Kladine Monique Fernandes

DIAGNÓSTICO DE INFECÇÃO PELO Vírus da

leucemia felina (FeLV): IMPLICAÇÕES NA

PRÁTICA CLÍNICA

São Paulo/SP 2015

Kladine Monique Fernandes

DIAGNÓSTICO DE INFECÇÃO PELO Vírus da

leucemia felina (FeLV): IMPLICAÇÕES NA

PRÁTICA CLÍNICA

Monografia apresentada como requisito

para conclusão do Curso de Pós-Graduação,

Especialização em Clínica Médica de

Felinos, do Centro de Estudos Superiores

de Maceió, da Fundação Educacional

Jayme de Altavila, orientada pela Dra.

Claudia Filoni.

São Paulo/SP 2015

Agradecimento

Ao Sérgio Cundari Jr , meu esposo, pela paciência em me ouvir em todos os momentos

em que precisei e que sempre me incentivou em todos os momentos difíceis desta

caminhada.

A amiga Heloísa Faria e seu esposo Gabriel, que gentilmente me concediam seu

apartamento para que eu pudesse desfrutar das aulas.

À Professora Doutora Claudia Filoni, por ter aceitado orientar este trabalho. Obrigada

pela paciência e disponibilidade de contribuir com minha evolução. A você minha

eterna admiração, gratidão e carinho.

Lista de Abreviaturas: siglas, símbolos e acrônimos

DNA ácido desoxirribonucleico

RNA ácido ribonucleico

mRNA RNA mensageiro

ELISA enzyme linked immunosorbent assay (ensaio imunossorvente ligado a enzima)

FeLV Vírus da leucemia felina

enFeLV FeLV endógeno

IFA imunofluorescência indireta

gp glicoproteína

MuLV Vírus da leucemia murina

PCR polymerase chain reaction (reação em cadeia da polimerase)

RT-PCR reverse transcription PCR (PCR precedida pela transcrição reversa)

SUMÁRIO

1.0 Introdução ................................................................................................. 1

2.0 Agente Etiológico ..................................................................................... 1

3.0 Patogenia ................................................................................................... 3

4.0 Epizootiologia ........................................................................................... 5

4.1Distribuição e Prevalência ........................................................................... 5

4.2 Transmissão ................................................................................................ 6

5.0 Sinais Clínicos .......................................................................................... 6

6.0 Diagnóstico ............................................................................................... 8

7.0 Vacinação ................................................................................................. 12

8.0 Considerações finais ................................................................................. 12

Referências ....................................................................................................... 14

RESUMO

O Vírus da leucemia felina (FeLV) foi isolado no ano de 1964 por Willian Jarrett e sua

equipe, no momento em que pesquisavam a origem de linfomas em gatos domésticos

em um abrigo de felinos na Escócia. O FeLV pertence à família Retroviridae, gênero

Gammaretrovirus. É de suma importância na medicina veterinária, por acometer felinos

domésticos e selvagens e devido estar envolvido com diversas alterações hematológicas,

imunossupressão e diversas doenças neoplásicas. A frequência de ocorrência de

infecção está associada a determinados fatores de risco e medidas de controle e

profilaxia. O meio mais comum de transmissão é o contato oronasal entre felinos sadios

e portadores assintomáticos, que fazem a eliminação viral durante anos. Este vírus

acarreta imunossupressão, doenças imunomediadas ou mesmo neoplasias. Uma

característica que diferencia os retrovírus dos demais vírus é que possuem a capacidade

de sintetizar uma DNA (ácido desoxirribonucleico) a partir de um genoma que é

constituído por RNA (ácido ribonucleico), por meio de um processo denominado

transcrição reversa mediado por uma enzima de mesmo nome. O gênero possui vírus

endógenos e exógenos. Podem ser classificados de acordo com as quantidades de

espécies que podem infectar e também de acordo com os receptores para essa espécie de

vírus. A classificação da infecção viral e suas fases levam em conta o tipo de resposta

imunitária, carga infectante e genética do hospedeiro e são denominadas de infecção

regressiva, infecção progressiva, infecção latente e infecção atípica. Diversos fatores

como idade, carga viral, subtipo viral, via de exposição ao vírus, estado imunitário do

animal e a presença de doenças concomitantes, podem influenciar na via como o FeLV

progride. A prevalência do FeLV e das doenças associadas estão diminuindo desde os

anos 1980 nos países que adotaram programas que têm por finalidade o diagnóstico e a

prevenção, mesmo sendo considerada uma doença infecto contagiosa entre os felinos. O

FeLV é uma infecção comum na rotina clínica de felinos, porém pouco diagnosticada.

O diagnóstico correto e confiável se torna extremamente importante na rotina, uma vez

que o diagnóstico laboratorial é a única forma de diagnóstico da infecção, que causa

sinais clínicos muito inespecíficos e também por questões sanitárias, pois muitos

animais progressores ou mesmo regressores podem estar atuando como fontes de

infecção para os demais animais de maneira totalmente inaparente. A importância dos

testes é que demonstrem eficácia, acurácia, facilidade de execução e tempo de

realização para de que meios efetivos possam ser utilizados com intuito de prevenir a

disseminação da doença, sendo usados para identificação e o isolamento de animais

infectados.

Palavras-chave: Medicina felina. Doenças Infecciosas. FeLV. Retrovírus. Diagnóstico

1

1.0 INTRODUÇÃO

O Vírus da leucemia felina(FeLV) foi isolado no ano de 1964 por Willian Jarrett

e sua equipe, no momento em que pesquisavam a origem de linfomas em gatos

domésticos em um abrigo de felinos na Escócia (Hardy et al. 1976). O FeLV pertence à

família Retroviridae, gênero Gammaretrovirus. É de suma importância na medicina

veterinária, por acometer felinos domésticos e selvagens e devido estar envolvido com

diversas alterações hematológicas, imunossupressão e diversas doenças neoplásicas.

O FeLV se encontra atualmente disseminado ao redor do mundo. A frequência

de ocorrência de infecção está associada a determinados fatores de risco e medidas de

controle e profilaxia. O meio mais comum de transmissão é o contato oronasal entre

felinos sadios e portadores assintomáticos, que fazem a eliminação viral durante anos.

Por este motivo, ambientes que possuem alta densidade populacional favorecem a

disseminação do vírus. Outros fatores como sexo, faixa etária, acesso à rua e origem

estão fortemente associados ao FeLV.Felinos jovens até cinco anos estão mais

predispostos à infecção. Gatos machos que possuem acesso livre às ruas apresentam

riscos maiores de se infectarem se comparados com os s que vivem confinados em casa.

Parece não haver predisposição racial. Este vírus consegue acarretar em

imunossupressão, doenças imunomediadas ou mesmo neoplasias e por este motivo é

que este retrovírus possui grande relevância na Medicina Veterinária (HARBOUR et

al., 2004; WISE & CARTER, 2005; DUNHAM & GRAHAM, 2008; LAIRMORE,

2011).O diagnóstico para a infecção pelo FeLV é fundamental para o controle da

doença.O objetivos deste trabalho foram rever os métodos empregados para a

finalidade diagnóstica de FeLV e relatar sobre as implicações da utilização destas

técnicas para uma correta interpretação e classificação das diferentes fases da infecção

do FeLV em gatos domésticos.

2.0 AGENTE ETIOLÓGICO

O Vírus da leucemia felina (FeLV) foi descrito e observado através de

microscopia eletrônica no ano de 1964 por Willian Jarrett ao encontrar partículas virais

que estavam conectadas a membrana de linfoblastos de um gato que continha linfoma

(JARRET et al., 1964). O FeLV pertence ao gênero Gammaretrovirus, família

Retroviridae.

