Química em Acção Verão em Projecto

Maria Luísa Cardoso do Vale

Filipe Peralta | Ivo Dias

Faculdade de Ciências

Universidade do Porto | Julho de 2010

PROGRAMA

Segunda-feira

Apresentação da actividade

Trabalho prático nº 1 – Saponificação de uma gordura: Preparação de um sabão

Terça-feira

Trabalho prático nº 2 – Síntese do ácido acetilsalicílico (principal componente da

aspirina)

Quarta-feira

Trabalho prático nº 3 – Óleos essenciais das plantas – Isolamento usando

destilação por arrastamento de vapor e extracção de Soxhlet

Quinta-feira

Trabalho prático nº 4 – Determinação do ácido ascórbico em sumos

Sexta-feira

Trabalho prático nº 5 – Arco-íris quimioluminescente

Tarde – visita a Serralves

2

TRABALHO 1

Saponificação de uma gordura: Preparação de um

sabão

História do sabão1

As origens da higiene pessoal remontam aos tempos pré-históricos. As primeiras

evidências de um material parecido com o sabão foram encontradas em cilindros de barro,

datados de 2800 a.C..

De acordo com uma antiga lenda romana, o nome “sabão” tem a sua origem no

Monte Sapo, onde se realizavam sacrifícios de animais. A chuva levava uma mistura de

sebo animal derretido com cinzas, para o barro das margens do Rio Tigre. As mulheres

descobriram que usando esta mistura de barro, as suas roupas ficavam muito mais limpas,

e com muito menos esforço.

A indústria de sabão foi introduzida em Itália, Alemanha e França no século XIII;

mais tarde, no século XIV, em Inglaterra. Na América do Norte, o sabão era fabricado

artesanalmente até ao século XIX.

Foram dois grandes avanços químicos que marcaram a revolução na produção de

sabões: Em 1791, Nicolas Leblanc desenvolveu o método de síntese de carbonato de sódio

(usado para a fabricação de soda cáustica) a partir de salmoura e em meados do séc. XIX,

o químico belga, Ernest Solvay, desenvolveu um novo processo de fabricação de carbonato

de sódio a partir do amoníaco. Entre 1813 e 1823 Michel Eugéne Chevreul, farmacêutico,

esclareceu a composição química das gorduras naturais e publicou os primeiros relatos

sobre a produção dos sabões.

Um sabão é um sal de sódio ou potássio de ácidos gordos de longa cadeia (p. ex.

estearato de sódio). É sintetizado por hidrólise alcalina (saponificação) de triacilgliceróis,

que são os principais constituintes dos óleos e das gorduras:

3

H2C

HC

H2C

O

O

O

C

C

C

O

O

R'

R

O

R''

NaOH

H2O

H2C

HC

H2C

OH

OH

OH

+

Triacilglicerol GlicerolCarboxilatos de Sódio

(sabão)

RCOO- Na+

R'COO- Na+

R''COO- Na+

+

+

Esquema 1: Equação química de síntese de um sabão

O uso de sabões naturais para fins de limpeza pode apresentar vários problemas: As

moléculas de sabão formam precipitados insolúveis na presença de iões cálcio, magnésio e

ferro, presentes em águas duras; em soluções ácidas, o sabão pode ser convertido nos

correspondentes ácidos gordos, que não têm qualquer poder de limpeza. Foram estes

problemas que levaram a que se tivesse investido na pesquisa de novos produtos, tendo

surgido os detergentes sintéticos (sulfatos, fosfatos, etc.); aliás, estes começaram a

aparecer durante a I Guerra Mundial, devido à falta de gorduras para fazer sabão (eram

obtidos a partir do petróleo ou gás natural).

No presente trabalho preparar-se-ão vários sabões por saponificação de gorduras de

origem variada (óleo vegetal, margarina, banha, etc…).

Procedimento experimental2

Num matrás de 100 mL, dissolver 5 g de hidróxido de sódio em 18 mL de uma

solução de água/etanol 1:1. Colocar 5 g de gordura num balão de fundo redondo de 250

mL e adicionar a solução anterior. Refluxar a mistura durante aproximadamente 30

minutos, agitando constantemente.

