NEMATOLOGIA BRASILEIRAnematologia.com.br/files/revnb/34_4.pdf · 2019-01-04 · Nematoides...

NEMATOLOGIA BRASILEIRA Volume 34 número 4 dezembro de 2010

ARTIGOS

Survey of Entomopathogenic Nematodes (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinerne-

matidae) in Rio Grande do Sul State, Brazil - Carla R.C. Barbosa-Negrisoli, Mauro S. Garcia,

Claudia Dolinski, Aldomario S. Negrisoli Jr., Daniel Bernardi & Fioravante J. dos Santos ........... 189-197

Reação de Variedades de Cana-de-açúcar aos Nematoides-das-galhas - Cláudia R. Dias-

Arieira, Daniela A. Santos, Eliezer R. Souto, Fabio Biela, Fernando M. Chiamolera,Tatiana P.L. da

Cunha, Simone de M. Santana & Heriksen H. Puerari ................................................................... 198-203

Reação de Linhagens de Feijão-guandu a Rotylenchulus reniformis e Pratylenchus zeae -

Jerônimo V. Araújo Filho, Mário M. Inomoto, Rodolfo Godoy & Luiz Carlos C.B. Ferraz ......... 204-210

Assessment of Methods and Criteria for Screening Psidium spp. For Resistance to

Meloidogyne enterolobii - Guilherme B. Miranda, Ricardo M. Souza & Alexandre P. Viana .211-219

Reação de Genótipos de Soja a Meloidogyne enterolobii e M. ethiopica - Waldir P. Dias,

Vânia M. Freitas, Neucimara R. Ribeiro, Antonio W. Moita, Martin Homechin, Natália M.B. Parpinelli

& Regina M.D.G. Carneiro ............................................................................................................. 220-225

COMUNICAÇÕES

Estudo Comparativo de Multiplicação In Vitro de Seis Espécies de Pratylenchus em

Cilindros de Cenoura - Vilmar Gonzaga & Jaime M. dos Santos ............................................. 226-230

Paecilomyces lilacinus e Esterco Bovino para o Controle de Meloidogyne incognita em

Tomateiro e Alface - Júnia C. Machado, Bruno S. Vieira, Everaldo A. Lopes & Ellen J. Canedo

..........................................................................................................................................................231-235

NEMATOLOGIA BRASILEIRA Volume 34 Number 4 December 2010

ARTICLES

Survey of entomopathogenic nematodes (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinerne-

matidae) in Rio Grande do Sul State, Brazil - Carla R.C. Barbosa-Negrisoli, Mauro S. Garcia,

Claudia Dolinski, Aldomario S. Negrisoli Jr., Daniel Bernardi & Fioravante J. dos Santos ........... 189-197

Reaction of sugarcane varieties to root-knot nematodes - Cláudia R. Dias-Arieira, Daniela A.

Santos, Eliezer R. Souto, Fabio Biela, Fernando M. Chiamolera,Tatiana P.L. da Cunha, Simone de M.

Santana & Heriksen H. Puerari ...................................................................................................... 198-203

Host response of Brazilian pigeonpea lines to Rotylenchulus reniformis and Pratylenchus

zeae - Jerônimo V. Araújo Filho, Mário M. Inomoto, Rodolfo Godoy & Luiz Carlos C.B. Ferraz .........

..........................................................................................................................................................204-210

Assessment of Methods and Criteria for Screening Psidium spp. For Resistance to

Meloidogyne enterolobii - Guilherme B. Miranda, Ricardo M. Souza & Alexandre P. Viana .211-219

Reaction of soybean genotypes to Meloidogyne enterolobii and M. ethiopica - Waldir P.

Dias, Vânia M. Freitas, Neucimara R. Ribeiro, Antonio W. Moita, Martin Homechin, Natália M.B.

Parpinelli & Regina M.D.G. Carneiro ............................................................................................ 220-225

COMMUNICATIONS

Comparative study of in vitro multiplication of six Pratylenchus species in carrot

cylinders - Vilmar Gonzaga & Jaime M. dos Santos .................................................................... 226-230

Paecilomyces lilacinus and cow manure for the control of Meloidogyne incognita in

tomato and lettuce - Júnia C. Machado, Bruno S. Vieira, Everaldo A. Lopes & Ellen J. Canedo

......................................................................................................................................................... 231-235

Nematologia BrasileiraPiracicaba (SP) Brasil

189

Survey of Entomopathogenic Nematodes (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae) in Rio Grande do Sul State, Brazil

Survey of Entomopathogenic Nematodes (Rhabditida: Heterorhabditidae,Steinernematidae) in Rio Grande do Sul State, Brazil

Carla R.C. Barbosa-Negrisoli1, Mauro S. Garcia1, Claudia Dolinski2*, Aldomario S.Negrisoli Jr.1, Daniel Bernardi1 & Fioravante J. dos Santos3

1Laboratório de Biologia de Insetos e Controle Biológico, Universidade Federal de Pelotas, P.O. Box 354, 96010-900,Pelotas (RS) Brazil.

2Laboratório de Fitopatologia e Entomologia, Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, 28013-602,Campos de Goytacazes (RJ) Brazil.

3Laboratório de Solos, Universidade Federal de Pelotas.*Corresponding author: [email protected]

Recebido para publicação em 18 / 04 / 2010. Aceito em 17 / 11 / 2010.Editado por Luiz Carlos C.B. Ferraz

Summary - Barbosa-Negrisoli, C.R.C., M.S. Garcia, C. Dolinski, A.S. Negrisoli Jr., D. Bernardi & F.J. Santos.2010. Survey of entomopathogenic nematodes (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae) in Rio Grandedo Sul State, Brazil.

Entomopathogenic nematodes (EPNs) have been found in different ecosystems. It is generally acceptedthat natural habitats have the highest probability of the occurrence of native species suitable for mass releaseagainst local pests, because they are adapted to the climate and other population regulators. The introductionof exotic EPNs may have a negative impact on the native non-target organisms. Therefore, it is important todetermine the occurrence of native EPNs in a particular area, and this study aimed to search for EPN speciesin Rio Grande do Sul State, Brazil. From the 121 soil samples collected, 15.7 % contained EPNs (9.9 %steinernematids and 5.8 % heterorhabditids). Steinernema feltiae, S. rarum and S. riobrave were isolated for the firsttime in the country. Steinernema rarum and Heterorhabditis bacteriophora were the most common EPNs found(73.6 %). The data showed highest prevalence of EPNs in the north-northeast regions, in sandy soils, attemperatures up to 25 ºC, from 700 to 1,100 m of altitude. H. bacteriophora and S. rarum were recorded at sealevel. Although the number of samples collected was not sufficient to be representative of all the species thatoccur in this region of Brazil, the current data are expected to be important for use in local pest controlprograms.Key words: Heterorhabditis, Steinernema, occurrence, abiotic factors.

Resumo - Barbosa-Negrisoli, C.R.C., M.S. Garcia, C. Dolinski, A.S. Negrisoli Jr., D. Bernardi & F.J. Santos.2010. Isolamento de nematóides entomopatogênicos (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae) noEstado do Rio Grande do Sul, Brasil.

Nematoides entomopatogênicos (NEPs) estão presentes em vários ecossistemas. Em habitats naturais émaior a probabilidade de ocorrência de espécies nativas, que podem ser mais adequadas para liberaçõesinundativas contra pragas locais devido à adaptação ao clima e a outros reguladores populacionais. A introduçãode NEPs exóticos pode ter um impacto negativo nos nematoides nativos. Portanto, este estudo teve comoobjetivo amostrar áreas nativas do Estado do Rio Grande do Sul, Brasil, para se conhecer as espécies de NEPsali existentes. De 121 amostras de solo coletadas, 15,7 % continham NEPs (9,9 % esteinernematídeos e 5,8 %heterorrabditídeos). Steinernema feltiae, S. rarum e S. riobrave foram isoladas pela primeira vez no país. Steinernemararum e Heterorhabditis bacteriophora foram os NEPs mais comumente encontrados (73,6 %). A maior incidênciade NEPs foi obtida nas regiões norte e nordeste, em solos arenosos, até 25 ºC, e entre 700 a 1.100 m de

ARTIGO

190 Vol. 34(4) - 2010

Carla R.C. Barbosa-Negrisoli, Mauro S. Garcia, Claudia Dolinski, Aldomario S. Negrisoli Jr., Daniel Bernardi & Fioravante J. dos Santos

IntroductionEntomopathogenic nematodes (EPNs) of the

genera Steinernema and Heterorhabditis (Rhabditida:Steinernematidae, Heterorhabditidae) arecosmopolitan, being present in soils and sediments inseveral ecosystems, limited by water availability. Theymove through the pores and water film that coversoil particles traveling short distances, depending onenvironmental conditions, in their search for a host tofeed and reproduce on (Treonis & Wall, 2005). EPNshave an important role in controlling various soil insectspecies (Kaya, 1990), and they are frequently detectedin most terrestrial habitats either in natural, agriculturalor other disturbed soils (Hominick, 2002).

Various searches of EPNs have been carried outin natural habitats throughout the world, as previouslysummarized by Hominick (2002). In Brazil, EPNswere found in the states of Minas Gerais (Molina-Acevedo et al., 2005), Rondônia (Dolinski et al., 2008)and Piauí (Barbosa-Negrisoli et al., 2007), amongothers.

As a result of these studies, new species of EPNshave being described worldwide and investigationdealing with their population dynamics are crucial tounderstand their persistence, distribution and effecton local insect populations (Hominick & Reid, 1990).In addition, climate parameters such as precipitation,relative humidity, air and soil temperature influencepersistence of EPNs in the soil (Mrácek et al., 2005).

Natural habitats present a higher probability ofoccurrence of native species, serving as an importantsource in relation to biodiversity and use in biocontrol(Stock & Gress, 2006). These species can be moresuitable to mass release against local pests due to theiradaptation to the local climate and other populationregulators (Bedding, 1990). In addition, many countriesconsider that the introduction of exotic EPNs mayresult in negative impact on the native non-targetorganisms (Bathon, 1996; Dolinski & Moino Jr., 2006).

The present study aimed to determine the

occurrence and prevalence of the genera Heterorhabditisand Steinernema in different areas of Rio Grande doSul State (RS), Brazil, in relation to abiotic factors suchas habitat, altitude, and soil (type, texture, andtemperature).

Material and MethodsSoil sampling was done in the regions of Central

Depression (CD), Central Plateau (CP), Coastal Plain(CTP), Medium Plain (MP) and South Plain (SP),comprising agronomic crops, pastures and nativeforests cultivated in RS, covering an area ofapproximately 150.000 km2.

Soil samples were collected by hoeing andshoveling to a depth of 15 to 20 cm, and each sampleconsisted of ten 100 g-sub-samples. The sub-sampleswere mixed in buckets, placed in plastic bags andtransported in Styrofoam boxes to keep them at 20 ºto 25 ºC (Kaya & Stock, 1997). Each bag was labeledwith: date, place, associated habitat, altitude,geographical position (latitude and longitude) and soiltemperature taken at 20cm depth. The sampling routewas planned to comprise the different RS regions,and the number of samples for each region was takenat random.

In the laboratory, soil samples were wetted withdistilled water when necessary, up to field capacity.According to the modified methodology of Bedding& Akhurst (1975), each sample was divided into twoplastic containers (14 x 14 x 7 cm), to which ten lastinstar larvae of Galleria mellonella (Lepidoptera:Pyralidae) were added. Containers were closed andinverted so that the insects were in full contact withsoil. The containers were kept at room temperature(25 ± 3 ºC) and after seven days, the dead larvae withinfection symptoms by EPNs were superficiallydisinfested with sodium hypochlorite at 0.1%, placedin a dry chamber (9 cm Petri dish with filter paper)and incubated in a germination chamber at 25 ºC,RH 70 ± 10 % and 12 h photophase. After three

altitude. H. bacteriophora e S. rarum foram registrados ao nível do mar. Embora o número de amostras coletadasnão fosse suficiente para descrever todas as espécies de NEPs ocorrentes no Estado, os dados obtidos deverãoser úteis em programas futuros de biocontrole de pragas locais.Palavras-chaves: Heterorhabditis, Steinernema, ocorrência, fatores abióticos


191


days, the larvae were transferred to modified Whitetraps (White, 1927) for harvesting of infective juveniles(IJs). Parasitism was confirmed through the Koch’spostulates, and the nematodes were multiplied for fivegenerations in G. mellonella larvae. The isolates wereidentified using the morphometrics of IJs and males(Nguyen & Smart, 1995) and molecular technique(Dolinski et al., 2008).

The sufficiency of samples was determined bycollector curve or logarithmic regression analysis, fromthe cumulative curve of additional species adaptedfrom Santana & Souto (2006). In order to determinethe relationship of the abiotic factors with the incidenceof EPNs, the percentage (P) of isolated EPNs foreach observed variable [regions, habitats, altitudes andsoils (type, granulometry and temperature)] wascalculated through the relationship between thenumber of positive EPN samples and total numberof samples. Also, the total percentage isolation (TP)was obtained through the relationship between thetotal positive samples with nematodes and the totalcollected samples, as follows: P = (number of positivesamples in each variable / number of samples takenin that variable) x 100, and TP = 100 (total numberof positive samples / total number of samples) x100.

Results and DiscussionFrom the 121 soil samples collected, 19 (15.7 %)

were EPN positive (Figure 1, Table 1). EPNs havebeen isolated all over the world and the available dataof their prevalence, i.e., percentage of samples thatare positive, can vary drastically, as pointed out anddiscussed by Hominick (2002). This variation is largelydue to the fact that they are aggregated, rather than atrandom, in distribution, thus requiring a great samplingeffort (= size of sample area, number of samples,size of samples) and the use of a combination ofextraction techniques to provide that the losses maybe kept to a minimum. The prevalence can also varywith time, as the existence of local dominant andcomparatively rare EPN species is already wellestablished; many samples are necessary to recover allspecies occurring in a determined region, if this isaccepted as possible. Habitat type and other factorscan also affect the prevalence. In Brazil, previousattempts to correlate the occurrence of EPNs withabiotic factors are not available.

Steinernema rarum (36.8 %) and Heterorhabditisbacteriophora (31.6%) were the most common speciesfollowed by Steinernema sp. (10.4 %), H. amazonensis(5.2 %), S. feltiae (5.2 %), S. glaseri (5.2 %), and S.riobrave (5.2 %). Two Steinernema isolates could not be

Table 1 - Occurrence of entomopathogenic nematodes in different regions of Rio Grande do Sul State, Brazil.

1Total percentage.

Regions

Central Depression 8 2 25.00 1 0 0 0 0 0 1Central Plateau 4 1 25.00 0 0 1 0 0 0 0Coastal Plain 43 2 6.97 1 0 1 0 0 0 0Medium Plain 38 13 34.20 4 1 5 1 1 0 1South Plain 3 1 33.33 0 0 0 0 0 1 0Others 25 0 0.00 0 0 0 0 0 0 0Total 121 19 - 6 1 7 1 1 1 2TP1 15.7 31.6 5.2 36.8 5.2 5.2 5.2 10.4

Tota

l num

ber

of s

ampl

es

Tota

l num

ber

of p

ositi

ve s

ampl

es

% o

f po

sitiv

e sa

mpl

es (

Prev

alen

ce)

H. b

acte

rioph

ora

H. a

maz

onen

sis

S. r

arum

S. fe

ltiae

S. g

lase

ri

S. r

iobr

ave

Stei

nern

ema

sp.

192 Vol. 34(4) - 2010


identified as they did not multiply in G. mellonella. Thisstudy revealed for the first time in Brazil the occurrenceof S. feltiae, S. rarum and S. riobrave. S. rarum was firstisolated in the Province of Córdoba, Argentina(Doucet, 1986). H. bacteriophora is consideredcosmopolitan (Hominick, 2002) and has been foundin other regions of Brazil, such as in the states ofPernambuco (Poinar, 1990) and São Paulo(Vasconcelos et al. 2004). S. glaseri was first recordedin Brazil in the state of São Paulo, as a parasite ofeggs of Migdolus fryanus, a sugarcane soil pest (Pizanoet al., 1985). H. amazonensis, so far only found in Brazil,it was originally described from the state ofAmazonas (Andaló et al., 2006).

The EPNs were found in all parts of RS, but mostfrequently in the north-northeast region (MP – MediumPlateau and Above) (Table 1). Despite the fact thatBrazil is considered a tropical country, RS has atemperate climate, favoring the occurrence of

steinernematids (Salas-Luévano, 2001), as also reportedin Ireland, where they form 98 % of the insect-parasitic nematofauna (Griffin et al., 1991).Heterorhabditids prevail most in tropical regions(Roman & Beavers, 1982; Hominick & Briscoe, 1990;Hara et al. 1991). In Brazil, several authors mentioneda higher number of heterorhabditids adapted to mildand hot environments, for example in the states ofAmazonas (Andaló et al., 2006), Minas Gerais (Molina-Acevedo et al., 2005), Rio de Janeiro (C. Dolinski,UENF, personal observation), Rondônia (Dolinski etal., 2008), and São Paulo (Fowler, 1988).

Entomopathogenic nematodes were present in7.69 % to 18.18 % of samples from vegetables, forest,native pastures, fruit trees and corn crop, and between21.42 % and 25.00 % of samples within forest,soybean and tobacco (Table 2). Mrácek et al. (1999)observed higher frequency of EPNs (> 50%) in areaswith fruit trees, forests and pastures. In agricultural

Figure 1 - Geographic location of the sites from where entomopathogenic nematodes were isolated in Rio Grande do Sul State,Brazil: Central Depression (CP), Central Plateau (CP), Coastal Plain (CP), Medium Plane (MP) and South Plain (SP).


193


habitats, the occurrence was lower than 50 % in corncrop and pasture. Our results differed from the onesobtained by Mrácek et al. (2005), regarding to theCzech Republic, who observed a higher prevalencein fruit trees in relation to native pasture. The sameauthors observed low prevalence (10 – 32 %) inmanaged apple orchard, cereals and managed pasture;intermediate prevalence (36.4 – 50 %) in corn crop,vineyard, and acacia and cowpea plant; high prevalence(57 – 80 %) in non-managed apple orchard and nativepasture. In the same country, a higher frequency wasobserved of S. feltiae (35.9 %), prevailing in pastureand forests (Mrácek et al., 1999); this was also seen inthe UK and Holland, where the species occupiedpasture and refuge areas (Hominick et al., 1995).

Regarding the soil type, a high incidence of EPNswas observed in Vertisols (udert) and Alisols (udult)(100 %), followed by Nitosols (kandiudult) (33.33 %)and Latosols (undox) (32.14 %) (Table 3). As for

granulometry, heterorhabditids (85.7 %) andsteinernematids (58.4 %) were predominant in sandysoils (68.4 %) (Table 4). Due to the large diversity, thesoil type has not been a factor related to the prevalenceof EPNs. However, in agreement with the results ofthis study, in the Brazilian state of Minas Gerais,Molina-Acevedo et al. (2005) observed higher EPNprevalence (66.6 %) in soil with higher sandproportion (yellow-red Latosol) than in soil with highclay content (purple Latosol, dark-red Latosol andyellow-red Podzolic). Similarly, higher prevalence wasobserved in light soils in the Czech Republic (Mráceket al., 2005), in Hawaii (Hara et al., 1991) and Ireland(Blackshaw, 1988).

The isolated EPNs were grouped in three soiltemperature ranges (Table 5). In the samples in whichthe temperature was below 20ºC (11.76 %) and above25ºC (11.11 %) there was a higher prevalence ofEPNs. S. feltiae was the only species isolated in the

Table 2 - Occurrence of entomopathogenic nematodes as sampled in different crops of Rio Grande do Sul State, Brazil.

1Orange, apple and vine.2Splash, potato, pea, watermelon, strawberry, radish and cucumber.3Acacia, eucalyptus and pine.4Total percentage.

Tota

l num

ber

of s

ampl

es

Num

ber

of p

ositi

ve s

ampl

es

% o

f po

sitiv

e sa

mpl

es

H. b

acte

rioph

ora

H. a

maz

onen

sis

S.

raru

m

S.

felti

ae

S.

glas

eri

S.

riobr

ave

Stei

nern

ema

sp

Crop

Rice 1 0 0.0 0 0 0 0 0 0 0Oat 1 0 0.0 0 0 0 0 0 0 0Sugarcane 1 0 0.0 0 0 0 0 0 0 0Area under Fallow 15 0 0.0 0 0 0 0 0 0 0Beans 3 0 0.0 0 0 0 0 0 0 0Fruit trees 1 6 1 16.66 0 1 0 0 0 0 0Tobacco 4 1 25.00 0 0 1 0 0 0 0Forest trees (generic) 8 1 12.50 1 0 0 0 0 0 0Horticultural plants 2 13 1 7.69 1 0 0 0 0 0 0Wheat 3 2 66.66 1 0 1 0 0 0 0Native pasture 18 3 16.66 0 0 2 0 0 1 0Forest trees (identified) 3 14 3 21.42 1 0 1 0 0 0 1Soybean 12 3 25.00 1 0 1 0 0 0 1Corn 22 4 18.18 1 0 1 1 1 0 0Total 121 19 - 6 1 7 1 1 1 2TP 4 15.7 -

194 Vol. 34(4) - 2010


Table 3 - Occurrence of entomopathogenic nematodes in Rio Grande do Sul State, Brazil according to the different types of soil.

1Total percentage.

Tota

l num

ber

of s

ampl

es

Num

ber

of p

ositi

ve s

ampl

es

% o

f po

sitiv

e sa

mpl

es (

P)

H. b

acte

rioph

ora

H. a

maz

onen

sis

S.

raru

m

S.

felti

ae

S.

glas

eri

S.

riobr

ave

Stei

nern

ema

sp

Soil type

Argisoil 21 2 9.50 1 0 1 0 0 0Latosoil 28 9 32.14 3 1 3 1 0 0 1Luvisoil 9 1 11.11 0 0 0 0 0 1 0Neosoil 35 4 11.42 1 0 3 0 0 0 0Nitosoil 3 1 33.33 0 0 0 0 1 0 0Vertisoil 1 1 100 1 0 0 0 0 0 0Alisoil 1 1 100 0 0 0 0 0 0 1Others 24 0 0 0 0 0 0 0 0 0Total 121 19 - 6 1 7 1 1 1 2TP1 15.7

Table 4 - Soil granulometry and correspondent geographic location of the positive samples for entomopathogenic nematodes(isolates) found in Rio Grande do Sul State, Brazil.