Uma característica que diferencia os retrovírus dos demais vírus é que possuem

a capacidade de sintetizar uma DNA (ácido desoxirribonucleico) a partir de um genoma

que é constituído por RNA (ácido ribonucleico), por meio de um processo denominado

2

transcrição reversa mediado por uma enzima de mesmo nome (WISE & CARTER,

2005; DUNHAM & GRAHAM, 2008; LAIRMORE, 2011). Os retrovírus possuem

genomas diplóides, constituídos por duas cópias de uma cadeia simples de RNA

(ssRNA). Quando ocorre a transcrição reversa, o RNA é convertida em DNA de filta

dupla (dsDNA) que se integra ao genoma celular da célula hospedeira através de uma

enzima denominada integrase. Isso resultano chamado provírus,que será essencial para

a replicação viral. O provírus possui sequências que se repetem nas extremidades 5' e 3'

das fitas, cuja função é regulatória e de controle da expressão dos genes virais (long

terminal repeat - LTR) (HARTMANN, 2006). O provírus pode permanecer latente

(através da ativação e inativação de genes específicos) ou ser transcrito em RNA

mensageiro (mRNA) viral. A partir destes mRNAs, novos vírus serão sintetizados e

depois liberados da célula. Ocorre um grande número de mutações durante a replicação

do genoma viral. Estes vírus podem apresentar grande diversidade genética e por este

motivo também escapar da ação do sistema imunológico do hospedeiro (HARBOUR et

al., 2004; WISE & CARTER, 2005; DUNHAM & GRAHAM, 2008; LAIRMORE,

2011).

O gênero possui vírus endógenos e exógenos. Podem ser classificados de acordo

com as quantidades de espécies que podem infectar e também de acordo com os

receptores para essa espécie de vírus. (LAIRMORE, 2011).Possuem além da forma

exógena, asformas endógenas, como o enFeLV e o RD 114.Postula-se que enFeLV teria

tido origem em um evento ocorrido a centenas de anos com a integração do Vírus da

leucemia murina(MuLV) em células germinativas de um gato doméstico, após a

ingestão de camundongos ratos infectados. Após este acontecimento, todos os

descendentes desta linhagem teriam herdado o enFeLV. Porém, seu genoma é muito

incompleto e não possui a capacidade de se replicar de forma independente no

hospedeiro (LUTZ, et al., 2009; COSTA & NORSWORTHY, 2011; WILLETT & HOSIE,

2013).

O FeLV possui estrutura genômica composta pelos genes pol, gag e env. O gene

env faz a codificação das proteínas presentes no envelope viral, como a glicoproteína

70(gp70) e a proteína transmembrana 15E (p15E). A gp70 possui extrema relevância

por determinar o grau de patogenicidade do vírus e seu tropismo A p15E é responsável

pela ligação da gp70 a membrana celular do hospedeiro. , causando imunossupressão,

anemia não regenerativa que é observada em gatos que apresentam infecção persistente.

O gene pol é o responsável pela transcriptase reversa e a integrasse. O gene gag é o

responsável pelas proteínas estruturais internas, como a proteína p27. que é a

responsável pela detecção das infecções pela FeLV, pois podem ser encontradas em

quantidades significativas no plasma e no citoplasma das células dos animais

infectados(HARDY JR et al., 1976; LAIRMORE, 2011; HARTMANN, 2012).

O vírus apresenta diversos mecanismos oncogênicos e que são nomeados

oncogenes virais (tais como o v-myc) e que possuem a capacidade de ativar os proto-

oncogenes do hospedeiro e contrariam a ação dos genes supressores de tumores,

induzindo a mutagênese devido à alteração na estrutura ou função dos genes envolvidos

na regulação do ciclo celular (COFFIN et al., 1997; LEE & REDDY, 1999).O FeLV

pode ser classificado em 4 subgrupos, como FeLV A,B,C e T e são classificados de

3

acordo com as diferenças no gene env e dos receptores localizados na entrada das

células hospedeiras (OVERBAUGH & BANGHAM, 2001).

O FeLVA é o único transmissível entre os felinos(JARRET, 1994). Este possui o

feTHTR1(feline high affinity thiamine transporter 1)que é uma proteína utilizada como

co-receptor para receptores de membrana hospedeira localizados em intestino delgado,

fígado, rins e tecidos linfóides (MENDOZA et al., 2006). O FeLV-A por estar presente

em diversos tecidos e células, possui vantagens sobre os demais subgrupos no que diz

respeito a transmissibilidade, podendo causar linfomas, porém pode gerar lesões leves

na ausência dos demais subgrupos ( MOSER et al., 1998).

O FeLV B é gerado a partir da recombinação entre FeLV A e as sequências

retrovirais endógenas. (JARRETT et al., 1973; HARTMANN, 2006).Partilha menor

identidade entre as sequências e geralmente está associado a linfomas(STEWART et

al., 1986). O mais patogênico é o subgrupo C, por causar anemia aplástica, surgindo a

partir de mutações no geneenvdo FeLV A ( HARDY et al.,1976).O FeLV T foi

reconhecido e isolado em felinos que desenvolveram imunodeficiência associada ao

FeLV e apresenta 96% de similaridade com o FeLV A, surgindo a partir de mutações na

sequência do gene env do FeLV-A(HARDY et al.,1976).

3.0 PATOGENIA

A classificação da infecção viral e suas fases levam em conta o tipo de resposta

imunitária, carga infectante e genética do hospedeiro e são denominadas de infecção

regressiva, infecção progressiva, infecção latente e infecção atípica (TORRES et al.,

2005). Diversos fatores como idade, carga viral, subtipo viral, via de exposição ao

vírus, estado imunitário do animal e a presença de doenças concomitantes, podem

influenciar na via como o FeLV progride (LAIRMORE,2011).

O FeLV penetra no organismo através da orofaringe, replicando-se nos tecidos

linfóides locais e linfonodos regionais (1ª etapa) infectando posteriormente monócitos

e linfócitos (2ª etapa), que são transportados posteriormente via sanguínea para a

medula óssea e outros órgãos linfóides como o timo, baço e linfonodos distantes

(3ªetapa), onde se replica nas células em mitose ( 4ª etapa). Entre 4-6 semanas depois,

o vírus difunde-se a partir destes locais pelo corpo através do plasma (5ª etapa) e

infecta células epiteliais de vários órgãos como as glândulas salivares, mucosa

nasal e orofaringe, de onde é posteriormente excretado através de fluidos corporais

como a saliva (6ª etapa). O tempo de incubação desde o momento em que começam

as alterações genéticas até que se desenvolvem de fato doenças associadas ao FeLV

varia entre 2-4 anos (HORZINEK et al., 2007; HARTMANN, 2012).

Este ciclo pode durar semanas a meses, apesar de poder ser interrompido

pelo sistema imunitário em qualquer altura. Se a infecção é debelada antes do vírus

infectar a medula óssea, o animal nunca entra em fase de viremia secundária e a

replicação do vírus é contida no organismo. Isto é possível quando o animal infectado

produz anticorpos contra a gp70, restringindo assim a replicação viral e a capacidade

4

do vírus de penetrar nas células do hospedeiro. Neste caso, ocorre uma infecção

regressiva com eliminação da infecção (KAHN, 2007; HARTMANN, 2012). Quando

ocorre uma resposta imunitária mais tardia, ocorrerá uma viremia transitória que

poderá durar semanas ou meses. Estes animais raramente excretam o vírus e

ocasionalmente não desenvolvem sinais clínicos associados a doença, o que se torna

possível na maioria dos casos eliminar a infecção. O vírus se encontra sob a forma

proviral ( PACITTI & JARRETT, 1985; LEVY J. , et al., 2008a; COSTA &

NORSWORTHY, 2011).

Em alguns casos em que a viremia secundária se completa, ocorre a infecção

das células epiteliais de vários órgãos e com isto já não é mais possível que o sistema

imunológico consiga eliminar o vírus do organismo, acarretando uma viremia

persistente. Este tipo de infecção denomina-se infecção progressiva, na qual as seis

fases da infecção se encontram presentes (BORETTI, et al., 2004; HARTMANN,

2006).

