Comercial Incubation [Incubação Comercial]

Comercial Incubation [Incubação Comercial]

Authors

Wagner Azis Garcia de Araújo Luis Fernando Teixeira Albino

Federal University of Viçosa, Peter Henry Rolfs Avenue, Unnumbered Viçosa

Minas Gerais State, ZIP CODE: 36570-000, Brazil [Universidade Federal de Viçosa, Av. Peter Henry Rolfs, s/n. Viçosa – Minas Gerais

CEP: 36570-000, Brasil]

Transworld Research Network, T.C. 37/661 (2), Fort P.O., Trivandrum-695 023 Kerala, India

Published by Transworld Research Network 2011; Rights Reserved Transworld Research Network T.C. 37/661(2), Fort P.O., Trivandrum-695 023, Kerala, India Authors Wagner Azis Garcia de Araújo Luis Fernando Teixeira Albino Managing Editor S.G. Pandalai Publication Manager A. Gayathri Transworld Research Network assumes no responsibility for the opinions and statements advanced by the Authors ISBN: 978-81-7895-540-7

Contents

Chapter 1 Biosseguridade na produção de matrizes pesadas 1 Chapter 2 Biosseguridade nos incubatórios 15 Chapter 3 Embriodiagnóstico 29 Chapter 4 Incubadoras de estágio único e múltiplo 69 Chapter 5 Manejo de ovos férteis: Cuidados da coleta até o nascimento 89 Chapter 6 Fatores capazes de afetar os índices de eclosão 105 Chapter 7 Importância de qualidade da casca do ovo em matriz pesada 123 Chapter 8 Residuos de incubatório: Disposição e aproveitamento 139 Chapter 9 Desinfeção dos ovos incubáveis 157

CHAPTER 1

Biosseguridade na produção de matrizes pesadas

Introdução Biosseguridade é hoje algo primordial para a sobrevivência de todos os tipos de explorações comerciais de aves domésticas. O enorme crescimento e modernização da indústria avícola tornaram claro e evidente a necessidade de uma maior, e mais detalhada atenção à saúde dos plantéis. Principalmente porque o crescimento dessa indústria está baseado em um grande aumento no tamanho dos sistemas de produção com um conseqüente aumento na densidade animal em uma determinada área geográfica. Isso se traduz em uma situação ideal para a multiplicação e disseminação de vários patógenos de aves e a ocorrência de surtos de enfermidades que acarretam elevados prejuízos econômicos. Um outro aspecto importante na indústria avícola é a preocupação com a saúde pública. Os consumidores finais de produtos avícolas estão sujeitos a serem acometidos por enfermidades causadas por patógenos presentes nesses produtos. A única maneira de manter rebanhos comerciais livres ou controlados no que diz respeito à presença de agentes de enfermidades de impacto econômico na produtividade e/ou perigosos para a saúde pública, é por meio da utilização de um programa de biosseguridade. Benefícios da biosseguridade Os benefícios de um programa de biosseguridade são: • Saúde do lote de reprodutores: - mortalidade de aves em cria e reprodução;

- desempenho reprodutivo (produção de ovos, fertilidade e eclodibilidade);

- custo de produção. • Saúde da progênie - desempenho zootécnico (ganho de peso e conversão alimentar); - mortalidade;

Wagner Azis Garcia de Araújo & Luis Fernando Teixeira Albino 2

- rendimento das carcaças ao abate; - condenação de carcaças ao abate. • Saúde humana - Transmissão de agentes de zoonoses (Salmonelas, Campilobacter jejuni). Biosseguridade vs. biossegurança O termo biossegurança é freqüente e erradamente (no que diz respeito à saúde animal) utilizado em substituição à biosseguridade. Biosseguridade é um conceito geral, abrangente e refere-se à saúde animal. De acordo com Houaiss et al. (2001), biosseguridade indica diretamente algum tipo de procedimento que visa prevenir e/ou controlar determinado evento. Já biossegurança refere-se quase que exclusivamente a assuntos de saúde humana e pode ser definida como prevenção à exposição a agentes de enfermidades e/ou a produtos biológicos capazes de produzir doenças em seres humanos. Conceitos Em seu sentido geral, biosseguridade significa o estabelecimento de um nível de segurança de seres vivos por intermédio da diminuição do risco de ocorrência de enfermidades agudas e/ou crônicas em uma determinada população. Esse conceito geral é aplicável a populações de qualquer espécie animal. Em produção de aves, um programa de biosseguridade significa o desenvolvimento e implementação de um conjunto de políticas e normas operacionais rígidas que terão a função de proteger as aves contra a introdução de qualquer tipo de agentes infecciosos, tais como vírus, bactérias, fungos e/ou parasitas. De um modo geral biosseguridade envolve: - Controle da multiplicação de agentes biológicos endêmicos (Um

crescimento descontrolado na população desses organismos poderá ocasionar um efeito negativo crônico no desempenho e produtividade dos rebanhos);

- Prevenção da contaminação dos rebanhos por organismos altamente contagiosos e potencialmente letais; - Controle e prevenção de agentes infecciosos de importância na saúde

pública (zoonoses, ex.: salmonelas);

Biosseguridade na produção de matrizes pesadas 3

- Controle e prevenção daqueles agentes infecciosos de transmissão vertical.

Componentes operacionais de um programa de biosseguridade Um programa de biosseguridade é basicamente um grupo de procedimentos desenhados para prevenir a entrada e a disseminação de enfermidades em um sistema de produção de aves. Isso é alcançado via manutenção do menor fluxo possível de organismos biológicos (vírus, bactérias, parasitas, fungos, roedores, animais silvestres, pessoas) por meio das divisas do sistema de produção. Um programa de biosseguridade tem basicamente nove componentes principais que funcionam como elos de uma corrente. Dessa forma, a efetividade de um programa de biosseguridade será sempre igual à resistência do elo (componente) mais fraco da corrente. Dessa forma, todos os componentes devem receber a mesma atenção durante o planejamento, implantação e controle permanente do programa de biosseguridade. Todos os procedimentos descritos, a seguir, são recomendações básicas essenciais a qualquer programa de biosseguridade. 1) Isolamento O isolamento físico é a primeira consideração para o estabelecimento de um novo sistema de produção. Basicamente, o sistema de produção deve ser localizado a uma distância segura de: • Outros sistemas de produção de aves (industriais ou de fundo de quintal); • Incubatórios; • Fábricas de ração; • Abatedouros/frigoríficos; • Estradas principais muito movimentadas e/ou estradas com intenso fluxo

de transporte de cargas vivas (aves, bovinos, suínos). Reflorestamentos com árvores não frutíferas, matas naturais, bem como a presença de elevações topográficas, também servem de barreiras sanitárias naturais, diminuindo o risco de contaminação entre as unidades avícolas e o estresse para as aves. São estabelecidas pelo PNSA (Programa Nacional de Sanidade Avícola) por meio da Instrução Normativa n° 4/1998 do Ministério da Agricultura


Estabelecimentos Distância mínima (m)

Entre granja e abatedouro 5.000

Entre bisavozeiro e avozeiro 5.000

Entre matrizeiros 3.000

Entre núcleos e limites periféricos da propriedade 100

Entre núcleo e estrada vicinal 500

Entre núcleos de diferentes idades 500

Entre recria e produção 500

Pecuária e Abastecimento (MAPA), as distâncias mínimas a serem observadas entre a granja de matrizes e outros estabelecimentos. No entanto, é muito importante que esse aspecto de distância seja tratado com bom senso técnico e econômico. 2) Controle de tráfego O controle de tráfego diz respeito aos riscos à saúde do plantel pelo fluxo ou trânsito para dentro e fora do sistema de produção e entre unidades internas do sistema de visitantes, técnicos e funcionários, veículos, equipamentos e materiais (veículos de transporte de ração/ovos/aves, ninhos, balanças, roupas, produtos químicos, etc.), animais silvestres e domésticos. O ideal seria que todo o fluxo de pessoas, veículos, equipamentos e materiais em um sistema de produção de aves seguissem o conceito de “áreas sujas e áreas limpas”. Todas as pessoas, veículos, máquinas e equipamentos entrando na granja devem entrar pela área de apoio central após seguir todos os procedimentos de banho, troca de roupa, limpeza e desinfecção e dirigir-se a um dos galpões ou núcleos de galpões de aves através da "estrada limpa" ou "área limpa". Após a visita, estes veículos e pessoas retornam ao apoio central através da "estrada suja" ou "área suja". Se porventura outro núcleo tiver que ser visitado, todo o procedimento será repetido. Além disso, existem outras regras importantes. A regra básica é proibição total de visitas sociais. Quando for essencial a presença de um visitante ao sistema (para manutenção ou aspecto comercial essencial), ele deve seguir as regras de biosseguridade implantadas nesse sistema: - manter registro escrito de todos os visitantes - 72 horas sem contato com qualquer espécie de ave, laboratório de

diagnóstico, fábricas de ração, incubatórios, abatedouros/frigoríficos e encontros técnicos de avicultura;


- não estar clinicamente doente com enfermidades, tais como resfriado, gripe e problemas gastrointestinais em geral, no dia da visita ou nos 7 dias anteriores à visita;

- realizar o banho e troca de roupa completa na entrada e saída da granja e na entrada e saída do galpão ou núcleo visitado;

Os técnicos e funcionários, que trabalham na granja, não devem possuir qualquer espécie de ave doméstica em sua própria casa. Nunca devem visitar qualquer outro sistema de produção de aves sem um prévio planejamento dos procedimentos a serem realizados após a visita. Os procedimentos prévios para reinício da entrada rotineira no sistema devem ser os mesmos (listados acima) exigidos para visitantes ocasionais. O fluxo de visitas a diferentes lotes em uma granja por idade (mais novo ao mais velho) e/ou por status de saúde (sem problemas de saúde ou com problemas clínicos atuais ou recentes) deve ser sempre respeitado. Também é ideal que seja proibida a entrada de veículos externos à granja (carros de visitantes, técnicos e funcionários e caminhões de ração e de entrega de materiais). Em caso de necessidade, todo o veículo que entrar na área interna dos limites do sistema de produção deverá ser cuidadosamente lavado com água com detergente, enxaguado e, em seguida, desinfetado com produto de amplo espectro (por exemplo, mistura de composto de amônia quaternária com glutaraldeído). Os veículos internos à granja nunca devem sair da área interna da granja. Os silos de recebimento de ração devem estar localizados à beira da cerca perimetral do sistema de produção, ou seja, veículos que transportam rações não devem entrar na granja. É interessante que não ocorra troca de qualquer tipo de equipamentos e materiais entre galpões (ou núcleos de galpões) e/ou entre granjas. No entanto, quando houver a necessidade, devem ser desinfetados ao saírem de seu local de origem e novamente antes de serem introduzidos no local de destino (galpão, núcleo, granja, etc). Todos os galpões de aves abertos lateralmente devem ser tornados à prova de pássaros silvestres com a utilização de telas laterais protetoras. Cada galpão, ou núcleo de galpões com aves de mesma idade, deve ser cercado por cerca perimetral (evitar a entrada de pessoas estranhas e animais de grande porte). 3) Higienização Existem vários procedimentos operacionais de higienização importantes na eficiência de um programa de biosseguridade, sendo essencial executar todos os passos de maneira correta ou de nada adiantará o trabalho:


- Limpeza e desinfecção; - Higiene pessoal; - Destino das aves mortas; - Limpeza e desinfecção das instalações; - Limpeza e desinfecção de veículos; - Higiene e qualidade da água de bebida; - Higiene de ninhos e ovos férteis; - Controle de peste (roedores e insetos); - Higiene do alimento das aves. A fase de limpeza, das estruturas a serem desinfetadas é crítica para o sucesso de toda a operação. Nessa fase cerca de 90% da carga total de microorganismos presentes em determinada estrutura pode ser retirada. Uma grande gama de detergentes é disponível comercialmente para a limpeza de instalações de criação de animais que antecede o processo de desinfecção. É importante na fase de limpeza uma eficiente remoção da matéria orgânica para que seja realizada posteriormente a desinfecção. Em relação aos desinfetantes, existem várias substâncias que podem ser utilizadas. Os princípios ativos mais utilizados em sistemas de produção animal podem ser classificados como: compostos de amônia quaternária, fenóis, compostos liberadores de halogênios, aldeídos, compostos iodados, álcoois, ácidos, etc. Em relação a higiene pessoal algumas regras são importantes, como o banho e troca de roupa para adentrar o sistema de produção, sendo que todos os materiais de uso pessoal devem ser deixados no vestiário de entrada. O destino das aves mortas pode ser: valas, fossas sépticas, incineração ou a compostagem. A compostagem é a formação de camadas sobrepostas de cama de aviário, aves mortas, palha e água para a destruição das carcaças via fermentação anaeróbia. Esse é o destino mais recomendado para as aves mortas, pois esse sistema, se bem manejado, não polui o meio ambiente, não causa proliferação de insetos e moscas, não atrai animais carniceiros, é sem mau cheiro, é um processo fácil e barato, produz adubo de boa qualidade, etc. Muitos fatores podem afetar a qualidade da água de bebida das aves. Entre os principais tem-se pH, dureza, minerais, substâncias químicas e a contaminação bacteriana. Os parâmetros de qualidade da água de bebida devem ser testados rotineiramente em laboratórios confiáveis. O ideal é tomar amostras a cada quatro meses de todas as fontes de suprimento de água do sistema e realizar teste completo (físico-químico e microbiológico). As bactérias estão presentes no ambiente como células livres (em suspensão no ar, mergulhadas na água, associadas a tecidos animais ou vegetais, etc.), como membros de comunidades multiespecíficas complexas ou como os assim denominados biofilmes. Biofilmes são comunidades


complexas de microorganismos compostas por densos agregados de células microbianas embebidas em uma matriz viscosa por elas produzida e aderida a uma superfície. Esses agregados celulares são compostos por inúmeras microcolônias de células, que são atravessadas por canais de água em áreas intersticiais vazias. O fluxo de água pelos canais intersticiais aumenta a oferta de nutrientes para as células do biofilme. A destruição de biofilmes bem estabelecidos é um processo difícil e muitas vezes eles se perenizam em algumas situações específicas. Um dos métodos mais comuns e efetivos de controle permanente da proliferação microbiana na água de bebida é a adição à água de compostos liberadores de halogêneos, principalmente o cloro, como na caso da cloração da água. Em baixas concentrações, o cloro é utilizado como um desinfetante permanente e, em altas concen¬trações (tratamento de choque), pode ser utilizado como desinfetante para limpezas e desinfecções de rotina do sistema armazenador e condutor da água. Deve-se utilizar nos ninhos sempre materiais limpos, secos e livres de contaminação por fungos para evitar a contaminação de ovos postos. A freqüência da coleta de ovos é um aspecto essen¬cial para a manutenção de uma alta higiene dos ovos férteis, principalmente em situações extremas de clima. É recomendado um mínimo de seis coletas por dia, sendo quatro na parte da manhã e duas à tarde. O importante, sob o ponto de vista de biosseguridade, é que o ovo seja coletado e desinfetado tão cedo quanto possível após a postura, para que não seja penetrado por microorganismos enquanto está no ninho. Todos os ovos contaminam¬-se com bactérias ao passar pela cloaca antes de ocorrer a postura. Em geral, um ovo fértil no momento da postura já apresenta uma carga bacteriana em torno de 300 a 500 células viáveis de microorganismos na superfície da casca. Além disto, bactérias que entram em contato com o ovo após a postura podem ser encontradas em seu interior, tão cedo quanto 30 minutos após o contato inicial com a superfície da casca do ovo. O ovo deve ser coletado o mais rapidamente possível, desinfetado e armazenado sob condições apropriadas para impedir a penetração e multiplicação de bactérias, além de impedir o desenvolvimento embrionário até o início da incubação artificial. A fumigação com gás formaldeído é, sem dúvida, o mais prático e efetivo método de desinfecção de ovos férteis. Várias espécies de insetos, além das moscas, podem ser encontradas em um aviário, algumas tendo razoável importância, com riscos à biosseguridade do sistema. Normalmente, encontram-se quatro espécies de besouros em um galpão de criação industrial de aves. Dessas espécies, a mais importante sob o ponto de vista da biosseguridade das aves é o cascudinho. Pela grande variedade de patógenos que pode transmitir às aves ele é alvo certo de qualquer programa de biosseguridade. Seu controle é bastante difícil por


apresentar um ciclo de vida curto e hábitos comportamentais muito particulares. Roedores domésticos (ratos e camundongos) também são problemas importantes na produção avícola industrial. Uma infestação leve (400 camundongos ou 40 ratos) em um galpão com 10.000 aves aumentará o consumo de ração total em aproximadamente 0,1 % (em torno de 400 a 500 kg por ano). No entanto, infestações realmente grandes podem causar um desperdício de ração de até 2% por ano. Roedores são vetores principais e reservatórios de uma gama de microorga¬nismos potencialmente patogênicos para as aves e humanos. Entre os principais tem-se: Salmonella sp (principalmente S. enteritidis [SE] e S. typhimurium [ST]); Pasteurela multocida; Yersínia paratubereulosis; Leptospira sp; Campylobaeter jejuni; Influenza Aviária (carreador mecânico); Doença de Gumboro (carreador mecânico); Doença de Newcastle (carreador mecânico). Um único camundongo infectado por Salmonella enteritidis pode excretar até mais de 230 mil células desse agente em cada um de seus péletes de fezes. Experiência de campo e algumas investigações científicas conduzidas em vários paises da América e Europa demonstram claramente que o alimento administrado às aves pode ser uma das maiores, senão a maior fonte de contaminação de plantéis em sistemas industriais de produção de aves. Particularmente, contaminações por Sa/mone//a sp, C/ostridium sp, várias cepas patogênicas ou não de EsclJelicbia co/i e fungos produtores de micotoxinas. Portanto, o controle da contaminação do alimento ingerido pelas aves tem efeito não somente sobre a sua saúde, como também na saúde pública, via controle da contaminação das aves e, conseqüen¬temente, menor taxa de contaminação dos produtos avícolas. Processos de descontaminação de rações e matérias-primas combinam tratamentos químicos e processos tecnológicos. Tratamentos químicos são, na grande maioria, baseados nos efeitos negativos de um baixo pH para a sobrevivência bacteriana ou baseados nos efeitos diretos de soluções desinfetantes (formaldeído gás/ solução e gás de óxido de etileno). Já processos tecnológicos estão baseados na sensibilidade ao calor apresentada pelas bactérias (salmonelas, principalmente). A adição de produtos químicos à ração e suas matérias-primas é hoje o método mais difundido de tentativa de controle da população microbiana e sua multiplicação, tanto na ração, diretamente, quanto no trato intestinal das aves após sua ingestão. Existe uma grande e variada oferta de produtos comerciais à base de ácidos orgânicos para serem adicionados ao alimento das aves. As propriedades antimicrobianas dos ácidos orgânicos estão baseadas em dois efeitos principais. O primeiro é a diminuição do pH do alimento e conseqüente inativação bacteriana; e o segundo, mais importante, é que a forma não dissociada dos ácidos pode difundir-se livremente pela


