Cristhian Monteiro Martins de Mello RELATORIO DE ESTÁGIO ... · Matriz de Tambaqui apta a...

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO ESTADO DE MATO GROSSO FACULDADE DE AGRONOMIA E ZOOTECNIA

CURSO DE ZOOTECNIA

Cristhian Monteiro Martins de Mello

RELATORIO DE ESTÁGIO: ESTÁGIO SUPERVISIONADO NA BOM

FUTURO PISCICULTURA

Cuiabá

2017

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Cristhian Monteiro Martins de Mello

RELATORIOS DE ESTÁGIO: ESTÁGIO SUPERVISIONADO NA BOM FUTURO

PISCICULTURA

Trabalho de Conclusão, Curso de

Graduação em Zootecnia da Universidade

Federal De Mato Grosso, apresentado

como requisito parcial a obtenção do titulo

de Bacharel em Zootecnia.

Orientador: Prof. Dr. Marcio Aquio

Hoshiba

Supervisor do Estágio Supervisionado:

Zootecnista Darci Carlos Fornari

Cuiabá

2017

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Aos meus pais Marleo e Salma, meus irmãos Jonathan e Willian

Dedico.

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AGRADECIMENTOS

Agradeço a Deus por mais uma etapa concluída, o apoio dos meus pais (Marleo e

Salma) tanto moral quando financeiro foi imprescindível para a conclusão do curso.

Agradeço a minhas tias (Vannia e Valeria) pelo apoio positivo e a incentivar sempre.

Sou abençoado por ter vocês presentes em minha vida.

Durante o curso tive a oportunidade de conhecer e conviver com pessoas como Paulo,

Gabriel, Camila, Larissa entre outros companheiros que estiveram presentes sempre,

nos momentos de aprendizado, brincadeiras e festa.

Sou grato a todos os Professores, excelentes profissionais e também amigos. Carlos

Eduardo, Nelcino, Janessa e Maria Fernanda.

Ao pessoal da piscicultura Bom Futuro que mostraram seu meio de produção e foram

muito companheiros.

A banca examinadora (Janessa, Calixto), ao orientador Marcio Hoshiba, muito obrigado

pelos ensinamentos e sua amizade.

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“Determinação, coragem e autoconfiança são fatores decisivos para o sucesso. Se

estamos possuídos por uma inabalável determinação, conseguiremos superá-los.

Independentemente das circunstâncias, devemos ser sempre humildes, recatados e

despidos de orgulho”.

Dalai Lama

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Lista de Ilustrações

Figura 1. Segmentos produtivos da aquicultura no Brasil..............................................13

Figura 2. Produção aquícola nas regiões do Brasil.........................................................14

Figura 3. Vista interna (A) e externa (B) do laboratório de reprodução de

peixes..............................................................................................................................24

Figura 4. Sala para eclosão das Artemias(A) e incubadora dos peixes(B)......................24

Figura 5. Caixa de espera das matrizes para manejo, depuração e etc.........................25

Figura 6. Viveiro para estocagem de alevinos dos peixes reprodutores e matrizes.... 25

Figura 7. Viveiros escavados para estocagem dos alevinos produzidos na empresa....26

Figura 8. Reservatório para laboratório (A) e para os viveiros dos alevinos(B).............26

Figura 9. Viveiro tanque escavado para estocagem das matrizes..................................27

Figura 10. Rede de arrasto..............................................................................................27

Figura 11. Manejo de monitoramento do oxigênio........................................................29

Figura 12. Ração farelada...................................................................................,...........29

Figura 13. Raçao extruzada 1,0mm................................................................................30

Figura 14. Arraçoamento no viveiro dos Cachara..........................................................30

Figura 15. Saco de 25 kg de ração oferecido para as matrizes, péletes 14mm..............31

Figura 16. Matriz de Tambaqui apta a reprodução........................................................32

Figura 17. Aplicação hormonal na Cachara....................................................................33

Figura 18. Extrusão dos gametas no Tambaqui .............................................................33

Figura 19. Incubadoras com ovos de Tambaqui.............................................................34

Figura 20.Incubadora com Artemia................................................................................35

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Figura 21. Incubadora com larvas de Cachara e Artemia...............................................35

Figura 22. Incubadora antes da limpeza.........................................................................36

Figura 23. Incubadora limpa...........................................................................................36

Figura 24. Soltura das larvas de Cachara nas caixas.......................................................37

Figura 25. Ração ofertadas a larvas................................................................................37

Figura 26. Gema de ovo e ração.....................................................................................38

Figura 27. Homogeneização e sucção da ração com seringa.........................................38

Figura 28. Passagem de rede no viveiro dos alevinos....................................................39

Figura 29. Alevinos padronizado e pronto para a soltura..............................................40

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LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Local de atuação e os principais indutores de reprodução utilizados............15

Tabela 2. Representa as Doses de hormônio de Acordo com cada Espécie..................18

Tabela 3. Valores de Horas Grau e Tempo Aproximado para a Ovulação de Algumas

Espécies..........................................................................................................................19

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SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO.................................................................................. 1

2. OBJETIVO........................................................................................ 2

3. REVISÃO...........................................................................................3

3.1 Aquicultura......................................................................................3

3.2 Piscicultura.....................................................................................5

3.2.1Reprodução Artificial......................................................5

3.2.1.1 Seleção de Reprodutores...........................................6

3.2.1.2 Indução Hormonal......................................................7

3.2.1.3 Extrusão dos Gametas................................................8

3.2.1.4 Hidratação e Incubação.............................................10

3.2.2 Produção de Peixes Híbridos..............................................10

3.2.3 Manejos Gerais na Piscicultura...........................................11

3.2.3.1 Qualidade da Água....................................................11

3.2.3.2 Desinfecção do Viveiro..............................................12

3.2.3.3 Arraçoamento e Biometria........................................12

3.2.3.4 Despesca e Depuração..............................................13

4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO..................................................................14

5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO....................................19