Entomopathogenic nematodes Isolate Soil granulometry Latitude LongitudeSand(%) Silt (%) Clay (%)

H. bacteriophora RS33 55.3 23.8 20.9 -31º48’9,7’’ -52º25’5,8"RS56 62.9 21.7 12.8 -28º19’45" -51º05’17,0"RS57 63.7 25.0 11.4 -28º15’06,8" -51º29’46,4"RS58 63.1 26.2 11.7 -28º15’06,8" -51º29’46,4"RS88 37.3 22.8 39.8 -28º56’41,5" -53º38’54,4"RS107 67.0 19.5 13.5 -32º06’49,7" -53º08’02,6"

H. amazonensis RS72 84.2 9.7 6.0 -30º15’39" -54º58’13,1"

S. rarum RS47 60.0 18.9 21.1 -27º28’28,5" -52º54’13’7"RS55 35.5 17.1 47.4 -28º19’43,1" -51º05’17,8"RS70 51.0 29.0 20.0 -30º44’30,4" -55º06’11,6"RS89 68.6 19.2 12.5 -31º23’59,6" -52º40’48"RS90 59.0 17.6 23.4 -31º20’20,1" -52º52’32"RS102 59.6 27.4 12.9 -28º50’14" -52º51’36,9"RS106 96.0 0.4 4.4 -30º10’48" -50º12’35,9"

S. feltiae RS76 57.4 31.2 11.3 -29º38’56,9" -54º40’40,1"

S. glaseri RS38 8.3 21.2 70.5 -28º01’40" -52º14’00,6"

S. riobrave RS59 6.9 22.5 70.6 -28º14’59,9" -51º30’16,1"

Steinernema sp. RS69 17.5 56.3 26.2 -30º53’55,4" -54º51’31,7"RS92 18.2 50.8 31.0 -31º00’15,3" -52º58’49,1"

samples where the soil temperature was above 25 ºC.In general, the prevalence of Heterorhabditis sp. isnegatively correlated to high temperatures and

positively to low ones (Prasad et al., 2001). However,due to the absence of a suitable model, there iscontroversy concerning the importance of this factor


195


Table 5 - Occurrence of entomopathogenic nematodes in Rio Grande do Sul State, Brazil, in relation to the soil temperatures.

1Total percentage.

Tota

l num

ber

of s

ampl

es

Num

ber

of p

ositi

ve s

ampl

es

% o

f po

sitiv

e sa

mpl

es (

P)

H. b

acte

rioph

ora

H. a

maz

onen

sis

S.

raru

m

S.

felti

ae

S.

glas

eri

S.

riobr

ave

Stei

nern

ema

sp

Soil temperature (ºC)

< 20 68 8 11.76 3 1 2 0 1 1 020 – 25 44 10 2.27 3 0 5 0 0 0 2> 25 9 1 11.11 0 0 0 1 0 0 0Total 121 19 - 6 1 7 1 1 1 2TP1 15.7

Table 6 - Occurrence of entomopathogenic nematodes found in Rio Grande do Sul State, Brazil, according to different altitudes.

1Total percentage.

Tota

l num

ber

of s

ampl

es

Num

ber

of p

ositi

ve s

ampl

es

% o

f po

sitiv

e sa

mpl

es (

P)

H. b

acte

rioph

ora

H. a

maz

onen

sis

S.

raru

m

S.

felti

ae

S.

glas

eri

S.

riobr

ave

Stei

nern

ema

sp

Altitude (m.s.l.)

1 – 100 42 2 4.76 1 0 1 0 0 0 0100 – 200 29 5 17.24 1 1 1 1 0 0 1200 – 300 7 2 28.57 0 0 1 0 0 0 1300 – 400 9 2 22.22 1 0 1 0 0 0 0400 – 500 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0500 – 600 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0600 – 700 14 3 21.42 0 0 2 0 1 0 0700 – 800 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0800 – 900 6 5 83.33 3 0 1 0 0 1 0900 – 1,000 0 0 0 0 0 0 0 0 0 01,000 – 1,100 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0Total 121 19 - 6 1 7 1 1 1 2TP1 15.7

in the population dynamics of EPNs, and whetherthey interfere or not in incidence (Hominick & Briscoe,1990; Puza & Mrácek, 2005).

With regard to altitude, EPNs were more prevalentbetween 800 and 900 m (83.33 %) followed by 200to 300 m (28.57 %), and at sea level from 1 to 100 m(4.76 %) only H. bacteriophora and S. rarum were found(Table 6). No influence of altitude on the occurrence

of EPNs was apparent from some previous studies(Shishiniova et al., 1997; Mrácek et al., 2005). Despitethis, in Spain, Campos-Herrera et al. (2007) foundhigher prevalence of EPNs from 501 to 800 m ofaltitude and below 500 m no nematode was detected.In the Hawaiian islands, Hara et al. (1991) collected 95% of heterorhabditids at sea level (100 m), thesenematodes prevailing locally in relation to the

196 Vol. 34(4) - 2010


steinernematids. In our study, S. riobrave occurred at827 m high, but Stock & Gress (2006) recorded it at1,400 m; in opposition, S. feltiae was only present insamples collected at low altitude, as also reported byRoman & Beavers (1982) in Puerto Rico.

The number of samples collected in the presentstudy was not sufficient to represent all the EPNs thatmay occur in RS, as the collector curve (Figure 2) wasnot asymptotic, based on Colwell et al. (2004).Therefore, additional investigation dealing with theprevalence, abundance and other ecological aspectsrelated to EPNs occurring in the Rio Grande do SulState are strongly suggested.

AcknowledgementsThe authors thank Dr. Márcio Voss from Embrapa

Trigo, Passo Fundo (RS) Brazil for his help with soilsampling. C.R.C. Barbosa-Negrisoli received ascholarship from Conselho Nacional de Pesquisa eDesenvolvimento Tecnológico (CNPq).

Literature CitedANDALÓ, V., K.B. NGUYEN & A. MOINO Jr. 2006.

Heterorhabditis amazonensis n. sp. (Rhabditida:Heterorhabditidae) from Amazonas, Brazil.Nematology, 8(6): 853-867.

BARBOSA-NEGRISOLI, C. R. C., NEGRISOLI JUNIOR,A. S., MOINO JUNIOR, A., & SILVA, P. H. S. 2007.Ocorrência e identificação de NematóideEntomopatogênico do Gênero Heterorhabditis em solocultivado com arroz e feijão-caupi no estado do Piauí.Embrapa Meio-Norte, Teresina (PI). ComunicadoTécnico 194, 4 p.

BATHON, H. 1996. Impact of entomopathogenicnematodes on non-target hosts. Biocontrol ScienceTechnology, 6: 421-434.

BEDDING, R. A. 1990. Logistics and strategies forintroducing entomopathogenic nematodes technologyin developing contries. In: Gaugler, R. & H. K. Kaya(ed) Entomopathogenic nematodes in BiologicalControl. CRC Press, Boca Raton, p. 77-98.

BEDDING, R. A. & R. J. AKHURST. 1975. A simpletechnique for the detection of insect parasitic rhabditidnematodes in soil. Nematologica, 21: 109-110.

BLACKSHAW, R. P. 1988. Survey of insect-parasiticnematodes in Northern Ireland. Annals of AppliedBiology, 113: 561-565.

CAMPOS-HERRERA, R., M. ESCUER, S. LABRADOR,L. ROBERTSON, L. BARRIOS & C. GUTIÉRREZ.2007. Distribution of the entomopathogenic nematodesfrom La Rioja (Northern Spain). Journal of InvertebratePathology, 95: 125–139.

COLWELL, R. K., C. X. MAO & J. CHANG. 2004.Interpolando, extrapolando y comparando las curvasde acumulación de especies basadas en su incidencia.Ecology, 85: 2717-2727.

DOLINSKI, C. & A. MOINO Jr. 2006. Utilização denematóides entomopatogênicos nativos ou exóticos: operigo das introduções. Nematologia Brasileira, 30 (2):139-149.

DOLINSKI, C. M., F. L. KAMITANI, I. R. MACHADO & C.E. WINTER. 2008. Molecular and morphologicalcharacterization of heterorhabditid entomopathogenicnematodes from the tropical rainforest in Brazil. Memóriasdo Instituto Oswaldo Cruz, 103 (2): 150-159.

DOUCET, M. M. A. 1986. A new species of NeoaplectanaSteiner, 1929 (Nematoda: Steinernematidae) fromCórdoba, Argentina. Revue Nématologie, 9: 317.

FOWLER, H.G. 1988. Occurrence and infectivity ofentomogenous nematodes in mole crickets in Brazil.International Rice Research Newsletter, 13: 34.

Figure 2 - Sample sufficiency for entomopathogenic nematode isolated in Rio Grande do Sul State, Brazil.

y = 1.9194Ln(x) - 4.3879

R2 = 0.7488

0

1

2

3

4

5

1 7 13 19 25 31 37 43 49 55 61 67 73 79 85 91 97 103 109 115 121

number of samples

Observed Log. (Observed)

cum

ula

tive

num

ber

ofsp

ecie

s


197


GRIFFIN, C.T., J. F. MOORE & M. J. DOWNES. 1991.Occurrence of insect-parasitic nematodes in the Republicof Ireland. Nematologica, 37: 92-100.

HARA, A.H., R. GAUGLER, H.K. KAYA & L.M.LEBECK. 1991. Natural populations ofentomopathogenic nematodes (Rhabditida:Heterorhabditidae, Steinernematidae) from theHawaiian Islands. Environmental Entomology, 20(1):211-216.

HOMINICK, W. M. 2002. Biogeography. In: GAUGLER,R. (ed) Entomopathogenic Nematology. CABI,Wallingford, p. 115-137.

HOMINICK, W.M. & A.P. REID. 1990. Perspectives onEntomopathogenic Nematology. In: GAUGLER, R &H. K. KAYA (ed). Entomopathogenic nematodes inBiological Control. CRC Press, Boca Raton, p. 327-349.

HOMINICK, W.M. & B. R. BRISCOE. 1990. Occurrence ofentomopathogenic nematodes (Rhabditida:Steinernematidae and Heterorhabditidae) in British soil.Parasitology, 100: 295-302.

HOMINICK, W.M., A.P. REID & B.R. BRISCOE. 1995.Prevalence and habitat specificity of steinernematid andheterorhabditid nematodes isolated during soil surveysof the UK and the Netherlands. Journal Helminthology,69: 27-32.

KAYA, H.K. 1990. Soil Ecology. In: GAUGLER, R. & H.K.KAYA (ed) Entomopathogenic Nematodes inBiological Control. CRC Press, Boca Raton, p. 93-111.

KAYA, H.K. & S.P. STOCK. 1997. Techniques in insectnematology. In: LACEY, L.A. (ed). Manual ofTechniques in Insect Pathology. Academic Press, SanDiego, p. 281-322.

MRÁCEK, Z., S. BECVÁR & P. KINDLMANN. 1999.Survey of entomopathogenic nematodes from thefamilies Steinernematidae and Heterorhabditidae(Nematoda: Rhabditida) in the Czech Republic. FoliaParasitologica, 46: 145-148.

MRÁCEK, Z.A., S.A. BEBVÁL, P.B.C. KINDLMANN, J.JERSÁKOVÁ. 2005. Habitat preference forentomopathogenic nematodes, their insect hosts andnew faunistic records for the Czech Republic. BiologicalControl, 34: 27–37.

MOLINA-ACEVEDO, J.P., A. MOINO JR, R.S.CAVALCANTI, C. DOLINSKI & F.A. CARVALHO.2005. Amostragem e avaliação de técnicas paraisolamento de nematóides entomopatogênicos nativosobtidos em Lavras, Minas Gerais. Nematologia Brasileira,29 (1): 17-23.

NGUYEN, K.B. & G.C. SMART Jr., 1995. Morphometricsof infective juveniles of Steinernema spp. andHeterorhabditis bacteriophora (Nemata: Rhabditida).Journal of Nematology, 27: 206-212.

PIZANO, M.A., M.M. AGUILLERA, A.R. MONTEIRO& L.C.C.B. FERRAZ. 1985. Incidência de Neoaplectanaglaseri parasitando ovo de Mygdolus fryanus. NematologiaBrasileira, 9: 9-10.

POINAR Jr., G.O. 1990. Biology and taxonomy ofSteinernematidae and Heterorhabditidae. In:GAUGLER, R. & H. K. KAYA (ed). EntomopathogenicNematodes in Biological Control. CRC Press, BocaRaton, p. 23-58.

PRASAD, S.G., P.K. SINGH & H.R. RANGANATH. 2001.Population fluctuation of entomopathogenic nematode,Heterorhabditis sp. in South Andaman as influenced byweather parameters. Current Science, 80 (8): 923-924.

PUZA, V. & Z. MRÁCEK. 2005. Seasonal dynamics ofentomopathogenic nematodes of the genera Steinernemaand Heterorhabditis as a response to abiotic factors andabundance of insect hosts. Journal of InvertebratePathology, 89: 116-122.

ROMAN, J. & J.B. BEAVERS. 1982. A survey of PuertoRican soils for entomogenous nematodes which attackDiaprepes abbreviatus (L.). Journal of AgricultureUniversity of Puerto Rico, 67: 311-316.

SALAS-LUÉVANO, M.A. 2001. Existencia de nemátodosentomopatógenos (Steinerne-matidae yHeterorhabditidae) en agrosistemas del Cañon deJuchipila Zacatecas, México. Jornadas de InvestigaciónUniversidad Autónoma de Zacatecas, 5, México.

SANTANA, J.A.S. & J.S. SOUTO. 2006. Diversidade eestrutura fitossociológica da caatinga na EstaçãoEcológica do Seridó-RN. Rev. de Biologia e Ciências daTerra, 16: 232-242.

SHISHINIOVA, M., I. BUDUROVA & D. GRADINAROV.1997. Contribution to fauna of entomopathogenicnematodes (Rhabditida: Steinernematidae,Heterorhabditidae) from Bulgaria. Biotechnology &Biotechnological Equipment, 11: 45–51.

STOCK, S.P. & J.C. GRESS. 2006. Diversity and phylogeneticrelationships of entomopathogenic nematodes(Steinernematidae and Heterorhabditidae) from the SkyIslands of southern Arizona. Journal of InvertebratePathology, 92: 66-72.

TREONIS, A.M. & D.H. WALL. 2005. Soil nematodes anddesiccation survival in the extreme arid environment ofthe Antarctic Dry Valleys. Integrative and ComparativeBiology, 45: 741–750.

VASCONCELOS, V.O., J. FURLONG, G.M. FREITAS, C.DOLINSKI, M.M. AGUILLERA, R.C.D.RODRIGUES & M. PRATA. 2004. Steinernema glaseriSanta Rosa strain and Heterorhabditis bacteriophora CCAstrain as biological control agents of Boophilus microplus(Acari: Ixodidae). Parasitology Research, 94: 201-206.

WHITE, G.F. 1927. A method for obtaining infectivenematode larvae from cultures. Science, 66:302-303.

198 Vol. 34(4) - 2010

Cláudia R. Dias-Arieira, Daniela A. Santos, Eliezer R. Souto, Fabio Biela, Fernando M. Chiamolera, Tatiana P.L. da Cunha, Simone de M. Santana & Heriksen H. Puerari

Reação de Variedades de Cana-de-açúcar aos Nematoides-das-galhas*

Cláudia R. Dias-Arieira1**, Daniela A. Santos1, Eliezer R. Souto2, Fabio Biela1, Fernando M. Chiamolera1,Tatiana P.L. da Cunha1, Simone de M. Santana1 & Heriksen H. Puerari1

1Universidade Estadual de Maringá, Campus Regional de Umuarama, 87507-190 Umuarama (PR) Brasil.2Departamento de Agronomia, Universidade Estadual de Maringá, 87020-900 Maringá (PR) Brasil.

*Parte da Dissertação de Mestrado do segundo autor.**Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 30 / 09 / 2010. Aceito em 25 / 11 / 2010Editado por Mário Inomoto

Resumo - Dias-Arieira, C.R., D.A. Santos, E.R. Souto, F. Biela, F.M. Chiamolera, T.P.L. Cunha, S.M. Santana &H.H. Puerari. 2010. Reação de variedades de cana-de-açúcar aos nematoides-das-galhas.

O trabalho teve como objetivo avaliar a reação de variedades de cana-de-açúcar aos nematoides Meloidogyneincognita e M. javanica. Para isto, mudas de 29 variedades foram inoculadas com 4.000 ovos + J2 dos respectivosnematoides, permanecendo em casa de vegetação por 60 dias. Posteriormente, as plantas foram retiradas dosvasos e avaliadas quanto à população final de nematoides no sistema radicular, calculando-se o fator dereprodução (FR). Os resultados indicaram que as variedades não apresentaram reação de imunidade aosnematoides. Os maiores FR de M. incognita (FR ≥ 3,5) foram obtidos nas variedades CTC-4, CTC-7 e RB975948,enquanto para M. javanica foram para CTC-5, RB946016 e RB925345. Apenas a variedade CTC-17 apresentouFR < 1, para M. incognita.Palavras-chaves: controle, Meloidogyne, resistência, Saccharum officinarum, tolerância.

Summary - Dias-Arieira, C.R., D.A. Santos, E.R. Souto, F. Biela, F.M. Chiamolera, T.P.L. Cunha, S.M. Santana& H.H. Puerari. 2010. Reaction of sugarcane varieties to root knot nematode.

The aim of this study was to assess the reaction of sugarcane varieties to Meloidogyne incognita and M. javanicanematodes. Seedlings of 29 varieties were inoculated with 4,000 nematode eggs + J2 and kept in a greenhousefor 60 days. The plants were then removed from the pots and the final nematode population in the root systemassessed to calculate the reproduction factor (RF). The results indicated that none of the varieties presentedimmunity to the nematodes. The higher RF for M. incognita (RF ≥ 3.5) was obtained in CTC-4, CTC-7 andRB975948 varieties, and for M. javanica was in CTC-5, RB946016 and RB925345 varieties. The only varietywith an RF < 1 for M. incognita was CTC-17.Key words: control, Meloidogyne, resistance, Saccharum officinarum, tolerance.

ARTIGO

IntroduçãoDiversos gêneros de fitonematoides são reportados

como fatores condicionantes da produtividade decana-de-açúcar, Saccharum spp. (Moura & Almeida,1981). Mais de 310 espécies, filiadas a pelo menos 48gêneros, já foram encontradas na rizosfera destacultura, algumas causando significativas reduções deprodutividade (Cadet & Spaull, 2005). Em plantaçõesdo estado de São Paulo, a cana-de-açúcar é citada entreas culturas mais prejudicadas por tais patógenos

(Novaretti et al., 1984).Dentre as espécies que atacam a cana-de-açúcar,

as principais limitantes da produção pertencem aogênero Meloidogyne. Um dos primeiros relatos daocorrência desses nematoides nessa cultura foi feitona ilha de Java (Indonésia) por Treub, no ano de 1885.No nordeste do Brasil, esta doença recebe adenominação de mal-das-reboleiras e caracteriza-sepor apresentar progressão rápida e alta severidade àcana-de-açúcar (Moura & Almeida, 1981). Duas


199

Reação de Variedades de Cana-de-açúcar aos Nematoides-das-galhas

espécies de nematoide-das-galhas comprometem aprodução dessa cultura no Brasil, M. incognita e M.javanica, sendo encontradas em praticamente todas asregiões produtoras.

A importância dos nematoides-das-galhas para acultura da cana-de-açúcar pode ser especialmenteverificada com o aumento na produtividade devidoao controle destes patógenos, conforme foiconstatado nos trabalhos realizados por Dinardo-Miranda et al. (1995) e Dinardo-Miranda (2001).

Vários métodos de controle têm sido estudadosvisando diminuir as populações de fitonematoides nacultura da cana-de-açúcar a níveis abaixo do limiar dedano econômico, como nematicidas, rotação deculturas, revolvimento do solo nas épocas mais quentesdo ano, variedades resistentes ou tolerantes, eincorporação de matéria orgânica (Dinardo-Mirandaet al., 1995; Barros et al., 2000). Contudo, o plantio devariedades resistentes é a solução ideal para oproblema com os nematoides na agricultura(Novaretti et al., 1988). Por outro lado, o uso contínuode variedades suscetíveis de cana-de-açúcar favoreceo aumento das populações de nematoides,possibilitando maior incidência e severidade dadoença, contribuindo para baixa produtividadeagrícola (Moura & Almeida, 1981).

Praticamente não há no mercado material genéticocom resistência aos nematoides-das-galhas. Apenas avariedade SP70-1143 foi relatada com estacaracterística (Novaretti et al., 1981). Por outro lado, asuscetibilidade das variedades de cana-de-açúcar a estespatógenos já foi comprovada por diversospesquisadores (Dinardo-Miranda et al., 1995; Novarettiet al., 1998; Dinardo-Miranda, 1999; Moura et al.,1999). Dinardo-Miranda et al. (1995), estudando nocampo o comportamento de variedades de cana-de-açúcar a M. javanica, observaram que 12 dos materiaisavaliados apresentaram suscetibilidade ao nematoide,com incrementos na produção, variando de 8,2 t /ha para RB785148 até 23,5 t / ha para SP78-1233,devidos ao controle.

Com a liberação constante de grande número degenótipos para plantio em áreas comerciais, éimportante avaliar a reação destas novas variedadesde cana-de-açúcar frente aos nematoides-das-galhas.Assim, o presente trabalho teve como objetivo avaliar

a suscetibilidade de variedades de cana-de-açúcar aM. javanica e M. incognita.

Material e MétodosO experimento foi conduzido em casa de

vegetação da Universidade Estadual de Maringá,Campus Regional de Umuarama, no período de janeirode 2009 a janeiro de 2010. As avaliações foramrealizadas em quatro épocas diferentes, de acordo coma disponibilidade das variedades. Os materiaisselecionados para esse estudo foram CTC-1, CTC-4,CTC-5 e CTC-8 (experimento 1); CTC-11, CTC-12,CTC-13, CTC-14, CTC-15, CTC-16, CTC-17 eCTC-18 (experimento 2); RB835054, RB925345,RB946016, RB867515, RB976933, RB928064,RB956911, RB855336, RB966928 e RB855156(experimento 3); RB975932, RB925345, RB975948,RB975944, RB945197, RB945961 e RB72454(experimento 4).

Inicialmente os toletes das variedades de cana-de-açúcar foram cortados para a retirada das gemas, asquais foram colocadas em recipiente gerbox, com papelgermiteste e água, permanecendo por seis dias noaparelho germinador para que as gemas pudesseminiciar o desenvolvimento. Posteriormente, foramtransferidos para bandejas de polietileno contendoareia lavada e autoclavada (2 h / 120oC), dandocondições para a formação inicial de raízes e parteaérea. Após um período de aproximadamente 20 dias,as mudas foram transplantadas individualmente paravasos de 3,0 l contendo uma mistura de solo : areia(2:1), previamente autoclavada.

Os inóculos de M. javanica e M. incognita forampreparados a partir de populações puras, mantidasem casa de vegetação, em tomateiro (Solanumlycopersicum) ‘Santa Cruz Kadá’ durante seis meses. Osmesmos foram obtidos por meio da metodologiaproposta por Hussey & Barker (1973), adaptada porBoneti & Ferraz (1981), sendo a suspensão calibradapara 1.000 ovos + juvenis de segundo estádio (J2) em1 ml de água, com auxílio de lâmina de Peters emicroscópio óptico. A inoculação das plantas de cana-de-açúcar foi realizada utilizando-se 4 ml da suspensãodo inóculo dos respectivos nematoides, a qual foiuniformemente distribuída em quatro orifícios de 3 a4 cm de profundidade, ao redor da planta. Tomateiro

200 Vol. 34(4) - 2010


‘Santa Cruz Kadá’ foi inoculado para confirmar aviabilidade do inóculo.

Após 60 dias da inoculação, as plantas foramretiradas dos vasos, coletando-se os sistemasradiculares, os quais foram cuidadosamente lavados.O tolete que gerou a nova planta foi descartado. Osovos e J2 foram extraídos das raízes seguindo ametodologia de Hussey & Barker (1973), adaptadapor Boneti & Ferraz (1981). O material obtido foiavaliado sob microscópio óptico, em lâmina de Peters.Os valores obtidos, correspondentes à populaçãofinal, foram transpostos para a fórmula FR = (Pf /Pi), onde FR, Pf e Pi correspondem ao fator dereprodução, população final e população inicial,respectivamente (Oostenbrink, 1966).

