PLANTAS ALUCINOGENAS. Kat - Cat - Catha Edulis Peyote - Lophophora williamsii Hongos.
ESTUDO DA INCLUSÃO DE ANTOCIANINAS DE EXTRATO DA … · A palmeira juçara (Euterpe edulis...
Transcript of ESTUDO DA INCLUSÃO DE ANTOCIANINAS DE EXTRATO DA … · A palmeira juçara (Euterpe edulis...
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS
FACULDADE DE ENGENHARIA DE ALIMENTOS
ANA GABRIELA DA SILVA CARVALHO
ESTUDO DA INCLUSÃO DE ANTOCIANINAS DE
EXTRATO DA POLPA DE JUÇARA (EUTERPE EDULIS
MARTIUS) EM PARTÍCULAS PRODUZIDAS POR SPRAY
DRYING E GELIFICAÇÃO IÔNICA
CAMPINAS
2017
ANA GABRIELA DA SILVA CARVALHO
ESTUDO DA INCLUSÃO DE ANTOCIANINAS DE
EXTRATO DA POLPA DE JUÇARA (EUTERPE EDULIS
MARTIUS) EM PARTÍCULAS PRODUZIDAS POR SPRAY
DRYING E GELIFICAÇÃO IÔNICA
Tese de doutorado apresentada à Faculdade de Engenharia
de Alimentos da Universidade Estadual de Campinas
como parte dos requisitos para a obtenção do título de
Doutora em Engenharia de Alimentos.
Orientadora: Professora Doutora Miriam Dupas Hubinger
ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE À VERSÃO FINAL DA TESE DEFENDIDA PELA ALUNA ANA GABRIELA DA SILVA CARVALHO E ORIENTADA PELA PROFA. DRA. MIRIAM DUPAS HUBINGER.
CAMPINAS
2017
Agência(s) de fomento e nº(s) de processo(s): CNPq, 140280/2013-8
Ficha catalográfica
Universidade Estadual de Campinas
Biblioteca da Faculdade de Engenharia de Alimentos
Claudia Aparecida Romano - CRB 8/5816
Carvalho, Ana Gabriela da Silva, 1987-
C253e Estudo da inclusão de antocianinas de extrato da polpa de juçara (Euterpe
edulis Martius) em partículas produzidas por spray drying e gelificação iônica /
Ana Gabriela da Silva Carvalho. – Campinas, SP : [s.n.], 2017.
Orientador: Miriam Dupas Hubinger.
Tese (doutorado) – Universidade Estadual de Campinas, Faculdade de
Engenharia de Alimentos.
1. Interações eletrostáticas. 2. Antocianinas. 3. Maltodextrina. 4.
Microencapsulação. 5. Alginato de sódio. I. Hubinger, Miriam Dupas. II.
Universidade Estadual de Campinas. Faculdade de Engenharia de Alimentos.
III. Título.
Informações para Biblioteca Digital
Título em outro idioma: Study of the inclusion of anthocyanins from jussara pulp extract
(Euterpe edulis Martius) in particles prepared by spray drying and ionic gelation
Palavras-chave em inglês:
Electrostatic interactions
Anthocyanins
Maltodextrin
Microencapsulation
Sodium alginate
Área de concentração: Engenharia de Alimentos
Titulação: Doutora em Engenharia de Alimentos
Banca examinadora:
Miriam Dupas Hubinger [Orientador]
Carmem Sílvia Fávaro Trindade
Izabela Dutra Alvim
Renata Valeriano Tonon
Sílvia Pimentel Marconi Germer
Data de defesa: 12-05-2017
Programa de Pós-Graduação: Engenharia de Alimentos
BANCA EXAMINADORA
Professora Dra. Miriam Dupas Hubinger
Orientadora
Professora Dra. Carmen Sílvia Fávaro Trindade
Membro Titular – USP/FZEA
Dra. Izabela Dutra Alvim
Membro titular - ITAL/CEREAL CHOCOTEC
Dra. Renata Valeriano Tonon
Membro titular - EMBRAPA/AGROINDÚSTRIA DE ALIMENTOS
Dra. Sílvia Pimentel Marconi Germer
Membro titular- ITAL/FRUTHOTEC
Professora Dra. Fabiana Perrechil Bonsanto
Membro suplente – UNIFESP
Dra. Renata Mukai Corrêa
Membro suplente – Pesquisadora
Professora Dra. Vânia Regina Nicoletti Telis
Membro suplente – UNESP/IBILCE
Ata da defesa com as respectivas assinaturas dos membros encontra-se no processo de vida
acadêmica do aluno.
DEDICATÓRIA
“Sonhe com aquilo que você quer ser,
porque você possui apenas uma vida
e nela só se tem uma chance
de fazer aquilo que quer.
Tenha felicidade bastante para fazê-la doce.
Dificuldades para fazê-la forte.
Tristeza para fazê-la humana.
E esperança suficiente para fazê-la feliz.”
O Sonho - Clarice Lispector -
“Com todo carinho e amor eu dedico
esta tese aos meus pais, Luiz e Lúcia,
e às minhas irmãs, Liliany e Lidiany.”
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus por se fazer presente em todos os momentos, guiando e iluminando os meus
passos e tornando tudo isso possível. Muitas vezes algumas situações pareciam
incompreensíveis, mas sempre mantive a minha fé, acreditando no propósito de Deus em
minha vida.
Agradeço aos meus pais, Luiz e Lúcia, por toda dedicação, incentivo e compreensão das
minhas escolhas, por todo amor incondicional, transmissão de valores e princípios, apoio às
minhas decisões com sábios conselhos e exemplos de vida. Aos meus pais a minha imensa
gratidão e amor!
Agradeço às minhas irmãs, Lila e Lidinha, por todas as histórias vividas juntas, por todas as
crises de risos, por todo laço fraternal de amizade, de companheirismo e de amor, sempre
presentes na minha vida me amparando e me aconselhando em todas as situações.
Agradeço à minha orientadora, professora Dra. Miriam Dupas Hubinger, pela orientação,
preocupação, acolhida e conselhos para a conclusão deste projeto de doutorado.
Agradeço aos meus amigos do Laboratório de Engenharia de Processos: Vanessa, Vivian,
Larissa, Renata, Mariana, Nirse, Eliana, Carla, Gabriela Vollet, Fernando, Matheus, Klycia,
Juliana, Fernanda, Giovana e Zil por todos os bons momentos compartilhados com alegria e
brincadeiras na convivência diária, por toda contribuição para o meu crescimento profissional
e pessoal, disponibilidade, trocas de experiências e ajuda no meu trabalho.
Agradeço aos meus amigos Eric Keven, Andresa, Ana Letícia e Gabriela Ribeiro, por todos os
momentos e conflitos compartilhados, boas risadas e ―sessões de terapia‖, por todo carinho,
incentivos e conselhos, por toda contribuição para o meu fortalecimento pessoal e espiritual e
amizade verdadeira.
Agradeço ao CNPq pela bolsa de doutorado e à FAPESP e CAPES pelo auxílio financeiro à
pesquisa.
Agradeço à Universidade Estadual de Campinas, à Faculdade de Engenharia de Alimentos, ao
Departamento de Engenharia e Alimentos, aos professores, funcionários, técnicos de
laboratórios e alunos, ao CPQBA, pelo espaço aberto, estrutura e auxílio, tornando possível a
execução desta tese.
Agradeço à professora Dra. Carmen Sílvia Fávaro Trindade, professora Dra. Fabiana
Perrechil Bonsanto, Dra. Izabela Dutra Alvim, Dra. Sílvia Pimentel Marconi Germer, Dra.
Renata Mukai Corrêa, Dra. Renata Valeriano Tonon e à professora Dra. Vânia Regina
Nicoletti Telis pelas contribuições para melhoria do meu trabalho, por meio de sugestões,
correções e por aceitarem compor a minha banca.
Após quatro anos de doutorado, muitas histórias e experiências foram vividas ao longo desse
tempo, momentos que serão para sempre recordados! Muito obrigada a todos que se fizeram
presentes na minha vida pessoal e profissional durante essa caminhada. É imensa a gratidão a
todos que contribuíram de alguma forma para a finalização deste ciclo, com certeza citar o
nome de cada pessoa ocuparia muitas páginas, pois eu reconheço que nenhuma conquista é
adquirida sozinha, mas sim, através da contribuição de todos!
Muito Obrigada!
Resumo
RESUMO
A palmeira juçara (Euterpe edulis Martius) é uma espécie nativa da Mata
Atlântica Brasileira e utilizada para extração de palmito. Além do palmito, pode-se também
obter o fruto da juçara, semelhante ao açaí. Esse fruto apresenta coloração roxa quando
maduro e alto conteúdo de antocianinas e polifenóis. Nesse contexto, para melhor aproveitar
as propriedades funcionais e aumentar a estabilidade e biodisponibilidade desses compostos,
objetivou-se com este trabalho obter extratos a partir da polpa do fruto da palmeira juçara e
produzir partículas por dois métodos com princípios diferentes de encapsulação, spray drying
e gelificação iônica. A obtenção dos extratos foi feita através de extrações hidroalcoólicas em
leito de agitação, seguido do processo de concentração em evaporador rotativo a vácuo para
remoção do etanol e aumento do conteúdo de sólidos totais. Os extratos concentrados foram
submetidos à secagem por spray drying com uma temperatura de ar de entrada de 160 °C,
utilizando maltodextrina com diferentes valores de dextrose equivalente (10, 20 e 30 DE) e
goma Arábica como agentes carreadores. Os pós foram caracterizados em relação ao conteúdo
de umidade, atividade de água, higroscopicidade, temperatura de transição vítrea, distribuição
de tamanho e diâmetro médio de partículas, cor, retenção de antocianinas e compostos
fenólicos, identificação e quantificação das antocianinas individuais, capacidade antioxidante,
microestrutura através da microscopia eletrônica de varredura e confocal de varredura a laser.
O processo de secagem por spray drying permitiu a estabilização dos compostos presentes no
extrato de juçara na forma de micropartículas, apresentando alta retenção de antocianinas
(superior a 88%) e compostos fenólicos com destaque para a capacidade antioxidante. O
processo de gelificação iônica foi realizado através do gotejamento do alginato de sódio em
solução de cloreto de cálcio e a inclusão do extrato de juçara ocorreu por absorção, através da
estrutura porosa das partículas de gel. As amostras foram submetidas ao processo de
recobrimento com quitosana, concentrado proteico de soro de leite e gelatina e foram
analisadas em relação ao conteúdo de umidade, diâmetro médio e distribuição de tamanho,
compressão uniaxial, conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante, estabilidade,
liberação em condições gástrica e intestinal simuladas e microestrutura através da microscopia
ótica, confocal de varredura a laser e eletrônica de varredura. O processo de gelificação
iônica permitiu a formação de partículas em gel carreadoras de antocianinas, possibilitando
desta forma, a liberação dos compostos bioativos em meios de pH específicos, como meio
intestinal. A inclusão de antocianinas extraídas da polpa de juçara em partículas produzidas
Resumo
por spray drying e gelificação iônica permitiu manter a estabilidade das antocianinas em
diferentes matrizes poliméricas, na forma de pó ou em gel.
Palavras-chave: interações eletrostáticas; antocianinas; maltodextrina; microencapsulação,
alginato de sódio.
Abstract
ABSTRACT
Jussara palm (Euterpe edulis Martius) is a native species of the Brazilian Atlantic
Forest that produces an edible palm heart. Apart from its palm heart, it also yields the jussara
fruit, similar to the açaí fruit. Jussara fruit, when ripe, presents a purple pulp and a high
content of anthocyanins and polyphenols. In order to take advantage of the functional
properties and to increase the stability of these compounds, this study aimed to obtain extracts
from jussara pulp and to produce particles by two different encapsulation methods, spray
drying and ionic gelation. The jussara extracts were produced by hydroalcoholic extractions in
an agitated bed and, later, in order to remove ethanol and to increase total solids content, they
were concentrated in a rotary vacuum evaporator. The concentrated extracts were dried by
spray drying process with an inlet air temperature of 160 °C, using maltodextrin with different
dextrose equivalent values (10, 20 and 30 DE) and gum Arabic as carrier agents.
Microparticles were characterized in relation to moisture content, water activity,
hygroscopicity, glass transition temperature, particle size distribution, color, retention of
anthocyanins and phenolic compounds, identification and quantification of individual
anthocyanins, antioxidant capacity, microstructure by scanning electron microscope and
confocal laser scanning microscope. The bioactive compounds from jussara extract were
stabilized by spray drying process, in the form of microparticles, and showed high
anthocyanins (above 88%) and phenolic retention values and high antioxidant capacity. The
ionic gelation process consisted in dripping the sodium alginate in a calcium chloride
solution with the inclusion of the jussara extract occurring by absorption through the porous
structure of the alginate hydrogel beads. The beads were subjected to a coating process using
chitosan, whey protein concentrate and gelatin and were analyzed in relation to moisture
content, particle size distribution, uniaxial compression, anthocyanin content and antioxidant
capacity, stability, release in simulated gastric and intestinal conditions and microstructure by
scanning electron microscope and confocal laser scanning microscope. Ionic gelation process
led to the formation of hydrogel beads containing anthocyanins from jussara extract, thus
enabling the release profile of the compounds at specific pH conditions, as intestinal fluid.
The inclusion of anthocyanins from jussara extract in particles produced by spray drying and
ionic gelation maintained the stability of bioactive compounds in different polymer matrices,
in the form of powder or hydrogel.
Abstract
Keywords: electrostatic interactions; anthocyanins; maltodextrin; microencapsulation; sodium
alginate.
Lista de Figuras
LISTA DE FIGURAS
Figura 3.1: Palmeira juçara (A) e o seu fruto (B). .................................................................... 27
Figura 3.2: Estrutura química da cianidina (antocianidina) e cianidina 3-glicosídeo
(antocianina). Fonte: Rein (2005). ............................................................................................ 31
Figura 3.3: Transformações estruturais das antocianinas em função do pH do meio. Onde: R’
corresponde a um grupo glicosil; R‖ geralmente é um H ou açúcar; R1 e R2 geralmente é um
H, OH ou OCH3. Fonte: adaptado de Levi et al., 2004. ........................................................... 32
Figura 3.4: Estrutura química do alginato de sódio. ................................................................. 39
Figura 3.5: Estrutura química do alginato com monômeros de ácidos gulurônicos (G) e
monômeros de ácidos manurônicos (M). Fonte: Donati e Paoletti (2009). .............................. 39
Figura 3.6: Interação dos íons de cálcio com os grupos -COO- do alginato (Fonte: BAJPAI;
SHARMA, 2004). ..................................................................................................................... 40
Figura 3.7: Estrutura química da pectina de baixo teor de metoxilação................................... 41
Figura 3.8: Estrutura química da quitosana (Fonte: MAJETI; KUMAR, 2000). ..................... 42
Figura 3.9: Estrutura química do complexo alginato de sódio e quitosana (Fonte:
OSTROWSKA-CZUBENKO; GIERSZEWSKA-DRUZYNSKA, 2009)............................... 42
Figura 4.1: Representação do processo de extração dos compostos bioativos da polpa de
juçara até a secagem em spray dryer. ....................................................................................... 55
Figura 4.2: Spray dryer (Labplant UK Ltd, modelo SD 06) utilizado nas secagens dos extratos
concentrados de juçara.............................................................................................................. 57
Figura 4.3: Aparato utilizado para o gotejamento da dispersão de alginato de sódio em solução
de cloreto de cálcio. .................................................................................................................. 64
Figura 5.1: A: Extrato de juçara bruto hidroalcoólico (pH 3,0) e B: Extrato de juçara
concentrado (pH 3,0). ............................................................................................................... 75
Figura 5.2: Cromatograma do extrato de juçara concentrado (A) cianidina 3-glicosídeo, (B)
cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ..................................................................................... 77
Figura 5.3: Avaliação da higroscopicidade das amostras produzidas com diferentes agentes
carreadores ao longo de sete dias de análises. .......................................................................... 81
Figura 5.4: Amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores, armazenadas em
solução de NaCl (75,3%) à 20°C, durante sete dias de armazenamento. ................................. 82
Figura 5.5: Pontos de inflexão dos termogramas obtidos para os pós de extrato de juçara
produzidos com vários agentes carreadores: (A) MD 10 DE; (B) MD 20 DE; (C) MD 30 DE;
Lista de Figuras
(D) GA; (E) MD 10 DE:GA (25%:75%); (F) MD 10 DE:GA (50%:50%) e (G) MD 10
DE:GA (75%:25%). ................................................................................................................. 86
Figura 5.6: Distribuição média das partículas produzidas com os diferentes agentes
carreadores. ............................................................................................................................... 90
Figura 5.7: Secagem do extrato de juçara puro. ....................................................................... 93
Figura 5.8: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE: (A) cianidina 3-
glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ............................................................ 95
Figura 5.9: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 20 DE: (A) cianidina 3-
glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ............................................................ 95
Figura 5.10: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 30 DE: (A) cianidina
3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ......................................................... 95
Figura 5.11: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra GA: (A) cianidina 3-
glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ............................................................ 96
Figura 5.12: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE:GA
(25%:75%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. .............. 96
Figura 5.13: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE:GA
(50%:50%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. .............. 96
Figura 5.14: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10DE:GA
(75%:25%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. .............. 97
Figura 5.15: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com MD 10 DE (A e B),
MD 20 DE (C e D) e MD 30 DE (E e F) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes,
respectivamente. ..................................................................................................................... 100
Figura 5.16: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com GA (G e H);MD 10
DE:GA (25%:75%) (I e J); MD 10 DE:GA (50%:50%) (K e L) e MD 10 DE:GA (75%:25%)
(M e N) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes, respectivamente. .......................................... 101
Figura 5.17: Microestrutura interna das micropartículas produzidas com diferentes agentes
carreadores com aumento de 10.000 e 5.000 vezes, de acordo com necessidade para melhor
visualização da seção cortada da partícula. ............................................................................ 103
Figura 5.18: Micrografia confocal de varredura a laser das micropartículas produzidas com
diferentes agentes carreadores: MD 10 DE (A), MD 20 DE (B), MD 30 DE (C), GA (D), MD
10 DE: GA (25%:75%) (E); MD 10 DE: GA (50%:50%) (F) e MD 10 DE: GA (75%:25%)
(G) e extrato de juçara concentrado (H). ................................................................................ 105
Figura 5.19: Força do gel para partículas produzidas por pectina e alginato de sódio em
função da concentração de cloreto de cálcio. Letras diferentes: comparação entre partículas
Lista de Figuras
com a mesma concentração de agente gelificante (alginato ou pectina), porém em diferentes
concentrações de cloreto de cálcio, indicam diferença estatisticamente significativa entre as
partículas (p≤0,05). ................................................................................................................. 108
Figura 5.20: A: mistura de extrato concentrado de juçara (pH~3,0) com alginato de sódio
(2%) - formação de gel. B: gotejamento de A (gel) em solução de cloreto de cálcio (2%). .. 109
Figura 5.21: Cinética de absorção de extrato pelas partículas de alginato pré-fabricadas em
relação ao ganho de sólidos durante 180 min. ........................................................................ 110
Figura 5.22: Cinética de ganho de sólidos durante o banho com quitosana (1%). ................. 111
Figura 5.23: Curva de escoamento para as dispersões de alginato, quitosana, WPC, gelatina e
extrato de juçara concentrado. ................................................................................................ 114
Figura 5.24: Distribuição de tamanho das partículas de alginato puro, alginato contendo
extrato e as coberturas de quitosana, WPC e gelatina. ........................................................... 119
Figura 5.25: Força máxima do gel constituído por alginato (Letras diferentes indicam
diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05). ................................................................ 121
Figura 5.26: Imagens das amostras de gelificação iônica com antocianinas (imagens da direita
em escala de cinza e as da esquerda na cor das partículas). Amostras: A: alginato+extrato; B:
alginato+extrato+quitosana; C: alginato+extrato+WPC e D: alginato+extrato+gelatina.
Objetiva de 0,5x e barra de escala de 1 mm. .......................................................................... 123
Figura 5.27: Imagens de Confocal das amostras contendo extrato de juçara. A: partícula de
alginato puro; B: partícula de alginato+extrato; C: alginato+extrato+quitosana; D:
alginato+extrato+WPC; E: Alginato+extrato+gelatina. Objetiva de 10x e barra de escala de
200 µm. ................................................................................................................................... 125
Figura 5.28: Partícula alginato puro seca. Imagem A são partículas com aumento de 50x,
imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de 200x, D
e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são imagens
das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ......................................................... 128
Figura 5.29: Partícula de alginato+extrato seca. Imagem A são partículas com aumento de
50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de
200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são
imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................................... 129
Figura 5.30: Partícula de alginato+extrato+quitosana seca. Imagem A são partículas com
aumento de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com
aumento de 200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e
F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................... 130
Lista de Figuras
Figura 5.31: Partícula de alginato+extrato+WPC seca. Imagem A são partículas com aumento
de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de
200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são
imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................................... 131
Figura 5.32: Partículas de alginato+extrato+gelatina seca. Imagem A são partículas com
aumento de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com
aumento de 200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e
F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................... 132
Figura 5.33: Estabilidade das antocianinas ao longo do tempo de armazenamento das
partículas durante 4 semanas.. ................................................................................................ 136
Figura 5.34: Perda de antocianinas (%) pelas partículas armazenadas sob refrigeração à 5 °C
por 4 semanas. ........................................................................................................................ 137
Figura 5.35: Liberação de antocianinas em fluido gástrico simulado. ................................... 138
Figura 5.36: Imagens das amostras após 120 min de incubação em fluido gástrico simulado.
................................................................................................................................................ 140
Figura 5.37: Análise da capacidade antioxidante do fluido gástrico simulado. ..................... 143
Figura 5.38: Fluido gástrico e intestinal simulado contendo antocianinas liberadas das
partículas de alginato. A: alginato+extrato; B: Alginato+extrato+quitosana; C:
alginato+extrato+WPC; D: alginato+extrato+gelatina; após 120 min em fluido gástrico
(esquerda) e 120 min em fluido intestinal (direita), respectivamente. ................................... 145
Lista de Tabelas
LISTA DE TABELAS
Tabela 4.1: Formulações para o processo de secagem por spray drying dos extratos
concentrados de juçara.............................................................................................................. 56
Tabela 5.1: Composição da polpa de juçara em base úmida (b.u.) e base seca (b.s.). ............. 73
Tabela 5.2: Composição centesimal do extrato de juçara concentrado. ................................... 74
Tabela 5.3: Cor dos extratos hidroalcoólico e concentrado analisada por reflectância em escala
CIElab ( L *, a*, b*) e coordenadas cilíndricas C* e Hue. ...................................................... 75
Tabela 5.4:Caracterização do extrato de juçara antes a após o processo de concentração....... 76
Tabela 5.5: Análise do conteúdo de umidade e atividade de água das micropartículas
produzidas com diferentes agentes carreadores........................................................................ 78
Tabela 5.6: Higroscopicidade das amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores
no sétimo dia de análise. ........................................................................................................... 84
Tabela 5.7: Análise da temperatura de transição vítrea das amostras produzidas com os
diferentes agentes carreadores. ................................................................................................. 87
Tabela 5.8: Diâmetros médios das partículas contendo diferentes agentes carreadores através
do diâmetro D[4,3]. ..................................................................................................................... 89
Tabela 5.9: Análise de cor dos pós ........................................................................................... 91
Tabela 5.10: Caracterização das amostras em relação à retenção de antocianinas totais e
fenólicos totais em base seca. ................................................................................................... 93
Tabela 5.11: Quantificação individual das antocianinas cianidina 3-glicosídeo e cianidina 3-
rutinosídeo nos pós contendo extrato de juçara e diferentes agentes carreadores. ................... 97
Tabela 5.12: Capacidade antioxidante dos pós com os diferentes agentes carreadores. .......... 99
Tabela 5.13: Conteúdo de antocianinas perdido pelas partículas de alginato para a dispersão
de quitosana durante o processo de recobrimento. ................................................................. 112
Tabela 5.14: Densidade de carga superficial dos materiais utilizados na gelificação iônica. 113
Tabela 5.15: Valores dos parâmetros obtidos após o ajuste do modelo Lei da Potência para os
dados experimentais e a viscosidade aparente para as dispersões de alginato, quitosana, WPC
e gelatina e extrato de juçara concentrado. ............................................................................. 115
Tabela 5.16: Teor de sólidos das micropartículas produzidas com alginato e diferentes
coberturas................................................................................................................................ 117
Tabela 5.17: Conteúdo de nitrogênio e carbono da matéria-prima pura e partículas. ............ 118
Tabela 5.18: Diâmetro médio (D[4,3]) das partículas............................................................... 120
Tabela 5.19: Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante pelo método ORAC....... 134
Lista de Tabelas
Tabela 5.20: Conteúdo de antocianinas liberado das partículas no meio gástrico simulado.. 139
Tabela 5.21: Cor do fluido gástrico e intestinal simulado após 120 min. .............................. 144
Sumário
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................... 22
1.1. Organização da Tese de Doutorado ....................................................................... 24
2. OBJETIVO GERAL ................................................................................................... 25
2.1. Objetivos específicos.............................................................................................. 25
3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................... 27
3.1. Juçara ...................................................................................................................... 27
3.1.1. Produção da polpa de juçara ........................................................................... 29
3.2. Antocianinas ........................................................................................................... 30
3.2.1. Capacidade antioxidante ................................................................................. 32
3.2.2. Métodos de extração de compostos bioativos ................................................. 33
3.3. Encapsulação de ingredientes alimentícios ............................................................ 34
3.3.1. Microencapsulação pelo método de ―spray drying‖ ....................................... 35
3.3.2. Microencapsulação pelo método de gelificação iônica externa ...................... 37
3.3.2.1. Complexação eletrostática com a superfície de partículas produzidas por gelificação
iônica ..................................................................................................................... 41
3.4. Encapsulação de antocianinas ................................................................................ 45
3.4.1.1. Encapsulação de antocianinas por ―Spray Drying‖ .............................................. 46
3.4.1.2. Encapsulação de antocianinas por Gelificação Iônica .......................................... 47
4. MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................................ 49
4.1. Matéria-prima ......................................................................................................... 49
4.1.1. Caracterização da matéria-prima .................................................................... 49
4.2. Obtenção do extrato hidroalcoólico e concentrado de juçara ................................ 49
4.2.1. Caracterização do extrato de juçara ................................................................ 50
4.2.1.1. Composição centesimal ........................................................................................ 50
4.2.1.2. Análise de cor ....................................................................................................... 50
4.2.1.3. Determinação do conteúdo de antocianinas monoméricas totais ......................... 51
4.2.1.4. Determinação dos compostos fenólicos totais ...................................................... 51
4.2.1.5. Análise da capacidade antioxidante ...................................................................... 52
4.2.1.6. Identificação e quantificação das antocianinas individuais .................................. 54
4.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray drying . 55
Sumário
4.3.1. Estudo da influência de agentes carreadores na secagem de extrato de juçara
por ―spray drying‖ ......................................................................................................... 55
4.3.2. Preparo das dispersões e processo de secagem por ―spray drying‖ ................ 55
4.3.3. Caracterização dos pós produzidos por ―spray drying‖ .................................. 57
4.3.3.1. Conteúdo de umidade e atividade de água ............................................................ 57
4.3.3.2. Análise de higroscopicidade ................................................................................. 58
4.3.3.3. Temperatura de transição vítrea ............................................................................ 58
4.3.3.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula ...................................... 58
4.3.3.5. Análise de cor ....................................................................................................... 59
4.3.3.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais ........................................ 59
4.3.3.7. Identificação e quantificação das antocianinas individuais .................................. 59
4.3.3.8. Capacidade antioxidante ....................................................................................... 60
4.3.3.9. Microscopia eletrônica de varredura ..................................................................... 60
4.3.3.10. Microscopia confocal de varredura a laser ........................................................... 60
4.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica .............. 62
4.4.1. Materiais ......................................................................................................... 62
4.4.2. Ensaios preliminares para a definição do agente gelificante .......................... 62
4.4.3. Ensaios preliminares para a definição das condições do processo de
microencapsulação por gelificação iônica utilizando compostos hidrofílicos como
agente ativo .................................................................................................................... 63
4.4.3.1. Mistura entre agente gelificante e extrato de juçara ............................................. 63
4.4.3.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por
gelificação iônica .................................................................................................. 64
4.4.3.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de juçara 65
4.4.4. Caracterização dos materiais .......................................................................... 66
4.4.4.1. Densidade de carga superficial ............................................................................. 66
4.4.4.2. Comportamento reológico .................................................................................... 66
4.4.5. Caracterização das partículas produzidas por gelificação iônica .................... 66
4.4.5.1. Conteúdo de sólidos .............................................................................................. 67
4.4.5.2. Teor de carbono e nitrogênio ................................................................................ 67
4.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de partículas ........................................................ 67
4.4.5.4. Compressão Uniaxial ............................................................................................ 68
4.4.5.5. Microscopia ótica .................................................................................................. 68
4.4.5.6. Microscopia confocal de varredura a laser ........................................................... 68
Sumário
4.4.5.7. Microscopia eletrônica de varredura ..................................................................... 68
4.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante ........................................... 69
4.4.5.9. Estabilidade das antocianinas durante a estocagem sob condições de refrigeração70
4.4.5.10. Estudo de liberação em condições gástrica e intestinal simuladas ....................... 70
4.4.5.11. Caracterização dos fluidos gástrico e intestinal .................................................... 71
4.5. Análise estatística ................................................................................................... 72
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................ 73
5.1. Caracterização da polpa de juçara .......................................................................... 73
5.2. Caracterização do extrato de juçara ....................................................................... 74
5.2.1. Composição centesimal .................................................................................. 74
5.2.2. Análise de cor ................................................................................................. 74
5.2.3. Conteúdo de antocianinas, fenólicos totais e capacidade antioxidante........... 75
5.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray drying . 78
5.3.1. Caracterização dos pós .................................................................................... 78
5.3.1.1. Conteúdo de umidade e atividade de água ............................................................ 78
5.3.1.2. Análise de higroscopicidade ................................................................................. 79
5.3.1.3. Temperatura de transição vítrea ............................................................................ 85
5.3.1.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula ...................................... 88
5.3.1.5. Análise de cor ....................................................................................................... 90
5.3.1.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais ........................................ 92
5.3.1.7. Identificação e quantificação das antocianinas individuais .................................. 94
5.3.1.8. Capacidade antioxidante ....................................................................................... 98
5.3.1.9. Microscopia eletrônica de varredura ..................................................................... 99
5.3.1.10. Microscopia confocal de varredura a laser ......................................................... 103
5.3.2. Conclusões parciais da microencapsulação de antocianinas pelo processo de
secagem por ―Spray Drying‖ ....................................................................................... 106
5.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica ............ 107
5.4.1. Ensaios preliminares para a definição do processo de gelificação iônica
utilizando compostos hidrofílicos como agente ativo ................................................. 107
5.4.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por
gelificação iônica ......................................................................................................... 109
5.4.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de
juçara 111
Sumário
5.4.4. Caracterização dos materiais formadores das partículas .............................. 112
5.4.4.1. Densidade superficial das dispersões .................................................................. 112
5.4.4.2. Comportamento reológico .................................................................................. 113
5.4.5. Caracterização das partículas ........................................................................ 116
5.4.5.1. Teor de sólidos .................................................................................................... 116
5.4.5.2. Teor de Carbono e Nitrogênio ............................................................................ 117
5.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de tamanho ........................................................ 118
5.4.5.4. Compressão uniaxial ........................................................................................... 120
5.4.5.5. Microscopia ótica ................................................................................................ 121
5.4.5.6. Microscopia Confocal de Varredura a Laser ...................................................... 124
5.4.5.7. Microscopia eletrônica de varredura ................................................................... 126
5.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante das partículas .................. 133
5.4.5.9. Estabilidade das antocianinas sob condições de refrigeração ............................. 135
5.4.6. Liberação das antocianinas presentes nas partículas em condições
gastrointestinais simuladas .......................................................................................... 137
5.4.6.1. Conteúdo de antocianinas ................................................................................... 137
5.4.6.2. Análise da capacidade antioxidante pelo método FRAP .................................... 142
5.4.6.3. Análise de cor dos fluidos gastrointestinais simulados ...................................... 143
5.4.7. Conclusões parciais do Processo de Gelificação Iônica ............................... 146
6. CONCLUSÃO GERAL DA TESE .......................................................................... 147
7. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ................................................... 148
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .................................................................... 150
APÊNDICE A ................................................................................................................... 167
APÊNDICE B ................................................................................................................... 168
APÊNDICE C ................................................................................................................... 169
APÊNDICE D ................................................................................................................... 173
Introdução 22
1. INTRODUÇÃO
A palmeira juçara, Euterpe edulis Martius, está geograficamente distribuída na
Mata Atlântica e sua exploração ocorre principalmente devido ao seu palmito branco
(HENDERSON, 2000; CARDOSO; LEITE, 2009). Entretanto, a exploração do fruto dessa
palmeira, também conhecido como juçara, pode ser vista como uma atividade mais rentável e
ecológica do que a extração do palmito, além de não ocasionar a morte da planta
(CARDOSO; LEITE, 2009).
O fruto da juçara apresenta uma polpa roxa com elevado conteúdo de
antocianinas, os quais correspondem a 3,54% da polpa integral fresca da fruta, alto teor de
ácidos graxos poliinsaturados, com destaque ao ácido graxo oleico e baixo conteúdo de
lipídios saturados, o que o torna nutricionalmente muito adequado ao consumo. Além disso,
os ácidos fenólicos e flavonoides presentes nesse fruto são similares aos encontrados no açaí,
que é um fruto também originário de palmeira, porém mais conhecido que a juçara (BRITO et
al., 2007; BORGES et al., 2011a; SAAVEDRA, 2008).
A diversidade e quantidade de compostos presentes em extratos de frutas tropicais
têm atraído o interesse da ciência e também das indústrias, principalmente extratos que são
fontes de compostos bioativos com poder antioxidante (SILVA et al., 2013). Entre esses
elementos de interesse, destacam-se as antocianinas, que são pigmentos com alto potencial
para a substituição dos corantes artificiais, apresentando cores brilhantes que variam do
vermelho ao azul, solúveis em água, não tóxicos e que podem atuar como antioxidantes
(FERREIRA et al., 2009; KONG et al., 2003). Entretanto, são moléculas altamente instáveis e
a estabilidade da cor desses compostos é fortemente afetada pelo pH do meio, solventes,
temperatura, concentração e estrutura das antocianinas, oxigênio, luz, enzimas e outras
substâncias (REIN, 2005).
Os processos de extração, purificação e concentração desses compostos naturais
caracterizam-se como etapas importantes para obtenção de ingredientes que possam ser
aplicados em suplementos alimentares ou nutracêuticos, alimentos funcionais, aditivos,
produtos farmacêuticos ou cosméticos, podendo ser utilizados na forma líquida ou ainda
microencapsulados (CISSÉ et al., 2012; CISSÉ et al., 2011; SILVA et al., 2013).
A estabilidade é um importante parâmetro para considerar o uso de polifenóis,
principalmente as antocianinas, como antioxidantes ou como corantes em alimentos
(BAKOWSKA-BARCZAK; KOLODZIEJCZYK, 2011). As técnicas de encapsulação têm se
Introdução 23
apresentado como eficientes métodos para estabilização de antocianinas, protegendo-as de
possíveis interações físicas e químicas com o ambiente externo, além de permitir uma vida
útil mais longa e ampla aplicação industrial. Essa tecnologia tem sido utilizada pela indústria
de alimentos para permitir que ingredientes líquidos ou sólidos sejam protegidos contra várias
condições adversas do ambiente, como oxigênio, luz, radicais livres, pH, entre outros
(GHARSALLAOUI et al., 2007). No processo de encapsulação são formadas microcápsulas
ou microesferas constituídas por material de recheio que contém o ingrediente ativo e por
material de revestimento que protege o composto de interesse (JYOTHI et al., 2010).
A secagem por spray drying é uma técnica bastante difundida, baseada na
atomização de emulsões, soluções, dispersões ou suspensões em uma corrente de ar quente,
permitindo a formação de partículas de caráter hidrofílico com diferentes agentes ativos,
como óleos insaturados e essenciais, corantes, pigmentos, compostos bioativos, e
diversificadas matrizes poliméricas, como maltodextinas, proteínas, amidos modificados e
gomas. Já a gelificação iônica é um processo de encapsulação realizado à temperatura
ambiente, onde polissacarídeos, como alginato de sódio e pectina são dissolvidos em água e
formam um gel insolúvel na presença de íons multivalentes, podendo encapsular compostos
sensíveis e sem uso de solventes orgânicos.
Desta forma, a inclusão de extratos ricos em compostos bioativos, em especial as
antocianinas, em fármacos ou alimentos apresenta um grande desafio no campo tecnológico.
Nesse sentido, diferentes técnicas para encapsulação de antocianinas, como spray drying e
gelificação iônica, são interessantes métodos para aumentar a estabilidade desses pigmentos,
protegendo-os de fatores externos que promovem a sua degradação ou limitam a sua aplicação
em diferentes meios. Assim, o processo de extração dos compostos bioativos presentes na
polpa de juçara, associado aos processos de encapsulação, podem se apresentar como uma
alternativa viável para obtenção de micropartículas estáveis e com elevado conteúdo de
antocianinas.
Organização da Tese 24
1.1. Organização da Tese de Doutorado
Para facilitar a compreensão da proposta deste trabalho de doutorado, esta tese foi
dividida em dois processos distintos de encapsulação: spray drying e gelificação iônica.
Como a base de ambos os processos é o extrato de juçara e as metodologias de análises são
similares entre ambos, os tópicos de Introdução, Objetivos, Revisão Bibliográfica e Material e
Métodos foram construídos integrando esses dois processos.
Os Resultados e Discussão foram divididos em quatro partes:
Primeira parte: caracterização da polpa de juçara;
Segunda parte: obtenção e caracterização do extrato de juçara hidroalcoólico e
concentrado;
Terceira parte: processo de encapsulação de antocianinas por spray drying;
Quarta parte: processo de encapsulação de antocianinas por gelificação iônica.
E por fim uma Conclusão Geral da tese onde foram relatadas as conclusões
obtidas para o extrato e as principais considerações para cada técnica de produção de
partículas carreadoras de antocianinas do extrato de juçara. Além de Sugestões Para Trabalhos
Futuros e os Apêndices.
Objetivos 25
2. OBJETIVO GERAL
Esse trabalho teve como objetivo extrair compostos bioativos da polpa de juçara
(Euterpe edulis). Após a obtenção do extrato, estudar métodos de estabilização desses
compostos bioativos através de dois processos distintos de encapsulação: spray drying e
gelificação iônica, com a finalidade de obter micropartículas carreadoras de antocianina,
como forma de ampliar a aplicação industrial deste pigmento, bem como melhorar sua a
estabilidade.
2.1. Objetivos específicos
Produzir extrato hidroalcoólico a partir da polpa de juçara em leito agitado e
concentrá-lo através de evaporador rotativo. Caracterizar os extratos,
hidroalcoólico e concentrado, em relação ao conteúdo de sólidos, cor,
antocianinas totais e perfil individual das principais antocianinas, fenólicos totais
e capacidade antioxidante.
Microencapsular o extrato concentrado por spray drying e caracterizar os pós em
relação ao conteúdo de umidade, atividade de água, higroscopicidade, temperatura
de transição vítrea, distribuição de tamanho e diâmetro médio de partículas, cor,
retenção de antocianinas e compostos fenólicos, identificação e quantificação das
antocianinas individuais e capacidade antioxidante. Analisar a estrutura das
micropartículas através da análise de microscopia eletrônica de varredura e
microscopia confocal de varredura a laser.