Num gobelé de 400 mL preparar uma solução de 25 g de cloreto de sódio em 75 mL

de água. Caso necessário, aquecer para dissolver o sal; antes de continuar deixar arrefecer

de novo.

Verter rapidamente a gordura saponificada sobre esta solução fria e agitar

vigorosamente durante alguns minutos. Deixar arrefecer até à temperatura ambiente, em

banho de gelo. Recolher o precipitado formado num funil de Büchner, por filtração sob

pressão reduzida. Lavar o precipitado duas vezes com água gelada e deixar secar por

passagem de ar, durante 15 minutos.

Usar parte do sabão para efectuar os testes a seguir descritos. Transferir o restante

para uma cápsula de Petri e deixar secar até à aula seguinte.

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Testes a efectuar com o sabão obtido:

O sabão preparado será analisado quanto à sua capacidade em formar espuma, na

ausência e na presença de iões cálcio. O resultado obtido permitirá inferir, num ensaio

posterior, quanto à dureza da água da torneira. O teste com o anião fosfato serve para

demonstrar, de uma forma muito simplificada, o modo de actuação dos amaciadores.

Colocar um bocado (do tamanho de uma ervilha) do sabão preparado num tubo de ensaio.

• Adicionar 3 mL de água destilada, rolhar o tubo de ensaio e agitar a mistura

vigorosamente durante cerca de 15 segundos. Deixar repousar durante 30 segundos

e observar o nível de espuma.

• Adicionar 2 gotas de uma solução aquosa de cloreto de cálcio a 4 % à solução

anterior, agitar novamente durante 15 segundos e deixar repousar durante 30

segundos. Observar o efeito do cloreto de cálcio na espuma.

• Juntar 0,5 g de fosfato de sódio e agitar a mistura durante 15 segundos. Após 30

segundos voltar a observar a solução.

• Num tubo de ensaio limpo, testar o sabão sintetizado usando água da torneira.

Bibliografia:

1. http://webcache.googleusercontent.com/search?q=cache:xZs__Jt5fOgJ:www.recet.pt/

pi/sabao.php%3Fpag%3D2+s%C3%ADntese+de+um+sab%C3%A3o&cd=6&hl=ptPT&

ct=clnk&gl=pt

2. S. Selfe, Laboratory Manual for Blei and Odians’s General, Organic and Biochemistry,

W. H. Freeman and Company, 2000, pp. 209-213; D.C. Eaton, Laboratory

Investigations in Organic Chemistry, McGraw- Hill Book Company, 1989, pp. 533-542.

5

TRABALHO 2

Síntese do ácido acetilsalicílico (principal

componente da aspirina) . Identificação do princípio

activo de analgésicos por cromatografia em camada

fina.

Introdução

O ácido acetilsalicílico (nome sistemático: ácido 2-

acetoxibenzóico, ver figura 1) possui propriedades analgésicas,

antipiréticas e anti-inflamatórias (NSAIDs – non-steroidal anti-

inflamatory drugs). Adicionalmente, uma vez que inibe a agregação

de plaquetas e a coagulação do sangue, é também usado em doses

baixas para tratar doentes em risco de ataque cardíaco.

O ácido acetilsalicílico foi sintetizado pela primeira vez em

1893, a partir do ácido salicílico (analgésico inicialmente extraído

da casca do salgueiro), pelo químico alemão Felix Hoffmann

quando fazia pesquisas para aliviar as dores reumáticas do pai. O

novo produto possuía as mesmas características anti-

inflamatórias e analgésicas do ácido salicílico, mas não tinha o

seu sabor azedo nem era tão irritante para as mucosas. Em 1899

a Bayer, companhia de produtos químicos onde Hoffmann

trabalhava, sintetizou-o e comercializou-o sob o nome registado

de "Aspirina".