5.1 Arraçoamento................................................................................19

5.2. Seleção de Reprodutores.............................................................22

5.3. Indução Hormonal e Espermiação................................................23

5.4 Produção de Artemias...................................................................25

5.5 Manejos das incubadoras...............................................................26

5.6 Treinamento Alimentar da Cachara................................................27

5.7 Biometria........................................................................................29

6. Considerações Finais.........................................................................31

7.Referências........................................................................................32

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Resumo

A piscicultura é uma atividade em ascensão dentro do setor agropecuário e seus altos

índices de produção vêm atraindo cada vez mais investidores na área. Porém, como

qualquer outra atividade que envolve uma cadeia produtiva complexa, faz-se necessário

que antes de ser implantado, seja planejado e avaliado o empreendimento, garantindo

assim, a segurança ao sistema de produção e do meio ambiente; caso contrário, a

atividade ao invés de resultados positivos pode ocasionar prejuízos irreparáveis, levando

por consequência ao desestímulo e até mesmo ao abandono da atividade. Visando uma

produtividade adequada e com uma boa sanidade, alguns fatores devem ser evitados,

como a baixa qualidade de água, manejo inadequado, excesso de alimentos o que pode

ocasionar em uma diminuição de sua resistência podendo levar ao aparecimento de

doenças. Enquanto o equilíbrio entre parasito (patógeno) hospedeiro e ambiente for

mantido, a doença raramente ocorrerá. Desta forma, durante o estagio buscou

acompanhar o manejo diário de uma piscicultura, onde foram realizadas atividades

como reprodução, biometrias, arraçoamento, seleção de matrizes, entre outros.

Palavra Chave: Peixe, produção, manejo.

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1. Introdução

A aquicultura é o conceito de cultivar organismo aquático, ou seja, estudar técnicas de

cultivo e reprodução de peixes, algas, crustáceos ou moluscos. A produção mundial de

pescado em 2012 foi de 158 milhões de toneladas de pescado movimentando 136

bilhões de dólares por ano, sendo sete vezes maior que os negócios da carne bovina, que

se comparada com a cadeia produtiva do boi, um hectare de terra pode gerar 0,12

tonelada por ano de carne enquanto esta mesma média em hectare de água pode ser

produzida de 100 a 320 toneladas/ano, dependendo do cultivo (MPA 2015). Segundo o

relatório da FAO (2016) a piscicultura deve apresentar um crescimento no Brasil de

104% ate 2025.

Com o crescimento da aquicultura houve uma maior intensificação nos sistemas de

produção, expondo os animais a alterações na qualidade da água, a prática como o

manuseio excessivo, transporte e adensamento induzem respostas de estresse com

consequência negativa sobre o desemprenho produtivo, resposta imune e resistência do

peixe a patógenos (Wandelaar Bonga, 1997; Barton, 2000).

A produção total da piscicultura no Brasil no ano de 2015 segundo IBGE foi 483.241

toneladas de peixes, representando um aumento de 1,88% em relação ao ano de 2014.

Mato Grosso apresentou uma produção de 47.437 toneladas apresentando uma queda de

20,2%. Dentre as espécies a Tilápia continua sendo a espécie mais criada no Brasil com

219,329 toneladas despescada, isso representa 45,4% do total da despesca nacional a

segunda espécie mais criada é o Tambaqui com 28,1% do total de peixes em 2015 e a

despesca de 135.867 toneladas (IBGE,2015).

De acordo com Valenti et al., para que a piscicultura apresente bons resultados, alguns

requisitos são necessários para como a organização do produtor quanto a administração

do seu trabalho e dos empregado e o conhecimento adequado da biologia da espécie

utilizada no cultivo. Nesse sentido alguns manejos são de grande importância para a

piscicultura garantindo um funcionamento adequado, produzindo peixes de qualidade e

quantidade satisfatórias. De acordo com Wedemeyer (1996), a baixa qualidade da água,

altas taxas de adensamento, tipo de transporte, são os principais problemas enfrentados

por uma piscicultura, por ocasionar grande estresse nos peixes.

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2. Objetivo

Durante o estágio buscou-se observar as atividades desenvolvidas em uma piscicultura

comercial como: acompanhar os manejos reprodutivos e aprimorar o conhecimento

adquirido durante a graduação.

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3. Revisão.

3.1 Aquicultura

A aquicultura é uma prática tradicional de longa data, encontrada em várias culturas

pelo mundo. Há registros históricos evidenciando a técnica em documentos e

manuscritos chineses datados de séculos remotos, e chega a ser mencionada até em

hieróglifos egípcios. Este sistema incluía, de forma simplificada, o armazenamento de

exemplares imaturos de diversas espécies de peixes, seu desenvolvimento condicionado

a um ambiente propício, que não demandava adição de muitos insumos ou recursos

externos, e por fim seu consumo pelas populações, sendo uma importante fonte

alimentar (Oliveira 2009).

A produção global de pescados foi de 145.100 mil t em 2009, de acordo com a (FAO

2009). O consumo de pescados no mundo foi de 116.960 mil t em 2009, valor superior a

17 kg por habitante (FAO 2010). No Brasil segundo dados de 2013, publicados pelo

Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística - IBGE, a produção da aquicultura

brasileira se resume em produção total com 476.522,00 toneladas, taxa de crescimento

de 56% nos últimos 12 anos, dimensão econômica do negocio 3 bilhões ao ano. A

figura 1 ilustra os segmentos produtivos da aquicultura no Brasil, sendo a piscicultura o

mais representativo.

Figura 1: Produção dos segmentos da aquicultura no Brasil.

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Fonte: IBGE/SIDRA – Produção da Pecuária Municipal – 2013/Sistema IBGE de recuperação automática.

Figura 2. A região Nordeste se destaca como maior produtor aquícola com 29% da

produção nacional, fato este se dá pela produção da carcinicultura. O Norte e o Centro

Oeste produzem separadamente 22% do volume nacional, concentrado na piscicultura,

sendo que a região Norte contribuiu com 15% e a Sudeste com 11% na produção

nacional (Sebrae, 2015).

Figura 2 ilustra a porcentagem de produção de cada região do Brasil.