Estudar formas para a inclusão de antocianinas em partículas produzidas por
gelificação iônica externa, frente às dificuldades deste método para compostos
hidrofílicos.
Realizar a complexação através da interação eletrostática com materiais de cargas
opostas das partículas produzidas por gelificação iônica.
Caracterizar as amostras de gel em relação ao conteúdo de umidade, teor de
carbono e nitrogênio, diâmetro médio, compressão uniaxial, estrutura externa
através da microscopia ótica, confocal de varredura a laser e eletrônica de
varredura, conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante.
Objetivos 26
Realizar o estudo de estabilidade das partículas de gel contendo antocianinas sob
condições de refrigeração.
Estudar o comportamento de liberação das antocianinas presentes nas partículas
produzidas por gelificação iônica, simulando condições gástrica e intestinal.
Analisar o conteúdo liberado em relação à cor, teor de antocianinas e capacidade
antioxidante.
Revisão Bibliográfica 27
3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1. Juçara
O açaí e juçara embora sejam frutos parecidos, tanto no aspecto físico, quanto
nutricional, são provenientes de plantas diferentes. O açaí tem sua origem na Floresta
Amazônica da palmeira Euterpe oleracea, comum na várzea do rio Amazonas. Já a palmeira
Euterpe edulis, a juçara, é típica das florestas do bioma Mata Atlântica e apresenta grande
potencial em termos ecológicos e econômicos (REJU, 2011b; COSTA et al., 2008).
A juçara é o fruto originário da palmeira Euterpe edulis Martius. No Brasil
destacam-se 5 espécies desse gênero, que são Euterpe edulis Martius (palmiteiro), Euterpe
catinga Wallace (açaizinho), Euterpe oleracea Martius (açaizeiro), Euterpe longibracteata
Barbosa Rodrigues (açaí da terra firme) e Euterpe precatoria Martius (açaizeiro)
(HENDERSON, 2000).
A palmeira juçara (Figura 3.1 A) está distribuída geograficamente na Mata
Atlântica, principalmente na faixa litorânea, desde o Rio Grande do Norte até o norte do Rio
Grande do Sul (HENDERSON, 2000). O fruto da juçara apresenta formato característico
redondo, não climatérico e uma polpa roxa que recobre uma semente dura, conforme pode ser
observado na Figura 3.1 B. Embora seja amplamente distribuída pelo Brasil, ainda é menos
conhecida e consumida do que o açaí (Euterpe oleracea) (BRITO et al., 2007; BORGES et
al., 2011a).
Figura 3.1: Palmeira juçara (A) e o seu fruto (B).
Para o consumo da juçara, as bagas são normalmente maceradas em água e
separadas das sementes, obtendo assim uma bebida de coloração roxa e viscosa. Ela tem sido
A B
Revisão Bibliográfica 28
mais utilizada como polpa ou aplicada em diferentes tipos de bebidas, sorvetes e doces
(BORGES et al., 2011a).
O fruto, polpa e o suco da juçara apresentam alto valor calórico devido ao elevado
conteúdo lipídico. O perfil de ácidos graxos desse fruto apresenta predominantemente o ácido
oleico (C18:1), que corresponde a um ácido graxo monoinsaturado e representa de 35 a 42%
do total de ácidos graxos. O conteúdo de ácido palmítico (C16:0), principal ácido graxo
saturado presente no fruto, e ácido linoleico (C18:2), é aproximadamente 25 e 30%,
respectivamente. Já os ácidos esteárico (C18:0), palmitoleico (C16:1) e -linolênico (C18:3)
estão presentes em quantidades traços no fruto. Os ácidos graxos saturados, monoinsaturados
e poli-insaturados representam cerca de 30%, 35% e 35%, respectivamente, do total de ácidos
graxos quantificados no fruto da juçara (BORGES et al., 2011a; SCHULZ et al., 2015).
As duas antocianinas majoritárias do fruto da juçara identificadas por Brito et al.
(2007) foram a cianidina 3-glicosídeo e a cianidina 3-rutinosídeo. Schauss et al. (2006)
identificaram a predominância dessas mesmas antocianinas para o açaí.
Os compostos fenólicos identificados nos frutos de juçara, segundo Schulz et al.
(2015), foram três ácidos fenólicos (protocatequínico, p-cumárico e gálico); sete flavonóides
(kaempferol, aromadendrina, hispidulina, quercetina, taxifolina, miricetina e rutina) e um
estilbeno (resveratrol).
Em relação à composição de minerais, Schulz et al. (2015) identificaram o
potássio e cálcio como sendo os macronutrientes predominantes no fruto da juçara, enquanto
que o manganês e ferro foram os micronutrientes em destaque. Já a bioacessibilidade, ou seja,
o conteúdo de minerais liberado da matriz alimentícia após a digestão e disponível para
absorção no intestino, de acordo com um estudo realizado por Schulz et al. (2017), variou de
0 a 81,1%, onde o cobalto, zinco, cálcio e magnésio, nesta ordem respectivamente, foram os
elementos que apresentaram maiores frações bioacessíveis do fruto da juçara. O ferro
apresentou frações bioacessíveis de 0 a 29,5%, com taxas crescentes conforme o avanço na
maturação.
De acordo Schulz et al. (2017), o consumo de 100g de polpa de juçara pode
contribuir para a ingestão diária recomendada de minerais, em especial de manganês (45-
53%), selênio (38-50%), cobre (24-43%), cálcio (10-18%) e ferro (6-12%), assim como na
ingestão recomendada de compostos fenólicos.
Revisão Bibliográfica 29
3.1.1. Produção da polpa de juçara
A palmeira juçara (Euterpe Edulis) foi tradicionalmente utilizada por anos para a
produção de palmito, e a exploração extrativista desordenada, contínua e sem controle, fez
com que esta palmeira entrasse para a lista de espécies ameaçadas de extinção, apesar de
ainda representar uma opção de renda para muitas comunidades de agricultores tradicionais
da Mata Atlântica, como caiçaras, quilombolas e indígenas. Em termos econômicos, a juçara,
produzindo frutos, rende mais em comparação ao corte da espécie para produção de palmito.
Para cada 2 kg de fruto coletado, produz-se aproximadamente 1 litro de polpa e 1,5 kg de
sementes viáveis para o plantio. A produção da polpa a partir dos frutos da juçara apresenta-se
desta forma, como uma alternativa para a exploração sustentável da palmeira, além de geração
de trabalho, renda e preservação da espécie (COSTA et al., 2008; REJU, 2011a,b).
Polpa de fruta é definida como um produto não fermentado, não concentrado, não
diluído, obtido do esmagamento das partes comestíveis de frutas carnosas por processos
tecnológicos adequados. A obtenção da polpa de fruta ocorre a partir de frutas frescas, sãs e
maduras com características físicas, químicas e organolépticas do fruto. Podem ser
consideradas como uma dispersão de partículas sólidas insolúveis em solução aquosa
contendo sólidos solúveis, como açúcares e ácidos orgânicos, onde a sua estabilidade à
sedimentação depende das condições de processamento desse sistema. A distribuição de
tamanho e forma das partículas e o teor de sólidos solúveis e insolúveis são os principais
fatores que afetam a estabilidade das polpas de frutas (BRASIL, 2000; ANVISA, 1978;
SATO, 2005).
Na prática, a produção artesanal de polpa de juçara tem apresentado rendimento
em volume e concentração semelhantes à produção de polpa de açaí (COSTA et al., 2008).
Devido à utilização recente do fruto da palmeira Euterpe Edulis Martius, não há uma
legislação para a produção da polpa de juçara, podendo assim, ser aplicada a legislação
brasileira da polpa de açaí (SCHULZ et al., 2016). De acordo com o Regulamento Técnico
para fixação dos padrões de identidade e qualidade para a polpa de açaí, a polpa pode ser
classificada de acordo com adição de água. Dessa maneira, o produto pode ser classificado
como polpa de açaí, que é a polpa extraída do açaí, sem adição de água, por meios mecânicos
e sem filtração, podendo ser submetido a processo físico de conservação; açaí grosso ou
especial (tipo A) que é a polpa extraída com adição de água e filtração, apresentando acima de
14% de sólidos totais e uma aparência muito densa; açaí médio ou regular (tipo B) que é a
polpa extraída com adição de água e filtração, apresentando de 11 a 14% de sólidos totais e
Revisão Bibliográfica 30
uma aparência densa; açaí fino ou popular (tipo C) que é a polpa extraída com adição de água
e filtração, apresentando de 8 a 11% de sólidos, com aparência pouco densa (BRASIL, 2000).
A produção da polpa de juçara envolve a etapa de cultivo e coleta, seleção e
limpeza, lavagem e sanitização, despolpamento e remoção dos resíduos, pasteurização,
embalagem, resfriamento, transporte e comercialização. Após as etapas de seleção e lavagem,
os frutos da juçara são macerados e misturados com água e através de uma despolpadeira, a
polpa (epicarpo e mesocarpo) é separada da semente. A constituição da polpa de juçara é de
aproximadamente 80 a 90% de água, sendo o restante por epicarpo e mesocarpo dos frutos. A
polpa congelada pode ser utilizada como matéria-prima para outros produtos, como geleia,
doces, bolos, pães, sorvete, iogurte, vinho e licor, além de uso medicinal ou como corante
natural. E os resíduos gerados, que são as sementes, se tornam mudas para novas palmeiras
(SCHULZ et al., 2016; REJU, 2011b).
3.2. Antocianinas
As antocianinas pertencem à extensa classe de compostos fenólicos e são
coletivamente chamadas de flavonoides. São compostos responsáveis pela coloração em
flores e frutos de algumas plantas, podendo ser laranja brilhante, vermelho, rosa, violeta e até
mesmo azul. São uns dos pigmentos mais importantes originários de plantas e visíveis a olho
humano (KONG et al., 2003; CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009).
As antocianidinas correspondem às estruturas básicas das antocianinas e quando
encontradas na forma de glicosídeo, ou seja, ligadas a um açúcar, são conhecidas como
antocianinas. Pelargonidina, cianidina, delfinidina, malvidina, peonidina e petunidina são as
antocianidinas (agliconas) mais comuns em plantas. A diferença entre as antocianinas está
relacionada ao número de hidroxilas, natureza, posição e número de açúcares associados à
molécula e à natureza e quantidade de ácidos alifáticos ou aromáticos ligados a esses açúcares
(KONG et al., 2003; CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009). De acordo com Kong et al.
(2003) a cianidina é a antocianidina distribuída em maior concentração (50%) em partes
comestíveis de plantas e a antocianina mais difundida é a cianidina 3-glicosídeo (Figura 3.2).
Revisão Bibliográfica 31
Cianidina
Cianidina 3-glicosídeo
Figura 3.2: Estrutura química da cianidina (antocianidina) e cianidina 3-glicosídeo
(antocianina). Fonte: Rein (2005).
A coloração das antocianinas pode variar entre as plantas, devido à associação
entre cátions, influência do pH e combinação com outros compostos presentes, como
flavonoides não-antociânicos (BOBBIO; BOBBIO, 2001). Em relação às condições do meio,
algumas antocianinas podem ser vermelhas em soluções ácidas, violetas ou roxas em soluções
neutras e azuis em meios alcalinos (DELGADO-VARGAS; JIMÉNEZ; PAREDES-LÓPEZ,
2000).
Cabrita, Fossen e Andersen (2000) observaram que a estabilidade, cor e
intensidade de 6 antocianinas 3-glicosídeos comuns mudaram significativamente em função
do pH que variou de 1 a 12. Em soluções aquosas de forte acidez (pH 1 a 3), todas as
antocianinas apresentaram coloração vermelha intensa, típico dessas formas de flavonoides e
foram estáveis mesmo após 60 dias de armazenamento a temperatura de 10 °C. No entanto, a
estabilidade e a intensidade da cor desses pimentos diminuiu em direção à neutralidade do pH
do meio (pH 5 a 7), com uma mudança gradual para cores mais azuladas.
As condições do meio em que as antocianinas se encontram, proporcionam
diferentes formas estruturais e consequentemente, mudanças na coloração desses pigmentos,
podendo ocorrer em equilíbrio quatro estruturas químicas principais: cátion flavilium, de cor
vermelha, pseudobase ou carbinol, incolor, forma chalcona, de cor amarela e a base quinoidal,
de coloração azul. Em solução aquosa as antocianinas ocorrem entre essas diferentes
estruturas dependendo do pH do meio. No entanto, este pigmento tem maior estabilidade em
valores de pH 1 e 2, uma vez que o cátion flavilium é a forma predominante mais estável. À
medida que o valor do pH aumenta, ocorre uma rápida perda de um próton do cátion
flavilium, gerando a estrutura quinoidal azul. Ao mesmo tempo, uma hidratação mais lenta do
cátion flavilium leva a formação da base carbinol, que ao ocorrer a tautomerização
responsável pela abertura do anel, leva ao aparecimento das formas chalconas, conforme
Revisão Bibliográfica 32
mostrado na Figura 3.3 (BRAT; TOURNIAIRE; AMIOT-CARLIN, 2008; MCGHIE;
WALTON, 2007; LEVI, 2004).
Figura 3.3: Transformações estruturais das antocianinas em função do pH do meio. Onde: R’
corresponde a um grupo glicosil; R‖ geralmente é um H ou açúcar; R1 e R2 geralmente é um
H, OH ou OCH3. Fonte: adaptado de Levi et al., 2004.
Devido às transformações que ocorrem com as antocianinas diante de alterações
do pH do meio em que essas se encontram, a aplicação desses compostos em sistemas
alimentícios ocorre principalmente em alimentos ácidos (pH<3,0) para garantir assim, a
predominância do cátion flavilium responsável pela cor vermelha das antocianinas (GIUSTI;
WROLSTAD, 2003).
3.2.1. Capacidade antioxidante
Para o reino vegetal e animal, a função mais importante das antocianinas é a sua
capacidade de coloração, contribuindo assim, para o processo de polinização e dispersão das
espécies. Já para os seres humanos, elas são comumente encontradas nos alimentos e
apresentam relevantes propriedades farmacológicas e terapêuticas, pois representam uma
Cátion Flavilium Base quinoidal
Pseudobase ou carbinol Forma chalcona
Revisão Bibliográfica 33
importante classe de antioxidantes e o seu consumo pode trazer vários benefícios à saúde
(BRITO et al., 2007; KONG et al., 2003).
Os compostos com capacidade antioxidante são moléculas capazes de doar elétron
livre ou hidrogênio para estabilizar os radicais livres (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009).
Algumas pesquisas têm apresentado forte correlação entre as antocianinas e o seu poder
antioxidante. Borges et al. (2011b) aplicaram a metodologia de superfície de resposta para
otimizar a extração por ultrassom de flavonoides e antocianinas da polpa de juçara. Os autores
verificaram que a capacidade antioxidante foi moderadamente correlacionada com o conteúdo
de flavonoides, porém altamente correlacionada com o conteúdo de antocianinas. Vieira et al.
(2013) avaliaram dois métodos de extração, ultrassom e leito de agitação, para compostos
antociânicos da polpa de juçara. Estes autores constataram similar tendência para a
capacidade antioxidante em ambos os métodos, correlacionando assim, o conteúdo de
antocianinas e a capacidade antioxidante dos alimentos que possuem esses pigmentos em suas
composições. Ivanovic et al. (2014) realizaram extração de antocianinas de polpa de amora
preta assistida por ultrassom e verificaram forte correlação entre as propriedades antioxidantes
dos extratos obtidos por esse método com o conteúdo de cianidina (antocianina) e taninos.
3.2.2. Métodos de extração de compostos bioativos
O desenvolvimento de procedimentos eficientes de extração tem motivado muitos
pesquisadores a buscar processos e tecnologias com menor impacto ambiental e matérias-
primas de menor custo. No caso de corantes naturais com elevado conteúdo de antocianinas,
os métodos de extração buscam a máxima capacidade de recuperação desses pigmentos, com
a menor degradação possível e as menores perdas de suas propriedades antioxidantes
(SANTOS; VEGGI; MEIRELES, 2010).
As antocianinas são solúveis em solventes polares e são normalmente extraídas
através de metanol acidificado com pequenas quantidades de ácido hidroclorídrico ou ácido
fórmico (KONG et al., 2003). No entanto, devido à toxicidade do metanol, tem se empregado
outros solventes capazes de extrair as antocianinas para aplicação em alimentos. O etanol é
um solvente considerado GRAS, isto é, geralmente reconhecido como seguro e comumente
aplicado em processos de extração.
A eficiência de extração de compostos antioxidantes, principalmente antocianinas,
da polpa de juçara através dos métodos de ultrassom e em leito de agitação utilizando etanol e
água destilada foi avaliada por Vieira et al. (2013). Esses autores observaram que o
Revisão Bibliográfica 34
rendimento de extração diminuiu com aumento da concentração de etanol. Já a proporção de
30% de etanol e 70% de água promoveu o maior rendimento em antocianinas através desses
dois métodos de extração. Osorio et al. (2010) observaram que a extração de antocianinas
oriundas de Corozo (Bactris guineensis), na proporção 1:3 (fruto:solvente), foi maior
utilizando etanol e ácido cítrico em comparação ao etanol. Além disso, o aquecimento foi
vantajoso para aumentar o teor de antocianinas no extrato.
Estudos com diferentes métodos de extração de compostos antioxidantes das
cascas da jabuticaba foram realizados por Santos, Veggi e Meireles (2010). Os resultados
obtidos por esses autores mostraram que a extração através do leito de agitação, utilizando
etanol como solvente, na razão de alimentação 1:10 (fruto e solvente), foi o menos agressivo
para a recuperação das antocianinas, obtendo assim, maior rendimento de extrato devido ao
uso de baixa temperatura. Da mesma forma, a alta temperatura empregada no método de
extração por Soxhlet acelerou o processo de degradação das antocianinas, contribuindo para
menor rendimento.
A extração de antocianinas monoméricas totais da polpa de juçara foi mais
eficiente utilizando etanol e metanol em comparação à água e outras misturas de solventes,
conforme avaliado por Borges et al. (2011b). Observaram também que a acidificação de
solventes alcoólicos proporcionou maior eficiência na extração de antocianinas. De acordo
com esses autores, a presença de ácido no solvente aumenta a taxa de extração de compostos
bioativos da matriz, entretanto, afeta a composição química dos extratos. Além disso, a
solubilidade dos compostos polifenólicos e sua difusão pelo solvente são também
dependentes da estrutura química desses.
A extração de compostos fenólicos presentes no açaí utilizando solução alcoólica
acidificada com ácido clorídrico, apresentou um aumento de rendimento com a diminuição da
razão sólidos:solvente, conforme analisado por Pompeu, Silva e Rogez (2009). A partir da
razão 1:4 foi observada extração constante de antocianinas, não tendo influência, portanto, a
relação de sólidos:solvente.
3.3. Encapsulação de ingredientes alimentícios
A encapsulação de ingredientes alimentícios em materiais de revestimento pode
ser obtida através de diferentes métodos. A escolha do processo adequado é direcionada pelas
propriedades físicas e químicas do material de recheio e de revestimento, além da aplicação
do produto obtido no final do processo (DESAI; PARK, 2005). Entre os métodos de
Revisão Bibliográfica 35
encapsulação podem-se destacar a gelificação iônica, coacervação complexa ou simples,
spray drying, spray coating, spray chilling, lipossoma, extrusão e leito fluidizado (DESAI;
PARK, 2005; GOUIN, 2004).
A microencapsulação consiste basicamente no revestimento de um agente ativo,
podendo ser materiais líquidos ou partículas sólidas, em um envoltório protetor. Muitos
termos são utilizados para descrever o material a ser encapsulado, como núcleo, material ativo
ou fase interna, enquanto que o material de revestimento pode ser chamado de material de
parede, carreador, membrana ou casca. A composição do material de revestimento é
estabelecida principalmente pelo papel funcional da partícula e pela melhoria que este
composto pode agregar a um ingrediente específico e são dependentes do tipo de material
ativo e das características desejadas das micropartículas. A retenção do material encapsulado
pela micropartícula pode ser conduzida por sua funcionalidade química, polaridade,
solubilidade e volatilidade. Os produtos obtidos do processo de encapsulação são chamados
de microcápsulas ou microesferas e se diferem em relação à estrutura física interna e
morfologia (JYOTHI et al., 2010; GHARSALLAOUI et al., 2007; DESAI; PARK, 2005;
THIES, 2003).
As microcápsulas consistem em micropartículas onde o núcleo está envolvido por
uma camada ou filme polimérico formando um sistema do tipo reservatório, e são produzidas
tipicamente por coacervação complexa, secagem em leito fluidizado, co-extrusão e inclusão
molecular. Já as microesferas, produzidas principalmente pelo método de spray drying,
consistem em um sistema de matriz, onde o material de recheio se encontra disperso no
material de parede e a área central corresponde em um espaço vazio resultante da expansão
das partículas nos estágios finais da secagem (JAFARI et al., 2008).
3.3.1. Microencapsulação pelo método de “spray drying”
A microencapsulação por spray drying é uma técnica amplamente difundida pela
indústria de alimentos, trata-se de um processo consideravelmente barato, flexível e
possibilita a formação de partículas com diferentes matrizes e materiais ativos, como aroma,
óleos, flavors, fármacos, corantes e pigmentos. A utilização desse processo proporciona
proteção a materiais sensíveis as alterações e condições adversas do ambiente, mascaramento
de propriedades sensoriais indesejadas como cor, odor ou sabor, redução do conteúdo de
umidade e atividade de água, proporcionando maior estabilidade microbiológica e química,
redução de custos com transporte, obtenção de produtos com características desejadas como a
Revisão Bibliográfica 36
solubilidade instantânea, liberação controlada da substância de interesse, entre outras
vantagens (DESAI; PARK, 2005; GHARSALLAOUI et al., 2007; JYOTHI et al., 2010).
O processo de secagem por spray drying consiste na atomização de uma solução,
dispersão, emulsão ou suspensão, em uma corrente de gás quente, geralmente ar ou gás inerte,
onde ocorre a evaporação do solvente de maneira instantânea e obtenção do pó seco. O
tamanho das partículas, embora esta classificação ainda mude de acordo com a fonte
consultada, varia entre pós mais finos (10 - 50 µm) ou partículas de maior tamanho (1000
µm), dependendo da espécie do material atomizado e das condições de secagem. Situações
onde a viscosidade e a tensão superficial do material são altas favorecem a formação de
partículas maiores. Durante o processo de atomização e formação do pó no spray dryer, a
transferência de calor ocorre devido à diferença de temperatura entre o ar de secagem e o
material alimentado no equipamento e, em sentido oposto, devido à diferença de pressão de
vapor, ocorre a transferência de umidade (JAFARI et al., 2008; GHARSALLAOUI et al.,
2007; THIES, 2003).
Goma Arábica e maltodextrina são os materiais de revestimento mais comumente
empregados no processo de encapsulação por spray drying. A goma Arábica, também
denominada de goma Acácia, é obtida através da exsudação da árvore Acácia, encontrada
geralmente em regiões tropicais e subtropicais. Consiste em um material heterogêneo
composto principalmente por ácido D-glucorônico, L-raminose, D-galactose e L-arabinose e
aproximadamente 5% de proteína. Apresenta boa solubilidade em água, formando soluções
com baixa viscosidade e apresenta propriedades emulsificantes e estabilizantes de emulsões,
proporcionando a formação de produtos com baixa higroscopicidade e alta retenção de flavors
quando secos (SHAHIDI; HAN, 1993; BE MILLER; HUBER, 2008).
A maltodextrina e o xarope de milho são produtos obtidos da hidrólise do amido.
Diferem entre si com relação ao peso molecular e são classificados de acordo com a dextrose
equivalente (DE), que está associada ao grau de polimerização (DP), sendo DE=100/DP. A
maltodextrina consiste de um polissacarídeo formado por ligações α-(1-4) de D-glicose e
apresenta DE menor que 20. Se DE é maior que 20, tem-se o xarope de milho (HOGAN et al.,
2001; SHAHIDI; HAN, 1993; BE MILLER; HUBER, 2008). As maltodextrinas na forma de
pó, normalmente apresentam baixa higroscopicidade, não proporcionam sabor doce e são
amplamente utilizadas para melhorar a viscosidade de produtos alimentícios. Os xaropes de
milho apresentam leve doçura e maior capacidade de adsorver umidade do ambiente externo
quando aplicados em produtos secos (BE MILLER; HUBER, 2008).
Revisão Bibliográfica 37
A eficiência de encapsulação por spray drying de um material é função das
propriedades dos materiais de parede e/ou do ativo, bem como das características da emulsão,
solução ou suspensão e parâmetros de secagem (temperatura do ar de entrada, tipo de bico
atomizador, vazão da alimentação e características do material ativo, entre outros) (JAFARI et
al., 2008).
3.3.2. Microencapsulação pelo método de gelificação iônica externa
A gelificação iônica ou ionotrópica é um processo de encapsulação, onde
materiais, como alginato, goma gelana, carragena, pectina ou quitosana são dissolvidos em
água e formam um gel insolúvel na presença de íons multivalentes. O princípio dessa técnica
se baseia no gotejamento de uma solução polimérica contendo o material a ser encapsulado
em uma solução iônica, sob constante agitação. O processo de gelificação ocorre por difusão
dos íons na solução hidrocolóide, onde as gotas ao entrarem em contato com a solução iônica
proporcionam a formação, instantaneamente, de estruturas esféricas de gel contendo o
material ativo disperso na matriz do agente gelificante. As partículas são então removidas,
lavadas com água destilada e podem ainda ser secas (RACOVIŢǍ et al., 2009; BUREY et al.,
2008; SMRDEL et al., 2008).
As partículas de hidrogel são esferas poliméricas, hidrofílicas e reticuladas
capazes de intensa gelificação e inchaço em fluidos biológicos simulados, liberando o
composto microencapsulado por difusão através do relaxamento da estrutura do gel. A
formação radial com camadas concêntricas das partículas produzidas por gelificação iônica
está associada ao processo de reticulação durante a gelificação que ocorre da superfície em
direção ao núcleo da amostra. No entanto, o processo de difusão dos íons para a solução
hidrocolóide nem sempre ocorre de maneira uniforme, levando a gelificação superficial da
partícula, com a formação de uma superfície firme, contudo, esse processo pode inibir a
gelificação do núcleo (CHAN et al. 2011; PATIL et al., 2010; BUREY et al., 2008; HUANG;
BRAZEL, 2001).
A gelificação iônica apresenta como vantagem a praticidade em execução,
podendo o material encapsulado ser sensível à temperatura mais elevada, como no caso dos
compostos bioativos, além de ser um processo livre de solventes. As formas particuladas de
sistemas gelificados são atrativas e apresentam algumas aplicações úteis, como agentes
estruturantes, de força e textura em matrizes alimentícias e aceitabilidade visual de produtos.
Além disso, são capazes de adaptar em relação às suas propriedades e características, como
Revisão Bibliográfica 38
forma e tamanho, possibilitando assim, a liberação controlada do ativo em produtos agrícolas,
fármacos ou em alimentos. As micropartículas produzidas por este método apresentam matriz
de gel porosa, o que permite rápida e fácil difusão de água ou outros fluidos para dentro ou
para fora da partícula. Esse fato pode ser visto como vantagem no caso de imobilização de
células vivas e enzimas, mas no caso de proteção ou segregação de ingredientes,
principalmente de baixo peso molecular, esses podem ser removidos por lixiviação (BUREY
et al., 2008; GOUIN, 2004).
Alginato de sódio e pectina são os polissacarídeos iônicos mais utilizados no
processo de gelificação iônica, uma vez que são capazes de formar gel em presença de cátions
bivalentes, como íons de cálcio (FERREIRA et al., 2009; BRACCINI; PÉREZ, 2001). O
processo de gelificação desses compostos é resultado de interações específicas e fortes entre
os íons de cálcio e blocos de resíduos de ácido galacturônico e ácido gulurônico de pectinas e
alginato, respectivamente (BRACCINI; PÉREZ, 2001).
O alginato de sódio é o sal do ácido algínico e pode ser obtido de algas marrons
(Phaeophyceae) (Figura 3.4). É um dos polímeros naturais com capacidade de formar
hidrogéis mais frequentemente utilizado em diferentes aplicações farmacêuticas e biomédicas,
devido a sua viabilidade econômica e por ser considerado seguro para o consumo, podendo
ser veículo para entrega de compostos bioativos (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2015b) e
bactérias probióticas viáveis (WANG et al., 2016; CHANDRAMOULI et al., 2004). Soluções
de alginato são altamente viscosas, até mesmo em baixas concentrações, e são estáveis numa
faixa de pH de 5 a 10, sendo normalmente utilizadas como ingredientes em alimentos devido
à sua habilidade em formar géis na presença de íons de cálcio. As propriedades tecnológicas
do alginato dependem da presença ou ausência de íons de cálcio e, quando na presença, os
íons divalentes induzem a reticulação conhecida como modelo ―egg-box‖, e quando são
formadas numerosas reticulações, o gel não é mais reversível (BE MILLER; HUBER, 2008;
JENSEN et al., 2012; RINAUDO, 2008; SCHRIEBER; GAREIS, 2007b).
Revisão Bibliográfica 39
Figura 3.4: Estrutura química do alginato de sódio.
Alginato é um polissacarídeo de cadeia linear constituído por unidades
monoméricas de ácido β-D-manurônico (M) e ácido α-L-gulurônico (G). Esses dois
monômeros ocorrem em regiões homogêneas compostas de apenas uma dessas unidades e em
regiões onde ambas as unidades estão presentes. Segmentos que contém apenas unidades de
D-manurônico se referem aos blocos M e regiões com apenas L-gulurônico correspondem aos
blocos G (Figura 3.5). O alinhamento entre duas cadeias de bloco G proporciona a formação
de cavidades, que irão se ligar e acomodar os íons de cálcio; o resultado é a formação da zona
de junção conhecida como arranjo ―egg box‖ (Figura 3.6). Os sais de cálcio de alginato são
insolúveis e essa insolubilidade resulta da interação entre os íons de cálcio e a região do bloco
G da cadeia. Alginato com maior fração de bloco G forma gel mais resistente (BE MILLER;
HUBER, 2008; SAHA; BHATTACHARYA, 2010).
Figura 3.5: Estrutura química do alginato com monômeros de ácidos gulurônicos (G) e
monômeros de ácidos manurônicos (M). Fonte: Donati e Paoletti (2009).
Revisão Bibliográfica 40
Figura 3.6: Interação dos íons de cálcio com os grupos -COO- do alginato (Fonte: BAJPAI;
SHARMA, 2004).
De acordo com Chan et al. (2009), quando a gota líquida de alginato entra em
contato com a solução gelificante, ocorre uma competição para manter o formato da gota
entre as forças da tensão superficial e viscosa e as forças de arraste e de impacto. Dessa
forma, a partícula de gel pode ser classificada dentro de quatro tipos diferentes de formatos:
esférica, lágrima, pera e ovo.
As pectinas são polissacarídeos que podem ser obtidos das células das plantas.
São constituídas de unidades de ácido galacturônico unidos por ligações α-1,4 e resíduos de
açúcares neutros como ramnose, D-arabinose e D-galactose (RALET et al., 2003; THAKUR
et al., 1997). Preparações onde mais de 50% dos grupos carboxílicos estão na forma de éster
metílico são classificadas como pectinas de alto grau de metoxilação; quando menos de 50%
desses grupos estão na forma de éster metílico, têm-se as pectinas de baixo grau de
metoxilação. Pectinas com baixo grau de metoxilação (Figura 3.7) formam géis apenas na
presença de cátions bivalentes, sendo esta a mais indicada para a gelifcação iônica, já as com
alto grau de metoxilação formam géis em condições ácidas em meios aquosos com elevado
teor de açúcar (BE MILLER; HUBER, 2008; DICKINSON, 2003).
A capacidade de formar gel é uma das propriedades mais relevantes da pectina e a
torna um importante componente na fabricação de alimentos e produtos farmacêuticos,
podendo ser utilizada também como espessante, estabilizante e emulsionante (THAKUR et
al., 1997). Tradicionalmente, a indústria utiliza pectinas originárias de cascas de frutas cítricas
e de bagaço de maçã (LEVIGNE; RALET; THIBAULT, 2002).
Revisão Bibliográfica 41
Figura 3.7: Estrutura química da pectina de baixo teor de metoxilação.
De acordo com Huang e Brazel (2001) os principais motivos para a liberação
imediata ou ―efeito Burst‖ em hidrogéis, isto é, em sistemas capazes de inchar, são as
condições de processamento, características da superfície do agente carreador, geometria da
amostra, interação entre o ativo e o carreador, morfologia e a estrutura porosa do material. A
estrutura química e física das moléculas dos agentes ativos pode ter um profundo efeito na
liberação imediata em sistemas de liberação controlada, visto que solutos com pequena massa
molecular e altamente solúveis em sistemas aquosos, podem facilmente passar pela estrutura
porosa do hidrogel, antes mesmo do inchaço. Além disso, hidrogéis à base de agentes
aniônicos ou catiônicos são sensíveis ao inchaço dependendo do pH do meio, podendo assim,
controlar a difusão dos compostos encapsulados. Um método bastante usual para prevenir o
―efeito Burst‖ do ativo é a modificação da superfície com a adição de uma cobertura para
proporcionar uma camada externa de proteção.
3.3.2.1. Complexação eletrostática com a superfície de partículas produzidas por
gelificação iônica
Recentemente muitos estudos têm se empenhado em melhorar a funcionalidade
dos agentes encapsulados, e para isso, técnicas combinadas como a gelificação iônica e a
complexação com polieletrólitos catiônicos, têm sido propostas com o objetivo de diminuir a
porosidade das micropartículas produzidas por gelificação iônica. Desta forma, materiais
como quitosana e proteínas, por interação eletrostática com cargas aniônicas das superfícies
das partículas de gel, podem proporcionar maior proteção ao composto encapsulado,
dificultando assim, a difusão do ativo pela porosidade da matriz (BELSCAK-CVITANOVIC
et al., 2015b; TELLO, et al., 2015; BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2011).
Quitina é um mucopolissacarídeo natural e o segundo mais abundante
biopolímero após a celulose, encontrado como material de sustentação de crustáceos, insetos e
outros seres, podendo ser degradado pela quitinase. É um material altamente hidrofóbico e
Revisão Bibliográfica 42
insolúvel em muitos solventes orgânicos. A quitosana, obtida sob condições alcalinas, é um
produto N-desacetilado da quitina, entretanto esse processo de N-desacetilação quase nunca é
completo. Desta maneira, verifica-se que quando o número de unidades de N-acetil-
glucosamina é superior a 50% têm-se a quitina, no entanto, se o número de unidades de N-
glucosamina é superior a 50%, o biopolímero é denominado de quitosana (RINAUDO, 2006;
KHOR; YONG LIM, 2003; MAJETI; KUMAR, 2000).
Quitina e quitosana comercialmente são obtidas de fontes de crustáceos, como
caranguejos e camarões. Além disso, ambos são considerados como materiais funcionais
adequados, uma vez que são polímeros naturais com excelentes propriedades, como
biocompatibilidade, biodegradabilidade, não toxicidade, propriedades de adsorção,
fungicidas, fungistática e antibacterianas (KHOR; YONG LIM, 2003; MAJETI; KUMAR,
2000).
Figura 3.8: Estrutura química da quitosana (Fonte: MAJETI; KUMAR, 2000).
Figura 3.9: Estrutura química do complexo alginato de sódio e quitosana (Fonte:
OSTROWSKA-CZUBENKO; GIERSZEWSKA-DRUZYNSKA, 2009).
Revisão Bibliográfica 43
A quitosana, estrutura apresentada na Figura 3.8, corresponde a um
heteropolímero, solúvel em soluções ácidas diluídas, como ácido acético e ácido fórmico,
biodegradável, com propriedade de formação de membrana e em estado sólido corresponde a
um polímero semicristalino. É o único polímero catiônico e, por apresentar esta característica,
a quitosana tem sido aplicada como floculante para recuperação de proteína e no processo de
despoluição. Possui também habilidade para complexação, onde os grupos –NH2 formam
interações específicas com metais, além disso, é amplamente utilizada em soluções, géis ou
filmes e fibras. Devido à interação eletrostática, a quitosana pode formar complexos com
materiais aniônicos, como o alginato de sódio, conforme representado na Figura 3.9
(MAJETI; KUMAR, 2000; OSTROWSKA-CZUBENKO; GIERSZEWSKA-DRUZYNSKA,
2009; RINAUDO, 2006; SALEHI; DARAEI; SHAMSABADI, 2016).
A aplicação de quitosana como sistema de cobertura em partículas, com objetivo
de proporcionar a liberação do ativo encapsulado em sítos específicos, tem sido amplamente
abordada. Meiling et al. (2015) observaram que microesferas de glucomanana Konjac,
oxidada e complexada com íons de Fe+3
e recobertas com quitosana, foram capazes de
dificultar a liberação precoce das antocianinas no estômago, permitindo assim, a sua liberação
no intestino. Desta maneira, a quitosana protegeu o íon Fe+3
dos íons H+ do fluido gástrico,
evitando a dissociação das microesferas e reduzindo a liberação das antocianinas no estômago
de 82% para 24%.
Bajpai e Tankhiwale (2006) estudaram a formação de partículas de alginato em
solução de cloreto de cálcio, seguido do processo de recobrimento com quitosana. Para a
formação das partículas de alginato o processo de gelificação ocorreu por 20 min, com a
adição de quitosana por 30 min. De acordo com esses autores, a interação eletrostática em pH
1,0 (simulando o fluido gástrico) entre os grupos -NH3 das cadeias de quitosana e os grupos –
COOH do alginato, proporcionou uma compactação na estrutura das partículas. Além disso,
as amostras mostraram ganho de água (20%), porém permaneceram intactas, sem apresentar
qualquer sinal de desintegração, confirmando dessa maneira que em condições ácidas há uma
forte interação eletrostática entre os grupos catiônicos e aniônicos da quitosana e alginato,
respectivamente.
A interação entre proteína e polissacarídeo tem desempenhado um importante
papel na estrutura e estabilidade em vários processos de produção de alimentos (BENICHOU
et al., 2007). A formação de complexos eletrostáticos entre proteínas e polissacarídeos ocorre
geralmente numa faixa de pH entre o valor do pK dos grupos aniônicos (grupos carboxílicos)
do polissacarídeo e abaixo do ponto isoelétrico das proteínas, com a presença de cargas
Revisão Bibliográfica 44
positivas. Dessa maneira, a complexação é resultado da interação eletrostática entre as cargas
aniônicas dos polissacarídeos e as cargas positivas das proteínas. Esses complexos
eletrostáticos são normalmente processos reversíveis, dependentes do pH e força iônica
(TOLSTOGUZOV, 1997).
As proteínas de soro são solúveis e pertencem a um dos dois principais grupos de
proteínas encontradas no leite, sendo o outro grupo representado pelas caseínas, que são
insolúveis no ponto isoelétrico (pH 4,6), porém solúveis em condições de pH neutro. As
proteínas de soro correspondem a uma mistura de proteínas com diversas propriedades
funcionais e alta potencialidade de uso, compostas principalmente por β-lactoglobulina e α-
lactoalbumina, que representam aproximadamente 70% e que são responsáveis por
propriedades, como hidratação, gelificação e superfície ativa, como a de formação de espuma
e emulsificante. Além disso, incluem também as imunoglobulinas, albumina de soro,
peptonas de protease, lactoferrina e lactoperoxidase, juntamente com outros componentes
menores. Apresentam estrutura tipicamente globular, susceptível à desnaturação pelo calor,
com alto nível de estruturas secundárias e terciárias, no qual aminoácidos ácidos/básicos e
hidrofóbicos/hidrofílicos estão distribuídos ao longo da cadeia polipeptídica (CAYOT;
LORIENT, 1997; RAMOS et al., 2014).
