probabilidade e a sobreposição dos intervalos indica não

diferença significativa entre as médias das áreas.

Já na profundidade de 5 a 10 cm os valores variaram de 28 a 108 mg de p-

nitrofenol kg-1 de solo h-1 (Figura 2). Valores estes muito inferiores quando comparados

aos valores de 0 a 5 cm. Valor notavelmente maior foi encontrado na área de mata,

seguido pelas áreas de ILP 2014 e ILP 2015 e menores valores foram obtidos em ILP

2013 e na área de pastagem degradada. Houve diferença entre as áreas de ILP 2015 e

pastagem degradada. Nesta profundidade existe também uma tendência de maior

atividade de fosfatase ácida em áreas de ILP em relação à pastagem degradada.

0

100

200

300

400

500

600

700

800

Pastagem ILP 2015 ILP 2014 ILP 2013 Mata Nativa

mg

p-n

itro

fen

ol.

kg-1

solo

.h-1



(2013, 2014 e 2015) e mata nativa, nas profundidades de 5 a 10 cm, na Fazenda São Luiz,




Beta Glicosidase

A atividade de beta glicosidase variou de 42 a 209 mg de p-nitrofenol.kg-1 de solo

h-1 na profundidade de 0 a 5 cm (Figura 3). Já na profundidade de 5 a 10 cm, os valores

variaram de 37 a 212 mg de p-nitrofenol.kg (Figura 4). Portanto, os valores foram muito

similares nas duas profundidades. A área de mata teve valor superior às demais áreas em

ambas as profundidades. Para as demais áreas, os valores não diferiram estatisticamente.

Matsuoka (2006) relata que o tipo de material prontamente degradável favorece

a maior atividade da enzima, porém não é um efeito duradouro, já que a fonte de alimento

é rapidamente consumida. Assim, o fato da atividade enzimática da beta glicosidase ter

sido menor nos sistemas de ILP pode estar relacionado com o consumo rápido do material

disponível (restos culturais de soja) no solo.

0

20

40

60

80

100

120

Pastagem ILP 2015 ILP 2014 ILP 2013 Mata Nativa

mg

p-n

itro

fen

ol k

g-1so

lo.h

-1

Figura 3. Valores de atividade de beta glucosidase em amostras de solo sob pastagem


(2013, 2014 e 2015) e mata nativa, na profundidade de 0 a 5 cm, na Fazenda São Luiz,




Figura 4. Valores de atividade de beta glucosidase em amostras de solo sob pastagem






0

50

100

150

200

250

Pastagem ILP 2015 ILP 2014 ILP 2013 Mata nativa

mg

p-n

itro

fen

ol.

kg-1

solo

.h-1

0

50

100

150

200

250


mg

p-n

itro

fen

ol.

kg-1

solo

.h-1

3.2. Resultados das análises microbiológicas de 2018

Fosfatase ácida

A atividade da fosfatase ácida variou de 539 a 684 mg de p-nitrofenol.kg-1 de

solo h-1 na profundidade de 0 a 5 cm (Figura 5). Já na profundidade de 5 a 10 cm, os

valores variaram de 333 a 394 mg de p-nitrofenol.kg (Figura 6).

Nota-se que os valores da atividade da fosfatase ácida no ano de 2018 foram

superiores em relação ao ano de 2017, em ambas as profundidades. O aumento mais

expressivo foi observado na área de ILP 2015.







0

100

200

300

400

500

600

700

800

900


mg

p-n

itro

fen

ol k

g-1so

lo.h

-1







Beta Glicosidase

A atividade da beta glicosidase variou de 29 a 76 mg de p-nitrofenol.kg-1 de solo

h-1 na profundidade de 0 a 5 cm (Figura 7). Já na profundidade de 5 a 10 cm, os valores

variaram de 75 a 109 mg de p-nitrofenol.kg (Figura 8).

A atividade de beta glicosidase foi maior na área de ILP 2014 em relação à ILP

2013 e pastagem degradada na profundidade de 0 a 5 cm (Figura 7). A área de mata nativa

também foi superior à ILP 2013 e pastagem degradada. Para a profundidade de 5 a 10

cm, houve diferença entre área de mata e pastagem degradada (Figura 8). As áreas de ILP

não diferiram estatisticamente da área de pastagem degradada e área de mata.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

500


mg

p-n

itro

fen

ol k

g-1so

lo.h

-1

Figura 7. Valores de atividade de beta glicosidase em amostras de solo sob pastagem






Figura 8. Valores de atividade de beta glicosidase em amostras de solo sob pastagem






0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100


p-n

itro

fen

ol k

g-1d

e so

lo h

-1

0

20

40

60

80

100

120

140


p-n

itro

fen

ol

kg

-1 d

e so

lo h

-1

O sistema de ILP parece estar favorecendo à atividade enzimática do solo. O

aumento ou a redução da atividade das enzimas beta glicosidase e fosfatase ácida pode

estar sendo influenciado pelo manejo adotado nas diferentes áreas. As áreas de estudo,

por se tratarem de áreas comerciais, torna-se difícil um controle rigoroso das práticas de

manejo, como plantio e colheita, sendo estes, efetuados em períodos diferentes nas áreas.