82%

13%

4% 1%

Grafico 1 - Segmentos Produtivos Da Aquicultura no Brasil

Piscicultura

carcinicultura

malacocultura

Répiteis e anfíbios

29%

22%23%

15%

11%

Grafico 2 - Produção Aquicola nas Regiões do Brasil

Nordeste Centro Oeste Sul Norte Sudeste

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Fonte: IBGE/SIDRA – Produção da Pecuária Municipal – 2013/Sistema IBGE de recuperação automática.

3.2 Piscicultura

A piscicultura teve início no Brasil aproximadamente em 1904 com Carlos Botelho,

Secretário de Agricultura de Estado de São Paulo daquela época, mas foi com Rodolfo

Von Hering que se intensificou os estudos sobre a piscicultura por volta de 1927,

quando em Pirassununga, Piracicaba e Salto do Itu, iniciou com diversos colaboradores,

trabalhos com espécies brasileiras. A piscicultura “caracteriza-se por apresentar espécies

variadas que melhor se adaptam a determinadas regiões e onde, encontram melhor

aceitação no mercado” (BEERLI; e LOGATO).

De acordo com a Organização das Nações Unidas para a Agricultura e Alimentação

(FAO, 2006) 43,5 milhões trabalhadores entre homens e mulheres se dedicam

diretamente à produção primária de peixe em captura ou aquicultura.

3.2.1 Reprodução Artificial

O cultivo de espécie nativa esteve limitado durante longo período pela falta de

tecnologia de produção maciça de alevinos. Durante a década de 80, o desenvolvimento

adequado de tecnologia de reprodução, larvicultura e alevinagem de espécie importante

para a piscicultura, como o tambaqui Colossoma macropomum e pacu Piaractus

mesopotamicus, permitiu o desenvolvimento do cultivo de peixes em regiões tropicais,

particularmente em Mato Grosso e na região Norte do Brasil (Zaniboni Filho, 1997).

As formas de indução hormonal podem atuar através da aplicação de substâncias que

irão desencadear estímulos na hipófise desses animais, como é o caso de análogos de

GnRH, inibidores de dopamina, domperidona, pimozida e metoclopramida. A indução

pode ainda atuar em nível gonadal, como é o caso de gonadotropinas de peixes,

macerado de hipófises desidratadas e gonadotropina coriônica humana (ANDRADE e

YASUI, 2003). Na tabela 1 os locais de atuação e as principais formas de atuação são

apresentados de hormônios indutores em peixes. As induções químicas, podem ainda

ser utilizadas para aumentar a produção seminal, antecipar o período reprodutivo,

restringi-lo ou mesmo sincronizar a reprodução de um lote de matrizes, o que permite

ao produtor obter alevinos em períodos onde a lucratividade seja maior, ou que o cultivo

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seja finalizado em período onde a comercialização seja otimizada (VENTURIERI e

BERNARDINO, 1999), como a Semana Santa.

Tabela 1. Local de Atuação e suas principais formas de atuação do hormônio

3.2.1.1 Seleção de Reprodutores

O ambiente no qual os reprodutores são criados afetam de forma significante o seu

desempenho na estação reprodutiva. Com base nisto é de extrema importância que se

mantenha parâmetros como qualidade de água, densidade de estocagem e quantidade de

alimento conforme recomendações. De acordo com Kubitza (2004), altas densidades de

estocagem podem prejudicar o desenvolvimento gonadal dos peixes, sendo

recomendado adotar-se densidade de 2.500 Kg/ha. Entretanto, aspectos

comportamentais dos peixes devem ser observados, por exemplo, peixes que em

natureza formam cardumes durante a maturação gonadal, quando submetidos a

densidades reduzidas podem apresentar uma desova aquém do seu potencial

(ZABIONI-FILHO e NUÑER, 2004).

Quanto à manutenção dos parâmetros químicos da água, estes devem sempre estar em

níveis adequados, de forma que não ofereçam situação de estresse ao animal. Os níveis

mais adequados variam de acordo com a espécie; porém, para espécies tropicais em

geral, a faixa ótima de temperatura pode variar de 25 a 28ºC, o pH entre 6,5 e 9,0 e

quanto a concentração de oxigênio, normalmente toleram concentrações mais baixas,

por um curto período de tempo, podendo variar entre 1,0 e 5,0 mg de O2 sendo o ideal

acima de 3,0 mg/L (BALDISSEROTTO e GOMES, 2010). Ainda segundo

Baldisserotto e Gomes (2010), quanto a concentração de amônia tóxica (NH3), observa-

Local de Atuação

Principais Formas de Atuação

Hipotálamo

Manipulação do ambiente (fotoperíodo, temperatura, salinidade, etc.), anti-estrógenos, stress, presença de machos e fêmeas conjuntamente

Hipófise

Antagonistas de dopamina (domperidona, pimozida, metoclopramida), análogos de GnRH

Gônadas

Hipófises desidratadas, gonadotropinas de peixes, gonadotropina coriônica humana (hCG)

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se no caso do tambaqui tolerância de até 0,46 mg/L, enquanto para o pacu e para a

Matrinchã a tolerância é de 0,025 mg/L de NH3.

A capacidade de seleção de peixes maduros é vital para o sucesso do processo de

indução da maturação final e desova, sendo considerada a etapa mais importante para o

sucesso da desova. A seleção consiste na escolha de exemplares que estão com as

gônadas no estádio de dormência, ou seja, aqueles peixes que têm maior probabilidade

de responder positivamente ao tratamento de indução hormonal, resultando na ovulação

ou espermiação de gametas viáveis. (ZANIBONIFILHO e NUÑER, 2004).

Os critérios utilizados pelos produtores para determinar se o peixe se encontra no

momento ideal à indução, são na sua maioria subjetivos. De acordo com Kubitza

(2004), as fêmeas adequadas à indução se encontram com o abdômen bem desenvolvido

e macio ao toque, papila urogenital proeminente e rósea e orifício urogenital levemente

aberto. Salvo algumas exceções dependendo da espécie. Ainda de acordo com Kubitza

(2004), fêmeas de Piracanjuba quando maduras apresentam abdômen pouco volumoso.