Raríssimos são os casos em que os animais são parcialmente imunes ao FeLV

e a infecção permanece em locais específicos, como epitélio das glândulas salivares,

na qual não ocorre a excreção viral e os sintomas típicos da infecção pelo FeLV, o que

resulta em uma infecção atípica e que pode evoluir para infecção latente ou

progressiva. (PACITTI & JARRETT, 1985; HARTMANN, 2006). Quando os animais

consegue debelar a infecção pelo FeLV, apresentam altos níveis de anticorpos

antivirais específicos contra os componentes virais. Porém, não são todos os animais

que apresentam altos níveis de anticorpos. Os linfócitos citotóxicos T também

possuem papel importante na eliminação viral e aparecem antes dos anticorpos

neutralizantes. (FLYNN et al., 2002).

Apenas cerca de 30% dos animais desenvolvem viremia persistente com

infecção progressiva. Cerca de 40% dos animais infectados consegue desenvolver

anticorpos, desenvolvendo apenas a infecção regressiva com eliminação da

infecção e 28% dos animais desenvolve infecção regressiva com latência. Somente

5-10% dos animais desenvolvem infecção atípica (BARR, 1996; HARTMANN,

2006). Esses dados são controversos; incluir publicações de (HOFMANN-

LEHMANN, 2007, 2008)

Torres e colaboradores (2005), utilizaram a qPCR para quantificar o DNA

proviral nos estágios iniciais a avançados da infecção, comparando-se com dados já

existentes obtidos através do teste para o antígeno p27. Conforme os resultados, os

autores incluíram uma nova categoria para classificar as diferentes evoluções da

infecção ocasionadas pela FeLV. Animais que apresentaram resultados negativos em

presença de p27, mas positivos para o DNA proviral foram classificados como infecção

abortiva. Animais que constatados com p27 negativos, porém positivo para DNA

proviral, foram classificados como infecção regressiva. Animais que constataram p27

positivos com DNA proviral durante a segunda a quarta semana após a infecção, porem

com p27negativos e DNA positivos após a sexta semana, foram classificados como

infecção latente. Os animais que apresentavam p27 e DNA proviral positivos foram

classificados como infecção progressiva.

5

HOFMANN-LEHMANN et al. (2007,2008), empregando ensaios ainda mais

sensíveis, demonstraram resultados um pouco diferentes e classificaram os animais com

antigenemia indetectável ou transiente e níveis moderados de DNA proviral em

Infecção Regressiva. Já a Infecção Latente foi caracterizada como a presença de

antigenemia transiente, mas com níveis de DNA proviral indistinguíveis dos animais em

infecção regressiva.

De acordo com a interpretação proposta por Torres e colaboradores, os animais

que foram expostos a o FeLV, mas que não foi comprovada antigenemia, conseguiram

eliminar o vírus antes que ocorresse a integração no genoma do hospedeiro (infecção

abortiva), ou conseguiram reter a replicação viral, na qual foram mantidas células

infectadas não produtivas na circulação e em tecidos (infecção regressiva).Animais que

possuem a capacidade diminuída de conter a progressão da infecção somente

apresentaram antigenemia nas primeiras semanas e em níveis moderados(o que se

distingue de outros grupos) de DNA proviral (infecção latente). Células infectadas

estariam em latência, porém seriam potencialmente produtivas. A reativação seria mais

esperada neste caso. Animais incapazes de conter a progressão da infecção

demostrariam níveis mais elevados de p27 e DNA proviral no período superior até três

anos após a exposição (infecção progressiva) (TORRES et al., 2005).

4.0 EPIZOOTIOLOGIA

4.1 Distribuição e prevalência

A prevalência do FeLV e das doenças associadas estão diminuindo desde os

anos 1980 nos países que adotaram programas que têm por finalidade o diagnóstico e a

prevenção, mesmo sendo considerada uma doença infecto contagiosa entre os felinos.

(MEICHNER et al., 2012). O FeLV apresenta distribuição mundial e sua prevalência

é muito influenciada pela densidade populacional. A prevalência se torna muito

diferente entre gatos errantes e gatos domiciliados. Esta pode se manter uma constante

em gatos errantes, porém em uma casa em que apresentam inúmeros gatos e sem

quaisquer medidas de prevenção, poderão atingir valores relativamente elevados como

20% (LEVY J. K. et al., 2006; ETTINGER & FELDMAN., 2010).

Um estudo realizado na Polônia com 676 animais detectou que a prevalência de

FeLV no país é de 6,4%. Em um estudo realizado nos Estados Unidos com

18000 gatos testados, 2,3% obtiveram resultados positivos para FeLV (LEVY J. K. et

al., 2006; RYPUŁA et al., 2014). Em Portugal, estudos encontraram prevalência em

torno de 10%. (ROSADO, 2009; DUARTE, 2010; RODRIGUES, 2012). Dados

encontrados no Brasil apresentam muitas variações entre valores como 32,5% a 47,5%

de amostras positivas no estado de Minas Gerais e 38.3% no estado do Rio Grande do

Sul ( SOUZA.,2002, TEIXEIRA., 2007,COELHO et al., 2008.). As diferenças podem

ser variadas tanto pelas diferenças entre os estudos e técnicas empregadas para o

diagnóstico, como pelos diferentes grupamentos dos animais, uma vez que felinos que

possuem acesso à rua tendem a ter probabilidades muito maiores de adquirir o vírus

6

aos que possuem acesso restrito (MEINERZ et al., 2010).Estudos conduzidos por

(COELHO et al.,2008), detectou uma elevada porcentagem de animais positivos,

usando o emprego de métodos diagnósticos de maior sensibilidade em uma faz e em

que os demais testes não detectavam.

4.2 Transmissão

O vírus se faz presente em secreções de animais infectados, tais como a

saliva, secreções nasais, fezes e leite. A transmissão ocorre de forma horizontal

através da via oronasal, apesar de também poder ocorrer através de mordidas. A

transmissão vertical durante a gravidez também é possível, apesar de geralmente

resultar em morte embrionária e fetal. Os gatinhos, quando sobrevivem, nascem

infectados e morrem rapidamente. Quando a fêmea apresenta infecção regressiva com

latência é pouco provável que transmita o vírus à ninhada, apesar de alguns

gatinhos poderem ser virêmicos após o nascimento. Este fato deve-se ao fato de

o vírus poder manter-se latente na glândula mamária até ao desenvolvimento da

mesma no período final da gravidez. Filhotes de gatas que tenham tido uma

infecção regressiva e conseguiram a eliminação da infecção adquirem anticorpos

que lhes conferem imunidade durante 2-3 meses (HARDY JR et al., 1976;

PACITTI et al., 1986).

5.0 SINAIS CLÍNICOS

O FeLV pode provocar doenças muito variáveis entre si, sendo que a maioria

dos casos são potencialmente fatais. As mais comuns são os linfomas , leucemias

mielóides e linfóides, anemia, imunossupressão, enterite, supressão da medula óssea e

desordens reprodutivas (LUTZ et al., 2009). Outros sinais clínicos como anisocoria,

midríase, síndrome de Horner, incontinência, vocalização anormal, hiperestesia,

paresia e paralisia são comuns em gatos infectados com FeLV. Doenças neurológicas

podem estar associadas a linfoma do sistema nervoso central ou a infecções ligadas

diretamente ao vírus. (DOW & HOOVER, 1992; CARMICHAEl et al., 2002).

Os sinais clínicos de FeLV podem se desenvolver em animais persistentemente

infectados. Poder ocorrer em gatos de qualquer idade. Afeta geralmente animais com

cerca de 2-4 anos de idade, uma vez que a maior parte é infectada durante as primeiras

semanas de vida, na qual os animais jovens são mais susceptíveis (LUTZ et al.,

2009).Algumas proteínas virais podem ser diretamente imunossupressoras, como a

p15E, que possui ação direta na interleucina 2,bloqueando a maturação dos linfócitos.