Este fator implica no período em que os resíduos da colheita permanecem em cada área,

influenciando diretamente na atividade das enzimas, por estas serem extremamente

sensíveis as condições do ambiente e do manejo.

4. DESCRIÇÃO DAS DIFICULDADES E MEDIDAS CORRETIVAS

Dificuldades estão sendo encontradas nas determinações de alguns atributos

microbiológicos. Testes estão sendo realizados para obtenção de resultados mais

consistentes.

5. REFERENCIAS

ANDERSON, J.M.; INGRAM, J.S.I. Colorimetric determination of ammonium. In:

ANDERSON, J.M.; INGRAM, J.S.I (Eds.), Tropical Soil Biology and Fertility: A

Handbook of Methods. CAB International, Wallingford, p. 42-43, 1993.

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Part 2. Chemical and Microbiological Methods. American Society of Agronomy, pp.

837-871, 1982.

ARAÚJO, A. S. F; MONTEIRO. Indicadores biológicos do solo. Biosci. J., Uberlândia,

v. 23, n. 3, p. 66-75, 2007

COLOZZI-FILHO, A.; BALOTA, E. L.; ANDRADE, D. S. Microrganismos e processos

biológicos no sistema plantio direto. In: SIQUEIRA, J. O.; MOREIRA, F. M. S.; LOPES,

A. S.; GUILHERME, L. R. G.; FAQUIN, V.; FURTINI-NETO, A. E.; CARVALHO, J.

G. (eds). Inter-relação fertilidade, biologia do solo e nutrição de plantas. Lavras:

SBCS/UFLA/DCS, 1999. p.487-508.

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Pecuária em Sistema Plantio Direto. Revista Brasileira de Ciências do Solo, 39:852-

863, 2015

DE-POLLI, H.; GUERRA, J. G. M. Determinação do carbono da biomassa

microbiana do solo: método da fumigação-extração. Seropédica: Embrapa-CNPAB,

1997. 10 p. (Embrapa-CNPAB. Documentos, 37). Disponível em: <

https://www.infoteca.cnptia.embrapa.br/bitstream/doc/624236/1/doc037.pdf>. Acesso

em: 24 de setembro de 2017

DIAS-FILHO, M. B. Uso de pastagens para a produção de bovinos de corte no Brasil:

passado, presente e futuro. Belém: Embrapa Amazônia Oriental, 2016. 42p.

DONAGEMA, G. K. et al. Manual de métodos de análise de solos. Embrapa Solos,

2011. 230 p.

EIVAZI, F.; TABATABAI, M.A. Glucosidases and galactosidases in soils. Soil Biology

and Biochemistry, 20: 601-606, 1988

FERREIRA, A.S.; CAMARGO, F.A.O; VIDOR, C. Utilização de microondas na

avaliação da biomassa microbiana do solo. Revista Brasileira de Ciências do Solo,

23:991-996, 1999.

HAYASHI, A.; SAKAMOTO, K.; YOSHIDA, T. A rapid method for determination of

nitrate in soils by hydrazine reduction procedure. Japanese Journal of Soil Science and

Plant Nutrition. V.68, p. 322-326, 1997

LEITE, L. F. C.; ARAÚJO, A. S. F. Ecologia microbiana do solo. Teresina: Embrapa

Meio-Norte, 2007, 24p.

MATSUOKA, M. Atributos biológicos de solo cultivados com videira na região da

Serra Gaúcha. 2006. 152f. Tese (Doutorado em Ciência do Solo) – Universidade Federal

do Rio Grande do Sul, Porto Alegre - RS, 2006.

PIRANI, F. R.; SANCHEZ, M.; PEDRONI, F. Fenologia de uma comunidade arbórea

em cerrado sentido restrito, Barra do Garças, MT. Acta Botanica Brasilica, v. 23,

p.1096-1109, 2009.

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<https://www.infoteca.cnptia.embrapa.br/bitstream/doc/625010/1/cot098.pdf> Acesso

em: 25 de setembro de 2017

SOUZA, A. C. et al. Lodo de esgoto em atributos biológicos do solo e na nodulação e

produção de soja. Pesquisa agropecuária brasileira. Brasília, v.44, n.10, p.1319-1327,

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TABATABAI, M.A.; BREMNER, J.M. Use of p-nitrophenyl phosphate for assay of soil

phosphatase activity. Soil Biology and Biochemistry, 1:301-307, 1969

12/11/2018 Coordenador do projeto: Silvio Yoshiharu Ushiwata

Bolsista: Ândria Alves de Souza

6. ANEXO

1. Filtragem de amostras para determinação enzimática.

2. Procedimentos para determinação enzimática.

3. Vista geral da área de ILP, Fazenda São Luis, Barra do Garças – MT (31 de março de 2018).

4. Amostragem de solo de área de mata para análise microbiológica (31 de março de

2018).

5. Amostragem de solo de área de pastagem degradada para análise

microbiológica (31 de março de 2018).

6. Amostragem de solo de área de ILP para análise microbiológica (31 de março de 2018).

RELATÓRIO FINAL DE BOLSA DE INICIAÇÃO CIENTÍFICA · ml. Cada frasco com solo e mais um frasco...

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