Fêmeas com o abdômen muito baixo e flácido, geralmente se encontram já em fase de

reabsorção dos óvulos e não respondem mais a indução hormonal (KUBITZA, 2004).

No caso dos machos, a maioria das espécies quando prontas a indução, sob leve

massagem abdominal liberam uma pequena quantidade de sêmen (ZANIBONIFILHO e

NUÑER, 2004). Espécies como Curimbatá, Pacu e Piauçu, o macho emite sons quando

maduro. Outras espécies como o Lambari, Piraputanga, Piracanjuba, Matrinxã e

Dourado também durante o período reprodutivo apresentam espículas na nadadeira anal

Essas características adicionais podem facilitar o processo de seleção (ZANIBONI-

FILHO e NUÑER, 2004; KUBITZA, 2004).

3.2.1.2 Indução Hormonal

Vários tipos de substâncias utilizadas para induzir a desova e espermiação e cada uma

delas age sobre um mecanismo de ação diferente. A dose que deve ser aplicada também

varia de acordo com a sustância utilizada, com a espécie e peso do animal, além da sua

eficácia que também varia de acordo com a espécie, não sendo todos os hormônios

eficazes para todas as espécies (Baldisserotto, 2009).

O extrato de hipófise é o hormônio mais utilizado para induzir maturação e desova nos

peixes nativos. Por isso as técnicas a seguir se referem à manipulação e aplicação do

extrato de hipófise. De acordo com Kubitza (2004), no caso de hipófises desidratada,

deve-se macerá-las junto com uma solução de soro fisiológico. A quantidade de soro

adicionada vai variar de acordo com o peso do reprodutor, não podendo passar de 0,5ml

de soro por kg de reprodutor. No caso de reprodutores acima de 10kg, o máximo de

soro que deve ser aplicado é 5ml. O peso de uma hipófise desidratada varia, dependendo

do peixe da qual foi retirada. Logo, para se ter uma ideia mais correta do peso de cada

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hipófise, o ideal seria agrupá-las em tamanho pequeno, médio e grande, e pesar cada um

desses grupos (WOYNAROVICH e HORVÁTH, 1989).

Na hora de preparar a dose a ser utilizada, deve-se estimar o peso total de fêmeas e

machos e assim estimar o peso total de hipófises que deverá ser utilizada. (KUBITZA,

2004). De acordo com este autor, o extrato de hipófise será administrado via injeção,

que deve ser aplicada na nadadeira peitoral, com a solução sendo injetada dentro da

cavidade abdominal. A agulha (nem muito longa e nem muito fina) deve ser introduzida

no sentido da cabeça para cauda e com o peixe de lado.

O extrato de hipófise pode apresentar variações na quantidade de gonadotropina

presente na hipófise, o que vai depender do peixe em que foi coletada, e conservação ao

produto (Zanboni-Filho e Nuñer, 2004). Normalmente os machos recebem uma dose

única de hormônio, geralmente quando as fêmeas recebem a segunda dose. No caso das

fêmeas são usadas duas aplicações, a primeira da dose preparatória com normalmente

10 a 20% da dose total e a segunda aplicação da dose decisiva com 80 a 90% da dose

total (WOYNAROVICH e HORVÁTH, 1989; KUBITZA, 2004), Na tabela 2 está

apresentada a quantidade de hormônio que deverá ser ministrada de acordo com

diferentes espécies de peixes de água doce.

(Zaniboni-Filho e Nuñer, 2004) A dose preparatória serve para estimular a migração da

vesícula germinal e a dose decisiva para induzir a quebra da vesícula germinal, ovulação

e desova (Zaniboni-Filho e Nuñer, 2004). Deve-se programar a aplicação da primeira

dose de forma que a aplicação da segunda dose seja seguida de um período de elevação

de temperatura. Bons resultados na indução da desova são obtidos quando a segunda

dose é aplicada em um período com temperatura ascendente (KUBITZA, 2004).

Tabela 2. Doses de hormônio em diferentes Espécies de peixe

3.2.1.3 Extrusão dos Gametas

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Há um tempo necessário entre a aplicação da dose decisiva e a ovulação. Esse tempo vai

depender da espécie que está sendo utilizada, da temperatura em que ela está sendo

mantida e do tipo de hormônio utilizado, além é claro da dosagem usada, se esta foi

adequada (ZANIBONI-FILHO e NUÑER, 2004). Segundo Zaniboni-Filho e Nuñer

(2004), para que se possa determinar esse tempo entre aplicação da segunda dose e

ovulação, é utilizada a unidade chamada de hora-grau. Ela considera tanto o tempo

quanto a temperatura da água. Logo, na propriedade basta o produtor dividir a hora-grau

pela média da temperatura que ele obteve no período e saberá então aproximadamente

dali quantas horas vai ocorrer a desova.

Tabela 3. Valores de Horas Grau e Tempo Aproximado para a Ovulação de Algumas

Espécies de peixes

A desova por extrusão, segundo Zaniboni-Filho e Nuñer (2004), é o método mais

utilizado no Brasil. Suas vantagens são que reduz custo de mão de obra, custo com

tanques especiais para desova, permite cruzamento a fim de melhoramento genético,

permite uma utilização mais eficiente do sêmen através de diluição ou mesmo

criopreservação. Segundo Kubitza (2004), as fêmeas em ovulação devem ser

manuseadas como poro genital fechado, evitando a saída dos óvulos. Antes da extrusão

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a região ventral da fêmea deve ser seca com toalha macia, os óvulos devem ser

extrusados suavemente, através da massagem abdominal. Os óvulos são recolhidos em

um recipiente seco, o sêmen deve ser colocado sobre os ovócitos recolhidos.