O delineamento experimental utilizado foiinteiramente casualizado, com seis repetições para cadatratamento. Os dados obtidos para cada espécie deMeloidog yne, em cada experimento, foramestatisticamente estudados pela análise de variância,utilizando-se o teste de Tukey a 5 %, para acomparação das médias, no programa estatísticoSPSS.

Resultados e DiscussãoOs resultados obtidos para M. javanica mostraram

a suscetibilidade de todas as variedades, quando seutilizou o método de classificação baseado no fatorde reprodução (Oostenbrink, 1966) (Tabela 1). Apesarde este método apresentar algumas limitações, é omais viável para o uso em cana-de-açúcar, visto queneste hospedeiro nem sempre ocorre a formação degalhas visíveis, o que dificulta o uso de escalas baseadasno número de galhas ou massas de ovos. A viabilidadedo inóculo de M. javanica foi comprovada pelo FRvariando de 4,4 a 7,6.

No experimento 1, as variedades CTC-1 e CTC-8 apresentaram população final de M. javanicaestatisticamente inferior às variedades CTC-4 e CTC-5, as quais apresentaram FR iguais a 3,2 e 3,8,respectivamente (Tabela 1). No experimento 2, entreas variedades CTC-11 a CTC-18, verificou-se que amenor população final foi para a CTC-11, sendo estaestatisticamente inferior ao obtido para CTC-14 eCTC-16. Neste experimento, os FR variaram de 1,0a 1,8, para as variedades CTC-11 e CTC-16,

respectivamente.No terceiro experimento, utilizando variedades do

grupo RB (Tabela 1), observou-se que o maior FRde M. javanica foi para RB946016, sendo este igual a4,6, enquanto os menores fatores de reproduçãoforam observados para as variedades RB35054 eRB976933, com respectivos valores iguais a 1,3 e 1,8.Todas as variedades avaliadas no experimento 4,apresentaram FR > 2,0, com o maior valor observadopara a variedade RB925345, equivalente a 4,6.

A suscetibilidade de variedades de cana-de-açúcara M. javanica foi anteriormente observada por outrospesquisadores. Dinardo-Miranda et al. (1995)estudaram a suscetibilidade de doze variedades decana-de-açúcar em áreas naturalmente infestadas porM. javanica e observaram que todas proporcionarama reprodução do nematoide, apontando comotolerante apenas as variedades RB735275, SP71-1632e SP72-1861. Em outro trabalho, aumentos naprodução na ordem de 20 a 30 % foram obtidospelo controle de M. javanica em variedades comoRB835486, RB845257 e RB72454 (Dinardo-Miranda,2001). De acordo com Cadet & Spaull (2005), emáreas de produção, as perdas ocasionadas por M.javanica podem chegar a 15 t de cana-de-açúcar porhectare. Vale ressaltar que essa espécie tem sidoassinalada como uma das mais frequentes em canaviaisbrasileiros (Dinardo-Miranda et al., 2003; Severino etal., 2008).

Quanto a M. incognita, a viabilidade do inóculo foicomprovada pelo FR variando entre 4,8 e 6,2 emtomateiro. Para esta espécie, os dados observados noexperimento 1 foram semelhantes àqueles obtidospara M. javanica, uma vez que as variedades CTC-4 eCTC-5 apresentaram população final estatisticamentesuperior às variedades CTC-1 e CTC-8. Noexperimento 2 não foi observada diferença estatísticano número de ovos (Pf) entre as variedades CTC-11a CTC-18 e, com exceção de CTC-7, que apresentouFR = 0,8, as demais variedades comportaram-secomo suscetíveis, com FR ≥ 1 (Tabela 1).

Para as variedades RB avaliadas no experimento 3(Tabela 1), observaram-se maiores FR de M. incognitapara RB867515 e RB966928, ambas superiores a 3,0.Neste experimento, o menor FR foi observado paraRB928064 (1,6). Para este nematoide, no experimento


201


quatro não houve diferença estatística entre apopulação final, sendo o maior FR observado paraRB975948 (3,5).

Dentre as variedades estudadas neste trabalho,RB72454 tem sido citada entre as mais suscetíveis eintolerantes aos nematoides-das-galhas (Régis &Moura, 1989; Dinardo-Miranda, 2001), na qual oataque de M. incognita reduziu significativamente amassa fresca da parte aérea (Régis & Moura, 1989).No trabalho realizado por Dinardo-Miranda (2001),além da RB72454, as variedades RB835486 e

RB845257 também se mostraram suscetíveis a estaespécie de nematoide, com incremento de 40 t / hana produtividade na RB835486 com a aplicação decarbofuran.

Outros trabalhos realizados em diferentes paísestêm comprovado a suscetibilidade das variedades decana-de-açúcar aos nematoides-das-galhas. Na Nigéria,Salawu (1990) avaliou a reação de 12 variedadescomerciais a M. incognita e observou que todos osmateriais comportaram-se como altamente suscetíveisapós 195 dias de inoculação, mesmo aqueles cujas

Tabela 1 - População final (Pf) e fator de reprodução (FR) de Meloidogyne javanica e M. incognita e comportamento de variedades decana-de-açúcar, após sessenta dias de inoculação com 4.000 ovos + J2 do nematoide.

Variedades M. javanica M. incognitaPf FR1 Comportamento2 Pf FR Comportamento

Experimento 1CTC-1 7225 b 1,8 S 8789 b 2,2 SCTC-4 12948 a 3,2 S 14911 a 3,7 SCTC-5 15250 a 3,8 S 15438 a 3,9 SCTC-8 6551 b 1,6 S 8891 b 2,2 S

Experimento 2CTC-11 3804 c 1,0 S 4494 a 1,1 SCTC-12 6248 abc 1,6 S 7055 a 1,8 SCTC-13 6113 abc 1,5 S 7106 a 1,8 SCTC-14 6921 a 1,7 S 5264 a 1,3 SCTC-15 6669 ab 1,7 S 4129 a 1,0 SCTC-16 7108 a 1,8 S 4296 a 1,1 SCTC-17 4207 bc 1,1 S 3032 a 0,8 RCTC-18 6776 ab 1,7 S 4362 a 1,1 S

Experimento 3RB946016 18570 a 4,6 S 12008 ab 3,0 SRB855336 10625 ab 2,7 S 10577 ab 2,6 SRB946903 12201 ab 3,1 S 10985 ab 2,7 SRB966928 10952 ab 2,7 S 12888 a 3,2 SRB835054 5360 b 1,3 S 8446 ab 2,1 SRB855156 9613 b 2,4 S 9583 ab 2,4 SRB867515 8209 b 2,1 S 12861 a 3,2 SRB928064 9817 b 2,5 S 6200 b 1,6 SRB956911 10358 b 2,6 S 8500 ab 2,1 SRB976933 7304 b 1,8 S 9846 ab 2,5 S

Experimento 4RB925345 18589 a 4,6 S 12025 a 3,0 SRB945197 10360 ab 2,6 S 11928 a 3,0 SRB945961 10982 ab 2,7 S 11067 a 2,8 SRB975932 11331 ab 2,8 S 8299 a 2,1 SRB975944 9780 ab 2,4 S 10769 a 2,7 SRB72454 8395 b 2,1 S 10795 a 2,7 SRB975948 8412 b 2,1 S 13842 a 3,5 S

Dentro de cada experimento, médias na coluna seguidas pela mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey a 5 % de probabilidade.1Fator de reprodução.2S = suscetível, R = resistente.

202 Vol. 34(4) - 2010


massas de parte aérea e raízes foram elevadas.Experimentos realizados na Austrália mostraram quea população inicial de M. javanica superior a 100espécimes por 200 g de solo foi suficiente parapromover a redução na produção de cana (Stirling &Blair, 2000).

É importante ressaltar que o comportamento dediferentes variedades de cana-de-açúcar é variável nocampo e nem sempre os maiores números denematoides refletem em redução nos parâmetrosvegetativos da planta. Um exemplo disto pode serevidenciado no trabalho realizado por Barros et al.(2005), no qual se observou que a variedade SP79-1011 foi a que apresentou maior número denematoides (Meloidogyne + Pratylenchus) nas amostras,no entanto, não teve seu rendimento comprometidoquando comparada com as variedades RB813804 eRB72454.

Os dados obtidos com o presente trabalhomostraram que as variedades avaliadas apresentaramreação de suscetibilidade a M. incognita e M. javanica,com exceção da variedade CTC-17, que apresentouFR = 0,8 para M. incognita. Isto demonstra anecessidade de adoção de outras medidas de controleque visam reduzir a população inicial de nematoidesem áreas de cultivo de cana-de-açúcar, com o intuitode minimizar os problemas ocasionados por estespatógenos e a redução na produtividade da cultura.Contudo, faz-se necessário a instalação deexperimentos em áreas de cultivo a fim de estudar ocomportamento das variedades no campo.

AgradecimentosAo Conselho Nacional de Desenvolvimento

Científico e Tecnológico (CNPq), pela concessão doauxílio à pesquisa que proporcionou a realização dessetrabalho, e ao Centro Tecnológico Canavieiro e àUniversidade Federal do Paraná, pela concessão dasplantas utilizadas no trabalho.

Literatura CitadaBARROS, A.C.B., R.M. MOURA & E.M.R. PEDROSA.

2000. Aplicação de terbufós no controle de Meloidogyneincognita raça 1 e Pratylenchus zeae em cinco variedades decana-de-açúcar no Nordeste. Parte 1 – Efeito na canaplanta. Nematologia Brasileira, 24 (1): 73-78.

BARROS, A.C.B., R.M. MOURA & E.M.R. PEDROSA.2005. Estudo de interação variedade-nematicida em cana-de-açúcar em solo naturalmente infestado por Meloidogyneincognita, M. javanica e Pratylenchus zeae. NematologiaBrasileira, 29 (1): 39-46.

BONETI, J.I.S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação dométodo de Hussey e Barker para extração de ovos deMeloidogyne exigua de raízes de cafeeiro. FitopatologiaBrasileira, 6: 553.

CADET, P. & V.W. SPAULL. 2005. Nematodes parasites ofsugarcane. In: LUC, M., R.A. SIKORA & J. BRIDGE(ed). Plant Parasitic Nematodes in Subtropical andTropical Agriculture. 2ª. ed. CABI Publishing,Cambridge, p. 645-674.

DINARDO-MIRANDA, L.L. 1999. Reação de variedadesde cana-de-açúcar ao parasitismo de Meloidogyne javanicae de M. incognita. Nematologia Brasileira, 23 (2): 76-83.

DINARDO-MIRANDA, L.L. 2001. Efeito de carbofuransobre a cana-de-açúcar infestada ou não por nematoides.Summa Phytopathologica, 27 (4): 436-438.

DINARDO-MIRANDA, L.L., W.R.T. NOVARETTI, J.L.MORELLI & E.J. NELLI. 1995. Comportamento devariedades de cana-de-açúcar em relação a Meloidogynejavanica em condições de campo. Nematologia Brasileira,19 (2): 60-66.

DINARDO-MIRANDA, L.L., M.A. GIL & C.C.MENEGATTI. 2003. Danos causados por nematoidea variedades de cana-de-açúcar em cana planta.Nematologia Brasileira, 27 (1): 69-73.

MOURA, R.M. & A.V. ALMEIDA. 1981. Estudospreliminares sobre a ocorrência de fitonematoidesassociados à cana-de-açúcar em áreas de baixaprodutividade agrícola no estado de Pernambuco. In:REUNIÃO BRASILEIRA DE NEMATOLOGIA, V,Piracicaba. Resumos, p. 213-220.

MOURA, R.M., E.M.V. PEDROSA, S.R.V.L. MARANHA,A.M. MOURA, M.E.A. MACEDO & E.G. SILVA.1999. Nematoides associados à cana-de-açúcar no Estadode Pernambuco, Brasil. Nematologia Brasileira, 23 (2):92-99.

NOVARETTI, W.R.T., A. MONTEIRO & L.C.B. FERRAZ.1998. Controle químico de Meloidogyne incognita ePratylenchus zeae em cana-de-açúcar com carbofuran eterbufós. Nematologia Brasileira, 22 (1): 60-73.

NOVARETTI, W.R.T., D. NUNES JUNIOR & E.J. NELLI.1981. Comportamento de clones e variedades comerciaisem relação aos nematoides Meloidogyne javanica.Experimento V. In: REUNIÃO BRASILEIRA DENEMATOLOGIA, V, Londrina. Resumos, p. 27.

NOVARETTI, W.R.T., J.O.CARDERÁN, A. CARPANEZI& J.C.S. RODRIGUES. 1988. Comportamento de trêsvariedades de cana-de-açúcar em relação ao nematoidedas lesões das raízes Pratylenchus zeae Graham, 1951.Nematologia Brasileira, 12: 110-120.

NOVARETTI, W.R.T., L.L. DINARDO, F.O. TERAN, J.O.CARDERÁN & L.C. TOTINO. 1984. Nematoides


203


associados à cana-de-açúcar. In: SEMINÁRIO DETECNOLOGIA AGRONÔMICA, II, Piracicaba.Resumos, p. 296-312.

OOSTENBRINK, R. 1966. Major characteristics of therelation between nematodes and plants. Mededeelingender Landbouw-Hoogeschool, 66: 1-46.

REGIS, E.M.O. & R.M. MOURA. 1989. Efeito conjunto dameloidoginose e do raquitismo da soqueira em cana-de-açúcar. Nematologia Brasileira, 13 (2): 119-128.

SALAWU, E.O. 1990. Susceptibility and growth responseof selected sugarcane cultivars to infection by Meloidogyneincognita. Nematologia Mediterranea, 18 (1): 63-64.

SEVERINO, J.J., C.R. DIAS-ARIEIRA, D.J. TESSMANN& E.R. SOUTO. 2008. Identificação de populações deMeloidogyne spp. parasitas da cana-de-açúcar na regiãoNoroeste do Paraná pelo fenótipo da isoenzima esterase.Nematologia Brasileira, 33 (3): 206-211.

STIRLING, G.R. & B. BLAIR. 2000. Nematodes. In: ROTT,P., R.A. BAILEY, J.C. COMSTOCK, B.J. CROFT &A.S. SAUMTALLY (ed). A Guide to Sugarcane Diseases.CIRAD Publications Service, Montpellier - France, p.299–305.

204 Vol. 34(4) - 2010

Jerônimo V. Araújo Filho, Mário M. Inomoto, Rodolfo Godoy & Luiz Carlos C.B. Ferraz

Reação de Linhagens de Feijão-guandu a Rotylenchulus reniformis ePratylenchus zeae

Jerônimo V. Araújo Filho1*, Mário M. Inomoto1, Rodolfo Godoy2

& Luiz Carlos C.B. Ferraz1

1Departamento de Fitopatologia e Nematologia, Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Universidade de SãoPaulo, C. Postal 9, 13418-900 Piracicaba (SP) Brasil.

2Embrapa Pecuária Sudeste, Rodovia Washington Luiz - km 234, C. Postal 339, 13560-970 São Carlos (SP) Brasil.*Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 29 / 06 / 2010. Aceito em 11 / 01 / 2011Editado por Cláudia R. Dias-Arieira

Resumo - Araújo Filho, J.V., M.M. Inomoto, R. Godoy & L.C.C.B. Ferraz. 2010. Reação de linhagens defeijão-guandu a Rotylenchulus reniformis e Pratylenchus zeae.

Os adubos verdes são espécies vegetais que, além de promover melhorias edáficas, reduzemconsideravelmente a densidade populacional de nematoides fitoparasitos. Recentemente, o feijão-guandu (Cajanuscajan) tem-se destacado como adubo verde em esquemas de rotação e sucessão de culturas no Brasil. Entretanto,as reações (resistência ou suscetibilidade) dos genótipos nacionais atuais frente aos principais fitonematoidesforam escassamente avaliadas até o momento. Objetivou-se, desse modo, caracterizar, sob condições de casa-de-vegetação, as reações de linhagens nacionais de guandu a Rotylenchulus reniformis e Pratylenchus zeae. A definiçãoda reação baseou-se no fator de reprodução (FR) dos nematoides e nos números de nematoides por gramade raízes (Nem/g). As dez linhagens (g5-94, g59-95, g66-95, g8-95, g109-99, g124-95, g3-94, g127-97, g58-95e g18-95) avaliadas frente a R. reniformis (Pi = 1500) foram suscetíveis, inclusive com valores de FR e de Nem/g superiores aos determinados para o padrão de suscetibilidade. Por outro lado, as 11 linhagens (g5-94, g59-95, g66-95, g8-95, g109-99, g124-95, g3-94, g127-97, g58-95, g146-97 e g40-93) avaliadas frente a P. zeae (Pi =400) foram resistentes. As recomendações de cultivo destas linhagens em áreas de reforma de cana-de-açúcare de produção de algodão sob plantio direto são brevemente discutidas.Palavras-chaves: resistência de plantas, Cajanus cajan, fitonematoides, controle cultural.

Summary - Araújo Filho, J.V., M.M. Inomoto, R. Godoy & L.C.C.B. Ferraz. 2010. Host response of Brazilianpigeonpea lines to Rotylenchulus reniformis and Pratylenchus zeae.

Green manures promote soil improvement and some of them reduce the population density of plantparasitic nematodes. Recently, pigeonpea (Cajanus cajan) has been used frequently in crop rotation in Brazil.Despite this, the host status of pigeonpea genotypes to major phytonematodes remains unknown. Thus, thisstudy was done in order to evaluate the host reaction (resistance or susceptibility) of selected Brazilian pigeonpeagenotypes to Rotylenchulus reniformis and Pratylenchus zeae. The host status was defined with basis on the nematodereproduction factor (RF) and the number of nematodes per gram of roots (Nem/g). In a first experiment,the ten genotypes tested (g5-94, g59-95, g66-95, g8-95, g109-99, g124-95, g3-94, g127-97, g58-95 and g18-95) were rated as susceptible to R. reniformis (Pi = 1,500), with mean RF and Nem/g values much higher thanthat determined for the susceptible control. In the second experiment, the 11 genotypes assessed (g5-94, g59-95, g66-95, g8-95, g109-99, g124-95, g3-94, g127-97, g58-95, g146-97 and g40-93) in relation to P. zeae (Pi =400) were invariably rated as resistant. Practical implications of crop rotation of pigeonpea with sugarcane orcotton in nematode-infested fields are briefly discussed.Key words: plant resistance, Cajanus cajan, phytonematodes, cultural control.

ARTIGO


205

Reação de Linhagens de Feijão-guandu a Rotylenchulus reniformis e Pratylenchus zeae

IntroduçãoAdubos verdes são, essencialmente, espécies

vegetais cultivadas com o propósito básico depromover a melhoria das propriedades físicas,químicas e biológicas do solo, conferindo aindaproteção contra a erosão e inibição do crescimentode plantas invasoras (Powers & McSorley, 2000;Hartwig & Ammon, 2002). Nesse contexto, o guandu(Cajanus cajan), espécie que exibe elevado potencialdescompactador, vem galgando progressivamente,nos últimos 20 anos, posição de inconteste relevo entreas diversas espécies de adubos verdes. Não obstante,para a sua utilização na recuperação de áreasdegradadas, é indispensável caracterizar as reações deseus genótipos frente às principais espécies denematoides, de forma que, quando cultivados,promovam reduções, e não aumentos, na densidadepopulacional destes (Ritzinger & Fancelli, 2006).

Na literatura nematológica internacional existeexpressivo número de publicações disponíveis sobreo tema, sobretudo na Índia; porém, no Brasil, talnúmero é exíguo. Nestes assinalamentos, entre asformas parasitas associadas à cultura destacam-se, emtermos de importância econômica, os nematoides degalhas radiculares (Meloidogyne spp.) e o nematoide-reniforme, Rotylenchulus reniformis. Infelizmente, nestaspesquisas os genótipos avaliados nem sempre estãoclaramente identificados e os métodos utilizados paraa caracterização de suas respostas, emborapredominantemente baseados na taxa reprodutiva dosnematoides, mostram-se bastante variáveis,dificultando substancialmente o confronto entreresultados distintos.

Com referência à reação de guandu a Pratylenchuszeae, os estudos realizados são escassos (Sikora et al.,2005). Em trabalho conduzido no Maláui (África),em meio a várias espécies botânicas avaliadas, oguandu foi considerado resistente ao nematoide (Jones& Hillocks, 1995). Coerentemente, em experimentosde campo realizados em canaviais do Brasil (Aguilleraet al., 1988), foram observadas reduzidas populaçõesde nematoides do gênero Pratylenchus em parcelascultivadas com guandu durante o período de reforma.Paradoxalmente, na Índia, Sundararaj & Mehta (1993)demonstraram a patogenicidade deste parasito aoguandu, reduzindo-lhe substancialmente a produção

de biomassa. Concluíram que o guandu comportou-se como hospedeiro suscetível, permitindo ocrescimento populacional a níveis capazes de causardanos qualitativos e quantitativos à cana-de-açúcarcultivada seguidamente.

Por seu turno, no que concerne a R. reniformis,dispõe-se de grande número de informações quantoà reação de genótipos de guandu, tendo sidoobservada apreciável variação para esta característica,encontrando-se genótipos resistentes, moderadamenteresistentes e, predominantemente, suscetíveis (Thakar& Yadav, 1985; Patel et al., 1987; Sharma &Ashokumar, 1991; Ahmad, 1992; Sharma et al., 1993;Suhail et al., 2001).

No Brasil, aparentemente inexistem até o momentoestudos quanto às reações de linhagens e cultivaresnacionais atuais a R. reniformis e P. zeae. Com efeito,das linhagens desenvolvidas recentemente pelaEmbrapa Pecuária Sudeste (São Carlos - SP), a partirde genótipos nacionais (procedentes de váriasinstituições de pesquisa brasileiras) e internacionais[provenientes do International Center for Researchon the Semi Arid Tropics (ICRISAT), da Índia](Godoy et al., 1997), e que vêm demonstrando elevadopotencial para figurar em áreas degradadas, nenhumadelas teve, até o presente momento, sua reação a P.zeae e R. reniformis devidamente caracterizada.

Diante do cenário acima delineado, objetivou-se,na presente pesquisa, conduzida sob condições de casade vegetação, caracterizar as reações de linhagens deguandu melhoradas no âmbito da Embrapa PecuáriaSudeste frente a P. zeae e R. reniformis, entendendo-seque os resultados obtidos venham a constituirsubsídios básicos e inéditos a futuras indicações deuso em estratégias de para o manejo desses nematoidesnas culturas da cana-de-açúcar e algodão, entre outras.

Material e MétodosDois experimentos em vasos foram realizados sob

condições de casa de vegetação. O sistema derefrigeração da casa de vegetação foi ajustado paraentrar em funcionamento quando a temperatura doar no seu interior ultrapassasse 33 oC. As temperaturasmédias diárias no substrato dos vasos foram de 24,0ºC no experimento com R. reniformis e 24,4 ºC, noexperimento com P. zeae.