membrana dos microorganismos. Uma vez dentro da célula, o ácido dissocia-se, causa uma supressão nas enzimas intracelulares e sistemas de transporte de nutrientes, matando o microorganismo. Alguns produtos comerciais disponíveis possuem formaldeído adicionado à mistura de ácidos orgânicos. Essa mistura torna os produtos muito mais eficientes em virtude do forte efeito bactericida do formaldeído. Já em relação aos tratamentos térmicos, os mais utilizados pela indústria são a peletização, extrusão e expansão. 4) Alojamento, medicação e vacinação Os lotes devem ser amostrados na chegada à granja antes do descarregamento e então alojados no galpão de destino. Normalmente, as amostras tomadas na chegada são testadas para aquelas enfermidades controladas pelo PNSA (micoplasmas e salmonelas, principalmente). Dependendo dos resultados laboratoriais, o lote poderá permanecer na granja ou ser abatido e substituído por outro lote. No entanto, uma vez alojado na granja de destino, o lote de reprodutores será de inteira responsabilidade do sistema onde foi alojado, já que qualquer amostra tomada após a colocação das aves no galpão de destino pode simplesmente estar expressando uma contaminação adquirida no sistema onde foram alojadas. É muito importante sempre adquirir o material genético, de fornecedores idôneos, que primem pela qualidade sanitária e produtiva da linhagem a ser adquirida. Por medicação, em avicultura industrial, normalmente é entendida a terapia antimicrobiana (antibióticos e quimioterápicos), seja preventiva e/ou curativa. O uso responsável de terapias antimicrobianas inclui um diagnóstico correto, conhecimento das propriedades do antibiótico, dose, espectro de ação, interações com outras substâncias e rápida implementação da terapia. A principal razão para vacinar plantéis de reprodutores é a de reduzir perdas com morbidade e mortalidade causadas pelas doenças infecciosas. Outra razão, também muito importante, é a proteção contra quedas na taxa de produtividade (produção de ovos férteis). Além disso, a vacinação das reprodutoras poderá reduzir a transmissão vertical de alguns patógenos para a progênie. As repro¬dutoras vacinadas passarão anticorpos maternos (via ovo fértil) para sua progênie, protegendo-a contra algumas infecções durante duas a três primeiras semanas de vida. Um dos importantes objetivos da vacinação, hoje em dia, é a prevenção da disseminação de certas zoonoses. É muito importante enfatizar que nenhuma vacina disponível hoje protege 100% contra a infecção, colonização e multiplicação, na ave, do agente infeccioso e contra a expressão e sintomas clínicos. Vacinas são apenas uma das muitas ferramentas essenciais a um efetivo programa de biosseguridade. Todo o programa de vacinação deve ser desenhado com base no conhecimento do


médico veterinário sobre a saúde do rebanho onde o programa será utilizado e na epidemiologia das principais enfermidades ocorrentes na região onde está localizado o sistema de produção. 5) Monitoramento, registro e comunicação dos resultados A saúde do plantel deve ser monitorada continuamente por visitas clínicas e testes diagnósticos laboratoriais (sorologia, PCR, isolamento bacteriológico e virológico). O monitoramento de todos os lotes de reprodutores, no Brasil, deve estar em acordo com o preconizado pela legislação em vigor do PNSA. O monitoramento das aves deve ser adaptado às situações clínico-epidemiológicas específicas de cada sistema de produção ou região geográfica, atendendo integralmente a legislação vigente. O objetivo de um programa de monitoramento é um rápido diagnóstico de problemas na saúde do lote e diminuição dos prejuízos causados pelos efeitos clínicos, bem como diminuição do risco de disseminação dessas enfermidades. É recomendável que os dados de monitoramento de qualquer lote sejam mantidos pelo menos durante dois anos após o final da vida produtiva e abate do lote em questão. Essas informações devem estar sempre disponíveis para os técnicos oficiais do MAPA que estejam envolvidos com o PNSA. Uma das maiores responsabilidades do responsável pelo programa de biosseguridade é passar uma informação já analisada tecnicamente e os possíveis procedimentos a serem realizados em seguida, pois, sem sua avaliação técnica, os resultados serão de nenhuma utilização ao proprietário do sistema de produção. Obviamente, todos aqueles resultados relacionados com a legislação vigente (PNSA) deverão ser imediatamente comunicados aos órgãos responsáveis, quando for necessário e preconizado pela legislação em questão. 6) Erradicação de doenças Uma vez contaminado por algum patógeno importante, só haverá duas opções ao sistema de produção, controlar e conviver (desenvolvendo programas de controle e convivência com o patógeno) ou tentar erradicar o organismo em questão. A erradicação de enfermidades implica na implantação de técnicas de manejo e biosseguridade específicas e sempre haverá um custo extra envolvido com o processo. 7) Auditoria (técnica e de qualidade total) e Atualização Um programa de biosseguridade necessita de constante auditoria e atualização. Somente desse modo manterá sua efetividade e abrangência.


A atualização do programa é uma operação permanente e está em função de aspectos muito importantes, tais como: • Situação clínico-epidemiológica do sistema de produção ou da região

onde está localizado; • Novas exigências de clientes do sistema com relação à saúde das aves,

como produzir para exportação ou para empresas que exportarão o produto final;

• Desenvolvimento de novas técnicas de investigação diagnóstica; • Nova legislação de saúde animal regional ou nacional; • Crescimento do sistema de produção. O cronograma de visitas de auditoria do programa de biosseguridade deve prever, pelo menos, três auditorias anuais completas ao sistema. Essas auditorias sempre devem ser realizadas em datas não anunciadas a todos os envolvidos com o sistema a ser auditado. Isso permite que, no momento da auditoria, a situação operacional no sistema reflita exatamente o que ocorre no dia a dia. Para cada componente deverá ser previamente criado um guia de auditoria que indicará os principais pontos a serem avaliados. Essa avaliação deverá ser quantificada por índices ou pontuações que tornarão a análise dos dados mais fácil, permitindo a comparação com auditorias anteriores. 8) Educação continuada A educação continuada refere-se ao permanente treinamento de todos aqueles envolvidos com o programa de biosseguridade, desde proprietários e investidores do sistema, diretores, corpo gerencial, até o menor nível hierárquico da empresa, englobando todos aqueles relacionados com a produção e comercialização dos produtos do sistema de produção. Pelo menos uma atualização anual deverá ser feita para os níveis hierárquicos mais altos. Já, para os níveis hierárquicos operacionais do sistema de produção, as atualizações e treinamentos do programa de biosseguridade devem ser realiza¬das três vezes ao ano. Os aspectos conceituais e técnicos a serem cobertos em um treinamento de um programa de biosseguridade devem ser os seguintes: • Conceito e filosofias de biosseguridade. • Razões da importância da biosseguridade (saúde animal, saúde pública). • Principais componentes do programa.


• Procedimentos operacionais e os porquês desse procedimento. • Auditorias internas (eventual por técnicos e permanente por todos os

envolvidos no programa de biosseguridade) e externas. 9) Plano de contingência Quando se pensa a respeito de sistemas de produção da moderna avicultura industrial, por melhor que seja o status de saúde das aves deste sistema, nunca podemos deixar de reconhecer que mais cedo ou mais tarde estes rebanhos podem se contaminar por algum agente infeccioso. E, é nesta ocasião que esses sistemas de produção deverão ter seus planos de contingência prontos para serem postos em ação. Um plano de contingência refere-se a um conjunto de procedimentos e decisões emergenciais a serem tomadas no caso de ocorrência inesperada (ou suspeita de ocorrência) de um evento relacionado com o programa de biosseguridade e/ou a saúde animal de determinado sistema de produção de aves, nesse caso, um sistema de reprodutores de aves de corte. O objetivo maior de um plano de contingência é prover um rápido esclarecimento (diagnóstico) e uma rápida contenção e/ ou solução para o problema de saúde do plantel em questão. São os seguintes os componentes estruturais básicos de um plano de contingência: - Objetivo - deverá ser colocado de uma forma a não deixar dúvidas. - Quem e como - deve ser listado por nome e/ou cargo profissional na

empresa quem deverá realizar as ações (técnico específico, grupo de técnicos) e seus eventuais substitutos, quando necessário. Do mesmo modo, o como realizar as ações deverá ser muito claro e facilmente entendível (amostras a serem tomadas; laboratórios para onde serão enviadas as amostras; tipo(s) de análise(s) a serem conduzidas nas amostras; etc.).

- Resultados - obtenção dos resultados finais da operacionalização do plano de contingência devem ser estimados. É muito importante que os resultados da investigação, seja epidemiológica ou diagnóstica (laboratorial), sejam utilizados como ferramentas de encerramento do plano de contingência, ou seja, confirmação ou eliminação da suspeita inicial. Por isso, na elaboração do plano de contingência, todos os tipos de resultados possíveis devem ser pré-avaliados juntamente com as respectivas decisões conseqüentes.


Conclusão O Brasil é um grande produtor e exportador de aves, sendo necessária a implementação de medidas de biosseguridade no setor produtivo, não só visando a obtenção de melhores resultados de produção das aves, mas principalmente para agregar valor ao produto, uma vez que problemas sanitários graves podem comprometer a exportação dos produtos avícolas. As empresas que buscam desenvolvimento competitivo devem ter nos programas de biosseguridade uma ferramenta indispensável para assegurar a saúde dos plantéis. No entanto, um programa de biosseguridade é constituído por diversas ações interdependentes, cujo sucesso depende da realização consciente e rigorosa de cada detalhe, devendo contar com a colaboração e o comprometimento de todos envolvidos. Referências bibliogáficas 1. JAENISCH, F.R.F. Aspectos de biosseguridade para plantéis de matrizes de

corte. Instrução técnica para o avicultor. Centro Nacional de Pesquisa de Suínos e Aves (CNPSA) – EMBRAPA-CNPSA, 1999.

2. MACARI, M.; MENDES A.A. Manejo de matrizes de corte. Campinas: FACTA, 2005. 243-321p.

3. SESTI, L. Biosseguridade em avicultura: controle integrado de doenças. Disponível em: http://www.naturezaforte.com.br/aves/aulas_teoricas/biosseguridade.pdf

CHAPTER 2

Biosseguridade nos incubatórios

1. Introdução O trabalho no incubatório envolve um grande número de seres vivos (ovos embrionados e pintos) em um espaço reduzido caracterizando uma alta densidade populacional. Somado a isto se tem uma alta rotatividade: entradas constantes de ovos de diversas fontes e saída constante de pintos. Estes fatores inerentes ao incubatório são condições ideais para ocorrência de problemas como: disseminação de doenças infecto-contagiosas, perdas embrionárias e de pintos e má qualidade do produto por fatores microbiológicos e/ou fisiológicos, que levam a perdas e prejuízos. As perdas podem ser diretas, ou seja, do produto: pinto. Podem ser ainda indiretas devido ao custo do retrabalho, gastos extras e para correções, além das perdas de imagem e desgaste da credibilidade do incubatório, seja ele para fornecimento de clientes internos ou externos. Biosseguridade é a palavra de ordem hoje em dia na moderna avicultura industrial. Durante os últimos 15 anos, vários outros termos e acronismos tem adquirido ao redor do mundo enorme popularidade em muitos segmentos industriais, incluindo a avicultura industrial. Entre eles temos, “qualidade total”, “ISO 9000 / 14000 (International Standardization Organization // organização internacional para normatização)”. Os dois grandes pontos em comum que se observa na prática entre todos estes processos, incluindo principalmente a biosseguridade, são:

Citados exageradamente e utilizados na maioria das vezes apenas como ferramenta de marketing;

Via de regra, mal entendidos e mal utilizados na prática.

É absolutamente essencial que o conceito biosseguridade seja totalmente entendido, antes de qualquer tentativa de aplicação operacional. E este entendimento deve iniciar pela estrutura hierárquica da biosseguridade aplicada à produção animal industrial. Hierarquia da biosseguridade Todo e qualquer procedimento operacional somente será efetivo se a base da pirâmide da hierarquia da biosseguridade estiver solidamente construída e compreendida por todos (Figura 1).


Figura 1. Níveis hierárquicos de biosseguridade Biosseguridade conceitual É o nível primordial /básico que representa a base de todos os programas de prevenção de enfermidades. É a base de tudo o que fazemos. Biosseguridade conceitual inclui, por exemplo, definições tais quais: 1. Seleção do local de instalação do sistema de produção e sua proximidade

com outras instalações do próprio sistema (incluindo aqui incubatórios e fábricas de ração, frigoríficos, graxarias) e/ou com outros sistemas de produção (industriais ou de fundo de quintal);

2. Densidade animal a ser utilizada (capacidade de alojamento); 3. Tipo de galpões a serem construídos (de ciclo completo [cria, recria e

produção no mesmo galpão], só de recria, só de produção, ou mesmo ainda galpões para somente uma fase inicial [até 6-8 sem] antes da transferência para galpões de recria);

4. Locação dos galpões na granja; 5. Tipo de criação (granja só de recria ou somente de produção ou ambas

fases na mesma área); 6. Proximidade com grandes lagoas ou áreas alagadas utilizadas por

pássaros migratórios; 7. Linhagem genética a ser criada; Estas decisões básicas com relação à implantação do sistema de produção têm um profundo impacto na futura produtividade e lucratividade do sistema. E estas decisões influenciam também todas as outras atividades relacionadas com prevenção e controle de enfermidades. Em geral, defeitos e falhas em biosseguridade conceitual não podem ser mudados/consertados (principalmente por razões econômico-logísticas) a curto e médio prazo em resposta à emergência de um problema de saúde do plantel. Estas falhas podem com muita facilidade resultar em enormes perdas econômicas ou mesmo a

Biosseguridade nos incubatórios 17

inviabilidade do sistema de produção. Um exemplo extremo de falha de biosseguridade conceitual seria, por exemplo, a construção de uma granja de melhoramento genético (multiplicação de linhas genéticas puras e bisavós) na mesma área de terra onde está localizado um abatedouro de frangos. A partir deste exemplo extremo e, muitíssimo improvável de acontecer, pode-se imaginar diversos outros exemplos de falhas de biosseguridade conceitual. Biosseguridade estrutural É o segundo nível hierárquico de biosseguridade, se refere a como a estrutura de produção é construída, localizada, e inclui considerações tais como: 1. Cercas e/ou barreiras vegetais perimetrais ao redor da granja e/ou cada

galpão ou cada núcleo de galpões; 2. Desenho das estradas de circulação interna; 3. Equipamento de desinfecção; 4. Equipamento de controle ambiental (ventilação e resfriamento do ar); 5. Área de apoio (vestiários, lavanderia, banheiros, escritório, almoxarifado,

etc...) para cada galpão ou núcleo de galpões ou para a granja com um todo;

6. Localização e tipo dos silos de ração; 7. Acabamento interior dos galpões; 8. Tipo de sistema de bebedouros e comedouros; 9. Tipo de telhado; 10. Galpões à prova de pássaros e outros animais domésticos (telas, portas,

etc...); A biosseguridade estrutural pode ser modificada e melhorada a curto e médio prazo em face de emergências relacionadas com a saúde do plantel. No entanto, estas mudanças em biosseguridade estrutural, muito freqüentemente, chegam tarde demais para serem de auxílio em casos emergenciais. Biosseguridade operacional O terceiro nível da hierarquia de biosseguridade compreende procedimentos operacionais de rotina, do dia a dia (manejo em geral), que objetivam prevenir a introdução e disseminação de uma enfermidade. Alguns exemplos são: 1. Banho e troca de roupas para adentrar a granja e/ou galpões individualmente;


2. Fluxo de visita ao plantel levando em conta aspectos tais como, por exemplo, idade, saúde e desempenho produtivo dos lotes;

3. Programa de vacinas; 4. Programa de desinfecção das instalações; 5. Programa de desinfecção de ovos férteis; 6. Programa de medicações curativas/preventivas e/ou uso de aditivos

antimicrobianos na ração; 7. Registro de visitas ao sistema de produção ou proibição total de

visitantes no sistema; 8. Controle de contaminação originada de pessoas envolvidas com o

sistema (funcionários, técnicos, administradores), através de suabes retais;

9. Controle da moradia dos funcionários do sistema (criação de aves de fundo de quintal e/ou aves ornamentais).

Estas atividades podem ser ajustadas quase que de imediato ou a muito curto prazo em face de uma emergência/suspeita de enfermidades. É crucial, para um efetivo funcionamento destas atividades, que os seguintes procedimentos sejam sempre realizados: a) revisão de rotina dos procedimentos, b) participação efetiva de todos os níveis administrativos e operacionais e, c) monitoramento contínuo da saúde e imunidade do plantel. Ainda hoje a grande maioria dos produtores e investidores da avicultura industrial e, o que é muito pior, muitos médicos veterinários que labutam na avicultura, possuem um entendimento extremamente estreito do que seja biosseguridade, sua abrangência e implicações para a manutenção e o futuro da avicultura brasileira, para estes biosseguridade é compreendida como algo muito simplório e fácil de fazer. Na maioria das vezes expressado por conceitos pré-históricos tais como “controle sanitário”, “sanidade da granja”, etc..., etc... . Nunca se deram conta que o surgimento do conceito biosseguridade foi um dos maiores avanços na evolução da medicina veterinária preventiva. Muitos pagaram e ainda continuam pagando (e ainda sempre reclamando da pequena rentabilidade do segmento) por esta falha de entendimento. Continuam trabalhando somente para resolver problemas pontuais da saúde de rebanho através da utilização isolada de algumas ferramentas de um programa de biosseguridade (ex., vacinações e medicações) como se fossem a solução final. Jamais tentaram visualizar o todo ou a biosseguridade como ela realmente é. Ou seja, o programa de biosseguridade deve ser representado na verdade como uma corrente (Figura 2; Sesti, 2005b) onde cada elo possui absolutamente a mesma importância na manutenção da resistência da corrente. Isto é, a resistência de uma corrente é sempre igual à resistência de seu elo mais fraco. Cada um dos elos, ou componentes de um


programa de biosseguridade deve ser trabalhado, melhorado, modificado, atualizado em acordo com as características específicas de cada sistema de produção para o qual o programa de biosseguridade foi desenhado. O programa somente será realmente efetivo e abrangente se todos os componentes estiverem equilibrados (pontos fortes maximizados e pontos fracos minimizados igualmente para todos os elos). 2. Biosseguridade no incubatório O incubatório é o ambiente comum a toda a produção de ovos da granja e uma fonte potencial de infecção para as aves (SILVA, 1996). Controlar o estado sanitário de uma central de incubação, significa conhecer e manter sob controle os tipos e a quantidade de microrganismos indesejáveis presentes neste ambiente. Para esta finalidade são necessárias não apenas medidas sanitárias, mas também um controle perfeito do plantel de reprodutoras, e do manejo dos ovos até a sua recepção no incubatório. A biosseguridade dos incubatórios compreende uma série de medidas que visam evitar a entrada de patógenos, reduzir os riscos de multiplicação e sua contaminação bacteriana e fúngica. Todas as práticas de ordem sanitária têm como objetivo reduzir a carga de microrganismos do interior do incubatório (LAMAS DA SILVA, 1981; OUCKAMA, 1996b), e assim reduzir as possíveis perdas e prejuízos. Por isso a necessidade da implantação de rígidas medidas de controle sanitário do incubatório envolvendo o maior número de aspectos possíveis para a biosseguridade e um efetivo programa de monitoramento da eficácia das medidas adotadas e da qualidade do produto final. A simples adoção de sanitização sem controle posterior para avaliação da eficácia não basta. Para isto alguns pontos devem ser considerados para construção de um bom controle sanitário, bem como pontos para serem utilizados como indicadores.