Atualmente, com o desenvolvimento de técnicas industriais que possibilitam o
fracionamento de proteínas do soro, com a ultrafiltração, está disponível no mercado uma
grande variedade de produtos, como os concentrados proteicos de soro de leite, conhecidos
com WPC e isolados proteicos de soro de leite, também chamados de WPI. O conteúdo de
proteína do WPC varia em torno de 35 a 80%, enquanto que no WPI este conteúdo é de no
mínimo 90%. Ambos, WPC e WPI, são amplamente utilizados em formulações alimentícias,
como agentes gelificantes, ligantes de água ou superfície ativa e apresentam excelente
funcionalidade tecnológica, como cargas eletrostáticas e natureza anfifílica, além de valor
nutricional agregado (RAMOS et al., 2014; PATOCKA et al., 2006).
Outra fonte proteica amplamente utilizada em alimentos é a gelatina, constituída
essencialmente por proteína, aproximadamente 85 a 92%, e o restante por sais minerais e água
e a sua produção ocorre por hidrólise parcial do colágeno nativo, que corresponde a uma
classe de proteína encontrada em seres humanos e animais. A gelatina é uma mistura de
cadeia de polímeros de diferentes comprimentos que não formam soluções reais, mas sim,
soluções coloidais ou sóis que, quando resfriadas, se convertem a géis e, quando aquecidas,
são revertidas a sóis. Tecnicamente é um hidrocolóide amplamente utilizado pela indústria de
alimentos pela sua multifuncionalidade (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).
Revisão Bibliográfica 45
As propriedades funcionais da gelatina podem ser divididas em dois grupos: a sua
propriedade associada à gelificação, como formadoras de textura, espessamento e o seu
comportamento superficial, como na formação e estabilização de emulsões, propriedade
adesiva, formação de filmes e função colóide protetora. Para o efeito de superfície ativa, é de
fundamental importância o ponto isoelétrico da gelatina, uma vez que se o pH é mantido
acima desse, normalmente em condições alcalinas, têm-se a formação de cargas negativas e se
abaixo, em meios ácidos com valores de pH inferiores a 5,0, verifica-se a formação de cargas
positivas e no ponto isoelétrico não há presença de cargas (NAGARAJAN et al., 2013;
SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).
Embora o maior nível de produção de gelatinas seja de fonte suína, uma
quantidade significativa de gelatina utilizada pela indústria alimentícia e farmacêutica é
derivada de fontes bovinas. Na indústria farmacêutica a gelatina é amplamente utilizada para
a produção de cápsulas, expansores de plasma e no tratamento de feridas. Além disso, a
gelatina é normalmente recomendada em produtos alimentícios, como suplementos para
praticantes de musculação e utilizada também para reduzir o nível de carboidratos em
formulações especiais para diabéticos (KARIM; BHAT, 2009). As formas comerciais de
gelatina são classificadas por valores de ―Bloom‖ que podem variar de 50 a 300. Valores altos
de ―Bloom‖ apresentam pontos de fusão e gelificação mais elevados, além de menor tempo de
gelificação (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).
3.4. Encapsulação de antocianinas
É crescente o interesse no desenvolvimento de técnicas que proporcionem a
estabilização de compostos bioativos e diante disso, muitos grupos de pesquisa buscam
metodologias de encapsulação que possibilitem ampliar as formas de aplicação e estender a
vida útil de extratos naturais. Um dos mais promissores métodos para melhorar e superar as
limitações de estabilidade das antocianinas é a microencapsulação, onde esses elementos
sensíveis podem ser protegidos e entregues no seu local de destino (MEILING et al., 2015).
Estão disponíveis na literatura alguns trabalhos que descrevem a microencapsulação de
antocianinas por spray drying com diferentes agentes carreadores (PAIM et al., 2016;
BICUDO et al., 2015; SOUZA et al., 2015; SILVA, et al., 2013; FERRARI, et al., 2012,
2013; BAKOWSKA-BARCZAK; KOLODZIEJCZYK, 2011; SILVA et al., 2010; TONON;
BRABET; HUBINGER, 2009, 2010; VALDUGA et al., 2008; ERSUS; YURDAGEL, 2007),
através de fluido supercrítico (SANTOS et al., 2013), gelificação iônica (SANTOS et al.,
Revisão Bibliográfica 46
2013; OEHME et al., 2011) e gelificação térmica utilizando a goma curdlana (FERREIRA et
al., 2009).
3.4.1.1. Encapsulação de antocianinas por “Spray Drying”
Na literatura foram encontrados alguns trabalhos que realizaram a
microencapsulação por spray drying da polpa de juçara, utilizando como agente carreador
amido modificado, concentrado proteico de soro, isolado proteico de soja e goma arábica
(SANTANA et al., 2016); gelatina, goma arábica e maltodextrina com dextrose equivalente
(DE) de 20 (BICUDO et al., 2015); maltodextrina 22 DE, amido modificado e inulina
(LACERDA et al., 2016) e polpa de juçara juntamente com cultura probiótica, inulina,
oligofrutose e maltodextrina 10 DE (PAIM et al., 2016). Os resultados apresentados por esses
trabalhos mostraram que o processo de secagem desta polpa foi eficiente, produzindo pós com
alto conteúdo de antocianinas. No entanto, não foram encontrados estudos envolvendo o
processo de extração de antocianinas da polpa de juçara associado à técnica de secagem por
spray drying.
Em relação à produção de extratos seguido do processo de microencapsulação por
spray drying, Bakowska-Barczak e Kolodziejczyk (2011) estudaram a secagem de extrato de
groselha preta (Ribes nigrum L.) em diferentes temperaturas de secagem (150, 160, 180 e 205
°C), utilizando maltodextrina com diferentes valores de DE e inulina como materiais de
parede. Esses autores verificaram que não ocorreu efeito significativo da variação de DE (11,
18 e 21) entre as maltodextrinas utilizadas, e que a inulina proporcionou menor retenção de
antocianinas.
Extratos alcoólicos acidificados de cenoura negra (Daucus carota L.) foram
encapsulados por spray drying por Ersus e Yurdagel (2007), utilizando maltodextrina com
diferentes valores de dextrose equivalente (10; 20-23 e 28-31). Eles constataram que com o
aumento do número de dextrose equivalente, as micropartículas contendo antocianinas
apresentaram coloração mais pálida e se tornaram mais higroscópicas. As micropartículas
armazenadas a 4 °C durante 8 semanas, não apresentaram mudança na coloração rósea,
enquanto que à 25 °C, essas se tornaram marrons. Além disso, o tempo de meia vida das
antocianinas encapsuladas por spray drying e armazenadas a 4 °C foi 3 vezes maior do que
quando mantidas a 25 °C. A temperatura de secagem influenciou na retenção de antocianinas,
sendo que temperatura superior a 180 °C proporcionou maiores perdas, observação também
feita por Bakowska-Barczak e Kolodziejczyk (2011).
Revisão Bibliográfica 47
Silva et al. (2013) encapsularam extrato de jabuticaba por spray drying utilizando
maltodextrina, goma Arábica e o amido modificado CapsulTM
como agentes carreadores,
avaliando diferentes temperaturas de secagem (140, 160 e 180 °C). Esses autores observaram
alta retenção de antocianinas, valores superiores a 80%, mesmo na temperatura de secagem
mais elevada, indicando uma possível resistência desses pigmentos ao calor. Além disso,
verificaram também maior retenção desses compostos pelas micropartículas constituídas por
maltodextrina (30%) e goma Arábica (25%)/maltodextrina (5%) secas a 160 °C; em
contrapartida, nessa mesma temperatura, obtiveram menor retenção naquelas formadas por
CapsulTM
(25%)/maltodextrina (5%).
A estabilidade de extratos de jabuticaba submetidos a secagem em spray dryer a
170 °C, utilizando maltodextrina (30%), maltodextrina (15%)/goma Arábica (15%) e goma
Arábica (30%) como veículos estabilizantes, foi avaliada por Silva et al. (2010). Eles autores
observaram que empregando apenas maltodextrina (30%) houve maior retenção de
antocianinas e estabilidade dos extratos encapsulados durante o armazenamento.
3.4.1.2. Encapsulação de antocianinas por Gelificação Iônica
Na literatura ainda são escassos os trabalhos que relatam a inclusão de compostos
hidrofílicos pelo processo de gelificação iônica, principalmente para antocianinas. Foram
encontrados alguns estudos que abordaram a encapsulação de betalaína através de alginato de
sódio e albumina de soro bovino (OTÁLORA et al., 2016), solução de cafeína utilizando
alginato de sódio, pectina, carragena e psílio (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2015a),
compostos bioativos de chá verde através de alginato de sódio combinado com 5 diferentes
tipos de proteínas: proteína de soro, caseinato, albumina de soro bovino, isolado proteico de
soja e proteína de cânhamo (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2015b), extrato de ervas
medicinais encapsulado por alginato de sódio e quitosana (BELSCAK-CVITANOVIC et al.,
2011), extrato herbal aquoso absorvido por partículas de alginato já pré-fabricadas (CHAN et
al., 2010). No entanto para antocianinas, a gelificação iônica ainda é um método pouco
aplicado, e poucas referências foram encontradas para este meio de encapsulação, como
antocianinas de extrato de mirtilo encapsuladas por pectina amidada (OEHME et al., 2011) e
extraídas da casca da jabuticaba por alginato (SANTOS et al., 2013).
A encapsulação através da gelificação térmica de antocianinas de amora-preta foi
avaliada através de três diferentes polissacarídeos (curdlana, pectina e alginato de sódio),
conforme apresentado por Ferreira et al. (2009). Entre os materiais de parede avaliados, a
Revisão Bibliográfica 48
curdlana foi selecionada como o melhor material, pois foi capaz de formar um gel firme em
pH mais baixo (inferior a 2,0). Através do estudo de liberação, esses autores observaram que
80 a 100% das antocianinas encapsuladas pela curdlana, foram liberadas em solução de pH
1,0 após 20 min. A rápida liberação do material ativo neste estudo pode ter ocorrido devido a
ausência de interações químicas entre a antocianina e o gel do polissacarídeo, ocorrendo
apenas um aprisionamento físico do pigmento pela matriz da partícula.
Extratos de jabuticaba contendo antocianinas encapsulados por gelificação iônica,
com a formação de partículas de alginato em íons de cálcio, apresentaram maior eficiência de
encapsulação (98,67%) em comparação ao método de fluido supercrítico (79,78%), conforme
descrito por Santos et al. (2013). Além disso, o extrato encapsulado por gelificação iônica
apresentou maior estabilidade à luz e temperatura, provavelmente devido à interação química
com o material encapsulante.
Extratos de mirtilo contendo antocianinas foram encapsulados por Oehme et al.
(2011) utilizando pectina amidada e solução de íons de cálcio. Após a formação das esferas de
gel, essas foram secas em leito fluidizado a 19 °C e adicionadas de cobertura constituída de
goma-laca e goma-laca/hidroxipropil metilcelulose (HPMC). De acordo com esses autores, o
processo de encapsulação foi eficiente e não alterou a composição das antocianinas; além
disso, estudos de liberação simulando o trato intestinal humano mostraram um atraso na
liberação desse pigmento pelo estômago e íleo, liberando como da maneira desejada para
maior disponibilidade das antocianinas, no cólon.
A patente proposta por Braga et al. (2013) relata a possibilidade de produzir um
corante natural azul, contendo antocianinas e antocianidinas, estável durante o processamento
térmico, a diferentes valores de pH e armazenamento, através da gelificação de proteína
combinada com íons metálicos. A solução proteica foi aquecida e o pH ajustado de 5,8 para
8,0 até a gelificação deste material e a adição do íon metálico (ferro, cobre ou alumínio)
juntamente com o pigmento, pôde ocorrer antes ou depois do processo de gelificação da
proteína. A presença desses íons, de acordo com esses autores, foi essencial para dar a cor
azul através da complexação com o pigmento. O produto resultante desta patente tinha como
proposta a aplicação em alimentos para dar aspecto lúdico e sensorial simulando pedaços de
fruta.
Material e Métodos 49
4. MATERIAL E MÉTODOS
4.1. Matéria-prima
A polpa comercial de juçara (Euterpe Edulis) utilizada na obtenção do extrato
hidroalcoólico e concentrado foi adquirida através de agricultores da comunidade rural de
Ubatumirim no município de Ubatuba (São Paulo, Brasil). A polpa foi transportada para o
laboratório em caixas isotérmicas. No laboratório, a matéria-prima foi armazenada em freezer
a -18 °C até a realização dos ensaios.
4.1.1. Caracterização da matéria-prima
A polpa de juçara foi caracterizada em relação ao conteúdo de umidade, proteína,
cinzas, açúcares totais, acidez titulável, seguindo os métodos da Associação Analítica de
Química (AOAC, 2002), lipídeos, conforme o método descrito por Bligh e Dyer (1959) e
fibras por diferença, conteúdo de antocianinas totais (através do método colorimétrico do pH
diferencial que será melhor descrito no Item 4.2.1.3) e diâmetro médio de partícula (Difração
a laser, conforme será descrito no Item 4.3.3.4), analisado por via úmida, com dispersão em
água destilada.
4.2. Obtenção do extrato hidroalcoólico e concentrado de juçara
A obtenção dos extratos da polpa da juçara foi realizada a partir de adaptações da
metodologia de Vieira et al. (2013). A polpa da juçara foi descongelada em ambiente escuro,
homogeneizada manualmente e 50 g de polpa foram pesadas diretamente em Erlenmeyer de
250 mL. A solução de extração foi composta pela mistura de água destilada e etanol (1:1 v/v),
o pH foi ajustado para 3,0 com adição de 0,35% de ácido cítrico (0,35 g/100 g de solução de
extração), a proporção polpa e solvente foi 1:4 e mantida constante. Os recipientes foram
selados com Parafilm M e cobertos com papel alumínio para prevenir a perda do solvente por
evaporação e então levados à incubadora de bancada (Tecnal, modelo TE-420, Piracicaba,
Brasil) para extração em leito de agitação por 30 min a 30 °C e 150 rotações por minuto
(rpm). Após a extração, as amostras foram primeiramente filtradas em filtro de tecido e
Material e Métodos 50
passadas em peneira com 0,250 mm de diâmetro do poro, para remoção do excesso de sólidos
suspensos e para facilitar o processo de atomização durante a secagem por spray drying.
A remoção do etanol, e consequentemente aumento do teor de sólidos, foi
realizada de acordo com Silva et al. (2013), com algumas modificações. O extrato de juçara
hidroalcoólico foi submetido à concentração em evaporador rotativo (TE-211, Tecnal,
Piracicaba, São Paulo) com banho frio a 9 °C, e banho quente a 40 °C, até a remoção
completa do etanol controlada com auxílio de um alcoômetro,
4.2.1. Caracterização do extrato de juçara
4.2.1.1. Composição centesimal
O extrato de juçara foi caracterizado em relação ao conteúdo de umidade,
proteínas, cinzas e açúcares totais seguindo os métodos da Associação Analítica de Química
(AOAC, 2002), lipídeos, conforme o método descrito por Bligh e Dyer (1959) e fibras por
diferença.
4.2.1.2. Análise de cor
A análise de cor das amostras foi feita em colorímetro Ultra Scan Vis 1043
(Hunter Lab, Reston, EUA) através da escala CIElab determinada pelos parâmetro L*, a* e
b*. Foi utilizado o módulo de calibração de Reflectância Especular Excluída (RSEX), com o
iluminante D65 e um ângulo de observação de 10º. O parâmetro L* indica a luminosidade que
varia de 100 (branco) a 0 (preto); a* corresponde a cromaticidade, onde –a* é a direção do
verde e +a* direção do vermelho e b* varia do azul (-b*) ao amarelo (+b*). A partir desses
parâmetros foram avaliadas as coordenadas cilíndricas ângulo Hue (H*) (Equação 4.1) e
Croma (C*) que corresponde à saturação da cor (Equação 4.2). O H* (tom) é definido de 0° a
270° a partir do ângulo formado entre os parâmetros a* e b*, sendo que +a* (vermelho) se
inicia em 0° e -a* (verde) se localiza a 180°, +b* (amarelo) corresponde a 90° e –b* (azul)
corresponde a 270°.
𝑛 (
)
(4.1)
√( ) (4.2)
Material e Métodos 51
4.2.1.3. Determinação do conteúdo de antocianinas monoméricas totais
O conteúdo de antocianinas monoméricas totais nos extratos foi analisado através
do método colorimétrico do pH diferencial descrito por Giusti e Wrolstad (2001). Uma
alíquota de extrato, seguindo diluições adequadas para a leitura no espectrofotômetro, foi
adicionada separadamente em dois tampões: cloreto de potássio 0,025 M, pH 1 e acetato de
potássio 0,4 M, pH 4,5. Após 15 min de repouso, à temperatura ambiente, foram realizadas as
medidas de absorbância a 510 nm e 700 nm em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS,
marca UNICO, United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos). O
conteúdo de antocianinas foi calculado como equivalente em cianidina 3-glicosídeo,
considerando a absortividade molar (ɛ) e a massa molecular desta. A partir da Equação 4.3,
apresentada em mg/L de antocianinas monoméricas totais (AMT) no extrato de juçara líquido,
foi possível obter o conteúdo de antocianinas para o extrato seco (mg de cianidina 3-
glicosídeo equivalente/g de extrato seco), considerando o conteúdo de sólidos totais presente
no extrato. Cada amostra foi avaliada em triplicata.
𝐴𝑀𝑇 𝑚𝑔
𝐿 =𝐴 × 𝑀𝑀 × 𝐹𝐷 × 103
𝜀 × 𝑙
(4.3)
Onde: A = (A510 – A700)pH 1,0 – (A510 – A700)pH 4,5 ; MM = massa molecular (449,2 g.mol–1
);
FD = fator de diluição; ɛ = absortividade molar (26900 L.cm–1
.mol–1
); l = caminho ótico (cm).
4.2.1.4. Determinação dos compostos fenólicos totais
A determinação dos compostos fenólicos totais no extrato foi feita pelo método
colorimétrico de Folin-Ciocalteau (WATERHOUSE, 2001), que se baseia no princípio da
reação de redução dos ácidos fosfotúngstico e fosfomolíbdico, em meio alcalino, a óxidos de
tungstênio e molibdênio pelos compostos fenólicos, formando um complexo de cor azul.
Uma alíquota de 40 µL da amostra, seguindo diluições adequadas para a leitura no
espectrofotômetro, foi adicionada a 3,16 mL de água destilada e misturada com 200 µL do
reagente Folin Ciocalteau. Decorridos 5 min foram acrescidos 600 µL de solução aquosa de
carbonato de sódio 20% (20 g/100 g). Após 2 h, as absorbâncias das soluções foram lidas em
espectrofotômetro a 765 nm. Como controle, para calibrar o espectrofotômetro (modelo SQ-
2800 UV/VIS, marca UNICO, United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados
Material e Métodos 52
Unidos), foi utilizada uma alíquota de 40 µL do solvente do extrato acrescida de solução de
Folin Ciocalteau e de carbonato de sódio nas mesmas concentrações e condições citadas
anteriormente. Para a quantificação dos compostos fenólicos totais foi construída uma curva
padrão utilizando ácido gálico na faixa de concentração de 25 – 500 mg/L (R2=0,9967). A
quantificação dos compostos fenólicos foi expressa em mg de ácido gálico equivalente/g de
extrato seco. Cada amostra foi avaliada em triplicata.
4.2.1.5. Análise da capacidade antioxidante
A capacidade antioxidante dos extratos foi analisada através das metodologias
distintas de DPPH (Free Radical-Scavenging Capacity) e FRAP (Ferric Reducing
Antioxidant Power), para melhor quantificação e comparação. Os métodos DPPH e FRAP são
muito utilizados na literatura para medir a capacidade antioxidante de extratos vegetais ricos
em fenólicos, como extrato de pequi (MACHADO; MELLO; HUBINGER, 2013), frutas
tropicais, como açaí, juçara, jabuticaba, entre outras (RUFINO et al., 2010) e extrato de juçara
(VIEIRA et al., 2013).
Método DPPH (Free Radical-Scavenging Capacity)
Foi utilizada a metodologia descrita por Brand-Williams, Cuvelier e Berset
(1995), onde a atividade sequestrante de radicais livres dos extratos foi determinada através
do 1,1-difenil-2-picrilidrazil (DPPH). O DPPH é um radical livre estável que aceita um
elétron ou um radical hidrogênio, podendo ser reduzido na presença de um antioxidante. O
método baseia-se na redução do DPPH, de coloração púrpura, pela ação de antioxidantes
presentes na amostra, formando difenilpicril-hidrazina e consequentemente, desaparecimento
da coloração original com aparecimento da coloração amarela e redução da absorbância. A
partir das leituras de absorbância obtidas, determinou-se a porcentagem de atividade
antioxidante ou seqüestradora de radicais livres.
Para análise dos extratos, as amostras foram diluídas em água destilada, seguindo
diluições adequadas para a leitura no espectrofotômetro. Uma alíquota de 0,1 mL da amostra
diluída foi adicionada a 3,9 mL de solução DPPH na concentração de 0,06 mM/L (em etanol).
Após 90 min, em temperatura ambiente e no escuro, foram realizadas leituras das
absorbâncias a 515 nm em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS, marca UNICO,
United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos), as condições foram
Material e Métodos 53
determinadas após testes preliminares. Como controle foi utilizado o solvente no lugar da
amostra e a reação foi feita nas mesmas concentrações e condições citadas anteriormente. O
etanol foi usado como branco para calibrar o espectrofotômetro. A capacidade de seqüestrar
radicais livres foi expressa como percentual de inibição de oxidação do radical e calculado
conforme a Equação 4.4.
100
0
0
A
tAA=%inibiçãoPI
(4.4)
Onde: A(0) é a absorbância do controle (solução de DPPH sem antioxidante), e A(t) é a
absorbância da amostra em solução.
Para a quantificação da capacidade antioxidante foi construída uma curva padrão
de Trolox variando de 10 a 100 mg/L (R2=0,9964). Os resultados da porcentagem de inibição
do DPPH foram linearizados na curva padrão de Trolox e expressos em µmol Trolox
equivalente/g de extrato seco. Cada amostra foi avaliada em triplicata.
Método FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power)
Foi utilizada a metodologia descrita por Benzie e Strain (1996), cujo princípio se
encontra na habilidade de redução do íon ferro. Em meio ácido, na presença de antioxidantes,
o complexo férrico tripiridiltriazina é reduzido à sua forma ferrosa de intensa cor azul,
causando um aumento na absorbância a 595 nm.
Para preparo do reagente FRAP misturam-se 25 mL de tampão acetato 0,3 M (pH
3,6), 2,5 mL de uma solução de TPTZ 10 mM (preparada com HCl 40 mM) e 2,5 mL de uma
solução aquosa de cloreto férrico 20 mM.
As amostras foram diluídas em água destilada, seguindo diluições adequadas para
a leitura no espectrofotômetro. Uma alíquota de 90 μL do extrato diluído foi transferida para
tubos de ensaio, juntamente com 270 μL de água destilada, 2,7 mL do reagente FRAP recém-
preparado. Esta mistura foi homogeneizada e mantida em banho-maria a 37 oC. Decorridos 30
min, foi feita a leitura a 595 nm em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS, marca
UNICO, United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos). O reagente
FRAP foi utilizado como padrão de calibração do espectrofotômetro. Para a quantificação da
capacidade antioxidante foi construída uma curva padrão de Trolox variando de 20 a 230
Material e Métodos 54
mg/L (R2=0,9997). A capacidade antioxidante foi expressa em µmol Trolox equivalente/g de
extrato seco. Cada amostra foi avaliada em triplicata.
4.2.1.6. Identificação e quantificação das antocianinas individuais
A identificação e quantificação das principais antocianinas presentes no extrato
concentrado foram feitas em um cromatógrafo líquido de alta eficiência com sistema
cromatográfico LC-DAD (Alliance Waters), composto por bomba (Waters 2695), detector
(Waters 2996) e os resultados analisados pelo software Empower. A coluna utilizada foi a
Nova Pak C-18 (150 x 3,9 mm, 4 µm com pré-coluna). O extrato concentrado foi diluído na
proporção 1:1. Os solventes utilizados foram: eluente A composto por ácido acético (10%) e
eluente B composto por metanol e os gradientes utilizados nas análises foram: 92% de A e 8%
de B (0 minuto); 75% de A e 25% de B (15 min), retornando às condições iniciais de 92% de
A e 8% de B (20 min), onde se seguiu nessas condições por mais 10 min para condicionar a
coluna para a próxima corrida, sendo o tempo total de 30 min. A temperatura da análise foi a
30 °C com fluxo de 0,5 mL/min, a detecção feita no comprimento de onda de 510 nm, com
varredura de 200 a 600 nm e volume de injeção de 10 µL. A análise foi realizada pelo
Laboratório de Química Orgânica e Farmacêutica do CPQBA/UNICAMP.
Material e Métodos 55
4.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray
drying
4.3.1. Estudo da influência de agentes carreadores na secagem de extrato de juçara
por “spray drying”
Para obtenção dos pós por spray drying contendo extrato de juçara, foram
realizadas três etapas, conforme ilustrado na Figura 4.1. A primeira etapa consistiu na
obtenção do extrato hidroalcoólico em leito de agitação a partir da polpa de juçara; na etapa
seguinte foi realizada a concentração desse extrato em evaporador rotativo para obter maior
conteúdo de sólidos e remoção do etanol utilizado na etapa anterior. Na última etapa foi
realizada a secagem do extrato concentrado juntamente com agentes carreadores em spray
dryer.
Figura 4.1: Representação do processo de extração dos compostos bioativos da polpa de
juçara até a secagem em spray dryer.
4.3.2. Preparo das dispersões e processo de secagem por “spray drying”
Para o processo de secagem em spray dryer foram utilizados os seguintes agentes
carreadores: maltodextrina MOR-REX® 1910 com dextrose equivalente de 9-12 (MD 10
DE); maltodextrina MOR-REX® 1920 com dextrose equivalente de 17-19,9 (MD 20 DE) e
ETAPA 1
ETAPA 2
50% Etanol
50% Água Ajuste para pH 3,0
Extrato hidroalcoólico foi filtrado e levado para
evaporador rotativo (40 °C) para remoção do etanol.
ETAPA 3
Material e Métodos 56
maltodextrina MOR-REX® 1930 com dextrose equivalente de 26-30 (MD 30 DE) fornecidas
pela empresa Ingredion Brasil Ingredientes Industriais Ltda (Mogi Guaçu, Brasil) e goma
Arábica Instantgum BA® (GA) fornecida pela empresa Nexira Brasil Comercial Ltda (São
Paulo, Brasil). As informações relacionadas ao grau de dextrose equivalente das
maltodextrinas foram fornecidas pelo próprio fabricante.
A mistura extrato líquido concentrado, contendo 2,5% sólidos totais (2,5 g/100 g
de extrato) (informação obtida após a caracterização do extrato que será abordada em
Resultados e Discussão do Item 5.2.1) e agente carreador, 12,5% de sólidos (12,5 g/100 g de
extrato), foi mantida sob agitação magnética para completa dispersão, conforme a Tabela 4.1.
A solução de alimentação foi mantida em 15% de sólidos totais (15 g/100 g).
Tabela 4.1: Formulações para o processo de secagem por spray drying dos extratos
concentrados de juçara.
Formulações Agentes carreadores
1 Maltodextrina 10 DE (MD 10 DE)
2 Maltodextrina 20 DE (MD 20 DE)
3 Maltodextrina 30 DE (MD 30 DE)
4 Goma Arábica (GA)
5 Maltodextrina 10 DE: goma Arábica 25%:75% (MD 10 DE:GA 25%:75%)
6 Maltodextrina 10 DE: goma Arábica 50%:50% (MD 10 DE:GA 50%:50%)
7 Maltodextrina 10 DE: goma Arábica 75%:25% (MD 10 DE:GA 75%:25%)
Para o processo de secagem foi utilizado um secador laboratorial com sistema de
atomização (mini spray dryer) marca Labplant UK Ltd, modelo SD 06 (Hunmanby, Reino
Unido), que possui uma câmara de secagem de 215 mm × 500 mm e um bico atomizador do
tipo duplo fluido, com orifício de 1,0 mm de diâmetro (Figura 4.2). A alimentação do secador
foi realizada através de uma bomba peristáltica, com vazão de 4,7 mL/min. A temperatura de
saída do ar foi monitorada, para observar sua variação em função dos parâmetros adotados na
alimentação do secador e das características do produto final. A vazão do ar de secagem foi de
300 m3/h, a pressão do ar comprimido variável de 2 a 4 bar e a vazão do ar comprimido de 1,7
a 2 m3/h. A temperatura do ar de secagem do equipamento é ajustável até 250 °C, porém para
os ensaios foi utilizada a temperatura fixa de 160 °C (ERSUS; YURDAGEL, 2007;
BAKOWSKA-BARCZAK; KOLODZIEJCZYK, 2011). A temperatura de saída foi de 97 ± 1
°C. Os ensaios de secagem foram realizados em duplicata.
Material e Métodos 57
Figura 4.2: Spray dryer (Labplant UK Ltd, modelo SD 06) utilizado nas secagens dos
extratos concentrados de juçara.
4.3.3. Caracterização dos pós produzidos por “spray drying”
Os pós foram caracterizados em relação ao conteúdo de umidade, atividade de
água, higroscopicidade, temperatura de transição vítrea, distribuição de tamanho e diâmetro
médio de partículas, cor, retenção de antocianinas e compostos fenólicos, identificação e
quantificação das antocianinas individuais, capacidade antioxidante e microestrutura através
da microscopia eletrônica de varredura e confocal de varredura a laser.
4.3.3.1. Conteúdo de umidade e atividade de água
O conteúdo de umidade dos pós foi determinado gravimetricamente, por secagem
em estufa de circulação forçada a 105 °C. A análise foi feita em triplicata, onde 1 g de
amostra, por replicata, foi levado em estufa até atingir peso constante (AOAC, 2006). A
atividade de água foi medida em um higrômetro digital Aqualab modelo series 3TE
(Decagon, Pullman, EUA), a 25 ºC.
Material e Métodos 58
4.3.3.2. Análise de higroscopicidade
A higroscopicidade foi determinada de acordo com a metodologia descrita por Cai
e Corke (2000), com algumas modificações. A análise foi feita em triplicata, sendo 1 g de
amostra pesado e acondicionado em recipiente hermético contendo solução saturada de NaCl
(umidade relativa de 75,3%) a 20 °C. As amostras foram pesadas diariamente por sete dias e a
higroscopicidade expressa em g de umidade adsorvida por 100 g de amostra.
4.3.3.3. Temperatura de transição vítrea
Para a determinação da temperatura de transição vítrea, as amostras foram
colocadas em cápsulas de alumínio e foram hermeticamente fechadas, pesadas e então
submetidas a análises de calorimetria diferencial de varredura (DSC). As micropartículas
foram analisadas em um calorímetro TA-MDSC-2920 (TA Instruments, New Castle, USA)
com resfriamento controlado por um resfriador mecânico RCS (Refrigerated Cooling
Acessory), operando com gás nitrogênio e utilizando hélio como gás de purga, com vazão
constante de 25 mL/min. A calibração do equipamento foi feita com Índio (Tfusão = 156,6 °C)
e uma verificação com azobenzol (Tfusão = 68,0 °C) foi realizada. Nestes ensaios, 1 a 5 mg de
amostra foram resfriadas a -70 °C, mantidas isotermicamente por 5 min e em seguida
aquecidas até 120 °C, a uma taxa de aquecimento de 10 °C/min. Este aquecimento foi
realizado duas vezes para cada amostra. As análises foram realizadas em triplicata e a
temperatura de transição vítrea foi determinada com o auxílio do software Universal Analysis
2.6 (TA Instruments, New Castle, USA).
4.3.3.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula
A distribuição de tamanho e diâmetro médio de partículas foram determinados por
um analisador de tamanho de partículas por difração a laser, no equipamento Mastersizer
2000 (Malvern Instruments Ltd, Malvern, Reino Unido). O diâmetro médio foi determinado
baseando-se no diâmetro médio de uma esfera de mesmo volume, o diâmetro de De
Brouckere D[4,3] (Equação 4.5). As amostras foram analisadas em quintuplicata, por via
úmida, com dispersão em etanol 99,5%.
Material e Métodos 59
n
i
i
n
i
i
dn
dn
1
3
1
4
4,3
.
.
D (4.5)
Onde: di é o diâmetro das partículas e n é o número de partículas.
4.3.3.5. Análise de cor
A análise de cor dos pós foi realizada por reflectância em colorímetro Ultra Scan
Vis 1043 (Hunter Lab, Reston, EUA) através da escala CIElab determinada pelos parâmetros
L*, a* e b*, na temperatura de 25 °C. Com esses parâmetros, foram avaliadas também as
coordenadas cilíndricas C* e ângulo Hue fornecidas pelo colorímetro, conforme descrito na
metodologia do item 4.2.1.2.
4.3.3.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais
A análise do conteúdo de antocianinas e compostos fenólicos foi realizada de
acordo a metodologia de Fang e Bhandari (2011) com algumas adaptações. As
micropartículas foram solubilizadas em água destilada (1:20 e 1:40 para antocianinas e
compostos fenólicos, respectivamente) e após a diluição, o procedimento para quantificação
do conteúdo de antocianinas totais e polifenóis seguiu de acordo com as metodologias já
abordadas nos itens 4.2.1.3 e 4.2.1.4, respectivamente. A retenção de antocianinas e fenólicos
pelas micropartículas foi realizada a partir da Equação 4.6, tendo como princípio a
quantificação desses compostos na alimentação e após o processo de secagem, em base seca.
𝑅(%) = (𝑋𝑒𝑛 𝑝𝑠𝑢𝑙 𝑑
𝑋 𝑜 𝑙 ) × 100
(4.6)
Onde: Xencapsulada = conteúdo de antocianinas/fenólicos quantificado nas micropartículas
(mg/g); Xtotal = conteúdo de antocianinas/fenólicos quantificado na alimentação (mg/g), em
base seca.
4.3.3.7. Identificação e quantificação das antocianinas individuais
Material e Métodos 60
A identificação e quantificação das principais antocianinas presentes nas
micropartículas foram feitas em um cromatógrafo líquido de alta eficiência. As amostras
foram diluídas em água (100 mg em 5 mL de água destilada) e as etapas seguintes foram de
acordo com a metodologia descrita para o extrato no Item 4.2.1.6.
4.3.3.8. Capacidade antioxidante
A capacidade antioxidante foi analisada utilizando duas metodologias distintas,
DPPH e FRAP, descritas anteriormente. Para análise de DPPH e FRAP as amostras foram
reconstituídas, 0,20 g de pó em 20 e 100 mL de água destilada, respectivamente, conforme a
metodologia descrita por Tonon, Brabet e Hubinger (2010), com algumas adaptações. Após,
seguiu-se conforme a metodologia descrita nos Item 4.2.1.5, para determinação da capacidade
antioxidante pelos métodos de DPPH e FRAP, respectivamente.
4.3.3.9. Microscopia eletrônica de varredura
Para análise de microscopia eletrônica de varredura, as amostras foram fixadas em
porta-espécimes metálicos (stubs) de 12 mm de diâmetro e 10 mm de altura, através do uso de
uma fita adesiva dupla face. Após essa etapa, seguiu-se para o recobrimento das amostras
através do processo de evaporação de ouro a vácuo em um aparelho metalizador Sputter
Coater EMITECH, modelo K450 (Kent, Reino Unido) com espessura da camada de ouro
estimada em 200 Å. As amostras metalizadas foram mantidas em um suporte fechado, dentro
de um dessecador, até o momento da observação no microscópio eletrônico de varredura com
detector de energia dispersiva de raios X, LEO 440i - 6070 LEO Electron Microscopy/Oxford
(Cambridge, Inglaterra), operando com 15 kV e corrente de feixe igual a 150 pA para
obtenção das micrografias. As amostras foram observadas com aumento de 1500 e 5000x e a
aquisição das imagens foi realizada pelo LEO software, versão 3.01.
4.3.3.10. Microscopia confocal de varredura a laser
A análise de microscopia confocal de varredura a laser das micropartículas e
extrato de juçara concentrado foi realizada baseada nas propriedades de fluorescência dos
compostos bioativos naturais presentes no extrato. As amostras foram colocadas diretamente
em lâminas e recobertas com lamínulas e analisadas em microscópio confocal Carl Zeiss
Material e Métodos 61
(LSM 780-NLO, Germany) com objetiva de 40 e 63x, realizado pelo Instituto Nacional de
Ciência e Tecnologia de Fotônica Aplicada à Biologia Celular (INFABIC) no Instituto de
Física da UNICAMP. As imagens foram observadas com laser de excitação de 514 nm e faixa
de leitura entre 547 a 640 nm.
Material e Métodos 62
4.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica
4.4.1. Materiais
Para a formação das partículas foram avaliados dois agentes gelificantes: o
alginato de sódio (GRINDSTED® Alginate FD 175) e a pectina amidada de baixo grau de
esterificação (GRINDSTED® Pectin LA 210) fornecidos pela Danisco Brasil Ltda (Cotia,
São Paulo). Para o processo de recobrimento das partículas de gel, foi utilizada quitosana de
baixo peso molecular (desacetilação 75% - 85%), da empresa Sigma-Aldrich Brasil Ltda (São
Paulo, Brasil), concentrado proteico de soro de leite em pó (WPC 80% instantâneo) fornecido
pela empresa Fonterra Cooperative Group Limited (Auckland, New Zealand) e gelatina em pó
(Rousselot® 225H 30, com Bloom 222) fornecida pela empresa Rousselot Gelatinas do Brasil
SA (Amparo, São Paulo).
4.4.2. Ensaios preliminares para a definição do agente gelificante
Foram realizados ensaios preliminares para avaliar a força do gel em função do
tipo e concentração do agente gelificante e da solução de cloreto de cálcio, para assim definir
o material encapsulante. O alginato de sódio e pectina foram dispersos em água Milli-Q nas
concentrações de 1% (1 g/100 g) e 2% (2 g/100 g) e gotejados diretamente em solução de
cloreto de cálcio em concentrações de 1,5% (1,5 g/100 mL); 2,0% (2,0 g/100 mL) e 2,5% (2,5
g/100 mL). O gotejamento foi realizado com auxílio de uma seringa hipodérmica de 5 mL,
sem agulha e diâmetro interno de 2,00 mm, mantendo a distância de 12 cm em relação a
solução de cloreto de cálcio.
A força do gel das partículas de alginato e pectina foi determinada através de
ensaios de compressão uniaxial realizados em texturômetro TA-XT Plus Texture Analyser
(Stable Micro Systems, UK) utilizando geometria do tipo placa cilíndrica de acrílico com 35
mm de diâmetro, lubrificada com óleo de silicone para evitar o atrito com as amostras. Para a
análise, 6 partículas foram comprimidas até 80% da sua altura inicial sob velocidade de 0,5
mm/s, sendo dispostas numa mesma posição a cada ensaio. Os resultados foram expressos em
relação à força do gel (N) em função da concentração da solução de cloreto de cálcio (%).
Após definido o tipo e a concentração do agente gelificante, e a concentração da
solução de cloreto de cálcio, a etapa seguinte foi a obtenção de partículas por gelificação
iônica carreadoras de compostos hidrofílicos presentes no extrato de juçara, conforme será
Material e Métodos 63
descrita no Item 4.4.3. Para melhor compreensão da metodologia de produção das partículas
por gelificação incluídas de antocianinas, ficou definido a partir dos ensaios preliminares, que
o alginato de sódio na concentração de 2% (2 g/100 g) e a solução de cloreto de cálcio 2% (2
g/100 mL), foi a melhor condição para a obtenção de partículas em gel. Esses resultados serão
abordados em Resultados e Discussão do Item 5.4.1.