No presente trabalho, o ácido acetilsalicílico será preparado por acetilação do ácido

salicílico com anidrido acético, em meio ácido, de acordo com a seguinte equação química:

Esquema 1: equação química de síntese do ácido acetilsalicílico

Figura 1: ácido acetilsalicílico

Figura 2: salgueiro

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Procedimento experimental

Síntese do ácido acetilsalicílico

Para um matrás de 100 mL, pesar cerca de 2 g de ácido salicílico e adicionar (na

HOTTE) 5 mL de anidrido acético e 5 gotas de ácido sulfúrico concentrado. Agitar o matrás,

cuidadosamente, até todo o ácido salicílico se dissolver. Aquecer o matrás num banho-

maria durante 10 a 15 minutos. Retirar o matrás do banho-maria e adicionar à solução

quente, com agitação, em pequenas porções, 1 mL de água à temperatura ambiente e, em

seguida, 20 mL de água arrefecida em banho de gelo, para completar a cristalização do

ácido acetilsalicílico. Filtrar o produto sob vácuo e lavar os cristais, várias vezes, com

pequenas porções de água arrefecida em banho de gelo.

Para remover o polímero que se possa ter formado, transferir os cristais para um

gobelé de 50 mL e adicionar 25 mL de solução aquosa saturada de hidrogenocarbonato de

sódio. Agitar e, quando a reacção terminar e se verificar a formação dum sólido

sobrenadante, filtrar por sucção. Ter em atenção que o líquido filtrado contém o

produto necessário para a continuação do trabalho. Transferir o filtrado para outro

gobelé de 50 mL e adicionar, lentamente, solução aquosa de ácido clorídrico 3 M até a

mistura ficar ácida (pH ≈ 1, verificar com papel indicador universal) e aparecer um

precipitado. Arrefecer a mistura em banho de gelo durante 15 minutos. Filtrar o produto

sob vácuo e lavar os cristais com uma pequena porção de água arrefecida em banho de

gelo. Deixar em sucção durante 15 minutos. Transferir os cristais para uma caixa de papel

(previamente pesada) colocar a secar na estufa durante 10 minutos e pesar.

Proceder à purificação do produto obtido do seguinte modo: Colocar o ácido

acetilsalicílico impuro num matrás de 100 mL, adicionar 10 mL de éter etílico, agitar e

juntar igual volume de éter de petróleo 40-60ºC. Agitar e deixar depois a mistura em

repouso, em banho de gelo, durante 15 minutos. Filtrar os cristais obtidos sob vácuo,

deixar secar e pesar. Determinar o ponto de fusão do ácido acetilsalicílico.

Identificação do princípio activo de analgésicos por cromatografia em camada fina

Num tubo de ensaio, deitar uma microespátula do ácido acetilsalicílico anteriormente

sintetizado e adicionar cerca de 1 mL de uma solução de diclorometano-metanol 1:1.

Aquecer o tubo em banho-maria durante 2-3 minutos. Proceder do mesmo modo com a

amostra de analgésico que lhe foi fornecida.

Numa placa de cromatografia em camada fina marcar, a lápis, numa recta a cerca

de 1 cm da base, cinco pontos (ácido acetilsalicílico, cafeína, paracetamol, ibuprofen e

amostra de analgésico). No topo da placa indicar (a lápis) as substâncias a que

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1 2 D 3 4

. . . . .

corresponde cada ponto. Com cinco capilares diferentes aplicar as cinco soluções/misturas

obtidas/fornecidas.

Colocar dentro de uma tina cromatográfica uma tira de papel de filtro e acetato de

etilo (cerca de 5 mm de altura da tina). Deixar em repouso durante 10 minutos.

Desenvolver a placa, deixando o eluente subir até cerca de 1 cm do topo da placa. Retirar a

placa da tina cromatográfica e deixar evaporar o acetato de etilo. Revelar a placa por

irradiação de luz U.V. (254 nm).

Calcular os valores de Rf para todas as manchas visualizadas e concluir sobre a

composição da amostra de analgésico fornecida.

Soluções padrão dos compostos 1, 2, 3 e 4:

0,05 g em 3 mL de CH2Cl2 / MeOH 1:1.

Comprimidos a analisar: Placa de cromatografia:

Aspirina

Panasorbe

Brufen

Dolviran

Efferalgan

0,05 g em 3 mL de CH2Cl2 / MeOH 1:1. Eluente: Acetato de etilo

Bibliografia

1. D. C. Eaton, Laboratory Investigations in Organic Chemistry, Mc Graw-Hill Book

Company, New York, 1989, pp. 299-315.