O FeLV atrapalha uma grande variedade de leucócitos, acarretando neutropenia e

alterações na função dos neutrófilos e linfopenia com perda de linfócitos CD4+ e

CD8+ e atrofia do timo (LAFRADO et al., 1987; MEHROTRA et al., 2003).Os

animais infectados que se tornam imunodeprimidos, independentemente de exibirem

sinais evidentes ou não, podem ter diminuição do número de anticorpos e atrasos na

resposta imune. Assim sendo, os gatos se tornam susceptíveis a microrganismos a que

normalmente seriam resistentes, tais como Salmonella spp, e têm uma resposta mais

7

exacerbada a microrganismos como Mycoplasma haemofelis e Cryptococcus spp.

Também podem demonstrar sinais clínicos de doenças crônicas como estomatite ou

gengivite crônica, o que torna mais difícil tratar doenças simples como abcessos, uma

vez que estes têm tendência à recorrência devido à imunossupressão (TENORIO et

al., 1991; LUTZ et al., 2009; SHALEV et al., 2009).

Os animais infectados podem desenvolver diversos tipos de anemia, sendo a

maioria do tipo não regenerativa. As anemias regenerativas são raras e ocorrem

devido asinfecções secundárias, como por Mycoplasma haemofelis, por exemplo,

ou a processos imunomediados que acarretam na hemólise dos eritrócitos. A causa

mais comum de anemia não regenerativa é a hipoplasia eritróide, uma doença

degenerativa e fatal. O vírus acarreta aplasia eritrocitária ou pancitopenia, o que a tem

como consequência o impedimento e a diferenciação dos precursores dos eritrócitos

na medula óssea, o que resulta em uma anemia macrocítica. (KOCIBA, 1986;

QUIGLEY et al., 2000).Também pode ocorrer o surgimento da mielodisplasia

associada ao aparecimento de anemia não regenerativa e as anomalias que ocorrem

no processo de maturação celular na medula óssea. Nestes casos também é comum

ocorrer mielofibrose, granulopenia e trombocitopenia. A partir do momento que as

células blásticas apresentarem níveis inferiores a 30% da medula óssea, leva ao

desenvolvimento a da leucemia, e que tem progressão para este estado em semanas a

meses após o diagnóstico de mielodisplasia (CARMICHAEL et al., 2002; LEVY et

al., 2006b; LUTZ et al., 2009).Também poderá ocorrer anemias hemolíticas,

glomerulonefrites e poliartrites, situações que podem ser desencadeadas pela

deposição de complexos antígeno-anticorpo em diversos locais do organismo,

juntamente com a diminuição da atividade das célula supressoras T, que são as

responsáveis pela regulação do sistema imune (COHN, 2006; LUTZ et al., 2009).

As leucemias associadas ao FeLV podem afetar diversas linhagens medulares ,

como os elementos eritróides (eritroleucemia, reticuloendoteliose), mielóides,

leucemias granulociticas ( monocíticas ou mielomonociticas) ou megacariócitos.

(CARMICHAEL et al., 2002; LEVY et al., 2006b; LUTZ ET AL., 2009).A leucemia

linfoblástica aguda se caracteriza por infiltração da medula óssea (e possivelmente

outros órgãos) por linfoblastos, e esta muitas vezes acompanhada de anemias e

presença de blastos na circulação. A maioria dos animais com leucemia linfoblástica

aguda são FeLV positivos. Por outra vertente, a leucemia linfocítica crônica não

está associada ao FeLV. Ainda existe a probabilidade de ocorrer mielofibrose, que é

uma proliferação de fibroblastos que resultam em osteosclerose medular

(CARMICHAEl et al., 2002; LEVY et al., 2006b; LUTZ ET AL., 2009).

Os linfomas induzidos pelo FeLV estão entre os tumores mais comuns

nos gato (cerca de 70% de todos os linfomas), tendo os animais afetados por

vezes maior probalidade de desenvolver este tipo de tumor do que os animais

saudáveis. Os diferentes tipos de linfoma são classificados de acordo com as suas

localizações mais frequentes, sendo reconhecidas quatro formas: a forma tímica ou

mediastínica, a mais comum em gatinhos; a forma alimentar, onde as células tumorais

estão relacionadas ao trato gastrointestinal e que pode ocorrer em animais mais

idosos; a forma multicêntrica ou periférica, que afeta os linfonodos; a forma atípica,

8

também conhecida como extranodal, em que os tumores estão associados aos rins, à

pele, olhos ou ao sistema nervoso. Estes tumores afetam diretamente os linfócitos

T. Independente da sua localização, o seu aspecto é semelhante, e podem

apresentar lesões de tamanho variáveis, firmes e homogêneas, sendo compostas por

linfócitos neoplásicos (BORETTI et al., 2004; LOUWERENS et al., 2005; FUJINO et

al., 2008; MOCHIZUKI et al., 2011; STÜTZER et al., 2011).A linfoadenopatia

periférica também está associada ao FeLV, mesmo sendo benigna é muitas vezes

confundida com linfoma. Outras alterações como doençashepáticas degenerativas e

inflamatórias e enterite crônica, estão associadas à degeneração do epitélio intestinal

e necrose em criptas intestinais, também estão associadas ao FeLV(COHN, 2006;

LUTZ et al., 2009).

6.0 DIAGNÓSTICO

Os testes diagnósticos de infecção pelo FeLV eram realizados mediante

detecção de antigenemia, com a detecção de antígenos p27 extracelulares por ELISA

(LUTZ, et al.,1983), antigenemia com detecção de antígenos intracelulares p27 pelo

teste de IFA ( HARDY, 1973) e através de detecção de viremia por isolamento no

cultivo celular (FISCHINGER et al., 1974).A cultura viral é realizada somente em

laboratórios de excelência, porém não aplicado na prática clínica. (HARTMANN,2006 ;

LEVY et al, 2008). Uma vez detectado vírus infectivos, o cultivo celular foi

considerado um teste definitivo, porém é pouco praticado na rotina pela sua

complexidade (LUTZ et al., 2009).

A importância dos testes é que demonstrem eficácia, acurácia, facilidade de

execução e tempo de realização para de que meios efetivos possam ser utilizados com

intuito de prevenir a disseminação da doença, sendo usados para identificação e o

isolamento de animais infectados(COUTO 1994). Os métodos sorológicos de

diagnóstico direto possuem maior acurácia (SPARKES, 2003; PINCHES et al., 2007),

uma vez que detectam antígenos e não anticorpos. (HARTMANN, 2012).É possível que

animais desenvolvam anticorpos contra o enFeLV, o que não significa que estão

infectados com o FeLV, gerando como resultado falso-positivos.

Os pioneiros nos testes ELISA que apareceram no mercado para o diagnóstico

de FeLVeram testes indiretos, porém não eram possíveis a distinção dos anticorpos

vacinais e maternais aos anticorpos virais e com isto muitos animais apresentavam

resultados falsos-positivos. E o fato de os anticorpos detectarem os virais e os não

virais, acarretavam em aumento de falso-positivos (FLYNN et al., 2002). Entretanto

pensa-se que o teste ELISA para a detecção de anticorpos específicos para a proteína

p15E, possam ter algum valor, por apresentar sensibilidade no valor mínimo de 77% e

especificidade de 85,6% e o fato de os animais vacinados apresentarem níveis mínimos

destes anticorpos, torna o teste capaz de distinguir animais naturalmente infectados de

9

animais vacinados, o que se torna impossível com outros teste de detecção indireta

(BOENZLI et al., 2014).

O exame de imunoflorescência direta baseia em informações em que animais

virêmicos possuem granulócitos, linfócitos e plaquetas com componentes do gene gag.

Estes podem ser detectados por anticorpos específicos através de esfregaços sanguíneos

(HARDY et al., 1973). Contudo, a imunofluorescência direta não é um exemplar exame

de triagem, devido a detecção dos antígenos intracelulares não coincidirem com o

aparecimento da p27 no soro ou no plasma (LUTZ ET AL., 1980).