206 Vol. 34(4) - 2010


Obtenção do inóculo. A população de R.reniformis foi obtida de solo coletado no município dePinheiros (ES) e mantida em plantas de algodão emamona; a população de P. zeae (obtida a partir deraízes de cana-de-açúcar coletadas em Jaú - SP) foicedida pelo Instituto Biológico (Campinas – SP) emantida em plantas de milho. O inóculo de R. reniformisconstituiu-se de formas móveis (fêmeas imaturas,machos e juvenis) extraídas de raízes de mamona(Coolen & D’Herde, 1972) e do substrato contidonos vasos em que a mamona era mantida (Jenkins,1964). Para a obtenção do inóculo de P. zeae (fêmease juvenis), raízes de milho foram processadasconsoante a técnica de Coolen & D’Herde (1972).Em cada suspensão aquosa resultante, sobmicroscópio óptico e com auxílio de lâmina de Peters,foi realizada a calibração final do número deexemplares por mililitro.

Preparo e inoculação das plantas. As sementesdas linhagens de guandu testadas foram obtidas efornecidas pela Embrapa Pecuária Sudeste (SãoCarlos, SP). Para a obtenção das plantas, essassementes foram semeadas diretamente em vasosplásticos com volume de 500 cm3, contendo cerca de400 cm3 de substrato previamente autoclavado (2horas; 120ºC). A composição granulométrica dosubstrato nos dois ensaios foi a seguinte: 58 % areia, 8% silte e 34 % argila. Após a emergência, seis a setedias após a semeadura, efetuou-se o desbaste manual,de modo a deixar três plantas de guandu por vaso,que por sua vez constituiu a unidade ou parcelaexperimental.

Foram realizados dois ensaios, visando àcaracterização das reações de linhagens de guandu aR. reniformis (experimento 1) e P. zeae (experimento 2).No experimento com R. reniformis testaram-se 10linhagens oriundas de melhoramento genético daEmbrapa Pecuária Sudeste (g3-94, g5-94, g8-95,g124-95, g58-95, g59-95, g18-95, g66-95, g127-97 eg109-99); no experimento com P. zeae, 11 linhagens(g109-99, g8-95, g58-95, g59-95, g5-94, g3-94, g124-95, g127-97, g66-95, g40-93 e g146-97). É necessáriosalientar que das linhagens de guandu ora avaliadaspelo menos uma (g3-94) foi recentemente lançadacomo cultivar ‘BRS Mandarim’. Quatro linhagensforam definidas por apresentarem bom desempenho

agronômico (g8-95, g3-94, g124-95 e g5-94) e asdemais por apresentarem elevada resistência aMeloidogyne javanica (Araújo Filho et al., 2010).

Todos os ensaios foram arranjados emdelineamento inteiramente casualizado, sendo 12tratamentos no experimento com R. reniformis (10linhagens de feijão-guandu, algodão ‘Fibermax 966’como padrão de suscetibilidade e Crotalaria spectabilis‘Comum’ como padrão resistente) e 14 noexperimento com P. zeae (11 linhagens de feijão-guandu, milho híbrido ‘DKB 330’ como padrão desuscetibilidade, algodão ‘Fibermax 966’ e soja ‘Pintado’como padrões de resistência). Em ambos os ensaios,cada tratamento contou com cinco repetições.

As inoculações foram realizadas quando as plantasde guandu apresentavam dois trifólios desenvolvidos,fato que oscilou, em função da época, entre 15 e 25dias após a emergência. Utilizou-se pipetadorautomático, contendo volumes pré-ajustados dassuspensões com os nematoides, em dois orifícios de2 cm e 4 cm de profundidade, feitos a 1 cm dedistância do colo das plantas e, subsequentemente,cobertos com vermiculita. As populações iniciais (Pi)foram de 1.500 e 400 exemplares por copo para osexperimentos 1 e 2, respectivamente. As plantasrecém-inoculadas foram mantidas por três dias emambiente sombreado, à temperatura ambiente, edepois levadas à casa de vegetação. Por se mostraremnecessários, tratos culturais complementares (0,2 g dafórmula 15N:15P2O5:20K2O:3S por copo) foramrealizados no experimento 1.

As avaliações dos experimentos 1 e 2 foramrealizadas aos 90 e 77 dias após a inoculação,respectivamente. Os recipientes foram imersos embalde plástico contendo 4 l de água de torneira, paraseparação do substrato e das raízes. Para ambas asespécies de nematoides, as raízes foram lavadas, enxutasem papel absorvente e pesadas. Após seremhomogeneizadas, foi separada aleatoriamente, quandopossível, uma quantidade de 10 gramas, as quais foramprocessadas para extração de ovos e de outras formaspresentes no sistema radicular, segundo Coolen &D’Herde (1972). Os exemplares presentes nosubstrato foram recuperados pelo método de Jenkins(1964). Estimaram-se, em ambos os ensaios, osnúmeros de nematoides obtidos das raízes e substrato


207


ao microscópio (Pf = população final) para cadaparcela, calculando-se posteriormente os respectivosvalores de fator de reprodução (FR = Pf / Pi).Também foram determinados os números denematoides por grama de raízes (Nem/g) porrepetição. Tratamentos com valores médios de FR ≥1,0 foram considerados suscetíveis e com FR < 1,resistentes (Oostenbrink, 1966).

Análise estatística. Os dados obtidos foramtransformados em ln (x + 1) segundo Noe (1985);posteriormente, os mesmos foram submetidos àanálise de variância utilizando-se o programa

SANEST (Departamento de Matemática e Estatística,Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz,Piracicaba) e as médias obtidas comparadas pelo testede Tukey (P = 0,05).

Resultados e DiscussãoOs dados obtidos para FR e número de

nematoides por grama de raízes nos doisexperimentos, assim como o tipo de reação (resistenteou suscetível) definido para cada interação planta-nematoide estudada, estão sumariados nas Tabelas 1e 2. Os elevados valores de FR observados nos

Tabela 1 - Fatores de reprodução (FR), números de nematoides por grama de raízes (Nem/g) e tipos de reação frente a Rotylenchulusreniformis determinados para as linhagens de guandu no experimento 1.

Tratamentos FR Nem/g Reação1

Crotalaria spectabilis 1,04 c2 47,2 c Sg5-94 40,41 a 658,0 a Sg59-95 32,55 a 448,0 ab Sg66-95 42,66 a 578,4 a Sg8-95 44,45 a 624,2 a Sg109-99 36,49 a 639,0 a Sg124-95 24,29 a 348,0 ab Sg3-94 38,00 a 584,0 a Sg127-97 32,80 a 250,2 ab Sg58-95 27,62 a 439,8 ab Sg18-95 27,35 a 326,2 ab SAlgodão 4,70 b 189,8 b SCV (%) 10,07 3,68

1Segundo Oostenbrink (1966).2Cada valor é a média de cinco repetições; médias seguidas de mesma letra nas colunas não diferem entre si ao nível de significância de 5%, segundo o teste de Tukey.

Tabela 2 - Fatores de reprodução (FR), número de nematoides por grama de raízes (Nem/g) e tipos de reação frente a Pratylenchus zeaedeterminados para as linhagens de guandu no experimento 2.

1Segundo Oostenbrink (1966).2Cada valor é a média de cinco repetições; médias seguidas de mesma letra nas colunas não diferem entre si ao nível de significância de 5%, segundo o teste de Tukey.

Tratamentos FR Nem/g Reação1

Soja 0,05 b2 1,0 b RAlgodão 0,06 b 2,8 b Rg5-94 0,08 b 1,6 b Rg59-95 0,04 b 0,6 b Rg66-95 0,13 b 3,8 b Rg8-95 0,10 b 1,8 b Rg109-99 0,11 b 2,7 b Rg124-95 0,07 b 1,6 b Rg3-94 0,07 b 2,8 b Rg127-97 0,07 b 1,8 b Rg58-95 0,05 b 1,7 b Rg146-97 0,18 b 4,4 b Rg40-93 0,09 b 2,8 b RMilho 21,02 a 300,4 a SCV (%) 53,64 44,63

208 Vol. 34(4) - 2010


padrões de suscetibilidade em ambos os ensaiosatestam tanto a viabilidade dos inóculos utilizadosquanto as boas condições experimentais. Analisandoa dispersão dos dados em pauta, não foi encontradonenhum dado que influenciasse significativamente amédia do tratamento, mantendo-se no geral muitopróximos à mesma. Diante deste quadro, excluem-seeventuais contaminações e/ou variação genética dohospedeiro como razão determinante para osresultados ora obtidos.

No experimento referente ao nematoide-reniforme, todas as linhagens foram consideradassuscetíveis, com elevados valores médios de FR eNem/g. Inclusive constituíram, de maneira geral, emhospedeiros mais favoráveis que o padrão desuscetibilidade, algodão ‘Fibermax 966’. É oportunoenfatizar que, ao que tudo indica, o maior volumedos sistemas radiculares das plantas de guandu foifator determinante na obtenção destes resultados.Desse modo, independentemente da variávelobservada, não ficou evidenciada a formação degrupos de linhagens em função dos dados coligidosou do tipo de reação ao parasito, uma vez que, mesmoestatisticamente, todas se mostraram igualmentesuscetíveis.

Percebeu-se também que a C. spectabilis não exibiua reação de resistência conforme demonstrado noestudo de Silva et al. (1989), apresentando FR médioda ordem de 1,04, assegurando a manutenção de seunível populacional inicial. Embora este resultado sejadiscordante frente ao trabalho previamentemencionado, ganha respaldo no relato, mais recente,realizado por Asmus (2005), em que esta espécie exibiuFR igual a 0,82 aos 60 dias após a inoculação. Adiferença observada se deve, muito provavelmente,à variação na duração dos períodos experimentais (30dias). Na verdade, a condição de C. spectabilis comoplanta hospedeira deste nematoide já havia sidodescrita por Linford & Yap (1940). Diante destascontradições, torna-se evidente o interesse em umaadequada reavaliação do real comportamento de C.spectabilis frente a populações de R. reniformis.

Partindo da premissa de que a reprodução donematoide-reniforme é anfimítica, é provável que pelomenos parte das discrepâncias observadas nosconfrontos entre trabalhos disponíveis na literatura

(Thakar & Yadav, 1985; Patel et al., 1987; Sharma &Ashokumar, 1991; Ahmad, 1992; Sharma et al., 1993;Suhail et al., 2001) seja devida à existência devariabilidade genética entre populações de R. reniformis(Soares et al., 2003; Agudelo et al., 2005), epossivelmente com diferentes aptidões parasitárias.Este alerta reveste-se de importância em programasde melhoramento visando à resistência de plantasfrente a esta espécie, já que com frequência apoiam-se na reação a uma única população do parasito, nãosendo necessariamente representativos da espécie.Portanto, faz sentido no futuro a adoção de umamistura de populações do nematoide-reniforme, emprogramas de melhoramento visando à resistência deplantas.

Outro ponto referente à seleção de genótipos deguandu resistentes a R. reniformis a ser destacado dizrespeito aos métodos de avaliação utilizada pelospesquisadores, a qual indubitavelmente contribuiu, pelomenos em parte, para as discrepâncias ora observadas.Nesse aspecto, tem sido frequente a recomendação eemprego de uma escala de notas baseada no númerode massas de ovos verificadas nas raízes (Sharma &Ashokumar, 1991). Entretanto, este método esbarraem pelo menos três limitações: a) o sistema propostoapresenta classes em demasia e com amplitudesnuméricas bastante diversas, concorrendo à diminuiçãoda eficiência na avaliação; b) não leva em consideraçãoo número de ovos por massa, deixando de expressara capacidade reprodutiva do nematoide em suaplenitude; e c) não leva em consideração a recuperaçãode indivíduos que se encontram no solo, tais comofêmeas imaturas e juvenis. Além disso, a caracterizaçãoda reação baseada nesta técnica é, muitas vezes, relativaa um padrão de suscetibilidade que não é padronizado,dificultando a comparação entre os resultados obtidosem diferentes experimentos e concorrendo à obtençãode resultados duvidosos, devido à natureza relativada classificação.

De fato, no ensaio ora realizado, encontrou-seapreciável número de exemplares no substrato,sobretudo de juvenis, o que resultou em aumentosexpressivos nos valores de FR em relação aos obtidosconsiderando apenas as raízes. Dado o estreito limiarem que se baseia a classificação da reação propostapor Oostenbrink (1966), aqui adotada, percebe-se que


209


a inobservância de exemplares presentes no substratopode afetar significativamente, e até alterar, acaracterização de um genótipo em particular. Assim,a recuperação dos espécimes presentes no substratonão apenas alterou significativamente a magnitude dosvalores observados, como também diminuiu suadispersão. Sob este aspecto, observou-se que houvediminuição do coeficiente de variação, aumentandoconsideravelmente a precisão do experimento empauta.

Além disso, deve-se ter em mente que resultadosde estudos desta natureza apresentam valoressubestimados, seja pela pouca eficiência dos métodosde extração disponíveis, seja por característicasinerentes à própria população, tais como a estruturasexual da mesma, uma vez que somente as fêmeasimaturas são infestantes. Logo, infere-se que aprescrição de eventuais esquemas de rotação ousucessão de culturas deve, por cautela, incluir apenasespécies ou genótipos com valores baixos de FR,característica não encontrada nesse estudo.

Em suma, diante do que foi aqui verificado, ficaóbvio que nenhuma dessas linhagens está apta acompor o rol de plantas a serem utilizadas em rotaçãoou sucessão com algodão, soja e outras que sejamsuscetíveis ao nematoide-reniforme. Assim, dada aalta suscetibilidade verificada para as dez linhagens aquitestadas, avalia-se como necessária a extensão de taltipo de estudo não só para outras linhagens nacionaiscomo para cultivares utilizadas atualmente, tais como‘Fava Larga’ e ‘Iapar-43’. Somente de posse de taisinformações e com a possível determinação delinhagens ou cultivares de guandu resistentes serápossível cogitar-se do seu plantio para o controle deR. reniformis.

Diferentemente do observado com R. reniformis,as 11 linhagens avaliadas frente a P. zeae mostraram-se resistentes, por vezes com valores de FRextremamente baixos. Tendo em vista que essa espécierepresenta, ao lado de M. incognita e M. javanica, osprincipais problemas nematológicos para a cultura dacana-de-açúcar no Brasil, essa tendência de resistênciado guandu em relação a P. zeae, embora nãoconclusiva ou definitiva, afigura-se bastantepromissora. Isso porque permite antever apossibilidade de ocupação de áreas de reforma de

canaviais com guandu sem maiores restrições.Similarmente ao ensaio anterior, neste

experimento, independentemente da variávelobservada, não ficou evidenciada a formação degrupos de linhagens em função dos dados coligidose do tipo de reação ao parasito, visto que todas semostraram igualmente resistentes ao nematoide-das-lesões, P. zeae. Apesar deste elevado grau de resistência,é interessante mencionar que as raízes parasitadasexibiam por vezes lesões discretas, típicas depratilencoses, numa clara demonstração de nãocorrespondência entre sintomatologia e taxareprodutiva. Desse modo, torna-se evidente e tangívelo risco de selecionar, independentemente da interaçãoplanta-nematoide, genótipos resistentes aosnematoides-das-lesões, baseando-se essencialmente nasintomatologia.

Reiterando o que foi dito anteriormente, emboranão se tratando exatamente dos mesmos genótipos,os resultados aqui obtidos vieram corroborarplenamente os de Jones & Hillocks (1995), que, naÁfrica, entre muitas plantas hospedeiras testadas,incluíram o guandu na lista daquelas com reação dealta resistência a P. zeae. Também se alinham com asobservações de Aguillera et al. (1988), que observaramreduções populacionais de Pratylenchus spp. emalgumas áreas paulistas de produção canavieira apósplantio de guandu durante a reforma, mas mostram-se discordantes em relação ao trabalho de Sundararaj& Mehta (1993), que verificaram o oposto na Índia,ou seja, intensa reprodução do nematoide em guanducultivado na reforma com reflexos negativos na canaplantada em sequência. Diante desta discordânciapontual, é razoável supor que neste último caso aespécie de nematoide tenha sido erroneamenteidentificada ou seja uma população atípica.

É indispensável ressaltar também que, embora aslinhagens testadas tenham se comportado comoresistentes ao referido nematoide, a recomendaçãode seu plantio em áreas canavieiras deve, sem dúvida,levar em consideração as reações destas linhagensperante outros nematoides de expressão para a cultura,tais como M. javanica e M. incognita.

ConclusõesEm face dos resultados ora obtidos, torna-se

210 Vol. 34(4) - 2010


evidente o grande potencial de uso do feijão-guandudurante o período de reforma de cana-de-açúcar emáreas onde predomine P. zeae; no caso de R. reniformis,contudo, a recomendação de plantio das mesmas emáreas destinadas à cotonicultura ou sojicultura deveser evitada.

Literatura CitadaAGUDELO, P., R.T. ROBBINS, J.M. STEWART & A.L.

SZALANSKI. 2005. Intraspecific variability ofRotylenchulus reniformis from cotton-growing regions inthe United States. Journal of Nematology, 37 (1): 105-114.

AGUILLERA, M.M., M.A. PIZANO, L.A. MATHIESEN& N. DEGASPARI. 1988. Influência de leguminosassobre nematóides parasitos em áreas de reforma de cana-de-açúcar. Nematologia Brasileira, 12: 11-12.

AHMAD, S. 1992. Susceptibility of pigeon pea accessions toRotylenchulus reniformis. Tests of Agrochemicals andCultivars, 13: 114-115.

ASMUS, G.L. 2005. Reação de algumas culturas de coberturautilizadas no sistema de plantio direto ao nematóidereniforme. Embrapa Agropecuária Oeste, Dourados,Comunicado Técnico nº. 99, 4 p.

ARAÚJO FILHO, J.V., M.M. INOMOTO, R. GODOY &L.C.C.B. FERRAZ. 2010. Resistência de linhagens defeijão guandu a Meloidogyne javanica. NematologiaBrasileira, 34 (2): 75-81.

COOLEN, W.A. & C.J. D’HERDE. 1972. A method for thequantitative extraction of nematodes from plant tissue.State Nematology and Entomology Research Station,Ghent - Belgium, 77 p.

GODOY, R., L.A.R. BATISTA, G.F. NEGREIROS & J.R.P.CARVALHO, 1997. Avaliação agronômica e seleção degermoplasma de guandu forrageiro [Cajanus cajan (L.)Millsp.] proveniente da Índia. Revista Brasileira deZootecnia, 27 (3): 447-453.

HARTWIG, N.L. & H.U. AMMON. 2002. Cover crops andliving mulches. Weed Science, 50 (6): 688-699.

JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal-flotation techniquefor separating nematodes from soil. Plant DiseaseReporter, 48 (9): 692.

JONES, M.L. & R.J. HILLOCKS. 1995. Host status forPratylenchus zeae of food crops and associated weedspecies in Malawi. Afro Asian Journal of Nematology,5: 120-126.

LINFORD, M.B. & F. YAP. 1940. Some host plants of thereniform nematode in Hawaii. Proceedings of theHelminthological Society of Washington, 7: 42-44.

NOE, J.P. 1985. Analysis and interpretation of data fromnematological experiments. In: BARKER, K.R., C.C.CARTER & J.N. SASSER (ed). An Advanced Treatiseon Meloidogyne. Volume II. Methodology. NorthCarolina State University Graphics, Raleigh (NC) EUA,p. 187-196.

OOSTENBRINK, M. 1966. Major characteristics of therelation between nematodes and plants. Mededeelingenvan de Landbouwhogeschool Wageningen, 66: 1-46.

PATEL, B.A., J.C. CHAVDA, S.T. PATEL & D.J. PATEL.1987. Reaction of some pigeonpea lines to the reniformnematode (Rotylenchulus reniformis). InternationalPigeonpea Newsletter, 6: 57-59.

POWERS, L.E. & R. McSORLEY. 2000. Ecological Principlesof Agriculture. Delmar Thompson Learning, Albany(NY) EUA, 433 p.

RITZINGER, C.H.S.P. & M. FANCELLI. 2006. Manejointegrado de nematóides na cultura da bananeira. RevistaBrasileira de Fruticultura, 28 (2): 331-338.

SHARMA, S.B. & P. ASHOKUMAR. 1991. A screeningtechnique to evaluate pigeonpea for resistance toRotylenchulus reniformis. Annals Applied Biology, 119:323-330.

SHARMA, S.B., P. REMANANDAN & D. McDONALD.1993. Resistance to Meloidogyne javanica and Rotylenchulusreniformis in wild relatives of pigeonpea. Journal ofNematology, 25 (4): 824-829.

SIKORA, R.A., N. GRECO & J.F.V. SILVA. 2005. Nematodeparasites of food legumes. In: LUC, M., R.A. SIKORA& J. BRIDGE (ed). Plant Parasitic Nematodes inSubtropical and Tropical Agriculture. CABI, Wallingford– UK, p. 259-318.

SILVA, G.S., S. FERRAZ & J.M. SANTOS. 1989. Resistênciade espécies de Crotalaria a Rotylenchulus reniformis.Nematologia Brasileira, 13: 87-92.

SOARES, P.L.M., J.M. SANTOS & P.S. LEHMAN 2003.Estudo morfométrico comparativo de populações deRotylenchulus reniformis (Nemata: Rotylenchulinae) doBrasil. Fitopatologia Brasileira, 28 (3): 292-297.

SUHAIL, A., M.M. ALAM & S. ANVER. 2001. Reaction ofpigeonpea accessions to root-knot nematode(Meloidogyne incognita) and reniform nematode(Rotylenchulus reniformis). International Chickpea andPigeonpea Newsletter, 8: 41-42.

SUNDARARAJ, P. & U.K. MEHTA. 1993. Host status ofsome economic crops to Pratylenchus zeae and theirinfluence on subsequent sugarcane crops. Indian JournalNematology, 23 (2): 165-169.

THAKAR, N.A. & B.S. YADAV. 1985. Screening pigeonpeasfor their resistance to reniform nematodes. InternationalPigeonpea Newsletter, 4: 42-43.


211

Assessment of Methods and Criteria for Screening Psidium spp. for Resistance to Meloidogyne enterolobii

Assessment of Methods and Criteria for Screening Psidium spp. forResistance to Meloidogyne enterolobii

Guilherme B. Miranda1, Ricardo Moreira Souza1* & Alexandre P. Viana2

1Laboratório de Entomologia e Fitopatologia, Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro, Av. AlbertoLamego 2000, 28015-620 Campos dos Goytacazes (RJ) Brazil.

2Laboratório de Melhoramento Genético Vegetal, Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro.*Corresponding author: [email protected]

Recebido para publicação em 10 / 09 / 2010. Aceito em 22 / 02 / 2011Editado por Guilherme L. Asmus

Summary - Miranda, G.B., R.M. Souza & A.P. Viana. 2010. Assessment of methods and criteria for screeningPsidium spp. for resistance to Meloidogyne enterolobii.

This study aimed to improve the methodology for screening guava and “araçá” genotypes for resistance toM. enterolobii. Guava seedlings ‘Paluma’ were inoculated with 500 eggs, and 135 days later their entire or halfroot system (cut along its longitudinal axis) was processed for egg extraction and estimation of the finalnematode population (Pf). The Pf counts were compared through F test, which confirmed (P < 0.05) thatgenotypes can be evaluated for resistance to M. enterolobii by processing just half of the root system, therebyallowing the resistant plants to be replanted, cloned and further studied. In another experiment, 22 guavagenotypes and four “araçá” genotypes were inoculated and processed as described above for comparison ofthree criteria routinely used in screenings to classify genotypes: reproduction factor (RF) sensu Oostenbrink(1966), RF sensu Moura & Régis (1987) and statistical grouping through Scott-Knott test. The results showedthe first criterion to be the most appropriate. An ANOVA of the Pf counts of all genotypes revealed significantdifferences between plants of the same genotype. Further studies are in progress to detect the source of thisintra-genotype variation, which could be either genetic variation within the open-pollinated genotypes ofguava and “araçá” or an error intrinsic to screening tests, or both.Key words: guava root-knot nematode, guava decline, guava, “araçá”.