4.4.3. Ensaios preliminares para a definição das condições do processo de
microencapsulação por gelificação iônica utilizando compostos hidrofílicos
como agente ativo
4.4.3.1. Mistura entre agente gelificante e extrato de juçara
O agente gelificante alginato de sódio na concentração de 2% (2 g/100 g) foi
disperso no extrato de juçara contendo 2,5 % de sólidos (2,5 g/ 100 mL), em temperatura
ambiente, até a dispersão completa do alginato. As partículas foram produzidas de acordo
com adaptações da metodologia de Souza et al. (2012), através do gotejamento da mistura do
agente gelificante e extrato de juçara em solução de cloreto de cálcio 2% (2 g/100 mL). A
alimentação foi realizada com auxílio de uma bomba peristáltica Masterflex (Cole Parmer
Instruments, Chicago, USA) na vazão de 2,5 mL/min e o gotejamento por meio de um bico
atomizador com 0,5 mm de diâmetro, conforme o aparato mostrado na Figura 4.3. A distância
entre bico atomizador e solução de cloreto de cálcio foi mantida fixa em 12 cm. Após o
gotejamento, as partículas foram mantidas em banho de cloreto de cálcio por 30 min sob
agitação magnética a 500 rpm, em seguida foram peneiradas e armazenadas úmidas sob
refrigeração a 5 °C para análises posteriores.
Material e Métodos 64
Figura 4.3: Aparato utilizado para o gotejamento da dispersão de alginato de sódio em
solução de cloreto de cálcio.
4.4.3.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por
gelificação iônica
Este processo consistiu na absorção do extrato de juçara por partículas de alginato
de sódio pré-fabricadas por gelificação iônica em solução de cloreto de cálcio, conforme
adaptações da metodologia apresentada por Chan et al. (2010).
O alginato de sódio 2% (2 g/100 g) foi disperso em água Milli-Q, permanecendo
em processo de hidratação durante uma noite, para completa dispersão deste material. O
preparo das partículas foi realizado de acordo com adaptações da metodologia de Souza et al.
(2012), através do gotejamento desta dispersão em solução de cloreto de cálcio 2% (2 g/ 100
mL), sob constante agitação magnética. Para o gotejamento foi utilizado um bico atomizador
com 0,5 mm de diâmetro, na vazão de 2,5 mL/min através de uma bomba peristáltica
Masterflex (Cole Parmer Instruments, Chicago, USA), conforme o aparato apresentado na
Figura 4.3. A distância entre bico atomizador e solução de cloreto de cálcio foi mantida fixa
em 12 cm. As partículas foram mantidas em banho de cloreto de cálcio por 30 min sob
agitação magnética a 500 rpm, após foram peneiradas e lavadas para remover o excesso de
cálcio e parar o processo de gelificação.
Material e Métodos 65
Para a inclusão de antocianinas nas partículas de gel pré-fabricadas, foi feito um
estudo de cinética para determinar o tempo de absorção do extrato de juçara contendo 2,5 %
de sólidos (2,5 g/ 100 mL). As partículas foram colocadas no extrato (1:2) sob agitação
magnética e avaliadas nos tempos: 15, 30, 45, 60, 90, 120, 150 e 180 min em relação à
mudança de peso e sólidos totais (metodologia descrita no Item 4.4.5.1). A curva cinética foi
feita em duplicata.
4.4.3.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de juçara
Foram avaliados três diferentes tipos de materiais de recobrimento para as
partículas de alginato contendo extrato de juçara. Para determinar o tempo necessário para a
complexação foi feito um estudo inicial tomando como base a quitosana 1% (1 g/100 g), que
corresponde a um polímero catiônico capaz de interagir com as cargas aniônicas das
superfícies das amostras de gel de alginato. As partículas foram colocadas juntamente com a
dispersão de quitosana, em uma relação 1:2 e mantidas sob agitação magnética,
permanecendo em processo de recobrimento por 2, 4, 6, 10, 14 e 20 min. Após cada tempo
determinado, as partículas foram removidas, filtradas e submetidas à análise de ganho de
sólidos baseado no conteúdo de umidade (metodologia descrita no Item 4.4.5.1) e a dispersão
de quitosana resultante do processo de complexação foi submetida à análise do conteúdo de
antocianinas através do método colorimétrico do pH diferencial (metodologia descrita no Item
4.2.1.3). Definido o tempo de recobrimento para a dispersão de quitosana, as partículas de
alginato foram também recobertas por dois tipos de proteínas de origem animal: concentrado
proteico de soro de leite 1% (WPC, 1 g/100 g) e gelatina 1% (1 g/100 g), seguindo o mesmo
tempo de recobrimento fixado para a quitosana.
Os materiais de recobrimento foram dispersos em água Milli-Q até completa
dispersão e mantidos em hidratação por uma noite, e para gelatina foi necessário aquecimento
deste material até 65 °C por 30 min. Após, esses materiais foram acidificados com ácido
acético 60% (v/v) até pH 3,5. A condição do meio foi mantida ácida para maior estabilidade
das antocianinas. Além disso, a solubilidade da quitosana é dependente da condição ácida do
meio e as proteínas são capazes de adquirirem cargas catiônicas quando mantidas abaixo do
ponto isoelétrico. O ponto isoelétrico da solução de WPC é aproximadamente 4,35 (TELLO et
al., 2015) e a gelatina quando colocada em meios ácidos com valores de pH inferiores a 5,0,
apresenta a formação de cargas positivas (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).
Material e Métodos 66
4.4.4. Caracterização dos materiais
4.4.4.1. Densidade de carga superficial
Para a análise da densidade de carga superficial o alginato de sódio, quitosana,
WPC e gelatina foram dispersos em água Milli-Q na concentração de 0,2% (0,2 g/100 g) para
a faixa de detecção do equipamento. Para as amostras de quitosana, WPC e gelatina o pH foi
ajustado em 3,5 com ácido acético 60% (v/v), já o alginato de sódio foi analisado em seu pH
natural, aproximadamente 6,48. A densidade de carga superficial dos materiais foi
determinada através do medidor de potencial zeta (ζ), utilizando uma câmara de medição de
microeletroforese (ZetaSizer Nano-ZS, Malvern Instruments Ltda, Worcestershire, Reino
Unido). As medidas foram feitas em triplicata e em temperatura ambiente.
4.4.4.2. Comportamento reológico
A medida da viscosidade das dispersões de alginato 2% ( 2 g/100 g), quitosana,
WPC e gelatina 1% (1 g/100 g e pH 3,50) e extrato de juçara concentrado foi feita através da
determinação das curvas de escoamento. Os ensaios foram realizados em um reômetro TA
Instruments AR1500 ex (New Castle, USA). As medidas foram feitas em triplicata, em
geometria de duplo cilindro concêntrico (17,53 mm e 16,02 mm de raio externo e interno do
rotor, respectivamente), temperatura controlada a 25 °C por sistema Peltier e Gap de 500 µm
para as dispersões e 1000 µm para o extrato. Os reogramas obtidos foram ajustados de acordo
com modelo matemático empírico da Lei da Potência (Equação 4.7). A viscosidade aparente
foi obtida da relação entre a tensão de cisalhamento ( ) e a taxa de deformação ( ̇).
( ̇) (4.7)
Onde: k corresponde ao índice de consistência (Pa.sn) e n corresponde ao índice de
comportamento.
4.4.5. Caracterização das partículas produzidas por gelificação iônica
As partículas foram caracterizadas em relação ao conteúdo de sólidos, teor de
carbono e nitrogênio, diâmetro médio e distribuição de tamanho, compressão uniaxial,
microscopia ótica, microscopia confocal de varredura a laser, microscopia eletrônica de
Material e Métodos 67
varredura, conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante. Além disso, foi realizado um
estudo de estabilidade e liberação das partículas em condições gastrointestinais simuladas.
4.4.5.1. Conteúdo de sólidos
O conteúdo de sólidos foi determinado gravimetricamente, por secagem em estufa
a vácuo a 70 °C até massa constante, conforme a análise para o extrato de juçara. A análise foi
feita em triplicata, onde aproximadamente 2 g de amostra foram pesados e colocados em
placa de petri (AOAC, 2002). O teor de sólidos totais foi obtido pela massa seca, realizado em
triplicata.
4.4.5.2. Teor de carbono e nitrogênio
A matéria-prima e as partículas secas (sem o conteúdo de umidade) foram
caracterizadas em relação ao teor de carbono e nitrogênio pelo Analisador de elementos
CHNS-O, modelo Flash 2000, Thermo Fisher Scientific Inc (Delft, Holanda). Esta análise foi
realizada com objetivo de verificar o incremento de carbono e nitrogênio após cada etapa de
preparo das partículas. As condições de operação foram: temperatura da coluna de reação de
950 °C, fluxo do gás de arraste Hélio de 140 mL/min, ciclo de 720 s, sendo que 5 s iniciais de
injeção de oxigênio a 250 mL/min, temperatura da coluna de separação de 65 °C e detector de
condutividade térmica. A curva de calibração foi feita com Cystine, BBOT (2,5-Bis(5-tert-
butyl-2benzo-oxazol-2yl) e SUL (4-aminobenzenesulphonamide).
4.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de partículas
Para a análise de diâmetro médio, as partículas foram colocadas em lâminas de
vidro e visualizadas em microscópio ótico de fluorescência Nikon AZ100 (Tokyo, Japão)
objetiva de 0,5x, conforme adaptações da metodologia de Li et al. (2016). Após a aquisição
das imagens, o diâmetro das partículas foi obtido individualmente, sendo feito uma contagem
de aproximadamente 300 partículas por amostra em duplicata. O diâmetro médio das amostras
foi expresso como D[4,3] (Diâmetro médio de Brouckere) e a distribuição baseada na
frequência (%) de partículas que apresentaram o mesmo diâmetro na faixa de 0 a 2 mm.
Material e Métodos 68
4.4.5.4. Compressão Uniaxial
A força máxima de resistência à compressão das partículas de alginato foi
determinada através de ensaios de compressão uniaxial realizados em texturômetro TA-XT
Plus Texture Analyser (Stable Micro Systems, UK) utilizando geometria do tipo placa
cilíndrica de acrílico com 35 mm de diâmetro, lubrificada com óleo de silicone para evitar o
atrito com as amostras. Para a análise, 6 partículas foram comprimidas até 80% da sua altura
inicial sob velocidade de 0,5 mm/s, sendo dispostas numa mesma posição a cada ensaio. A
força máxima obtida foi dividida por 6 partículas e o resultado final expresso em N/mm2,
levando em consideração a área de um círculo (πr2). A força máxima necessária para a
compressão representa a resistência máxima da superfície para a compressão do probe, dando
uma indicação da dureza das amostras. Os ensaios foram realizados em triplicata.
4.4.5.5. Microscopia ótica
As amostras úmidas foram colocadas em lâminas e as imagens das partículas
foram obtidas em Microscópio ótico Nikon AZ100 (Tokyo, Japão) com objetiva de 0,5x.
4.4.5.6. Microscopia confocal de varredura a laser
A análise de microscopia confocal de varredura a laser das partículas úmidas foi
realizada baseada nas propriedades de fluorescência dos compostos bioativos naturais
presentes no extrato de juçara. As amostras foram colocadas diretamente em lamínulas e
analisadas em microscópio confocal Invertido Zeiss Axio Observer.Z1 (LSM780-NLO, Carl
Zeiss AG, Germany) com objetiva de 10x, realizado pelo Instituto Nacional de Ciência e
Tecnologia de Fotônica Aplicada à Biologia Celular (INFABIC) do Instituto de Física da
UNICAMP. As imagens foram observadas com laser de excitação de 514 nm e faixa de
leitura entre 547 a 640 nm.
4.4.5.7. Microscopia eletrônica de varredura
Para as micrografias, as partículas foram secas a 30 °C por 24 h em estufa, a
escolha de uma temperatura mais baixa teve como objetivo proporcionar menores
modificações na estrutura das amostras durante o processo de secagem. Assim, as amostras
Material e Métodos 69
secas foram fixadas em porta-espécimes metálicos (stubs) com auxílio de fita adesiva de
dupla face. Após, seguiu-se para o recobrimento destas através do processo de evaporação de
ouro a vácuo em um aparelho metalizador Sputter Coater EMITECH, modelo K450 (Kent,
Reino Unido) com espessura da camada de ouro estimada em 200 Å. As imagens das
amostras foram obtidas em Microscópio Eletrônico de Varredura com Detector de Energia
Dispersiva de raios X (Leo 440i, EDS 6070) LEO Electron Microscopy/Oxford (Cambridge,
Inglaterra), operando com 15 kV e corrente de feixe igual a 50 pA para obtenção das
micrografias. As amostras foram observadas com aumento de 50, 200, 1.500 e 3.000x e a
aquisição das imagens foi realizada pelo LEO software, versão 3.01.
4.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante
As amostras úmidas contendo extrato e as recobertas com quitosana, WPC e
gelatina foram colocadas em solução de ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA) com o
objetivo de quelar e retirar os íons de cálcio e promover a desorganização da estrutura do gel
para permitir a liberação das antocianinas contidas nas partículas. Dessa forma 0,8 g de
partículas foram dispersas em 24,5 mL de EDTA (0,2M) e mantidas sob agitação em
incubadora de bancada (Tecnal, modelo TE-420, Piracicaba, Brasil) a 100 rpm, 25 °C por 90
min. A relação partículas:solução de EDTA e tempo de extração em incubadora de bancada
foram definidos após testes preliminares. Após a extração, alíquotas das amostras foram
colocadas em tampão pH 1,0 e pH 4,5, cloreto de potássio (0,025 M) e acetato de sódio (0,4
M), respectivamente, em apropriada diluição para leitura no equipamento. A quantificação
das antocianinas foi de acordo com o método colorimétrico do pH diferencial, conforme
descrito no item 4.2.1.3.
A capacidade antioxidante das amostras úmidas contendo extrato e as recobertas
com quitosana, WPC e gelatina foi medida pelo método ORAC (Oxygen Radical Absorbance
Capacity). Para esta análise 20 μL de cada amostra diluída, 120 µl de solução de fluoresceína
diluída em tampão fosfato (pH 7,4) e 60 µL de AAPH (2,20 -azobis (2-
methylpropionamidine) dihydrochloride) foram adicionados a microplacas pretas no escuro.
Trolox foi utilizado como um padrão e as leituras foram feitas em um leitor de microplacas
(Synergy HT, Biotek) com os seguintes filtros fluorescentes: comprimento de onda de
excitação de 485 nm e comprimento de onda de emissão de 520 nm. Os valores de ORAC
foram obtidos em µmol de Trolox equivalente/ L utilizando as curvas padrão (2,5 e 100,0
µmol de Trolox equivalente/ L) para cada ensaio e os resultados foram expressos em µmol de
Material e Métodos 70
Trolox equivalente/ g partícula seca. As leituras de fluorescência foram utilizadas para os
cálculos apropriados (DAVALOS et al., 2004; PRIOR et al., 2003).
4.4.5.9. Estabilidade das antocianinas durante a estocagem sob condições de refrigeração
Para avaliar a estabilidade das antocianinas presentes nas partículas de alginato, as
amostras úmidas foram armazenadas sob condições de refrigeração a 5 °C em incubadora
durante 4 semanas, de acordo com a metodologia abordada por Belscak-Cvitanovic et al.
(2011), com algumas modificações. Sendo assim a cada semana, 0,8 g de partículas foram
pesadas em Erlenmeyer com 24,5 mL de EDTA (0,2 M) e mantidas sob agitação em
incubadora de bancada (Tecnal, modelo TE-420, Piracicaba, Brasil) a 100 rpm, 25 °C por 90
min. A quantificação das antocianinas foi de acordo com o método colorimétrico do pH
diferencial, descrito no Item 4.2.1.3, seguindo diluições adequadas para a leitura em
espectrofotômetro.
4.4.5.10. Estudo de liberação em condições gástrica e intestinal simuladas
O estudo de liberação de antocianinas presentes nas partículas utilizando fluidos
gástrico e intestinal simulados, foi realizado de acordo com adaptações da metodologia
empregada por Belscak-Cvitanovic et al. (2016), que trabalharam com partículas de alginato e
pectina contendo polifenóis de extrato de dente de leão (Taraxacum officinale L.).
Os fluidos gástrico e intestinal foram elaborados a partir de adaptações da
metodologia de Sanguansri et al. (2013). O fluido gástrico simulado foi preparado a partir da
dispersão de 3,2 g de pepsina e 2 g de cloreto de sódio em água destilada. Em seguida, adição
de 7 mL de ácido clorídrico (36% m/v) e o volume completado para 1000 mL com água
destilada. O pH final do fluido gástrico simulado foi mantido em 1,2 através de solução de
HCl (6 M). O fluido intestinal simulado foi preparado através da dispersão de 1,25 g de
pancreatina e 6,8 g de fosfato monopotássico em água destilada, em seguida com a adição de
77 mL de cloreto de sódio (0,2 M) e o volume completado para 1000 mL com água destilada.
O pH da solução foi ajustado para 7,4 com hidróxido de sódio (5 M). Ambos os fluidos foram
preparados a 37 °C.
Para o estudo de liberação, de acordo com adaptações da metodologia empregada
por Belscak-Cvitanovic et al. (2016), 6 g de partículas foram suspendidas em 60 mL de fluido
gástrico simulado (pH 1,2) contendo pepsina e mantidas sob agitação a 100 rpm em
Material e Métodos 71
incubadora de bancada a 37 °C por 120 min. Após 120 min as partículas foram filtradas e
suspendidas em 60 mL de fluido intestinal simulado (pH 7,4) contendo pancreatina e foram
mantidas nas mesmas condições de agitação (100 rpm) e temperatura (37 °C) por 120 min.
Alíquotas de ambos os fluidos foram retiradas em tempos definidos (5; 10; 15; 20;
40; 60; 80; 100 e 120 min) para posterior quantificação de antocianinas através da análise
colorimétrica do pH diferencial, capacidade antioxidante pelo método FRAP e cor das
amostras. O processo de liberação foi realizado em duplicata.
4.4.5.11. Caracterização dos fluidos gástrico e intestinal
Antocianinas totais
A quantificação das antocianinas presente nos fluidos gástrico e intestinal
simulados foi realizada de acordo com a método colorimétrico do pH diferencial conforme
descrito no Item 4.2.1.3. Para determinar o percentual de perda foi considerado o conteúdo
inicial de antocianinas presente nas amostras em relação ao conteúdo perdido durante o estudo
de liberação.
Capacidade antioxidante pelo método FRAP
A análise da capacidade antioxidante das amostras pelo método FRAP foi feita de
acordo com a metodologia descrita no Item 4.2.1.5, seguindo diluições adequadas para a
leitura no equipamento.
Análise de cor
Após 120 min de liberação das amostras contendo antocianinas, os fluidos
gastrointestinais simulados foram analisados em relação à cor, através da escala CIElab
determinando os parâmetro L*, a* e b*, a 25 °C, conforme a metodologia detalhada no Item
4.2.1.2.
Material e Métodos 72
4.5. Análise estatística
Os resultados do extrato de juçara e dos produtos obtidos do processo de
microencapsulação por spray drying e gelificação iônica foram analisados por Análise de
Variância utilizando-se o Software com versão de avaliação Minitab (Minitab 16.1.0, Minitab
Inc., State College, PA, EUA). O Teste de Tukey foi utilizado para a análise de diferença
entre médias, com p≤0,05.
Resultados e Discussão 73
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1. Caracterização da polpa de juçara
A caracterização físico química da polpa de juçara em base úmida e base seca está
apresentada na Tabela 5.1.
Tabela 5.1: Composição da polpa de juçara em base úmida (b.u.) e base seca (b.s.).
Análises Média ± Desvio (b.u.) Média ± Desvio (b.s.)
Umidade (%) 89,08 ± 0,43 -
Lipídeos (%) 4,00 ± 0,26 36,65 ± 2,41
Açúcares totais (%) 3,73 ± 0,29 34,18 ± 2,69
Fibras (%) 1,63 ± 0,24 (por diferença) 14,97 ± 2,19 (por diferença)
Proteínas (%) 1,05 ± 0,03 9,57 ± 0,26
Cinzas (%)
Acidez total*
Antocianinas totais **
Diâmetro médio (µm)***
0,50 ± 0,01
0,24 ± 0,01
178,14 ± 4,93
100,41 ± 7,99
4,62 ± 0,12
2,21 ± 0,05
1631,82 ± 45,14
-
* g ácido cítrico/100 g
** mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/100 g polpa.
*** Tamanho médio de partícula.
Os dados apresentados na Tabela 5.1 mostram que a polpa de juçara apresentou
alto conteúdo de umidade e consequentemente, baixo teor de sólidos, aproximadamente 10%.
O conteúdo lipídico e açúcares totais representam a maior parte desses sólidos; já os demais
componentes, como fibra, proteínas e cinzas, correspondem a menos de 4% na polpa de juçara
integral. Os valores obtidos nesse trabalho estão de acordo com Vieira et al. (2013) que
trabalharam com polpa de juçara produzida na mesma região da polpa utilizada neste estudo;
as pequenas variações encontradas principalmente para o conteúdo de fibra e açúcares podem
ser justificadas por variações na matéria-prima, como grau de maturação, época de colheita,
além da etapa e condições de processamento da polpa. O conteúdo de antocianinas para a
polpa de juçara integral quantificado por Paim et al. (2016) foi bastante próximo ao valor
apresentado neste trabalho.
Resultados e Discussão 74
5.2. Caracterização do extrato de juçara
5.2.1. Composição centesimal
Na Tabela 5.2 está apresentada a composição centesimal do extrato de juçara
concentrado. Devido ao processo de filtragem, o extrato de juçara apresentou menor conteúdo
de sólidos, uma redução de aproximadamente 76% e consequentemente, um alto conteúdo de
umidade e uma redução de quase 90% em relação ao conteúdo lipídico, em comparação à
polpa de juçara integral. Os açúcares totais representaram a maior quantidade de sólidos
presentes no extrato, sendo aproximadamente 43% em base seca, diferentemente da polpa que
apresentou maior conteúdo lipídico na sua composição de sólidos. O valores obtidos para a
composição centesimal do extrato de juçara foram similares aos apresentados por Paim et al.
(2016) para a polpa de juçara centrifugada, denominada por esses autores como suco de
juçara.
Tabela 5.2: Composição centesimal do extrato de juçara concentrado.
Análises Média ± Desvio (b.u.) Média ± Desvio (b.s.)
Umidade (%) 97,42 ± 0,04 -
Lipídeos (%) 0,37 ± 0,02 14,15 ± 0,74
Açúcares totais (%) 1,11 ± 0,06 43,08 ± 2,30
Fibras (%) 0,88 ± 0,04 (por diferença) 34,25 ± 1,58 (por diferença)
Proteínas (%) 0,13 ± 0,02 5,03 ± 0,60
Cinzas (%) 0,09 ± 0,01 3,49 ± 0,50
5.2.2. Análise de cor
O processo de extração de antocianinas utilizando etanol acidificado, seguido da
concentração em evaporador rotativo para concentração de sólidos presentes no extrato, vem
sendo apresentado em vários trabalhos disponíveis na literatura (LAOKULDILOK; KANHA,
2015; SOUZA et al., 2015; FLORES; SINGH; KONG, 2014; MAHDAVEE KHAZAEI et al.,
2014; SILVA et al., 2013; JIMÉNEZ-AGUILAR et al., 2011). De acordo com a Figura 5.1,
pode se observar que o extrato de juçara concentrado apresentou coloração vermelha mais
intensa em relação ao extrato hidroalcoólico; a remoção do etanol proporcionou, portanto,
maior concentração de sólidos e intensificação da cor, comprovado também pela análise da
Resultados e Discussão 75
cor através dos parâmetros a* e C*. O extrato hidroalcoólico, por apresentar menor conteúdo
de sólidos, apresentou uma cor vermelha, porém menos intensa, conforme pode ser verificado
pelo parâmetro a* e mais diluído, com menor valor de C* (Tabela 5.3). Além disso, os
extratos de juçara hidroalcoólico acidificado e concentrado apresentaram ângulo Hue (tom)
localizado no quadrante vermelho (+a*) e amarelo (+b*).
Figura 5.1: A: Extrato de juçara bruto hidroalcoólico (pH 3,0) e B: Extrato de juçara
concentrado (pH 3,0).
Tabela 5.3: Cor dos extratos hidroalcoólico e concentrado analisada por reflectância em
escala CIElab ( L *, a*, b*) e coordenadas cilíndricas C* e Hue.
Extrato Cor
L* a* b* C* Hue (°)
Hidroalcoólico 0,71 ± 0,06 2,07 ± 0,18 0,34 ± 0,03 2,08 ± 0,18 8,39 ± 0,72
Concentrado 1,50 ± 0,13 4,05 ± 0,40 1,43 ± 0,11 4,22 ± 0,37 18,35 ± 0,81
5.2.3. Conteúdo de antocianinas, fenólicos totais e capacidade antioxidante
Como pode ser observado na Tabela 5.4, o processo de extração de antocianinas
da polpa da juçara foi eficiente. A polpa de juçara integral apresentou um conteúdo de
antocianinas de 1631,82 mg equivalente de cianidina 3-glicosídeo por 100 g de matéria seca
em comparação ao extrato de juçara concentrado que apresentou 4478 mg equivalente de
cianidina 3-glicosídeo por 100 g de matéria seca, ou seja, aproximadamente 3 vezes a mais
que o conteúdo de antocianinas quantificado na polpa. Considerando o conteúdo de sólidos
totais presente em cada uma dessas matrizes, verificou-se que a polpa de juçara apresentou
maior conteúdo de sólidos, 10,92 g de sólidos por 100 g de polpa seca, em comparação ao
extrato, com 2,58 g de sólidos por 100 g de extrato seco. Dessa maneira, conforme o
B A
Resultados e Discussão 76
esperado, o conteúdo de antocianinas quantificado no extrato foi superior ao teor obtido na
polpa de juçara, uma vez que foi calculado baseado na concentração de sólidos seco de cada
um desses materiais.
Tabela 5.4:Caracterização do extrato de juçara antes a após o processo de concentração
Análises Extrato
Hidroalcoólico Concentrado
Antocianinas Totais x 51,02 ± 1,67
a 44,78 ± 2,44
b
Fenólicos Totais y 116,11 ± 4,83
a 103,92± 2,65
b
DPPH z 802,96 ± 11,61
a 766,95 ± 21,66
b
FRAP z 1745,33 ± 75,03
a 1470,09 ± 44,98
b
x : mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g extrato seco;
y : mg de ácido gálico equivalente/g extrato seco;
z : µmol de Trolox equivalente/g extrato seco.
Letras diferentes em uma mesma linha indicam diferença estatisticamente significativa (p ≤0,05).
O processo de concentração do extrato hidroalcoólico a 40 °C por 3 horas
proporcionou aumento do conteúdo de sólidos totais de 1,20 ± 0,03% para 2,58 ± 0,04%; no
entanto, provocou redução no teor de antocianinas e compostos fenólicos, 12% e 10%,
respectivamente. Embora o processo de concentração do extrato tenha sido realizado a vácuo
e em ambiente protegido de luz, a temperatura associada com o tempo de processo, podem ter
proporcionado perdas dos compostos bioativos. Além disso, foi verificada também
diminuição da capacidade antioxidante de 5 e 16% quantificada pelos métodos de DPPH e
FRAP, respectivamente. A partir desses resultados, é possível concluir que a capacidade
antioxidante do extrato de juçara está intimamente relacionada à presença das antocianinas e
compostos fenólicos, uma vez que a perda de ambos compostos levou também a diminuição
da capacidade antioxidante.
Em estudo com frutos da palmeira juçara (Euterpe edulis) de diferentes regiões de
Santa Catarina (Brasil), Borges et al. (2011a) observaram que a capacidade antioxidante pelo
método de DPPH apresentou grande variação entre as amostras, demonstrando que a região
de crescimento dos frutos oferece influência sobre os composto fenólicos e
consequentemente, na capacidade antioxidante. Além disso, eles observaram que o conteúdo
de antocianinas pelo método do pH diferencial variou de 14,84 a 409,85 mg de cianidina 3-
glicosídeo equivalente/100 g de fruto fresco, variação que também pode ter ocorrido devido
às diferenças nas condições de clima e solo de crescimento de cada fruto. Para o extrato de
juçara hidroalcoólico obtido nesse trabalho o conteúdo de antocianinas foi de 229,50 mg de
Resultados e Discussão 77
cianidina 3-glicosídeo equivalente/100 g de fruto fresco, estando, portanto, dentro da variação
encontrada por Borges et al. (2011a).
Vieira et al. (2013) analisaram a extração de polpa de juçara em diferentes
condições de temperatura, solvente/alimentação e concentração de etanol em água e
observaram que na condição de extração em leito de agitação com 50% de etanol em água, o
conteúdo de antocianinas monoméricas totais foi de 12,45 mg de cianidina-3-glicosídeo
equivalente/g de polpa seca e compostos fenólicos foi de 52,28 mg de ácido gálico
equivalente/g de polpa seca. Em condições similares de extração, os resultados obtidos nesse
trabalho apresentaram valores próximos para o extrato hidroalcoólico de juçara, sendo 21,02
mg de cianidina-3-glicosídeo equivalente/g de polpa seca e 47,82 mg de ácido gálico
equivalente/g de polpa seca.
O extrato concentrado foi analisado em relação às antocianinas individuais em
cromatógrafo líquido de alta eficiência, como pode ser observado pelo cromatograma da
Figura 5.2. O extrato de juçara concentrado apresentou a cianidina 3-rutinosídeo em maior
concentração, representado pelo maior pico (B), 18,54 ± 0,75 mg/g de extrato seco e em
menor quantidade, a cianidina 3-glicosídeo, caracterizada pelo menor pico (A), 8,79 ± 0,46
mg/g de extrato seco; o primeiro pico corresponde ao pico do solvente (C). Esses resultados
estão de acordo com outros trabalhos disponíveis na literatura. Brito et al. (2007)
identificaram a cianidina 3-glicosídeo (13,58 mg/g peso seco) e cianidina-3-rutinosídeo
(15,65 mg/g peso seco) como sendo as principais antocianinas presentes na juçara.
Figura 5.2: Cromatograma do extrato de juçara concentrado (A) cianidina 3-glicosídeo, (B)
cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
6.7
08
7.8
58
AU
0.00
0.10
0.20
0.30
0.40
0.50
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
B
A C
Resultados e Discussão 78
5.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray
drying
5.3.1. Caracterização dos pós
5.3.1.1. Conteúdo de umidade e atividade de água
Na Tabela 5.5 estão apresentados os resultados de conteúdo de umidade e
atividade de água para os pós contendo extrato de juçara. De maneira geral, observou-se que o
agente carreador influenciou no conteúdo de umidade das amostras; os pós produzidos com
maltodextrina 30 DE apresentaram maior conteúdo de umidade (4,18 ± 0,11%), seguidos
pelos pós constituídos de goma Arábica (3,68 ± 0,28%). A mistura goma Arábica e
maltodextrina 10 DE não alterou o conteúdo de umidade das amostras e essas foram
estatisticamente iguais às produzidas com apenas maltodextrina 10 DE. Já a maltodextrina 20
DE proporcionou a formação de pós com menor conteúdo de umidade. Os pós produzidos
com maltodextrina 30 DE apresentaram os maiores valores para atividade de água.
Tabela 5.5: Análise do conteúdo de umidade e atividade de água das micropartículas
produzidas com diferentes agentes carreadores.
Amostras Conteúdo de umidade (%) Atividade de água
MD 10 DE 2,89 ± 0,08c 0,245 ± 0,019
b
MD 20 DE 2,28 ± 0,06d 0,216 ± 0,015
c
MD 30 DE 4,18 ± 0,11a 0,314 ± 0,021
a
GA 3,68 ± 0,28b 0,253 ± 0,017
b
MD 10 DE: GA (25%:75%) 3,07 ± 0,02c 0,243 ± 0,017
b,c
MD 10 DE: GA (50%:50%) 2,88 ± 0,15c 0,256 ± 0,019
b
MD 10 DE: GA (75%:25%) 3,04 ± 0,25c 0,242 ± 0,006
b,c
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre os pós
(p≤0,05).
Os resultados para o conteúdo de umidade e atividade de água obtidos para os pós
produzidos com os diferentes agentes carreadores, conforme mostrados na Tabela 5.5, estão
próximos aos valores esperados para produtos desidratados por spray drying.
Ferrari et al. (2012) estudaram a obtenção de pós por spray drying, a partir de
polpa de amora preta e os agentes carreadores maltodextrina (20 DE) e goma Arábica, na
Resultados e Discussão 79
forma pura e combinados. Esses autores observaram resultados similares aos apresentados
nesse trabalho; os pós constituídos de goma Arábica pura e a mistura goma Arábica e
maltodextrina (20 DE) apresentaram maior conteúdo de umidade quando comparados com as
amostras produzidas com maltodextrina (20 DE) pura. Esse comportamento está
provavelmente relacionado à diferença de estrutura química desses materiais, visto que a
goma Arábica consiste num heteropolissacarídeo complexo com uma estrutura altamente
ramificada, apresentando dessa forma cadeias mais curtas e grupos mais hidrofílicos.
O conteúdo de umidade por si só não é um resultado suficiente para se relacionar
com a susceptibilidade à deterioração de um produto. Para tanto, a determinação da atividade
de água, ou seja, a intensidade com a qual a água está associada com os constituintes da fase
não aquosa, apresenta uma importante relação com os possíveis processos de degradação
ocasionados pelo crescimento de microrganismos e reações químicas (REID; FENNEMA,
2008). A atividade de água mede, portanto, a disponibilidade de água para possíveis
atividades microbiológicas, enzimáticas ou químicas. Abaixo de 0,6 quase todos os
microrganismos têm seu crescimento inibido; no entanto, em valores baixos de atividade de
água, ocorre mais facilmente a oxidação lipídica (FELLOWS, 2006).
Os pós contendo extrato de juçara apresentaram, de maneira geral, atividade de
água inferior a 0,35, o que é interessante para a estabilidade das amostras, devido a pouca
disponibilidade de água para crescimento microbiológico. No entanto, valores de atividade de
água inferiores a 0,3 podem favorecer a oxidação lipídica (LABUZA et al., 1972), visto que o
extrato de juçara concentrado apresentou aproximadamente 14% de lipídeos em sua
composição em base seca.
Valores similares de atividade de água foram observados em outros trabalhos
disponíveis na literatura, como pós produzidos por spray drying de polpa de açaí (TONON et
al., 2009a,b) e polpa de amora preta (FERRARI et al., 2013), que mostraram resultados para a
atividade de água inferiores a 0,4.
5.3.1.2. Análise de higroscopicidade
O comportamento dos pós durante sete dias de armazenamento pode ser analisado
na Figura 5.3. Ocorreu maior adsorção de água pelas amostras no primeiro dia de análise, se
tornando mais lenta nos dias seguintes. A partir do quarto dia de armazenamento, foi
verificada uma tendência de equilíbrio de adsorção de água pelos pós produzidos com os
diferentes agentes carreadores.
Resultados e Discussão 80
Na Figura 5.4, podem ser acompanhada a mudança do estado físico durante a
análise de higroscopicidade dos pós produzidos com os diferentes agentes carreadores, ao
longo de sete dias de armazenamento em uma umidade relativa de 75,3% (NaCl) a 20 °C.
Observa-se que as amostras produzidas com maltodextrina 20 e 30 DE apresentaram uma
mudança de coloração já no primeiro dia de armazenamento. No segundo dia de análise, o
escurecimento da cor das micropartículas foi visível em todas as amostras, destacando-se os
pós constituídos por maltodextrina 20 e 30 DE que apresentaram um aspecto de sólido
compactado e líquido pegajoso ou caking, respectivamente. A partir do terceiro dia de
armazenamento, todas as amostras se apresentaram bastante escuras, sendo que do quarto dia
até o sétimo dia de análise foi visível a formação de aglomerados duros e compactados com
aparência de torrões, com diferenciação para as amostras constituídas por maltodextrina 20 e
30 DE que apresentaram aspecto de líquido pegajoso.
Segundo Aguilera, Del Valle e Karel (1995), caking é um fenômeno no qual um
pó totalmente solto é transformado em torrões, passando em seguida para um aglomerado
sólido e por fim para um material pegajoso, esse processo resulta em perda na funcionalidade
e qualidade do pó. O estágio inicial do caking consiste na formação de pontes a partir de
pontos de contato entre as partículas, sem uma diminuição mensurável da porosidade. O
estágio seguinte é marcado pela aglomeração com a consolidação irreversível das pontes,
porém a porosidade do sistema é mantida, resultando em grupos de partículas com integridade
estrutural. Em um estágio mais avançado ocorre a compactação com a perda da integridade do
sistema, como resultado do espessamento das pontes interpartículas devido à redução dos
espaços entre as partículas. No estágio final do caking, as pontes desaparecem, como
resultado da liquefação da amostra, devido ao alto conteúdo de umidade, acarretando em uma
solubilização das frações de baixo peso molecular.
Em termos de conservação, é desejável pós com menor valor de higroscopicidade
devido à menor capacidade de adsorção de umidade do ambiente. Dessa forma, é interessante
que o agente carreador apresente baixa higroscopicidade, evitando a solubilização ou
amolecimento dos pós pela umidade externa, além de proteger o pigmento do contato com o
ar atmosférico e radicais livres, que causam a sua degradação (SILVA et al., 2013). Esses
produtos em pós devem ser aplicados em alimentos que não agregam umidade a eles, além de
oferecer proteção das condições adversas do ambiente externo, como a utilização de
embalagens com propriedades de barreira.
Resultados e Discussão 81
Figura 5.3: Avaliação da higroscopicidade das amostras produzidas com diferentes agentes
carreadores ao longo de sete dias de análises.
0
2
4
6
8
10
12
14
16
0 1 2 3 4 5 6 7 8
Hig
rosc
op
icid
ad
e (g
águ
a/
100 g
am
ost
ra)
Tempo (dias)
MD 10 DE
MD 20 DE
MD 30 DE
GA
MD 10 DE: GA (25%:75%)
MD 10 DE: GA (50%:50%)
MD 10 DE: GA (75%:25%)
Resultados e Discussão 82
Dias
Amostras
MD 10 DE MD 20 DE MD 30 DE GA MD 10 DE:GA
(25%:75%)
MD 10 DE:GA
(50%:50%)
MD 10 DE:GA
(75%:25%)
0
1
2
3
Figura 5.4: Amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores, armazenadas em solução de NaCl (75,3%) à 20°C, durante sete dias de
armazenamento.
Resultados e Discussão 83
4
5
6
7
Figura 5.4: Amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores, armazenadas em solução de NaCl (75,3%) à 20°C, durante sete dias de
armazenamento.
Resultados e Discussão 84
Conforme pode ser visualizado na Tabela 5.6, a higroscopicidade dos pós variou
de 12 a 15% no sétimo dia de análise. As amostras constituídas por maltodextrina 30 DE e
goma Arábica pura foram as mais higroscópicas em comparação aos outros agentes
carreadores; essas amostras apresentaram também, conforme a Tabela 5.5, maior conteúdo de
umidade. As micropartículas produzidas com maltodextrina 10 DE: goma Arábica (75%:25%)
apresentaram-se menos higroscópicas e foram estatisticamente iguais à maltodextrina 10 DE
pura; no entanto, à medida que a concentração de goma Arábica (50 e 75%) aumentou na
constituição das amostras, observou-se um incremento gradativo na higroscopicidade.