Matéria prima: Ovos embrionados O ovo que é uma estrutura biológica altamente elaborada que a natureza proporcionou a algumas espécies animais para a reprodução. Seu papel é proteger e suprir o embrião de nutrientes, porém para isto temos de manter a integridade e higidez da produção deste. Entre os principais patógenos que podem ocorrer nos incubatórios estão a Escherichia coli e Aspergillus sp. que causam respectivamente onfalite e pneumonia nos pintainhos (SILVA, 1996). Aspergillus são também produtores de toxinas (TRABULSI, 1999). Nos incubatórios a contaminação dos ovos é uma importante causa de mortalidade de pintainhos por onfalite (BARNES& GROSS, 1997). Esta contaminação origina-se das fezes das matrizes, cujas bactérias penetram através da casca do ovo causando onfalite e mortalidade, que é maior se a infecção ocorrer no período de incubação (HARRY, 1957). Perdas devido à morte embrionária e onfalites em pintos de um dia, infectados por Escherichia coli e pneumonias causadas por Aspergillus sp são ainda comuns e oriundas geralmente da contaminação da casca do ovo. Como a qualidade do incubatório e seu produto dependem diretamente da qualidade do ovo, temos de ter atenção neste ponto. A responsabilidade da equipe de campo de realizar 10 a 12 coletas diárias de ovos nos galpões, atentar para a qualidade da cama quanto à umidade e qualidade da cama de ninho, nem sempre basta. Daí a necessidade da classificação e sanitização dos ovos incubáveis para impedir que as bactérias presentes na casca adentrem o ovo e iniciem sua colonização. Vale ainda ressaltar que o incubatório como um cliente que é do campo, pode se resguardar e ainda avaliar o trabalho que vem sendo realizado a campo através de exames microbiológicos que avaliem a carga bacteriana e fúngica das cascas dos ovos recebidos. Isto serve não só para monitorar e avaliar a carga microbiana, mas também para implantar medidas corretivas e preventivas. No caso de ovos de terceiros, ou seja, produzidos fora da empresa, deve-se tomar maiores cuidados como a realização de exames da gema para pesquisa de anticorpos contra Mycoplasma e Salmonella de modo a ter uma maior segurança da incubação, eclosão e fornecimento dos pintos. 3. Ambiente e fluxo O Ambiente, principalmente seu ar, são pontos decisórios na qualidade microbiológica. Por isso tantos esforços são despendidos para o controle da


Tabela 1. Tabela de Sadler.

Classificação Nº médio de Colônias -bactérias

Nº médio de Colônias -fungos

Excelente 0 - 10 0 Bom 11 - 25 1 - 3

Médio 26 – 46 4 - 6 Ruim 47 – 66 7 - 10

Muito ruim 67 - 86 11 - 12 Péssimo + de 87 + de 13

presença, disseminação e multiplicação microbiana no ar, nas paredes das instalações e superfícies dos equipamentos. O ambiente de incubatório, devido à temperatura e umidade, é ideal para a sobrevivência de esporos de fungos, principalmente do gênero Aspergillus, que adentram as instalações através dos ovos contaminados, resíduos e através de materiais, disseminando-se rapidamente para todo o ambiente se não forem adotados programas adequados. O planejamento do fluxo de transito do processo deve prover que não haja cruzamento de material de incubatório com nascimento, nem de pessoas. O ideal é o sentido único de passagem, não permitindo contra-fluxo, nem cruzamentos. O respeito e adoção destes critérios residem no treinamento de funcionários, supervisão e sinalização, por exemplo: uso de vestuários de diferentes cores indicando de forma clara a todos se a presença do indivíduo é permitida no setor. O monitoramento ambiental através da avaliação do índice de contaminação microbiológica mensal é feito através da técnica da placa de sedimentação ou técnica de exposição de placa: placas de Petri contendo meios de cultura específicos para fungos e para bactérias são abertas e expostas ao ambiente por um tempo determinado (mais utilizados: 10 minutos e 60 minutos) para que haja sedimentação de partículas. Após incubação em temperaturas específicas e tempo apropriado, as placas têm seu crescimento enumerado em UFC ou Unidade Formadora de Colônia por placa (representando um determinado ponto do ambiente) e comparadas com valores médios padrões de Sadler (DI FABIO, 1990). Os pontos a serem amostrados devem estar relacionados direta (sala de classificação, corredores de trânsito, etc.) ou indiretamente (depósito de embalagem, sala de preparo de vacina, etc.) ao processo produtivo no incubatório. Os momentos de exposição sugeridos são:


a - Ambiente em uso para avaliação da carga microbiana presente no dia a dia.

b- Ambiente após limpeza e desinfecção para avaliação da eficiência da sanitização.

4. Maquinário e equipamento Tal qual as instalações físicas ou o ambiente, o maquinário e os equipamentos apresentam condições favoráveis à multiplicação microbiana nas suas paredes e componentes durante sua utilização, bem como nos resíduos ou penugem, podendo infectar os pintos recém nascidos. Medidas apropriadas de limpeza e desinfecção devem ser adotadas para que seja retirado o máximo possível do material residual permitindo a ação germicida do desinfetante em sua plenitude. Deve-se buscar sempre maquinário e equipamentos com o designer (desenho) que permita o mínimo de acúmulo de sujidades e máximo acesso para limpeza. O fornecedor do equipamento deve ser consultado e solicitado quanto a aspectos específicos de higienização. Novas tecnologias em franca expansão, que utilizam novos equipamentos como vacinadoras in ovo requer cuidados especiais pelo óbvio motivo de representarem o mais íntimo contato com o ovo e o embrião. O monitoramento é feito pelo método de exposição de placas, por exames de contagem de bactérias e pesquisa de Salmonella através de material colhido com swabs de pontos estratégicos nos equipamentos. O “fluff test” é o teste sistemático de amostras de penugem e tem sido um bom método para indicar o grau de contaminação do ovo e da área do nascedouro. Através deste teste é possível o isolamento de vários microrganismos patogênicos, dentre eles a Salmonella. Trabalhos recentes têm demonstrado isolamento em equipamentos e utensílios de incubatórios podendo este fato estar associado ao desvio da atenção ao maquinário, tanto na sanitização quanto no monitoramento microbiológico. Mais atenção deve ser dado a estes. 5. Desinfetantes Os desinfetantes ou biocidas são produtos químicos que agem diretamente sobre os microrganismos causando sua inativação ou morte. Os diferentes tipos de desinfetantes disponíveis apresentam diferenças entre


mecanismo de ação e espectro de atuação (bactericida, fungicida e viricida) além de cada formulação apresentar características próprias de compatibilidade, estabilidade, corrossividade e segurança. Deve-se buscar por um produto eficiente que se aproxime do ideal, inclusive quanto à relação custo/benefício. A escolha por aspectos somente comerciais muitas vezes leva a perdas. A avaliação dos desinfetantes pode ser feita de diversas maneiras e metodologias (por exemplo: coeficiente fenólico, teste dos cilindros carreadores, etc), as descritas abaixo são as mais utilizadas: a- Avaliação in vitro ou teste de eficácia frente à cepas-padrão (por

exemplo, ATCC). b- Avaliação in vitro ou teste de eficácia frente a microrganismos

autóctones, ou seja, microrganismos isolados do próprio incubatório testando o desinfetante.

c- Avaliação ou Ensaio in company. Estas avaliações são úteis e importantes para a seleção e aquisição de produtos mais adequados, com grau de diluição que apresentam boa relação custo-benefício e com eficiência comprovada frente às bactérias e fungos problema no incubatório. A ocorrência de resistência de bactérias e fungos a desinfetantes tem sido uma preocupação, inclusive com relatos de isolamento de Pseudomonas aeruginosa em franco crescimento em soluções desinfetantes de hospitais e industrias que utilizam biocidas. O monitoramento associado à verificação rotineira da eficácia de produtos desinfetantes frente aos microrganismos do incubatório, permite ajustes necessários. 6. Resíduos A produção de resíduos em um incubatório é considerável e crítica, pois se trata de material extremamente perecível, excelente substrato para microrganismos e potencialmente contaminado, podendo ser um foco de desafio dentro do incubatório. Daí a necessidade da retirada dos resíduos o mais rápido possível, somado a ótima preservação quando ainda no aguardo da expedição. Ainda devido às características do material, pode ser utilizado para monitoramento de possível o isolamento de vários microrganismos patógenos, dentre eles a Salmonella.


7. Embalagem O armazenamento incorreto ou material muito velho pode contaminar o material de embalagem dos pintos e se tornar uma fonte de infecção para os animais. Atenção deve ser dispensada ao material e ambiente de armazenamento deste. 8. Caminhões de transporte de ovos e pintos De pouco adiantará todo esforço da produção de pintos saudáveis se houver um alto desafio no transporte que possa levar a contaminação. O mesmo se aplica para caminhões de transporte de ovos que também podem ser fontes de contaminação. Todos os cuidados de limpeza e desinfecção preconizados devem ser adotados para os caminhões, sendo indicado inclusive sua avaliação periódica dentro do programa de monitoramento sanitário do incubatório. 9. Pessoal ou recursos humanos O bom desempenho da equipe é que resultará nos índices de qualidade e produtividade do incubatório e tal qual um navio, todos são importantes, do mais alto posto de gerência ao novato aprendiz, para que o empreendimento siga seu curso e atinja seus objetivos. O gerente e equipe devem ser selecionados para terem habilidades e atitudes condizentes as funções específicas de incubatório, onde o trabalho em ambiente fechado e de rotina industrial exige perfil de pessoas diferenciado do pessoal de campo.O gerente é exigido não só na sua capacidade fundamental de liderança e ordenação do trabalho como também pela sua responsabilidade técnica para alcançar índices ótimos de produção. Treinamento, motivação e monitoramento, inclusive com coleta de amostras, são essenciais para boa condução. Para segurança e monitoramento utiliza-se a coleta de amostras da superfície da mão de funcionários em momentos específicos para acompanhamento e demonstração da higiene adequada (ou não!). Os momentos são, por exemplo: classificação de ovos, transferência de nascedouros, vacinação e seleção de pintos, etc. Importante lembrar que pode ser feito inicialmente ou continuamente em percentuais pré-estabelecidos que determinem teste de todos funcionários uma vez a cada determinado período. Estas amostras colhidas através do uso de swabs são testadas quanto à carga bacteriana total (opcional: pesquisa de Salmonella!) indicando qual o


potencial risco de contaminação pela manipulação. Avaliações sistemáticas levam a maior conscientização e melhores resultados. Exames de coprocultura de funcionários com atenção especial e métodos especiais para pesquisa de Salmonella tem sido implantado em alguns incubatórios, com foco na biosseguridade dos pintos produzidos. 10. Resultado de trabalho AVALIAÇÃO DAS CONDIÇÕES SANITÁRIAS DE INCUBATÓRIO DE PINTOS DE CORTE. E.N.C. Tessari, A.L.S.P. Cardoso, A.G.M. Castro, A. M. I. Kanashiro, G.F. Zanatta O objetivo do presente estudo foi ressaltar a importância dos programas de controle sanitário que devem ser empregados em incubatórios, visto que a qualidade dos pintainhos no primeiro dia de idade e, conseqüentemente, seu desempenho zootécnico nos plantéis avícolas dependem destes procedimentos. Material e métodos A metodologia utilizada foi a da Técnica da Placa de Sedimentação (TRABULSI, 1999). Removeu-se as tampas das placas de Petri contendo os meios de cultura específicos, deixando-se as superfícies expostas ao ar durante 10 minutos. As placas foram tampadas permanecendo 24 a 48 horas oferecendo condições ideais para o crescimento de bactérias e fungos, respectivamente. Foram encaminhadas ao Centro Avançado de Pesquisa Tecnológica do Agronegócio Agrícola em Descalvado, SP para a realização da pesquisa. Foram realizados 30 monitoramentos, em um incubatório, localizado no Estado de São Paulo,contendo 50 placas de Petri em cada exposição com dois diferentes meios de cultura, Plate Count Agar (PCA- Difco) específico para contagem padrão de bactérias e Ágar Sabouraud Dextrose (Merck) específico para isolamento de fungos, em locais previamente estabelecidos no incubatório: incubadoras, sala de pintos, sala de eclosão, máquinas de vacinação, sala de ovos, nascedouros e laboratório. Após o tempo estabelecido de incubação foi realizada leitura dos respectivos meios de cultura considerando-se positivos todos aqueles que apresentaram crescimento de uma ou mais colônias de bactérias e fungos.O número de placas expostas em cada local de avaliação foi determinado de acordo com o tamanho em metros quadrados, sendo colocado uma placa por tipo de meio de cultura por ambiente.


Resultados Tabela 2. Número médio de colônias de bactérias e fungos, obtido nos 30 monitoramentos microbiológicos realizados em diferentes locais do incubatório.

Locais de exposição

Nº médio de Colônias -bactérias

Nº médio de Colônias -fungos

Incubadoras 78 12 Sala de pintos 120 13

Sala de eclosão 96 9 Sala de ovos 69 4

Máquina de vacinação 105 18 Nascedouros 78 11

laboratório 78 11 Discussão e conclusão O incubatório monitorado apresentou um número médio de colônias de bactérias e fungos, nos diferentes locais escolhidos para o plaqueamento microbiológico, muito elevado, comparando-se com os valores padrões. As máquinas de vacinação são pontos críticos dos incubatórios, pois se estas encontram-se contaminadas, como ocorreu no incubatório pesquisado, existe uma infecção em potencial. Através do líquido vacinal contaminado por bactérias e fungos, ocorrerá alta mortalidade e, conseqüentemente, um desempenho zootécnico insatisfatório. 11. Conclusões * Somente com biosseguridade, entendida em toda a sua extensão e

praticada profissionalmente, a avicultura brasileira terá chance de crescer e continuar alimentando os brasileiros e o mundo, além de cumprir um importantíssimo papel social em todo país.

* A biosseguridade de um incubatório é fundamental para o desempenho zootécnico dos pintainhos.

* O incubatório é uma indústria que transforma ovos em pintos, ao menor custo e para isso deve ter o máximo de segurança e controle sanitário.

12. Bibliografia consultada 1. Sesti, LAC (2005b) Biosseguridade em granjas de reprodutores. In: Manejo de

Matrizes de Corte (Marcos Macari & Ariel Mendes, editores). FACTA -Fundação APINCO de Ciência e Tecnologias Avícolas; Campinas, SP (no prelo).


2. Luiz Sesti. Biosseguridade na moderna avicultura: O que fazer e o que não fazer www.engormix.com/2005

3. E.N.C. Tessari, A.L.S.P. Cardoso, A.G.M. Castro, A. M. I. Kanashiro, G.F. Zanatta Avaliação das condições sanitárias de incubatório de pintos de corte.

4. Sesti, LAC. BIOSSEGURIDADE EM AVICULTURA. CONTROLE INTEGRADO DE DOENÇAS

5. Luiz EduardoRistow.Incubatórios: MonitoramentoSanitário <www.engormix.com/200>

CHAPTER 3

Embriodiagnóstico

Introdução As condições de eclobilidade influenciam a produção de pintos de um dia porque durante o processo de incubação podemos submeter esses ovos a situações que podem produzir pintos com baixa qualidade, desidratados, com baixo peso corporal. Isto leva à problemas com a mortalidade das aves no primeiro dia de campo, ou com um desempenho subótimo. Um pintinho de baixa qualidade para reflete diretamente na produção final. O animal sempre terá dificuldade em ganhar peso e será sempre um refugo na granja. O objetivo do sistema de produção é de colocar um pintinho no campo que tenha uma perda ideal de umidade, com cicatrização umbilical bem realizada e que seja ativo durante o processo de engorda. Para atingir tais objetivos todos os procedimentos têm que ser bem controlados, pois através de um sistema de controle de cada fator isoladamente é possível identificar com maior precisão quais destes seriam vetores de possíveis problemas. Na granja e em todo o manejo do incubatório, é preciso prevenir as contaminações de ovos, principalmente durante o processo de limpeza de máquinas, fazendo com que isso seja uma constante do dia-a-dia. As contaminações baixam a qualidade dos pintos. A temperatura e a umidade das máquinas também precisam ser controladas diariamente, para não haver interferência na qualidade. Outra questão a se preocupar é a procedência dos ovos incubados. É necessário um trabalho intensivo de coleta de ovos na granja, deixando-os menos tempo no ninho. É preciso desinfetar e acondicionar os ovos assim que coletados e desinfetar a cama dos ninhos. A maioria da contaminação dos ovos acontece à nível de campo, antes da chegada dos mesmos ao incubatório. Um problema muito comum é a condensação de vapor de água sob a superfície do ovo na sala de estocagem, antes de ir para o incubatório. As bactérias que estão na casca conseguem entrar no ovo quando ele “sua”. Na granja também é preciso fazer a desinfecção. As galinhas pisam nas fezes e sujam os ovos, que acabam indo assim mesmo para o incubatório. Outro problema são os ovos postos na cama, que na maioria das vezes não são descatados pelo granejeiro.