Resumo - Miranda, G.B., R.M. Souza & A.P. Viana. 2010. Avaliação de métodos e critérios para seleção degenótipos de Psidium spp. para resistência a M. enterolobii.

Neste trabalho objetivou-se aprimorar a metodologia para seleção (screening) de genótipos de goiabeira earaçazeiro resistentes a M. enterolobii. Mudas de goiabeira ‘Paluma’ foram inoculadas com 500 ovos e após 135dias tiveram todo ou somente metade do sistema radicular (cortado em seu eixo longitudinal) processado paraextração de ovos e estimativa da população final do nematoide (Pf). As contagens da Pf foram comparadaspor meio do teste F, o qual confirmou (P < 0.05) que genótipos podem ser avaliados para resistência a M.enterolobii processando-se somente metade do sistema radicular das plantas, o que permite o replantio, clonageme estudos futuros das plantas resistentes. Em outro experimento, 22 genótipos de goiabeira e quatro genótiposde araçazeiro foram inoculados e avaliados como descrito acima para a comparação dos seguintes critérios declassificação de genótipos quanto à resistência: fator de reprodução (FR) sensu Oostenbrink (1966), FR sensuMoura & Régis (1987) e agrupamento por meio de Scott-Knott. A análise dos resultados demonstrou que oprimeiro critério é o mais apropriado. Considerando-se o conjunto de dados de Pf dos 26 genótipos testados,a ANOVA detectou diferenças estatísticas significativas entre plantas de mesmo genótipo. Estudos estão sendoconduzidos para se determinar a fonte desta variação intra-genotípica, que pode ser devida à polinização

ARTIGO

212 Vol. 34(4) - 2010

Guilherme B. Miranda, Ricardo Moreira Souza & Alexandre P. Viana

IntroductionMeloidogyne enterolobii Yang & Eisenback, 1983

(junior synonym M. mayaguensis Hammah &Hirschmann, 1988) is an emerging threat to tropicalagriculture (Rodríguez et al., 2007). Its distributionincludes a number of countries, in which it has beenrelated to yield losses in crops such as guava (Psidiumguajava L.), Caribbean cherry, coffee, tomato andsoybean, among others. In field surveys andexperimental settings, M. enterolobii has been found toreproduce on many plant species of several botanicfamilies, including tomato, pepper, sweet potato,cowpea and soybean that bear Meloidogyne spp.-resistance genes (Fargette, 1987; Fargette et al., 1996cited by Cetintas et al., 2008; Brito et al., 2007a,b;Carneiro et al., 2007; Cetintas et al., 2008).

In Brazil, Gomes et al. (2011) reported that M.enterolobii predisposes guava trees to extensive rootdecay caused by Fusarium solani, resulting in a complexdisease named “guava decline”. A subsequent study(unpublished) involving root samples from differentBrazilian regions confirmed the nationwide incidenceof this disease, which has caused widespreaddecimation of orchards and a direct economic impactestimated at over R$ 112 million as of 2008 (Pereiraet al., 2009). Although Gomes et al. (2010)demonstrated the potential of managing guava declinewith the use of organic soil amendments, nematoderesistance is considered the best control strategy,because nematode-free guava trees are imune to rootdecay caused by F. solani.

There have been various screenings of guava and“araçá” (Psidium spp. or Eugenia spp.) genotypes –which are phylogenetically related - for resistance toM. enterolobii, M. acrita (syn. M. incognita), M. arenaria,M. incognita, M. javanica and M. hapla (Cuadra &Quincosa, 1982; Casassa et al., 1997; Maranhão et al.,2001, 2003; Burla et al., 2007; Carneiro et al., 2007;Milan, 2007; Almeida et al., 2009; Scherer, 2009). Inthese studies, the authors used a wide range ofmethodology and also different criteria to classify the

genotypes as nematode resistant or susceptible.There has been only one study aiming to

standardize the methodological procedures for suchscreenings (Burla et al., 2010). Standardization isessential to allow comparisons between screeningsconducted at different times and by different researchgroups (Hussey & Janssen, 2002). For M. enterolobii,Burla et al. (2010) indicated that an inoculum level of500 or 2,000 eggs per plant is well suited for genotypescreenings, instead of the higher inoculum levels - ashigh as 15,000 eggs / plant – used in some studies.The authors also suggested that genotype screeningsshould be evaluated 135-180 days after inoculation,and that the variables final nematode population (Pf= eggs + J2 extracted from the root systems) andreproduction factor (RF= Pf / inoculum) were betterthan Pf / gram of root to assign host suitability.

This study reports further methodologicalevaluations: upon inoculation of 26 guava and “araçá”genotypes, it was assessed whether Pf counts obtainedfrom processing half the plant root system wasstatistically equivalent to counts obtained fromprocessing the entire root system. Since guava and“araçá” plants generally survive the trimming of theirroots and replanting, obtaining reliable Pf and RF datafrom half root systems is advantageous. It allowsindividual resistant plants to be kept alive for furtherstudies, an interesting approach for open-pollinatedspecies such as guava and “araçá”.

It was also assessed whether RF should be used toclassify the genotypes as proposed by Oostenbrink(1966) (RF < 1 = resistant; RF > 1 = susceptible) orby Moura & Régis (1987) (without a specific RF cutoffvalue). In the latter sense, the genotype with highestRF is taken as the susceptible standard, and the othergenotypes are classified according to their ability toreduce the highest RF: 0-25 % reduction = highlysusceptible; 26-50 % = susceptible; 51-75 % = weaklyresistant; 76-95 % = moderately resistant; 96-99 % =resistant; 100 % = highly resistant or immune. Thesetwo criteria, which have been used by different authors

aberta de goiabeiras e araçazeiros, ou a um erro metodológico intrínseco aos testes de screenings, ou a ambos.Palavras-chaves: nematoide-das-galhas da goiabeira, declínio da goiabeira, goiaba, araçá.


213


to screen guava and “araçá” genotypes, werecompared with the statistical analysis of Pf countsthrough F and Scott-Knott tests.

Typically, genotypes are classified as resistant orsusceptible according to the average responseobserved from the five to ten replicates (plants) ofeach genotype that were inoculated. For open-pollinated plants such as guava and “araçá”, this maynot be the best approach when one uses seedlingsproduced from true seeds, since unknown resistancegenes may flow across the plant population and varyin the progenies. In the present study, Pf counts ofeach plant of each genotype were analyzed to assesswhether resistance should be evaluated for each plantindividually, as opposed to the standard approachdescribed above.

Material and MethodsGeneral procedures. Twenty-two guava

genotypes and four “araçá” genotypes (P. guineense

Swartz or P. cattleyanum Sabine) were used in this study(Table 1). For all guava genotypes, the seedlings wereproduced from 7-10 cm-long stem cuttings. Wheneverthe guava genotype seemed somewhat variablephenotypically, e.g. in its leaf or fruit morphology,the cuttings were obtained from a single tree. Becausethe stem cuttings of “araçá” did not emit roots, evenwith the use of hormones, these genotypes had theirseedlings produced from true seeds. The seedlings wereproduced in 500 ml plastic bags filled with the growthsubstrate Plantmax®.

For the first and second experiments (see below),seedlings at the stage of four pairs of leaves wereindividually transplanted to 3,000-cm3 plastic bags filledwith a mixture of riverbed sand, soil and cattle manure(matured) at a 2:1:1 ratio. Each seedling was inoculatedwith 10 ml of a suspension calibrated to 500 eggs ofM. enterolobii, which was poured into four holes aroundthe seedling collar. Seedlings were maintained in agreenhouse with mean daily, mean maximum and

Table 1 - Genotypes of cultivated or wild guava (Psidium guajava) and wild “araçá” (P. guineense or P. cattleyanum) collected in Rio deJaneiro State, Brazil, and evaluated for resistance to Meloidogyne enterolobii.

1Genotype numbers refer to the collection of the Nematology Research Group at Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro.

Genotype number1 / identification Collecting site (municipality) / GPS coordinates Type of seedling used

136 / guava ‘Paluma’ Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o 9’44"S; long. 41o35’55"W Cuttings from different trees (C, Dt)93 / guava ‘Pedro Sato II’ Cachoeira de Macacu, lat. 22o34’37"S; long. 42o43’12"W C, Dt94 / guava ‘Hitigio’ Cachoeira de Macacu, lat. 22o34’39"S; long. 42o43’10"W C, Dt95 / guava ‘Tsumori’ Cachoeira de Macacu, lat. 22o34’39"S; long. 42o43’9"W C, Dt39 / guava ‘Sassaoka’ Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’7"S; long. 41o37’5"W C, Dt41 / wild guava Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’7"S; long. 41o37’5"W C, Dt36 / guava ‘Vita I’ Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’7"S; long. 41o37’5"W C, Dt109 / wild guava Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’7"S; long. 41o37’5"W C, Dt40 / guava ‘Pedro Sato I’ Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’7"S; long. 41o37’5"W C, Dt35 / guava ‘Século XXI’ Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’7"S; long. 41o37’5"W C, Dt135 / guava ‘Rica’ Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’44"S; long. 41o35’55"W C, Dt108 / wild guava Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’7"S; long. 41o37’5"W C, Dt134 / guava ‘Kumagai Branca’ Bom Jesus do Itabapoana, lat. 21o9’44"S; long. 41o35’55"W C, Dt84 / wild guava São João da Barra, lat. 21o39’42"S; long. 41o26’41"W Cuttings from a single tree (C, St)85 / wild guava São João da Barra, lat. 21o39’42"S; long. 41o26’41"W C, St87 / wild guava São João da Barra, lat. 21o39’21"S; long. 41o2’7"W C, St56 / wild guava Cachoeira de Macacu, lat. 22o31’22"S; long. 42o41’49"W C, St51 / wild guava Cachoeira de Macacu, lat. 22o34’36"S; long. 42o43’14"W C, St98 / wild guava Cachoeira de Macacu, lat. 22o36’41"S; long. 42o45’27"W C, St99 / wild guava Cachoeira de Macacu, lat. 22o36’41"S; long. 42o45’30"W C, St101 / wild guava Cachoeira de Macacu, lat. 22o36’21"S; long. 42o45’32"W C, St102 / wild guava Cachoeira de Macacu, lat. 22o36’23"S; long. 42o45’24"W C, St117 / wild “araçá” (P. cattleyanum) São João da Barra, lat. 21o41’22"S; long. 41o3’20"W True seeds115 / wild “araçá” (P. cattleyanum) Campos dos Goytacazes, lat. 21o45’47"S; long. 41o19’2"W True seeds116 / wild “araçá” (P. cattleyanum) Campos dos Goytacazes, lat. 21o45’41"S; long. 41o18’30"W True seeds111 / wild “araçá” (P. guineense) Itaboraí, lat. 22o44’55"S; long. 42o53’45"W True seeds

214 Vol. 34(4) - 2010


mean minimum temperatures of 30.5, 37.9 and 23.0oC, respectively. Seedlings were irrigated and fertilizedas needed.

One hundred and thirty-five days after inoculation(dai), the plant root systems were washed free of soiland individually processed for egg extractionaccording to Hicks & Simmons (2003) withmodifications: the root systems were individuallyplaced in 1-l glass vials filled with 500 ml of 6 %aqueous solution of Qboa® commercial bleach(approximately 5.25 % sodium hypochlorite). The vialswere shaken in a commercial shaker (TECNAL®,model TE240) for 4 min. at 130 cyles per min. Theresulting suspension was poured onto 100 and 500mesh sieves, and three 1 ml aliquotes were examinedto obtain nematode Pf counts.

First experiment. In order to evaluate whetherprocessing half or entire root systems for eggextraction was statistically equivalent, 14 guava seedlings‘Paluma’ were inoculated with M. enterolobii as describedabove, and maintained in a greenhouse in an entirelyrandomized arrangement. Upon evaluation (at 135dai), the entire root systems of seven plants wereprocessed for egg extraction as described above. Theroot systems of the other seven plants were cut inhalf along its longitudinal axis, and the roots wereprocessed as described above. These plants, with theremaining roots, were immediately replanted. The Pfcounts obtained from half root systems weremultiplied by two, and all counts (non-transformed)were compared through F test.

Second experiment. In order to comparedifferent criteria to classify the genotypes as nematoderesistant or susceptible, five to seven seedlings of eachof the genotypes listed in Table 1 were inoculated asdescribed above and maintained in a greenhouse inan entirely randomized arrangement. Since extractingeggs from half or entire root systems was statisticallyequivalent (see results), at 135 dai half root systemsof the plants were processed for egg extraction asdescribed above. The Pf counts (non-transformed)were compared through F and Scott-Knott tests. Thegenotype groups generated by the Scott-Knott testwere compared with the groups obtained when thecriteria proposed by Oostenbrink (1966) and Moura& Régis (1987) were applied.

To assess the variation between the plants of eachgenotype, for each 1 ml suspension aliquote of eachindividual plant of each genotype, the Pf counts (non-transformed) were analyzed using a model withrandom blocks and plant variation inside the genotype/ block, to determine the variation between genotypesand between plants of each genotype. The model usedwas Yijk = bj + gi + pk / gi + eijk (NID,0,σ2), inwhich bj= effect of block, gi= effect of genotype,pk/gi= effect of plant within the genotype, and eijk=experimental error. The data were analyzed usingANOVA, and the variance was estimated for plantswithin genotypes and between genotypes. The datawere analysed using the software Genes (Cruz, 2006).

Results and DiscussionProcessing whole vs. half root system. The F

test of Pf counts indicated (F < 0.05) that screeningsof Psidium spp. can be conducted through processingof just half the plant root system if it is cut carefullyalong its longitudinal axis (Table 2; Figure 1). This non-destructive method allowed the replanted plants togrow normally. This half root system approach wasused to process the 26 guava and “araçá” genotypesexamined in the following experiment (see below),with all the plants of all genotypes growing well afterreplanting.

Comparison of different criteria to classifygenotypes. Based on the Pf counts, the Scott-Knotttest created (F < 0.01) two groups of genotypes, oneof them comprised of the cultivated guavas ‘Hitigio’and ‘Tsumori’, the wild guavas 87, 98, 101, 102 and108, and the “araçás” 115, 116 and 117 (Table 3).

Based on the Oostenbrink’s classification scheme,the only resistant genotypes were “araçás” 115, 116and 117, which presented RF< 1 (Table 3). Thegenotypes grouped with these “araçás” through theScott-Knott test presented RFs varying from 11.2through 23.3, which suggest that Scott-Knott is notuseful to indicate which genotypes should be used ina breeding or grafting program. Likewise, Moura &Régis’ scheme classified the wild guava 98 asmoderately resistant (it presented a RF = 11.2), andgenotypes classified as weakly resistant had RFs as highas 23.3. The flaw in Moura & Régis’ scheme lies inclassifying the genotypes based on a relative RF: a


215


Table 2 - F test for final nematode population (Pf) in plants of guava (Psidium guajava) ‘Paluma’ inoculated with Meloidogyne enterolobiiand evaluated 135 days later by processing whole or half root systems.

1Values (not transformed) are average of seven replicates (plants) per treatment. Values followed by the same letter in the column arestatistically equivalent at F < 0.05.

Treatments Pf1 Calculated F value Tabled F value CV %

Whole root system 62,171A 0.031 4.28 34.8Half root system 64,228A - - -

Figure 1 - Guava seedling with root system split for nematode extraction.

216 Vol. 34(4) - 2010


Table 3 - Genotypes of cultivated or wild guava (Psidium guajava) and wild “araçá” (P. guineense or P. cattleyanum) inoculated withMeloidogyne enterolobii in greenhouse and evaluated 135 days later for final nematode population (Pf) and reproduction factor (RF =Pf / 500).

1Values are average of five to seven replicates (plants) per genotype.2Scott-Knott grouping at F < 0.01.3,4Genotype classification regarding resistance to M. enterolobii according to Oostenbrink (1966) and Moura & Régis (1987): HS = highlysusceptible; S = susceptible; WR = weakly resistant; MR = moderately resistant; R = resistant.

Genotype number Pf(x 1,000)1 Scott-Knott groups RF Oostenbrink Moura & Régis/ identification based on Pf2 (1966)3 (1987)4

136 / guava ‘Paluma’ 22.4 A 44.8 S HS93 / guava ‘Pedro Sato II’ 16 A 31.9 S S94 / guava ‘Hitigio’ 8.1 B 16.3 S WR95 / guava ‘Tsumori’ 10.9 B 21.8 S WR39 / guava ‘Sassaoka’ 15.4 A 30.8 S S41 / wild guava 17.7 A 35.3 S S36 / guava ‘Vita I’ 21 A 42 S HS109 / wild guava 14.5 A 28.9 S S40 / guava ‘Pedro Sato I’ 22.7 A 45.3 S HS35 / guava ‘Século XXI’ 18.1 A 36.2 S S135 / guava ‘Rica’ 24.6 A 49.3 S HS108 / wild guava 10.5 B 21 S WR134 / guava ‘Kumagai Branca’ 17.3 A 34.6 S S84 / wild guava 13.9 A 27.8 S S85 / wild guava 26.5 A 52.9 S HS87 / wild guava 11.7 B 23.3 S WR56 / wild guava 22 A 44.1 S HS51 / wild guava 14.7 A 29.5 S S98 / wild guava 5.6 B 11.2 S MR99 / wild guava 24.3 A 48.7 S HS101 / wild guava 7.2 B 14.4 S WR102 / wild guava 10.5 B 21.1 S WR117 / wild “araçá” (P. cattleyanum) 0.19 B 0.38 R R115 / wild “araçá” (P. cattleyanum) 0.19 B 0.39 R R116 / wild “araçá” (P. cattleyanum) 0.16 B 0.32 R R111 / wild “araçá” (P. guineense) 20.5 A 41.1 S HS

highly susceptible standard genotype will drag all theother genotypes up the resistance scale, leading thenematologist or breeder to classify as resistant somegenotypes with fairly high RFs.

Based on this study, it seems clear that Ostenbrink’sRF is better than Scott-Knott test and Moura & Régis’scheme to identify guava and “araçá” genotypes usefulfor breeding and grafting programs. Nonetheless,genotypes with RF just above 1 – susceptible in astrict sense - may be useful for further crossings andfield trials. In the field, genotypes with RF just above1 would be likely to sustain slow growth of a M.enterolobii population over the years in a guavaplantation; however, it could be possible that the plantswould not suffer a heavy burden on their physiology,therefore remaining resistant to the main pathogen

involved in this pathosystem, F. solani.Assessment of variation between plants of

each genotype. Interestingly, despite the uniformityof the experimental conditions, for each genotype thePf counts showed a C.V. % varying from 25 to 171% (results not shown), which suggests that the hostresponse varied considerably among the plants of eachgenotype. The ANOVA conducted considering thePf counts of each 1 ml aliquote of each plant ofeach genotype confirmed (P < 0.05) the differencesbetween the plants, which were numerically expressedby sw

2= 53.24 (Table 4). Even within genotypes thatwere considered susceptible to M. enterolobii (RF > 1)(Table 3), there were individual plants whose RF wasbelow or just above 1 (Table 5). These individual plantswill be cloned and rescreened to assess their resistance


217


to M. enterolobii.It is hypothesized that the variation observed in

host response between plants of the same genotype

may stem from two sources: i) experimental error(s)intrinsic to nematode resistance screenings, whichmight explain the variation observed in wild guava

Table 4 – ANOVA and estimates of variance between genotypes (σg2) and between plants of the same genotypes (sw

2) in genotypesof cultivated or wild guava (Psidium guajava) and wild “araçá” (P. guineense or P. cattleyanum) inoculated with Meloidogyne enterolobii ingreenhouse and evaluated 135 days later for final nematode population.

Source DF Mean Square Variance component

Block 3Genotype 25 3151025.8 σw

2 + kσ2 +

jkσg2

Residual 339 78028.9 σw2 + kσ

2

Plants within genotypes 143 4232782.9 σw2

Average 14,646.3 σg2 = 39.38 —

C.V. % 12.27 σw2 = 53.24 —

Table 5 - Genotypes and plants of cultivated or wild guava (Psidium guajava) and wild “araçá” (P. cattleyanum) inoculated withMeloidogyne enterolobii in greenhouse and evaluated 135 days later for final nematode population (Pf) and reproduction factor (RF =Pf / 500).

1Values are average of three counts performed on three 1 ml aliquotes per plant.2Genotype classification of resistance to M. enterolobii according to Oostenbrink (1966): R= resistant; S= susceptible.3 “*” indicates plants that, although strictly susceptible, will be retested.

Genotype number Plant number Pf1 RF Classification2,3

/ identification

117 / wild “araçá” 1 0 0 R117 / wild “araçá” 2 26 0.1 R117 / wild “araçá” 3 80 0.2 R117 / wild “araçá” 4 106 0.2 R117 / wild “araçá” 5 906 1.8 S*117 / wild “araçá” 6 133 0.3 R117 / wild “araçá” 7 80 0.2 R115 / wild “araçá” 1 320 0.6 R115 / wild “araçá” 2 160 0.3 R115 / wild “araçá” 3 133 0.3 R115 / wild “araçá” 4 80 0.2 R115 / wild “araçá” 5 186 0.4 R115 / wild “araçá” 6 26 0.1 R115 / wild “araçá” 7 453 0.9 R116 / wild “araçá” 1 0 0 R116 / wild “araçá” 2 186 0.4 R116 / wild “araçá” 3 320 0.6 R116 / wild “araçá” 4 133 0.3 R116 / wild “araçá” 5 160 0.3 R116 / wild “araçá” 6 53 0.1 R116 / wild “araçá” 7 266 0.5 R35 / guava ‘Século XXI’ 2 266 0.5 R56 / wild guava 1 213 0.4 R98 / wild guava 3 1,280 2.6 S*94 / guava ‘Hitigio’ 3 400 0.8 R84 / wild guava 4 400 0.8 R84 / wild guava 5 346 0.7 R51 / wild guava 1 560 1.1 S*109 / wild guava 1 453 0.9 R87 / wild guava 2 1,093 2.2 S*87 / wild guava 3 373 0.7 R135 / guava ‘Rica’ 3 1,280 2.6 S*

218 Vol. 34(4) - 2010


genotypes 51, 56, 84, 87 and 98, of which the stemcuttings used to produce the seedlings were collectedfrom single trees, and ii) genetic variation, which mightexplain the variation observed in wild guava 109 andin ‘Hitigio’, ‘Rica’ and ‘Século XXI’, of which the stemcuttings used to produce the seedlings were collectedfrom a population of trees. In Brazil, it has beennoticed that guava cultivars are somewhat variablephenotypically, and ‘Hitigio’ has not been officiallycharacterized. Further experiments have been set upto test those hypotheses.

The results of the present study suggest that forunder-studied plant species such as guava and “araçá”,there is a need to understand the sources of errors ingenotype screenings for resistance to M. enterolobii.Proper protocols will be crucial once researchadvances beyond screenings, which have been mostlyunsuccessful in finding resistance sources, into a phaseof breeding guava cultivars through classical ormolecular-assisted methods.

AcknowledgmentsThe authors are indebted to Viveiro Itamudas Ltda

for providing genotypes to be screened and access toits seedling-producing facility, and to Dr. MarceloSouza (Museu Nacional, Universidade Federal do Riode Janeiro) for the taxonomic identification of the“araçás”.