3.2.1.4 Hidratação e Incubação

Considerando o comportamento dos gametas em contato com a água, a fertilização a

seco é a melhor alternativa, por isso então a necessidade de secar o reprodutor antes da

extrusão, para que, durante a extrusão dos óvulos e do sêmen, o contato destes com a

água possam ser evitado (KUBITZA, 2004). A hidratação é de extrema importância

para a fecundação dos gametas. No momento da adição da água, a quantidade deve ser

bem dimensionada, muita água pode causar a diluição do sêmen, logo menores serão as

chances dele encontrar a micrópila. Enquanto que pouca água pode causar obstrução da

micrópila em decorrência do muco do ovário (WOYNAROVICH e HORVÁTH, 1989).

Os ovos fecundados, após descansar ao redor de 1 a 2 minutos na solução de

fertilização, para completar sua hidratação, sendo em seguida transferidos para as

incubadoras onde ocorrerá todo o desenvolvimento embrionário e o nascimento das

larvas. (KUBITZA, 2004, p.24). A incubação é a última fase que se tem na reprodução,

o que ira garantir bons índices nesta fase é a qualidade da água nas incubadoras. É

necessário alguns cuidados com a incubadora de acordo com Silva et. Al (2004) a vazão

deve ser controlada para que os ovos não fiquem batendo na parede da incubadora o

fluxo dessa vazão irá depender de cada espécie. A pequena vazão também é prejudicial

aos ovos, pois pode diminuir o nível de oxigênio na incubadora, pode ocorrer à presença

de córion com esporos de fungos. A aeração ou seja a renovação da agua dento da

incubadora ira garantir nível satisfatório de oxigênio que é imprescindível para o

desenvolvimento do embrião. Em sistema Fechado onde terá a reutilização da agua é

necessário um biofiltro, nesse filtro além de filtrar as partículas maiores, faça a

degradação da amônia. Uma etapa importante é a limpeza da incubadora para a retirada

dos sólidos em suspenção, segundo Streit et al. (2012). Deve se fechar o fluxo de

entrada de agua na incubadora para que todo material em suspenção decante, certificar

que as larvas estejam na superfície da água, desconectar a mangueira de entrada agua do

registro e sifonar todo o resíduo decantado, retornando rapidamente a mangueira no

registro e regulando o fluxo de entrada de agua dentro da incubadora. O tempo em que

a larva permanece na incubadora varia de acordo com cada espécie.

3.2.2 Produção de Peixes Híbridos

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A hibridização consiste em acasalar indivíduos da mesma espécie, o que é chamado de

cruzamento entre linhagens, ou acasalar indivíduos de espécies distintas, chamado de

hibridização interespecífica.

A hibridização interespecífica é o método mais utilizado nas pisciculturas atualmente.

Ela tem por finalidade obter indivíduos melhores geneticamente, e que apresentem

características econômicas desejáveis (PAULA, 2009). De um modo geral a prole

apresenta um desempenho melhor do que a média dos parentais, ou seja, apresenta uma

heterose positiva, ou o que pode ser chamado também de vigor híbrido. A ocorrência da

hibridização interespecífica é observada inclusive em condições naturais, sendo comum

em peixes de água doce. Isso ocorre provavelmente pela própria característica

fisiológica e comportamental do peixe (fecundação externa e competição por ambiente

de desova) e também devido a modificações feitas pelo homem no ambiente natural

(PORTO-FORESTI et al., 2010 e PAULA, 2007).

3.2.3 Manejos Gerais na Piscicultura

O funcionamento adequado de uma piscicultura depende de alguns manejos a ser em

adotados para obter o resultado desejado, como avaliar os parâmetros da qualidade da

água, sanidade entre outros. Alguns parâmetros devem ser avaliados diariamente. Os

tópicos a seguir mostram alguns dos manejos adotados nas pisciculturas do nosso país.

3.2.3.1 Qualidade da Água.

Em qualquer fase de crescimento dos peixes a inspeção da qualidade da água é algo que

não se pode falhar (Boyd, 1982; Sipaúba-Tavares, 1994; Pereira e Mercante, 2005).

Deve-se tomar um cuidado redobrado na fase de recria, pois a alta taxa de adensamento

eleva a taxa de respiração por biomassa/tempo. Para uma criação comercial de peixes

em viveiros com fundo de argila é necessário fazer aplicação de calcário (correção do

pH do solo) e adubo para que haja uma proliferação de micro-organismos

fotossintéticos e plânctons em geral (Garg e Bhatnagar, 2000). A quantidade de adubo

deve ser suficiente para manter a qualidade da água adequada. No momento do

enchimento do viveiro deve ser aplicado 100% do calcário e 60% do adubo. Na segunda

fase após 20 dias, será feito apenas a adubação restante ( Agroindustrial Tambaqui,

2008).

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É recomendável estabelecer a biomassa máxima a ser estocada no viveiro, uma vez que

o excesso de densidade estocagem leva a maior heterogeneidade do lote a ser criado,

prejudicando o processo de engorda. Busca-se produzir lotes mais homogêneos

possíveis, que por sua vez facilita a negociação e comercialização (KUBITZA, 1998).

3.2.3.2 Desinfecção do Viveiro

A desinfecção elimina resíduos tóxicos, micro-organismos até os micro-organismos

indesejáveis que prejudique o sistema de produção (OSTRENSKY, 1998). Uma

desinfecção cuidadosa pode permitir ainda a oxidação da matéria orgânica acumulada e

aumentar a fertilidade do solo dos viveiros. O sol é a melhor e mais barata forma de

desinfetar o viveiro. Às vezes, pode ser muito difícil secar completamente o fundo e as

laterais dos viveiros em decorrência das chuvas ou em função de eventuais falhas de

vedação do sistema de drenagem do viveiro, e nesse caso, pode ser necessária a

desinfecção química.

De acordo com Ostrensky e Boeger (1998) pode ser realizados dois métodos para a

desinfecção. O primeiro é uso de cal virgem (CaO) ou cal hidratada (Ca(OH)2). A cal

virgem, quando em contato com a água, reage aumentando a temperatura do solo e

aumenta o pH da água. Dessa forma, elimina os micro-organismos presentes no viveiro.