Um ponto de identificação de possíveis problemas é a análise bacteriológica. Geralmente as análises de contaminações ambientais são feitas semanalmente. Os pintinhos que nascem são submetidos a teste de análise bacteriológica. Os funcionários precisam se monitorar, e evitar serem fontes de contaminação. Para isto um bom sistema de treinamento é essencial. A realização do teste de mecônio, para verificar a presença de salmonela, de bactérias, entre outros germes é uma das ferramentas mais utilizadas. Para que se possa identificar qual ponto é responsável pelo abalo do sistema como um todo, cada ponto em específico deve ser monitorado. Apenas com a maioria os processos sob controle é possível realizar-se a identificação de fatores específicos de interferimento. Os processos devem estar sob o controle do técnico para que se possar tomar as decisões cabíveis em momentos de crise. 1. Análise de Perigos e Pontos Críticos de Controle (APPCC) Existem várias ferramentas técnicas com a finalidade de identificar os perigos e prevenir possíveis falhas nos sistemas de produção. Uma ferramenta que tem potencial utilização no sistema produtivo de um incubatório, no entanto pouco explorada, é a Análise de Perigos e Pontos Críticos de Controle. O sistema de Análise de Perigos e Pontos Críticos de Controle (APPCC) nasceu nos EUA no final dos anos 60 e de acordo com Quittet & Nelis (2000), tinha como ponto principal a fabricação de alimentos destinados à nutrição dos astronautas, a fim de prevenir toxinfecções alimentares. Em inglês este conceito significa Hazard Analysis Critical Control Point (HACCP). Trata-se de um sistema com fundamentos científicos e caráter sistêmico, o qual permite identificar perigos específicos e medidas para seu controle com a finalidade de garantir a inocuidade do processo produtivo, e pode ser aplicado desde o produtor até o consumidor final (CODEX ALIMENTARIUS, 1997). Nos anos 80 este sistema foi recomendado pela National Academy of Science dos EUA e, em 1993, a Comissão do Codex Alimentarius recomendou sua aplicação nas indústrias de alimentos (SEBRAE, 2000). Segundo Valois (2002), os pré - requisitos para implantação do APPCC no Brasil derivou de algumas demandas, tais como: dos mercados nacional e internacional, que estão exigindo a implantação das ferramentas por seus fornecedores; de legislações internacionais e nacionais que já obrigam as

Embriodiagnóstico 31

empresas de alimentos a adotarem o sistema APPCC e seus pré-requisitos em suas linhas de produção; do consumidor, que cada vez mais consciente e mais exigente, está a procura e querendo alimentos mais sadios e seguros. Segundo Hobbs & Roberts (1999), a abordagem de APPCC avalia os riscos potenciais da operação com alimentos e decide que áreas que são críticas para a segurança do consumidor. Para Valois (2002), o projeto APPCC tem abrangência do campo, passando pelos processos industriais, à mesa. Desta maneira é possível controlar os perigos ao longo de toda a cadeia produtiva. De acordo com Quittet & Nelis (2000), a primeira etapa do sistema é constituir a equipe HACCP, a qual deve obter o engajamento por parte da direção, sendo uma condição sine qua non para o resultado do estudo. A equipe é constituída de pessoas da empresa que possuem conhecimentos específicos e experiência apropriada a respeito do produto isto é, os empregos da produção, das onde os objetivos sejam a produção de maior porcentagem possível de nascimentos de pintos de um dia de primeira qualidade. Em grandes empresas poderá haver pessoas de fora, como consultores. Finalmente recomenda-se que a estrutura da equipe deve ser funcional e não hierárquica. A equipe deve compreender um coordenador e um secretário técnico. As informações que serão utilizadas para implementar o programa devem ser confiáveis, utilizando-se bibliografia científica e técnica, centros de pesquisa, bases de dados, os serviços oficiais, a regulamentação, os guias de boas práticas de fabricação. É necessário ter acesso, na fase de iniciação, a dados epidemiológicos, comerciais, problemas econômicos, logísticos e administrativos dentro do processo produtivo do incubatório. A segunda etapa, conforme o Codex Alimentarius (1997) consiste na descrição completa do produto, no caso pintos de um dia, sexo, identificação do lote, e quais vacinações realizadas, e tratamentos para destruição de microorganismos realizados (qual sanitizante) da recepção dos ovos à expedição dos pintainhos, e sistema de distribuição A construção de um diagrama de fabricação constitui a terceira etapa do processo, e conforme Quittet & Nelis (2000), é necessário decompor o processo de fabricação em etapas para construir o diagrama, descrevendo o processo desde a entrada da matéria-prima (ovos incubáveis), à venda e a entrega ao cliente dos pintainhos, etapa por etapa. O passo seguinte é a confirmação in situ do diagrama de fluxo, na qual a equipe confronta as informações que ela dispõe com a realidade; a verificação tem que ser efetuada sobre a totalidade das etapas de fabricação, desde a recepção dos ovos até a etapa de distribuição dos pintainhos. Feito isto, os erros devem ser mencionados a fim de haver possibilidade de correção. Enumerar todos os possíveis perigos relacionados com cada fase,


executar uma análise de riscos e estudar as medidas para controlar os perigos identificados é a quinta etapa. Para realizar uma análise de perigos é necessário incluir: a probabilidade de que surjam perigos e a gravidade de seus efeitos prejudiciais ao funcionamento correto do sistema de produção; avaliar quantitativamente e qualitativamente a presença destes perigos; levar em consideração a sobrevivência ou proliferação dos microorganismos, a presença de fatores microclimáticos que possam influenciar na temperatura ou na umidade relativa do ar no interior das incubadoras, ocorra a contaminação dos ovos incubáveis, e ainda possibilitem a identificação de problemas ocorridos antes da chegada dos ovos à planta do incubatório (irregularidades no matrizeiro). Após esta avaliação, a equipe determina as medidas de controle para cada perigo, sendo possível haver mais de uma medida de controle (CODEX ALIMENTARIUS, 1997). Segundo Quittet & Nelis (2000), a próxima etapa é a determinação dos pontos críticos de controle (PCC), que podem ser uma etapa, um ponto, um procedimento ou um risco inaceitável que pode ser eliminado ou reduzido. Para cada processo de produção é necessário determinar se ele é um PCC ou não. A identificação dos pontos críticos tem como objetivo principal conduzir os operadores a desenvolver e formalizar as medidas preventivas, que é a oitava etapa. Conforme o “Livro Branco” de Segurança Alimentar (COMISIÓN DE LAS COMUNIDADES EUROPEAS, 2000), a análise de riscos compreende três elementos: determinação do risco (assessoramento cientifico e análise de dados), gestão do risco (regulamentação e controle) e processo de comunicação sobre o risco. O diagrama 1 mostra as perguntas que devem ser feitas para se determinar se um perigo deve ou não ser considerado um ponto crítico de controle. Depois da identificação dos PCC, se estabelecem limites críticos para cada ponto crítico, isto é, atribui-se um valor que separa o aceitável do inaceitável, corresponde aos valores extremos aceitáveis para garantir a qualidade do produto. Consideram-se as medidas de temperatura e nível de umidade relativa das incubadoras e nascedouros, dados sob o consumo de energia, quais linhagens provenientes os ovos incubáveis, e nível de contaminação dos ambientes do incubatório. Um potencial ponto crítico que vem onerando cada vez mais o sistema de produção de pintos de um dia, é a questão da destinação dos resíduos do incubatório. Na maioria das vezes é realizado em lagoas de estabilização ou na incineração, incorrendo em grande custo. Portanto a minimização do volume deste tipo de resíduos deve ser considerada como objetivo dentro da organização do sistema de produção.


Figura 1. Exemplo de uma sequência de decisões para identificar os PCC (CODEX ALIMENTARIUS, 1997); (P.=passos; 1,2 e 3). Segundo Kobashigawa et al. (2007) podemos ter uma excelente noção do volume de resíduos que os diferentes tipos de incubatórios produzem. O primeiro exemplo é com o resíduo de incubatório de matrizes de corte e, o segundo exemplo é com resíduos produzidos por incubatórios de poedeiras comerciais no estado de São Paulo: Cálculos da produção por matrizes: 1. Resíduos de 100 ovos de matrizes de corte (60 g de peso) 85 % de eclosão (5 g de casca)...........................................................425 g 10% de ovos não eclodidos e refugos (43 g)......................................430 g 5% de ovos inférteis (54 g).................................................................270 g


TOTAL.............................................................................................1125 g Considerando um incubatório de 300.000 pintos/dia = 3,375 ton. /dia 2. Resíduos de 100 ovos de matrizes de poedeira comercial (60 g de peso) 90% de eclosão (5 g de casca)............................................................450 g 7% de ovos não eclodidos e refugos (43 g)........................................301 g 3% de ovos inférteis (54 g).................................................................162 g Subtotal...............................................................................................913 g 45% de machos (37 g).......................................................................1665 g TOTAL.............................................................................................2578 g Considerando um incubatório de 300.000 pintos/sem = 7,734 ton. /sem A décima etapa estabelece um sistema de vigilância para cada PCC, na qual a equipe descreve os métodos de mensuração que permitem assegurar-se que os limites críticos não serão ultrapassados. Com esta vigilância pode-se detectar a perda de controle de um PCC, sendo o ideal proporcionar esta informação a tempo, para fazer correções que permitam assegurar o controle do processo (CODEX ALIMENTARIUS, 1997). O estabelecimento de um plano de ações corretivas também é uma etapa importante, à medida que se formulam medidas especificas para cada PCC do sistema, em caso de ultrapassagem dos limites críticos. Para Quittet & Nelis (2000), a descrição das ações corretivas devem compreender: a natureza do desvio, a causa dos desvios, os métodos e técnicas para estabelecer a ação corretiva, os modos operacionais, o tipo de tratamento a ser utilizado e o registro dos resultados. Conforme o Codex Alimentarius (1997), a penúltima etapa aborda a questão do estabelecimento de procedimentos de comprovação; para determinar se o sistema de APPCC funciona de maneira eficaz, pode-se utilizar métodos, procedimentos e ensaios de comprovação e verificação. Por último deve-se estabelecer um sistema de documentação e registro eficaz e preciso. As documentações compreendem as análises de riscos, a determinação dos PCC e dos limites críticos; como registros têm-se, as atividades de vigilância dos PCC, os desvios e as medidas corretivas correspondentes e as modificações introduzidas no sistema. Quittet & Nelis (2000), apontam a importância de esta documentação estar disponível e acessível, e ser classificada de maneira simples e coerente. Dentre as ferramentas disponíveis num incubatório a que mais tem capacidade de revelar pontos críticos é o embriodiagnóstico. Utilizando esta ferramenta pode-se, através de seu diagnóstico, tomar decisões durante as rotinas do incubatório, ou até mesmo identificar problemas anteriores à entrada dos ovos nas dependências do incubatório.


2. Desenvolvimento embrionário no período de incubação Bronner-Fraser (1996) descreveu detalhadamente cada etapa do desenvolvimento embrionário em aves. Quando o ovo é colocado em condições de incubação, isto é, temperatura de 37,5° C, umidade relativa de 60%, oxigenação e viragem (uma a cada hora) adequadas, o desenvolvimento embrionário é retomado e o embrião se desenvolverá completamente em + ou – 21 dias (504 horas). Etapas do desenvolvimento: Gastrulação: durante a gastrulação, em uma das bordas do blastoderma, na zona de junção, as células marginais tendem a empurrar outras células por meio de rápidas mitoses. As células se deslocam por meio da linha mediana vindas de ambos os lados do blastoderma. Por um curto período, surge uma crista longitudinal levemente elevada que se transforma imediatamente em uma depressão mediana, a qual se desenvolve rapidamente em um sulco que se estende desde a margem da área opaca ate alem do centro da área pelúcida. Esse sulco, limitado por duas linhas paralelas chamadas bordas primitivas, constitui a linha primitiva nessa etapa, células migram da face ventral do blastoderma, anteriormente e anterolateralmente por um processo conhecido como delaminação constituindo o endoderme. O processo de gastrulação consiste na transferência de material do lado externo para dentro através de um canal. Durante o processo não se pode falar ainda em ectoderme, mesoderme e endoderme, uma vez que esses tecidos embrionários estão em formação. A gastrulação é um processo cinético e não pode ser considerada como um simples termo morfológico. Por isso, os pesquisadores têm usado os termos epiblasto e hipoblasto para designar essas camadas indiferenciadas até o momento da definitiva separação do mesoderme. Parece que o arquênteron (cavidade gastrocefalica) no embrião de pintainhos é formado de um modo diferente daquele no anfioxo ou no sapo. Não há substituição da blastocele pela gastrocele. A blastocele original é diretamente transformada em gastrocele original é diretamente transformada em gastrocele pelo aparecimento das células endodérmicas abaixo do blastoderma original. O surgimento da linha primitiva no embrião representa a definição do eixo ântero-posterior do futuro individuo, sendo que o embrião propriamente dito se desenvolverá anteriormente a ela. A região da linha primitiva é uma região de rápido crescimento e proliferação celular. O sulco que nela se forma é denominado sulco primitivo e é ladeado pelas bordas primitivas. A sua extremidade posterior é chamada de placa primitiva e a extremidade anterior, nó primitivo ou nó de Hensen que tem caráter transitório. Quando a linha primitiva esta totalmente desenvolvida, o blastoderma muda a sua forma de contorno circular para uma ligeiramente oval ou piriforme. Essa


mudança se deve ao rápido crescimento em direção anterior. A medida que cresce, ela da origem ao mesoderme entre o hipoblasto e o epiblasto. As células mesodermicas migram da linha primitiva passando para a direita e para a esquerda do sulco distribuindo-se por toda a área pelúcida, ate a margens do blastoderma, assim, os folhetos formados se tornam gradualmente aparentes e podem ser denominados agora de ectoderme, mesoderme e endoderme. A partir do nó de Hensen, as células se dirigem adiante e forma então a notocorda. À medida que ela se desenvolve, a linha primitiva diminui. Quando a gastrulação termina o blastoderma é quase circular. Ligeiramente alongado no seu eixo longitudinal, paralelo à linha primitiva. A gastrulação é completada com a origem da terceira camada germinativa, o cordomesoderme, ou seja, a notocorda definindo o eixo mediano do futuro individuo e o mesoderme, um tecido que se distribui por toda a área discoidal embrionária. As três camadas germinativas de células originam os vários órgãos ou sistemas do embrião: Ectoderme: epiderme, penas, bico, unhas, sistema nervoso, lente, retina e íris dos olhos, mucosa da boca e cloaca, entre outras estruturas; Endoderme: mucosa dos tratos digestório e respiratório; Mesoderme: ossos, músculos, órgãos reprodutores, excretores, cardiocirculatório (coração e vasos sanguíneos), derme e hipoderme; A formação da área embrionária é indicada por um espessamento no ectoderme, adiante do nó de Hensen, no seu eixo mediano, o qual constitui a placa neural.

Figura 1. Área pelúcida, no início da gastrulação de aves, mostrando o deslocamento do hipoblasto, acompanhado da expansão da endoderme. O epiblasto é mostrado somente do lado esquerdo de cada esquema. 1. Hipoblasto; 2. Endoderma presumível; 3. Endoderme; 4. Linha primitiva; 5. Processo cefálico; 6. Crescente de células germinativas (hipoblasto). (Gonzales & Café, 2003).


Figura 2. Mapa dos territórios presumíveis sobre o epiblasto do embrião de galinha, no momento da postura do ovo. Em A, vista lateral, em corte. Em B, vista polar do epiblasto. 1. Ectoderme presumível; 2. Placa neural presumível; 3. Mesênquima presumível da cabeça e notocorda; 4. Mesoderme paraxial presumível; 5. Mesoderme do coração presumível; 6. Mesoderme lateral presumível; 7. Endoderme presumível; 8. Mesoderme extra-embrionária presumível; 9. Hipoblasto secundário; 10. Cavidade subgerminativa. (Gonzales & Café, 2003). 3. Anexos embrionários As membranas embrionárias ou fetais das aves representam adaptações especiais ao ambiente pelas funções que desempenham o embrião das aves tem quatro diferentes membranas o saco vitelino (ou membrana vitelina), o alantóide, o âmnio e o córion ou serosa (Decuypere et al., 2003). No momento da eclosão não são encontrados vestígios das três ultimas membranas. O âmnio e a serosa são completamente eliminados e o alantóide é descartado na sua grande parte, enquanto que o saco vitelino é incorporado no intestino delgado. O endoderme, combinado com o mesoderme esplâncnico (esplancnopleura) estende-se perifericamente do embrião para área extra-embrionária, circundando o material vitelino sobre o qual o blastodisco esta repousando. Juntos, esses tecidos formam o saco vitelino o qual encerra o vitelo que vai alimentar o embrião. O material nutritivo é degredado em substâncias digeridas pelas enzimas presentes no endoderme do saco vitelino, as quais são absorvidas pelos capilares da área vasculosa, transportadas pelas veias onfalomesentéricas e distribuídas para todas as partes do embrião e tecidos extra embrionários, depois de passar pelo fígado e coração. A medida que o embrião cresce, o saco vitelino regride no tamanho e vai sendo interiorizado na linha do intestino médio embrionário, até que enfim, finalmente à eclosão, é incorporado ao pequeno intestino do pintainho onde


estará presente, ainda, por vários dias após a eclosão (Gonzales & Café, 2003). O alantóide está presente no embrião de 72 horas de incubação e se apresenta como um divertículo do saco vitelino na porção posterior do intestino primitivo, onde cresce rapidamente, invadindo toda a cavidade extra-embrionária no 4° dia de incubação. Sua cavidade é preenchida por uma solução salina. O alantóide tem a função de estocar as substâncias excretadas durante o desenvolvimento embrionário, através de uma formação, a vesícula alantóidea. O mesoderme esplâncnico que o reveste forma, juntamente os aço vitelino, um sistema complexo de capilares sanguíneos que se conecta coma circulação intra-embrionária por meio das arterias e veias alantoideas. Posteriormente, coma fusão com o córion nos poros da membrana da casca, funciona como órgão de respiração e, nos estágios posteriores do desenvolvimento, a circulação alantoídea também absorve o cálcio da casca o qual será usado para a formação do esqueleto embrionário. Ao mesmo tempo, torna a casca frágil e fina, facilitando sua ruptura no momento da eclosão. Alem disso funciona como um órgão de absorção dos componentes do albúme. O âmnio surge com 33 horas de incubação, na região cefálica, por uma dobra que se eleva a partir do blastodisco. Essa prega (prega amniótica cefálica) se desenvolve em direção à região posterior do embrião (prega amniótica caudal). A fusão dessas duas pregas amnióticas delimita a bolsa amniótica. As pregas amnióticas são formadas pelo somatopleura, o qual é uma bolsa que envolve o embrião, protegendo-o do contato com o meio ambiente. Entre o embrião e o âmnio existe um espaço (cavidade amniótica)que contém um líquido salino (fluido amniótico). O âmnio e o líquido amniótico fora desenvolvidos nas aves com a função de manter a umidade do embrião, protegê-lo da desidratação, prevenir a aderência favorecendo os seus movimentos. A metade externa das dobras amnióticas forma a serosa ou córion que também é composta de ectoderme e mesoderme somático. A serosa se desenvolve externamente ao saco vitelino e alantóide, envolvendo-os completamente ao final da segunda semana. Ela se expande e se adere à parte calcárea da casca, dentro da membrana interna. Esta intimamente ligada ao alantóide, formando, depois de alguns dias de incubação, uma membrana denominada cório-alantóide, infiltrada nos poros da membrana da casca. O desenvolvimento do embrião no período que se segue à colocação do ovo embrionado em condições de incubação é muito rápido, ocorrendo alterações a cada hora, visualizadas mascroscopicamente conforme a descrição apresentada a seguir e nos esquema das figuras.


Figura 3. Esquema do desenvolvimento do embrião de galinha do primeiro ao décimo segundo dia.