Literature CitedALMEIDA, E.J., J.M. SANTOS & A.B.G. MARTINS. 2009.

Resistência de goiabeiras e araçazeiros a Meloidogyneenterolobii. Pesquisa Agropecuária Brasileira 44: 421-423.

BRITO, J.A., J.D. STANLEY, M.L. MENDES, R.CETINTAS & D.W. DICKSON. 2007a. Host status ofselected cultivated plants to Meloidogyne enterolobii inFlorida. Nematropica 37: 65-71.

BRITO, J.A., J.D. STANLEY, R. KAUR, R. CETINTAS, M.DI VITTO, J.A. THIERS & D.W. DICKSON. 2007b.Effects of the Mi-1, N and Tabasco genes on infectionand reproduction of Meloidogyne enterolobii on tomatoand pepper genotypes. Journal of Nematology 39: 327-332.

BURLA, R.S., R.M. SOUZA, E. GONÇALVES Jr. & F.O.M.PEREIRA. 2007. Reação de acessos de Psidium spp. aMeloidogyne enterolobii. Nematologia Brasileira 31: 127-128 (Resumo).

BURLA, R.S., R.M. SOUZA, V.M. GOMES & F.M.CORRÊA. 2010. Comparação entre níveis de inóculo,épocas de avaliação e variáveis para seleção de Psidiumspp. visando à resistência a Meloidogyne enterolobii.Nematologia Brasileira 34 (2): 82-90.

CARNEIRO, R.M.D.G., P.A. CIROTTO, A.P.QUINTANILHA, D.B. SILVA & R.G. CARNEIRO.2007. Resistance to Meloidogyne enterolobii in Psidium spp.accessions and their grafting compatibility with P. guajavacv. Paluma. Fitopatologia Brasileira 32: 281-284.

CASASSA, A.M., J. MATHEUS, R. CROZZOLI, V. BRAVO& C. GONZÁLEZ. 1997. Respuesta de algunasselecciones de guayabo al nematode Meloidogyne incognitaen el municipio Mara del estado Zulia, Venezuela.Fitopatologia Venezuelana 10: 5-8.

CETINTAS, R., J.A. BRITO, D.W. DICKSON. 2008.Virulence of four Florida isolates of Meloidogyne enterolobiito selected soybean genotypes. Nematropica 38: 127-135.

CRUZ, C.D. 2006. Programa Genes - Análise Multivariada eSimulação. Editora UFV, Viçosa, 175 p.

CUADRA, R. & A. QUINCOSA. 1982. Comportamientode diferentes especies de Psidium como patrones paraguayabos resistentes a Meloidogyne (Nematoda:Heteroderidae). Ciencias de la Agricultura 13: 19-26.

FARGETTE, M. 1987. Use of esterase phenotype in thetaxonomy of the genus Meloidogyne. 2. Esterasephenotypes observed in West Africa populations andcharacterization. Revue de Nématologie, 10 (1): 45-56.

GOMES, V.M., R.M. SOUZA, F.M. CORRÊA, & C.DOLINSKI. 2010. Management of Meloidogyneenterolobii in commercial guava orchards with chemicalfertilization and organic amendments. NematologiaBrasileira 34 (1): 23-30.

GOMES, V.M., R.M. SOUZA, V. MUSSI-DIAS, S.F.SILVEIRA & C. DOLINSKI. 2011. Guava decline: acomplex disease involving Meloidogyne enterolobii andFusarium solani. Journal of Phytopathology, 159: 45-50.

HICKS, C.B. & J.A. SIMMONS. 2003. Multiple egg harvestsfrom Meloidogyne-infested tomato root systems. Journalof Nematology 35: 331 (Abstract).

HUSSEY, R.S. & G.J.W. JANSSEN. 2002. Root-knotNematodes: Meloidogyne species. In: STARR, J.L, R.COOK & J. BRIDGE (ed). Plant Resistance to ParasiticNematodes. CABI, Wallingford - UK, p. 43-70.

MARANHÃO, S.R.V.L., R.M. MOURA & E.M.R.PEDROSA. 2001. Reação de indivíduos segregantes degoiabeira a Meloidogyne incognita raça 1 e M. enterolobii.Nematologia Brasileira, 25: 191-195.

MARANHÃO, S.R.V.L., R.M. MOURA & E.M.R.PEDROSA. 2003. Reação de indivíduos segregantes dearaçazeiro a Meloidogyne incognita raça 1, M. javanica e M.enterolobii. Nematologia Brasileira, 27: 173-178.

MILAN, A.R. 2007. Breeding of Psidium species for root-knot nematode resistance in Malaysia. Acta Horticulturae735: 61-69.


219


MOURA, R.M. & E.M.O. RÉGIS. 1987. Reações de cultivaresde feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris) em relação aoparasitismo de Meloidogyne javanica e M. incognita(Nematoda: Heteroderidae). Nematologia Brasileira 11:215-225.

OOSTENBRINK, M. 1966. Major characteristics of therelation between nematodes and plants. Meded.Landbouwhogesch. Wageeningen 66: 1-46.

PEREIRA, F.O.M., R.M. SOUZA, P.M. SOUZA, C.DOLINSKI & G.K. SANTOS. 2009. Estimativa doimpacto econômico e social direto de Meloidogyne

enterolobii na cultura da goiaba no Brasil. NematologiaBrasileira 33: 176-181.

RODRÍGUEZ, M.G., L. GÓMEZ & B. PETEIRA. 2007.Meloidogyne enterolobii Rammah y Hirschmann, plagaemergente para la agricultura tropical y subtropical.Revista de Protección Vegetal 22: 183-198.

SCHERER, A. 2009. Ocorrência e hospedabilidade de Meloidogyneenterolobii em goiabeiras e plantas de cobertura de solo noParaná. (Tese de Doutorado). Universidade Estadual deLondrina, Londrina (PR), 64 p.

220 Vol. 34(4) - 2010

Waldir P. Dias, Vânia M. Freitas, Neucimara R. Ribeiro, Antonio W. Moita, Martin Homechin, Natália M.B. Parpinelli & Regina M.D.G. Carneiro

Reação de Genótipos de Soja a Meloidogyne enterolobii e M. ethiopica

Waldir P. Dias1*, Vânia M. Freitas2, Neucimara R. Ribeiro3, Antonio W. Moita4, Martin Homechin5, NatáliaM.B. Parpinelli6 & Regina M.D.G. Carneiro2

1Embrapa Soja, C. Postal 231, 86001-970 Londrina (PR) Brasil.2Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, C. Postal 02372, 70849-970 Brasília (DF) Brasil.

3APROSMAT, Rua dos Andradas 688, Vila Goulart, 78745-420 Rondonópolis (MT) Brasil.4Embrapa Hortaliças, Rodovia BR 60 km 9, 70359-970 Brasília (DF) Brasil.

5Universidade Estadual de Londrina, 86051-990 Londrina (PR) Brasil (in memoriam).6CTPA, Rodovia BR 153 km 4, C.Postal 533, 74001-970 Goiânia (GO) Brasil.

*Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 14 / 05 / 2010. Aceito em 22 / 11 / 2010Editado por Luiz Carlos C.B. Ferraz

Resumo - Dias, W.P., V.M. Freitas, N.R. Ribeiro, A.W. Moita, M. Homechin, N.M.B. Parpinelli & R.M.D.G.Carneiro. 2010. Reação de genótipos de soja a Meloidogyne enterolobii e M. ethiopica.

Meloidogyne enterolobii e M. ethiopica são nematoides-das-galhas de detecção relativamente recente no Brasilque, em se espalhando para as regiões produtoras de grãos do país, podem vir a causar danos em culturascomo soja e milho. O objetivo deste trabalho foi avaliar a reação de genótipos de soja frente a essas duasespécies. Os experimentos foram conduzidos em casa de vegetação adotando-se delineamento inteiramentecasualizado com 68 tratamentos (genótipos) para M. enterolobii e 64 para M. ethiopica, com sete repetições.Plantas individuais de soja foram inoculadas com 5.000 ovos + J2 dos respectivos nematoides. A avaliaçãoaconteceu aos 60 dias após a inoculação e baseou-se em dados de índices de galhas (IG) e fatores de reprodução(FR), definindo-se os genótipos como suscetíveis (IG > 2 e FR > 1), hipersuscetíveis (IG > 2 e FR ≤ 1),tolerantes (IG ≤ 2 e FR > 1), resistentes (IG ≤ 2 e FR ≤ 1) ou imunes (IG = 0 e FR = 0). Para M. enterolobii, oitogenótipos de soja (‘BRSGO Paraíso’, PI 594427 C, ‘BRS Valiosa RR’, ‘BRSGO Raimunda’, ‘BRS Favorita RR’,PI 595099, ‘BRS 211’ e ‘BRS 256RR’) foram tolerantes e 60 suscetíveis. Para M. ethiopica, 37 foram resistentes,oito tolerantes e 19 suscetíveis. Os resultados obtidos permitem afirmar que, ao contrário do observado paraM. ethiopica, a disponibilidade de fontes de resistência ou tolerância para M. enterolobii dentro do germoplasmada soja é pequena.Palavras-chaves: nematoides-das-galhas, resistência genética, tolerância.

Summary- Dias, W.P., V.M. Freitas, N.R. Ribeiro, A.W. Moita, M. Homechin, N.M.B. Parpinelli & R.M.D.G.Carneiro. 2010. Reaction of soybean genotypes to Meloidogyne enterolobii and M. ethiopica.

Meloidogyne enterolobii and M. ethiopica have been detected in Brazil in recent years and their eventual disseminationto large producing areas of soybean and corn is considered a threat for local economy. The objective of thisstudy was to evaluate the reaction of soybean genotypes in relation to these two root-knot nematode species,under greenhouse conditions. The experiments were arranged in a completely randomized design with 68treatments (genotypes) for M. enterolobii and 64 for M. ethiopica, with seven replications. Each plant was inoculatedwith 5,000 eggs + J2 juveniles of one individual nematode species. The evaluation was done 60 days after theinoculation based on root-gall index (IG) and nematode reproduction factor (RF). According to the Canto-Sáenz scheme, the genotypes were rated as susceptible (IG > 2 and FR > 1), hiper-susceptible (IG > 2 and FR≤ 1), tolerant (IG ≤ 2 and FR > 1), resistant (IG ≤ 2 and FR ≤ 1) or immune (IG = 0 and FR = 0). In relationto M. enterolobii, eight genotypes (‘BRSGO Paraíso’, PI 594427 C, ‘BRS Valiosa RR’, ‘BRSGO Raimunda’, ‘BRS

ARTIGO


221


IntroduçãoMeloidogyne enterolobii (sin. M. mayaguensis, segundo

Hunt & Handoo, 2009) tornou-se, nos últimos 20anos, o principal problema sanitário da cultura dagoiabeira no Brasil. Em todo o país, a área infestadapelo nematoide é hoje estimada em 5000 ha,distribuída por 16 estados, e o impacto econômicosobre a produção devido ao declínio vegetativocausado por essa espécie foi calculado, no ano de 2008,em cerca de 66 milhões de dólares (Pereira et al., 2009).Em estudo recente, Gomes et al. (2010) concluíramque o chamado “declínio da goiabeira” constituidoença complexa devida ao efeito sinergístico dasações de M. enterolobii e Fusarium solani, sendo onematoide o agente cujo parasitismo inicial predispõeas plantas à intensa degeneração radicular subsequentepelo fungo.

Outra espécie de nematoide-das-galhas, M. ethiopica,foi também detectada no Brasil a partir de 2003,parasitando, entre outras culturas, quivi, fumo, videira,soja, tomate e yacon (Lima et al., 2009), ocorrendoprincipalmente nos estados do Rio Grande do Sul,São Paulo e no Distrito Federal (Brasília). A suaintrodução no Brasil, provavelmente ocorreu a partirdo Chile, onde está presente em várias regiões e causaenormes prejuízos nas culturas da videira e do quivi(Carneiro et al., 2007).

Devido à ampla lista de hospedeiros e grandepotencial de disseminação, M. enterolobii e M. ethiopicaconstituem ameaças a várias culturas de interesseeconômico no Brasil. No caso da soja, a ameaça éainda maior, pois a cultura está distribuída por quasetodo o país (Dias et al., 2007).

Objetivou-se, pois, avaliar a reação das principaiscultivares de soja utilizadas no Brasil frente a essasduas espécies, sob condição de casa de vegetação.

Material e MétodosOs estudos foram conduzidos na Embrapa Soja,

em Londrina (PR), nos períodos de maio a julho e desetembro a novembro de 2006. Em cada uma dasépocas, foram conduzidos dois experimentos, umpara cada espécie de nematoide. Ao todo, foramavaliados 68 genótipos para M. enterolobii (Tabela 1) e64 para M. ethiopica (Tabela 2). O delineamentoexperimental adotado foi o inteiramente casualizado,com sete repetições. As médias das temperaturas diáriasno interior da casa de vegetação ficaram sempre nafaixa de 25 a 30 °C.

Populações puras dos nematoides, identificadas naEmbrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia pelaanálise dos fenótipos das esterases (Carneiro &Almeida, 2001), foram trazidas para a Embrapa Sojae multiplicadas, separadamente, em plantas detomateiro ‘Santa Cruz’, por aproximadamente 60 dias.Para as inoculações, os ovos obtidos (Boneti & Ferraz,1981) foram quantificados em câmara de Peters,calibrando-se as suspensões dos respectivosnematoides para 1.250 ovos + J2 / ml.

Dada à inexistência de informações na literaturasobre a reação de soja a M. enterolobii e M. ethiopica,nos experimentos conduzidos na primeira época nãoforam incluídos padrões de suscetibilidade e deresistência. Na segunda época, tais padrões foram,respectivamente, os genótipos ‘BRSMT-Pintado’ e PI-595099, selecionados na avaliação anterior. Em todosos ensaios, foram usados tubetes plásticos de 300 cm3

contendo mistura de solo e areia (1:3), previamentesuplementada com fertilizantes apropriados eesterilizada com brometo de metila.

Os genótipos foram semeados, separadamente,em copos plásticos de 500 cm3 contendo areiaautoclavada e uma plântula foi transplantada para cadatubete, três dias após a emergência. Decorridos maisdois dias, cada plântula foi inoculada com 5.000 ovos+ J2 de um ou outro nematoide, com o auxílio depipeta automática, depositando-se a suspensão nasparedes de orifício aberto ao lado do colo da plântula.

Favorita RR’, PI 595099, ‘BRS 211’ e ‘BRS 256RR’) were tolerant and 60 susceptible. For M. ethiopica, 37 wereresistant, eight moderately resistant and 19 susceptible. These results indicate that the availability of geneticsources for resistance or tolerance to M. enterolobii within the soybean germplasm is much smaller in relation toM. ethiopica.Key words: root-knot nematodes, resistance, tolerance.

222 Vol. 34(4) - 2010


A avaliação ocorreu aos 60 dias após a inoculaçãoatribuindo-se a cada planta de soja nota variável de 0(zero), indicativa de ausência de galhas, a 5 (cinco),equivalente à máxima incidência de galhas no sistemaradicular. Determinaram-se também os números deovos dos nematoides (Boneti & Ferraz, 1981)produzidos no período, calculando-se então osrespectivos fatores de reprodução (FR) conformeOostenbrink (1966). Com base nos valores médiosde IG e FR, os genótipos foram classificados, comoproposto no esquema de Canto-Sáenz (Sasser et al.,1984), em hipersuscetíveis (IG > 2 e FR ≤ 1),suscetíveis (IG > 2 e FR > 1), tolerantes (IG ≤ 2 e FR> 1), resistentes (IG ≤ 2 e FR ≤ 1) ou imunes (IG = 0e FR = 0).

Resultados e DiscussãoPara ambos os nematoides e épocas de avaliação,

a viabilidade dos inóculos e as condições experimentaisafiguraram-se satisfatórias, pois os IG e FR obtidosnos genótipos suscetíveis foram tidos como altos(Tabelas 1 e 2). As reações dos padrões incluídos nasegunda época de avaliação ficaram dentro doesperado, ou seja, confirmaram-se a suscetibilidadede ‘BRSMT-Pintado’ aos dois nematoides e aresistência (M. ethiopica) ou tolerância (M. mayaguensis)da PI 595099. Ao contrário de avaliações conduzidas acampo, que, em virtude da falta de uniformidade nadistribuição dos nematoides no solo, resultam em muitosescapes, testes com nematoides-das-galhas realizados emcasa de vegetação, como o presente, com inoculaçãoindividual das plantas, permitem classificar a reação degenótipos de soja com segurança.

Para M. enterolobii, os IG variaram de 0,8 a 5,0 e de1,6 a 5,0 e os FR de 3,2 a 28,1 e de 1,7 a 17,2,respectivamente, nos primeiro e segundoexperimentos (Tabela 1). De 68 genótipos avaliadosnas duas épocas, oito (‘BRSGO-Paraíso’, PI-594427C, ‘BRS-Valiosa RR’, ‘BRSGO-Raimunda’, ‘BRS-Favorita RR’, PI-595099, ‘BRS-211’ e ‘BRS-256RR’)foram tolerantes (IG ≤ 2 e FR > 1) e 60 foramsuscetíveis (IG > 2 e FR >1 ). Nenhum genótipo foiconsiderado resistente ((IG ≤ 2 e FR ≤ 1).

No caso de M. ethiopica, os IG variaram de 0,0 e4,5 e de 0,0 a 5,0 e os FR de 0,0 a 12,6 e de 0,1 a 25,8,nos primeiro e segundo experimentos, respectivamente

(Tabela 2). De 64 genótipos testados, foramencontrados 37 resistentes, oito tolerantes e 19suscetíveis.

Em geral, foi observada correlação positiva entreIG e FR para ambos os nematoides, mas, no caso deM. enterolobii, houve exceções. Por exemplo, ascultivares BRS-213, BRS-Corisco e Ocepar-4 Iguaçuapresentaram IG altos e FR relativamente baixosenquanto com MG/BR-46 Conquista ocorreu ooposto, ou seja, IG baixo e FR relativamente alto. Talfalta de correlação também foi verificada emavaliações prévias envolvendo M. incognita (Luzzi etal., 1987) e M. javanica (Mendes et al., 2001). Para evitarou, pelo menos, minimizar tais problemas, o ideal éproceder à avaliação de vários parâmetros, tais como,índice de galhas, índice de massa de ovos, número deovos por grama de raiz e fator de reprodução (Silva,1998).

No presente estudo, com número relativamentepequeno de genótipos em avaliação, foi possíveldeterminar dois parâmetros (IG e FR) e utilizar-se oesquema de Canto-Sáenz para caracterizar as reações.Apesar de existirem genótipos em que o IG não secorrelaciona com o FR, os programas de melhoramentogenético de soja, em função do número de linhagens atestar ser muito grande (milhares), geralmente selecionamos materiais resistentes a Meloidogyne spp. com base apenasno IG. Isso se justifica pelo fato de o IG ser o parâmetrode mais fácil determinação e que permite avaliarrapidamente um grande número de linhagens. Por essarazão, o IG também é o parâmetro que consta nosprotocolos norteadores dos testes de avaliação da reaçãode genótipos de soja a nematoides-das-galhas elaboradospelo Serviço Nacional de Proteção de Cultivares (SNPC,2010). O SNPC sugere designar a reação das cultivaresde soja em três categorias: resistente (IG < 2),moderadamente resistente (IG ≥ 2 e < 3) e suscetível(IG > 3).

A despeito de suas limitações, a utilização do IG jápossibilitou o desenvolvimento de mais de 80 cultivaresde soja resistentes ou moderadamente resistentes a M.incognita e/ou a M. javanica no Brasil (Tecnologias..., 2008).Sobretudo no caso de M. javanica, quase todas essascultivares apresentam FR > 1, embora baixos. Assim,no presente estudo, de modo semelhante, em relação aM. enterolobii, muitas cultivares teriam que ser consideradas


223


Tabela 1 - Índices de galhas radiculares (IG), fatores de reprodução (FR = Pf / Pi) e reações de genótipos de soja aos 60 dias apósa inoculação com 5.000 ovos e J2 de Meloidogyne enterolobii em casa de vegetação. Médias de sete repetições.

Experimento 1 (10/05 a 10/07/2006) Experimento 2 (20/09 a 16/11/2006)Genótipos IG1 FR2 Reação3 Genótipos IG FR Reação

PI 594538 5,0 28,1 a S BRS 231 5,0 17,2 a SPI 594401B 4,4 23,9 a S M-SOY 8001 4,5 16,4 a SPI 594596 4,7 14,7 b S Embrapa 20 (Doko RC) 5,0 16,0 a SBRS 133 4,4 14,7 b S BRS 217 [Flora] 5,0 14,4 a SBRSMT Pintado 5,0 14,1 b S BRS 232 5,0 12,2 a SBRSGO Luziânia 4,0 14,0 b S BRS 214 5,0 11,7 a SPI 594753 5,0 13,9 b S BRSMG 68 [Vencedora] 4,3 10,1 a SPI 594775 5,0 13,7 b S BRSMT Pintado (PS)4 5,0 10,0 a SPI 594470C 5,0 13,5 b S BRSGO Caipônia 5,0 9,4 a STropical 4,0 12,6 b S Mágica 73 2,7 9,3 a SCD 217 3,0 9,3 b S CD 202 5,0 9,2 a SMG/BR 46 Conquista 2,2 8,7 b S BR 36 5,0 9,1 a SPI 594403 3,5 8,4 b S TMG 108RR 5,0 8,7 a SSanta Rosa 3,0 7,7 b S BRS 230 4,2 7,4 a SForrest 3,0 7,3 b S BRS 240 3,5 7,1 a SPI 200538 3,5 6,9 b S BRS Eva 3,2 6,5 a SPI 230977 2,8 6,6 b S BRS Macota 4,4 6,4 a SBRSGO Paraíso 2,0 6,5 b T BRS Baliza RR 3,0 6,4 a SBragg 3,3 6,4 b S TMG 103RR 2,8 5,8 a SCD 208 3,0 6,1 b S BRS Cambona 2,8 5,0 a SPI 96354 3,1 6,0 b S BRS Marina 3,5 4,9 a SBedford 3,0 5,8 b S FMT Perdiz 2,5 4,5 a SCD 201 2,5 5,8 b S BRS 239 3,2 4,1 a SBRS Celeste 3,2 5,3 b S BR01-11854 (BRS 282) 2,4 4,0 a SPI 594427C 1,0 5,3 b T BRS Pétala 2,1 4,0 a SLee 74 2,3 5,2 b S BRS 261 2,6 3,6 b SBRS Valiosa RR 1,5 5,1 b T BRS 211 1,7 3,4 b TBRSGO 204 [Goiânia] 2,3 4,9 b S BRS 256RR 1,6 3,4 b TBRSGO Raimunda 1,8 4,9 b T BRS 257 3,7 3,1 b SOcepar 4 Iguaçu 4,2 4,3 b S FT Cometa 2,1 3,0 b SBRS Favorita RR 1,5 4,0 b T BRS Candeia 2,3 2,9 b SBRS 233 2,7 3,6 c S BRSMS Piapara 2,5 2,8 b SPI 595099 0,8 3,2 c T BRS 213 4,3 2,6 b S

BRS Corisco 4,2 2,6 b SPI 595099 (PT)5 2,0 2,6 b TBRSMG Garantia 2,3 2,1 b SBRS Silvânia RR 3,0 1,7 b S

1IG: 0 (zero) = ausência de galhas; 5 = máxima intensidade de galhas.2Médias seguidas de mesma letra, nas colunas, não diferem significativamente entre si pelo teste de Scott & Knott (P = 0,05).3S = suscetível (IG >2 e FR >1), T = tolerante (IG ≤ 2 e FR >1) e R = resistente (IG ≤ 2 e FR ≤ 1).4PS = padrão de suscetibilidade e 5PT = padrão de tolerância.

tolerantes ou até suscetíveis. Essa classificação rigorosada reação certamente teria desestimulado a utilização detais cultivares e agravado ainda mais os problemas comnematoides-das-galhas na sojicultura, pois os produtorescontinuariam semeando materiais muito suscetíveis (FRelevados). Embora multiplicando com algumaintensidade os nematoides-das-galhas, o emprego dasmesmas é que tem permitido aos agricultores, em especial

na região central do Brasil, continuar produzindoeconomicamente.