A cal hidratada age de forma que eleva o pH da água sem modificar a temperatura da

agua. A segunda é o uso de hipoclorito de Sódio. E é mais agressivo que a cal, porém

bem semelhante, sendo necessário revolver o fundo do viveiro e aplicar o produto

novamente.

3.2.3.3 Arraçoamento e Biometria

Em ambientes confinados, os peixes não dispõem de alimento em quantidade e de

qualidade que atendam às exigências nutricionais para desempenho produtivo e

reprodutivo ótimos. Em função disto, faz-se necessário o uso de rações comerciais que

atendam às exigências em energia e nutrientes para garantir adequado desempenho

produtivo, higidez e retorno econômico (FUYURA, 2010). O aumento na produtividade

dos sistemas criatórios na piscicultura tem sido limitado principalmente pela falta de

informações sobre a nutrição dos peixes utilizados nas criações.

A exigência de nutrientes pelos peixes para seu crescimento, reprodução e/ou outras

funções fisiológicas é similar à qualquer outra espécies de animais. Portanto, os peixes

necessitam consumir minerais, vitaminas, proteínas, fontes de energia, entre outros

nutrientes engajados como fatores responsáveis pelo crescimento, desenvolvimento e

13

ganho de peso das diferentes espécies. Contudo, para uma perfeita interação metabólica

e consequente eficiência de aproveitamento do alimento ofertado, o valor nutricional de

uma dieta não está baseado somente na sua composição alimentar e/ou bromatológica,

mas também na quantidade de nutrientes presentes na mesma, que o peixe pode

absorver e utilizar, suprindo assim suas exigências nutricionais para manutenção e

produção (NRC,1993). Naturalmente, os nutrientes responsáveis em suprir essas

exigências nutricionais dos peixes podem ser oriundos de organismos aquáticos

presentes no habitat dos mesmos, ou provindos de dietas formuladas nos casos de

criações mais intensivas, onde objetiva-se maior produção e redução no tempo de

criação. Dentro deste enfoque o uso de ingredientes de boa qualidade e a melhor

combinação entre os mesmos (efeito associativo) tornam-se de fundamental importância

para que as exigências do peixe sejam satisfeitas (ANDRÉ, et,. al,. 2007).

Conforme o CTA (2015), a ingestão de alimentos pelo peixe é influenciada por muitos

fatores nos quais se destacam: temperatura da água, tamanho do peixe, concentração de

oxigênio dissolvido, gás carbônico e amônia na água, disponibilidade de alimentos

natural, ocorrência de doenças e parasitose e qualidade da ração (palatabilidade, valor

nutritivo, tamanho e estabilidade na água). A quantidade e o tipo de ração a ser

fornecida são determinados de acordo com o peso médio dos peixes. A ração utilizada

deve ser nutricionalmente completa e extrusada, permitindo observar a resposta

alimentar dos peixes evitando desperdícios e preservando a qualidade da água, que deve

ser feito por profissionais qualificados (ANDRÉ, et,. al,. 2007).

A realização da biometria é importante, pois com este manejo é possível acompanhar o

desenvolvimento destes animais. Neste procedimento faz a mensuração do crescimento

e saúde dos mesmos durante o cultivo. De acordo com Ostrensky e Boeger (1998) o

número máximo deve ficar em torno de 30 peixes, o que seria suficiente para avaliar o

estado de saúde e o andamento do cultivo. Lima et. al (2013) dizem que a biometria

permite ajustes no manejo de produção, principalmente na alimentação, e deve ser

realizada a cada 15 dias ou uma vez por mês.

3.2.3.4 Despesca e Depuração

Para Ostrensky e Boeger (1998) é importante realizar um jejum de 24 horas nos animais

antes da despesca, medida importante, pois evita que alimentos que estejam no

estômago sejam regurgitados na caixa de transporte. Peixes com o trato digestório vazio

são mais resistentes e sofrem menos com o estresse. De acordo com OSTRENSKY e

BOEGER,( 1998) existem duas maneira de despesca no Brasil, drenagem do viveiro e

utilização de rede de arrasto.

Na depuração, o período mínimo de jejum necessário para o completo esvaziamento do

sistema trato digestivo irá depender de muitos fatores como: temperatura da água,

14

tamanho do peixe, espécie e hábito alimentar. O jejum pode variar de 1 a 4 dias para os

peixes e de 1 a 2 dias para alevinos. Esses peixes submetidos ao jejum se recuperam

mais rapidamente do estresse, pois entram no tanque de transporte com o trato digestivo

praticamente vazio. Desta forma, praticamente não se tem o impacto negativo do

material fecal, que diminui a qualidade da água na caixa de transporte, pois esse

material fecal aumenta a concentração de matéria orgânica de forma que aumenta os

metabólicos tóxicos como a amônia.

4. Relatório de Estágio

O estágio foi realizado na empresa Bom Futuro Piscicultura, localizada as margens do

rio Coxipó do Ouro na região de Cuiabá em Mato Grosso, tendo como supervisor o

zootecnista Dr. Darci Carlos Fornari, no período de 17 de Março até a defesa do

relatório de estágio.

A empresa Bom Futuro piscicultura iniciou suas atividades nas proximidades do

Coxipó do Ouro a cerca de quatro meses. Seu principal objetivo é o melhoramento

genético de peixe, e também suprir as necessidades de alevinos das outras fazendas que

o grupo tem. Atualmente a fazenda possui 120 matrizes de Tambaqui (Colossoma

macropomum), 137 matrizes de Piau (Leporinus frideric), 40 Cachara

(Pseudoplatystoma fasciatum) e 8 Jundiá amazônico (Leiarius marmoratus), 200 mil

alevinos de Tambaqui e 12 mil alevinos de Cachara.

A fazenda tinha toda sua estrutura física montada para a produção de alevinos (figura A

e B) em larga escala, como desato a seguir:

Laboratório: Local que possuía 84 incubadoras para a produção de pós-

larva, 48 caixas de espera das matrizes e 24 incubadoras para eclosão

das artemias.

Figura 3. Vista Interna(A) e externa(B) do laboratório de reprodução de peixes.