Figura 4. Esquema do desenvolvimento do embrião de galinha do décimo segundo dia ao vigésimo primeiro dia. Segundo Gonzales & Café (2003), o desenviolvimento embrionário se procede dando sequência os seguintes eventos: • Primeiras 24 horas 18 h: início da formação do trato alimentar 19 h: início da formação da prega neural


20 h: início de formação do cérebro e sistema nervoso 21 h: início da formação da cabeça 23 h: aparecimento das ilhotas de sangue 24 h: início da formação dos olhos • Até 48 horas O embrião começa a se colocar no seu lado esquerdo Formação dos vasos sangüíneos e do coração que começa a bater Fechamento do canal neural para formar o tubo neural Início da formação da vesícula auditiva Término de formação das três regiões do cérebro Aparecimento dos primeiros sinais de âmnio • Até 72 horas Aparece o vestígio da cauda Formação dos botões dos membros inferiores e superiores Presença do âmnio e do córion Início da formação das narinas Aparecimento das lentes oculares • Até 96 horas

Completa-se a formação das membranas extra-embrionárias (âmnio, córion e alantóide

O corpo do embrião posiciona-se sobre o seu lado esquerdo. A gema, no ponto de implantação, torna-se mais alongada. O embrião se apresenta numa forma de C Início da formação da boca e língua Começa o aparecimento das fossas nasais A alantóide se infiltra entre o âmnio e o córion • Aos 5 dias Aumento do tamanho do embrião, do saco vitelino e do alantóide Maior diferenciação das partes da boca Distingue-se a estrutura externa dos olhos ("olho preto grande") Formação do proventrículo e moela Os botões locomotores são mais salientes • Aos 6 dias Início da formação do bico O saco vitelino apresenta um número maior de pregas neurais O coração está bem grande e fora do corpo Os apêndices locomotores começam a adquirir a forma da ave • Aos 7 dias Já se tornam proeminentes os ossos digitais da asa e pernas O abdômen se torna saliente devido ao desenvolvimento das vísceras


O coração está dentro da cavidade torácica O ouvido e seus condutos estão completamente visíveis A alantóide cobre completamente a gema • Aos 8 dias Início da formação das penas As asas e pernas estão completamente diferenciadas • Aos 9 dias O embrião começa a ter aparência própria da espécie

O bico, apêndices superiores e inferiores e pigóstilo estão bastante diferenciados

• Aos 10 dias Ocorre endurecimento do bico Os poros da pele estão visíveis a olho nu • Aos 11 dias O corpo e pescoço assumem a forma característica das aves A cabeça é mais proporcional ao tamanho do corpo O embrião está coberto por uma penugem fina • Aos 12 dias Os dedos estão completamente formados As unhas dos pés começam a se formar Completa-se o empenamento Está terminando a utilização do albúmen • Aos 13 dias Aparecem as escamas e unhas Aparecimento da protuberância calcítica ("dente", diamante) sobre o bico A cabeça move-se para a direita do corpo • Aos 14 dias O embrião dirige a cabeça em direção à câmara de ar • Aos 15 dias O corpo e a cabeça são mais proporcionais em tamanho Ocorre a penetração do intestino para o interior da cavidade abdominal • Aos 16 dias Escamas, bicos e unhas estão firmes e cornificadas O embrião está bem emplumado Desaparecimento quase total do albúmen • Aos 17 dias O bico está voltado para a câmara de ar Há uma diminuição do líquido amniótico • Aos 18 dias A crista está visível


O embrião está quase do tamanho normal A cabeça está sob a asa direita • Aos 19 dias Começa a penetração do saco vitelino na cavidade abdominal O embrião ocupa totalmente o ovo, exceto a câmara de ar • Aos 20 dias O saco vitelino está totalmente na cavidade abdominal. O umbigo está aberto A alantóide pára de funcionar e começa a secar O embrião rompe a âmnio e começa a respirar através da câmara de ar O embrião atinge o tamanho normal • Aos 21 dias O pinto bica a casca O pinto emerge da casca (eclosão) Seca as penas, cicatriza o umbigo. Pelo menos seis períodos são considerados críticos no crescimento do embrião: entre o 2º e 4°, 9°, 14°, 16°, 19° e 20° dias. Esses períodos estão relacionados ou com fases de retardamento do crescimento embrionário (9°, 16° e 20° dias) ou com ocorrência de maior mortalidade embrionária devido às influências físicas da incubação (temperatura, umidade, oxigenação, ventilação, viragem dos ovos) e até mesmo às deficiências nutricionais das matrizes (entre 2° e 4°, e 14°. dias). 4. Embriodiagnóstico A ferramenta mais importante em um incubatório é aquela capaz de diagnosticar problemas de eclosão. Essa ferramenta é denominada embriodiagnóstico ou "Solução de Problemas de Eclosão". Para que se possa fazer uma identificação eficiente desses problemas, é necessário que se faça a quebragem dos ovos. As empresas diferem entre si no mundo todo, porém os mesmos dados podem ser coletados independentemente da estrutura da operação. Existem diferentes níveis de coleta de dados no setor, que vão desde empresas que colhem todo tipo possível de dados a empresas que não colhem dados nenhum. A chave é a coleta adequada dos dados e sua posterior utilização. O embriodiagnóstico tem como foco principal identificar problemas, e o processo de quebragem é útil, pois permite identificá-los. Realizar esse tipo de análise não é um processo complicado. Existe um ponto chave que deve ser lembrado: simplificar ao máximo. Muitas vezes descobrimos problemas


de eclosão, sem, porém, considerar sua fonte. A primeira questão em que devemos nos concentrar é o potencial de eclosão do lote. Para isso, é preciso determinar a fertilidade do lote. Uma vez determinada à fertilidade, pode-se obter o potencial de eclosão através do cálculo da Porcentagem de Eclosão dos Ovos Férteis. Exemplo: (86,4% Eclosão / 96,0% Fertilidade) x 100 = 90,0% Eclosão dos Ovos Férteis O cálculo da Porcentagem de Eclosão dos Ovos Férteis nos permite identificar, de forma rápida, se a fonte do problema está relacionada à fertilidade ou à incubação. Os incubatórios com os melhores resultados apresentam boa taxa de fertilidade e um bom programa de manejo de incubação. Esses são os elementos-chave para se alcançar o objetivo principal: um bom custo final por ave. A idade do lote de ovos pode influenciar, negativa ou positivamente, a eclodibilidade. Deve-se considerar a idade do lote, uma vez que os padrões de eclodibilidade e de fertilidade se modificam à medida que o lote envelhece. A idade dos ovos é também importante, pois quanto mais prolongado é o tempo de estocagem dos ovos, menor é taxa de eclosão. É preciso ter cuidado para não confundir morte embrionária precoce com ovo infértil; esse é um erro comum. Como um primeiro passo, deve-se realizar a ovoscopia, em incubatórios em que a mesma seja possível, entre 10º e o 12º dias de incubação. Primeiro deve-se selecionar o lote fonte a ser examinado. Selecionar pelo menos quatro bandejas de diferentes locais no interior da incubadora. Existem duas razões para isso: a amostra da incubadora será melhor - parte superior, média e inferior - e será mais representativa da postura. Nunca se devem selecionar bandejas em seqüência. É muito importante, também, identificar as bandejas em que a ovoscopia tenha sido realizada. Desta forma, a equipe que realizará a transferência saberá que os ovos foram submetidos à ovoscopia e que deverão ser marcados nas bandejas do nascedouro para que os resíduos possam ser examinados na quebragem realizada no 21º dia. 4.1. Miragem dos ovos (ovoscopia) Durante o decorrer da incubação convém fazer a miragem dos ovos com um ovoscópio (ou uma lâmpada com a luz direta sobre o ovo), não só para retirar os ovos inférteis como aqueles em que o embrião tenha morrido. Geralmente fazem-se duas miragens ao 7º dia e ao 14º dia. Na primeira


retiram-se os inférteis e os mortos se não tiver dúvidas, na segunda as duvidas já estarão esclarecidas e, se estiverem mortos os embriões, retiram-se os ovos. A segunda miragem também serve para observar se as câmaras de ar estão se desenvolvendo conforme o desejado. A manipulação dos ovos deve ser realizada com luvas limpas e higienizadas. OVOSCÓPIO: É um instrumento que utiliza um feixe de luz que passa através do ovo sem quebrá-lo, sendo capaz de observar o que acontece lá dentro. Destacando as seguintes categorias: • Ovos que não estão embrionados • Mortos no princípio de incubação • Mortos no final da incubação • Ovos viáveis Essas categorias são necessárias a fim de construir os índices que indicam se foi bem sucedida ou não a incubação e, eventualmente, determinar as possíveis causas das mortes. Qualquer investigação sobre o baixo nascimento inclue o exame embrionário. Alguns pontos principais a serem observados: 1. Tamanho do ovo e qualidade da casca 2. Câmara de ar 3. Posição do embrião no ovo 4. Anormalidades anatômicas 5. Anormalidades nutricionais 6. Albúmen não incorporado 7. Idade do embrião

Tabela 1. Diferentes idades embrionárias e mortalidades em lotes normais.

Fonte: COBB (2008)


Figura 5. Ovoscopia realizada dentro da própria máquina incubadora.

O manual da COBB (2008) para incubatórios também lista as principais causas de falhas dos nascimentos: • Armazenamento do ovo • Nutrição das matrizes • Infertilidade verdadeira (idade da matriz) • Doenças • Contaminação por bactéria ou fungo • Genética • Deformação da casca e casca trincada • Erros de incubação 4.2. Análise embrionária A técnica de embriodiagnóstico consiste em uma ferramenta de grande utilidade em empresas avícolas, pois permite diagnosticar as possíveis causas de baixa produtividade nos incubatórios, seja por deficiências nos matrizeiros fornecedores de ovos férteis, ou pelo próprio manejo inadequado nos setores do incubatório. Sua aplicação, como parte de um programa de qualidade é refletido na economia do sistema de produção avícola, obtendo um maior número de pintos nascidos. Vários estudos realizados em outros países, como Suarez (1996), Brake (1999), Wilson (2003) e Bourassa et al. (2003) avaliaram os fatores que influenciam o sucesso ou o fracasso do processo de incubação para lidar com questões relacionadas com a eclosão dos ovos. O embriodiagnóstico tem sido usado em incubatórios industriais estrategicamente para identificar os erros e também tem sido aplicado ao trabalho feito por alguns pesquisadores como: Sisti et al. (1993), Romero (1997), Plano (2001), Plano & Di Matteo (2003), e Sandoval et al (2005). Aplicando embriodiagnóstico é possível identificar três períodos de


mortalidade embrionária: precoce (desde o início até o quarto dia de incubação), médio (a partir do quinto para o décimo sétimo dia de incubação) e tardia (a partir do décimo oitavo ao portal). Entre outras coisas, esta metodologia permite a diferenciação infertilidade de mortalidade precoce embrionária. Ações para corrigir estes dois tipos de erros são diferentes: o nível de infertilidade à nível de reprodutores e mortalidade embrionária precoce, devido ao transporte e ao manejo do ovo no incubatório. A técnica consiste no exame interno dos ovos não eclodidos, determinando as causas do não nascimento, ou seja, se houve infertilidade ou mortalidade e em alguma etapa do processo de incubação. Uma vez detectadas as causas da não eclosão, o responsável técnico poderá aplicar as medidas corretivas diretamente no setor relacionado como: na granja fornecedora de ovos férteis, no transporte destes ovos até o incubatório, as unidades que constituem o incubatório ou até mesmo, na fábrica de ração responsável pela elaboração das dietas das aves reprodutoras. A ovoscopia é uma técnica indispénsável, entretanto, para verificar com precisão qual seria a etmologia dos problemas associados à ineficiência de incubação é preciso realizar a quebragem dos ovos. A quebragem é uma ferramenta útil, pois fornece dados precisos sobre a fertilidade. Para que se obtenha boa taxa de eclosão, é preciso boa fertilidade. A quebragem, realizada no momento certo e de forma correta, fornecerá a informação sobre a fertilidade. Mesmo no caso de incubadoras em que seja difícil realizar a quebragem na ovoscopia, pode-se ainda realizar a análise dos resíduos pode ser bastante precisa, porém é preciso bastante treino para evitar erros. É importante que o encarregado da quebragem e análise seja bem treinado. Essa pessoa deve ser responsável por todas as quebragens, garantindo dessa forma a uniformidade do processo. Se houver mais de um incubatório na granja, os responsáveis pela quebragem devem reunir-se regularmente para garantir a padronização dos procedimentos de quebragem. Deve-se utilizar a planilha de embriodiagnóstico sempre que a quebragem for realizada. As informações devem ser anotadas de forma precisa e detalhadas. A eclosão, a fertilidade e a eclosão dos ovos férteis devem sempre ser calculadas. A eclosão dos ovos férteis deve ser utilizada, pois o incubatório não tem nenhum controle sobre a fertilidade dos ovos que chegam para serem incubados, mas tem controle sobre a eclosão dos ovos férteis recebidos. Antes de iniciar o embriodiagnóstico, deve-se escolher uma área bem iluminada para realizar quebragem. Devem estar à mão a planilha de embriodiagnóstico, luvas de borracha, o instrumento para remover a parte superior dos ovos, uma fonte de luz para a ovoscopia e um balde para os resíduos.


Durante a quebragem, é importante determinar quando ocorreu a morte embrionária. Cada ovo quebrado deve encaixar-se em uma das seguintes categorias: infértil; morte embrionária precoce, entre 1º e o 7º dia; morte embrionária intermediária, 8º ao 14º; ou morte embrionária tardia, entre o 15º e o 21º dia. Todos os ovos ou pintos deixados nas bandejas não entram na contagem como eclodidos e, portanto, deverão ser computados. Saber o que ocorre durante os diferentes estágios do desenvolvimento embrionário facilita a determinação da morte embrionária. Após 24 horas de desenvolvimento, o bastoderma terá cerca de 1,2 centímetro de diâmetro e, passadas 48 horas, terá de 2 a 2,5 centímetro. Entre 48 e 72 horas, o anel sanguíneo já estará visível. No 7º dia, que é o último dia para que se diagnostique a morte embrionária precoce, o "dente" que aparece na extremidade do bico. O quadro de referência ajuda a identificar corretamente o dia em que acorreu a morte embrionária. Em plantéis normais, não deve ocorrer morte embrionária entre 8 e 14 dias. No primeiro dia da fase tardia, o 15º dia, os intestinos migram para dentro da cavidade corporal. No 17º dia, a cabeça do embrião ainda se encontra entre as pernas, não devendo ser confundido com um embrião mal posicionado. No 18º dia, o saco vitelino ainda está fora do corpo do embrião, migrando para o seu interior no 19º dia. Há, também, alguns elementos óbvios que devem ser observados durante a quebragem. O mofo, por exemplo, geralmente indica problemas no fluxo de ar. Um dos fatores-chave para o diagnóstico é procurar indicadores padronizados e não se deixar confundir por incidentes isolados. É preciso certificar-se de que um diagnóstico completo e detalhado foi realizado antes de tirar conclusões definitivas. Como foi mencionado anteriormente, o embriodiagnóstico pode ser a ferramenta mais útil dentro de um incubatório. Os encarregados devem aprender a utilizar as quebragens para elaborar planos de ação a fim de melhorar a eclosão, sabendo, entretanto, que não se deve parar por aí. Os resultados do plano de ação devem então ser monitorados. É importante que a padronização faça sempre parte do plano de ação. Se as porcentagens relativas a qualquer uma das categorias ficarem acima dos padrões, o lote e o equipamento devem ser examinados. Fazer a re-checagem do lote com outro equipamento, e do mesmo equipamento com um lote diferente, a fim de identificar o problema real. Nunca se deve tomar decisões baseadas em única quebragem. Toda informação registrada durante a quebragem deve ser utilizada para compor o histórico do lote e do equipamento. Mantendo-se o histórico do lote e do equipamento, será possível estabelecer tendências e prever os níveis de eclodibilidade.


Tabela 2. Principais problemas apresentados durante as diferentes fases do desenvolvimento embrionário.


Continuação tabela 2.


Continuação tabela 2.

Fonte: COBB (2008)


Os encarregados da incubação e da recria devem sempre ter em mãos os resultados o mais rápido possível, para que possam então fazer o monitoramento desses resultados e ter mais segurança em relação à exatidão dos mesmos. É preciso lembrar que se as informações não forem aplicadas para melhorar o manejo, não há porque obtê-las. O manual da COBB (2008) lista os principais problemas apresentados durante o desenvolvimento embrionário (tabela 2). As informações oferecidas pelo manual da COBB (2008) são úteis, porém carecem de coerência, estando pontos críticos e o controle qualificado dentro da mesma categoria “problemas”. Galindo (2005) descreveu minuciosamente sobre os fatores interferidores nos processos de incubação, e seus prováveis agentes etiológicos (tabelas de 3 a 6), contribuindo com um grande volume de informação na deteção de pontos críticos (problemas), sua origem (etimologia) e como controlá-los (soluções).

Tabela 3. Problemas, etimologia e soluções para infertilidade dos ovos.

Problemas Etimologia Soluções

Ovos inférteis

Fêmeas sem inseminar, má

relação machos/fêmeas;

Usar mais machos/100 fêmeas

Preferências de monta em

algumas divisões do galpão

Mude as fêmeas de divisões para que

possam ser montadas por outros galos

Machos estéreis Substitua os machos

Machos que não montam Veja se há enfermidade, problemas

de nutrição, problemas de patas ou se

existe uma dominação social por parte

das fêmeas

Machos muito velhos

Use machos jovens; ou reforce a monta

natural pela inseminação artificial

Fonte: Galindo (2005) Butcher & Nilipour (2005) reportaram que o embriodiagnóstico envolveria duas etapas, a ovoscopia, e depois a análise (quebra) dos ovos refugados, a fim de verificar a etimologia do fenômeno. 1- Avaliar três bandejas por fornecedor, um vez por semana 2- Identificar cada lote: identificação do criador, idade do lote de matrizes,

linhagem, “status” de saúde, tipo de máquina, a duração do armazenamento, e localização de bandeja na incubadora

3- Quantificar: -% de não desenvolvidos


- % de nascimentos de pintainhos de primeira qualidade; - % de nascimentos de pintainhos de segunda qualidade; - % de ovos que “explodiram”; - % de pintainhos mortos; destes: os com má formação, e qual a causa da

morte; - % bicados, mas não nascidos.

Tabela 4. Problemas, etimologia e soluções para mortalidade superior a 3% nos 3 primeiros dias de incubação.


Pre-ovoposicionado morto

Variedades de raças com

cruzamento consangüíneo

Evitar a consangüinidade excessiva, usar

machos jovens

Paternogênese em galo Não usar reprodutores com alta incidência

de paternogênese

Fértil semdesenvolvimento

Ovos armazenados a

temperaturas baixas

Armazenamento dos ovos em temperatura

adequada (13 e 20º C)

Período de armazenamento dos

ovos muito grande

O armazenamento de ovos férteis de

galinhas,faisões, patas, gansos e

codornas é por um tempo máximo de uma

semana; os ovos de galinhas e perdizes

podem ser armazenados no máximo por

duas semanas, com perda na qualidade

Ovos lavados em água muito

quente

Limpe os ovos a seco; descarte os ovos

sujos, ou abaixa a temperatura da

lavadora; sempre tente obter ovos limpos

provenientes da granja

Desenvolvimento positivo (DP)

Horário de recolhimento mal

programado nas épocas de frio e

calor

Quando a temperatura dos galpões e/ou

dos ninhos excederem 20º C recolha os

ovos o maior número de vezes possível

durante o dia

Blastodermo sem embrião (BSE)

Temperatura inadequada no

armazenamento dos ovos

Armazenamento dos ovos em temperatura

adequada (13 e 20º C)

Embrião cístico Período de armazenamento dos

ovos muito grande

O armazenamento de ovos férteis de

galinhas, faisões, patas, gansos e

codornas é por um tempo máximo de uma

semana; os ovos de galinhas e perdizes

podem ser armazenados no máximo por

duas semanas, com perda na qualidade

Procedimentos no transporte ou

no manejo dos ovos

Maior cuidado no manejo dos ovos desde

o recolhimento até a eclosão

Enfermidades (micoplasmas,

Enfermidade de Newcastle)

Inspecionar o lote de reprodutores a

respeito de doenças específicas

Esperma velho ou anormal Revise as Técnicas de Inseminação; use

machos mais jovens

Ovos de lotes com reprodutores

de cruzamentos consangüíneos

Mudança de dos machos introduzindo

uma nova genética

Armazenamento dos ovos em

temperatura inadequada ou

incubado em temperatura

inadequada

Não permita a pré-incubação dos ovos a

serem inseridos na incubadora; Revise a

temperatura no local de armazenamento

dos ovos; assegure-se qde que a

temperatura seja de 37,5° C

Ovos provenientes de galpões

situados a mais de 1500 m de

Evite alojar aves reprodutoras a

estas altitudes Fonte: Galindo (2005)


Tabela 5. Problemas, etimologia e soluções para mortalidade superior à 0,5% nos 4 dias antes de efetuar a mudança para o nascedouro.