Os testes de ELISA direto e imunofluorescência indireta (IFA) utilizam

anticorpos contra a p27, que é uma proteína que se encontra localizada no

nucleocapsídeo viral. O ELISA faz a detecção da p27, que se encontra localizada

solúvel no plasma, soro, lágrima e saliva. O teste ELISA possui alta sensibilidade por

detectar o vírus nos primeiros dias de infecção e animais que apresentam infecção

transitória e latente também podem ser analisados através deste método. Este teste é

muito utilizado na rotina clínica através de kits comercias.A IFA detecta a proteína em

leucócitos e plaquetas infectadas através de esfregaços de sangue periférico ou medula

óssea.

No ano de 1996,JACKSON e colaboradores propuseram que a reação em cadeia

da polimerase (PCR) seria um exame de maior sensibilidade, na qual detectaria o DNA

proviral nas amostras dos animais que continham sinais clínicos sugestivos da infecção

causado pelo FeLV, porém apresentavam resultado negativo para o antígeno p27. No

ano de 2001, HOFMANN-LEHMANN colaboradores realizaram uma técnica com

maior sensibilidade, especificidade e rendimento. Foi utilizada a PCR em tempo real ou

quantitativa (qPCR), para detectar DNA proviral. Resultados mostraram que 10% das

597 amostras negativas para ELISA foram positivas para o PCR; dois animais foram

infectados para o experimento e obtiveram como resultado negativo por ELISA e

positivo para o PCR,na primeira semana após infecção; alguns animais com

antigenemia transitória resultaram testaram positivos na PCR, mesmo após a eliminação

da antigenemia.

Os resultados sugerem novas interpretações e classificações, na qual implicam

em uma nova forma de detecção de FeLV cuja finalidade seja diagnóstico (LUTZ et al).

A American Association of Feline Practitioners (AAFP) e o European Advisor Board

on Cat Diseases (ABCD), recomendam que o diagnóstico de FeLV seja realizado

como teste de triagem para a detecção do antígeno via ELISA. Todo resultado positivo

que for confirmado com um segundo teste após um período de um mês para o antígeno

p27, deverá ser testado por PCR. O que se recomenda é que a PCR seja realizada em

laboratório de confiança pelo motivo que se consegue detectar o DNA proviral na

primeira semana de infecção. A detecção do antígeno p27 deverá ser empregado

juntamente com a PCR, uma vez que a presença do antígeno circulante pode ajudar a

estabelecer no prognóstico da infecção (LEVY et al.).

O teste ELISA faz a detecção da proteína de capsídeo p27 localizada no soro ou

no plasma, local em que é encontrado com abundancia em animais que se encontram

infectados. É classificado como bom detector de animais positivos a partir da quarta

semana após infecção. É um exame recomendado como exame de triagem (JARRET et

10

al., 1982; FLYNN et al., 2002; LEVY et al., 2008; LUTZ et al., 2009). É utilizado

por apresentar alta sensibilidade, especificidade e praticidade. O mais utilizado é o kit

comercial Snap™ Combo FeLV antigen/FIV antibody Test Kit (IDEXX Laboratories

Inc., Westbrook, Maine 04092, USA).É utilizado na rotina com a finalidade de detectar

a proteína p27 solúvel no sangue, soro ou plasma. O soro se torna a amostra mais

aconselhável para a utilização, por resultar poucos resultados falsos positivos e

negativos ( JARRET 1999). O p27 é encontrado no sangue de animais infectados no

período de um mês após a exposição. O teste apresenta anticorpos com epítopos

específicos para a p27 fixos em uma fase sólida.Este método apresenta especificidade

superior a 98% e sensibilidade de 90% (HARTMANN, 2012; KIM et al., 2014;

BOENZLI et al., 2014).

Podem existir diversos motivos para a ocorrência de falsos positivos e negativos

no teste ELISA. Animais que se apresentam em fase de regressão da infecção, poderão

demonstrar viremia transitória, com resultado positivo para o teste ELISA, porém se for

repetido determinados meses depois, o resultado já será negativo. O inverso poderá

ocorrer quando o animal apresentar uma infecção latente, o que não será possível a

detecção de antígenos na circulação. Os resultados poderão ser conflitantes durante

anos, até que ocorra a reativação viral (JARRETt & HOSIE, 2004). Em filhotes, o

aparecimento da viremia pode variar, recomendando-se a realização do teste. Na

maioria das vezes, o diagnóstico da infecção será baseado no histórico clínico e na

detecção dos antígenos, especialmente a proteína p27 em leucócitos, saliva, plasma e

soro (BARR, 1998).

Animais que apresentam resultados positivos para o ELISA podem estar

apresentando infecção transitória ou permanecerem infectados. Trinta por cento dos

felinos podem eliminar a p27 da circulação devido à infecção transitória ou estar por

desenvolveriam uma infecção latente. Felinos que apresentarem resultados positivos no

ELISA, porém não apresentarem sintomatologia para o FeLV, deverão ser testados

através de outros métodos de diagnóstico como a IFA, ou refazer o teste ELISA no

período superior a oito semanas para se determinar se a viremia é transitória ou

persistente (MEHL, 2001). O teste ELISA se torna o teste para triagem para felinos que

apresentam resultados positivos para FeLV, por apresentar resultado rápido e ser

altamente sensível, porém é ideal que se faça a confirmação do resultado através da

técnica de IFI, para afirmação se estão persistentemente virêmicos. Animais que

apresentarem resultados discordantes, deverão ser testados novamente após doze

semanas (BARR, 1998).

A IFA é indicada para confirmar a presença de antígenos do FeLV e podem ser

encontrados em leucócitos infectados, o que só ocorre após a viremia. Entretanto, pode

ser controversa devido à possibilidade de apresentar resultados falsos, sendo também

pouco acessível na rotina diagnóstica. (HARTMANN,2006; LEVY et al, 2008).A IFA

torna-se positiva após a infecção da medula óssea, ou seja, animais positivos na IFA são

geralmente virêmicos,porém este teste não é capaz de detectar animais no início da

infecção. Desta forma a IFA torna-se um teste confirmatório ou também como indicador

do prognóstico (HARTMAN, 2006)

11

Para casos de risco reduzido, assintomáticos ou discordantes, recomenda-se a

utilização do exame PCR, o que aumenta a sensibilidade de detecção para confirmar um

teste que contém o antígeno positivo.A PCR é o meio mais utilizado como teste

confirmatório na rotina do FeLV. Este não detecta antígenos virais, mas sequências

genéticas que estão inseridas em células infectadas (DNA proviral), sendo portanto

muito sensível e muito específica. Apresenta como desvantagem a necessidade de

laboratórios bem equipados. O teste permite a detecção do FeLV em culturas, sangue e

tecidos, tanto fresco ou fixados, no período de uma semana após a exposição do vírus

(LEVY et al, 2008). No caso de infecção latente, quando o vírus não se replica, os testes

convencionais que possuem como base a detecção do antígenos será negativo. Nesse

caso a PCR é o único exame capaz de detectar animais positivos para FeLV. Em muitos

animais, os antígenos virais não são detectados devido a ação do sistema imune, porém

o vírus estará inserido no genoma celular, podendo ser identificado pela PCR (

HARTMANN,2006).

A PCR não é capaz de distinguir entre FeLV endógeno e exógeno, porém

apresenta alta sensibilidade e especificidade. É muito utilizada nos casos em que os

resultados se apresentam discordantes e se mantém por vários meses com ELISA

positivo e IFA negativo ou quando o animal apresenta sintomas suspeitos de FeLV,

porém é antigeneticamente negativo. Apesar de utilizar sangue para o teste, também

pode-se utilizar medula óssea, amostras de tecido e até mesmo saliva. Estudos

comprovaram que entre 5 -10% dos animais que apresentaram resultados negativos nos

testes de detecção de antígenos, apresentaram positivos quando utilizada a técnica de

PCR (HOFMANN-LEHMANN et al., 2001; GOMES-KELLER et al., 2006;

CATTORI, et al., 2008; WILLI et al., 2008).