Ao comparar o comportamento da maltodextrina (10, 20 e 30 DE), verificou-se a
influência do grau de hidrólise desse material na adsorção de água pelas amostras; a
higroscopicidade dos pós aumentou à medida que o número de dextrose equivalente da
maltodextrina aumentou (Tabela 5.6). Ou seja, quanto mais hidrolisada for a maltodextrina,
maior a presença de glicose livre e mais higroscópico será o material.
Tabela 5.6: Higroscopicidade das amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores
no sétimo dia de análise.
Amostras Higroscopicidade (g água/ 100 g amostra)
MD 10 DE 12,12 ± 0,15e
MD 20 DE 13,65 ± 0,03c
MD 30 DE 15,40 ± 0,10a
GA 14,33 ± 0,08b
MD 10 DE: GA (25%:75%) 14,04 ± 0,42b,c
MD 10 DE: GA (50%:50%) 12,96 ± 0,06d
MD 10 DE: GA (75%:25%) 12,06 ± 0,09e
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre os pós
(p≤0,05).
A adsorção de água nas micropartículas pode ser associada ao número de grupos
hidrofílicos presente na estrutura de cada agente carreador; materiais com um alto número de
ramificações com grupos hidrofílicos, como no caso da goma Arábica, maltodextrina 20 e 30
DE, apresentam adsorção mais fácil de umidade do ar ambiente, diferentemente da
maltodextrina 10 DE que é menos hidrolisada, exibindo assim, menos grupos hidrofílicos
representados por glicoses livres. A diminuição da higroscopicidade dos pós está relacionada
com as características dos agentes carreadores. A maltodextrina 10 DE, quando aplicada em
Resultados e Discussão 85
processos de secagem em spray dryer, reduz a higroscopicidade do produto final,
confirmando dessa maneira, a sua eficiência como agente carreador, além de ser um dos
materiais mais utilizados em secagem por spray drying (SOUZA et al., 2015; TONON;
BRABET; HUBINGER, 2009).
Resultados semelhantes foram observados em outros estudos com pós produzidos
por spray drying, Ersus e Yurdagel (2007) verificaram que com o aumento do número de
dextrose equivalente (10; 20-23 e 28-31) da maltodextrina utilizada para encapsulação de
extrato de cenoura preta (Daucus carota L.), as amostras se tornavam mais higroscópicas.
Conforme observado por Bicudo et al. (2015), pós de polpa de juçara secos com
goma Arábica mostraram maior higroscopicidade (14,65%) quando comparados com os pós
produzidos com maltodextrina 20 DE e gelatina, indicando a forte capacidade das amostras
com goma Arábica em atrair moléculas de água quando em contato com ar ambiente.
5.3.1.3. Temperatura de transição vítrea
Uma importante mudança característica do estado amorfo é conhecida como
transição vítrea, que envolve a transição do estado vítreo para o estado gomoso ou
borrachento. A análise da temperatura de transição vítrea, determinada a partir do ponto
médio na transição vítrea das amostras, foi realizada de acordo com a metodologia descrita no
Item 4.3.3.3. Na Figura 5.5 estão apresentados os termogramas com os pontos de inflexão
obtidos para os pós produzidos com os diferentes agentes carreadores. Os termogramas
apresentaram a transição de fase de segunda ordem, característica que produz uma mudança
na linha do fluxo de calor, na temperatura de transição de fase. Quando o material passa do
estado vítreo para um estado gomoso de maior mobilidade, na temperatura de transição vítrea,
ocorre uma apreciável mudança no calor específico (ROOS, 1995).
Resultados e Discussão 86
Figura 5.5: Pontos de inflexão dos termogramas obtidos para os pós de extrato de juçara
produzidos com vários agentes carreadores: (A) MD 10 DE; (B) MD 20 DE; (C) MD 30 DE;
(D) GA; (E) MD 10 DE:GA (25%:75%); (F) MD 10 DE:GA (50%:50%) e (G) MD 10
DE:GA (75%:25%).
As temperaturas de transição vítrea estão apresentadas na Tabela 5.7. De maneira
geral, as amostras apresentaram altos valores de temperatura de transição vítrea, superior a 70
°C, exceto a amostra com maltodextrina 30 DE. Considerando a temperatura de estocagem,
armazenamento ou de transporte em um país tropical, por volta de 25 a 40 °C, pode se dizer
que as amostras apresentaram, de maneira geral, temperatura de transição vítrea superior a
essa faixa, estando, deste modo, em estado vítreo.
Para os diferentes agentes carreadores avaliados neste trabalho, foi possível
observar mais diretamente a influência do conteúdo de umidade na temperatura de transição
vítrea das amostras, como ocorreu com os pós produzidos com maltodextrina 30 DE, que
apresentaram um alto conteúdo de umidade (4,18%), atividade de água (0,314) e
higroscopicidade (15,40%) (Tabelas 5.5 e 5.6) e consequentemente, menor valor de
temperatura de transição vítrea. A análise do conteúdo de umidade dos pós é uma importante
propriedade, pois está relacionada com a eficiência do processo de secagem, mas também
Resultados e Discussão 87
com outras características importantes da amostra. O aumento do conteúdo de umidade leva a
diminuição da temperatura de transição vítrea, devido ao efeito plasticizante da água. De
maneira similar ao obervado para pós de extrato de juçara, Tonon et al. (2009a) verificaram
que a temperatura de transição vítrea de pós de polpa de açaí diminuiu com o aumento do
conteúdo de umidade.
Dessa forma, é interessante a obtenção de pós com alta temperatura de transição
vítrea, pois isso implica em menor mobilidade molecular devido à alta viscosidade da matriz,
dificultando as reações de degradação e proporcionando maior estabilidade do ativo,
principalmente durante o armazenamento. Uma vez que a mudança de estado físico fragiliza a
matriz de proteção das partículas, expondo assim, o ativo encapsulado.
Tabela 5.7: Análise da temperatura de transição vítrea das amostras produzidas com os
diferentes agentes carreadores.
Amostras Temperatura de transição vítrea (°C)
MD 10 DE 80,80 ± 0,6a
MD 20 DE 78,4 ± 3,8a
MD 30 DE 37,7± 5,1b
GA 76,3 ± 1,0a
MD 10 DE: GA (25%:75%) 82,4 ± 0,4a
MD 10 DE: GA (50%:50%) 79,5± 1,4ª
MD 10 DE: GA (75%:25%) 83,4± 0,2a
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre as amostras
(p≤0,05).
A temperatura de transição vítrea está também relacionada com a massa molecular
dos agentes carreadores. O aumento da massa molecular levou ao aumento da temperatura de
transição vítrea, como pode ser observado para as amostras produzidas com maltodextrinas
com menores valores de dextrose equivalente (10 e 20 DE), comparadas com a maltodextrina
com 30 DE. Cai e Corke (2000) também verificaram que a temperatura de transição vítrea de
pós de betacianinas extraídas do amaranto diminuiu com a diminuição da massa molecular
dos agentes carreadores.
Açúcares e ácidos de baixo peso molecular presentes em sucos e polpas de frutas
apresentam baixa temperatura de transição vítrea. Logo, a adição de agentes carreadores de
maior massa molecular em processos de encapsulação de sucos de frutas, como a
Resultados e Discussão 88
maltodextrina e goma arábica, oferece melhor estabilidade aos pós devido ao aumento da
temperatura de transição vítrea e diminuição da aderência dos materiais alimentícios (ROOS,
1995). Neste sentido, a maior proporção de agente carreador (12,5% de sólidos) em relação ao
extrato de juçara concentrado (2,5% de sólidos) pode justificar a obtenção de altos valores de
temperatura de transição para os pós obtidos com maltodextrina (10 e 20 DE), goma Arábica
e a combinação de maltodextrina (10 DE) com goma Arábica.
A combinação de maltodextina 10 DE e goma Arábica, em diferentes proporções,
forneceu temperatura de transição vítrea estatisticamente semelhante aos resultados para esses
agentes utilizados na forma pura. Sabe-se que para produtos alimentícios sólidos, a
temperatura de transição vítrea depende dos componentes que estão envolvidos nesta mistura.
No entanto, a mistura desses dois agentes carreadores, maltodextrina 10 DE e goma Arábica,
não afetou a temperatura de transição vítrea das amostras para o extrato de juçara.
Kilburn et al. (2005) observaram que a temperatura de transição vítrea para
maltodextrinas com diferentes valores de dextrose equivalente diminuiu fortemente em
função da atividade de água. Conforme analisado por esses autores, na atividade de água de
0,22 as temperaturas de transição vítrea para as maltodextrinas com 12 e 21 DE, foram 86,9
°C e 74,8 °C, respectivamente, e para a atividade de água de 0,33 a maltodextrina 33 DE
apresentou uma temperatura de transição vítrea de 43,8 °C. Para o extrato de juçara com os
agentes carreadores maltodextrina 10, 20 e 30 DE e valores de atividade de água das
micropartículas entre 0,2 e 0,3, observaram-se valores próximos aos encontrados por Kilburn
et al. (2005).
5.3.1.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula
Na Tabela 5.8 está apresentado o diâmetro médio das partículas através do
diâmetro D[4,3] e a Figura 5.6 apresenta as curvas de distribuição das partículas formadas pelos
diferentes agentes carreadores.
Conforme apresentado na Tabela 5.8 o diâmetro médio das amostras variou entre
6 e 11 µm. As partículas constituídas por maltodextrina 20 e 30 DE apresentaram os maiores
valores de tamanho médio e esses foram estatisticamente iguais. O tamanho médio das
partículas produzidas pelos materiais puros maltodextrina 10 DE e goma Arábica e a mistura
maltodextrina 10 DE:goma Arábica (50%:50%) foram estatisticamente iguais, enquanto as
amostras constituídas por maltodextrina 10DE:goma Arábica (25%:75%) e (75%:25%)
apresentaram os menores diâmetros médios de partículas e não diferiram entre si.
Resultados e Discussão 89
Tabela 5.8: Diâmetros médios das partículas contendo diferentes agentes carreadores através
do diâmetro D[4,3].
Amostras D[4,3] (µm)
MD 10 DE 8,504 ± 0,228b
MD 20 DE 10,851 ± 0,911a
MD 30 DE 11,479 ± 0,885a
GA 8,798 ± 0,052b
MD 10 DE: GA (25%:75%) 7,504 ± 0,174c
MD 10 DE: GA (50%:50%) 8,496 ± 0,291b
MD 10 DE: GA (75%:25%) 6,977 ± 0,182c
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre as partículas
(p≤0,05).
De acordo com a Figura 5.6, as distribuições médias das partículas foram
caracterizadas pelo comportamento bimodal, com a formação de dois picos com
predominância de tamanhos distintos, sendo um pico representado por maior volume, entre 6
e 9% e partículas de maior tamanho, próximas a 10 µm e um pico representado por menor
volume, inferior a 2% e partículas com diâmetro médio de aproximadamente 1 µm.
Comportamento semelhante foi observado por Ferrari et al. (2012), que verificaram
distribuição bimodal para micropartículas de amora preta produzidas por spray drying, com a
formação de um pico com menor volume (˂ 2%) e partículas de menor diâmetro (0,8 a 1,0
µm) e um segundo pico com maior volume, entre 7 e 10% e partículas de maior diâmetro.
Tonon et al. (2009b) observaram diâmetros médios similares (9 a 14 µm) para pós
produzidos a partir de polpa de açaí utilizando maltodextrina 10 e 20 DE, goma Arábica e
goma de tapioca como agentes carreadores. Além disso, esses autores observaram
comportamento bimodal das micropartículas, com larga distribuição de tamanho (0,1 a 41
µm, aproximadamente), onde a presença de partículas maiores foi atribuída à formação de
irreversíveis pontos de ligação, caracterizado como processo de aglomeração.
Ainda é possível observar na Figura 5.6, a presença de um terceiro pico contendo
partículas com diâmetros médios próximos a 100 µm, para partículas constituídas por
maltodextrina 20 e 30 DE e maltodextrina 10 DE:goma Arábica (25%:75%), fato que pode
estar associado à formação de aglomerados, levando a identificação de partículas de maior
tamanho. Além disso, a maior higroscopicidade dessas partículas, como observado na Tabela
5.6, pode ter contribuído para maior aglomeração dessas partículas, uma vez que as amostras
Resultados e Discussão 90
constituídas por maltodextrina 10 DE pura e a mistura deste material em maiores proporções
(50 e 75%) com goma Arábica foram menos higroscópicas e não apresentaram aglomerados.
Figura 5.6: Distribuição média das partículas produzidas com os diferentes agentes
carreadores.
5.3.1.5. Análise de cor
A avaliação do parâmetro a*, através da análise de cor, para os pós contendo
extrato de juçara é bastante relevante. Esse parâmetro está relacionado à cor vermelha,
podendo assim, ser associado ao conteúdo de antocianinas presente nas amostras. Dessa
maneira, um alto valor de a* e consequentemente C* (croma) que se refere à saturação da cor,
podem ser atribuídos a um alto conteúdo de antocianinas presente nas amostras.
Como apresentado na Tabela 5.9, os pós apresentaram o parâmetro a* elevado
(+a*) e, de maneira análoga, foi observada a mesma tendência para o parâmetro C*, devido à
saturação da cor do extrato após o processo de secagem, o que é uma característica desejável.
Além disso, os valores para o ângulo Hue (H*) foram todos inferiores a 5°, estando
localizados no primeiro quadrante (+a* e +b*) próximos a região do vermelho (0°).
Resultados e Discussão 91
Tabela 5.9: Análise de cor dos pós
Amostras Cor
L* a* b* C* Hue (°)
MD 10 DE 37,15 ±
0,94c,d
34,09 ±
0,48a,b
2,22 ±
0,16c
34,16 ±
0,48 a,b
3,75 ±
0,28b
MD 20 DE 37,66 ±
0,36b,c
34,49 ±
0,17a
2,29 ±
0,22b,c
34,49 ±
0,15a
3,85 ±
0,34b
MD 30 DE 37,35 ±
0,41c,d
33,41 ±
0,21c
2,61 ±
0,23a,b
33,44 ±
0,13c
4,52 ±
0,40a
GA 38,25 ±
0,39b
31,55 ±
0,09e
1,60 ±
0,14d
31,57 ±
0,10e
2,89 ±
0,26d
MD 10 DE: GA (25%:75%) 39,74 ±
0,14a
31,42 ±
0,38e
1,61 ±
0,11d
31,45 ±
0,39e
2,97 ±
0,14c,d
MD 10 DE: GA (50%:50%) 38,29 ±
0,29b
32,46 ±
0,22d
2,21 ±
0,14c
32,68 ±
0,15d
3,52 ±
0,34b,c
MD 10 DE: GA (75%:25%) 36,76 ±
0,33d
33,68 ±
0,23b,c
2,68 ±
0,20a
33,69 ±
0,25b,c
4,49 ±
0,31a
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre os pós
(p≤0,05).
É interessante ressaltar a influência da goma Arábica na coloração dos pós. As
amostras produzidas com goma Arábica pura e maltodextrina 10 DE: goma Arábica
(25%:75%) apresentaram os menores valores para os parâmetros a*, b*, C* e ângulo Hue e à
medida que a concentração de maltodextrina 10 DE (50 e 75%) aumentou em relação à
concentração de goma Arábica, ocorreu um aumento desses parâmetros (Tabela 5.9). Esses
resultados indicam uma tendência à coloração mais roxa dos pós na presença da goma
Arábica e esse fato também foi comprovado visualmente após a produção desses.
Comparando a cor desses materiais, maltodextrina e goma Arábica, é possível verificar a
diferença de coloração dessas duas matérias-primas, o fato da goma Arábica ser um pó mais
amarelado, em comparação a maltodextrina, pode ter influenciado na cor dos pós juntamente
com o extrato de juçara. De forma semelhante, Ferrari et al. (2012) observaram que o uso da
maltodextrina (20 DE) na secagem de polpa de amora preta por spray drying proporcionou
aumento dos parâmetros +a* e C*, permitindo a formação de pós mais vermelhos, em
comparação aos pós constituídos de goma Arábica.
De maneira análoga ao observado neste trabalho, Mahdavee Khazaei et al. (2014)
que estudaram a encapsulação de antocianinas de extrato de pétalas de açafrão através da
Resultados e Discussão 92
liofilização, reportaram que as amostras encapsuladas com goma Arábica e maltodextrina (7 e
20 DE) apresentaram alto valor para o parâmetro a*, associando esse fato ao teor de
antocianinas. Jiménez-Aguilar et al. (2011) estudaram a secagem em spray dryer de extrato de
mirtilo e observaram valores similares para os parâmetros de cor (L*, a*, b* e C*) aos
avaliados para os pós de extrato de juçara.
5.3.1.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais
Para determinar a retenção de antocianinas e compostos fenólicos pelas
micropartículas, foi feita a quantificação desses compostos no extrato de juçara utilizado na
alimentação e após o processo de secagem, em base seca (APÊNDICE A apresenta a
concentração de antocianinas em mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g de partícula seca
e compostos fenólicos em mg de ácido gálico equivalente/g de partícula seca presente nas
amostras produzidas por spray drying). Conforme apresentado na Tabela 5.10, as amostras
preparadas com os diferentes agentes carreadores apresentaram alta retenção de antocianinas,
superior a 88%. Como forma de comparação, foi realizado um ensaio de secagem com o
extrato puro sem a adição do agente carreador, porém em virtude do pouco conteúdo de
sólidos, aproximadamente 2,5%, o rendimento de pó foi muito baixo. Como pode ser
visualizado na Figura 5.7, o pó foi extraído apenas do ciclone e submetido às análises de
retenção de antocianinas e compostos fenólicos, os valores obtidos foram estatisticamente
semelhantes às partículas contendo os agentes carreadores.
Na Tabela 5.10 pode se observar que as partículas produzidas com maltodextrina
30 e 20 DE apresentaram maior retenção de antocianinas em comparação com a maltodextrina
10 DE. Esse fato pode ter ocorrido devido à diferença de massa molecular desses materiais,
uma vez que menores cadeias devido a maior hidrólise do amido podem ter contribuído para
melhor conformação e estruturação do pigmento durante a formação das micropartículas. No
entanto, a combinação da maltodextrina 10 DE com a goma Arábica proporcionou valores de
retenção de antocianinas estatisticamente iguais às maltodextrinas de maior grau de dextrose
equivalente, melhorando assim, a eficiência desses materiais em relação às suas formas puras
(maltodextrina 10 DE e goma Arábica).
Resultados e Discussão 93
Figura 5.7: Secagem do extrato de juçara puro.
Tabela 5.10: Caracterização das amostras em relação à retenção de antocianinas totais e
fenólicos totais em base seca.
Amostras Retenção (%)
Antocianinas
Fenólicos
Extrato puro em pó 92,73 ± 2,6a,b
98,0 ± 1,5 a,b
MD 10 DE 88,10± 3,7b 96,1 ± 2,6
a,b
MD 20 DE 97,4 ± 1,0a 91,5± 2,9
b
MD 30 DE 98,9 ± 2,2a 95,3±1,4
a,b
GA 89,8 ± 3,9b,c
99,0± 3,0a
MD 10 DE: GA (25%:75%) 94,4 ± 3,1a,c
97,1±4,9a,b
MD 10 DE: GA (50%:50%) 94,6 ± 2,6a 93,3±6,4
a,b
MD 10 DE: GA (75%:25%) 96,0± 1,8a 93,6± 5,1
a,b
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre as amostras
(p≤0,05).
Silva et al. (2013) encapsularam extrato de jabuticaba por spray drying em
diferentes temperaturas de secagem (140, 160 e 180 °C) utilizando maltodextrina, goma
Arábica e amido modificado CapsulTM
como agentes carreadores. As micropartículas
mostraram alta retenção de antocianinas, acima de 80%, mesmo na temperatura de secagem
mais elevada, indicando uma possível resistência desses pigmentos ao calor. Além disso,
Resultados e Discussão 94
verificaram também maior retenção desses compostos pelas micropartículas constituídas por
maltodextrina (30%) e goma Arábica (25%)/maltodextrina (5%) secas a 160 °C.
De maneira similar ao extrato de juçara, a secagem de polpa de juçara por spray
drying mostrou que pós secos a 165 °C e 5% de agente carreador (goma Arábica,
maltodextrina 20 DE ou gelatina) apresentaram alta retenção de antocianinas, acima de 83%
(BICUDO et al., 2015). Souza et al. (2015) produziram extrato a partir de cascas e sementes
de uvas (Vitis labrusca) derivadas da produção de vinho e secaram em spray dryer utilizando
maltodextrina 10 DE (10, 20 e 30%) em diferentes temperaturas de processo (130, 150 e 170
°C) e verificaram alta retenção de antocianinas, superior a 88%, semelhante aos resultados
observados para o extrato de juçara.
Ersus e Yurdagel (2007) encapsularam extrato de cenoura preta utilizando três
diferentes temperaturas de secagem (160, 180 e 200 °C) e três tipos de maltodextrina (28-31
DE; 20-23 DE e 10 DE) e observaram maior retenção de antocianinas a 160 °C pela
maltodextrina 20-23 DE, seguida pela maltodextrina 10 e 30 DE, respectivamente. Além
disso, a temperatura de secagem influenciou na retenção de antocianinas, sendo que
temperatura superior a 180 °C proporcionou maiores perdas.
Com relação à retenção de compostos fenólicos totais, conforme pode ser
analisado na Tabela 5.10, as micropartículas apresentaram também altos valores de retenção,
superiores a 91%. De maneira geral, tanto para os compostos fenólicos como para as
antocianinas, observou-se alta retenção pelas micropartículas, sugerindo que o processo de
spray drying permitiu a secagem desses compostos sensíveis ao calor sem causar a
degradação e esse fato foi também verificado para o extrato puro.
5.3.1.7. Identificação e quantificação das antocianinas individuais
A identificação e quantificação das antocianinas individuais nas amostras
contendo extrato de juçara foram realizadas em cromatógrafo líquido de alta eficiência
(HPLC), com as respectivas diluições para extrato e para os pós. Os perfis de antocianinas
observados nos cromatogramas foram semelhantes para os pós e extrato de juçara
concentrado (Figura 5.2), sendo que as duas antocianinas majoritárias identificadas nas
amostras em pó foram: cianidina 3-glicosídeo e cianidina 3-rutinosídeo, conforme
apresentadas nas Figuras 5.8 a 5.14, sendo o primeiro pico referente ao solvente.
Resultados e Discussão 95
Figura 5.8: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE: (A) cianidina
3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
Figura 5.9: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 20 DE: (A) cianidina
3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
Figura 5.10: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 30 DE: (A) cianidina
3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
6.7
88
8.0
17
AU
0.00
0.05
0.10
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
6.7
90
8.0
28
AU
0.00
0.05
0.10
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
6.7
89
8.0
09
AU
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
A
B
B
A
B
A
C
C
C
Resultados e Discussão 96
Figura 5.11: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra GA: (A) cianidina 3-
glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
Figura 5.12: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE:GA
(25%:75%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
Figura 5.13: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE:GA
(50%:50%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
6.7
93
8.0
37
AU
-0.02
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
6.8
01
8.0
26
AU
0.00
0.05
0.10
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
6.7
96
8.0
25
AU
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
A
B
A
B
A
B
C
C
C
Resultados e Discussão 97
Figura 5.14: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10DE:GA
(75%:25%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.
De maneira geral, como mostrado na Tabela 5.11, os pós tiveram comportamento
semelhante na quantificação das antocianinas e sem diferenças estatísticas, prevalecendo
cianidina 3-rutinosídeo em maior concentração, seguida da cianidina 3-glicosídeo, sendo essa
a mesma tendência observada no extrato concentrado. Em pós de polpa de açaí com os
agentes carreadores maltodextrina 10 e 20 DE, goma Arábica e fécula de mandioca, Tonon
(2009) verificou de maneira semelhante, maior conteúdo de cianidina 3-rutinosídeo e em
menor quantidade cianidina 3-glicosídeo.
Tabela 5.11: Quantificação individual das antocianinas cianidina 3-glicosídeo e cianidina 3-
rutinosídeo nos pós contendo extrato de juçara e diferentes agentes carreadores.
Amostras Quantificação (mg/100 g de partícula seca)
Cianidina 3-glicosídeo Cianidina 3-rutinosídeo
MD 10 DE 134,21 ± 9,37a
283,15 ±13,42a
MD 20 DE 138,95 ±2,71a
297,31 ±1,58a
MD 30 DE 133,31 ±2,71a 280,98 ±4,68
a
GA 127,78 ±2,03 a 272,05 ±2,43
a
MD 10 DE: GA (25%:75%) 140,66 ± 9,12 a 300,46 ±19,25
a
MD 10 DE: GA (50%:50%) 138,28 ± 7,06 a 293,68 ±14,79
a
MD 10 DE: GA (75%:25%) 154,62 ±21,17a 322,48 ±46,78
a
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre as amostras
(p≤0,05).
6.7
79
8.0
18
AU
0.00
0.02
0.04
0.06
0.08
0.10
0.12
0.14
Minutes
2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00
A
B
C
Resultados e Discussão 98
O extrato de juçara concentrado apresentou 18,54 ± 0,75 mg de cianidina 3-
rutinosídeo/g de extrato seco e 8,79 ± 0,46 mg de cianidina 3-glicosídeo/g de extrato seco
enquanto os pós apresentaram valor médio de 17,57 ± 1,31 mg de cianidina 3-rutinosídeo/g de
extrato seco e 8,30 ± 0,65 mg de cianidina 3-glicosídeo/g de extrato seco. Pode se dizer que o
processo de secagem por spray drying não degradou esses compostos, confirmando assim, a
eficiência desse processo para retenção das antocianinas. De maneira semelhante, Fang e
Bhandari (2011) produziram micropartículas por spray drying de Bayberry, uma fruta
vermelha originária da China e observaram que os compostos fenólicos individuais analisados
no suco por HPLC foram também identificados nas partículas e quase nenhuma perda foi
encontrada, aproximadamente 93-97% de retenção desses compostos.
Horszwald, Julien e Andlauer (2013) estudaram a secagem de extrato de Aronia
melanocarpa rico em compostos bioativos pelos métodos de liofilização (-60 °C), spray
drying (180 °C) e estufa a vácuo (40, 60 e 80 °C) e observaram que o processo de secagem
por estufa a vácuo (80 °C) foi o que mais afetou o conteúdo de antocianinas. O teor de
cianidina 3-glicosídeo nas micropartículas obtidas por esse método foi 36% menor quando
comparado com o processo de spray drying. De acordo com esses autores, a técnica de
secagem por spray drying foi a que proporcionou menor impacto sobre a degradação dos
compostos bioativos presentes nesse extrato, devido ao curto tempo da secagem e condições
mais brandas de processo.
5.3.1.8. Capacidade antioxidante
Os compostos que são facilmente oxidados são frequentemente bons
antioxidantes, ou seja, são moléculas capazes de doar um elétron livre ou átomo de hidrogênio
para reagir com os radicais livres (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009). Entre os
antioxidantes naturais, destacam-se os carotenoides, tocoferóis, ácido ascórbico e fenólicos.
As antocianinas pertencem ao grupo dos flavonoides, que por sua vez, são classificadas como
compostos fenólicos e representam uma importante classe de antioxidantes. Nesse sentido, é
importante avaliar a disponibilidade dos compostos bioativos presentes no extrato de juçara e
a sua integridade após o processo de secagem. Para determinar a capacidade antioxidante dos
pós contendo antocianinas e fenólicos totais foram utilizados dois métodos distintos, DPPH e
FRAP, baseados na captura do radical orgânico e poder de redução do metal, respectivamente.
Resultados e Discussão 99
De maneira geral, pode ser observado na Tabela 5.12, que os pós apresentaram a
mesma tendência pelos métodos avaliados, DPPH e FRAP, para a capacidade antioxidante.
Além disso, a capacidade antioxidante dos pós pode ser correlacionada com a retenção de
antocianinas, uma vez que as amostras que mostraram alta retenção de antocianinas
apresentaram também alta capacidade antioxidante, como pode ser observado para as
amostras produzidas com a combinação de maltodextrina 10 DE e goma Arábica (Tabelas
5.12 e 5.10). Esse fato confirma a propriedade antioxidante das antocianinas presentes no
extrato de juçara e nos pós, uma vez que o processo de secagem protegeu o pigmento da
degradação.
Similar aos resultados encontrados para as amostras de extrato de juçara, Ferrari et
al. (2012) observaram que pós de amora preta apresentaram maior retenção de antocianinas
utilizando maltodextrina (20 DE) pura ou combinada com a goma Arábica, quando
comparada com a goma Arábica pura e uma tendência semelhante foi verificada para a
capacidade antioxidante desses pós.
Tabela 5.12: Capacidade antioxidante dos pós com os diferentes agentes carreadores.
Amostras DPPH* FRAP*
Extrato puro em pó 1140,68 ± 45,06 1710,56±52,49
MD 10 DE 57,10 ± 1,53d
269,00 ± 3,71d
MD 20 DE 67,64 ± 4,38b 281,48 ± 7,81
c
MD 30 DE 77,22 ± 1,43a 281,15 ± 1,91
c
GA 60,49 ± 1,90c,d
275,45 ± 3,65c,d
MD 10 DE: GA (25%:75%) 63,84 ± 2,28b,c
302,94 ± 2,63a
MD 10 DE: GA (50%:50%) 65,67 ± 1,65b 292,83 ± 6,99
b
MD 10 DE: GA (75%:25%) 66,70 ± 3,69b 303,25 ± 4,96
a
*DPPH e FRAP: µmol de Trolox equivalente/g de partícula seca.
Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre os pós
(p≤0,05).
5.3.1.9. Microscopia eletrônica de varredura
A morfologia das partículas obtidas por spray drying foi avaliada através da
microscopia eletrônica de varredura. Foram utilizadas duas ampliações para cada combinação
de agente carreador, sendo elas de 1.500 e 5.000 vezes. As imagens apresentadas nas Figuras
5.15 e 5.16 mostram as diferenças morfológicas entre as partículas, obtidas com os diferentes
Resultados e Discussão 100
materiais de parede: maltodextrina 10, 20 e 30 DE, goma Arábica, maltodextrina 10 DE:goma
Arábica (25%:75%); maltodextrina 10 DE:goma Arábica (50%:50%) e maltodextrina
10DE:goma Arábica (75%:25%).
Figura 5.15: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com MD 10 DE (A e B),
MD 20 DE (C e D) e MD 30 DE (E e F) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes,
respectivamente.
A B
C D
E F
Resultados e Discussão 101
Figura 5.16: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com GA (G e H);MD 10
DE:GA (25%:75%) (I e J); MD 10 DE:GA (50%:50%) (K e L) e MD 10 DE:GA (75%:25%)
(M e N) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes, respectivamente.
Como podem ser observadas nas Figuras 5.15 e 5.16, as micropartículas apresentaram,
de maneira geral, formato esférico com superfície irregular e sem fissuras, além de variedade
em tamanho, sendo estas características típicas de partículas produzidas por spray drying. A
G H
I J
K L
M N
Resultados e Discussão 102
morfologia da amostra contendo maltodextrina 30 DE (Figura 5.15: E e F) foi difícil de ser
visualizada pela técnica empregada nesse trabalho, a alta higroscopicidade juntamente com o
aquecimento proporcionado pela fonte de luz do método ocasionou danos à amostra,
dificultando a visualização da sua estrutura pela microscopia eletrônica de varredura.
As micropartículas produzidas com maltodextrina 10, 20 e 30 DE, como podem
ser observadas na Figura 5.15 (A e B; C e D e E e F, respectivamente), apresentaram formato
esférico e superfície lisa, sendo perceptível uma maior quantidade de partículas com formato
arredondado e liso à medida que aumentou o grau de hidrólise da maltodextrina utilizada
como agente carreador do extrato de juçara. Resultados semelhantes foram reportados por
Nayak e Rastogi (2010) que utilizaram maltodextrina com diferentes valores de dextrose
equivalente (DE 06, 19, 21 e 33) para encapsulação de antocianinas provenientes de extrato
de Garcinia Indica, verificando a formação de partículas com superfície mais lisa constituídas
de maltodextrina com maior dextrose equivalente (21 e 33). De acordo com Gharsallaoui et
al. (2012) a ocorrência de menor rugosidade em partículas constituídas por polissacarídeos de
maior dextrose equivalente pode ser correlacionada à menor viscosidade desses compostos
quando dispersos, mas também à presença de moléculas de açúcar com menor massa
molecular, que podem atuar como plasticizantes, impedindo o encolhimento irregular das
partículas durante a secagem.
Conforme pode ser analisado na Figura 5.16 (G e H), as micropartículas
preparadas com goma Arábica apresentaram superfícies irregulares marcadas pela presença de
rugosidades. Além disso, é interessante observar que a maltodextrina 10 DE juntamente com
goma Arábica proporcionou a formação de partículas com estruturas mais lisas quando
comparadas com as de goma Arábica pura.
Com o objetivo de estudar a estrutura interna das micropartículas, foram
visualizadas imagens de algumas amostras que apresentaram partículas quebradas. De
maneira geral, foi observada a presença de poucas estruturas quebradas, demonstrando uma
maior resistência das amostras durante o processo de secagem e coleta. Na Figura 5.17,
verificou-se uma típica estrutura interna de micropartículas produzidas por spray drying, com
a presença de um grande vazio interno ocupando a maior parte do volume da partícula e uma
parede mais fina e homogênea dando indício de que os compostos presentes no extrato de
juçara, em especial as antocianinas, estão dispersos em toda a matriz da partícula.
Resultados e Discussão 103
MD 10 DE MD10DE:GA (25%:75%)
MD 10DE:GA(50%:50%) MD 10DE:GA(75%:25%)
Figura 5.17: Microestrutura interna das micropartículas produzidas com diferentes agentes
carreadores com aumento de 10.000 e 5.000 vezes, de acordo com necessidade para melhor
visualização da seção cortada da partícula.
5.3.1.10. Microscopia confocal de varredura a laser
Para melhor caracterização das micropartículas contendo extrato de juçara, foi
realizada a microscopia confocal de varredura a laser. De acordo com a Figura 5.18, as
antocianinas do extrato de juçara estão apresentadas como a região verde nas imagens, logo é
possível observar a distribuição homogênea deste pigmento em toda a estrutura da partícula.
Além disso, os diferentes agentes carreadores foram capazes de carrear este pigmento durante
o processo de secagem e não foram observadas diferenças em relação à capacidade de
fluorescência entre as amostras. As imagens obtidas pela microscopia confocal apresentaram
correlação com o diâmetro médio (D[4,3]) das micropartículas e semelhanças morfológicas
com as microestruturas analisadas por microscopia eletrônica de varredura.
Resultados e Discussão 104
Os agentes carreadores foram analisados no mesmo comprimento de onda (514
nm) e observou-se nenhuma ou baixa fluorescência nesse comprimento de onda, indicando
assim que a fluorescência das micropartículas foi devido aos compostos bioativos, como pode
ser observado pela imagem do extrato de juçara na Figura 5.18 (H).
A análise de microscopia confocal de varredura a laser apresenta vantagens por
ser um método não destrutivo que possibilita a visualização de imagens em três dimensões,
sendo uma técnica frequentemente aplicada em tecidos vegetais, onde naturalmente ocorre
fluorescência, ou seja, espécies auto-fluorescentes, suficiente para gerar contrastes
(DÜRRENBERGER et al., 2001).
Resultados e Discussão 105
Figura 5.18: Micrografia confocal de varredura a laser das micropartículas produzidas com
diferentes agentes carreadores: MD 10 DE (A), MD 20 DE (B), MD 30 DE (C), GA (D), MD
10 DE: GA (25%:75%) (E); MD 10 DE: GA (50%:50%) (F) e MD 10 DE: GA (75%:25%)
(G) e extrato de juçara concentrado (H).
A B
C D
E F
G H
Resultados e Discussão 106
5.3.2. Conclusões parciais da microencapsulação de antocianinas pelo processo de
secagem por “Spray Drying”
O processo de secagem por spray drying permitiu a obtenção de pós com alta
retenção de antocianinas e polifenóis, sem causar a degradação desses, mostrando-se, dessa
maneira, um método tecnicamente viável de secagem para a estabilização de compostos
sensíveis ao calor.
O agente carreador influenciou nas características finais dos pós. A maltodextrina
30 DE proporcionou a formação de pós com maior conteúdo de umidade e consequentemente,
mais higroscópicos e com menor temperatura de transição vítrea devido ao efeito plasticizante
da água. A utilização de maltodextrina com maiores valores de dextrose equivalente (20 e 30
DE) proporcionou alta retenção de antocianinas quando comparada com a maltodextrina 10
DE pura. Entretanto as formulações preparadas a partir de combinações entre maltodextrina
10 DE e goma Arábica mostraram-se como uma boa alternativa de agente carreador para o
extrato de juçara, pois permitiram a formação de partículas com alta retenção de antocianinas,
superior à eficiência obtida por esses agentes puros, e menos higroscópicas em comparação às
demais maltodextrinas (20 e 30 DE) e à própria goma Arábica pura.
Resultados e Discussão 107
5.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica
5.4.1. Ensaios preliminares para a definição do processo de gelificação iônica
utilizando compostos hidrofílicos como agente ativo
De acordo com a Figura 5.19, verifica-se que as partículas constituídas por
alginato de sódio 2% (2 g/100 g) apresentaram maior força de gel nas três concentrações de
cloreto de cálcio avaliadas. As amostras de gel compostas por pectina 1% (1 g/100 g) nas três
concentrações de cálcio: 1,5; 2,0 e 2,5% (g/100 mL) apresentaram menor força de gel, quando
comparadas com as demais partículas. Tello et al. (2015) também observaram que partículas
produzidas por pectina apresentaram texturas mais frágeis quando comparadas com partículas
de alginato.
As partículas produzidas com 2% (2 g/100 g) de alginato nas concentrações de 1,5
e 2,0% (g/100 mL) de cloreto de cálcio foram estatisticamente semelhantes. No entanto, as
amostras constituídas por alginato de sódio 2% e solução de cloreto de cálcio 2% produziram
partículas mais homogêneas e esféricas, sendo esta a condição escolhida para a etapa seguinte
para a produção de partículas por gelificação iônica incluídas de compostos hidrofílicos
presentes no extrato de juçara.
A dispersão de alginato de sódio no extrato de juçara (2 g de alginato em 100 g de
extrato), mantido em meio ácido (aproximadamente pH 3,0), proporcionou a formação de um
gel de textura fraca, como pode ser observado na Figura 5.20. O gotejamento da dispersão de
alginato contendo extrato em cloreto de cálcio 2% (2 g/100 mL) levou a formação de
partículas quebradiças, sem formatos definidos e com grande perda de antocianinas para a
solução de cloreto de cálcio, devido ao processo de difusão dos compostos hidrofílicos
presentes nas partículas de alginato para o meio circundante.
A queda brusca de pH de dispersões de alginato proporciona a precipitação do
ácido algínico. A diminuição do pH abaixo do valor do pKa dos resíduos de ácido urônico do
alginato pode levar à formação de géis conhecidos como géis ácidos. Os géis de ácido
algínico, comparados aos géis iônicos, apresentam textura mais frágil e aparência turva
(DRAGET; SKJAK-BRAEK; SMIDSROD, 1994; DRAGET; SKJAK-BRAEK; STOKKE,
2006).
Resultados e Discussão 108
Figura 5.19: Força do gel para partículas produzidas por pectina e alginato de sódio em
função da concentração de cloreto de cálcio. Letras diferentes: comparação entre partículas
com a mesma concentração de agente gelificante (alginato ou pectina), porém em diferentes
concentrações de cloreto de cálcio, indicam diferença estatisticamente significativa entre as
partículas (p≤0,05).