Muitos embriões mortos

Temperatura

inapropiada

Revise a precisão dos termômetros

Apagão de

energia sem

causa conhecida

Se a energia falhar abra as incubadoras até o retorno

Viragem

inadequada dos

ovos

Os ovos devem ser virados pelo 3 vezes ao dia

Ovos de lotes de

reprodutores com

cruzamentos

consangüíneos

Mudança de dos machos introduzindo uma nova

genética

Má ventilação na

sala de

incubação ou

dentro das

incubadoras

Prover ventilação adequada para troca de ar

Enfermidades ou

ovos infectados

Use ovos provenientes de lotes de reprodutores sadios,

evite a lavagem dos ovos em água fria

Fonte: Galindo (2005) Nääs et al. (2008) proporam o seguinte esquema: 96h e 438h de incubação, cada ovo é examinado ao ovoscópio. Os ovos que não apresentaram embriões viáveis serão retirados do processo e analisados quanto ao período de mortalidade embrionária. Aos 19 dias de incubação, os ovos são colocados em embalagens individuais com o objetivo de obter o peso de cada pinto em relação ao ovo. Para o embriodiagnóstico, as cascas são quebradas, e os conteúdos vertidos em uma placa de Petri e analisados. São classificados como inférteis os ovos com pontos brancos; os férteis com mortalidade precoce - mortos até quatro dias; os férteis com mortalidade intermediária – mortos de cinco até 18 dias; e os férteis com mortalidade tardia - mortos de 19 a 22 dias de incubação. Ao final do período de incubação, avaliara-se a eclodibilidade de ovos férteis (%), a eclodibilidade total (%) e a fertilidade (%). É possível, utilizando a ferramenta do embriodiagnóstico, identificar possíveis agentes etiológicos para alguns pontos críticos dentro da planta do incubatório, auxiliando as ações de controle. Outra vantagem é a identificação de problemas de origem extra-incubatório, antes da chegada do ovo às instalações.


Tabela 6. Problemas, etimologia e soluções para mortalidade superior à 8% depois de efetuar a mudança para o nascedouro.


Os embriões morrem antes de começar a romper a casca

Temperaturas baixas

durante a incubação;

Humidade muito alta

Mantenha uma temperatura de 37.5° C

no termômetro de bulbo seco e uma

temperatura de 30° C no termômetro

de bulbo húmido nas incubadoras com

ventilação forçada.

Ovos infectados Evitar a lavagem dos ovos em água fria; incube

somente os ovos limpos desde o ninho

Má nutrição dos lotes

reprodutores Revisar as fórmulas da ração dos reprodutores,

quase todas as vitaminas e minerais conhecidos,

em deficiência, podem causar mortalidade e má

qualidade dos pintainhos,

Certos fatores genéticos

letais Usar raças vigorosas

Embriões débeis que no são capazes de romper a casca ou não o fazem com muito esforço

Deficiência de Vitamina E Usar sempre alimentos frescos ou suplementar a

água de beber com vitamina E

Pintainhos recém nascidos aderidos à casca

Umidade muito baixa na

nascedora Manter uma temperatura de 32,5° C no ter-

mômetro de bulbo úmido, até o nascimento

Pintainhos recém nascidos, mas mortos

Excessivos resíduos de

albúmen causados por uma

alta umidade e/ou

baixa temperatura durante

a incubação

Revise a precisão dos termômetros e dos

termostatos, vigiar a temperatura e a umidade

Enfermidades, Use ovos de lotes de aves sadias Sobreaquecimento ou

umidade baixa no

nascedouro

Revise a temperatura e a umidade do

nascedouro

Deficiências nutricionais Use ração balanceada

Mal posicionados Ovos colocados com a

parte mais delgada para

cima

Coloque os ovos na posição

adequada nas bandejas (com a parte mais

delgada para baixo)

Fonte: Galindo (2005) A malformação na fase embrionária pode estar associada a diferentes causas etiológicas, entretanto, a associação a defeitos genéticos são as mais consideradas no momento da avaliação. Contudo, o descarte no incubatório dos pintinhos malformados é inevitável, considerando que essas aves não sejam viáveis para a produção de frangos de corte. A técnica consiste na quebra individual dos ovos e avaliação do aspecto do embrião quando o


mesmo estivesse presente. As características observadas e consideradas como malformação foram pintos com quatro membros pélvicos, duplicação do bico, ausência do bico, bico cruzado, ausência da caixa craniana, presença de duas cabeças, monoculares, ausência de globo ocular. Segundo Butcher & Nilipour (2005) o número de embriões que desenvolvem deformidades varia de 0,22 a 0,33% e não deveria exceder 0,33%.Ainda segundo Butcher & Nilipour (2005) o número de embriões inviáveis para incubação devido à mau posicionamento usualmente varia de 1,2 a 1,8% e não deveria exceder 2%.

Tabela 7. Principais maus posicionamentos em embriões de aves.

Descrição Incidência (%)

Cabeça entre as coxas 12,5

Cabeça na parte delgada do ovo 7,5

Cabeça sob a asa esquerda 7,5

Cabeça não direcionada à câmara de ar 4,5

Pé sobre a cabeça 20,0

Bico sobre a asa direita 48,0

Fonte: Butcher & Nilipour (2005) Sandoval et al. (2005) observaram os ovos nos dias 12, 18 e 21 de incubação. Para o dia 12, a observação foi realizada no interior da incubadora, as bandejas foram retiradas e miragem de luz foi levado com uma lanterna iluminando o pólo superior dos ovos. Foram resgistrados o número de ovos nas categorias: inférteis (I), invertido (IN), contaminado (C), rachado precoce (FT) e mortalidade embrionária precoce (MET) (dias 1 a 4 de incubação). A MET foi classificada de acordo com o tempo de desenvolvimento embrionário em 18, 24, 48, 72 e 96 h de incubação. Os IN foram marcados com um marcador sem removê-los das bandejas. No dia 18 em ocorreu a transferência das incubadoras para as naceroas e se registrou o número de ovos quebrados na transferência (FET). No dia 21 o número de pintainhos de descarte (PDD), mortos (PM), malformados (M), ovso bicados não nascidos (PNN) e contaminados (C). Os ovos não eclodidos foram abertos pelo polo mais largo com uma colher no nível da câmara de ar, removendo a membrana testácea interna, sendo colocados sobre um prato e classificados como de mortalidade embrionária intermediária (MEI) (dias 5 a 17 de incubação) ou tardia (META) (dias 18 a 21 de incubação). Além disso, os IN não eclodidos foram quantificados para calcular o número de pintos nascidos de ovos invertidos (NIN).


Tabela 8. Principais más formações em embriões de aves.


Cérebro exposto 29,0

Sem olhos 25

Quatro membros pélvicos 10

Bico deformado 27

Sem bico 8

Pernas deformadas 1

Fonte: Butcher & Nilipour (2005) No processo de incubação, há duas fases críticas em que a mortalidade embrionária é alta. O primeiro ocorre no prazo de quatro dias, com um pico às 48 h, ea segunda entre os dias 18 e 20 de incubação (Etches, 1998). O embriodiagnóstico, definido como o diagnóstico da mortalidade embrionária foi feita após a abertura dos ovos não eclodidos esquerda nas bandejas Hatcher (Plano & Di Mateo, 2001) é uma ferramenta que permite a identificação de erros, identificar os prováveis causas e propor soluções. Tona (2001) analisaram a relação entre a mortalidade embrionária e fatores como idade dos reprodutores, a fertilidade e perda de peso dos ovos em incubação. Brake y Elibol (1999), Navarro (2003) e Brandalize (2003) analisou os pontos críticos na incubação e subsequente gestão de frangos de corte e Kuurman (2001, 2003) descreveram com um modelo matemático a distribuição do tempo da mortalidade embrionaria precoce durante no processo de incubação. Martin (2002) e Mauldin (2001) utilizaram o embriodiagnóstico especificamente aplicado na avaliação dos pontos críticos de incubadoras e de incubação.

Tabela 9. Parâmetros de referência para dados de incubação.


Pintainhos saudáveis 85,00

Pintainhos 2ª qualidade 1,00

Pintainhos mortos 0,25

Ovos bicados 1,25

Inférteis 4,50

1-4 2,50

5-10 1,25

11-17 1,25

18-21 2,50

Contaminados 0,50

Fonte: Butcher & Nilipour (2005)


Figura 6. Posição correta do embrião no interior do (Galindo, 2005).

infértil fértil desenvolvendo morto positivamente prematuramente (2 dias)

3 dias morto 3 dias vivo 7 dias morto 7 dias morto/vivo 7 dias vivo

10 dias morto 10 dias vivo 10 dias morto/vivo 14 dias morto 14 dias morto/vivo

14 dias vivo 18 dias morto 18 dias morto/vivo pintainho saudável

Figura 7. Esquema de diagnóstico de mortalidade em embriões sob vários estágios de desenvolvimento (Galindo, 2005).


Tabela 10. Parâmetros (em %) padrão para avaliar desempenhos baixos, médios e altos de um incubatório.

Parâmetros Alta Média Baixa

Ovos contaminados (explodidos) 0,81 1,28 2,93

Ovos inférteis 3,54 5,1 4,63

Mortalidade Precoce (1-7 dias) 0,78 2,11 5,96

Mortalidade intermediário (8-18 dias) 0,54 0,71 1,23

Mortalidade tardia (acima de 18 dias) 2,0 3,19 4,83

Ovos bicados e não nascidos 0,97 1,11 1,12

Pintainhos de segunda 0,48 0,50 0,70

Incubabilidade 90,88 86,00 78,60

Fonte: Rivera (2009) Tabela 11. Parâmetros (em %) padrão para avaliar desempenhos em função da idade dos reprodutores.

Idade dos reprodutores (em semanas) 28-40 41-52 53-65

Inférteis 5,00 6,00 7,00

Mortalidade 1-4 dias 0,60 0,70 0,80




Ovos bicados e não nascidos 0,20 0,30 0,40

Pintainhos mortos 0,20 0,25 0,30

Contaminados (explodidos) 0,25 0,45 0,70

Nascimentos 88,50-89,40 85,50-86,70 82,90-84,00

Fonte: Rivera (2009) Segundo Rivera (2009) a informação da perda de peso é muito útil dentro do processo de incubação. É necessário acompanhar constantemente a perda de umidade do ovo. Do carregamento até a transferência para o nascedouro a perda de peso deverá ser entre 11,0 e 14,0%, e após o nascimento a perda de peso deveria estar entre 30,0 a 32,0% (Rivera, 2009). Caso estejam acima ou abaixo desta faixa de perda de peso, decisões como a regulagem do equipamento (umidade e temperatura) e ou descarte de lotes com valores de perda de peso críticos. Nääs et al (2008) ao avaliar o impacto do ambiente sobre os resultados de incubação realizaram o embriodiagnóstico nas seguintes fases, dos 1-7, 8-14, 15-18 e 1-21 dias de incubação. Isto leva a acreditar-se necessário a avaliação dos ovos incubáveis em mais um período, contrapondo aos clássicos períodos


de avaliação (precoce, intermediário e tardio). Dentro de sua metodologia Nääs et al (2008) avaliaram a mortalidade embrionária, ovos bicados com pintos vivos ou mortos, ovos quebrados, ovos contaminados (explodidos), e a qualidade dos pintainhos (crânio aberto, má formação de bico e olhos, vísceras expostas, e problemas de pernas). 4.3. Processo de incubação É preciso pensar em termos de qualidade do pintainho e não de porcentagem de nascimento. As máquinas devem funcionar de acordo com seu desenho e manual de operação e em ambientes acondicionados para que funcionem corretamente. As máquinas devem receber boa manutenção. Pontos chave no processo de incubação são: obter uma perda de umidade adequada (14-15% em máquinas de estágio múltiplo), que permita a eclosão dos pintos na altura correta e que saiam bem; evitar o sobreaquecimento dos embriões nas incubadoras e nascedouros; evitar condições de umidade muito altas em ambas as máquinas e retirar os pintos a tempo. Preferivelmente, a janela de nascimento deve girar por volta de 24-30 horas em plantas com máquinas de estágios múltiplos. As incubadoras devem ser manejadas de acordo com medições de temperaturas realizadas em ovos férteis antes da transferência. Os nascedouros devem ser manejados com temperaturas mais baixas do que as utilizadas em anos passados. O objetivo é que os pintos nasçam com temperaturas cloacais entre 40°C e 40,5°C e que sejam mantidos com temperaturas cloacais de 39,4°C e 40°C depois do nascimento. O sobreaquecimento de embriões e pintos afeta de maneira negativa o desenvolvimento do aparelho digestivo e do sistema imunológico. Em todo o nascimento há uma possibilidade de mortalidade entre 5,0 e 20,0% por vários motivos, aumentando o número de pintainhos de segunda categoria e resíduos de incubatório. Como mencionado, é necessário ter um

Figura 8. Os ovos à esquerda mostram a altura correta de quebra da casca do ovo, com perda de umidade adequada. À direita, a quebra da casca do ovo foi muito alta por pouca perda de umidade (Galindo, 2005).


Figura 9. Medição da temperatura dos ovos (Galindo, 2005). programa para identificar os problemas. A análise dos resíduos ou Embriodiagnósticos para estabelecer as causas do fracasso levou à nascimento. Esta informação deve ser constantemente avaliada e comparada com os parâmetros padrões, e ainda investigar os problemas existentes que possam surgir e encontrar soluções. 4.4. Contaminações e doenças sob o desenvolvimento embrionário A contaminação pode ocorrer desde o desenvolvimento dos folículos de gema até a pré-postura. Mesmo quando o plantel de reprodutores estiver afetado por uma doença que não é transmitido via ovo, a eclosão poderia ser prejudicada por alterações na qualidade interna e casca dos ovos ( menor ingestão ou aproveitamento de alimento) (Cony, 2007). Segundo Cony (2007) a disseminação de doenças transovarianas (contaminação ocorre quando o ovo se encontra dentro da galinha e o agente infeccioso consegue sobreviver no pinto) ocorre geralmente durante a fase aguda da doença. Os agentes infecciosos são responsáveis pelo aumento de mortes na segunda e terceira semana de incubação (20º e 21º dia – ovos bicados). Como causadores de contaminação bacteriana tem-se: 1- Aumento do número de ovos bicados e pintos com umbigo mal cicatrizado. Estas bactérias no momento da postura penetram nos poros dos ovos pelo diferencial de temperatura e, quando se encontram na temperatura da incubadora, multiplicam-se rapidamente alimentando–se das substâncias nutritivas dos ovos. Forma-se neste processo uma série de gases que eventualmente romperão a casca do ovo e disseminarão um exsudato negro de odor peculiar que se estenderá a diversas áreas da incubadora e como conseqüência favorecerá a disseminação de microorganismos contaminantes. Ocorre que na segunda semana de incubação os embriões que morrem neste período tornam-se escuros e freqüentemente são confundidos com ovos contaminados, isto devido à oxidação do sangue no sistema vascular das membranas extra-embrionárias. Para evitar contaminações é necessário fumigar os ovos antes de entrar na sala de incubação, incubar ovos limpos e


Tabela 12. Qualidade da casa e penetração bacteriana.

Penetração bacteriana via casca

Densid. do ovo Qualidade da casca Após 30 min. Após 60 min. Após 24 hrs.

1.070 Ruim 34 % 41 % 54 %

1.080 Média 18 % 25 % 27 %

1.090 Boa 11 % 16 % 21 %

Fonte: Sauter & Peterson (1974) sem trincas, coletar ovos maior número de vezes por dia, manter os ninhos limpos e etc. Os embriões que morrem na segunda semana de incubação tornam-se escuros e freqüentemente são confundidos com ovos contaminados, isto é devido à oxidação do sangue no sistema vascular das membranas extra-embrionárias. Para evitar contaminações é necessário fumigar os ovos antes de entrar na sala de incubação, incubar ovos limpos e sem trincas, coletar ovos maior número de vezes por dia, manter os ninhos limpos e etc. Apesar da importância da prevenção e sanitização de doenças, deve-se restringir o uso de determinadas substâncias no incubatório como amônia, pois esta e responsável pelo fechamento do tubo neural e mortalidade embrionária. Como também é importante o uso adequado de tetraciclina, sulfonamidas e penicilina, a fim de na comprometer a saúde dos animais e a humana. Tabela 13. Algumas doenças de transmissão através dos ovos e sua forma de contaminação dos ovos.

Doença Durante

formação

Passagem pela

cloaca

Pós–postura

(ninho)

Salmonelose

(Paratifo) + +++ +++

Pulorose / Tifo Aviário +++ + +

Colibacilose + +++ +++

Micoplasmoses +++ _ _

Aspergilose _ + +++

Leucose +++ _ _

Encefalomielite +++ _ _

E.D.S +++ _ _

Artrite Viral +++ _ _

Anemia Infec. ( CCA ) +++ _ _

(- )= sem ocorrencia; ( + ) = rara; ( +++ ) = elevada possibilidade Fonte: Elguera (1999)


4.5. Nutrição das matrizes sob o desenvolvimento embrionário Vieira (2007), em seu trabalho, descreveu ostensivamente sobre a influência dos nutrientes sobre a formação do ovo e posterior desenvolvimento embrionário. O desenvolvimento do embrião das aves depende e um pacote de nutrientes contidos no ovo para se desenvolver. Assim, uma dieta com deficiência ou excesso poderá causar anormalidades embrionárias e mortalidade. Anormalidades como bicos pequenos ou altos, protusões desorganizadas no cérebro, vísceras expostas, membros encurtados e torcidos, corpo curto e degeneração ocular (Vieira, 2007). Acido linoléico é essencial em rações para aves reprodutoras, no entanto, sua quantidade na gema esta relacionada ao consumo. A deficiência deste nutriente está associada com a queda na produção dos ovos e aumento na mortalidade embrionária da primeira semana (picos de mortalidade de 1 a 4 dias, 8 a 14 dias e 21 dias), causando o desenvolvimento lento e embriões mal posicionados (75 % estão com a cabeça sobre a asa direita ). Rações que apresentam alta correlação entre proteína e energia poderá deprimir a taxa de eclosão. A quantidade excessiva de proteína estimula o aumento nos requerimentos de B 12, biotina e cálcio podendo ocasionar redução na fertilidade. Já a deficiência de proteína reduz o tamanho dos ovos (uma dos determinantes na queda de produção) e, a deficiência de gordura formará um pintinho de má qualidade ocasionando debilidade no embrião. Os embriões são muito sensíveis à qualidade, estabilidade e uso adequado do suplemento vitamínico-mineral. A vitamina A está diretamente relacionada com o desenvolvimento anormal do sistema circulatório, anormalidades no esqueleto (especialmente crânio e coluna vertebral), mudanças degenerativas no cérebro, espinha e nervos, mortalidade embrionária prematura (2 a 3 dias). Pintos nascidos podem apresentar opacidade córnea ou terem as pálpebras coladas. O excesso também causa anormalidades esqueléticas. Squires & Naber (1993) mostraram que a não suplementação de vitamina A diminui a produção de ovos e eclosão quando comparados com as aves que receberam a suplementação, mas não houve diferenças no peso corporal, qualidade da casca e peso dos ovos. Suray et al. (1998) demonstraram que a alta concentração de vitamina A na dieta diminui a concentração de vitamina E no fígado materno, de vitamina E e carotenóides na gema e no fígado do embrião recém nascido. Segundo Wilson (1997), a deficiência de vitamina D3 causa mortalidade embrionária tardia (+ de 17 dias), atrofiamento e raquitismo. A deficiência de vitamina E causa insuficiência circulatória, diátese exsudativa, hemorragia, edema no pescoço e nos pés. O pico de mortalidade embrionária ocorre de 2 a


5 dias. Nos recém nascidos pode causar fraqueza muscular. A vitamina K em deficiência pode causar hemorragias no embrião. A tiamina (B1) pode causar mortalidade prematura e pico tardio (+ de 19 dias) ou muitos pintos mortos no nascedouro quando em deficiência. A deficiência de riboflavina (B2) causa atrofiamento, pernas curtas, desorganização do sistema circulatório, edema, perda de penas, dedos contraídos, anemia, fígado esverdeado, picos e mortalidade do 3º ao 5º dia, do 10º ao 15º dia e 21º dia. Segundo Wilson (1997) a deficiência de niacina causa hipoplasia dos músculos esqueléticos, edema, bico menor e mais elevado, anormalidades no sistema nervoso e vascular, com pico de mortalidade embrionária de 8 a 14 dias. A pirodoxina (B6) em deficiência causa inibição do crescimento inicial do embrião com picos de mortalidade de 8 a 14 dias (Vieira, 2007). Squires & Naber (1992) verificaram que a adição de vitamina B12 afeta o acúmulo dessa vitamina na gema, melhora a eclodibilidade e reduz a mortalidade embrionária na primeira semana de incubação. Hemorragias nos embriões jovens mortos é o sintoma mais característico de deficiência. Segundo Vieira (2007) a deficiência de ácido pantotênico causa hemorragias subcutâneas, edema, mau empenamento, pernas torcidas, fígado gorduroso, opacidade ocular, coração dilatado e mortalidade embrionária de 2 a 4 dias e 11 a 15 dias. A biotina se deficiente causa condistrofia e

Tabela 14. Sintomas comuns na deficiência ou excesso de minerais nos embriões.