D

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TRABALHO 3

Óleos essenciais das plantas – Isolamento

usando destilação por arrastamento de vapor e

extracção de Soxhlet. Identificação por cromatograf ia

em camada fina.

Introdução

Todos conhecemos plantas que possuem aromas agradáveis, como sejam os aromas

a mentol, baunilha, pinho, canela, entre muitíssimos outros. Todos estes aromas resultam

dos óleos voláteis, conhecidos por óleos essenciais, produzidos pelas plantas sendo muitos

extremamente valiosos pela sua aplicação nas indústrias de aromatizantes, perfumes,

especiarias, repelentes de insectos, etc. Um exemplo bem conhecido é o do uso dos óleos

essenciais presentes nas pétalas das flores para preparar perfumes naturais. Os óleos

essenciais podem ser predominantes em diversas partes da planta; por exemplo, o mentol

encontra-se nas folhas, o gengibre nas raízes, a mostarda nas sementes, a pimenta nos

frutos e a canela na casca.

Apesar de normalmente não se extraírem os óleos essenciais das especiarias, que

são meramente recolhidas da planta e prontas a utilizar após um tratamento de secagem, é

necessário o isolamento dos referidos óleos quando estes se destinam a outros fins, como

aromatizantes ou perfumes. O isolamento de óleos essenciais pode ser efectuado de

diversos modos, sendo os mais correntes a destilação por arrastamento de vapor e a

extracção com solventes. Neste trabalho, vamos ilustrar ambos os métodos de isolamento

de óleos essenciais de especiarias (canela, cominhos, anis estrelado e cravinho).

A – Destilação por arrastamento de vapor

Material e reagentes

• Balão de fundo redondo de 3 tubuladuras de 500 mL ou 1000 mL

• Manta eléctrica de 500 mL ou 1000 mL

• Condensador, cabeça de Claisen, recebedor

• Funil de separação 250 mL

• Funil de separação de 100 mL

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• Suportes, garras e nozes

• Provetas de 250 e 25 mL

• Matrás de 200 mL, matrás de 100 mL com rolha

• Funil de vidro, papel de filtro

• Balão de fundo redondo de 100 mL (previamente tarado)

• Rolhas de vidro

• Tubo de ensaio

• Evaporador rotativo

• Especiaria (15 g: anis estrelado, cravinho, canela, cominhos)

• Diclorometano

• Sulfato de magnésio anidro

Procedimento

Colocar 15 g da especiaria no balão de fundo redondo (500 mL ou 1000 mL - canela

e cominhos) e adicionar 150 mL de água e três pedras de anti – bumping.

Preparar a montagem (untando, cuidadosamente, todas as junções com gordura)

para destilação directa por arrastamento de vapor (ver figura 1). Encher o funil de

separação com água e aquecer a mistura na manta eléctrica. Notar-se-á a formação de

gotas oleosas na água. Uma vez iniciada a destilação, adicionar água do funil de separação

ao mesmo fluxo da destilação, para manter o nível de líquido no balão. Continuar a

destilação até que não se observem mais gotas de óleo na água, sendo recolhidos pelo

menos 100 mL de líquido destilado. Transferir este

líquido para um funil de separação e executar

duas extracções com 20 mL de diclorometano

(tóxico!). As fases orgânicas recolhem-se, após

cada extracção, num matrás de 100 mL. Adicionar

aos extractos combinados sulfato de magnésio

anidro e, em seguida, filtrar através de filtro de

pregas e funil de vidro para um balão de fundo

redondo de 100 mL previamente tarado. Evaporar

o solvente sob pressão reduzida (evaporador

rotativo) até volume constante do resíduo oleoso.

Pesar o balão depois de bem seco.

Dissolver o resíduo oleoso obtido num pouco de

éter etílico e transferi-lo para um tubo de ensaio.