É importante destacar, entretanto, que os agricultoresdevem estar cientes de que o monocultivo de cultivarresistente resulta, ao longo dos anos, em aumento daspopulações dos nematoides-das-galhas no solo, o quepode vir a inviabilizar o seu uso. Assim, emdeterminados anos, o agricultor tem que substituir a

224 Vol. 34(4) - 2010


soja por uma espécie vegetal imune ou com FR < 1para a espécie de Meloidogyne predominante na área.

Os resultados obtidos no presente estudopermitem afirmar que, ao contrário do que acontececom M. ethiopica, a disponibilidade de fontes deresistência para M. enterolobii no germoplasma da sojaé bastante reduzida e que os níveis de resistência dasfontes também não são altos. Para M. enterolobii, atémesmo os genótipos com IG ≤ 2 (resistentes pela

classificação nos protocolos do SNPC) multiplicaramo parasita em alguma extensão (FR > 1,0). Na hipótesede as duas espécies de Meloidogyne aqui tratadas seespalharem pelas regiões produtoras de soja do Brasil,o controle de M. ethiopica pelo uso da resistênciagenética será muito mais fácil. Para esta espécie, alémde já existir no comércio um grande número decultivares resistentes, a qualidade da resistência tambémé superior, haja vista o alto percentual de genótipos

Tabela 2 - Índices de galhas radiculares (IG), fatores de reprodução (FR = Pf / Pi) e reações de genótipos de soja aos 60 dias apósa inoculação com 5.000 ovos e J2 de Meloidogyne ethiopica em casa de vegetação. Médias de sete repetições.

Experimento 1 (10/05 a 10/07/2006) Experimento 2 (20/09 a 16/11/2006)Genótipos IG1 FR2 Reação3 Genótipos IG FR Reação

PI 594403 4,5 12,6 a S BRS 217 [Flora] 5,0 25,8 a SPI 594775A 3,8 10,0 a S Embrapa 20 (Doko RC) 4,8 19,2 b SPI 594470C 3,0 6,7 a S BRS 214 4,0 14,5 b SBRS 133 4,5 6,4 a S BRS 231 3,2 8,9 b SBRSMT Pintado 3,5 4,1 a S BRSMG 68 Vencedora 3,1 8,7 b SPI 594596 2,4 3,6 b S BRSMT Pintado (PS)4 4,8 8,6 b SPI 594401B 4,0 3,5 b S BR 36 3,4 8,5 b SPI 200538 2,5 2,0 c S CD 202 3,4 7,8 b SBRSGO Luziânia 0,4 1,2 c T BRS 232 3,4 7,6 b SPI 594427C 0,8 1,1 c T BRSGO Caiapônia 3,3 7,1 b SMG/BR 46 (Conquista) 0,0 1,0 c R M-SOY 8001 1,6 6,5 b TOcepar 4 Iguaçu 0,5 1,0 c R TMG 108RR 2,8 5,7 b STropical 1,2 0,8 d R BRS 230 2,2 3,9 c SBRS Celeste 2,0 0,5 d R BRS Baliza RR 1,7 3,1 c TBRSMG Favorita RR 1,0 0,5 d R BRS Eva 1,4 2,1 d TPI 230977 1,3 0,4 d R FMT Perdiz 1,7 1,8 d TPI 96354 0,5 0,3 d R TMG 103RR 1,6 1,8 d TCD 217 0,3 0,3 d R FT Cometa 1,6 1,3 d TCD 208 0,0 0,3 d R BRS 257 0,7 0,9 e RLee 74 0,1 0,2 d R Mágica 73 1,6 0,7 e RBedford 0,0 0,2 d R BRSMS Piapara 1,3 0,6 e RCD 201 0,0 0,2 d R BRS Silvânia RR 2,0 0,5 e RBRS 233 0,1 0,1 d R BRS Pétala 0,2 0,5 e RBRSGO 204 [Goiânia] 0,5 0,1 d R BRS 240 0,2 0,5 e RBRSGO Paraíso 0,1 0,1 d R BRS Cambona 0,5 0,4 e RBRSGO Raimunda 0,0 0,1 d R BRS Marina 0,5 0,4 e RBRSMG Valiosa RR 0,0 0,1 d R BRS Macota 1,3 0,3 e RPI 595099 0,0 0,1 d R BRS Corisco 2,0 0,3 e RForrest 0,1 0,1 d R BRS 211 0,7 0,3 e RSanta Rosa 2,0 0,1 d R BRS Candeia 0,4 0,3 e RBragg 0,4 0,0 e R BR01-11854 (BRS 282) 1,0 0,2 e R

BRS 239 1,0 0,2 e RBRS 256RR 0,2 0,1 e RBRSMG Garantia 0,0 0,1 e RPI 595099 (PR)5 0,3 0,1 e R

1IG: 0 (zero) = ausência de galha; 5= máxima intensidade de galhas.2Médias seguidas da mesma letra, nas colunas, não diferem significativamente entre si pelo teste de Scott & Knott (P = 0,05).3S = suscetível (IG > 2 e FR > 1), T = tolerante (IG ≤ 2 e FR > 1) e R = resistente (IG ≤ 2 e FR ≤ 1).4PS = padrão de suscetibilidade e 5PR = padrão de resistência.


225


que exibiram FR inferiores a 1,0 (Tabela 2). Aresistência da soja a M. enterolobii, a exemplo doobservado com M. javanica (Silva et al., 2001), pareceser mais complexa e envolver um número maior degenes do que no caso de M. ethiopica.

A maioria dos genótipos de soja resistentes a M.incognita (Tecnologias..., 2008) também apresentouresistência para M. ethiopica. As exceções foram ascultivares CD-202, BR-36, BRSGO-Caiapônia eBRSMG-68 Vencedora, nas quais parece faltar umou mais genes para resistência a M. ethiopica. Por outrolado, todos os genótipos de soja resistentes a M.javanica (Tecnologias..., 2008), incluindo aquelessuscetíveis a M. incognita, também apresentaramresistência a M. ethiopica.

Literatura CitadaBONETTI, J.I. & S. FERRAZ. 1981. Modificações no

método Hussey & Barker para extração de ovos deMeloidogyne exigua, em raízes de cafeeiro. FitopatologiaBrasileira, 6: 533.

CARNEIRO, R.M.D.G. & M.R.A. ALMEIDA. 2001. Técnicade eletroforese usada no estudo de enzimas dosnematóides de galhas para identificação de espécies.Nematologia Brasileira, 25 (1): 35-44.

CARNEIRO, R.M.D.G., M.R.A. ALMEIDA, E.T.COFCEWICZ, MAGUNACELAYA J C. & E.ABALLAY. 2007. Meloidogyne ethiopica, a major root-knot nematode parasitising Vitis vinifera and other cropsin Chile. Nematology, 30 (1): 635-641.

CASTRO, J.M.C., R.D. LIMA & R.M.D.G. CARNEIRO.2003. Variabilidade enzimática de populações deMeloidogyne spp. em regiões produtoras de soja no Brasil.Nematologia Brasileira, 27 (1): 1-12.

DIAS, W.P. Nematóide de importância para a soja no Brasil.2007. Boletim de Pesquisa 2007. FUNDAÇÃO MT -Fundação de Apoio à Pesquisa Agropecuária de MatoGrosso, Rondonópolis, p.173-183.

GOMES, V.M., R.M. SOUZA, V.M. DIAS, S.F. SILVEIRA& C. DOLINSKI, 2010. Guava decline: a complex diseaseinvolving Meloidogyne mayaguensis and Fusarium solani.Journal of Phytopathology, 158: 1-6.

HUNT, D.J. & Z.A. HANDOO. 2009. Taxonomy,identification and principal species. In: PERRY, R.N.,M. MOENS & J. STARR (ed). Root-knot Nematodes.CABI, Wallingford - UK, p. 55-97.

LIMA, E.A., J.K. MATTOS, A.W. MOITA, R.G.CARNEIRO & R.M.D.G. CARNEIRO, 2009. Hoststatus of different crops to Meloidogyne ethiopica control.Tropical Plant Pathology, 34: 152-157.

LUZZI, B.M., H.R. BOERMA & R.S. HUSSEY. 1987.Resistance to three species of root-knot nematode insoybean. Crop Science, 27: 258-262.

MENDES, M.L., O.C. CAMILO, F.R. VICENTE & P.B.N.RODRIGUEZ. 2001. Reação de genótipos de soja aMeloidogyne javanica (Treub) Chitwood. NematologiaBrasileira, 25: 89-93.

OOSTENBRINK, M. 1966. Major characteristics of therelation between nematodes and plants. Med.Landbouwhogeschool, 66: 3-46.

PEREIRA F.M., R.M. SOUZA, P.M. SOUZA, C.DOLINSKI &G.K. SANTOS. 2009. Estimativa doimpacto econômico e social direto de Meloidogynemayaguensis na cultura da goiaba no Brasil. NematologiaBrasileira, 33: 176–181.

SASSER, J.N., C.C. CARTER & K.M. HARTMAN. 1984.Standardization of Host Suitability Studies andReporting of Resistance to Root-knot Nematodes.North Carolina State University Graphics, Raleigh (NC)EUA.

SNPC - Serviço Nacional de Proteção de Cultivares. 2009.Protocolos para avaliação de reação às doenças em soja.<http://www.agricultura.gov.br/serviços/proteção>acesso em 30 de março 2010.

SILVA, J.F.V. 1998. Problemas fitossanitários da soja noBrasil, com ênfase em nematóides. In: CONGRESSOBRASILEIRO DE NEMATOLOGIA, XXI, Maringá(PR). Resumos, p. 16-20.

SILVA, J.F.V., L.C.C.B. FERRAZ & C.A ARIAS. 2001.Herança da resistência a Meloidogyne javanica em soja.Nematropica, 31 (2): 211-219.

TECNOLOGIAS DE PRODUÇÃO DE SOJA – REGIÃOCENTRAL DO BRASIL (2009 e 2010). 2008. EmbrapaSoja, Embrapa Cerrados e Embrapa Agropecuária Oeste,262 p.

226 Vol. 34(4) - 2010

Vilmar Gonzaga & Jaime M. dos Santos

Estudo Comparativo de Multiplicação In Vitro de Seis Espécies dePratylenchus em Cilindros de Cenoura*

Vilmar Gonzaga1** & Jaime M. dos Santos2**

*Parte da Tese de Doutorado do primeiro autor, apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias - UniversidadeEstadual Paulista (FCAV - UNESP), 14884-900 Jaboticabal (SP) Brasil.

1Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, C.Postal 02372, 70849-970 Brasília (DF) Brasil.2FCAV - UNESP, 14884-900 Jaboticabal (SP) Brasil.

**Autores para correspondência: [email protected], [email protected]


Resumo - Gonzaga, V. & J. M. dos Santos. 2010. Estudo comparativo de multiplicação in vitro de seis espéciesde Pratylenchus em cilindros de cenoura.

Populações axênicas de nematoides são úteis para produção de inóculo, estudos taxonômicos, bioensaiosem geral e, mais recentemente, estudos moleculares. O presente estudo teve como objetivo comparar amultiplicação in vitro de seis espécies de Pratylenchus obtidas de diferentes culturas. Os nematoides foram axenizadosem solução de ampicilina a 0,1 %, seguida da inoculação em condições assépticas em cilindros de cenoura de30 mm de comprimento por 15 mm de diâmetro, acondicionados individualmente em vidro de 110 mm dealtura por 55 mm de diâmetro. Vinte fêmeas de espécies partenogenéticas foram inoculadas por cilindro, evinte fêmeas e dez machos das espécies anfimíticas, com cinco repetições. Após a inoculação, os cilindrosforam mantidos a 25 ± 1 oC em BOD, por 120 dias no escuro. Então, procedeu-se à extração dos nematoidespela flutuação em centrífuga em solução de sacarose com caulim; a população foi estimada com auxílio dacâmara de contagem de Peters, ao estereoscópio. A maior média da população final foi obtida para P. penetrans,correspondendo a 156.621 formas ativas e ovos, enquanto P. jaehni exibiu a menor média (40.201). Entretanto,P. jaehni não diferiu estatisticamente de P. brachyurus, P. coffeae, P. vulnus e P. zeae quanto ao número total deespécimes e ovos por cilindro. Portanto, as seis espécies de Pratylenchus utilizadas no presente estudo apresentaramalta multiplicação in vitro em cilindros de cenoura.Palavras-chaves: nematoides das lesões radiculares, populações axênicas, reprodução.

Summary - Gonzaga, V. & J. M. dos Santos. 2010. Comparative study of in vitro multiplication of six Pratylenchusspecies in carrot cylinders.

Nematode axenic populations are useful for inoculum production, taxonomic purpose and bioassays ingeneral and, more recently, for molecular studies. The present study was carried out with the objective ofcomparing the in vitro multiplication of six Pratylenchus species obtained of different cultures. The nematodeswere axenized in 0.1 % of ampicilin solution, in aseptic conditions, and inoculated on carrot cylinders of 30mm length and 15 mm diameter, individually conditioned in glasses of 110 mm height and 55 mm diameter.Twenty females were inoculated by cylinder, in the case of parthenogenetic species, and twenty females and tenmales, in the case of the amphimitic species, with five repetitions for each treatment. After inoculation, theglasses were kept in BOD, at 25 ± 1 oC, for 120 days, in the dark. Then, the nematodes were extracted by thesucrose flotation technique with kaolin and the populations were estimated with a Peters slide under stereoscope.The higher final population was reached by P. penetrans, with average of 156,621 active forms and eggs, whileP. jaehni showed the lower average (40,201). However, there is no statistical difference in the final population

COMUNICAÇÃO


227

Estudo Comparativo de Multiplicação In Vitro de Seis Espécies de Pratylenchus em Cilindros de Cenoura

Tabela 1 - Procedência de espécies de Pratylenchus utilizadas no estudo da multiplicação in vitro em cilindros de cenoura.

Espécie Origem Hospedeiro

Pratylenchus brachyurus Silvania (GO) Sorghum bicolorP. coffeae Franca (SP) Musa sp.P. jaehni Itajobi (SP) Citrus limoniaP. penetrans Guaraí (TO) Glycine maxP. vulnus Andradas (MG) Rosa sp.P. zeae Onda Verde (SP) Saccharum sp.

aumentaram a espessura dos discos de cenoura para10 a 15 mm, colocaram cinco discos por placa dePetri e não utilizaram o meio de ágar-água contendoantibióticos. Com essas alterações da técnicaobtiveram, em um período de três a quatro mesesapós a inoculação de P. vulnus, aumento de 1.000 vezesno número de nematoides inoculados.

O presente estudo foi conduzido com o objetivode adaptar técnicas de multiplicação de Pratylenchusspp. em condições axênicas e comparar amultiplicação in vitro, em cilindros de cenoura, de P.brachyurus, P. coffeae, P. jaehni, P. penetrans, P. vulnus e P.zeae.

As procedências das populações de Pratylenchusspp. e as respectivas plantas hospedeiras estão alistadasna Tabela 1. Essas populações foram obtidas deamostras de raízes de plantas de diferentes culturasencaminhadas ao Laboratório de Nematologia doDepartamento de Fitossanidade da Faculdade deCiências Agrárias e Veterinárias (FCAV - UNESP),em Jaboticabal (SP) para análise. As espécies foramidentificadas com base em dados morfométricos emorfoanatômicos obtidos aos microscópios fotônicoe eletrônico de varredura e mantidas em casa-de-vegetação em seus hospedeiros originais, em vasoscontendo substrato autoclavado.

Os nematoides foram extraídos das raízes de seusrespectivos hospedeiros pela flutuação centrífuga emsolução de sacarose, com caulim (Coolen & D’Herde,1972). Em seguida, os nematoides foram axenizadosutilizando-se a técnica de Mountain (1955), commodificações. Com efeito, em vez de sulfato de

ConteúdoOs nematoides das lesões radiculares (Pratylenchus

spp.) infectam grande número de espécies vegetais deimportância econômica para a agricultura nacional,tais como soja, cana-de-açúcar, citros, milho, café,algodão, batata, dentre outras (Tenente et al., 2002),podendo causar danos apreciáveis a essas culturas. NoBrasil e no mundo, esses fitonematoides ocupam osegundo lugar em importância econômica para aagricultura, sendo superados apenas pelos nematoides-das-galhas, Meloidogyne spp. (Sasser & Freckman, 1987,Lordello, 1992).

A multiplicação, em condições axênicas, denematoides utilizando a técnica de discos de cenoura(Daucus carota) desenvolvida por O´Bannon & Taylor(1968) vem sendo utilizada para multiplicação in vitrode diferentes espécies de Pratylenchus (Towson & Lear,1982; Verdejo-Lucas & Pinochet, 1992; Stoffelen, etal., 1999; Di Vito et al., 2002; Mudiope et al., 2004).Segundo Castro (1986) e também Castro & Ferraz(1989), a utilização de discos de cenoura paramultiplicação in vitro de nematoides é uma técnica maissimples e menos onerosa que a técnica de cultura detecido em calo de alfafa, desenvolvida por Krusberg(1961).

No trabalho realizado por O’Bannon & Taylor(1968), os discos de cenoura de 2 a 4 mm de espessuraforam colocados em placas de Petri contendo ágar-água e antibióticos, proporcionando a obtenção dealtas populações de P. brachyurus e Radopholus similis.As melhorias nessa técnica introduzidas por Moodyet al. (1973) foram consideráveis. Esses pesquisadores

among P. jaehni, P. brachyurus, P. coffeae, P. vulnus and P. zeae. Therefore, this study demonstrated the suitability ofusing carrot cylinders for Pratylenchus as high multiplication levels were reached for the six species tested.Key words: lesion nematodes, axenic populations, reproduction.

228 Vol. 34(4) - 2010


estreptomicina foi utilizada uma solução de ampicilinaa 0,1 %. Os nematoides foram transferidos um a umpara vidros tipo BPI, contendo 600 µl da solução deampicilina; depois de 10 minutos, removeu-se omáximo possível dessa solução e foram acrescentados200 µl de água esterilizada. Depois de 5 minutos, omáximo possível de água foi removido e 200 µl dasolução do antibiótico foram novamente adicionadosao BPI, onde permaneceram por 10 minutos. Aseguir, retirou-se 150 µl da solução de antibiótico e orestante (50 µl), contendo os nematoides, foiinoculado, em condições assépticas em câmara defluxo laminar, utilizando-se uma micropipeta, no topodos cilindros de cenoura, previamente colocados nosvidros em posição vertical. Os cilindros forampreviamente preparados pela técnica de Moody et al.(1973), com modificações. Essas modificações damencionada técnica constaram do preparo de umcilindro de cenoura de 30 mm de comprimento por

15 mm de diâmetro, por vidro de 180 ml decapacidade (110 mm de altura por 55 mm dediâmetro), em vez de discos de cenoura como descritopor Moody et al. (1973). As cenouras forampreviamente imersas em hipoclorito de sódio a 0,05% por 30 minutos (Chitambar & Raski, 1985). Emseguida, em câmara de fluxo laminar, as cenourasforam cortadas com bisturi flambado, em cilindrosde aproximadamente 30 mm de comprimento, osquais foram mergulhados em álcool etílico comercial(92,8 oGL), flambados e, com auxílio de umperfurador também flambado, foram retirados oscilindros centrais. Individualmente, esses cilindrosforam transferidos para vidros previamente vedadoscom papel alumínio e filme de PVC e autoclavados .Após a tranferência dos discos de cenoura os vidrosforam mantidos em posição vertical (Figura 1) e emrepouso por cinco dias em média; não havendoevidências de contaminação, foram inoculados com

Figura 1 - Preparação dos cilindros de cenoura em condições assépticas para multiplicação de espécies de Pratylenchus in vitro. A)Remoção da parte central da raiz com o perfurador em câmara de fluxo laminar. B) Cilindro removido da porção central da raiz. C)Acondicionamento do cilindro em vidro previamente autoclavado e selagem com filme de PVC. D) Cilindros preparados e acondicionadosnos vidros no interior da câmara.


229

Estudo Comparativo de Multiplicação In Vitro de Seis Espécies de Pratylenchus em Cilindros de Cenoura

a suspensão de nematoides axenizados comoanteriormente descrito. Na inoculação de espéciesanfimíticas (P. coffeae, P. jaehni, P. penetrans e P. vulnus)foram utilizadas vinte fêmeas e dez machos porcilindro de cenoura, e para as espécies partenogenéticas(P. brachyurus e P. zeae), apenas vinte fêmeas.

Após a inoculação, os cilindros de cenoura forammantidos a 25 ± 1 oC em BOD por 120 dias, noescuro. Após esse período, os nematoides foramextraídos dos cilindros pela flutuação centrífuga emsolução de sacarose, com caulim (Coolen & D’Herde,1972). A concentração da suspensão de nematoides(espécimes e ovos) obtida por cilindro foi estimadacom auxílio de uma câmara de contagem de Peters,ao estereoscópio. Os dados relativos aos númerostotais de espécimes e ovos, obtidos por cilindro decenoura, foram submetidos à análise de variância e asmédias comparadas pelo teste de Tukey a 1 % deprobabilidade, utilizando-se o aplicativo ESTAT 2.0.

Em geral, a partir dos 60 dias após a inoculaçãodos cilindros de cenoura, foram observadas manchasnecróticas escurecidas no topo dos cilindros,correspondendo aos pontos onde a suspensão denematoides foi depositada, indicando oestabelecimento da população (Figura 2A). Com o

acrécimo da população, a necrose cresceu e assumiuo aspecto de anasarca de coloração marrom-escura(Figura 2B). O aumento da área dessa lesão foi tantomais rápido quanto maior foi a taxa de multiplicaçãoda espécie do nematoide. Moody et al. (1973) játinham observado tais alterações.

A maior média da população final entre as espéciesdesse estudo foi obtida para P. penetrans,correspondendo a 156.621 formas ativas e ovos,diferindo das populações finais de P. jaehni e de P.brachyurus, porém não diferindo das demais. P. jaehniapresentou o menor número de espécimes e de ovospor cilindro de cenoura (40.201) em relação às demaisespécies, entretanto, não diferiu estatisticamente de P.brachyurus, P. coffeae, P. vulnus e P. zeae.

Verdejo-Lucas & Pinochet (1992) mencionaramque o modo de reprodução da espécie de Pratylenchuspode influenciar a multiplicação do nematoide in vitro,sendo que espécies anfimíticas tendem a multiplicar-se mais que as partenogenéticas. No presente estudo,embora P. jaehni (anfimítica) tenha exibido a menorpopulação final, outras espécies anfimíticas (P. penetranse P. coffeae) estão entre as que apresentaram as maioresmédias de indivíduos e ovos na população final, nãodiferindo entre elas nem de P. zeae (partenogenética).