Além da detecção (PCR) e quantificação de provírus (qPCR), o RNA viral

também pode ser detectado e quantificado através da RT-PCR e RT-qPCR. As técnicas

para detecção e quantificação de RNApodem ser realizadas com amostras de sangue,

soro, saliva, fezes e outros tecidos e é muito útil, uma vez que é capaz de detectar o

vírus na ausência de células, ao contrário da PCR. A RT- PCR é extremamente

confiável em todos os tipos de infecção pela FeLV, exceto durante a fase latente,

devido neste caso não existir viremia e o vírus se encontrar presente no organismo

apenas como provírus (Lutz et al., 2009).

A American Association of FelinePractitioners (AAFP) (LEVY et al., 2008)

ressalta que o diagnóstico de FeLV pode ser realizado em testes de triagem pela

detecção de antígenos através do teste ELISA, sendo que todo resultado positivo seria

confirmado com um segundo teste no período de trinta dias para o antígeno p27 ou

DNA proviral por PCR. Porém, recomenda-se o emprego da PCR para o diagnóstico

conclusivo, pois detecta o DNA proviral na primeira semana após a infecção. A

detecção do antígeno p27 poderá ser empregado, associado à PCR, uma vez que a

presença do antígeno circulante pode ajudar a estabelecer o prognóstico da infecção.

(LUTZ et al.,2009).

12

7.0 VACINAÇÃO

Em se tratando da capacidade de os gatos domésticos conterem a infecção,

muitos investimentos foram realizados para o desenvolvimento de vacinas contra o

FeLV. Nos anos de 2001 e 2002, foi descoberto que animais expostos ao FeLV e que

apresentavam o quadro de infecção regressiva, continham o DNA proviral. Isso colocou

em dúvida a proteção imune que era induzida pelas vacinas contra o FeLV. No ano de

2005 foram avaliadas e eficácia das vacinas com o uso de qPCR. A vacina FEL O-Vax

Lv-K (Fort Dodge Animal Health) em relação a eficiência foi similar em relação a

encontrada nas demais, ocorrendo a detecção de DNA proviral nos animais

considerados protegidos pela vacina (TORRES,et al.; 2005).

HOFMANN LEHMANN e colaboradores (2005) realizaram uma pesquisa com

as vacinas Eurifel (Merial), e Fel-O-Vax Lv-K IV (Fort Dodge Animal Health) e no ano

de 2007 com a vacina Leucogen (Virbac) e detectaram DNA proviral e RNA viral na

totalidade de amostras de animais vacinados. Os animais foram acompanhados pelo

período de vinte e quatro meses e os resultados encontrados foram que o DNA proviral

foi detectado em todos os animais, na qual conclui-se que as vacinas não impediriam a

integração virale mínima replicação.A presença viral como era indetectável pelos

métodos tradicionais, em animais vacinados tornou-se importante para uma sólida

imunidade para uma constante indução de resposta específica (HOFMANN-

LEHMANN et al., 2006).No ano de 2010, TORRES e colaboradores avaliaram as

vacinas Fel-O-Vax Lv-K (Fort Dodge Animal Health) e FEVAXYN FeLV (Shering-

Plough Animal Health Corporation) e LEUKOCELL 2 (Pfizer Animal Health).

Somente as vacinas que eram compostas de vírus inativados, é que foram capazes de

induzir imunidade suficiente, com eficácia garantindo resistência a

antigenemia/viremia. Salienta-se que a vacina Fel-O-Vax Lv-K IV possui outros quatro

antígenos, e a mesma constituição de antígenos de FeLV.

8.0 CONSIDERAÇÕES FINAIS

O FeLV é uma infecção comum na rotina clínica de felinos, porém pouco

diagnosticada. Algumas limitações são encontradas para a realização do exame

diagnóstico devido limitações econômicas. O diagnóstico correto e confiável se torna

extremamente importante na rotina, uma vez que o diagnóstico laboratorial é a única

forma de diagnóstico da infecção, que causa sinais clínicos muito inespecíficos e

também por questões sanitárias, pois muitos animais progressores ou mesmo

regressores podem estar atuando como fontes de infecção para os demais animais de

maneira totalmente inaparente.

O mesmo deverá ser utilizado em determinadas ocasiões como, animais recém

adquiridos, como método de prevenção a exposição dos animais já existentes

(HARTMANN, 2004), animais recém adaptados, mesmo que seja o único animal na

13

residência até o momento, pois não se avalia até o momento de uma nova introdução de

um novo membro a família (HARTMANN, 2004), animais que coabitem com outros

em estado de infecção até o momento desconhecida (HARTMANN, 2004), animais que

foram recentemente a outros animais, independente se seu estado prévio tenha sido

negativo (HARTMANN, 2004), animais doentes, uma vez que o FeLV pode estar

associadas a diversas doenças (HARTMANN, et al, 2007).

É importante ressaltar que existem diversos métodos diagnósticos para detectar

infecção por FeLV em gatos domésticos, com especificidades e sensibilidades diversas.

Na maioria dos casos, por facilitar a rotina clínica, é comumente utilizado o teste

imunoenzimático comercial que faz a detecção da proteína viral p27 do capsídeo solúvel

no sangue. Entretanto, o mesmo não é capaz de identificar animais que estão

apresentando infecção latente quando não existe a ocorrência da transcrição viral.

Também apresentará resultados negativos se o animal se infectou muito recentemente

ou a replicação ainda está abaixo do limite de detecção do teste, mas o animal é

infectado. A IFA é importante para verificar se a infecção atingiu a medula óssea, pois

detecta o p27 dentro das células sanguíneas que foram geradas por células pluripotentes

da medula que albergam provírus ativos. Resultados negativos na IFA e positivos pelo

teste imunoenzimático comercial indicam que o animal está infectado, mas ainda não

houve acometimento da medula óssea.

Contudo, a PCR é o método mais fidedigno para diagnóstico confirmatório do

FeLV.O objetivo da PCR é amplificar sequências genômicas virais ou provirais. É mais

sensível, rápido, conveniente e a sua aplicabilidade para o diagnóstico excelente, uma

vez que sensibilidade e uma especificidade maiores, o que não acontece com os demais

testes sorológicos(ARJONA et al., 2007). Além disso, as recentes técnicas disponíveis

de qPCR podem não apenas dar o diagnóstico de infecção proviral ou viral, como a

PCR convencional já fazia, mas também quantificar as cargas provirais e virais,

fundamentais para auxiliar a classificar o animal em uma categoria de infecção como

também para monitorar a progressão da infecção no animal.

14

REFERÊNCIAS

Arjona, A., Barquero, N., Doménech, A., Tejerizo, G., Collado, V.M., Toural, C.,

Martín, D., & Gomez-Lucia, E. (2007). Evaluation of a novel nested PCR for the

routine diagnosisof feline leukemia virus (FeLV) and feline immunodeficiency virus

(FIV). Journal of Feline Medicine and Surgery. 9, 14-22.

Barr, M. (1996). FIV, FeLV, and FIPV: Interpretation and Misinterpretation of

Serological Test Results. Seminars in Veterinary Medicine and Surgery (Small Animal),

11, 144-153.

Barr, F. (1998). Feline Leukemia Virus. Journal of Small Animal Practice, 39, 41-43

Boenzli, E., Hadorn, M., Hartnack, S., Huder, J., Hofmann-Lehmann, R., & Lutz, H.

(2014). Detection of Antibodies to the Feline Leukemia Virus (FeLV) Transmembrane

Protein p15E: an Alternative Approach for Serological FeLV Diagnosis Based on

Antibodies to p15E. Journal of Clinical Microbiology, 10-19.

Boretti, F., Ossent, P., Bauer-Pham, K., Weibel, B., Meili, T., Cattori, V., . . . Hofmann-

Lehmann, R. (2004). Recurrence of feline leukemia virus (FeLV) and development of

fatal lymphoma concurrent with feline immunodeficiency virus (FIV) induced immune

suppression. 7ºInternational Feline Retrovirus Research Symposium. Pisa, Italy.