Figura 1:

Montagem para destilação

por arrastamento de vapor

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B – Extracção de Soxhlet

Material e reagentes

• Extractor (ou digestor) de Soxhlet

• 1 balão de fundo redondo de 250 mL

• Suporte, garras e nozes

• Tubo de ensaio

• Anti-bumping

• Proveta de 100 mL

• Manta eléctrica de 250 mL

• Condensador

• Evaporador rotativo

• Diclorometano

• Especiarias (15 g: anis estrelado, canela, cominhos e cravinho)

Procedimento

Colocar 15 g da especiaria dentro do reservatório do

extractor de Soxhlet e 150 mL de diclorometano no balão de fundo

redondo (previamente pesado). Adicionar três pedras de anti-

bumping. Fazer a montagem para a extracção de Soxhlet (ver

figura 2), tendo o cuidado de untar previamente todas as juntas

com gordura. Aquecer o conteúdo do balão na manta eléctrica de

modo a que a mistura entre em refluxo. Deixar em refluxo e

extracção contínuos durante cerca de uma hora.

Desmontar, cuidadosamente, todas as peças. Levar esta

solução a evaporar sob pressão reduzida (evaporador rotativo) até

volume constante do resíduo oleoso. Pesar o balão depois de bem

seco.

Dissolver o resíduo oleoso obtido num pouco de éter etílico e

transferi-lo para um tubo de ensaio.

Figura 2:

Montagem para extracção de

Soxhlet

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C - Identificação dos óleos essenciais isolados por cromatografia em

camada fina (CCF).

Os sistemas cromatográficos podem servir não só para a separação dos

componentes de uma mistura (cromatografia preparativa), mas também para a sua

identificação por comparação com padrões conhecidos (cromatografia analítica). Assim,

tratando tanto padrões como amostra de igual modo e aplicando-lhes as mesmas condições

de análise, pode-se identificar os componentes da amostra, por comparação dos

respectivos factores de retenção (Rf) ou tempos de retenção (tr) com os observados para as

substâncias padrão. Neste trabalho, ilustrar-se-á um método de cromatografia analítica

para a identificação dos componentes dos óleos essenciais isolados na aula anterior: a

cromatografia em camada fina (CCF ou TLC, de thin layer chromatography).

1. Aplicação da amostra 2. Desenvolvimento 3. Revelação

Figura 3: Esquema do procedimento para cromatografia em camada fina

Figura 4: Estruturas dos componentes principais dos óleos essenciais isolados

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Material e reagentes

• Placa de alumínio recoberta com alumina (para CCF)

• Tubos capilares, frasco de vidro

• Tina de vidro com tampa, papel de filtro

• 2 provetas de 25 mL

• Câmara de iodo

• Lâmpada de UV

• Tubos de ensaio contendo o óleo essencial previamente isolado

• Soluções padrão de óleos essenciais

• Éter dietílico, diclorometano e hexano

Procedimento (CCF)

Cortar três placas de CCF com 4 cm de largura e 8 cm de altura. Traçar a lápis,

levemente, uma linha horizontal a cerca de 1 cm da base de cada placa e marcar 6 pontos

equidistantes sobre essa linha. Preparar os eluentes diclorometano, n-hexano e

diclorometano/n-hexano 3:5 e vertê-los nas respectivas tinas cromatográficas de modo a

ter cerca de 0.5 cm de altura de líquido.

Cortar três rectângulos de papel de filtro, de largura igual ao diâmetro das tinas e

comprimento igual à altura das tinas. Colocar o papel de filtro dentro de cada tina, tapá-la

e aguardar cerca de 10 minutos até que todo o papel se tenha impregnado de eluente.

Entretanto, dissolver a amostra do óleo essencial isolado em 2 mL de éter dietílico (4 mL no

caso do cravinho). Com o auxílio de um tubo capilar colocar em cada ponto (devidamente

identificado na parte inferior) marcado em cada placa de CCF, uma gota de cada uma das

soluções a eluir (amostra + padrões). NÃO MISTURAR OS TUBOS NEM CONFUNDIR OS

PONTOS!!! Deixar secar as gotas e repetir a operação duas vezes mais. Colocar as placas

dentro da tina cromatográfica correspondente e tapar. Deixar subir o eluente até cerca de

0.5 cm do topo da placa, retirar a placa da tina e deixá-la secar sobre a tampa da tina.