15

Fonte: Arquivo pessoal

Escritório: Local onde eram armazenados os dados da propriedade e entre outras

tarefas, como reposições do produto, compras de insumos, etc.

Sala para eclosão de Artemias (A) e incubadora dos peixes (B)

Figura 4. Sala das incubadoras utilizada para eclosão de artemias.


Caixas de espera das matrizes, depuração e etc. Figura 5. Caixa de espera das matrizes para manejo, depuração e etc

16


Viveiro para estocagem do plantel de reprodutores e matrizes, (figura 6) ao todo

eram 53 com medidas de até 6 metros de comprimento por 3 de largura e uma

profundidade média de 1,60m.

Figura 6. Viveiros para estocagem dos alevinos dos peixes reprodutores e matrizes.


Eram 18 viveiros para estocagem dos alevinos produzidos no laboratório, com

aproximadamente 3,44 hectares ao todo. (figura 7)

Figura 7. Viveiros escavado para estocagem dos alevinos produzidos na empresa.

17


Reservatório para o laboratório (A) e para os viveiros dos alevinos (B)

Figura 8. Reservatório para os viveiros dos alevinos.


Viveiro tanque escavado das Matrizes (figuras 9)

Figura 9. Viveiro tanque escavado para estocagem das matrizes.

18

Fonte: Arquivo Pessoa

Redes para manejo, biometria, despesca e entre outras atividades. (figura 10)

Figura 10. Rede de arrasto


19

5. Atividades Desenvolvidas e Discussão

O estágio foi realizado na Bom Futuro Piscicultura nas proximidades do rio Coxipó do

Ouro em Cuiabá Mato Grosso, no período de 17 de Março até a defesa do relatório de

estágio, com carga horaria de 30 horas semanal e no qual foi realizado o

acompanhamento das atividades da fazenda, sob orientação dos zootecnistas Darci

Carlos Fornari e Vagner Luiz de Queiroz Dantas.

As atividades abaixo relacionadas ocorreram de forma planejada de modo que fosse

possivel acompanhar e o real funcionamento de uma piscicultura comercial, incluindo

os desafios ocorridos e as possíveis soluções durante este estágio para os problemas

ocorridos no cotidiano.

Arraçoamento

Seleção de Reprodutores

Indução hormonal e extrusão

Produção de artemias

Manejo nas incubadoras

Treinamento alimentar de cachara

Biometria

5.1 Arraçoamento

O manejo alimentar correto garante bons índices de produção, ou seja, otimiza o rendimento

e evita o desperdício de ração e mantém a qualidade da agua. Ao aumentar na quantidade de

ração ofertada, maior será a excreção, contribuindo para aumento a concentração de matéria

orgânica na água, podendo ocorrer o chamado “florescimento” de ‘‘fitoplâncton”, que

consome oxigênio dissolvido em grande quantidade prejudicando a produtividade (Ranzani-

Paiva, 2004)

A alimentação dos alevinos foi realizada duas vezes ao dia, uma no período da manhã e um

no período da tarde, da seguinte forma: no período da manhã era estimado a quantidade de

oxigênio dissolvido na água com o auxílio de um oxímetro em cada viveiro. Caso passasse

de 2,0 mg/l, efetuava-se o arraçoamento. Estando abaixo de 2,0 mg/l não fornecia o

alimento. Na parte da tarde, pós o almoço era realizado o segundo trato do dia e novamente

estimado com o auxílio do oxímetro o nível de oxigênio dissolvido na água, sendo que para

fornecer o alimento, o nível devia ser superior a 4,0 mg/l (Figura 11). De acordo com

20

Kubitza (1998) os peixes só se alimentam bem ou apresentam melhor resultados quando os

níveis de oxigênio dissolvido estão próximos da saturação.

O teor de proteína da ração fornecida era de 55%, sando ela farelada (figura 12). A partir do

décimo dia os alevinos passavam por uma adaptação para comer ração já extrusada, de

1,0mm e com 45% de proteína (figura 13 e 14). Às matrizes era ofertada ração com 32% de

proteína bruta (pelete de 14mm) duas vezes ao dia também, sem medir o nível de

oxigênio.(figura 15)

Figura 11. Manejo de monitoramento do oxigênio.


Figura 12. Ração Farelada


21

Figura 13. Ração extruzada 1,0mm


Figura 14. Arraçoamento no viveiro os Cacharas


Figura 15. Saco de 25kg de ração oferecida para as matrizes, peletes 14mm

22


5.2. Seleção de Reprodutores

A capacidade de seleção de peixes maduros é vital para o sucesso do processo de

indução da maturação final e desova, sendo considerada a etapa mais importante para o

sucesso da desova. A seleção consiste na escolha de exemplares que estão com as

gônadas no estádio de dormência, ou seja, aqueles peixes que têm maior chance de

responder positivamente ao tratamento de indução hormonal, resultando na ovulação ou

espermiação de gametas viáveis (ZANIBONIFILHO e NUÑER, 2004).

Reprodutores, como a Cachara e o Tambaqui, foram capturados na fazenda que fica

localizada atrás da sede do escritório da Bom Futuro em Cuiabá, na gonadal fêmea de

Cachara foi feita a Canulaçao (introdução da cânula no orifício genital da fêmea) para

saber o estagio de maturação dos gametas, e nos machos apenas a massagem

pressionando a região do abdômen sentido cabeça cauda do animal até liberar gotas de

sêmen pelo poro urogenital. No tambaqui era apenas observada a região abdominal e o

órgão genital, apresentavam-se inchados e entumecidos no caso dos peixes maduros

sexualmente (figura16).

Figura 16. Matriz de Tambaqui apta a reprodução.

23


5.3. Indução Hormonal e Espermiação

São varias as formas de administração de hormônio, contudo um método não pode ser

universal. A técnica a ser adotada depende da espécie do peixe, das condições locais e

da própria experiência com aquela propriedade em específico (WOYNAROVICH e

HORVÁTH, 1989).

Segundo Zaniboni-Filho e Nuñer (2004), os hormônios utilizados na indução hormonal,

são hidrossolúveis, ou seja, a administração é feita através de uma solução aquosa.