Mineral Sintomas

Manganês Condrodistrofia, esqueleto deformado, ossos longos encurtados, bicos de papagaio, micromelia, edema, penugens anormais, pintos descoordenados e pico de mortalidade a partir dos 18 dias.

Zinco Defeitos no esqueleto, olhos pequenos, vísceras expostas, anormalidades de bico e cabeça, edema. Ocorre mortalidade por volta dos 18 dias

Cálcio Má qualidade da casca, aumentando perda de peso dos ovos e facilitando sua contaminação, atrofiamento e menor desenvolvimento ósseo e mortalidade no final da incubação. O excesso causa anormalidades embrionárias.

Magnésio Tremores nervosos, esforço respiratório e convulsões na incubação. Fósforo Formação óssea anormal e atrofia. Mortalidade de 14 a 16 dias de incubação.Cobre Defeitos no sistema circulatório, sanguíneo e mortalidade nos primeiros três dias. Iodo Afeta a atividade tiroideana (pode hipertrofiar). Deficiência ou excesso causa

aumento do tempo de incubação, diminuição do crescimento e aumento da mortalidade.

Lítio Excesso causa alta mortalidade embrionária associada com inibição do período inicial e no 13º dia.

Boro Acima de 44 ppm no ovo causa mortalidade embrionária no período inicial e no 13º dia.

Selênio Edema da cabeça e pescoço, pernas torcidas, necrose no cérebro e espinha, bico curto e elevado, olhos ausentes ou projetados e maior freqüência de más posições.

Molibdênio Acima de 17 ppm no ovo resulta em 100 % de mortalidade embrionária a partir de 12 dias de incubação.

Fonte: Vieira (2007)


micromelia (esqueleto deformado, osso longos encurtados e bico de papagaio), sindactilismo (membrana entre os dedos), hemorragia no embrião. Na deficiência severa o pico de mortalidade embrionária ocorre de 3 a 7 dias e nas deficiências brandas a partir de 17 dias. A deficiência de ácido folico causa tíbias encurvadas, sindactilismo, cabeça achatada, olhos pequenos, vísceras expostas, bico de papagaio e outros defeitos. A mortalidade embrionária ocorre de 8 a 14 dias e 16 a 18 dias. 5. Conclusão O Brasil é um grande produtor e exportador de aves, sendo necessária a implementação de medidas de biosseguridade no setor produtivo, não só visando a obtenção de melhores resultados de produção das aves, mas principalmente para agregar valor ao produto, uma vez que problemas sanitários graves podem comprometer a exportação dos produtos avícolas. As empresas que buscam desenvolvimento competitivo devem ter nos programas de biosseguridade uma ferramenta indispensável para assegurar a saúde dos plantéis. No entanto, um programa de biosseguridade é constituído por diversas ações interdependentes, cujo sucesso depende da realização consciente e rigorosa de cada detalhe, devendo contar com a colaboração e o comprometimento de todos envolvidos. 6. Referências bibliográficas 1. ANDRADE, M.A.; MESQUITA, A.J.; STRINGHINI, J.H. et al. Infecção

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CHAPTER 4

Incubadoras de estágio único e múltiplo

Introdução A uniformidade de pintinho de um dia no alojamento é essencial e vem se tornando cada vez mais evidente que a vitalidade e a uniformidade. O desempenho e o crescimento de frangos de corte até o peso de abate dependem da qualidade dos ovos e das condições de incubação. A incubação em estágio único pode maximizar a qualidade dos ovos e das condições de incubação. A utilização de máquinas em estágios múltiplos produz um gasto menor em relação à outra para os incubatórios. Na incubadora de estágios múltiplos, o clima entre os ovos dependem da idade de diferentes lotes de embriões no interior da máquina e, portanto, flutua diariamente. Desta forma, as condições climáticas em incubadoras em estágios múltiplos não sustentam um desenvolvimento ideal e uniforme. Sendo assim, esta revisão irá discutir a utilização das incubadoras de estágio único e múltiplo, bem como a tendência mundial está para as próximas décadas. 1. Evolução das máquinas de incubação Evidências datadas do século IV a.C. mostram que os egípcios, além de criar galinhas, também eram capazes de fazer incubação de ovos em larga escala. Tanto o Egito quanto a China Antiga foram sociedades de massa que dominaram essa tecnologia. Cerca de 4000 anos atrás, os egípcios inventaram incubatórios capazes de chocar de 10 a 15 mil pintos de uma só vez. Os egípcios construíram chocadeiras de tijolos de barro nas quais o fogo era mantido aceso por um assistente que, sem qualquer outro tipo de termômetro senão a própria pele, ajustava a queima para manter a temperatura ao nível requerido para a incubação. Estas estruturas não só serviam para a incubação como também para a criação dos pintinhos até que eles tivessem preparados para viverem sem aquecimento. Esse processo de incubação foi uma das mais notáveis realizações tecnológicas dos povos que construíram as pirâmides (Arashiro, 1989).


Figura 1. Sistema de incubação dos povos egípcios e chineses na antiguidade. Na época moderna, apenas recentemente, conseguiu-se construir chocadeiras em condições de incubar tantos ovos juntos eficientemente. A originalidade desse método, completamente diferente dos demais encontrados nas outras partes do mundo antigo, chama atenção não só para a sua sofisticação técnica, mas para a organização econômica e social dos povos que o desenvolveram. A evolução da incubação foi um processo gradativo. O fim do século XX e início do XXI podem ser caracterizados como épocas do domínio da ciência e da tecnologia, marcadas pelo avanço do conhecimento de forma bastante generalizada e, principalmente, com foco voltado aqui, para a produção de alimentos. Isso é um fato que pode ser constatado após a Segunda Guerra mundial, sendo que o conhecimento aplicado na forma de tecnologias foi o transformador da Europa faminta em importante exportador de alimentos, fazendo com que, a tecnologia agrícola sepultasse a ameaça de fome generalizada no mundo. A história da incubação artificial representa um dos capítulos mais interessantes e importantes dentro do cenário do desenvolvimento da avicultura, tanto como ciência como fator de produção de alimentos. No Brasil, os avanços tecnológicos no agronegócio foram significativos nas últimas décadas. Os resultados desse processo podem ser facilmente mensurados pelos indicadores gerais: Qualidade de Produto (Eficácia) e Produtividade (Eficiência) cujos atributos de efetividade vêm-nos colocando como importante produtor mundial de proteína animal, em especial, a de carne de frango.

Incubadoras de estágio único e múltiplo 71

2. Processo de incubação A incubação artificial é realizada em incubadoras, as quais devem proporcionar o controle de temperatura, umidade relativa, fluxo de O2 e CO2. Desvios desses fatores em relação aos respectivos valores ótimos para a espécie ou linhagem e a duração dos mesmos podem inviabilizar o desenvolvimento in ovo resultando em um aumento da mortalidade e conseqüentemente a diminuição da eclodibilidade. 3. Incubadoras Uma incubadora é uma máquina de grande durabilidade e que não pode ser trocada com facilidade, pois seu valor e a disposição do incubatório muitas vezes impedem esta mudança. No entanto, uma máquina mal escolhida pode trazer problemas futuros continuados. Ao se estudar a escolha de uma incubadora, o primeiro ponto a ser certificado é o desempenho da máquina. Isso não é fácil, pois a medida desse desempenho é sempre comparativa com outras. No entanto, em uma incubadora em atividade pode-se fazer a avaliação de seu funcionamento, principalmente pela análise dos resultados de incubação, onde a porcentagem de nascimento só tem valor se comparada em mesmas condições com outras incubadoras, de fabricação diferente. A incubação de ovos é uma atividade complexa. Uma falha nesse processo pode causar séria ruptura no planejamento, e conseqüentemente, na lucratividade. Dessa forma, é essencial utilizar equipamentos que forneçam garantias de confiança, desempenho, tecnologia e serviços, assegurando controle total da incubação, tanto agora como no futuro. Para se apreciar o desempenho de uma máquina isolada, os melhores índices são: • Prazo de incubação correto: 21 dias + 6 horas, com a grande maioria dos

pintos saindo das cascas a partir do 20º dia + 6 horas. Uma dispersão de nascimentos pode indicar um mau funcionamento ou defeito intrínseco da incubadora.

• Qualidade dos pintinhos quanto à aparência, vivacidade e hidratação. • Análise dos pintinhos não nascidos. • Bandejas com resultados muito diferentes das outras, ou seja, uma ou

mais bandejas com poucos pintos, de má qualidade, muito atrasados ou muito adiantados.


Atendo as principais necessidades ideais para bom desenvolvimento dos embriões (temperatura, viragem, perda de umidade, teor de CO2 e O2) obtêm uma maior produção no incubatório. 3.1 Sistemas de incubação São dois sistemas principais de incubação: • Por estágio múltiplo. • Por estágio único. Antigamente ainda se utilizava o espaço da incubadora para nascedouro. Atualmente todas são com nascedouros separados. A incubação por estágio múltiplo, onde a incubadora é carregada por partes, é a mais utilizada industrialmente, pois permite o emprego de incubadoras de grande porte e muita economia. O sistema de estágio único, onde cada incubadora é carregada de uma só vez, é o sistema mais antigo, porém o mais caro. Tem como vantagem a limpeza, que é total após cada ciclo de 19 dias. O sistema de estágio único deveria ser utilizado principalmente para ovos de alto risco e ovos que podem explodir durante o ciclo de incubação, tais como ovos sujos, colhidos em cama, ovos lavados, ovos de galinhas velhas e ovos mantidos por mais de 20 dias em câmeras frias, etc. é também utilizada em suas versões menores em granjas de seleção ou reprodução genética pela facilidade de separação de lotes menores. São máquinas recomendadas para organizações onde o controle sanitário é extremo e conduzido com aves livres de determinados agentes patogênicos. Uma incubadora de estágio único não deve ser vista como solução para granja que produza ovos com riscos graves de contaminação, seja bacteriana, virótica ou fúngica. Nesse caso, esse tipo de máquina poderá às vezes circunscrever um efeito sem, no entanto corrigir a causa. As incubadoras de estágio único consomem mais energia elétrica para incubar a mesma quantidade de ovos que uma incubadora de estágio múltiplo, pois elas não aproveitam o calor animal gerado pelos embriões, a partir do 13º dia de incubação, para aquecer os mais recentes. Uma carga única vai exigir, até aproximadamente o 12º dia, um acionamento freqüente das resistências e, a partir do 15º dia, um acionamento constante sistema de refrigeração e, se este for por água gelada, o consumo de energia também é alto.


3.2 Tipos de incubadora Incubadoras frontais: São máquinas operadas pela frente e abrindo-se a porta todos os ovos são acessíveis pela frente. Incubadoras de tambor: Todas as bandejas são colocadas em um tambor de viragem e acessíveis pelas portas dianteiras. Incubadoras túnel: É um sistema pelo qual o carregamento da incubadora é feito por carros completos de incubação que se movem ao longo da incubadora nos 18 dias de incubação, entrando pela frente da incubadora e saindo pela traseira. É um sistema com algumas vantagens quanto ao controle de limpeza sobre as incubadoras de corredor, sendo, porém críticas quanto à uniformidade dos ovos incubados e devendo trabalhar sempre completas. Incubadoras de corredor: É o sistema mais generalizado no mundo inteiro por suas vantagens em custo, simplicidade e desempenho. No sistema de corredor, todo o trabalho de carga e descarga é feito pelo corredor e todos os componentes de aquecimento, viragem, umidade e ventiladores estão montados em chassi interno sobre o corredor. 3.3 Modelos de incubadoras 1. Incubadora TIPO 1

Figura 2. Incubadoras Mg 62R/e – Mg 124e – Máquinas de médio e grande porte – tipo carros estágio múltiplo de incubação.


2. Incubadora TIPO 2

Figura 3. Incubadoras CMg 103R/e- CMg 109R/e – CMg R/e – Máquinas de grande porte – tipo corredos estágio múltiplo de incubação. 3. Incubadora TIPO 3

Figura 4. Incubadoras Ug – Máquinas de médio e pequeno porte – tipo – tipo carros estágio único de incubação. 4. Situação da incubação mundial A incubação moderna está migrando do conceito de estágio múltiplo para estágio único rapidamente em algumas partes do planeta e de maneira relativamente morosa em outras partes, como é o caso da América Latina.


Várias citações de pesquisa afirmam que o estágio único é a escolha mais natural para as linhagens atuais de alto rendimento e metabolismo (Boerjan, 2004). Com a incubação em estágio único algumas etapas da pré-incubação são automatizadas, diminuindo-se manejos nos incubatórios, como é o caso do pré-aquecimento dos ovos antes da incubação. Seguramente, a maior parte dos incubatórios brasileiros adotam modelos de incubação denominados estágio múltiplo e, pior do que isso, a idade média das máquinas utilizadas em nosso país ultrapassa 15 anos. Ou seja, incubamos embriões cuja evolução genética avançou 15 anos em máquinas cuja evolução eletrônica e de design (principalmente relacionados á ventilação e capacidade térmica para aquecimento e refrigeração) remontam ao século passado, algumas máquinas com design diferenciado já estão disponíveis no mercado, ver Figura 5. Vê-se que, por muito tempo, a avicultura brasileira perdeu oportunidades de melhorar ainda mais seus resultados zootécnicos através da compreensão e atendimento das necessidades fisiológicas do embrião moderno, condições oferecidas pelos atuais equipamentos de incubação em estágio único. Felizmente, tais equipamentos já estão disponíveis no Brasil e a oferta de fornecedores é relativamente ampla havendo alguns mais e outro menos coerentes com a fisiologia embrionária. Entretanto, os incubatórios brasileiros levarão anos, quem sabe décadas, para se adequarem completamente aos novos conceitos de incubação. Assim, o que devemos fazer é adequarmos ou, em alguns casos, adicionarmos novos

Figura 5. Visualização esquemática de uma sala de pré-aquecimento com os componentes básicos sugeridos.


manejos de incubação para maximizar a exposição do material genético (principalmente pintos de corte) trabalhado. E, nas operações que adotam o sistema de incubação estágio múltiplo um desses manejos é o aquecimento dos ovos momentos antes da incubação, prática denominada pré-aquecimento ou aclimatação. 4.1 Novo conceito em incubação: AIRSTREAMER - O conceito AirStreamerTM petersime O sistema AirStreamerTM está fixando novos padrões para a incubação em estágio único. Seu conceito e desempenho são verdadeiramente únicos. O conceito AirStreamerTM está baseado em duas idéias fundamentais: 1. Uniformidade na distribuição do ar em um ambiente totalmente

hermético. 2. Monitoramento on-line constante e manejo do comportamento dos

embriões (Incubação com Bio-RespostaTM). O conceito AirStreamerTM supera em tudo qualquer outro sistema de incubação. No sistema AirStreamerTM a eclosão é aumentada e, o mais importante, os pintinhos têm uma qualidade superior, o que significa: viabilidade, conversão alimentar e rendimento de carcaça em níveis jamais alcançados. A seguir as vantagens competitivas do sistema de incubação AirStreamerTM.

AirStreamerTM para incubação em estágio único com alta tecnologia: Máquinas para ovos de galinhas, perus e patos Capacidades entre 19.200 a 115.200 ovos de galinha. Projetado para operação em estágio único: o sistema AirStreamerTM trabalha especificamente a incubação em estágio único. Todos os parâmetros são controlados de forma independente. A distribuição do ar é consideravelmente melhorada. Nesse sistema é considerada a elevada produção de calor dos ovos das linhagens modernas. Incubação com Bio-RespostaTM: O sistema AirStreamerTM se apóia no princípio da Incubação com Bio-RespostaTM: um sistema baseado na constante interação entre o embrião e o ambiente da incubadora. Fatores diversos tais como genética, manejo das matrizes, idade do lote e dos ovos, tamanho dos ovos, porosidade da casca, etc., dão a cada lote de ovos características únicas. Apesar disto, os sistemas de incubação tradicionais somente programam e controlam os parâmetros intermediários de incubação tais como, índices de ventilação, temperatura e umidade do ar no interior da incubadora. A Incubação com Bio-RespostaTM se aprofunda muito mais no processo: pelo diagnóstico on-line da real temperatura do embrião, da


Figura 6. Mecanismo de funcionamento do sistema de BIO-RESPOSTA. produção de CO2, da perda de peso dos ovos, etc., o sistema constante e interativamente aperfeiçoa o ambiente de incubação para cada lote específico de ovos. Pesquisas científicas e extensivos testes de campo demonstraram que a eclosão e a qualidade do pintinho bem como o desempenho pós-nascimento são muito superiores graças ao controle ativo dos parâmetros de bio-resposta durante a incubação. As seguintes tecnologias de bioresposta estão disponíveis nas incubadoras AirStreamerTM: Sistema de Perda de Peso DinâmicoTM (DWLSTM), Controle de Dióxido CarbônicoTM (CO2NTROLTM) e OvoScanTM. Para favorecer o metabolismo no desenvolvimento de um pintinho saudável, oxigênio tem que ser fornecido e o gás carbônico têm que ser retirado do ovo na forma de dejetos. Conseqüentemente, a manutenção dos níveis corretos de CO2 durante todo o ciclo de incubação tem um efeito benéfico no desenvolvimento do sistema circulatório e no crescimento do embrião. Além de aumentar o desenvolvimento dos embriões nas incubadoras, a estimulação pelo controle preciso do CO2 nos nascedouros conduz a uma melhor eclosão, redução na janela de nascimento e a uma melhor qualidade do pintinho. Como elemento padrão de todas as incubadoras e nascedouros AirStreamerTM , o CO2NTROLTM através da medição on-line dos níveis de CO2 controla a ventilação das máquinas.