Bolin, L.L;Levy, L.S. Viral determinantes of FeLV infections and pathogenisis: lessons

learneds from analysis of a natural cohort viroses, v.3,p.1681-1681,2011.

Cattori, V., Tandon, R., Pepin, A., Lutz, H., & Hofmann-Lehmann, R. (2006). Rapid

detection of feline leukemia virus provirus integration into feline genomic DNA.

Molecular and Cellular probes, 20, 172-181.

Carmichael, K., Bienzle, D., & McDonnell, J. (2002). Feline leukemia virus associated

myelopathy in cats. Veterinary Pathology, 39, 536.

Coelho, F.M. Naturally occurring feline leukemia virussubgroup A and B

infections in urban domestic cats. Journalof General Virology, v.89, p.2799-2805,

2008

Coffin, J., Hughes, S., & Varmus, H. (1997). Oncogenesis. USA: Cold Spring

Harbor Laboratory Press

Cohn, L. A. (2006). Update on serologic testing for infectious disease in cats.

Proceedings of the International Congress of the Italian Association of Companion

Animal Veterinarians, (pp. 19-21). Rimini, Itália.

Costa, F. V., & Norsworthy, G. (2011). The Feline Patient (4ª Edição ed.). USA:

Blackwell Science Ltd.

15

Couto, C.G. Diagnostico e tratamento das doencas retrovirais em gatos. In: NELSON,

R.W; COUTO, C.G. Fundamentos de medicina interna de pequenos animais. Rio de

Janeiro: Guanabara-Koogan, p. 702-705. 1994.

Duarte, A., Castro, I., Fonseca, I., Almeida, V., Carvalho, L., Meireles, J., Fazendeiro,

M., Tavares, L.,Vaz, Y. (2010). Survey of infectious and parasitic diseases in stray cats

at the Lisbon Metropolitan Area, Portugal. Journal of Feline Medicine and Surgery, 12,

441-446

Dow, S., & Hoover, E. (1992). Neurologic disease associated with feline retroviral

infection. Current veterinary therapy, 1010.

Dunham, S., & Graham, E. (2008). Retroviral infections of small animals. Veterinary

Clinics of North America: Small Animal Practice, 38, 879-901

Ettinger, S., & Feldman, E. (2010). Textbook of Veterinary Internal Medicine (7ª

Edição ed.). St. Louis, USA: Elsevie

Fischinger, P.J. et al. Simple, quantitative assay for both xenotropic murine leukemia

and ecotropic feline leukemia viruses. Journal of Virology, v.14, n.1, p.177-179, 1974.

Fujino, Y., Ohno, K., & Tsujimoto, H. (2008). Molecular pathogenesis of feline

leukemia virus-induced malignancies: insertional mutagenesis. Veterinary Immunology

and Immunopathology, 123, 138.

Flynn, J., Dunham, S., Watson, V., & Jarrett, O. (2002). Longitudinal analysis of feline

leukemia virusspecific cytotoxic T lymphocytes: correlation with recovery from

infection. Journal of

Virology, 76, 2306-2315.

Gomes-Keller, M., Gonczi, E., & Tandon, R. (2006). Detection of feline leukemia virus

RNA in saliva

from naturally infected cats and correlation of PCR results with those of current

diagnostic

methods. Journal of Clinical Microbiology, 44, 916-922.

Gunson, R.N. et al. Practical experience of high throughput real time PCR in routine

diagnostic virology setting.Journal of Clinical Virology, v.35, p.355-367, 2006.

Disponível em: <http://www.elsevier.com/locate/jev>. Acesso em: 10 de janeiro de

2015. doi: 10.1016/j.jcv.2005.12.006.

Hardy Jr, W., Hess, P., & MacEwen, E. (1976). Biology of feline leukemia virus in the

natural environment. Cancer Research, 36, 582-588.

Hardy Jr, W., McClelland, A., & Zuckerman, E. (1976). Prevention of the contagious

spread of feline leukaemia virus and the development of leukaemia in pet cats. Nature,

263, 326-328

. Hardy, W.D. Jr. Feline leukemia virus non-neoplastic diseases. Journal of American

Animal Hospital Association, v.17, p. 941-949, 1981

Harbour, D., Caneyand, S., & Sparkes, A. (2004). Feline Medicine and therapeutics

(3ªEdição ed.). Iowa, USA: Blackwell Publishing

16

Hardy Jr, W., Hess, P., & MacEwen, E. (1976). Biology of feline leukemia virus in the

natural

Hartmann, K. (2006). Infectious Diseases of the Dog and Cat. (3ª Edição ed.). USA:

SaundersElsevier environment. Cancer Research, 36, 582-588.

Hartmann, K. (2012). Clinical Aspects of Feline Retroviruses: A Review. Viroses,

2684-2710

Jarrett, O. (1999). Strategies of retrovirus survival in the cat. Veterinary Microbiology,

69, 99-107.

Jarrett, O., & Hosie, M. (2004). Feline leukaemia virus infection. In E. Chandler, C.

Gaskell, & R. Gaskell, The Feline Medicine and Therapeutics (pp. 597-607). USA:

Blackwell Publishing.

Hofmann-Lehmann R, C. V. (2007). Vaccination against the feline leukaemia virus:

Outcome and response categories and long-term follow-up. Vaccine, 25, 5531-5539.

Hofmann-Lehmann, R., Cattori, V., Tandon, R., Boretti, F., Meli, M., Riond, B., &

Lutz, H. (2008). How molecular methods change our views of FeLV infection and

vaccination. Veterinary Immunology and Immunopathology, 123, 119-123.

Hofmann-Lehmann, R., Huder, J., & Gruber, S. (2001). Feline leukaemia provirus load

during the course of experimental infection and in naturally infected cats. Journal of

Genetic Virology, 82, 1589-1596.

HOOVER, E.A.; MULLINS, J.I. Feline leukemia virus infectionand diseases.

Journal of the American Veterinary MedicalAssociation, v.199, p.1287-1297, 1991.

Horzinek, M., Addie, D., & Bélak, S. (2007). Guidelines on Feline Infections Disease -

Feline Leukaemia Virus. ABCD European Advisory Board on Cats Diseases.

JARRETT , W.F. et al. A virus-like particle associated withleukaemia

(lymphosarcoma). Nature, v.202, p.567-568, 1964.

JARRETT, O. et al. Determinants of the host range of feline leukaemia viruses.

Journal of General Virology, v.20, p.169-175, 1973.

JARRETT , O. et al. Interaction between feline leukaemiavirus subgroups in the

pathogenesis of erythroid hypoplasia. International Journal of Cancer , v.34 p.283-

288, 1984.

Kahn, C. (2007). Manual MERK de Veterinaria (6ªEdição ed.). USA: Oceano/ Centrum

Merial

Kim, W., Chong, C., Kim, H., Lee, G., Jeong, W., An, D., . . . Lee, Y. (2014).

Development and clinical evaluation of a rapid diagnostic kit for feline leukemia virus

infection. Journal of Veterinary Science, 15, 91-97.

Kociba, G. (1986). Hematologic consequences of feline leukaemia virus infection. In R.

Kirk, Current Veterinary Therapy. (p. 448). USA: WB Saunders.

Lairmore, M. D. (2011). Fenner's Veterinary Virology (4ª ed.). San Diego, USA:

Elsevier.

Lafrado, L., Lewis, M., & Mathes, L. (1987). Suppression of in vitro neutrophil

function by feline leukaemia virus (FeLV) and purified FeLV-p15E. Journal of General

Virology, 68, 507.

Lee, C., & Reddy, E. P. (1999). The v-myc oncogene. Oncogene, 18, 2997-3003.

Levy, J., Crawford, C., Hartmann, K., Little, S., Sundahl, E., Thayer, V., & Hoffmann-

Lehmann, R. (2008a). Feline retrovirus management guidelines. Journal of Feline

Medicine and Surgery, 10, 300-316.