A difusão de compostos hidrofílicos das partículas de hidrogel produzidas a partir
do processo de extrusão é um grande inconveniente para esse tipo de metodologia. O
gradiente de concentração entre a partícula e o meio externo associado à alta porosidade da
estrutura do gel proporciona perdas dos compostos hidrofílicos encapsulados para a solução
circundante, diminuindo assim, a eficiência de encapsulação (STOJANOVIC et al., 2012).
0
10
20
30
40
50
60
70
1,5 2,0 2,5
Fo
rça
[N
]
Concentração de cloreto de cálcio[%]
1% alginato 1% pectina 2% alginato 2% pectina
b b
a
b b
a b c
b a,b a
a
Resultados e Discussão 109
A B
Figura 5.20: A: mistura de extrato concentrado de juçara (pH~3,0) com alginato de sódio
(2%) - formação de gel. B: gotejamento de A (gel) em solução de cloreto de cálcio (2%).
5.4.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por
gelificação iônica
As partículas de alginato de sódio produzidas a partir da gelificação iônica em
solução de cloreto de cálcio apresentam porosidade em sua superfície (BELSCAK-
CVITANOVIC et al., 2015b), o que pode facilitar a entrada de compostos bioativos para
dentro da partícula e, da mesma maneira, porém em sentido contrário, permitir a saída destes
para o meio externo. Logo, aproveitando dessa característica da partícula e diante da
incompatibilidade de mistura entre o alginato de sódio e o extrato de juçara, optou-se pelo
método de inclusão das antocianinas nas partículas de alginato através da absorção direta.
Hidrogéis são materiais comumente utilizados para a encapsulação devido a alta
capacidade para absorção de água e fluidos biológicos (CHAN et al., 2010). Conforme
apresentado por Chan et al. (2010), extratos líquidos, como extratos concentrados herbais, são
normalmente preparados através de extração aquosa, e a encapsulação deste extrato pode ser
realizada pela absorção direta por partículas de cálcio-alginato pré-fabricadas.
Stojanovic et al. (2012) propuseram diferentes técnicas para encapsulação de
extrato de tomilho por partículas produzidas pelo método de extrusão eletrostática em solução
de cloreto de cálcio. As técnicas apresentadas por esses autores foram: dispersão de alginato
de sódio no extrato de tomilho, alginato de sódio disperso no extrato e acrescentado de
maneira separada, sacarose e inulina e por último, a técnica de absorção durante 1h de extrato
por partículas de alginato pré-fabricadas. Esses autores verificaram que a técnica de absorção
Resultados e Discussão 110
permitiu uma maior eficiência (83%), em comparação ao método de produção de partículas
com a dispersão do alginato no extrato, onde obtiveram eficiência de 50%.
4,50
5,00
5,50
6,00
6,50
7,00
7,50
0 30 60 90 120 150 180 210
Gan
ho
de
sóli
do
s [%
]
Tempo [min]
Figura 5.21: Cinética de absorção de extrato pelas partículas de alginato pré-fabricadas em
relação ao ganho de sólidos durante 180 min.
A Figura 5.21 apresenta a cinética nos tempos 15, 30, 45, 60, 90, 120, 150 e 180
min do processo de absorção do extrato de juçara concentrado (sem etanol) pelas partículas de
alginato de sódio 2% (2 g/100 g) previamente fabricadas. A relação partícula e extrato foi
mantida em 1:2 e o processo de absorção foi realizado sob constante agitação e em
temperatura ambiente. Sabe-se que hidrogéis são capazes de inchar ou encolher quando
colocados em soluções hipotônicas ou hipertônicas devido às diferenças de pressão osmótica
(EVMENENKO; BUDTOVA, 2000). Sendo assim, em virtude do equilíbrio osmótico entre
os meios (partícula de alginato:extrato) foi possível observar que as partículas foram capazes
de absorver sólidos do extrato de juçara. Inicialmente, como mostrado na Figura 5.21, o
ganho de sólidos foi mais acentuado até 60 min, porém se manteve estável após 90 min de
processo de absorção.
Dessa forma, para o preparo das partículas de alginato de sódio 2% (2 g/100 g)
carreadoras de extrato de juçara, considerando o ganho de sólidos apresentado na Figura 5.21,
definiu-se o tempo de 90 min como o tempo adequado para absorção de antocianinas
presentes no extrato de juçara.
Resultados e Discussão 111
5.4.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de
juçara
Após a absorção do extrato de juçara pelas partículas, observou-se a necessidade
de melhor proteger os compostos bioativos com a inclusão de uma cobertura, para assim,
manter o extrato fixo na estrutura do gel e dificultar a sua saída pelos poros das partículas.
Sabe-se que o alginato de sódio disperso em água apresenta caráter aniônico (BAJPAI;
SHARMA, 2004), desta maneira, foram escolhidos materiais com densidade de carga
superficial contrária à do alginato para proporcionar interação eletrostática entre as cargas
opostas, como a quitosana, um polissacarídeo catiônico (PARK et al., 2007) e as proteínas
que podem adquirir carga positiva abaixo do seu ponto isoelétrico (TOLSTOGUZOV, 1997).
Para definir o tempo de recobrimento das partículas de alginato adicionadas de
extrato, foi feita uma curva cinética (2, 4, 6, 10, 14 e 20 min) tomando como base a quitosana
1% (1 g/100 g), como material de cobertura. De acordo com a Figura 5.22, verificou-se que
após 10 min de tempo de recobrimento, foi possível observar que o ganho de sólidos das
partículas foi menor, tendendo ao equilíbrio o processo de interação entre as cargas opostas do
alginato de sódio e quitosana.
Figura 5.22: Cinética de ganho de sólidos durante o banho com quitosana (1%).
6,00
6,20
6,40
6,60
6,80
7,00
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
Gan
ho d
e só
lid
os
[%]
Tempo [min]
Resultados e Discussão 112
Durante o processo de recobrimento foi observado também a difusão de
antocianinas para a dispersão de quitosana. Desta maneira, maiores tempos de recobrimento
permitiram também maiores perdas do pigmento, não sendo, então, interessante manter as
partículas por longos períodos em banho para o processo de complexação como as cargas
catiônicas, como verificado na Tabela 5.13. Logo, diante disso, foi estabelecido o tempo de 10
min para a adição das coberturas com quitosana ou proteínas (WPC e gelatina) nas etapas
seguintes deste trabalho.
Tabela 5.13: Conteúdo de antocianinas perdido pelas partículas de alginato para a dispersão
de quitosana durante o processo de recobrimento.
Tempo (min) Antocianinas* Perda de antocianinas (%)
2 92,8 ± 2,1b,c
32 ± 0,7b,c
4 89,0 ± 2,0c,d
31 ± 0,7c,d
6 87,9 ± 3,7d 30 ± 1,3
d
10 95,9 ± 1,6b 33 ± 0,6
b
14 103,9 ± 1,9a 36 ± 0,7
a
20 101,5 ± 1,8ª 35 ± 0,6a
* conteúdo de antocianinas presente na dispersão de quitosana e expresso em mg de cianidina
3-glicosídeo equivalente/ L.
Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa (p
≤0,05).
5.4.4. Caracterização dos materiais formadores das partículas
5.4.4.1. Densidade superficial das dispersões
O alginato de sódio, em seu pH característico (pH 6,48), apresentou densidade de
carga superficial negativa (-90,6 mV). Já os demais materiais escolhidos para fazer o
recobrimento das partículas apresentaram densidade de carga positiva no pH avaliado. A
quitosana apresentou a densidade de carga superficial com valor mais positivo, seguida pela
gelatina e WPC, conforme mostrado na Tabela 5.14. A avaliação do potencial zeta desses
materiais demonstra a possível interação eletrostática que pode ser estabelecida entre o
alginato de carga aniônica e a quitosana, WPC e gelatina de carga catiônica.
À medida que os íons de cálcio interagem com os blocos gulurônicos disponíveis
na cadeia de alginato, diminui o número de grupos carboxílicos livres deste polímero. No
Resultados e Discussão 113
entanto, nem todos os grupos carboxílicos interagem com os íons de cálcio durante o processo
de gelificação iônica, e consequentemente, muitas partículas adquirem cargas negativas que
favorecem a associação com polieletrólitos carregados positivamente (HUNG CHING et al.,
2015).
As coberturas foram preparadas em pH 3,5 em virtude da estabilidade das
antocianinas dependentes do pH baixo do meio. Para as coberturas, o meio ácido foi também
interessante, uma vez que a quitosana é solúvel em soluções ácidas diluídas. Além disso, o
ponto isoelétrico da solução de WPC é aproximadamente 4,35, com o potencial zeta variando
em função do pH, obtendo cargas positivas em pH 3,0 (20,61 ± 4,99 mV) e negativas em pH
7,0 (-19,70 ± 3,00 mV), conforme apresentado por Tello et al. (2015). A gelatina quando
colocada em meios ácidos com valores de pH inferiores a 5,0, apresenta a formação de cargas
positivas (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a), como também observado neste trabalho.
Tabela 5.14: Densidade de carga superficial dos materiais utilizados na gelificação iônica.
Materiais Potencia Zeta (mV) pH
Alginato de sódio (0,2%) -90,6 ± 2,1d 6,6
Quitosana (0,2%) +57,1 ± 2,0a 3,5
WPC (0,2%) +19,9 ± 0,7c 3,5
Gelatina (0,2%) +22,3 ± 0,6b 3,5
Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa (p ≤0,05).
5.4.4.2. Comportamento reológico
As curvas de escoamento foram determinadas para as dispersões de alginato de
sódio, quitosana, WPC e gelatina acidificadas e mantidas em pH 3,5 e também para o extrato
de juçara concentrado. As análises foram realizadas em três etapas consecutivas, sendo a
primeira com taxa de deformação crescente de 0 a 300 s-1
(subida 1), a segunda com taxa
decrescente de 300 a 0 s-1
(descida) e a terceira novamente com taxa crescente de 0 a 300 s-1
(subida 2), para eliminar possíveis efeitos de tixotropia. Os dados experimentais,
correspondentes à subida 2, foram ajustados pelo modelo matemático empírico da Lei da
Potência.
Resultados e Discussão 114
Figura 5.23: Curva de escoamento para as dispersões de alginato, quitosana, WPC, gelatina e
extrato de juçara concentrado.
A Figura 5.23 apresenta a curva de escoamento (tensão de cisalhamento versus
taxa de deformação) para as dispersões de alginato, quitosana, WPC, gelatina e extrato de
juçara. A dispersão de alginato apresentou uma alta tensão de cisalhamento, como pode ser
visualizado na Figura 5.23, sendo esta a dispersão mais viscosa comparada com as outras
amostras. Entre os materiais de recobrimento, a quitosana apresentou maior viscosidade,
seguida pela gelatina e WPC, que se mostraram menos viscosas nesta sequência,
respectivamente. A análise da viscosidade das dispersões desses materiais pode influenciar
Resultados e Discussão 115
para maior facilidade ou dificuldade durante o processo de recobrimentos das partículas de
alginato.
Tabela 5.15: Valores dos parâmetros obtidos após o ajuste do modelo Lei da Potência para os
dados experimentais e a viscosidade aparente para as dispersões de alginato, quitosana, WPC
e gelatina e extrato de juçara concentrado.
Amostras Lei da Potência μaparente*
k (Pa.sn) n R
2 (%) μ (Pa.s)
Alginato 2% 10,61 ± 0,10 0,50 ± 0,00 99,22 ± 0,03 1,083 ± 0,010
Extrato de juçara 0,001 ± 0,000 1,00 ± 0,00 99,11 ± 0,06 0,002 ± 0,000
Quitosana 1% 0,01 ± 0,00 0,98 ± 0,00 100,00 ± 0,00 0,013 ± 0,000a
WPC 1% 0,0004 ± 0,0000 1,23 ± 0,00 98,81 ± 0,03 0,001 ± 0,000c
Gelatina 1% 0,003 ± 0,000 0,96 ± 0,00 99,98 ± 0,00 0,003 ± 0,000b
* μaparente considerando a taxa de deformação de 100 s-1
. Letras diferentes na mesma coluna indicam
diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.
Onde: μ corresponde à viscosidade (Pa.s); k corresponde ao índice de consistência (Pa.sn); n
corresponde ao índice de comportamento e R2 corresponde ao coeficiente de determinação.
De acordo com Steffe (1996), o processo de mistura e agitação de alimentos, em
geral, envolve taxas de deformação entre 101
e 103. Dessa maneira, considerando a processo
de absorção do extrato de juçara e recobrimento das partículas de alginato, como um processo
de agitação mecânica e não envolve, portanto, altas taxas de deformação, a viscosidade
aparente desses sistemas foi considerada em uma taxa de deformação de 100 s-1
. Assim, como
pode ser observado na Tabela 5.15, avaliando estatisticamente apenas as coberturas,
verificou-se que a quitosana apresentou maior viscosidade aparente, seguida por gelatina e
WPC.
Como pode ser observado na Tabela 5.15, os dados experimentais apresentaram
bons ajustes para o modelo Lei da Potência, com valores de coeficiente de determinação (R2)
superiores a 98% para todas as amostras listadas. Como os valores de índice de
comportamento (n) para o modelo da Lei da Potência foram próximos a 1 para as dispersões
de quitosana, gelatina e extrato de juçara concentrado, essas amostras foram consideradas
como fluidos Newtonianos (R2 superior a 99%). Em fluidos que apresentam comportamento
Newtoniano, n igual 1, a viscosidade independe da taxa de deformação, mantendo-se desta
forma, constante.
Resultados e Discussão 116
Já a dispersão de alginato exibiu valor de n inferior a 1 e bom ajuste para o
modelo da Lei da Potência, com R2 superior a 99%, sendo, portanto, um fluido
pseudoplástico. A dispersão de WPC destoou dos outros materiais de recobrimento,
apresentando um comportamento de fluido Newtoniano até 200 s-1
e após essa taxa de
deformação, exibiu um comportamento de fluido dilatante, como pode ser verificado na
Figura 5.23. Assim, dentro da faixa da taxa de deformação aplicada (0 a 300 s-1
) nos ensaios
reológicos, o WPC exibiu um valor de n superior a 1, sendo um comportamento típico de um
fluido dilatante (Tabela 5.15).
Resultados semelhantes foram reportados por Kresic et al. (2008), que verificaram
caráter não Newtoniano independente do tempo, com n superior a 1, para dispersão de WPC,
comportamento característico de fluido dilatante. Nesse tipo de sistema, o aumento da tensão
de cisalhamento proporciona aumento da viscosidade aparente e, consequentemente, estes
sistemas tornam-se "mais rígidos" em tensões de cisalhamento mais elevadas, uma vez que a
presença de partículas sólidas no líquido atua como um plastificante. Em valores baixos de
tensão de cisalhamento, o líquido é suficiente para manter as partículas sólidas lubrificadas e
o sistema flui como um líquido Newtoniano.
Comportamento reológico não Newtoniano, onde a viscosidade diminui com o
aumento da taxa de deformação, propriedade típica de fluido pseudoplástico, também foi
verificado por Feng et al. (2017) para alginato de sódio dentro da faixa da taxa de deformação
de 0 a 1000 s-1
.
5.4.5. Caracterização das partículas
5.4.5.1. Teor de sólidos
Como pode ser verificado na Tabela 5.16, o teor de sólidos das partículas de
alginato contendo extrato foi superior às demais partículas. O processo de absorção permitiu a
penetração de moléculas do extrato de juçara, ocupando os espaços vazios na estrutura das
partículas de alginato e agregando desta forma, sólidos às amostras, como pode ser
comprovado pelas partículas contendo apenas alginato que apresentaram o menor conteúdo de
sólidos. No entanto, a inclusão das coberturas acarretou perda de massa, visto que durante o
processo de recobrimento com quitosana, WPC e gelatina observou-se a difusão de
antocianinas para a solução externa devido à facilidade de passagem de compostos pela
estrutura das partículas de alginato.
Resultados e Discussão 117
Tabela 5.16: Teor de sólidos das micropartículas produzidas com alginato e diferentes
coberturas.
Amostra Teor de sólidos (%)
Alginato 5,59±0,10d
Alginato+extrato 7,67±0,23a
Alginato+extrato+quitosana 6,99±0,11b
Alginato+extrato+WPC 6,68±0,25c
Alginato+extrato+gelatina 6,83±0,16b,c
Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.
O teor de umidade das amostras foi superior a 92% e resultados similares foram
observados em outros trabalhos para partículas produzidas por gelificação iônica, utilizando
materiais como pectina e alginato (TELLO et al., 2015; BELSCAK-CVITANOVIC et al.,
2015b; BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2016), visto que partículas produzidas por
gelificação iônica externa carregam um conteúdo alto de umidade em sua estrutura
tridimensional (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2016).
5.4.5.2. Teor de Carbono e Nitrogênio
Na Tabela 5.17, está apresentado o teor de nitrogênio e carbono da matéria-prima
pura e das partículas. Com relação ao teor de nitrogênio, pode-se inferir que o processo de
recobrimento das partículas de alginato, utilizando as dispersões de quitosana, WPC e gelatina
foi efetivo, ou seja, ocorreu a interação eletrostática entre os grupos catiônicos e aniônicos,
uma vez que o conteúdo de nitrogênio quantificado nas partículas seguiu a mesma tendência
das matérias-primas puras (quitosana, WPC e gelatina). As partículas compostas por gelatina
apresentaram maior conteúdo de nitrogênio, sendo este agente puro também caracterizado por
maior teor deste composto dentre as matérias-primas analisadas, devido à estrutura da
proteína. E de maneira similar, o incremento de nitrogênio nas partículas constituídas por
WPC e quitosana seguiu a tendência desses materiais puros, WPC e quitosana,
respectivamente.
Com relação ao teor de carbono, comparando as partículas produzidas por
alginato puro e adicionadas de extrato de juçara, ocorreu um aumento entre as amostras, como
Resultados e Discussão 118
o esperado devido ao processo de absorção dos compostos presentes no extrato, conforme
pode ser observado na Tabela 5.17. No entanto, as partículas recobertas com quitosana, WPC
e gelatina foram estatisticamente similares às partículas compostas por apenas alginato
adicionadas de extrato, ou seja, não houve um incremento deste elemento nas amostras.
Durante o processo de recobrimento, embora tenha ocorrido a interação eletrostática dos
materiais de cobertura com as partículas de alginato, em sentido contrário, também ocorreu a
saída de antocianinas para o meio externo, logo essa perda de pigmento pode ter contribuído
para o balanço de carbono entre as partículas.
Tabela 5.17: Conteúdo de nitrogênio e carbono da matéria-prima pura e partículas.
Matéria-prima pura Nitrogênio (%) Carbono (%)
Alginato - 29,89 ± 0,90d
Quitosana 7,12 ± 0,07c 38,04 ± 0,29
c
WPC 12,94 ± 0,03b 49,36 ± 0,10
a
Gelatina 16,46 ± 0,06a 43,64 ± 0,02
b
Partículas Nitrogênio (%) Carbono (%)
Alginato - 26,79 ± 0,99b
Alginato+extrato 0,23 ± 0,02c 32,79 ± 0,60
a
Alginato+extrato+quitosana 0,24 ± 0,01c 33,47 ± 0,89
a
Alginato+extrato+WPC 0,31 ± 0,01b 33,54 ± 0,71
a
Alginato+extrato+gelatina 0,51 ± 0,01a 32,70 ± 0,13
a
Letras diferentes em uma mesma coluna, em blocos separados matéria-prima e partículas, indicam
diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.
5.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de tamanho
Na Figura 5.24 está apresentada a distribuição de tamanho das partículas de
alginato puro, com extrato ou recobertas com quitosana, WPC e gelatina. As partículas
apresentaram uma distribuição monomodal, com diâmetros variando entre 1,0 e 1,5 mm,
aproximadamente. A inclusão de extrato nas partículas, devido ao equilíbrio osmótico,
proporcionou a perda de água e em sentido contrário o ganho de antocianinas e isso gerou
uma mudança no perfil do diâmetro das amostras. A curva representada pelo alginato puro
apresentou um deslocamento para a direita, mostrando uma tendência à presença de partículas
com diâmetro maior em relação às partículas contendo extrato. Já as demais amostras
Resultados e Discussão 119
apresentaram as curvas muito próximas, apresentando, portanto, pouca diferença entre a
distribuição de diâmetro dessas partículas.
Figura 5.24: Distribuição de tamanho das partículas de alginato puro, alginato contendo
extrato e as coberturas de quitosana, WPC e gelatina.
Na Tabela 5.18, está apresentado o diâmetro médio das partículas, representado
pelo Diâmetro médio de Brouckere (D[4,3]), e verificou-se que não houve diferenças
estatísticas entre as amostras. Os diâmetros variaram entre 1,0 e 1,2 mm e o processo de
absorção de extrato e recobrimento não proporcionaram mudanças significativas nas
amostras.
De acordo com Jun-Yee et al. (2016) o termo partícula para hidrogel de alginato
pode ser utilizado quando não se refere a nenhum tamanho ou morfologia específica.
Entretanto, o termo específico para descrever o tamanho e morfologia das partículas de
hidrogéis de alginato com tamanho superior a 1000 µm pode ser ―beads‖ ou esferas. Estas
apresentam formato esférico, com material disperso na fase contínua da matriz do hidrogel,
podendo ser composto hidrofílico ou hidrofóbico. E cápsulas são esferas que apresentam uma
membrana que reveste um núcleo líquido que contém o material ativo.
0
10
20
30
40
50
60
70
0,5 1 1,5 2
Fre
qu
ênci
a [
%]
Diâmetro [mm]
Alginato
Alginato+extrato
Alginato+extrato+quitosana
Alginato+extrato+WPC
Algianto+extrato+gelatina
Resultados e Discussão 120
Tabela 5.18: Diâmetro médio (D[4,3]) das partículas.
Amostras D[4,3] (mm)
Alginato puro (2%) 1,19 ± 0,02a
Alginato + extrato 1,13 ± 0,01a
Alginato + extrato + quitosana 1,18 ± 0,05a
Alginato + extrato+ WPC 1,15 ± 0,01a
Alginato + extrato + gelatina 1,12 ± 0,01a
Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.
5.4.5.4.Compressão uniaxial
Na Figura 5.25, está apresentada a força máxima do gel das amostras de alginato
puro, alginato com extrato e alginato com as diferentes coberturas. A amostra com alginato
puro apresentou a maior força de gel e a inclusão de extrato proporcionou uma redução na
força de compressão das partículas. A presença do extrato de juçara pode ter atuado,
possivelmente, como um agente plasticizante, levando assim, a diminuição da força do gel e
maior flexibilidade das partículas de alginato puro. De acordo com Batista Reis et al. (2015),
os açúcares livres presentes em extratos vegetais e polpas de frutas podem atuar como
plasticizantes em filmes de amido. Além disso, Chan et al. (2010) também relataram a
possibilidade de que alguns compostos bioquímicos presentes em extratos herbais poderiam
atuar como agentes quelantes. Esta suposição levantada por esses autores foi baseada no fato
de que as partículas de alginato pré-fabricadas em solução de cloreto de cálcio se tornaram
mais frágeis após o processo de absorção do extrato.
A adição das coberturas de quitosana, WPC e gelatina também proporcionaram
menor força do gel, em comparação com as partículas de alginato puro, podendo também
esses materiais ter atuado como plasticizantes, juntamente com o extrato de juçara. O
principal papel dos agentes plasticizantes é melhorar a flexibilidade dos polímeros. São
compostos de baixo peso molecular, capazes de ocupar espaços intermoleculares entre as
cadeias dos polímeros, reduzindo assim, as forças entre essas cadeias. Do mesmo modo, esses
agentes alteram a organização tridimensional dos polímeros, reduzindo a energia requerida
para a movimentação molecular e formação das pontes de hidrogênio entre as cadeias
(VIEIRA et al., 2011).
Resultados e Discussão 121
Figura 5.25: Força máxima do gel constituído por alginato (Letras diferentes indicam
diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05).
Em relação às coberturas, adição de quitosana não influenciou na força do gel,
sendo estatisticamente igual à amostra com alginato e extrato. Além disso, comparando o
comportamento reológico das dispersões de quitosana, WPC e gelatina, é possível verificar
que a dispersão de WPC apresentou uma menor viscosidade aparente na taxa de deformação
de 100 s-1
e isso pode ter contribuído para maior facilidade de difusão das moléculas para
dentro das partículas de alginato, proporcionando assim, maior força de gel. E de maneira
similar, as dispersões que apresentaram maior viscosidade aparente, levaram a géis mais
fracos, como no caso da gelatina e quitosana.
5.4.5.5.Microscopia ótica
Como pode ser observado na Figura 5.26, todas as amostras analisadas
apresentaram formato esférico uniforme, homogênea distribuição e uma correlação direta com
o tamanho das partículas expresso pelo diâmetro médio D[4,3], conforme mostrado na Tabela
5.18. As partículas constituídas por somente extrato, WPC e gelatina (Figura 5.26: A, C e D,
respectivamente) exibiram em suas superfícies leves achatamentos, provavelmente devido ao
processo de desidratação osmótica com a perda de água ou extrato durante o recobrimento,
tornando assim, partículas mais murchas. Já a presença de quitosana, Figura 5.26 B, garantiu
às amostras uma superfície mais esférica, o que pode estar relacionada à maior interação
2,0
2,2
2,4
2,6
2,8
3,0
3,2
3,4
3,6
3,8
4,0
Amostras
Fo
rça
(N
/mm
2)
Alginato puro
Alginato+extrato
Alginato+extrato+quitosana
Alginato+extrato+WPC
Alginato+extrato+gelatina
a
c
c d
b
Resultados e Discussão 122
eletrostática deste material com o alginato, garantindo desta forma, uma cobertura mais
homogênea.
É possível também verificar na Figura 5.26, a diferença de coloração entre as
partículas devido ao processo de recobrimento. As amostras compostas por alginato e extrato
e recobertas com quitosana (Figura 5.26 B) apresentaram coloração vermelha visualmente
mais intensa e brilhante, semelhantes às partículas constituídas por somente alginato e extrato
(Figura 5.26 A). O WPC proporcionou uma coloração mais opaca e levemente rosada (Figura
5.26 C) e as partículas recobertas com gelatina apresentaram coloração rosa mais suave
quando comparadas com as demais amostras (Figura 5.26 D).
A mudança de cor nas partículas pode estar relacionada com a coloração própria
dos materiais utilizados nas coberturas, bem como com a perda de antocianinas durante o
recobrimento das partículas. O processo de interação eletrostática do alginato com quitosana,
WPC e gelatina, devido ao caráter hidrofílico dos compostos bioativos do extrato de juçara e
das dispersões, permitiu perdas do pigmento para o meio externo. Dessa maneira, as
partículas compostas por quitosana apresentaram maior conteúdo de antocianinas, seguidas
pelas amostras com WPC e gelatina, logo esse fato impactou diretamente na coloração das
amostras, conforme observado na Figura 5.26 B, C, D; respectivamente. O conteúdo de
antocianinas presentes nas partículas será apresentado nos Resultados e Discussão do Item
5.4.5.8.
Resultados e Discussão 123
A
B
C
D
Figura 5.26: Imagens das amostras de gelificação iônica com antocianinas (imagens da
direita em escala de cinza e as da esquerda na cor das partículas). Amostras: A:
alginato+extrato; B: alginato+extrato+quitosana; C: alginato+extrato+WPC e D:
alginato+extrato+gelatina. Objetiva de 0,5x e barra de escala de 1 mm.
Resultados e Discussão 124
De maneira similar, Belscak-Cvitanovic et al. (2016) observaram que partículas
controles de alginato (2%) produzidas por gelificação externa apresentaram formato esférico e
regular. A formação de partículas esféricas uniformes para concentração de alginato acima de
2% (2 g/100 mL) é dificultada devido ao aumento da viscosidade das dispersões
(CHANDRAMOULI et al., 2004). Smrdel et al. (2008) também verificaram a formação de
partículas esféricas com superfícies lisas e tamanhos comparáveis para a gelificação iônica de
alginato.
As partículas de hidrogel são normalmente formadas pelo aprisionamento de certa
quantidade de água através de emaranhados em nível molecular e/ou forças secundárias, como
forças iônicas, ligações de hidrogênio e forças hidrofóbicas, fornecendo assim uma estrutura
tridimensional, frequentemente observada em estruturas esféricas (BELSCAK-
CVITANOVIC et al., 2015b).
De acordo com López Córdoba et al. (2013) a homogênea distribuição de
tamanho e alto grau de esfericidade das partículas de hidrogel demonstram que as condições
de operação durante a gelificação iônica foram adequadas e mantidas sob controle. Além
disso, este processo de encapsulação pode ser indicado para a produção de amostras esféricas
de biopolímeros (TELLO et al., 2015).
5.4.5.6. Microscopia Confocal de Varredura a Laser
A Figura 5.27 apresenta as imagens das partículas produzidas por gelificação
iônica contendo extrato de juçara. A partícula de alginato puro apresentou pouca fluorescência
(Figura 5.27 A), no entanto, na presença de extrato foi verificada intensa capacidade de
fluorescer devido às antocianinas (5.27 B). O efeito das coberturas de quitosana, WPC e
gelatina não influenciou na análise de confocal das partículas, mostrando que as imagens
foram semelhantes entre as amostras. Além disso, foi possível verificar distribuição
homogênea do extrato de juçara na matriz de alginato, indicando possível retenção das
antocianinas em toda estrutura da partícula.
A técnica de microscopia confocal de varredura a laser pra visualização de
partículas contendo compostos fenólicos, baseando-se nas propriedades naturais de
fluorescência desses compostos, tem sido aplicada em alguns trabalhos disponíveis na
literatura como: extrato de Stevia (Stevia rebaudiana) em partículas de alginato (ARRIOLA
et al., 2016) e antocianinas em microesferas de glucomanana Konjac oxidada e reticuladas
com íons Fe+3
(MEILING et al., 2015).
Resultados e Discussão 125
Figura 5.27: Imagens de Confocal das amostras contendo extrato de juçara. A: partícula de
alginato puro; B: partícula de alginato+extrato; C: alginato+extrato+quitosana; D:
alginato+extrato+WPC; E: Alginato+extrato+gelatina. Objetiva de 10x e barra de escala de
200 µm.
A B
C D
E
Resultados e Discussão 126
As antocianinas são corantes fluorescentes naturais e podem ser visualizadas
através da microscopia confocal de varredura a laser (MEILING et al., 2015). Esta técnica de
imagem pode ser utilizada como uma importante ferramenta para obter imagens
tridimensionais de espécies vegetais, baseado na auto-fluorescência dos compostos fenólicos e
flavonoides (FERNÁNDEZ; OSORIO; HEREDIA, 1999).
De acordo com Arriola et al. (2016) amostras de alginato contendo extrato de
stevia mostraram intensa emissão de fluorescência, podendo ser atribuída a presença de
compostos fenólicos, além de associar a alta eficiência de encapsulação obtida por essas
partículas.
5.4.5.7. Microscopia eletrônica de varredura
Na Figura 5.28 está apresentada a microestrutura externa da partícula de alginato
puro. Nas imagens D e E; F e G é visível a presença de rachaduras profundas, superfícies
irregulares e heterogêneas, no entanto, mesmo após o processo de secagem as partículas
mantiveram o formato esférico, como pode ser observado nas imagens A, B e C. As partículas
de alginato contendo extrato também mostraram formato esférico (Figura 5.29 A, B e C) e
superfície irregular com a presença de rachaduras, como visualizado nas imagens D e E; F e G
da Figura 5.29, similares às amostras constituídas por somente alginato.
O processo de recobrimento com quitosana, WPC e gelatina proporcionou às
partículas uma superfície diferenciada, quando comparadas com as amostras que não foram
recobertas, constituídas por apenas alginato ou alginato e extrato. As rachaduras evidentes
antes do processo de recobrimento (Figuras 5.28 e 5.29), após a adição desses materiais de
cobertura não estavam mais presentes nas superfícies das amostras, como pode ser observado
nas Figuras 5.30 (D e E; F e G), 5.31 (D e E; F e G) e 5.32 (D e E; F e G). Além disso, foi
possível também verificar a diferença nas superfícies das amostras, onde a quitosana levou à
formação de uma superfície mais rugosa (Figura 5.30 D e E; F e G) em comparação a
aplicação das proteínas WPC e gelatina, que proporcionaram às partículas uma superfície
mais lisa, conforme as Figuras 5.31 e 5.32 (imagens D e E; F e G). De maneira geral, todas as
partículas recobertas apresentaram formato esférico, como visualizado nas Figuras 5.30 (A, B
e C); 5.31 (A, B e C) e 5.32 (A, B e C).
As amostras de alginato puro e contendo extrato, após a secagem, mostraram
fragilidade em sua estrutura, com a presença de rachaduras. No entanto, após o processo de
Resultados e Discussão 127
recobrimento das partículas de alginato utilizando quitosana, WPC e gelatina, foi possível
observar nas imagens das Figuras 5.30, 5.31 e 5.32, o provável efeito plasticizante desses
materiais, visto que não foram verificadas rachaduras evidentes nas superfícies das partículas
secas. Desta maneira, as coberturas podem tem melhorado a flexibilidade das amostras de
alginato.
Além disso, a própria adição do extrato de juçara pode também ter contribuído
para este efeito plasticizante nas partículas, como já discutido nos ensaios de compressão
uniaxial das amostras (Item 5.4.5.4). As partículas contendo apenas alginato, apresentadas na
Figura 5.28 (D e E; F e G), mostraram estrutura mais trincada e com fissuras, quando
comparadas com as partículas incluídas de extrato (Figura 5.29 D e E; F e G). De maneira
similar ao observado neste trabalho, a incorporação de extrato natural em filmes mostrou
melhorar as propriedades plasticizantes de biomateriais, conforme reportado por Medina
Jaramillo et al. (2015).
Além disso, a ocorrência de poros ou colapsos na estrutura das partículas
produzidas por gelificação iônica após o processo de secagem pode ser atribuída à perda de
água e, consequentemente, ao enfraquecimento da estrutura do gel da matriz (BELSCAK-
CVITANOVIC et al., 2015b). A presença de rachaduras após a secagem por liofilização na
estrutura interna de partículas de alginato, contendo extrato de erva mate e produzidas por
gelificação em solução de cálcio, também foram relatadas por López Córdoba et al. (2013).
Belscak-Cvitanovic et al. (2016) também observaram que partículas liofilizadas de alginato e
pectina contendo extrato de dente de leão (Taraxacum officinale L.) e produzidas por
gelificação iônica mostraram uma morfologia superficial colapsada e heterogênea.
Semelhantes resultados foram também abordados por Tello et al. (2015).
O processo de secagem das amostras ocasionou alterações morfológicas das
partículas quando comparadas com as imagens obtidas pela microscopia ótica. Embora o
formato esférico tenha sido parcialmente mantido, ficou evidente que a perda de água levou
ao encolhimento das amostras com a formação de sulcos nas superfícies e a concentração dos
sólidos presentes. Durante a secagem, as partículas de gelificação iônica se encolhem
significativamente devido à evaporação da água (SMRDEL et al., 2008).
Resultados e Discussão 128
Figura 5.28: Partícula alginato puro seca. Imagem A são partículas com aumento de 50x,
imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de 200x, D
e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são imagens
das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.
A
B C
D E
F G
Resultados e Discussão 129
Figura 5.29: Partícula de alginato+extrato seca. Imagem A são partículas com aumento de
50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de
200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são
imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.
A
B C
D E
F G
Resultados e Discussão 130
Figura 5.30: Partícula de alginato+extrato+quitosana seca. Imagem A são partículas com
aumento de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com
aumento de 200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e
F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.
A
B C
D E
F G
Resultados e Discussão 131
Figura 5.31: Partícula de alginato+extrato+WPC seca. Imagem A são partículas com
aumento de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com
aumento de 200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e
F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.
A
B C
D E
F G
Resultados e Discussão 132
Figura 5.32: Partículas de alginato+extrato+gelatina seca. Imagem A são partículas com
aumento de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com
aumento de 200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e
F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.
A
B C
D E
F G
Resultados e Discussão 133
5.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante das partículas
Para determinar o conteúdo de antocianinas presente nas partículas, foram
empregados vários solventes e alguns processos mecânicos de quebra das amostras. No
entanto, a forte interação entre os íons de cálcio com os grupos –COO-
do alginato e a
interação eletrostática com a quitosana, WPC e gelatina, forneceram bastante resistência,
dificultando assim, o rompimento da estrutura do gel, aliado também à dificuldade para
manter a integridade das antocianinas frente às condições do meio, uma vez que a estabilidade
de cor desses pigmentos é mantida em meio ácido. O etilenodiamino tetra-acetato (EDTA) é
conhecido pela sua capacidade de formar complexos com íons metálicos e a capacidade para
quelar íons de Ca+2
foi reportada por Griko (1999). Desta maneira, o emprego do EDTA foi
capaz de desfazer a estrutura do alginato, permitindo assim, a quantificação das antocianinas
presentes no meio, pelo método colorimétrico do pH diferencial.
Na Tabela 5.19 está apresentado o conteúdo de antocianinas carreado pelas
partículas de alginato. Como esperado, as partículas constituídas por somente alginato
mostraram maior conteúdo de antocianinas, sendo esse o valor inicial contido nas amostras
antes da complexação com os materiais de cobertura. O processo de recobrimento utilizando
quitosana, WPC e gelatina proporcionou perda de antocianinas, sendo a maior de
aproximadamente 50%, observada pela amostra contendo gelatina; já para o WPC e
quitosana, a perda foi 35,7 e 18,5%, respectivamente.
O tempo de recobrimento, conforme determinado nos ensaios iniciais, foi de 10
min, tempo em que as partículas contendo antocianinas ficaram em solução aquosa. Como o
extrato de juçara foi preparado em meio aquoso, assim como as partículas de alginato, a perda
de antocianinas era algo esperado, em virtude da porosidade da estrutura das partículas e
facilidade de difusão desses compostos bioativos em meio hidrofílico.
A perda de antocianinas durante o processo de recobrimento pode ter sido
influenciada pelo comportamento reológico das coberturas, visto que a dispersão de quitosana
apresentou maior viscosidade aparente, e o conteúdo de antocianinas retido por essas
partículas também foi superior aos observados com outros materiais de cobertura menos
viscosos. Além disso, associado à reologia das coberturas, a densidade de carga superficial,
onde a quitosana é o material mais catiônico em comparação ao WPC e gelatina, pode ter
levado à formação do complexo eletrostático mais forte, retendo dessa maneira maior
conteúdo de extrato de juçara na matriz polimérica de alginato.
Resultados e Discussão 134
Devido à dissociação do gel pelo EDTA, não foi possível quantificar as
antocianinas individuais por cromatografia líquida de alta eficiência. As amostras foram
filtradas; no entanto, a mistura alginato e extrato de juçara, ambos hidrofílicos, não se separou
e ao entrar em contato com a fase móvel composta por ácido acético e metanol essas se
gelificaram, impedindo assim, a identificação e quantificação pela coluna cromatográfica das
antocianinas individuais presentes no meio.
Tabela 5.19: Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante pelo método ORAC.
Amostra
Antocianinas
(mg de cianidina3-
glicosídeo equivalente/g
partícula seca)
ORAC
(µmol de Trolox
equivalente/g partícula
seca)
Alginato + extrato 10,28 ± 0,55a 1606,0 ± 67,6
a
Alginato + extrato + quitosana 8,38 ± 0,22b 844,6 ± 53,0
b
Alginato + extrato + WPC 6,61 ± 0,25c 614,5 ± 43,4
c
Alginato + extrato + gelatina 5,17 ± 0,41d 265,6 ± 5,2
d
Antocianinas
(mg cianidina 3-glicosídeo
equivalente/g extrato seco)
ORAC
(µmol de Trolox
equivalente/g extrato seco)
Extrato 44,78 ± 2,44 2294,3 ± 199,9
Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.