Vários tipos de solução podem ser usados, com resultados semelhantes. Outra forma

de se administrar o hormônio é por via oral, entretanto essa técnica não é muito usada

na piscicultura.

Foi realizada indução hormonal com aplicação de extrato de hipófise na nadadeira

peitoral (figura 17). Na primeira dosagem aplicou-se 10% do total e na segunda dose

foi diluído (após 8 horas) aplicou-se o restante (90%). O extrato de hipófise com o soro

fisiológico (0,5 ml por kg de peso vivo). A concentração do hormônio foi de 0,5 mg/

peso vivo na primeira dosagem, 5,0 mg/ peso vivo na segunda. Após a segunda

dosagem, iniciou-se a contagemda hora-grau, e por volta das 240 horas-grau deu-se

24

início a extrusão dos gametas (Figura 18). Após a extrusão, os gametas foram

homogeneizados e hidratados, e os ovos colocados na incubadora (figura 19).

Figura 17. Aplicação hormonal na Cachara


Figura 18. Extrusao dos Gametas no Tambaqui


Figura 19. Incubadora com ovos de Tambaqui

25


5.4 Produção de Artemias

A alimentação é um fator importante para uma boa produção de larvas e seu

desenvolvimento (TESSER et al., 2005; AYRES, 2006). Em laboratório devido ao

controle e facilidade de eclosão, utiliza-se com sucesso os náuplios de Artemia, com

bons resultados de desempenho e sobrevivência das larvas de várias espécies

(DANIELS e HODSON, 1999; JOMORI, 1999, TESSER et al., 2005).

Os náuplios de Artemia eclodem após 24 horas de colocadas na incubadora com

oxigênio, luz elétrica e sal dissolvido na água na proporção de 4,0 mg de sal por litro de

água (figura20). Os náuplios de Artemia eram fornecidos à larvas de cachara a cada

duas horas para evitar canibalismo. (figura 21).

26

Figura 20. Incubadora com Artemias

.


Figura 21. Incubadora com Larvas de Cachara e Artemia


5.5 Manejos das Incubadoras

Após a completa eclosão dos ovos, as incubadoras eram sifonadas para a retirada de

toda a sujeira que estava depositada na incubadora como ovos não eclodidos, restos de

casca de ovos larvas já mortas (figura 22). Os parâmetros da qualidade da água e

temperatura não eram monitorados pois de acordo com o zootecnista não havia

necessidade, já que a água obtinha resultados constantes. Após 24 horas da eclosão, as

larvas foram sifonadas para um balde e colocadas em outra incubadora para uma melhor

limpeza da mesma (figura 23). Após a absorção do saco vitelínico, se iniciava a oferta

de ração farelada e a abertura do filtro que abastecia as incubadoras para a entrada de

fitoplâncton.

27

Figura 22. Incubadora antes da limpeza


Figura 23. Incubadora Limpa


5.6. Treinamento Alimentar de Cachara

Após os Alevinos de Cachara ficarem 11 dias na incubadora se alimentando de artemia

e fitoplâncton, eles foram manejados para uma caixa de água (figura 24), que ficava

dentro do próprio laboratório para serem treinados a comer ração (figura 25). Essa ração

foi composta de ração farelada e gema de ovo (figura 26). A gema era adicionada até

que se consiguisse uma consistência suficiente para que utilizar uma seringa para

auxiliar na alimentação. (figura 27)

28

Figura 24. Soltura das larvas de Cachara nas caixas


Figura 25. Ração ofertada às larvas


Figura 26. Gema de ovo e ração

29


Figura 27. Homogeneização e sucção da ração com seringa

Fonte Arquivo pessoal

5.7 Biometria

30

Todo o processo de produção necessita de um acompanhamento que permita avaliar o

crescimento e saúde dos peixes ao longo do cultivo. Para isso, é realizada a biometria. A

biometria é um manejo no qual parte dos peixes cultivados é amostrada e informações

de interesse, como peso, comprimento e estado de saúde dos animais são avaliados.

Além disso, tais medidas permitem ajustes no manejo da produção, principalmente na

alimentação. De acordo com o Centro de Tecnologia em Aquicultura e Meio Ambiente

CTA (2015), a realização da biometria consiste basicamente em obter-se uma amostra

representativa da população do tanque coletada de forma não tendenciosa

(preferencialmente através de tarrafadas em pontos distintos do tanque). No estágio, esta

amostra foi pesada com auxilio de um balde com água e o peso total foi dividido pelo

número de peixes contidos na amostra, obtendo-se assim o peso médio estimado dos

animais dos tanques.

A cada 20 dias foi realizada uma biometria nos tanques dos alevinos, no qual se passa

uma rede no tanque por completo (figura 28) e era verificado se estava ocorrendo

canibalismo e presença de parasita nos peixes ( figura 29). Havendo necessidade, o lote

era dividido de acordo com a disponibilidade.

Figura 28. Passagem de rede no viveiro dos alevinos


Figura 29. Alevinos padronizados e pronto para soltura

31


6. Considerações Finais

O acompanhamento das atividades realizadas na Bom Futuro Piscicultura colocou em

prática os conceitos passados na academia adaptando-os para a realidade encontrada no

campo, oferecendo o melhor para a produção. A convivência com profissionais da área

permitiu compreender o potencial da atividade no local e o seu investimento para a

obtenção de uma boa produção.

Durante o estágio verificou-se a necessidade do aprimoramento em áreas especificas

para um melhor aproveitamento das práticas envolvidas como a reprodução, que é um

ponto chave para a piscicultura, pois demanda de técnicas qualificadas e um certo nível

tecnológico.

A Bom Futuro piscicultura investe na reprodução e melhoramento genético, pois

futuramente irá produzir alevinos geneticamente melhorado, obtendo melhores

resultados de produção. A vivencia neste local foi de grande importância para o

conhecimento pessoal e profissional, foi uma oportunidade ímpar. Além do

conhecimento adquirido trabalhei com profissionais dedicados e com a responsabilidade

de obter bons resultados.

32

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