Levy, J. K., Scott, H. M., Lachtara, J. L., & Crawford, P. (2006a). Seroprevalence of

feline leukemia virus and feline immunodeficiency virus infection among cats in North

17

America and risk factors for seropositivity. Journal of the American Veterinary Medical

Association, 228, 371-376.

Levy, J., Lorentzen, L., Shields, J., & Lewis, H. (2006b). Long-term outcome of cats

with natural FeLV and FIV infection. 8th International Feline Retrovirus Research

Symposium, (pp. 78-82). USA.

Louwerens, M., London, C., & Pedersen, N. (2005). Feline lymphoma in the post-feline

leukemia virus era. Journal of Veterinary Internal Medicine, 19, 329-335.

Lutz, H. et al. Course of feline leukemia virus infection and its detection by enzyme-

linked immunosorbent assay and monoclonal antibodies. American Journal of

Veterinary Research, v.44, p.2054-2059, 1983.

Lutz, H., Addie, D., Belák, S., Boucraut-Baralon, C., Egberink, H., Frymus, T., . . .

Horzinek, M. (2009). Feline leukaemia: ABCD guidelines on prevention and

management. Journal of Feline Medicine and Surgery, 11, 565-574.

Mehrotra, S., Mishra, K., & Yadav, V. (2003). Immunomodulation by peptide analogs

of retroviral envelope protein. Peptides, 24, 979.

MENDOZA, R. et al. A putative thiamine transport protein isa receptor for feline

leukemia virus subgroup A. Journal ofVirology, v.80, p.3378-3385, 2006.

Disponível em: <http://www.jvi.asm.org>. Acesso em: 20/01/2015.

doi:10.1128/JVI.80.7.3378–3385.2006.

Meichner, K., Kruse, D., Hirschberger, J., & Hartmann, K. (2012). Changes in

prevalence of progressive feline leukaemia virus infection in cats with lymphoma in

Germany. The Veterinary Record, 171, 348.

Mochizuki, H., Takahashi, M., Nishigaki, K., Ide, T., Goto-Koshino, Y., Watanabe, S., .

. . Tsujimoto, H. (2011). Establishment of a novel feline leukemia virus (FeLV)-

negative B-cell cell line from a cat with B-cell lymphoma. Veterinary Immunology

Immunopathology, 140, 307-311.

Moser, M. et al. The host range and interference propertiesof two closely related

feline leukemia variants suggest thatthey use distinct receptors. Virology, v.242,

p.366-377, 1998

Neil, J.C Feline leukemia and sarcoma viruses .In: Encyclopedia of Virology. 3a ed. pg

185-190. Oxford: Elservier,2008.

OVERBAUGH, J.; BANGHAM, C.R.M. Selection forces and constraints on

retroviral sequence variation. Science, v.292, p.1106-1109, 2001. Disponível em:

<http://www.sciencemag.org>. Acesso em:

10dejaneiro2015doi:10.1126/science.1059128.

Pacitti, A., & Jarrett, O. (1985). Duration of the latent state in feline leukaemia virus

infections. Veterinary Records, 117, 472-474.

Pacitti, A., Jarrett, O., & Hay, D. (1986). Transmission of feline leukaemia virus in the

milk of a nonviraemic cat. Veterinary Records, 118, 381-384.

Pinches, M., Diesel, G., Helps, C., Tasker, S., Egan, K., & Gruffydd-Jones, T. (2007).

An update on FIV and FeLV test performance using a Bayesian statistical approach.

Veterinary Clinical Pathology., 36, 141-147.

Quigley, J., Burns, C., Anderson, M., Lynch, E., Sabo, K., Overbaugh, J., & Abkowitz,

J. (2000). Cloning of the cellular receptor for feline leukemia virus subgroup C (FeLV-

C), a retrovirus that induces red cell aplasia. Blood, 95, 1093-1099.

Rypuła, K., Płoneczka-Janeczko, K., Bierowiec, K., Kumala, A., & Sapikowski, G.

(2014). Prevalence of viral infections in cats in southwestern Poland in the years 2006

to 2010. Berliner und Münchener tierärztliche Wochenschrift, 127, 163-165.

18

Rosado, R. (2009). Rastreio virológico de carnívoros errantes e caracterização genética

viral. Lisboa: Tese de mestrado - Faculdade de Medicina Veterinária - Universidade

Técnica de Lisboa.

Rodrigues, C. (2012). Prevalência de Vírus da Imunodeficiência Felina, Vírus da

Leucemia Felina, Calicivírus Felino, HerpesvírusFelino Tipo I e Candida spp em

Felinos Errantes e possível

Souza, H., Teixeira, C., & Graça, R. (2002). Estudo epidemiológico da infecção pelo

vírus da leucemia e/ou imunodeficiência felina, em gatos domésticos do município do

Rio de Janeiro. Clínica Veterinária, 36, 14-21.

Stewart, H., JARRET, O., HOSIE,M.J., WILLET,B.J. Are endogenous feline leukemia

viruses really endogenous? Veterinary Immunology and Immuoipathology,

v.143,p.325-331,2001

Shalev, Z., Duffy, S., & Adema, K. (2009). Identification of a feline leukemia virus

variant that can use THTR1, FLVCR1, and FLVCR2 for infection. Journal of Virology,

83, 6706.

Sparkes, A. (1997). Feline leukaemia virus: a review of immunity and vaccination.

Journal of Small Animal Practice, 38, 187-194.

Sparkes, A. (2003). Feline leukaemia virus and vaccination. Journal of feline medicine

and surgery, 5, 97-100

Stewart, M. A., Warnock, M., Wheeler, A., Wilkie, N., Mullins, J. I., Onions, D. E. &

Neil, J. C. (1986). Nucleotide sequences of a feline leukemia virus subgroup A envelope

gene and long terminal repeat and evidence for the recombinational origin of subgroup

B viruses. Journal of Virology 58, 825–834.

Stützer, B., Simon, K., Lutz, H., Majzoub, M., Hermanns, W., Hirschberger, J., . . .

Hartmann, K. (2011). Incidence of persistent viraemia and latent feline leukaemia virus

infection in cats with lymphoma. Journal of Feline Medicine Surgery, 13, 81-87.

TEIXEIRA, B.M. et al. Ocorrência do vírus da imunodeficiência felina e do vírus da

leucemia felina em gatos domésticos mantidos em abrigos no município de Belo

Horizonte. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.59, n.4, p.939-

947, 2007

Tenorio, A., Franti, C., Madewell, B., & Perdersen, N. (1991). Chronic oral infections

of cats and their relationship to persistent oral carriage of feline calici-,

immunodeficiency, or leukaemia viruses. Veterinary Immunology and

Immunopathology, 29, 1-14.

TORRES, A.N. et al 2005. Re-examination of feline leukemia virus:host

relationships using real-time PCR. Virology, v.332, p.272-283,

.Disponívelem:<http://www.elsevier.com/locate/yviro>.Acesso em: 25 de janeiro de

2015.. doi:10.1016/j.virol.2004.10.050.

TORRES, A.N.et al. Feline leukemia virus immunity induced bywhole inactivated

virus vaccination. Veterinary ImmunologyImmunopathology, v.134, p.122-131,

2010. Dispon ível em:<http://www.elsevier.com/locate/vetimm>. Acesso em: 10 de

janeiro de 2015. doi: 10.1016/j.vetimm.2009.10.017.

Willi, B., Tandon, R., Cattori, V., Lutz, H., & Hofmann-Lehmann, R. (2008).

Quantification of endogenous and exogenous feline leukemia virus sequences by real-

time PCR assays. Veterinary Immunology and Immunopatology, 123, 129-133.

Willett, B., & Hosie, M. (2013). Feline leukaemia virus: half a century since its

discovery. Veterinary Journal, 195, 16-23.

19

Wise, D., & Carter, G. (2005). A Concise Review of Veterinary Virology. IVIS