Revelar as manchas eluídas por UV e em câmara de iodo. Marcar os contornos das

manchas observadas a lápis, medir os respectivos Rf e identificar os componentes da

amostra.

Bibliografia

1. David C. Eaton, “Laboratory investigations in organic chemistry”, McGraw-Hill, Nova

Iorque, 1989.

2. H. Dupont Durst e George W. Gokel, “Experimental organic chemistry” 2ª Ed., McGraw-

Hill, Nova Iorque, 1987.

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TRABALHO 4

Determinação de Ácido Ascórbico em Sumos

Introdução

O sumo de laranja deverá conter um mínimo de 230 mg de ácido ascórbico por kg

(NP-1424). O ácido ascórbico pode ser determinado em sumos através de uma reacção de

oxidação-redução, utilizando como reagente oxidante o 2,6-diclorofenolindofenol (DPIP). A

reacção do DPIP com o ácido ascórbico é traduzida pela seguinte equação:

Esquema 1: Equação química da reacção de oxidação do ácido ascórbico

O DPIP é azul em meio neutro ou alcalino e vermelho quando em meio ácido. Na sua

forma reduzida é incolor. Assim, ao titularmos uma solução ácida de ácido ascórbico com

DPIP, a solução inicialmente azul torna-se incolor em contacto com a solução de ácido

ascórbico. Quando todo o ácido ascórbico tiver sido consumido, qualquer excesso de DPIP

que se adicione ao titulado dar-lhe-á coloração rósea, proporcionando um meio de detecção

do ponto final da titulação.

Procedimento experimental

Material

• 1 Bureta + suporte

• 2 Matráses de 200 mL

• 1 Balão volumétrico de 250 mL

• 1 Gobelé de 50 mL

• 1 Matrás com rolha de 100 mL

• 1 Balão volumétrico de 25,00 mL

• 2 Pipetas volumétricas de 2,00 mL

• 1 Pipeta volumétrica de 40,00 mL

• 1 Proveta de 50 mL

• 1 Funil para bureta

DPIP

Ácido desidroascórbico Ácido ascórbico

Reagentes

1. Reagente DPIP: num gobelé ou matrás, dissolver 0,06 g de DPIP e 0,05 g de

hidrogenocarbonato de sódio em 250 mL de água, colocando a solução resultante

em agitação contínua num agitador magnético

(Nota: a preparação não deve ser rigorosa, pois esta solução será padronizada no

final).

2. Solução padrão de ácido ascórbico: num balão volumétrico, dissolver 0,0500 g de

ácido ascórbico e 0,2 g de ácido oxálico em água, até perfazer o volume.

(Nota: pesar o ácido ascórbico rigorosamente, dado tratar-se da preparação de

uma solução padrão, logo, de título que se pretende rigoroso).

3. Ácido oxálico.

4. Sumo de laranja.

Pipetar uma amostra de 40,00 mL de sumo para um matrás e adicionar 0,2 g de

ácido oxálico. Agitar suavemente de modo a dissolver todo o ácido oxálico. Pipetar 2,00 mL

desta solução para um matrás, adicionar 30 mL de água e titular com solução de DPIP até

que o ponto final seja visualizado pelo aparecimento de cor rósea persistente.

Padronizar a solução de DPIP utilizando 1,00 mL da solução padrão de ácido

ascórbico, efectuando o procedimento anterior.

Apresentar os resultados em mg de ácido ascórbico por 100 g de sumo.

Bibliografia:

1. NP-3030, 1985, Frutos, Produtos Hortícolas e seus Derivados, Determinação do teor de

ácido ascórbico. Processos correntes.

2. NP-1424, 1983, Derivados de Frutos e Produtos Hortícolas, Sumo de Laranja,

Definição, composição, características e acondicionamento.

3. Haddad, P., 1977, Vitamin C Content of Commercial Orange Juices, J. Chem. Ed. 54,

192-193.