Figura 2 - Sintomas indicativos do estabelecimento e multiplicação de Pratylenchus spp em cilindros de cenoura. A) Lesão inicial sobreo ponto de inoculação em torno de 60 dias após. B) Lesões encharcadas, de coloração marrom-escura, indicando a progressiva multiplicaçãodos nematóides.

230 Vol. 34(4) - 2010


Verificou-se que as seis espécies de Pratylenchusutilizadas no presente estudo apresentaram altamultiplicação in vitro em cilindros de cenoura, podendo-se utilizar essa técnica, simples e de baixo custo, paraa produção massiva desses nematoides.

Literatura CitadaCASTRO, M.E.A. 1986. Multiplicação ‘in vitro’ de

Pratylenchus brachyurus, Pratylenchus zeae, Radopholus similise Tylenchorhynchus sp.. Universidade Federal de Viçosa(MG), 62 p.

CASTRO, M.E.A. & S. FERRAZ. 1989. Multiplicação ´invitro´ de Pratylenchus brachyurus, P. zeae, Radopholus similise Tylenchorhynchus sp. em discos de cenoura. NematologiaBrasileira, 13: 31-38.

CHITAMBAR, J.J. & D.J. RASKI. 1985. Life history ofPratylenchus vulnus on carrot disks. Journal ofNematology, 17 (4): 617-619.

COOLEN, W.A. & C.J. D’HERDE. 1972. A Method for theQuantitative Extraction of Nematodes from PlantTissue. State Agricultural Research Center, Ghent -Belgium, 77 p.

DI VITO, M., F. CATALANO & G. ZACCHEO. 2002.Reproduction of six population of Pratylenchus spp.from the Mediterranean region on selected plant species.Nematologia Mediterranea, 30 (1): 103-105.

LORDELLO, L.G.E. 1992. Nematoides das PlantasCultivadas. Editora Nobel, São Paulo (SP), 314 p.

MOODY, E.H., B.F. LOWNSBERY. & J.M. AHMED. 1973.Culture of the root-lesion nematode Pratylenchus vulnuson carrot disks. Journal of Nematology, 5 (3): 225-226.

MOUNTAIN, W.B. 1955. A method of culturing plantparasitic nematodes under sterile conditions. Proceedingof the Helminthological Society of Washington, 22 (1):49-52.

MUDIOPE, J., D. COYNE, W. ADIPALA & R.A. SIKORA.2004. Monoxenic culture of Pratylenchus sudanesis oncarrot disks, with evidence of differences in reproductiverates between geographical isolates. Nematology, 6 (4):617-619.

O´BANNON, J.H. & A.L. TAYLOR. 1968. Migratoryendoparasitic nematodes reared on carrot discks.Phytopathology, 58 (3): 385.

SASSER, J.N. & D.W. FRECKMAN. 1987. A worldperspective on nematology: the role of the society. In:VEECH, J.A. & D.W. DICKSON (ed). Vistas onNematology. Society of Nematologists, p. 7-14.

STOFFELEN, R., M.I. JIMENEZ, C. DIERCKXSENS,V.T.T. TAM, R. SWENNEN & D. WAELE. 1999. Effectof time and inoculum density on the reproductivefitness of Pratylenchus coffeae and Radopholus similispopulations on carrot disks. Nematology, 1 (3): 243-250.

TENENTE, R.C.V.T., V. GONZAGA, L.A. M.P. MELO &M.S.M. TENENTE. 2002. Bibliografia Brasileira deNematoides. EMBRAPA – CENARGEN, Brasília, 386p. (Documentos, 76).

TOWSON, A.J. & B. LEAR. 1982. Effect of temperature onreproduction and motility of Pratylenchus vulnus. Journalof Nematology, 14 (4): 602-603.

VERDEJO-LUCAS, S. & J. PINOCHET. 1992. Populationdensities of five migratory endoparasitic nematodes incarrot disk cultures. Journal of Nematology, 24 (1): 96-98.


231

Paecilomyces lilacinus e Esterco Bovino para o Controle de Meloidogyne incognita em Tomateiro e Alface

Paecilomyces lilacinus e Esterco Bovino para o Controle de Meloidogyneincognita em Tomateiro e Alface

Júnia C. Machado1, Bruno S. Vieira1, Everaldo A. Lopes2 & Ellen J. Canedo1

1Faculdade de Engenharia e Ciências Agrárias, UNIPAM - Centro Universitário de Patos de Minas, Rua Major Gote, 808,Caiçaras, 30702-054 Patos de Minas (MG) Brasil.

2Universidade Federal de Viçosa – Campus Rio Paranaíba, Rodovia BR-354 km 310 C. Postal 22, 38810-000 Rio Paranaíba(MG) Brasil.


Resumo - Machado, J.C., B.S. Vieira, E.A. Lopes & E.J. Canedo. 2010. Paecilomyces lilacinus e esterco bovinopara o controle de Meloidogyne incognita em tomateiro e alface.

O objetivo deste trabalho foi avaliar, em condições de casa de vegetação, o efeito da aplicação de Paecilomyceslilacinus e esterco bovino na redução populacional de Meloidogyne incognita em tomateiro e alface. Os tratamentosforam constituídos de 20 g de grãos de arroz colonizado com o fungo (PL), 20 g de grãos de arroz nãocolonizado (GA), 70 g de esterco bovino + 20 g de grãos de arroz colonizado (EBPL), e 70 g de estercobovino (EB). Ao solo de cada vaso foi adicionado o respectivo tratamento e 5.000 ovos de M. incognita,seguido pelo transplantio das mudas. Plantas cultivadas em solo apenas infestado pelo nematoide ou nãoinfestado foram utilizadas como testemunhas. Após 45 dias de transplantio das mudas, procederam-se àsavaliações da massa da parte aérea e das raízes das plantas, do número de galhas e de ovos do nematoide porplanta. A incorporação ao solo de EB ou EBPL aumentou a biomassa da parte aérea e das raízes de tomateirose reduziu o número de galhas e de ovos do nematoide, em relação às testemunhas. No experimento comalface, EBPL aumentou a biomassa da parte aérea e das raízes das plantas. Nenhum tratamento reduziu onúmero de galhas. Por outro lado, o número de ovos foi reduzido em 85 % após a incorporação ao solo deEBPL, em comparação com a testemunha.Palavras-chaves: Lactuca sativa, Solanum lycopersicum, controle biológico, matéria orgânica.

Summary - Machado, J.C., B.S. Vieira, E.A. Lopes & E.J. Canedo. 2010. Paecilomyces lilacinus and cow manurefor the control of Meloidogyne incognita in tomato and lettuce.

The objective of this work was to evaluate the effect of the application of Paecilomyces lilacinus and cowmanure on Meloidogyne incognita population in tomato and lettuce. The treatments were 20 g of rice grainscolonized by the fungus (PL), 20 g of non-colonized rice grains (RG), 70 g of cow manure + 20 g colonizedrice grains (CMPL), and 70 g of cow manure alone (CM). Each treatment and 5,000 eggs of M. incognita wereapplied to the soil, followed by the transplanting of one seedling per pot. Plants cultivated in soil infested onlyby the nematode or in non-infested soils were used as controls. Forty-five days after the transplanting of theseedlings, the biomass of the aboveground and the roots, and the number of galls and eggs of the nematodeper plant were evaluated. Soil amendment with CM or CMPL increased the tomato aboveground and rootsystem biomass and reduced the number of eggs and galls, in comparison to the controls. In the lettuceexperiment, CMPL increased the aboveground and root biomass. The treatments did not reduce the numberof the galls, but amending the soil with CMPL reduced the number of eggs by 85% when compared to thecontrol.Key words: Lactuca sativa, Solanum lycopersicum, biological control, organic amendement.

COMUNICAÇÃO

232 Vol. 34(4) - 2010

Júnia C. Machado, Bruno S. Vieira, Everaldo A. Lopes & Ellen J. Canedo

Este trabalho teve como objetivo avaliar o efeitoda aplicação conjunta ou isolada de P. lilacinus e estercobovino na redução populacional de Meloidogyne incognitaem tomateiro e alface. A pesquisa foi conduzida emcasa de vegetação pertencente ao Centro Universitáriode Patos de Minas (UNIPAM).

O inóculo de M. incognita consistiu de ovos obtidosde uma população pura, coletada de raízes detomateiros mantidos em casa de vegetação. Os ovosforam extraídos tal como o descrito por Hussey &Barker (1973), modificado por Boneti & Ferraz (1981).

O isolado do fungo P. lilacinus foi mantido a 4 ºC,em geladeira, preservado por meio da técnica deconservação em sílica-gel (Smith & Onions, 1983).Quando houve necessidade, o fungo foi cultivado emmeio de cultura BDA (batata-dextrose-ágar) por 15dias a 25 °C. Para a multiplicação do fungo, 80 g degrãos de arroz beneficiado foram depositados emerlenmeyer de 200 cm3, lavados por duas vezes comágua da torneira. Em seguida, o volume dos frascosfoi completado com água. Após 10 minutos deembebição, o excesso de água foi descartado e osfrascos foram autoclavados por 20 minutos, a 120ºC. Cada frasco, após atingir a temperatura ambiente,recebeu um disco de 8 mm de diâmetro da culturafúngica crescida em BDA, sendo colocado emincubadora a 24 ºC, onde permaneceu por 15 diasem escuro contínuo (Freitas et al., 1999).

Na implantação e condução dos experimentosenvolvendo as culturas do tomateiro e da alface, queforam conduzidos independentemente, vasos plásticoscom capacidade de 2.000 cm3 foram cheios commistura de solo terriço e areia, na proporção 1:1 (v:v),previamente autoclavados (120 °C / 1 h, por doisdias consecutivos). Esse substrato foi então umedecidoaté aproximadamente 60 % da capacidade de campoe infestado com 5.000 ovos de M. incognita por vaso.Em seguida, foram constituídos os seguintestratamentos: a) 20 g de arroz colonizado por P. lilacinus;b) 20 g de arroz não colonizado; c) 70 g de estercocurtido + arroz colonizado por P. lilacinus; d) 70 g deesterco curtido; e) testemunha 1 (solo infestado porM. incognita); f) testemunha 2 (solo não infestado).

No dia seguinte à infestação do solo, mudas detomateiro ‘Santa Clara Kada’ ou de alface ‘Lisa’ com21 dias de idade foram transplantadas em cada vaso.

ConteúdoOs nematoides formadores de galhas (Meloidogyne

spp.) representam um dos principais problemasfitossanitários em hortaliças sob condições tropicais(Sikora & Fernandez, 2005). Cultivares de alface(Lactuca sativa), quando atacadas pelos nematoides-das-galhas, comumente apresentam debilidade intensada planta, ocasionada pela densa formação de galhasno sistema radicular. As galhas obstruem a absorçãode água e nutrientes do solo, resultando em plantasamareladas, com cabeça de tamanho reduzido,pequeno volume foliar e sem valor para consumo innatura (Charchar & Moita, 1996). Em tomateiro(Solanum lycopersicum), a formação de galhas resulta emredução no crescimento, amarelecimento e até morteprecoce da planta, dependendo do grau de infestação.Além disso, a penetração de outros fitopatógenos dosolo é facilitada, como no caso de Fusarium oxysporumf.sp. lycopersici e Ralstonia solanacearum, causadores damurcha-de-fusário e murcha-bacteriana,respectivamente (Filgueira, 2003).

Devido à crescente pressão pública por umaagricultura que cause menos impactos ambientais,métodos alternativos vêm sendo estudados para omanejo destes fitopatógenos, como o controlebiológico e a incorporação ao solo de matériaorgânica. O controle biológico é a redução dapopulação de fitonematoides por outro organismovivo, geralmente um microorganismo, por meio deparasitismo, predação, competição ou antibiose(Venzon et al., 2005). Esses organismos podemocorrer naturalmente na área infestada pelosnematoides ou serem selecionados e introduzidos pelohomem (Venzon et al., 2005).

Um grupo especial de antagonistas aos nematoidesque tem sido muito estudado pela comunidadecientífica são os fungos nematófagos. Estesorganismos apresentam a capacidade de capturar,matar ou digerir os nematoides (Lopes et al., 2007).Paecilomyces lilacinus é um fungo do solo que tem semostrado efetivo no biocontrole de espécies deMeloidogyne (Kerry, 1990). O antagonista produz hifasque penetram os ovos dos nematoides, destruindo oembrião; além disso, as fêmeas dos nematoides dasgalhas que são colonizadas e posteriormente mortas(Dunn et al, 1982).


233


A massa das raízes e da parte aérea das plantas, alémdo número de galhas e de ovos por planta foramavaliados 45 dias após o transplantio das mudas.

O delineamento experimental adotado em ambosos experimentos foi o inteiramente casualizado, comseis tratamentos e cinco repetições. Cada parcela foiconstituída por uma planta por vaso, mantida em casade vegetação.

A análise estatística foi realizada com o auxílio dopacote estatístico “Statistica” (STATSOFT, 2004). Osdados obtidos foram submetidos aos testes denormalidade (Teste de Shapiro – Wilks) e dehomogeneidade do erro experimental (teste deLevene), tanto sem transformação como aquelestransformados em seus respectivos logaritmos, paratornar estável a variância do erro experimental enormalizar os dados. Os resultados obtidos foramsubmetidos à análise de variância e ao teste de médias(Tukey), ao nível de 5 % de probabilidade.

A incorporação ao solo de esterco bovino comou sem grãos de arroz colonizados com P. lilacinusaumentou significativamente a massa da parte aérea edas raízes de tomateiro e reduziu o número de galhase de ovos de M. incognita, em comparação com astestemunhas (Tabela 1). A ação de fertilizante orgânicodo esterco bovino pode explicar o aumento debiomassa das plantas (Kiehl, 1985), visto que entre asduas testemunhas não houve diferença significativa eas médias da massa da parte aérea e das raízes destestratamentos foram inferiores aos dos tratamentoscontendo esterco.

Considerando que a aplicação do fungo

isoladamente não diferiu da testemunha infestada emnenhuma das variáveis nematológicas analisadas, aocontrário da aplicação de esterco bovino apenas(Tabela 1), pode-se inferir também que o efeitonematicida da combinação antagonista-matériaorgânica foi resultado principalmente da ação doresíduo animal.

Em plantas de alface, a incorporação ao solo deP. lilacinus e esterco bovino resultou em maior acúmulode biomassa da parte aérea e das raízes, seguida pelaaplicação apenas do material orgânico (Tabela 2). Aocontrário do observado em tomateiros, nenhumtratamento influenciou significativamente o númerode galhas de M. incognita em raízes de alface. Todavia,a aplicação conjunta de esterco e do fungo nematófagoreduziu em aproximadamente 85 % o número deovos do nematoide em relação à testemunha infestada(Tabela 2), mas não diferiu dos demais tratamentos.Estudos posteriores devem ser conduzidos visandoesclarecer se as diferenças observadas no controle donematoide nas culturas do tomateiro e da alfaceresultaram das distintas interações planta-patógeno oudas condições experimentais do trabalho.

A incorporação de matéria orgânica ao solo como objetivo de controlar nematoides é uma prática denotória eficiência e muito explorada por agricultorese pesquisadores (Akhtar & Malik, 2000; Bridge, 2000;Ritzinger & Fancelli, 2006). Segundo Ritzinger &Fancelli (2006), o mecanismo de ação da matériaorgânica na supressão de fitonematoides tem sidoatribuído, muitas vezes, à melhoria da estrutura dossolos, incluindo mudanças no pH, umidade e em

Tabela 1 - Efeito da incorporação ao solo de arroz colonizado por Paecilomyces lilacinus e/ou esterco bovino sobre a massa fresca daparte aérea e de raízes de tomateiros, além dos números de galhas e ovos de Meloidogyne incognita, aos 45 dias após o transplantio dasmudas.

Tratamentos Massa da parte Massa de Número de Número deaérea (g) raízes (g) ovos galhas

Arroz não colonizado 30,72 b 15,57 c 31.100 bc 360 bcArroz colonizado por P. lilacinus 30,46 b 16,86 c 81.266 ab 706 aArroz colonizado por P. lilacinus + esterco bovino 72,22 a 48,47 a 3.566 c 101 cEsterco bovino 69,29 a 33,64 ab 6.367 c 211 cTestemunha 1 (com nematoide) 28,26 b 13,99 c 98.333 a 517 abTestemunha 2 (sem nematoide) 27,55 b 14,54 c - -CV (%) 20,81 38,17 67,44 41,39

Média de cinco repetições; médias seguidas da mesma letra minúscula na coluna não diferem estatisticamente entre si pelo teste de Tukey(P < 0,05).

234 Vol. 34(4) - 2010

Júnia C. Machado, Bruno S. Vieira, Everaldo A. Lopes & Ellen J. Canedo

propriedades químicas e físicas do solo.Consequentemente, ocorre maior aeração, capacidadede retenção de água, e melhoria na nutrição da plantapor meio de liberação de nutrientes à planta. Alémdisso, ocorre o aumento da população demicrorganismos antagonistas dos nematoides ou aliberação de metabólitos nematotóxicos, resultado dadecomposição da matéria orgânica, a exemplo decompostos fenólicos, amônia, nitrito e Ca2+. Dias etal. (1999) verificaram que a liberação de ácido húmico,proveniente da decomposição de esterco bovino,reduziu a porcentagem de eclosão de juvenis de M.incognita ‘in vitro’.

Freitas et al. (1999) relataram redução de 55,8 %no número de galhas de M. javanica em tomateiroscultivados em substratos contendo arroz colonizadopor P. lilacinus, em comparação com a testemunha.No presente trabalho, este mesmo tratamento nãodiferiu da testemunha. Considerando a diferença entreas espécies de nematoides e as condições ambientaisde ambos os experimentos, a aplicação do fungo nosubstrato de produção de mudas, conforme realizadopor Freitas et al. (1999), pode ter favorecido acolonização do sistema radicular pelo fungo. Comisso, os ovos do nematoide aplicados próximos dasraízes foram colonizados pelo fungo, o que reduziu onúmero de nematoides que penetraram as raízes.

A associação de esterco bovino com P. lilacinuspode apresentar uma alternativa no manejo de M.incognita. Experimentos em campo, considerandooutras espécies de nematoides e diferentes níveis de

inóculo e de material orgânico, devem ser conduzidospara atestar a eficiência e a viabilidade de tal prática.

AgradecimentosOs autores agradecem à FAPEMIG pelo apoio

financeiro e a Valoriza Agronegócios, localizada nomunicípio de Patos de Minas (MG), pela doação dasmudas utilizadas neste trabalho.

Literatura CitadaAKHTAR, M. & A. MALIK. 2000. Roles of organic soil

amendments and soil organisms in the biologicalcontrol of plant-parasitic nematodes: a review.Bioresource Technology, 74: 35-47.

BONETI, J.I.S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação dométodo de Hussey e Barker para a extração de ovos deMeloidogyne exigua de cafeeiro. Fitopatologia Brasileira,6: 553 (Resumo).

BRIDGE, J. 2000. Key note: nematodes of bananas andplantains in Africa: research trends and managementstrategies relating to the small scale farmer. ActaHorticulture, 540: 391-408.

CHARCHAR, J.M. & A.W. MOITA. 1996. Reação decultivares de alface à infecção por misturas populacionaisde Meloidogyne incognita raça 1 e Meloidogyne javanica emcondições de campo. Horticultura Brasileira, 14 (2): 185-189.

DIAS, C.R., R.C.F. RIBEIRO, S. FERRAZ & J.B. VIDA.1999. Efeitos de frações de esterco bovino na eclosão dejuvenis de Meloidogyne incognita. Nematologia Brasileira,23 (2): 34-39.

DUNN, M.T., R.M. SAYRE, A. CARRELL & W.P.WERGIN. 1982. Colonization of nematode eggs byPaecilomyces lilacinus (Thom.) Samson as observed withscanning electron microscope. Scanning ElectronMicroscopy, 3: 1351 – 1357.

Tabela 2 - Efeito da incorporação ao solo de arroz colonizado por Paecilomyces lilacinus e/ou esterco bovino sobre a massa fresca daparte aérea e de raízes de plantas de alface, além dos números de ovos e galhas de Meloidogyne incognita, aos 45 dias após o transplantiodas mudas.

Tratamentos Massa da parte Massa de Número de Número deaérea (g) raízes (g) ovos1 galhas

Arroz não colonizado 10,92 c 3,91 c 2.760 ab 130 nsArroz colonizado por P. lilacinus 18,07 c 5,67 c 2.480 ab 158Arroz colonizado por P. lilacinus + esterco bovino 124,17 a 49,08 a 480 b 124Esterco bovino 64,79 b 22,23 b 1.840 ab 123Testemunha 1 (com nematoide) 7,57 c 2,62 c 3.240 a 102Testemunha 2 (sem nematoide) 11,05 c 6,24 c - -CV (%) 37,27 47,00 12,31 43,81

Média de cinco repetições; médias seguidas da mesma letra minúscula na coluna não diferem estatisticamente entre si pelo teste de Tukey(P < 0,05).1Valores transformados para log10 antes da análise de variância.


235


FILGUEIRA, F.A.R. 2003. Solanáceas: AgrotecnologiaModerna na Produção deTomate, Batata, Pimentão, Pimenta, Berinjela e Jiló.UFLA, Lavras (MG), 298 p.

FREITAS, L.G., S. FERRAZ & A.M.S. ALMEIDA. 1999.Controle de Meloidogyne javanica em tomateiro pelaprodução de mudas de tomateiro em substrato infestadocom Paecilomyces lilacinus. Nematologia Brasileira, 23 (1):65-73.

KERRY, B.R. 1990. An assessment of progress towardmicrobial control of plant parasitic nematode. Journalof Nematology, 22 (4S): 621-631.

KIEHL, E.J. 1985. Fertilizantes Orgânicos. EditoraAgronômica Ceres, Piracicaba (SP), 492 p.

LOPES, E.A., S. FERRAZ, P.A. FERREIRA, L.G.FREITAS, O.D. DHINGRA, C.G. GARDIANO & S.C.CARVALHO. 2007. Potencial de isolados de fungosnematófagos no controle de Meloidogyne javanica.Nematologia Brasileira, 31 (2): 78- 84.

RITZINGER, A.H.S.P. & M. FANCELLI. 2006. Manejointegrado de nematóides na cultura da bananeira. RevistaBrasileira de Fruticultura, 28 (2): 331–338.

SIKORA, R.A. & E. FERNANDEZ. 2005. Nematodesparasites of vegetables. In: LUC, M., R.A. SIKORA & J.BRIDGE (ed). Plant Parasitic Nematodes in Subtropicaland Tropical Agriculture. CAB International,Wallingford - UK, p. 319-392.

SMITH, D. & A.H.S. ORIONS. 1983. The preservation andmaintenance of living fungi in soil. CommonwealthMycological Institute, Kew, 51 p.

VENZON, M., T.J. PAULA JR. & A. PALLINI. 2005.Controle Alternativo de Pragas e Doenças. EPAMIG /CTZM e UFV, Viçosa (MG), 358 p.

NEMATOLOGIA BRASILEIRAnematologia.com.br/files/revnb/34_4.pdf · 2019-01-04 · Nematoides...

Documents

Transcript of NEMATOLOGIA BRASILEIRAnematologia.com.br/files/revnb/34_4.pdf · 2019-01-04 · Nematoides...