A presença do EDTA como solvente das amostras, não permitiu realizar análises
da capacidade antioxidante comumente aplicadas, como FRAP e DPPH, para compostos
bioativos. Para a metodologia de FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power) que se baseia
na capacidade de redução do íon ferro, o EDTA interagiu com este íon, não permitindo fazer a
leitura das amostras devido ao não aparecimento da cor azul indicativa da redução do
complexo férrico tripiridiltriazina à sua forma ferrosa. E para a metodologia de DPPH (Free
Radical-Scavenging Capacity) o meio ficou turvo e mesmo após tentativas de centrifugação e
filtragem, as amostras apresentaram leituras muito próximas às do controle, não ocorrendo,
portanto, a reação de redução do radical DPPH e mudança da coloração.
Apenas a metodologia do ORAC (Oxygen Radical Absorbance Capacity)
permitiu medir a capacidade antioxidante das amostras dissolvidas pelo EDTA, como
Resultados e Discussão 135
apresentada na Tabela 5.19. A capacidade antioxidante das partículas seguiu a mesma
tendência observada para o conteúdo de antocianinas por essas absorvidas, sendo que as
partículas contendo apenas extrato mostraram maior capacidade antioxidante, seguidas pelas
amostras recobertas com quitosana, WPC e gelatina. Dessa maneira, pode-se inferir que a
capacidade antioxidante das partículas está diretamente correlacionada com presença de
antocianinas do extrato de juçara.
A metodologia do ORAC mensura a capacidade antioxidante através da inibição
da oxidação, induzida pelo radical peroxil, por transferência de hidrogênio. Os radicais livres
peroxil são predominantemente encontrados na oxidação lipídica em alimentos e sistemas
biológicos em condições fisiológicas. Desta forma, a medida da capacidade antioxidante pelo
método ORAC é de relevância biológica, como referência para a eficiência antioxidante
(SHAHIDI; ZHONG, 2015).
5.4.5.9. Estabilidade das antocianinas sob condições de refrigeração
As Figuras 5.33 e 5.34 apresentam o comportamento das amostras durante 4
semanas, armazenadas sob refrigeração a 5 °C. A Figura 5.33 mostra a perda das antocianinas
em mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/ g partícula seca, enquanto que na Figura 5.34
esta perda é exibida em porcentagem.
Embora o conteúdo inicial de antocianinas entre as amostras não tenha sido igual
devido ao processo de recobrimento, observou-se que a perda deste pigmento pelas partículas
sem cobertura foi mais acentuada, quando comparada com as partículas recobertas, como
pode ser verificado nas Figuras 5.33 e 5.34. Desta maneira, a adição de quitosana, WPC e
gelatina foi eficiente para proteger o extrato de juçara carreado pelas partículas de alginato
durante o período de análise, uma vez que o conteúdo final de antocianinas foi bastante
próximo entre as amostras (Figura 5.33). Além disso, o caráter ácido das coberturas (pH 3,50)
contribuiu para manter a estabilidade das partículas, visto que a amostra composta por
somente alginato e extrato sofreu degradação microbiana e escurecimento da cor após 4
semanas, e este fato não foi observado nas demais partículas.
Resultados e Discussão 136
Figura 5.33: Estabilidade das antocianinas ao longo do tempo de armazenamento das
partículas durante 4 semanas..
Após uma semana, a amostra contendo gelatina mostrou maior perda, seguida
pela amostra com quitosana, extrato e WPC, nesta sequência respectivamente (Figura 5.34).
No entanto, após a segunda semana, a partícula com somente extrato se destacou exibindo um
comportamento de perda superior a todas as amostras e seguiu esta tendência até o final do
período da análise. Já as partículas contendo gelatina apresentaram um comportamento mais
estável ao longo das 4 semanas, observando uma perda final de 20% em relação ao conteúdo
inicial, enquanto que as outras amostras mostraram uma perda de 50, 38 e 29% para partículas
compostas por extrato e as recobertas com quitosana e WPC, respectivamente.
0
2
4
6
8
10
12
0 1 2 3 4 5
mg c
ian
idin
a 3
-gli
cosí
deo
eq
uiv
ale
nte
/
g p
art
ícu
la s
eca
Tempo [semanas]
Alginato+extrato Alginato+extrato+quitosana
Alginato+extrato+WPC Alginato+extrato+gelatina
Resultados e Discussão 137
Figura 5.34: Perda de antocianinas (%) pelas partículas armazenadas sob refrigeração à 5 °C
por 4 semanas.
A gelatina é uma proteína com propriedades de formar géis elásticos em
temperatura ambiente para concentrações relativamente baixas. O gel de gelatina é um gel
termo-reversível, quando a concentração da solução é maior do que 1% (1 g/100 mL) e
mantido em temperaturas abaixo de 40 °C ocorre uma transição sol-gel com um aumento
progressivo da viscosidade e aparecimento da elasticidade. No entanto com o aumento da
temperatura, o gel se funde passando para o estado líquido (DJABOUROV; PAPON, 1983).
O comportamento da gelatina frente a temperaturas baixas, como a temperatura em que as
amostras foram mantidas, pode ter contribuído para maior proteção das antocianinas nas
partículas devido ao aumento da viscosidade deste material.
5.4.6. Liberação das antocianinas presentes nas partículas em condições
gastrointestinais simuladas
5.4.6.1. Conteúdo de antocianinas
A Figura 5.35 e Tabela 5.20 apresentam a liberação das antocianinas retidas pelas
partículas em fluido gástrico simulado em relação ao conteúdo inicial desses pigmentos nas
0
10
20
30
40
50
60
0 1 2 3 4
Per
da d
e an
toci
an
inas
[%]
Tempo [semanas]
Alginato+extrato
Alginato+extrato+quitosana
Alginato+extrato+WPC
Alginato+extrato+gelatina
Resultados e Discussão 138
amostras. Inicialmente, é possível observar que a amostra composta por quitosana apresentou
menor liberação de antocianinas em relação às demais partículas e a gelatina se destacou pela
maior liberação nos primeiros 10 min. Com o passar do tempo, a amostra sem cobertura
apresentou liberação ligeiramente superior entre as partículas. De maneira geral, verificou-se
que a liberação de antocianinas foi crescente até 40 min, mantendo-se após esse período em
equilíbrio.
0
20
40
60
80
100
0 20 40 60 80 100 120 140
Lib
era
ção d
e a
nto
cian
inas
[%]
Tempo de liberação [mim]
Alginato+extrato
Alginato+extrato+quitosana
Alginato+extrato+WPC
Alginato+extrato+gelatina
Figura 5.35: Liberação de antocianinas em fluido gástrico simulado.
A utilização da interação eletrostática entre agentes de cargas opostas, alginato de
caráter aniônico e quitosana, WPC e gelatina de caráter catiônico promoveu a proteção do
pigmento no meio gástrico. As partículas constituídas por somente extrato apresentaram uma
perda de 76% ao final do processo gástrico e foi estatisticamente diferente das amostras
contendo quitosana, WPC e gelatina, que apresentaram uma perda de 73, 71 e 70%,
respectivamente e não diferiram entre si, conforme mostrado na Tabela 5.20.
Após a liberação das partículas no fluido gástrico simulado, considerando o
conteúdo inicial de antocianinas diferente entre as amostras, observou-se que para a etapa
seguinte, a etapa de fluido intestinal simulado, as amostras foram carreadas com 0,19; 0,16;
0,13 e 0,10 mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g partícula úmida para partículas de
alginato com apenas extrato, quitosana, WPC e gelatina, respectivamente. Além disso, essas
Resultados e Discussão 139
amostras mesmo após a liberação em fluido gástrico simulado ainda apresentaram o formato
esférico e coloração vermelha, como pode ser observado na Figura 5.36, ressaltando que as
imagens foram feitas sob a mesma condição de iluminação ambiente. A diferença de
coloração entre as amostras é claramente visível, onde as partículas com extrato e as
recobertas com quitosana apresentaram uma cor vermelha mais intensa, e as com WPC e
gelatina uma cor mais rósea, o que é compatível com os resultados de antocianinas obtidos na
fase gástrica.
O conteúdo de antocianinas perdido na fase gástrica pode ser considerado alto,
aproximadamente 70% em relação ao conteúdo inicial presente nas partículas no tempo zero.
Porém, em se tratando de uma partícula hidrofílica carreadora de compostos hidrofílicos, toda
a dificuldade para manter esse sistema estável devido à porosidade das partículas e pH do
meio, pode-se dizer que ainda restou uma parcela de pigmento para ser liberado na parte
intestinal.
Tabela 5.20: Conteúdo de antocianinas liberado das partículas no meio gástrico simulado
Tempo
(min)
Perda de antocianinas no fluido gástrico (%)*
Alginato+
extrato
Alginato+extrato
+quitosana
Alginato+extrato
+WPC
Alginato+extrato
+gelatina
0 0 0 0 0
5 47,3 ± 3,0b
33,8 ± 1,0c 54,5 ± 4,6
a 57,1 ± 2,5
a
10 60,0 ± 1,1b 52,0 ± 2,8
c 64,9 ± 1,8ª 65,6 ± 1,4
a
15 65,0 ± 2,1ª,c 61,4 ± 1,9
b,c 65,5 ± 1,4ª
,b 67,2 ± 2,3
a
20 74,1 ± 0,7ª 68,6 ± 2,8b 71,0 ± 2,4ª
,b 74,0 ± 1,9
a
40 77,1 ± 1,1a 78,2 ± 0,9ª 74,2 ± 1,9
b 73,8 ± 0,7
b
60 75,1 ± 0,9ª,b 77,5 ± 0,4ª 70,4 ± 0,8
b 71,8 ± 3,7
a,b
80 82,0 ± 1,2ª 77,5 ± 1,3b 77,7 ± 1,7
b 78,4 ± 0,7
b
100 79,8 ± 2,0a 77,8 ± 2,9ª
,b 75,1 ± 1,2
b 73,8 ± 3,3
b
120 76,1 ± 2,6a 72,8 ± 1,2
b 71,4 ± 1,0
b 70,3 ± 1,7
b
*Conteúdo de antocianinas expresso em mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/100g partícula
úmida.
Letras diferentes numa mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.
Resultados e Discussão 140
Alginato+extrato
Alginato+extrato+quitosana
Alginato+extrato+WPC
Alginato+extrato+gelatina
Figura 5.36: Imagens das amostras após 120 min de incubação em fluido gástrico simulado.
Na fase intestinal a integridade da partícula foi mantida por até 20 min, após esse
período observou-se que as partículas se desintegraram totalmente devido ao pH 7,4 do meio.
A quantificação do conteúdo de antocianinas presente no fluido intestinal foi dificultada
principalmente pela metodologia empregada. A estrutura do gel desfeita pelo meio básico do
fluido intestinal ao entrar em contato com o tampão de cloreto de potássio (pH 1,0), utilizado
Resultados e Discussão 141
no método colorimétrico do pH diferencial para quantificar as antocianinas, tornou o meio
turvo com a formação de um gel, dificultando dessa maneira, a leitura e quantificação da
presença deste pigmento no fluido intestinal. Pela análise do conteúdo de antocianinas
presentes no fluido gástrico e da cor de ambos os fluidos, é possível inferir a existência desse
pigmento no meio intestinal, principalmente para as partículas com somente extrato e as
recobertas com quitosana, porém não foi possível determinar o conteúdo destas.
A estabilidade das antocianidinas, malvidina, cianidina, pelargonidina, delfinidina
e peonidina, em tampão fosfato (pH 7,4) à 37 °C foi avaliada por Fleschhut et al. (2006).
Esses autores reportaram que após 1 hora as antocianidinas desapareceram quase
completamente, conforme verificaram por análise em cromatógrafo. Bouayed, Hoffmann e
Bohn (2011) estudaram algumas espécies de maçãs e a extração de seus compostos bioativos
através do ultrassom. Esses autores não conseguiram mensurar o conteúdo de antocianinas
seguido da digestão gástrica para a intestinal, sugerindo a degradação desses pigmentos após a
transição do ácido gástrico para o ambiente intestinal alcalino, além do impacto dos ácidos
biliares e da enzima pancreatina.
Meiling et al. (2015) propuseram a proteção de antocianinas através de
microesferas de glucomanana Konjac oxidada e reticuladas com íons Fe+3
, onde a interação
entre esses compostos pode ser controlada pelo pH, com objetivo de prevenir a liberação
precoce das antocianinas no estômago, para desta maneira, conseguir uma liberação
controlada no intestino. Logo, esta interação poderia ser utilizada na absorção e liberação das
antocianinas no intestino, local onde os compostos bioativos são principalmente absorvidos
pelo organismo humano. No entanto, após 1 hora de incubação em fluido gástrico simulado,
esses autores observaram que as microesferas se dissociaram completamente, uma vez que os
grupos -COO- antes reticulados com íons de Fe
+3 foram totalmente protonados pelos íons H
+
do fluido do estômago. Já as microesferas de caráter aniônico que por interação eletrostática
se associaram à quitosana, na razão 1:1, foram capazes de reter as antocianinas nas condições
simuladas do estômago e promover a liberação no intestino.
As partículas de alginato quando colocadas em solução de tampão fosfato (pH
7,4), ocorre um processo de permuta dos íons de Ca+ que estão ligados nos grupamentos de -
COO-
do alginato, grupos caracterizados principalmente por sequências de polimanurônico,
com os íons de Na+ presentes na solução salina. Como resultado, a repulsão eletrostática entre
as cargas negativas dos grupos -COO- aumenta, provocando o relaxamento das cadeias e
aumento do inchaço do gel, juntamente com a absorção de água. Além disso, o meio se torna
turvo devido à formação de fosfato de cálcio. A troca entre os íons de Na+
e Ca+
altera a
Resultados e Discussão 142
estrutura das partículas de gel e os íons do tampão fosfato interagem com o cálcio formando o
fosfato de cálcio. Assim, o inchaço e ganho de água das partículas de gel possivelmente
ocorrem devido à presença do tampão fosfato de sódio. Em um estágio mais avançado do
processo de inchaço, os íons de Ca+ que estão ligados com os grupos de –COO
- das unidades
de poligulurônico e que formam a estrutura ―egg box‖ também começam a permuta com os
íons de Na+
do tampão. As sequências de poligulurônico têm forte ligação de auto-
cooperatividade com os íons de cálcio, promovendo uma estável reticulação dentro da
estrutura do gel. Finalmente as partículas de gel começam a se desintegrar quando os íons de
cálcio da estrutura do ―egg box‖ diminuem e se difundem para o meio. Desta maneira, as
partículas perdem peso e finalmente se dissolvem (BAJPAI; SHARMA, 2004).
5.4.6.2. Análise da capacidade antioxidante pelo método FRAP
A Figura 5.37 apresenta a capacidade antioxidante do fluido gástrico simulado
durante os 120 min de liberação dos compostos bioativos presentes nas partículas de alginato,
mensurada pela capacidade de doar elétrons através do método FRAP. É possível verificar
uma tendência similar à liberação das antocianinas, como mostrado na Tabela 5.20, podendo
desta forma relacionar a capacidade antioxidante à presença desses pigmentos no fluido
gástrico.
A capacidade antioxidante do conteúdo liberado pelas partículas de alginato
contendo extrato foi superior às amostras que foram submetidas ao processo de recobrimento.
E na sequência, verificou-se que as amostras recobertas com quitosana exibiram maior
capacidade antioxidante, seguidas pelas partículas com WPC e gelatina, respectivamente. Este
comportamento em relação a capacidade antioxidante era esperado, uma vez que seguiu a
mesma tendência das amostras frente a quantificação das antocianinas ao longo da liberação
em fluido gástrico simulado. Já a quantificação da capacidade antioxidante da fase intestinal
pelo método FRAP também foi dificultada pela turbidez do meio, impedindo a leitura em
espectrofotômetro.
Os compostos antioxidantes desempenham um papel importante no trato
gastrointestinal, mantendo o equilíbrio redox contra os prejudiciais oxidantes, prevenindo
assim o trato gastrointestinal de doenças ligadas à geração de espécies reativas de oxigênio
durante a digestão (BOUAYED; HOFFMANN; BOHN, 2011).
Resultados e Discussão 143
Figura 5.37: Análise da capacidade antioxidante do fluido gástrico simulado.
5.4.6.3. Análise de cor dos fluidos gastrointestinais simulados
Na Tabela 5.21 é possível observar as diferenças de cor obtidas após o processo
de liberação das antocianinas presentes nas partículas em fluido gástrico e intestinal simulado.
Considerando o fluido gástrico (pH 1,2), verifica-se que após 120 min, os parâmetros a* e L*
foram maiores para a amostra contendo gelatina, WPC e quitosana, nesta sequência
decrescente, respectivamente. Na escala CIElab, a análise do parâmetro a* fornece relações de
cor que variam do verde (-a*) para o vermelho (+a*), e o L* se refere à luminosidade,
variando de 0 a 100, ou seja, do preto ao branco, respectivamente. Associando os parâmetros
L* e +a* para o fluido gástrico, observa-se que as amostras de alginato com extrato e as
recobertas com quitosana apresentaram uma cor vermelha mais escura (menor L*) e foram
estatisticamente iguais e, WPC e gelatina uma coloração vermelha mais clara (maior L*). É
pertinente inferir que a coloração vermelha mais intensa do fluido gástrico pode estar
intimamente relacionada à maior liberação de antocianinas.
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
4,0
4,5
5,0
5,5
6,0
0 20 40 60 80 100 120 140
mg d
e T
rolo
x e
qu
ivale
nte
/g p
art
ícu
la ú
mid
a
Tempo [min]
Alginato+extrato
Alginato+extrato+quitosana
Alginato+extrato+WPC
Alginato+extrato+gelatina
Resultados e Discussão 144
Tabela 5.21: Cor do fluido gástrico e intestinal simulado após 120 min.
Amostra Cor do fluido gástrico simulado (pH 1,2)
L* a* b*
Alginato+extrato 2,49 ± 0,20c 6,86 ± 0,41
c 1,74 ± 0,15
b
Alginato+extrato+quitosana 2,38 ± 0,19c 6,63 ± 0,35
c 1,58 ± 0,14
b
Alginato+extrato+WPC 3,26 ± 0,23b 7,95 ± 0,23
b 2,03 ± 0,08
a
Alginato+extrato+gelatina 5,41 ± 0,45a 9,54 ± 0,38
a 1,34 ± 0,22
c
Amostra Cor do fluido intestinal simulado (pH 7,4)
L* a* b*
Alginato+extrato 14,59 ± 0,30a,b
0,58 ± 0,05a 1,05 ± 0,13
a
Alginato+extrato+quitosana 15,04 ± 0,61a 0,27 ± 0,05
b 0,23 ± 0,04
b
Alginato+extrato+WPC 14,04 ± 0,49b -0,59 ± 0,04
c -0,53 ± 0,05
c
Alginato+extrato+gelatina 14,03 ± 0,57b -0,71 ± 0,06
d -0,82 ± 0,09
d
Letras minúsculas diferentes na mesma coluna, em blocos separados para fluido gástrico e intestinal,
indicam diferença estatisticamente significativa em relação à cor das amostras (p≤ 0,05).
Para o fluido intestinal, analisando as coordenadas CIElab L* e a*, observou-se
que após 120 min, as amostras, de maneira geral, mostraram uma grande redução na
intensidade da cor vermelha, principalmente para as partículas com WPC e gelatina que
mostraram valores negativos para o parâmetro a*. Além disso, o fluido intestinal mostrou
maior tendência à cor branca (maior L*) quando comparado com a fase gástrica (Tabela
5.21). Esse comportamento das amostras em relação aos parâmetros a* e L* do fluido gástrico
e intestinal pode estar relacionado à condição do meio devido ao efeito do pH, levando assim,
a uma possível degradação deste pigmento frente às mudanças do pH de 1,2 para 7,4
(APÊNDICE B). A estabilidade das antocianinas é altamente dependente do pH do meio em
que essas se encontram, sendo instáveis em meios neutros (FLESCHHUT et al., 2006).
Cabrita, Fossen e Andersen (2000) estudaram o comportamento de 6 antocianinas
3-glicosídeos em diferentes valores de pH e observaram que a cor, intensidade e estabilidade
mudaram significativamente em função do pH. Em soluções aquosas de forte acidez (pH 1 a
3), todas as antocianinas apresentaram coloração vermelha intensa, típica dessas formas de
flavonoides. No entanto, a estabilidade e a intensidade da cor diminuiu próximo ao pH neutro
Resultados e Discussão 145
(5 a 7). De acordo com Castañeda-Ovando et al. (2009) as antocianinas podem ser degradadas
em valores de pH superiores a 7.
Figura 5.38: Fluido gástrico e intestinal simulado contendo antocianinas liberadas das
partículas de alginato. A: alginato+extrato; B: Alginato+extrato+quitosana; C:
alginato+extrato+WPC; D: alginato+extrato+gelatina; após 120 min em fluido gástrico
(esquerda) e 120 min em fluido intestinal (direita), respectivamente.
Na Figura 5.38 está apresentada a diferença visual dos fluidos gástrico e intestinal.
As imagens da esquerda, com fluido vermelho, mostram a liberação gástrica, com a presença
nítida de antocianinas no meio. Já as imagens da direita apresentam o fluido intestinal de cor
transparente, sem indícios visuais de antocianinas para as amostras C e D e uma cor
levemente rosada para as amostras A e B, fato também comprovado pelo parâmetro +a* das
amostras contendo apenas extrato e quitosana, conforme apresentado na Tabela 5.21.
A B C D
Resultados e Discussão 146
5.4.7. Conclusões parciais do Processo de Gelificação Iônica
A produção de partículas de gel a partir da mistura entre alginato e extrato levou à
formação de partículas frágeis, sem formatos definidos e grande perda de antocianinas para a
solução de cloreto de cálcio. O processo de produção de partículas de alginato por
gotejamento em cloreto de cálcio, seguida da absorção direta com extrato de juçara permitiu a
inclusão de antocianinas na matriz do alginato, facilitada pela porosidade observada na
estrutura das amostras constituídas por esse material. As amostras constituídas de extrato
apresentaram distribuição de tamanho monomodal e formato esférico.
A complexação das partículas de alginato de caráter aniônico com a quitosana,
WPC e gelatina de caráter catiônico, permitiu a formação de uma cobertura sobre as amostras,
e como observada pelas imagens de microestrutura, as partículas adquiriram uma superfície
mais lisa sem a evidência de rachaduras ou poros. No entanto, durante o processo de
recobrimento, ocorreu a difusão de antocianinas para o meio hidrofílico, e essa perda foi
influenciada pela viscosidade e densidade superficial dos agentes utilizados, onde a dispersão
de quitosana, de caráter mais catiônico e mais viscosa, conseguiu reter mais pigmento na
estrutura do alginato. Além disso, as partículas recobertas por este material mostraram
também maior capacidade antioxidante, entre as amostras que sofreram o processo de
recobrimento.
O processo de recobrimento foi efetivo na proteção das antocianinas, como
observado durante a estabilidade e liberação no fluido gástrico simulado. As partículas
contendo apenas extrato apresentaram uma queda mais acentuada do conteúdo de
antocianinas, quando comparadas com as amostras constituídas por quitosana, WPC e gelatina
durante o período da análise de estabilidade em condições de refrigeração. E no estudo de
liberação, as amostras sem cobertura apresentaram maior liberação de antocianinas no fluido
gástrico e tendência similar foi observada para a capacidade antioxidante dos compostos
bioativos difundidos e avaliados pelo método FRAP. Na fase intestinal a integridade da
partícula foi mantida por aproximadamente 20 min, liberando nesse período, o restante das
antocianinas presentes nas partículas, após observou-se que as amostras se desintegraram
totalmente devido ao meio básico.
Conclusão Geral 147
6. CONCLUSÃO GERAL DA TESE
O processo de extração de compostos bioativos da polpa de juçara utilizando
solvente hidroalcoólico acidificado em leito de agitação foi bastante eficiente em relação à
obtenção de antocianinas. Alto conteúdo de pigmento foi obtido no extrato de juçara,
comprovando assim, a eficiência de extração desses compostos.
A capacidade antioxidante do extrato se apresentou intimamente relacionada ao
conteúdo de polifenóis e antocianinas presentes na polpa de juçara, visto que o processo de
concentração em evaporador rotativo proporcionou redução do conteúdo desses compostos,
fato também acompanhado pelo decaimento da capacidade antioxidante.
A encapsulação dos compostos bioativos presentes no extrato de juçara através
dos dois métodos distintos, spray drying e gelificação iônica, permitiu manter a estabilidade
das antocianinas quando colocadas nas diferentes matrizes poliméricas: maltodextrinas com
diferentes valores de dextrose equivalente, goma Arábica e alginato de sódio.
A redução de sólidos suspensos e conteúdo lipídico e a obtenção de maior teor de
antocianinas, apresentaram-se como uma boa justificativa para o emprego do extrato
juntamente com agentes carreadores no processo de secagem por spray drying, quando
comparado com a utilização da polpa de juçara integral.
A inclusão de antocianinas através da absorção direta pelas partículas de alginato
produzidas por gelificação iônica se mostrou como um método alternativo e eficiente para a
encapsulação de compostos hidrofílicos. Diante da dificuldade em manter o ativo fixo na
estrutura porosa do alginato, o processo de complexação por interação eletrostática de
polímeros (quitosana, WPC e gelatina) na superfície das partículas, trouxe alterações
estruturais nas amostras que proporcionaram maior proteção dos compostos bioativos durante
a estabilidade e liberação.
Os métodos aplicados neste trabalho foram realizados a partir de técnicas com
princípios e aplicações diferentes. No caso do processo de spray drying, que utiliza
temperatura mais elevadas para a secagem, permitiu a obtenção de um pó estável, podendo ser
utilizado como um corante natural em substituição aos produtos sintéticos. E a gelificação
iônica, realizada à temperatura ambiente, proporcionou a produção de partículas em géis
resistentes, que podem ser utilizadas no enriquecimento de alimentos com elevado teor de
umidade, dando a aparência natural e aspecto sensorial e de textura, além de permitir a
liberação do conteúdo ativo em meios com valores de pH específicos.
Sugestões Para Trabalhos Futuros 148
7. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS
Processo de Extração de Antocianinas:
Estudar outros mecanismos e solventes para a extração de compostos bioativos da
polpa de juçara a fim de comparar a eficiência no rendimento de antocianinas em
relação à polpa integral.
Processo de Spray Drying:
Estudar outros agentes carreadores, como amidos modificados e proteínas,
combinados ou puros, com objetivo de avaliar a influência desses materiais na
retenção de antocianinas e rendimento de pó;
Avaliar algumas variáveis no processo de secagem, como temperatura e vazão de
alimentação e o impacto dessas na estabilidade e integridade das antocianinas;
Estudar a capacidade antioxidante das micropartículas pelo método ORAC;
Realizar um estudo de estabilidade em diferentes temperaturas e umidade de
armazenamento;
Realizar um estudo de liberação em condições gástrica e intestinal simuladas.
Processo de Gelificação Iônica:
Estudar outros agentes gelificantes, como goma gelana, pectina e carragena, no
processo de inclusão de antocianinas;
Estudar outros materiais para a complexação a fim de diminuir a liberação do
conteúdo ativo no meio gástrico simulado;
Estudar outras formas de recobrimento, combinando materiais ou mais de uma camada
sobre a estrutura das partículas;
Realizar a produção das partículas em outros equipamentos, como ―Encapsulator B-
390 Buchi‖ ou sistema de atomização com ar comprimido, adequados para este
processo com a finalidade de diminuir o tamanho das partículas;
Testar a absorção do extrato por partículas parcialmente desidratadas para verificar se
ocorre aumento de antocianinas em relação à absorção por partículas úmidas;
Sugestões Para Trabalhos Futuros 149
Após realizar o processo de absorção do extrato por partículas previamente fabricadas,
avaliar o processo de recobrimento com polímeros adicionados no próprio extrato,
evitando assim a perda por difusão para a solução circundante;
Realizar um estudo de digestibilidade in vitro.
Referências Bibliográficas 150
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AGUILERA, J. M.; DEL VALLE, J. M.; KAREL, M. Caking phenomena in amorphous food
powders. Trends in Food Science & Technology, v.6, 1995.
ANVISA - Resolução - CNNPA nº 12, de 1978.
AOAC, 2002. Official methods of analysis of the Association of Official Analytical
Chemists. 17thed., Gaithersburg: Ed. William Horwitz, 2002.
AOAC, 2006. Official methods of analysis of the Association of Official Analytical
Chemists.18th ed. Gaithersburg, Md.: AOAC International, 2006. 1v.
ARRIOLA, N. D. A.; MEDEIROS, P. M.; PRUDENCIO, E. S.; MÜLLER, C. M. O.;
AMBONI, R. D. M. C. Encapsulation of aqueous leaf extract of Stevia rebaudiana Bertoni
with sodium alginate and its impact on phenolic content. Food Bioscience, v.13, p.32-40,
2016.
BAJPAI, S. K.; SHARMA, S. Investigation of swelling/degradation behaviour of alginate
beads crosslinked with Ca+2
and Ba+2
ions. Reactive & Functional Polymers, v. 59, p. 129–
140, 2004.
BAJPAI, S. K.; TANKHIWALE, R. Investigation of water uptake behavior and stability of
calcium alginate/chitosan bi-polymeric beads: Part-1. Reactive & Functional Polymers,
v.66, p.645–658, 2006.
BAKOWSKA-BARCZAK, A. M.; KOLODZIEJCZYK, P. P. Black currant polyphenols:
Their storage stability and microencapsulation. Industrial Crops and Products, v. 34, p.
1301-1309, 2011.
BATISTA REIS, L C.; SOUZA, C. O.; SILVA, J. B. A.; MARTINS, A. C.; NUNES, I. L.;
DRUZIAN, J. I. Active biocomposites of cassava starch: The effect of yerba mate extract and
mango pulp as antioxidant additives on the properties and the stability of a packaged product.
Food and Bioproducts Processing, v. 9 4, p.382-391, 2015.
Referências Bibliográficas 151
BE MILLER, J. N.; HUBER, K. C. Chapter 3 ―Carbohydrates‖. In: DAMODARAN, S;
PARKIN, K. L.; FENNEMA, O. R. Food Chemistry. New York: Marcel Dekker, 4 ed., 2008,
p. 84-151.
BELSCAK-CVITANOVIC, A.; BUSIC, A.; BARISIC, L.; VRSALJKO, D.; KARLOVIC, S.;
SPOLJARIC, I.; VOJVODIC, A.; MRSIC, G.; KOMES, D. Emulsion templated
microencapsulation of dandelion (Taraxacum officinale L.) polyphenols and b-carotene by
ionotropic gelation of alginate and pectin. Food Hydrocolloids, v. 57, p.139-152, 2016.
BELSCAK-CVITANOVIC, A.; KOMES, D.; KARLOVIC, S.; DJAKOVIC, S.;
SPOLJARIC, I.; MRSIC, G.; JEZEK, D. Improving the controlled delivery formulations of
caffeine in alginate hydrogel beads combined with pectin, carrageenan, chitosan and psyllium.
Food Chemistry, v.167, p.378-386, 2015a.
BELSCAK-CVITANOVIC, A.; DORDEIVC, V.; KARLOVIC, S.; PAVLOVIC, V.;
KOMES, D.; JEZEK, D.; BUGARSKI, B.; NEDOVIC, V. Protein-reinforced and chitosan-
pectin coated alginate microparticles for delivery of flavan-3-ol antioxidants and caffeine
from green tea extract. Food Hydrocolloids, v. 51, p.361-374, 2015b.
BELSCAK-CVITANOVIC, A.; STOJANOVIC, R.; MANOJLOVIC, V; KOMES, D.;
CINDRIC, I. J.; NEDOVIC, V.; BUGARSKI, B. Encapsulation of polyphenolic antioxidants
from medicinal plant extracts in alginate–chitosan system enhanced with ascorbic acid by
electrostatic extrusion. Food Research International, v. 44, p.1094-1101, 2011.
BENICHOU, A.; ASERIN, A.; LUTZ, R.; GARTI, N. Formation and characterization of
amphiphilic conjugates of whey protein isolate (WPI)/xanthan to improve surface activity.
Food Hydrocolloids, v. 21, p.379–391, 2007.
BENZIE, I.F.F; STRAIN, J.J. The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of
'antioxidant power': The FRAP assay. Analytical Biochemistry, v. 239, n.1, p. 70-76, 1996.
BICUDO, M. O. P.; JÓ, J.; OLIVEIRA, G. A.; CHAIMSOHN, F. P.; SIERAKOWSKI, M.
R..; FREITAS, R. A.; RIBANI, R. H. Microencapsulation of juçara (Euterpe edulis M.) pulp
by spray drying using different carriers and drying temperatures. Drying Technology, v. 33,
p. 153-161, 2015.
Referências Bibliográficas 152
BLIGH, E. G., DYER, W. J., A rapid method of total lipid extraction and purification.
Canadian Journal of Biochemistry and Physiology, v. 37, p. 911–917, 1959.
BOBBIO, P. A.; BOBBIO, F. O. Capítulo 7 ―Pigmentos‖. Química do processamento de
alimentos. São Paulo: Varela, 3 ed., 2001, p. 109-111.
BORGES, G. S. C., VIEIRA, F. G. K., COPETTI, C., GONZAGA, L. V., ZAMBIAZI, R. C.,
MANCINI-FILHO, J., FETT, R. Chemical characterization, bioactive compounds, and
antioxidant capacity of jussara (Euterpe edulis) fruit from the Atlantic Forest in southern
Brazil. Food Research International, v. 44 (7), p. 2128–2133, 2011a.
BORGES, G. S. C., VIEIRA, F. G. K., COPETTI, C., GONZAGA, L. V., FETT, R.
Optimization of the extraction of flavanols and anthocyanins from the fruit pulp of Euterpe
edulis using the response surface methodology. Food Research International, v.44, p. 708–
715, 2011b.
BOUAYED, J.; HOFFMANN, L.; BOHN, T. Total phenolics, flavonoids, anthocyanins and
antioxidant activity following simulated gastro-intestinal digestion and dialysis of apple
varieties: Bioaccessibility and potential uptake. Food Chemistry, v.128, p. 14–21, 2011.
BRACCINI, I.; PÉREZ, S. Molecular Basis of Ca2+
-Induced Gelation in Alginates and
Pectins: The Egg-Box Model Revisited. Biomacromolecules, v.2, p.1089-1096, 2001.
BRAGA, A. L. M.; KOLODZIEJCZYK, E.; SOUSSAN, E.; SCHMITT, C. J. E. Food-grade
blue encapsulate and process for the production thereof. Patent n° WO 2013010967 A1.
European Patent Office, 2013.
BRAND-WILLIAMS, W.; CUVELIER, M.E.; BERSET, C. Use of a free radical method to
evaluate antioxidant activity. LWT - Food Science and Technology, v. 28, n.1, p. 25-30,
1995.
BRASIL, 2000. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Instrução Normativa
n°01, de 07 janeiro 2000. Regulamento técnico para fixação dos padrões de identidade e
qualidade para polpa açaí.
BRAT, P; TOURNIAIRE, F.; AMIOT-CARLIN, M. J. Stability and Analysis of Phenolic
Pigments, In: SOCACIU C. (Edited). Food Colorants: Chemical and Functional Properties, p.
71-83, 2008.
Referências Bibliográficas 153
BRITO, E. S., ARAÚJO, M. C. P., ALVES, R. E., CARKEET, C., CLEVIDENCE, B. A.,
NOVOTNY, J.A. Anthocyanins present in selected tropical fruits: Acerola, jambolão, jussara,
and guajiru. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 55 (23), p. 9389–9394, 2007.
BUREY, P.; BHANDARI, B. R.; HOWES, T.; GIDLEY, M. J. Hydrocolloid Gel Particles:
Formation, Characterization, and Application. Critical Reviews in Food Science and
Nutrition, v.48, p.361–377, 2008.
CABRITA, L.; FOSSEN, T.; ANDERSEN, O. M. Colour and stability of the six common
anthocyanidin 3-glucosides in aqueous solutions. Analytical, Nutritional and Clinical
Methods Section, v. 68, p.101-107, 2000.
CAI, Y. Z.; CORKE, H. Production and properties of spray-dried Amaranthus betacyanin
pigments. Journal of Food Science, v. 65, n. 6, p. 1248-1252, 2000.
CARDOSO, L. M.; LEITE, J. P. V. (2009). Palmeira Juçara: A exploração dos frutos é mais
ecológica e rentável que o palmito. Espaço do Produtor. Disponível em:
https://www2.cead.ufv.br/espacoProdutor/scripts/verArtigo.php, acesso em 22 de outubro de
2013.
CASTAÑEDA-OVANDO, A.; PACHECO-HERNÁNDEZ, M. L.; PÁEZ-HERNÁNDEZ. M.
E.; RODRÍGUEZ, J. A.; GALÁN-VIDAL, C. A.Chemical studies of anthocyanins: A review.
Food Chemistry, v 113, p. 859-871, 2009.
CAYOT, P.; LORIENT, D. Structure-Function Relationships of Whey Proteins.
In:DAMODARAN, S.; PARAF.Food Proteins and Their Applications. New York, Marcel
Dekker, 1997, p.225-256.
CHAN, E. S.; LEE, B. B.; RAVINDRA, P.; PONCELET, D. Prediction models for shape and
size of ca-alginate macrobeads produced through extrusion-dripping method. Journal of
Colloid and Interface Science, v. 338, p. 63-72, 2009.
CHAN, E. S.; YIM, Z. H.; PHAN, S. H.; MANSA, R. F.; RAVINDRA, P. Encapsulation of
herbal aqueous extract through absorption with ca-alginate hydrogel beads. Food and
Bioproducts Processing, v. 88, p. 195-201, 2010.
Referências Bibliográficas 154
CHAN, E.-S.; WONG, S.-L.; LEE, P.-P.; LEE, J.-S.; TI, T. B.; ZHANG, Z.; PONCELET, D.;
RAVINDRA, P.; PHAN, S.-H.; YIM, Z.-H. Effects of starch filler on the physical properties
of lyophilized calcium–alginate beads and the viability of encapsulated cells. Carbohydrate
Polymers, v.83, p.225-232, 2011.
CHANDRAMOULI, V.; KAILASAPATHY, K.; PEIRIS, P.; JONES, M. An improved
method of microencapsulation and its evaluation to protect Lactobacillus spp. in simulated
gastric conditions. Journal of Microbiological Methods, v. 56, p. 27-35, 2004.
CISSÉ, M.;BOHUON, P.; SAMBE, F.; KANE, C.; SAKHO, M.; DORNIER, M. Aqueous
extraction of anthocyanins from Hibiscus sabdariffa: Experimental kinetics and modeling.
Journal of FoodEngineering, v.109, p.16–21, 2012.
CISSÉ, M.; VAILLANT, F.; PALLET, D.; DORNIER, M. Selecting Ultrafiltration and
Nanofiltration Membranes to Concentrate Anthocyanins from Roselle Extract
(Hibiscussabdariffa L.). Food Research International, v. 44, p. 2607-2614, 2011.
COSTA, E. A. D.; GONÇALVES, C.; MOREIRA, S. R.; CORBELLINI, L. M. Produção de
polpa e sementes de palmeira juçara: alternativa de renda para a Mata Atlântica. Revista
Tecnologia & Inovação Agropecuária, p. 60-66, 2008.
DAVALOS, A.; GOMEZ-CORDOVES, C.; BARTOLOME, B. Extending applicability of
the oxygen radical absorbance capacity (ORAC-fluorescein) assay. Journal of Agricultural
and Food Chemistry, v. 52 (1), p. 48–54, 2004.