15

TRABALHO 5

Arco-íris quimioluminescente

Introdução

A quimioluminescência produzida pela oxidação de etanodioatos de diarilo como, por

exemplo, o etanodioato de bis(2,4- dinitrofenilo), na presença de corantes fluorescentes é

bem mais espectacular que aquela produzida pelo luminol [1-3]. A quimioluminescência de

peroxioxalatos constitui a base das “barras de luz” usadas para a iluminação de emergência

e subaquática, e para os colares cintilantes tão apreciados nas festas populares. Desde

1980, esta reacção tem sido amplamente utilizada como uma ferramenta analítica para

análise de vestígios [4,5] e é actualmente o método de detecção de quimioluminescência

que apresenta maior sensibilidade e versatilidade em cromatografia líquida [6]. A reacção

global pode ser representado por:

Esquema 1: Reacção de quimioluminescência

Muito embora a maioria das reacções de quimioluminescência envolva a emissão a

partir de um intermediário derivado de um dos reagentes, na reacção do peroxioxalato a

energia é transferida para várias moléculas fluorescentes, que por sua vez, emitem luz

durante a relaxação do primeiro estado singleto excitado. O esquema reaccional genérico

pode ser representado da seguinte forma:

Esquema 2: Transferência de energia para uma molécula fluorescente

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A primeira equação representa o passo limitante da velocidade, logo a duração da

quimioluminescência é indicativa da velocidade desta reacção.

A reacção de um oxalato com peróxido de hidrogénio produz pelo menos um, mas

possivelmente dois ou mais, intermediários altamente energéticos capazes de gerar o

estado singleto excitado de moléculas fluorescentes. O decaimento de radiação da molécula

fluorescente excitada produz a emissão de luz observada, podendo usar-se uma variedade

de moléculas fluorescentes (fluorofors) para produzir uma gama de cores.

Como ésteres podem ser usados os oxalatos de bis(2,4-dinitrofenilo) (DNPO) e bis

(2,4,6-triclorofenilo) (TCPO).

Demonstração

A experiência deve ser feita numa sala escura. O procedimento descrito foi

ligeiramente alterado relativamente ao original [6].

Dissolver 150 mg de DNPO (ou TCPO) em 90 mL de uma solução de acetato de etilo

(80%) - acetonitrilo (20%). Colocar 10-15 mL desta solução em tubos de ensaio e

adicionar alguns mg dos sensibilizadores. A reacção com TCPO requer a adição de ca. 0,2 g

de salicilato de sódio em cada tubo de ensaio. A quimioluminescência é iniciada pela adição

de 1-2 mL de solução de peróxido de hidrogénio a 1% em acetonitrilo (esta solução é

preparada juntando a 1,5 mL de H2O2 a 30%, contidos num balão volumétrico de 50 mL,

acetonitrilo até completar o volume). Podem ser usados os sensibilizadores apresentados a

seguir:

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Bibliografia

1. A.G. Mohan and N.J. Turro, “A facile and effective chemiluminescence demonstration”,

J. Chem. Educ., 1974, 51, 528.

2. B.Z. Shakhashiri, L.G. Williams, G.E. Dirreen and A. Francis, “A cool-light

chemiluminescence”, J. Chem. Educ., 1981, 58, 70.

3. D. Potrawa and A. Schleip, “Die Chemilumineszenz von Oxalestern - “Lightsticks”, MNU

Mathematische und Naturwissenshaftliche Unterricht, 1983, 36, 284; Chem. Abstr.,

1983, 99, 193921.

4. A.G. Hadd and J.W. Birks, in Selective Detectors: Environmental, Industrial, and

Biomedical Applications, ed. R.E. Sievers, Wiley, New York, 1995, pp. 209-239.

5. P.J.M. Kwakman and U.A.T. Brinkman, Anal. Chim. Acta., 1992, 266, 175.

6. A.G.Hadd, D.W.Lehmpuhl, L.R.Kuck, J.W.Birks and G.P.Mell, “Chemiluminescence

demonstration illustrating principles of ester hydrolysis reactions”, J. Chem. Educ.,

1999, 76, 1237; http://www.chem.leeds.ac.uk/delights/texts/VV_exp_26.htm.