DELGADO-VARGAS, F.; JIMÉNEZ, A. R.; PAREDES-LÓPEZ, O. Natural Pigments:
Carotenoids, Anthocyanins, and Betalains - Characteristics, Biosynthesis, Processing, and
Stability. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, v. 40, n.3, p.173–289, 2000.
DESAI, K. G. H; PARK, H. J. Recent Developments in Microencapsulation of Food
Ingredients. Drying Technology, v. 23, n. 7, p. 1361-1394, 2005.
DJABOUROV, M.; PAPON, P. Influence of thermal treatments on the structure and stability
of gelatin gels. Polymer, v. 24, p. 537-542, 1983.
DICKINSON, E. Hydrocolloids at interfaces and the influence on the properties ofdispersed
systems. Food Hydrocolloids, v. 17, p. 25-39, 2003.
Referências Bibliográficas 155
DONATI, I.; PAOLETTI, S. Material properties of alginates, In: REHM, B. H. A. (Ed.)
Alginates: Biology and Applications, p.1-54, 2009.
DRAGET, K. I.; SKJAK-BRAEK, G.; SMIDSROD, O. Alginic acid gels: the effect of
alginate chemical composition and molecular weight. Carbohydrate Polymers, v.25, p. 31-
38, 1994.
DRAGET, K. I.; SKJAK-BRAEK, G.; STOKKE, B. T. Similarities and differences between
alginic acid gels and ionically crosslinked alginate gels. Food Hydrocolloids, v. 20, p.170-
175, 2006.
DÜRRENBERGER, M. B.; HANDSCHIN, S., CONDE-PETIT, B.; ESCHER, F.
Visualization of Food Structure by Confocal Laser Scanning Microscopy (CLSM). LWT -
Food Science and Technology, v. 34, p.11-17, 2001.
ERSUS, S.; YURDAGEL, U. Microencapsulation of anthocyanin pigments of black carrot
(Daucuscarota L.) by spray drier. Journal of Food Engineering, v. 80, p. 805–812, 2007.
EVMENENKO, G.; BUDTOVA, T. Structural changes in hydrogels immersed in a linear
polymer solution, studied by SANS. Polymer, v. 41, p. 4943-4947, 2000.
FANG, Z.; BHANDARI, B. Effect of spray drying and storage on the stability of bayberry
polyphenols. Food Chemistry, v. 129, p.1139-1147, 2011.
FELLOWS, P. J. Tecnologia do Processamento de Alimentos: princípios e prática. In:
FELLOWS, P. J. Porto Alegre: Artmed, 2 ed., 2006, 602p.
FENG, L.; CAO, Y.; XU, D.;WANG, S.; ZHANG, J. Molecular weight distribution,
rheological property and structural changes of sodium alginate induced by ultrasound.
Ultrasonics Sonochemistry, v. 34, p. 609 - 615, 2017.
FERNÁNDEZ, S.; OSORIO, S.; HEREDIA, A. Monitoring and visualising plant cuticles by
confocal laser scanning microscopy. Plant Physiology Biochemistry, v.37, n.10, p.789-794,
1999.
FERRARI, C. C.; GERMER, S. P. M.; ALVIM, I. D.; AGUIRRE, J. M. Storage stability of
spray-dried blackberry powder produced with maltodextrin or gum arabic. Drying
Technology, v.31, p.470-478, 2013.
Referências Bibliográficas 156
FERRARI, C. C.; GERMER, S. P. M.; ALVIM, I. D.; VISSOTTO, F. Z.; AGUIRRE, J. M.
Influence of carrier agentes on the physicochemical properties of blackberry powder produced
by spray drying. International Journal of Food Science and Technology, v. 47, p.1237-
1245, 2012.
FERREIRA, D. S.; FARIA, A. F.; GROSSO, C. R. F.; MERCADANTE, A. Z. Encapsulation
of blackberry anthocyanins by thermal gelation of curdlan. Journal of Brazilian Chemical
Society, v. 20 (10), p. 1908–1915, 2009.
FLESCHHUT, J.; KRATZER, F.; RECHKEMMER, G.; KULLING, S. E. Stability and
biotransformation of various dietary anthocyanins in vitro. European Journal of Nutrition,
v.45 (1), p.7-18, 2006.
FLORES F. P; SINGH, R. K.; KONG, F. Physical and storage properties of spray-dried
blueberry pomace extract with whey protein isolate as wall material. Journal of Food
Engineering, v. 137, p. 1-6, 2014.
GHARSALLAOUI, A.; ROUDAUT, G.; CHAMBIN, O.; VOILLEY, A.; SAUREL, R.
Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: An overview. Food
Research International, v. 40, n. 9, p. 1107-1121, 2007.
GHARSALLAOUI, A.; SAUREL, R.; CHAMBIN, O.; VOILLEY, A. Pea (Pisum sativum,
L.) Protein Isolate Stabilized Emulsions: A Novel System for Microencapsulation of
Lipophilic Ingredients by Spray Drying. Food and Bioprocess Technology, v. 5, p. 2211-
2221, 2012.
GIUSTI, M.M., WROLSTAD, R.E. Anthocyanins characterization and measurement with
UV-visible spectroscopy. In: Wrolstad, R.E. (Ed.), Current Protocols in Food Analytical
Chemistry, 1st ed. John Wiley & Sons, New York, 2001.
GIUSTI, M. M., WROLSTAD, R. E. Acylated anthocyanins from edible sources and their
applications in food systems. Biochemical Engineering Journal, v. 14, p.217–225, 2003.
GOUIN, S. Microencapsulation: industrial appraisal of existing technologies and trends.
Trends Food Science e Technology, v. 15, p. 330-347, 2004.
Referências Bibliográficas 157
GRIKO, Y. V. Energetics of Ca2+
–EDTA interactions: calorimetric study. Biophysical
Chemistry, v.79, n.2, p.117-127, 1999.
HENDERSON, A. The genus Euterpe in Brazil, In: REIS, M. S.; REIS, A. Euterpe edulis
Martius - (Palmiteiro): biologia, conservação e manejo: Itajaí, Herbário Barbosa Rodrigues, p.
1-22, 2000.
HOGAN, S. A.; MCNAMEE, B. F.; O’RIORDAN, E. D.; O´SULLIVAN, M. Emulsification
and microencapsulation properties of sodium caseinate/carbohydrate blends. International
Dairy Journal, v. 11, p. 137-144, 2001.
HORSZWALD, A.; JULIEN, H.; ANDLAUER, W. Characterisation of Aronia powders
obtained by different drying processes. Food Chemistry, v. 141, p.2858–2863, 2013.
HUNG CHING, S.; BHANDARI, B.; WEBB, R.; BANSAL, N. Visualizing the interaction
between sodium caseinate and calcium alginate microgel particles. Food Hydrocolloids,
v.43, p.165-171, 2015.
HUANG, X.; BRAZEL, C. S. On the importance and mechanisms of burst release in matrix-
controlled drug delivery systems. Journal of Controlled Release, v.73, p. 21-136, 2001.
IVANOVIC, J.; TADIC, V.; DIMITRIJEVIC, S.; STAMENIC, M.; PETROVIC, S.;
ZIZOVIC, I. Antioxidant properties of the anthocyanin-containing ultrasonic extract from
blackberry cultivar ―Cacanska Bestrna‖. Industrial Crops and Products, v. 53, p. 274–281,
2014.
JAFARI, S. M.; ASSADPOOR, E.; HE, Y; BHANDARI, B. Encapsulation efficiency of food
flavors and oils during spray drying. Drying Technology, v. 26, p. 816-835, 2008.
JENSEN, M. G.; KNUDSEN, J. C.; VIERECK, N.; KRISTENSEN, M.; ASTRUP, A.
Functionality of alginate based supplements for application in human appetite regulation.
Food Chemistry, v. 132, p. 823–829, 2012.
JIMÉNEZ-AGUILAR, D. M.; ORTEGA-REGULES, A. E.; LOZADA-RAMÍREZ, J. D.;
PÉREZ-PÉREZ, M. C. I.; VERNON-CARTER, E. J.; WELTI-CHANES, J. Color and
chemical stability of spray-dried blueberry extract using mesquite gum as wall material.
Journal of Food Composition and Analysis, v. 24, p-889-894, 2011.
Referências Bibliográficas 158
JYOTHI, N. V. N; PRASANNA, P. M.; SAKARKAR, S. N.; PRABHA, S.; RAMAIAH, P.
S.; SRAWAN, G. Y. Microencapsulation techniques, factors influencing encapsulation
efficiency. Journal of Microencapsulation. v. 27, n. 3, p.187–197, 2010.
JUN-YEE, L.; WENG-HOONG; L.; , KIANG-WEI, H.; WAN-PING, V.; MICKY FU-
XIANG, L.; HUI-PENG, L.; SWEE-LU, L.; BENG-TI, T.; PONCELET, D.; ENG-SENG, C.
Advances in fabricating spherical alginate hydrogels with controlled particle designs by
ionotropic gelation as encapsulation systems. Particuology, v. 24, p. 44-60, 2016.
KARIM, A. A.; BHAT, R. Fish gelatin: properties, challenges, and prospects as an alternative
to mammalian gelatins. Food Hydrocolloids, v.23, p. 563-576, 2009.
KILBURN, D.; CLAUDE, J.; SCHWEIZER, T.; ALAM, A.; UBBINK, J. Carbohydrate
Polymers in Amorphous States: An Integrated Thermodynamic and Nanostructural
Investigation. Biomacromolecules, v.6, p. 864-879, 2005.
KHOR, E.; YONG LIM, L. Implantable applications of chitin and chitosan. Biomaterials, v.
24, p.2339-2349, 2003.
KONG, J.; CHIA, L.; GOH, N.; CHIA, T.; BROUILLARD. R. Analysis and biological
activities of anthocyanins (Review). Phytochemistry, v. 64, p. 923 – 933, 2003.
KRESIC, G.; LELAS, V.; JAMBRAK, A. R.; HERCEG, Z.; BRNCIC, S. R. Influence of
novel food processing technologies on the rheological and thermophysical properties of whey
proteins.Journal of Food Engineering, v. 87, p. 64–73, 2008.
LABUZA, T. P.; MCNALLY, L.; GALLAGHER, D.; HAWKES, J.; HURTADO, F.
Stability of intermediate moisture foods. 1. Lipid Oxidation. Journal of Food Science, v. 37,
p. 154-159, 1972.
LACERDA, E. C. Q.; CALADO, V. M. A.; MONTEIRO, M.; FINOTELLI, P. V.; TORRES,
A. G.; PERRONE, D. Starch, inulin and maltodextrin as encapsulating agentes affect the
quality and stability of jussara pulp microparticles. Carbohydrate Polymers, v.151, p.500 –
510, 2016.
LAOKULDILOK, T.; KANHA, N. Effects of processing conditions on powder properties of
black glutinous rice (Oryza sativa L.) bran anthocyanins produced by spray drying and freeze
drying. LWT - Food Science and Technology, 2015.
Referências Bibliográficas 159
LEVI , M. A. B.; SCARMINIO, I. S.; POPPI, R. J.; TREVISAN, M. G. Three-way
chemometric method study and UV-Vis absorbance for the study of simultaneous degradation
of anthocyanins in flowers of the Hibiscus rosa-sinensys species. Talanta, v. 62, p.299-305,
2004.
LEVIGNE S.; RALET, M. C.; THIBAULT, J. F. Characterisation of pectins extracted from
fresh sugar beet under different conditions using an experimental design. Carbohydrate
Polymers, v. 49, p. 145-153, 2002.
LI, J.; KIM, S. Y.; CHEN, X.; PARK, H. J. Calcium-alginate beads loaded with gallic acid:
Preparation and characterization. LWT - Food Science and Technology, v. 68, p. 667-673,
2016.
LÓPEZ CÓRDOBA, A.; DELADINO, L; MARTINO, M. Effect of starch filler on calcium-
alginate hydrogels loaded with yerba mate antioxidants. Carbohydrate Polymers, v. 95, p.
315-323, 2013.
MACHADO, M. T. C.; MELLO, B. C. B. S.; HUBINGER, M. D. Study of alcoholic and
aqueous extraction of pequi (Caryocar brasiliense Camb.) natural antioxidants and extracts
concentration by nanofiltration. Journal of Food Engineering, v. 117, p. 450 – 457, 2013.
MAHDAVEE KHAZAEI, K.; JAFARI, S. M.; GHORBANI, M; HEMMATI KAKHKI, A.
Application of maltodextrin and gum Arabic in microencapsulation of saffron petal’s
anthocyanins and evaluating their storage stability and color. Carbohydrate Polymers, v.
105, p. 57-62, 2014.
MAJETI, N. V.; KUMAR, R. A review of chitin and chitosan applications. Reactive &
Functinal Polymers, v. 46, p.1-27, 2000.
MCGHIE, T. K.; WALTON, M. C.The bioavailability and absorption of anthocyanins:
Towards a better understanding. Molecular Nutrition & Food Research, v.51, p.702 - 713,
2007.
MEDINA JARAMILLO, C.; SELIGRA, P. G.; GOYANES, S.; BERNAL, C.; FAMÁ, L.
Biofilms based on cassava starch containing extract of yerba mate as antioxidant and
plasticizer. Starch/Stärke, v. 67, p.780-789, 2015.
Referências Bibliográficas 160
MEILING, L.; ZHENGJUN, L.; HAO, L.; MENGXUAN, S.; LUHAI, Z.; WEI, L.;
YUYING, C.; JIANDE, W.; SHANSHAN, W.; XIAODONG, C.; QIPENG, Y.; YUAN, L.
Controlled release of anthocyanins from oxidized konjac glucomannan microspheres
stabilized by chitosan oligosaccharides. Food Hydrocolloids, v. 51, p. 476-485, 2015.
NAGARAJAN, M.; BENJAKUL, S.; PRODPRAN, T.; SONGTIPYA. P. Effects of bleaching
on characteristics and gelling property of gelatin from splendid squid (Loligo formosana)
skin. Food Hydrocolloids, v.32, 447-452, 2013.
NAYAK, C. A.; RASTOGI, N. K. Effect of Selected Additives on Microencapsulation of
Anthocyanin by Spray Drying. Drying Technology, v.28, p.1396–1404, 2010.
OEHME, A.; VALOTIS, A.; KRAMMER, G.; ZIMMERMANN, I.; SCHREIER, P.
Preparation and characterization of shellac-coated anthocyanin pectin beads as dietary colonic
delivery system. Molecular Nutrition & Food Research, v. 55, p. S75-S85, 2011.
OSORIO, C.; ACEVEDO, B.; HILLEBRAND, S.; CARRIAZO, J.; WINTERHALTER, P;
MORALES, A. L. 2010. Microencapsulation by Spray-Drying of Anthocyanin Pigments from
Corozo (Bactris guineensis) Fruit. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 58,
p.6977-6985, 2010.
OSTROWSKA-CZUBENKO, J.; GIERSZEWSKA-DRUZYNSKA, M. Effect of ionic
crosslinking on the water state in hydrogel chitosan membranes. Carbohydrate Polymers,
v.77, p.590–598, 2009.
OTÁLORA, M. C.; CARRIAZO, J. G.; ITURRIAGA, L.; OSORIO, C.; NAZARENO, M. A.
Encapsulating betalains from Opuntia ficus-indica fruits by ionic gelation: Pigment chemical
stability during storage of beads. Food Chemistry, v.202, p.373-382, 2016.
PAIM, D. R. S. F.; COSTA, S. D. O.; WALTER, E. H. M.; TONON, R. V.
Microencapsulation of probiotic jussara (Euterpe edulis M.) juice by spray drying. LWT -
Food Science and Technology, v.74, p. 21-25, 2016.
PARK, G. Y.; MUN, S.; PARK, Y; RHEE, S.; DECKER, E. A.; WEISS, J.; MCCLEMENTS,
D. J; PARK, Y. Influence of encapsulation of emulsified lipids with chitosan on their in vivo
digestibility. Food Chemistry, v. 104, p. 761-767, 2007.
Referências Bibliográficas 161
PATOCKA, G.; CERVENKOVA, R.; NARINE, S.; JELEN, P. Rheological behaviour of
dairy products as affected by soluble whey protein isolate. International Dairy Journal, v.
16, p.399-405, 2006.
PATIL, J. S.; KAMALAPUR, M. V.; MARAPUR, S. C.; KADAM, D. V. Ionotropic gelation
and polyelectrolyte complexation: The novel techniques to design hydrogel particulate
sustained, modulated drug delivery system: A review. Digest Journal of Nanomaterials and
Biostructures, v. 5, n. 1, p. 241-248, 2010.
POMPEU, D. R.; SILVA, E. M.; ROGEZ, H. Optimisation of the solvent extraction of
phenolic antioxidants from fruits of Euterpe oleracea using Response Surface Methodology.
Bioresource Technology, v. 100, p. 6076 – 6082, 2009.
PRIOR, R. L.; HOANG, H.; GU, L. W.; WU, X. L., BACCHIOCCA, HOWARD, M. L.,
JACOB, R. Assays for hydrophilic and lipophilic antioxidant capacity (oxygen radical
absorbance capacity (ORAC(FL))) of plasma and other biological and food samples. Journal
of Agricultural and Food Chemistry, v. 51 (11), p.3273–3279, 2003.
RACOVIŢǍ, S.; VASILIU, S.; POPA, M.; LUCA, C. Polysaccharides based on micro- and
nanoparticles obtained by ionic gelation and their applications as drug delivery systems.
Revue Roumaine de Chimie, v. 54, n. 9, p. 709-718, 2009.
RALET, M.C.; CRÉPEAU, M.J.; BUCHHOLT, H.C.; THIBAULT, J.F. Polyelectrolyte
behaviour and calcium binding properties of sugar beet pectins differing in their degrees of
methylation and acetylation. Biochemical Engineering Journal, v. 16, p. 191-201, 2003.
RAMOS, O. L.; PEREIRA, R. N.; RODRIGUES, R.; TEIXEIRA, J. A.; VICENTE, A. A.;
MALCATA, F. X. Physical effects upon whey protein aggregation for nano-coating
production. Food Research International, v. 66, p. 344-355, 2014.
REID, D. S.; FENNEMA, O. R. Chapter 2 ―Water and Ice‖. In: DAMODARAN, S;
PARKIN, K. L.; FENNEMA, O. R. Food Chemistry. New York: Marcel Dekker, 4 ed., 2008,
p. 18-74.
REIN, M. J. Copigmentation reactions and color stability of berry anthocyanins. 2005. 87 f.
Academic Dissertation. Faculty of Agriculture and Forestry, Department of Applied
Chemistry and Microbiology, University of Helsinki, Helsinki.
Referências Bibliográficas 162
REJU. Comunidade. A Revista da Rede Juçara, v.1 (2011a).
REJU. Sustentabilidade. A Revista da Rede Juçara, v.2 (2011b).
RINAUDO, M. Main properties and current applications of some polysaccharides as
biomaterials (Review). Polymer International, v. 57, p. 39-430, 2008.
RINAUDO, M. Chitin and chitosan: Properties and applications. Progress in Polymer
Science, v.31, p.603-632, 2006.
ROOS, Y. H. Phase Transitions in Foods, Academic Press, San Diego, CA, 1995.
RUFINO, M. S. M.; ALVES, R. E.; BRITO, E. S.; PÉREZ-JIMÉNEZ, J.; SAURA-
CALIXTO, F.; MANCINI-FILHO, J. Bioactive compounds and antioxidant capacities of 18
non-traditional tropical fruits from Brazil. Food Chemistry, v. 121, p. 996-1002, 2010.
SAAVEDRA, T. A. Constituintes Polifenólicos e Propriedades Antioxidantes da Polpa do
Fruto da Palmeira Juçara (Euterpe edulis). 2008. 125p. Dissertação de (Mestrado em
Alimentos e Nutrição), Universidade Estadual de Campinas.
SAHA, D.; BHATTACHARYA, S. Hydrocolloids as thickening and gelling agents in food: a
critical review. Journal of Food Science and Technology, v. 47, p.587-597, 2010.
SALEHI, E.; DARAEI, P.; SHAMSABADI, A. A. A review on chitosan-based adsorptive
membranes. Carbohydrate Polymers, v.152, p. 419-432, 2016.
SANGUANSRI, L.; DAY, L.; SHEN, Z.; FAGAN, P.; WEERAKKODY, R.; JIANG
CHENG, L.; RUSLI, J.; AUGUSTIN, M. A. Encapsulation of mixtures of tuna oil, tributyrin
and resveratrol in a spray dried powder formulation. Food & Function, v. 4, p.1794-1802,
2013.
SANTANA, A. A.; CANO-HIGUITA, D. M.; OLIVEIRA, R. A.; TELIS, V. R. N. Influence
of different combinations of wall materials on the microencapsulation of jussara pulp (Euterpe
edulis) by spray drying. Food Chemistry, v.212, p.1–9, 2016.
SANTOS, D. T.; ALBARELLI, J. Q.; BEPPU, M. M.; MEIRELES, M. A. A. Stabilization of
anthocyanin extract from jabuticaba skins by encapsulation using supercritical CO2 as solvent.
Food Research International, v. 50, p. 617-624, 2013.
Referências Bibliográficas 163
SANTOS, D. T.; VEGGI, P. C.; MEIRELES, M. A. A. Extraction of antioxidant compounds
from Jabuticaba (Myrciaria cauliflora) skins: Yield, composition and economical evaluation.
Journal of Food Engineering, v. 101, p. 23 - 31, 2010.
SATO, A. C. K. Influência do tamanho de partículas no comportamento reológico da
polpa de jabuticaba. 73 f. Dissertação (Mestrado em Engenharia de Alimentos) Faculdade
de Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Campinas, Campinas, 2005.
SCHAUSS, A. G.; WU, X.; PRIOR, R. L.; OU, B., PATEL, D., HUANG, D., KABABICK, J.
P. Phytochemical and nutrient composition of the freeze-dried Amazonian palm berry,
Euterpe oleraceae Mart. (Acai). Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 54, p.
8598 – 8603, 2006.
SCHRIEBER, R.; GAREIS, H. Chapter 2 ―From Colagen to Gelatine‖. In: SCHRIEBER, R.;
GAREIS, H. Gelatine Handbook: Theory and Industrial Pratice. Weinheim.Wiley-VCH,
2007a, p. 45-117.
SCHRIEBER, R.; GAREIS, H. Chapter 3 ―Practical Aspects‖. In: SCHRIEBER, R.;
GAREIS, H. Gelatine Handbook: Theory and Industrial Pratice. Weinheim.Wiley-VCH,
2007b, p. 119-299.
SCHULZ, M.; BORGES, G. S. C.; GONZAGA, L. V.; COSTA, A. C. O.; FETT, R. Juçara
fruit (Euterpe edulis Mart.): Sustainable exploitation of a source of bioactive compounds.
Food Research International, v.89, p.14–26, 2016.
SCHULZ, M.; BORGES, G. S. C.; GONZAGA, L. V.; SERAGLIO, S. K. T.; OLIVO, I. S.;
AZEVEDO, M. S.; NEHRING, P.; GOIS, J. S.; ALMEIDA, T. S.; VITALI, L.; SPUDEIT, D.
A.; MICKE, G. A.; BORGES, D. L. G.; FETT, R. Chemical composition, bioactive
compounds and antioxidant capacity of juçara fruit (Euterpe edulis Martius) during ripening.
Food Research International, v.77, p.125–131, 2015.
SCHULZ, M.; BILUCA, F. C.; GONZAGA, L. V.; BORGES, G. S. C.; VITALIC, L.;
MICKE, G. A.; GOIS, J. S.; ALMEIDA, T. S.; BORGES, D. L. G.; MILLER, P. R. M.;
COSTA, A. C. O.; FETT, R. Bioaccessibility of bioactive compounds and antioxidant
potential of juçara fruits (Euterpe edulis Martius) subjected to in vitro gastrointestinal
digestion. Food Chemistry, v. 228, p.447–454, 2017.
Referências Bibliográficas 164
SHAHIDI, F.; HAN, X. Q. Encapsulation of food ingredients. Critical Reviews in Food
Science and Nutrition, v. 33, n. 6, p. 501-547, 1993.
SHAHIDI, F.; ZHONG, Y. Measurement of antioxidant activity. Journal of Functional
Foods, v.18, p.757-781, 2015.
SILVA, P. I.; STRINGHETA, P. C; TEÓFILO, R. F.; OLIVEIRA, I. R. N. Parameter
optimization for spray-drying microencapsulation of jaboticaba (Myrciaria jaboticaba) peel
extracts using simultaneous analysis of responses. Journal of Food Engineering, v. 117, p.
538-544, 2013.
SILVA, G. J. F.; CONSTANT, P. B. L.; FIGUEIREDO, R. W.; MOURA, S. M. Formulação
e estabilidade de corantes de antocianinas extraídas das cascas de jabuticaba (Myrciaria ssp.).
Alimentos e Nutrição, v. 21 (3), p. 429-436, 2010.
SMRDEL, P.; BOGATAJ, M.; ZEGA, A.; PLANINŠEK, O.; MRHAR, A. Shape
optimization and characterization of polysaccharide beads prepared by ionotropic gelation.
Journal of Microencapsulation, v. 25, n. 2, p. 90-105, 2008.
SOUZA, F. N.; GEBARA, C.; RIBEIRO, M. C. E.; CHAVES, K. S.; GIGANTE, M. L.;
GROSSO, C. R. F. Production and characterization of microparticles containing pectin and
whey proteins. Food Research International, v. 49, p. 560-566, 2012.
SOUZA, V. B.; THOMAZINI, M.; BALIEIRO, J. C. C.; FÁVARO-TRINDADE, C. S. Effect
of spray drying on the physicochemical properties and color stability of the powdered pigment
obtained from vinification byproducts ofthe Bordo grape (Vitis labrusca). Food and
Bioproducts Processing, v. 93, p. 39-50, 2015.
STEFFE, J. F. Chapter 1 ―Introduction to Rheology. In STEFFE, J. F. Rheological methods in
food process engineering. Freeman Press, 2 ed., 1996, p. 1-91.
STOJANOVIC. R; BELSCAK-CVITANOVIC, A.; MANOJLOVIC, V.; KOMES, D.;
NEDOVIC, V.; BUGARSKI, B. Encapsulation of thyme (Thymus serpyllum L.) aqueous
extract in calcium alginate beads. Journal of the Science of Food and Agriculture, v.92, p.
685–696, 2012.
TELLO, F.; FALFAN-CORTÉS, R. N.; MARTINEZ-BUSTOS, F.; SILVA, V. M.;
HUBINGER, M. D.; GROSSO, C. Alginate and pectin-based particles coated with globular
Referências Bibliográficas 165
proteins: Production, characterization and anti-oxidative properties. Food Hydrocolloids,
v.43, p. 670-678, 2015.
THAKUR, B. R.; SINGH, R. K.; HANDA, A. K. RAO, M. A. Chemistry and uses of Pectin
— A Review. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, v. 37, p. 47-73, 1997.
THIES, C. MICROCAPSULES. In: EDITOR-IN-CHIEF: BENJAMIN, C. (Ed.).
Encyclopedia of Food Sciences and Nutrition (Second Edition). Oxford: Academic Press,
2003. p. 3892-3903.
TOLSTOGUZOV, V. B. Protein-Polysaccharide Interactions. In: DAMODARAN, S.;
PARAF. Food Proteins and Their Applications. New York, Marcel Dekker, 1997, p.171-198.
TONON, R. V. Secagem por atomização do suco de açaí: Influência das variáveis de
processo, qualidade e estabilidade do produto. 2009.242 f. Doutorado (Doutorado em
Engenharia de Alimentos) – Faculdade de Engenharia de Alimentos, Departamento de
Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Campinas, Campinas – SP.
TONON, R. V.; BRABET, C.; HUBINGER, M. D. Anthocyanin stability and antioxidant
activity of spray-dried acai (Euterpe oleracea Mart.) juice produced with different carrier
agents. Food Research International, v. 43, p. 907–914, 2010.
TONON, R. V.; BRABET, C.; HUBINGER, M. D. Influência da temperatura do ar de
secagem e da concentração de agente carreador sobre as propriedades físico-químicas do suco
de açaí em pó. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 29 (2), p. 444-450, 2009.
TONON, R. V.; BARONI, A. F.; BRABET, C.; GILBERT, O.; PALLET, D.; HUBINGER,
M. D. Water sorption and glass transition temperature of spray dried acai (Euterpe oleracea
Mart.) juice. Journal of Food Engineering, v. 94, p.215-221, 2009a.
TONON, R. V.; BRABET, C.; PALLET, D.; BRAT, P.; HUBINGER, M. D.
Physicochemical and morphological characterization of acai (Euterpe oleraceae Mart.)
powder produced produced with different carrier agents. International Journal of Food
Science and Technology, v. 44, p.1950-1958, 2009b.
VALDUGA, E.; LIMA, L.; PRADO, R.; PADILHA, F. F.; TREICHEL, H. Extração,
secagem por atomização e microencapsulamento de antocianinas do bagaço da uva isabel
(Vitis labrusca). Ciência e Agrotecnologia, v. 32, n. 5, p. 1568 – 1574, 2008.
Referências Bibliográficas 166
VIEIRA, G. S.; CAVALCANTI, R. N.; MEIRELES, M. A. A.; HUBINGER, M. D. Chemical
and economic evaluation of natural antioxidant extracts obtained by ultrasound-assisted and
agitated bed extraction from jussara pulp (Euterpe edulis). Journal of Food Engineering, v.
119, p. 196 - 204, 2013.
VIEIRA, M. G. A.; SILVA, M. A.; SANTOS, L. O.; BEPPU, M. M. Natural-based
plasticizers and biopolymer films: A review. European Polymer Journal, v.47, p.254–263,
2011.
WANG, L.; YU, X.; XU, H.; AGUILAR, Z. P.; WEI, H. Effect of skim milk coated inulin-
alginate encapsulation beads on viability and gene expression of Lactobacillus plantarum
during freeze-drying. LWT – Food Science and Technology, v. 68, p. 8-13, 2016.
WATERHOUSE, A. L. Determination of Total Phenolics. In: WROLSTAD, R. E., et al (Ed.).
Current Protocols in Food Analytical Chemistry: John Wiley and Sons, 2001. p.I1.1.1-
I1.1.8
Apêndice A 167
APÊNDICE A
Tabela 1 (APÊNDICE A): Concentração de antocianinas e compostos fenólicos nas
amostras produzidas com diferentes agentes carreadores.
Amostras Concentração
Antocianinas*
Fenólicos**
MD 10 DE 6,10 ± 0,40 16,65 ± 0,45
MD 20 DE 7,48 ± 0,08 15,85 ± 0,50
MD 30 DE 7,60 ± 0,17 16,52 ± 0,25
GA 6,30 ± 0,48 17,16 ± 0,53
MD 10 DE: GA (25%:75%) 6,71 ± 0,59 16,83 ± 0,85
MD 10 DE: GA (50%:50%) 6,97 ± 0,50 16,17 ± 1,10
MD 10 DE: GA (75%:25%) 7,42 ± 0,12 16,21 ± 0,88 *mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g de partícula seca.
** mg de ácido gálico equivalente/g de partícula seca.
Apêndice B 168
APÊNDICE B
Figura 1 (APÊNDICE B): Estabilidade do extrato de juçara (diluído em água destilada 10 %
v/v) em diferentes valores de pH e ajustado com HCl ou NaOH de acordo com o valor de pH
desejado.
Tabela 1 (APÊNDICE B): Parâmetros L*, a* e b* para o extrato de juçara em diferentes
valores de pH.
Valores de pH Parâmetros de cor
L* a* b*
1,0 1,14 ± 0,10 4,10 ± 0,19 1,37 ± 0,06
2,0 0,98 ± 0,04 3,67 ± 0,15 1,20 ± 0,10
3,0 1,50 ± 0,13 4,05 ± 0,40 1,43 ± 0,11
4,0 0,87 ± 0,05 2,69 ± 0,08 0,89 ± 0,09
5,0 1,21 ± 0,15 2,50 ± 0,14 0,98 ± 0,10
6,0 0,78 ± 0,06 1,55 ± 0,12 0,75 ± 0,04
7,0 0,67 ± 0,04 0,84 ± 0,05 0,81 ± 0,06
8,0 0,71 ± 0,06 0,51 ± 0,04 0,62 ± 0,03
9,0 0,49 ± 0,03 0,47 ± 0,05 0,63 ± 0,04
pH 1,0 pH 2,0 pH 3,0 pH 4,0 pH 5,0 pH 6,0 pH 7,0 pH 8,0 pH 9,0
Apêndice C 169
APÊNDICE C
Publicações durante o doutorado
Artigos completos publicados:
CARVALHO, A. G. S.; COSTA, M. T. M.; SILVA, V. M.; SARTORATTO, A.;
RODRIGUES, R. A. F.; HUBINGER, M. D. Physical properties and morphology of spray
dried microparticles containing anthocyanins of jussara (Euterpe edulis Martius) extract.
Powder Technology, v.294, p. 421-428, 2016.
NOELLO, C.; CARVALHO, A. G. S.; SILVA, V. M.; HUBINGER, M. D. Spray dried
microparticles of chia oil using emulsion stabilized by whey protein concentrate and pectin by
electrostatic deposition. Food Research International, v.89, p.549-557, 2016.
Trabalhos completos:
DELFINI, F. T.; CARVALHO, A. G. S.; CUNHA, R. L.; HUBINGER, M.
D. Microencpasulação por spray drying de óleo da semente de maracujá homogeneizado por
ultrassom e rotor-estator. In: XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2016,
Fortaleza. XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2016.
BRETERNITZ, N. R.; CRUZ, G. C.; CARVALHO, A. G. S.; HUBINGER, M. D. Cinética
de aglomeração em leito fluidizado de micropartículas de hidrolisado proteico de carne de
mexilhão visando à melhoria da solubilidade. In: XXI Congresso Brasileiro de Engenharia
Química, 2016, Fortaleza. XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2016.
Resumos expandidos publicados em anais de congressos:
CARVALHO, A. G. S.; PIVA, G. G.; HUBINGER, M. D. Microencapsulation by spray
drying of extract obtained from jussara pulp. In: 2nd Latin-America Symposium on
Encapsulation, 2014, João Pessoa - Paraíba. Livro de Resumos do 2nd Latin-America
Symposium on Encapsulation, 2014.
Apêndice C 170
Resumos publicados em anais de congressos:
CARVALHO, A. G. S.; MACHADO, M. T. C.; SILVA, V. M.; ORIANI, V. B.;
HUBINGER, M. D. Influence of Carrier Agents on the Physical Properties and Morphology
of Spray Dried Microparticles of Jussara (Euterpe Edulis Martius) Extract. In: IFT Annual
Meeting & Food Expo, 2016, Chicago.
ORIANI, V. B.; ALVIM, I. D.; CONSOLI, L.; CARVALHO, A. G. S.; HUBINGER, M. D.
The Use of Stearic Acid and Palm Fat for the Production of Lipid Microparticles Containing
Ginger Oleoresin. In: IFT Annual Meeting & Food Expo, 2016, Chicago.
NOELLO, C.; CARVALHO, A. G. S.; SILVA, V. M.; HUBINGER, M. D. Multilayer
Emulsions of Chia Oil Stabilized by Whey Protein/Pectin Microencapsulated by a Spray
Dryer. In: IFT Annual Meeting & Food Expo, 2016, Chicago.
PIVA, G. G.; CARVALHO, A. G. S.; HUBINGER, M. D. Microencapsulation of Jussara
Extract Rich in Anthocyanins by Spray Drying. In: XXIII Congresso de Iniciação Científica
da UNICAMP, 2015, Campinas.
CARVALHO, A. G. S.; SILVA, V. M.; ORIANI, V. B.; HUBINGER, M. D. Caracterização
de emulsões produzidas por óleo de café verde e estabilizadas por lecitina-quitosana. In: III
Congresso Brasileiro de Reologia, 2015, Campinas.
ORIANI, V. B.; CARVALHO, A. G. S.; CHIUMARELLI, M.; HUBINGER, M. D.
Propriedades físicas de cobertura comestível com óleo essencial para aplicação em fatias de
maçãs. In: III Congresso Brasileiro de Reologia, 2015, Campinas. Anais do III Congresso
Brasileiro de Reologia, 2015.
Apêndice C 171
Atividades Acadêmicas
Participação em cursos
Participação no curso ―Concentration, Crystallization, Spray drying & Rehydration: Effect on
dairy‖, com carga horária de 12h, realizado na Faculdade de Engenharia de Alimentos
(FEA/UNICAMP) em Campinas (SP), 2016.
Participação no curso ―Caracterização reológica de alimentos: emulsões, géis e suspensões‖,
com carga horária de 3h, realizado na Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP) em
Campinas (SP), 2015.
Participação no curso ―Encapsulação de Compostos Bioativos‖, com carga horária de 20h,
realizado na Universidade Federal da Paraíba (UFPB) em João Pessoa (PB), 2014.
Participação em eventos científicos
Participação do XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química (COBEQ), realizado em
setembro de 2016 em Fortaleza (CE).
Participação do III Congresso Brasileiro de Reologia, realizado na Universidade Estadual de
Campinas (UNICAMP) em maio de 2015 em Campinas (SP).
Participação do IFT Annual Meeting & Food Expo, realizado em julho de 2016 em Chicago
(IL).
Participação do 2nd Latin-America Symposium on Encapsulation, realizado na Universidade
Federal da Paraíba (UFPB) em novembro de 2014 em João Pessoa (PB).
Avaliadora de trabalhos científicos inscritos na área de Tecnológicas dos Congressos de
Iniciação de Científica da UNICAMP, realizados nos anos de 2014, 2015 e 2016 em
Campinas (SP).
Estágio de capacitação docente
Programa de estágio docente (PED C) nas disciplinas ―Formulação e Avaliação de Projetos e
Projeto Industrial - TA832 e TA932‖ oferecidas para o curso de Engenharia de Alimentos da
Faculdade de Engenharia de Alimentos da UNICAMP, realizado no primeiro e segundo
semestre de 2013.
Apêndice C 172
Coorientação de aluno de iniciação científica
Coorientação da aluna Giovana Girardi Piva da graduação em Engenharia de Alimentos no
projeto de iniciação científica intitulado ―Microencapsulação por spray drying de extrato de
juçara rico em antocianinas‖, no período de agosto de 2014 a agosto de 2015.
Elaboração de relatório de projeto
Auxílio na elaboração do relatório final do projeto ―Microencapsulação de óleos por spray
drying: influência das propriedades da emulsão e do tipo de material de parede sobre a
qualidade e estabilidade das micropartículas‖. Edital CNPq n° 14/2010 - Número do Processo
474107/2010-8, apresentado em dezembro de 2013.
Elaboração de projeto
Auxílio na elaboração do projeto ―Microencapsulação por Spray Drying, Spray Chilling e
Gelificação Iônica de compostos bioativos presentes em matrizes vegetais‖, edital Universal
CNPq (449506/2014-2) com aprovação em 2014.
Apêndice D 173
APÊNDICE D
Apêndice D 174
APÊNDICE D
Aguardando definição do sistema SISGEN
―O Grupo de Trabalho aguarda, ainda, a implementação do Sistema Nacional de Gestão do
Patrimônio Genético e do Conhecimento Tradicional Associado – SisGen, sistema eletrônico
a ser implementado, mantido e operacionalizado pela Secretaria-Executiva do CGen para o
gerenciamento dos cadastros e das autorizações, para intensificação da divulgação dos
procedimentos a serem observados pela comunidade universitária em relação à
adequação/regularização das atividades de pesquisa envolvidas com o patrimônio genético.‖
Texto: Dra. Glyn Figueira
[Texto disponível em: https://www.prp.unicamp.br/pt-br/noticias/reformulacao-do-site-do-
patgen. Acesso em: 05/04/2017]