Figura 7. CO2NTROLTM responsável pela medição on-line dos níveis de CO2 controla a ventilação das máquinas. Para alcançar uma ótima eclosão e qualidade do pintinho de um dia, os ovos tem que perder certa quantidade de peso durante o processo de incubação. Para isto, água tem que ser transportada de dentro do ovo, através da casca, para o ambiente. Pelo controle do nível de umidade na incubadora, a taxa de perda de água (e, conseqüentemente, o peso) pode ser conduzida, levando em conta a condutância do vapor d’água através da casca do ovo, do lote específico de ovos dentro da máquina. O Sistema patenteado de Perda de Peso DinâmicoTM (DWLSTM) efetua a pesagem on-line dos ovos durante todo o período de incubação. Os níveis de umidade são automaticamente ajustados para alcançar o perfil adequado de perda de peso desde o carregamento até a transferência dos ovos. O DWLSTM é um elemento padrão em todas as incubadoras AirStreamerTM com controle FOCUSTM.

Figura 8. Dispositivo de Pesagem especialmente projetado para efetuar a pesagem de uma bandeja de incubação Petersime carregada de ovos.


Os pintinhos que são incubados em uma temperatura ótima têm um rendimento extraordinário. Com o sistema patenteado OvoScanTM, a temperatura da incubadora é continuamente ajustada em resposta à real temperatura da casca do ovo a fim de alcançar a temperatura desejada/ótima do embrião. Deste modo, se garante um controle preciso do desenvolvimento metabólico do embrião. Pela incorporação desta característica se reduz consideravelmente a mortalidade embrionária e se eleva ao máximo o índice de eclosão. Além disso, se produz um pintinho de um dia de qualidade superior, garantindo uma significativa melhora no desempenho pós-nascimento (viabilidade, ganho de peso). O OvoScanTM está disponível como um opcional para todas as incubadoras AirStreamerTM com controle FOCUSTM.

OvoScanTM

Figura 9. OvoScanTM posicionado em uma bandeja de incubação Petersime. Pesquisa intensiva e desenvolvimento dos equipamentos Petersime resultaram no revolucionário conceito de incubação AirStreamerTM. Uma característica fundamental do conceito AirStreamerTM é o sistema de circulação de ar, que oferece vantagens importantes aos usuários. Construção simétrica A viragem sincronizada assegura que a distribuição do ar no interior da incubadora permanece em equilíbrio o tempo todo, independentemente da entrada de ar fresco, posição da viragem ou estágio de desenvolvimento embrionário. A incubação em estágio único pode maximizar a eclodibilidade e a uniformidade dos pintos para cada tipo de ovo. É reconhecido que os fatores relacionados à incubação influenciam o desempenho de frango de corte (Decuypere et al., 2001), uma vez que esses fatores são mais controláveis em incubadoras de sistemas de estágio único.


Figura 10. Sistema de funcionamento de incubadoras de estágio único da AirStreamerTM. O tamanho dos incubatórios aumentou, e hoje a produção de mais de dois milhões de pintos por dia não é uma exceção e, também observamos uma transição gradual da incubação em estágios múltiplos para a incubação em estágio único. 5. Tecnologias utilizadas em incubadoras de estágio múltiplo 5.1 Utilização de redes neurais na incubação artificial A avicultura é um dos setores que mais investem em equipamentos, tecnologias, inovação, manejo e sanidade (CHIOCCHETTA et al., 2001). O uso da informática é um dos quesitos básicos para a troca de informações dentro das organizações. As Redes Neurais Artificiais (RNA’s) são um sistema que processam informações de maneira distribuída e paralela através de uma unidade processamento (neurônio) interconectada a outros neurônios que geram uma saída (CORRÊA et al, 2001). As RNA’s são conhecidas e utilizadas em diversas áreas, como na predição de índices financeiros, identificação de células cancerosas, entre outras aplicações. No


gerenciamento avícola ainda é uma novidade, embora Francisco et al (2000) tenha demonstrado a importância desta ferramenta para simular acontecimentos, por exemplo, simular diferentes quantidades de ração administradas as aves e obter predições a respeito de cada quantidade diferente. Vem sendo estudada a utilização das redes neurais artificiais (RNAs) como instrumento de monitoramento do processo de incubação de ovos, especificamente na estimação de parâmetros de temperatura e concentração molar de dióxido de carbono (CO2) em incubadoras. As redes foram utilizadas para relacionar a influência dessas variáveis no desempenho da incubação. A aplicação da Inteligência Artificial foi proposta e comparada com o método matemático de mínimos quadrados na previsão da eclodibilidade dos ovos no processo de incubação artificial. As redes neurais artificiais (RNAs) tem sua origem na inteligência artificial. São formadas por elementos de processamento, análogos aos neurônios biológicos, chamados neurônios artificiais. Estes neurônios são dispostos em camadas altamente interconectadas e processam sinais de entrada para gerar uma saída. As camadas da rede podem ser categorizadas como camada de entrada, onde informações disponíveis são apresentadas a rede, e camadas intermediarias ou ocultas, onde os neurônios interagem entre si, e a camada de saída, a qual contem a resposta a uma determinada entrada. Redes neurais artificiais é uma técnica genérica para mapear e relacionar dados de entrada e saída de um sistema, sem saber detalhes (YANG et al., 2003). A esta definição genérica pode-se acrescentar que são meios de computação paralelos onde as informações não ficam armazenadas em um ponto especifico e sim distribuídas por toda a rede, em suas unidades de processamento e suas conexões (BRASIL, 1999). Recentemente, o uso de redes neurais para capturar a dinâmica não-linear tem sido extensivamente pesquisada (MORRIS et al., 1994, TED SU & Mc AVOY, 1997). O principal objetivo na modelagem através da rede neural é predizer acuradamente o comportamento dinâmico ou estacionário de forma a monitorar e melhorar a performance do processo (SRIDHAR et al., 1996). Porém, a grande dificuldade da utilização de uma RNA é a necessidade de um conjunto relativamente grande de dados de entrada/saída do processo para seu treinamento, o que nem sempre está disponível ou possível de obtenção. As redes neurais mais utilizadas na área de modelagem e controle de processos são do tipo feedforward – compostas de uma camada de entrada, saída e uma ou mais camadas intermediarias. O número de neurônios artificiais para a camada de entrada é diretamente proporcional ao numero de variáveis de entrada do processo que se deseja identificar, do mesmo modo acontece com os neurônios da camada de saída. A quantidade de camadas


intermediárias e o número respectivo de neurônios artificiais devem ser estimados por tentativa e erro, de acordo com o maior índice de correlação na validação da rede neural. A base do funcionamento do equipamento é um controlador microprocessado, que possui um programa para manter os ovos dentro de uma condição de conforto. Controla a temperatura e umidade em torno dos ovos para um bom desenvolvimento embrionário. A condição de conforto é delimitada por valores em torno do ponto de controle da temperatura de bulbo seco e de bulbo úmido, com operação normal para o intervalo de controle de 0,2ºF (± 0,1ºF).

Figura 11. Fluxograma do processo de incubação artificial.

Figura 12. Mapeamento por coluna e linha do carro.


Figura 13. Posicionamento dos carros amostra e irmãos no interior da incubadora no período de zero a 6 dias de incubação.

Figura 14. Posicionamento dos carros amostra e irmãos no interior da incubadora no período de 6 a 12 dias de incubação.

Figura 15. Posicionamento dos carros amostra e irmãos no interior da incubadora no período de 12 a 18 dias de incubação.


Figura 16. Identificação das torres no interior da câmara de eclosão no período de 18 a 21 dias de incubação. Para o treinamento da rede neural utilizaram-se exemplos de temperatura e umidade relativa coletados com o registrador de dados eletrônico (Fieldlogger) conjugado aos sensores durante todo o processo de incubação artificial. Desta forma, a rede neural foi treinada com um conjunto de dados de entrada (condições operacionais) e saída. A arquitetura do sistema neural utilizada é constituída de uma rede neural do tipo feedforward com algoritmo de treinamento denominado retropropagação (bacpropagation) com três camadas, composta de 3 neurônios de entrada (tempo, temperatura e umidade relativa de incubação), 10 neurônios na camada intermediária e um de saída (temperatura da bandeja com ovos). O treinamento foi realizado com taxa de momento e de aprendizagem adaptativa. As Figuras 17 e 18 apresentam a arquitetura neural do sistema para a predição da temperatura entre as bandejas com ovos: O modelo proposto, uma RNA com algoritmo de aprendizado do tipo backpropagation apresentou um ótimo desempenho. Nos testes realizados pôde -se observar com precisão a previsão do perfil de temperatura entre as bandejas ao longo do período de incubação (R2 = 0,9834), indicando que a metodologia proposta pode ser utilizada em um sistema supervisório.Outra variável estimada foi a concentração molar interna de dióxido de carbono (CO2) na incubadora, pois em altas concentrações, este gás provoca a morte do embrião e não obstante diminui os níveis de oxigênio (O 2). Um conjunto de exemplos foi apresentado à rede, a qual extraiu automaticamente as características necessárias para representar as informações fornecidas, podendo explicar 97,88% destas variações. A aplicação e o sucesso das RNAs em problemas de predição não é novidade no meio científico.


Figura 17. Arquitetura neural do sistema para a predição da concentração molar de CO2 no interior da incubadora.

Figura 18. Arquitetura neural do sistema para a predição da eclodibilidade dos ovos. Pesquisadores das mais diversas áreas aplicando RNAs obtêm bons resultados em problemas cujo objetivo é abstrair padrões de dados passados e extrapolar para o futuro. Outra facilidade das RNAs é que estas são, em essência, modelos não paramétricos, ou seja, modelos que não especificam condições sobre os parâmetros da população da qual se extraiu a amostra.


5.2 Utilizações de dispositivos de controle Os reflexos da temperatura de incubação baixa ocasionam retardo no desenvolvimento embrionário e diminuição do ritmo de batimento cardíaco, com atraso de nascimento, má formação do animal e umbigo não cicatrizado. Temperaturas altas promovem aceleração no desenvolvimento do embrião com má posição embrionária, umbigo mal cicatrizado, pouca penugem, bicagem e nascimentos adiantados (GUSTIN, 2003). A temperatura ideal para obtenção de bom desempenho zootécnico está em torno de 37,8°C e que a variação desta não deve ser superior a ± 0,3°C, uma vez que variações desta amplitude provocam impacto muito grande na incubação, dilatando o período de nascimento. Um experimento foi realizado durante um lote de produção da linhagem Hybro-PG em incubatório comercial de frangos de corte, localizado no município de Amparo, no Estado de São Paulo. Os dados de variáveis são coletados no interior de incubadora múltiplo estágio de incubação, tipo corredor através de data loggers HOBO® H8 RH/Temp/2 alocados no centro geométrico de cada um dos quadrantes delimitados no interior da máquina (Figura 19). Após a coleta de dados, estes são analisados através do Software Surfer®

– Surface Mapping System – Versão 6.01, para obtenção dos mapas de contorno e verificação da homogeneidade do equipamento quanto às variáveis analisadas. Exemplo de dados coletados em uma incubadora de estágio múltiplo estão apresentados na Tabela 1, e demonstrados nas Figuras 20 e 21, respectivamente.

Figura 19. Esquema de posicionamento de data loggers no interior da incubadora de frangos de corte.


Tabela 1. Amostra de dados coletados no interior da incubadora de múltiplo.

Figura 20. Exemplo de Mapa de contorno da temperatura no interior da incubadora.

Figura 21. Exemplo de Mapa de contorno da umidade relativa no interior da incubadora.


Através desse mecanismo de controle pode-se obter o um maior rendimento uma vez que o controle torna-se preciso em toda a incubadora. 6. Conclusões É fundamental como em todo processo industrial, uma análise do custo / benefício da opção a ser adotada em todo o processo produtivo para validar a performance dos equipamentos na realidade de cada empresa a qualidade da mão de obra e manejo são fundamentais para obtenção de resultados satisfatórios um programa de manutenção preventiva e corretiva pode fazer a diferença para cumprimento das metas. Deve-se adotar o uso de tecnologias a fim de maximizar o desempenho do incubatório. 7. Referências Bibliogáficas 1. Boerjan, M. Single Stage is the most natural choice. Pas Reform Academy,

2004. 2. Boerjan, M. Incubação em estágio único para melhorar a uniformidade. In:

Conferência APINCO 2006 de ciência e tecnologia avícolas- ANAIS, pg. 325-333, 2006.

3. CHIOCCHETTA, O; FILHO, J.I. AVICULTURA DE CORTE: VIABILIDADE TÉCNICA E ECONÔMICA NOS DIFERENTES SISTEMAS DE PRODUÇÃO. IN: SOBER – SOCIEDADE BRASILEIRA DE ECONOMIA RURAL. ANAIS..., 2001.

4. CORRÊA, W.; JACINTO, P.; SILVA,A. Descrição e previsões de series de preços e índices de produção agrícola no Brasil: uma abordagem através dos modelos estruturais de séries de tempo e redes neurais artificiais. In: SOBER – SOCIEDADE BRASILEIRA DE ECONOMIA RURAL. Anais...,2001.

5. FRANCISCO, D.; GUAHYBA, A.; SALLE,C.T.; Utilização de Redes Neurais Artificiais na Avaliação de Dados Sorológicos de Reprodutoras Pesadas para DNC, BI e IBD em uma Empresa Avícola e a sua Relação com os Parâmetros de Produção. In: XII Salão de Iniciação Cientifica e IX Feira de Iniciação Cientifica. Anais..., Porto Alegre, 2000.

CHAPTER 5

Manejo de ovos férteis: Cuidados da coleta até o nascimento

Introdução A avicultura moderna é caracterizada pela obtenção de máximo desempenho e rendimento da ave, sendo fundamental o processo de incubação artificial. O processo de incubação artificial tem por objetivo produzir pintainhos com qualidade e que esta produção possibilite atender a demanda do mercado consumidor. A responsabilidade de produzir pintainhos de qualidade estende-se muito além dos limites do incubatório, uma vez que os resultados obtidos pelo processo de incubação artificial são grandemente influenciados pelo tipo de matéria-prima, em questão o ovo incubável. Desta maneira, a granja de matrizes divide com o incubatório a responsabilidade de produção de pintainhos de qualidade, uma vez que a qualidade do pintainho está diretamente relacionada com a qualidade do ovo que será incubado. Os ovos produzidos por um lote de reprodutoras têm um custo agregado no momento da postura e é, portanto, simples economia assegurar que sejam da melhor qualidade e que os manejos com os ovos ao longo de todo o processo mantenham essa qualidade inalterada. Um ovo de qualidade apresenta como características: • Provenientes de aves saudáveis; • Ser livre de microorganismos; • Boa espessura de casca; • Forma ovoidal com câmara de ar íntegra; • Ser fértil; • Não apresentar deformidades; • Não apresentar trincas. A sequência dos manejos com os ovos é de fundamental importância, determinando a qualidade dos pintainhos. Coletas, fumigações, armazenamento na granja, transporte para o incubatório, recebimento/fumigação na chegada


no incubatório, classificação e estocagem também determinam a manutenção da qualidade dos ovos a serem incubados. É preciso ter em mente que o ambiente onde o ovo é produzido exerce grande influência sobre sua qualidade. Neste contexto, é preciso que a granja possua condições adequadas de biosseguridade que evitem possíveis contaminações dos ovos. Adicionalmente, de nada adianta um ótimo manejo dos ovos na granja se esses cuidados não forem estendidos até o incubatório. A busca pela qualidade dos pintainhos produzidos deve ser entendida como um esforço conjunto, em que o não cumprimento de boas práticas de manejo dos ovos incubáveis implica em prejuízos que não atendem aos objetivos da atividade. Manejo dos ovos na granja Coleta de ovos Deve-se realizar a coleta e conjuntamente, uma pré-seleção desses ovos. No mínimo cinco coletas por dia (três pela manhã e duas pela tarde) devem ser realizadas. Atualmente, recomendações de sete a dez coletas diárias têm sido mais preconizadas por acreditar-se que quanto maior o número de coletas, melhor será a qualidade do ovo incubável. Os objetivos com esta prática são: reduzir o número de ovos trincados e quebrados; reduzir o número de ovos postos na cama e, portanto, reduzir a contaminação; reduzir o tempo de permanência dos ovos em ambiente contaminado. É necessário descartar os ovos que apresentem pouca chance de eclosão ou que impliquem na produção de pintainhos de baixa qualidade. Ovos muito grandes ou muito pequenos dificultam a incubação, ovos deformados, casca trincada, casca suja (sangue, fezes de galinha, fezes de mosca), casca anormal, alteração da coloração normal da casca, entre outros fatores podem implicar no descarte desses ovos para a incubação. A maior concentração de postura é no período da manhã. Desta maneira, as coletas de ovos devem ser concentradas no período das 6 às 12 horas, no mínimo 4 vezes por período. No período entre 13 a 17 horas, as coletas de ovos devem ser no mínimo 3 vezes por período. Ovos sujos normalmente são provenientes de cama, porém podem ser de ninho quando as fêmeas dormirem nos ninhos ou quando o intervalo entre coletas é muito grande. Ovos sujos geralmente têm taxas de nascimento 10% a 15% menores que as obtidas com ovos limpos. O ideal é não incubar ovos sujos. Os funcionários devem desinfetar as mãos antes de colher os ovos, principalmente se os ovos de cama forem recolhidos inicialmente.

Manejo de ovos férteis: Cuidados da coleta até o nascimento 91

Distribuição da postura durante o dia – lote de 5000 fêmeas com 82% de produção ave/dia, total de 4100 ovos/dia.

6 às 8 horas 35% 1.435 ovos

8 às 10 horas 25% 1.025 ovos

10 às 12 horas 20% 820 ovos



Fonte: FACTA (1994) Os ovos postos sobre a cama são contaminados e exigem cuidados especiais na coleta e higiene. Os ovos de cama devem ser coletados antes e separados dos ovos de ninho, sendo destinados à comercialização para panificadoras ou indústrias de alimento em geral. Porém, quando houver necessidade os ovos de cama podem ser destinados à incubação. Nesse caso, os ovos devem ser higienizados imediatamente após a coleta mas nunca devem ser limpos com palha de aço para evitar ranhuras e não facilitar a penetração de bactérias e fungos para o interior do ovo. Quando destinados a incubação, os ovos de cama devem ser incubados em máquinas de estágio único devido ao maior controle sanitário. A coleta, o armazenamento e a incubação dos ovos de cama devem ser sempre separados dos ovos de ninho, pois têm menor eclodibilidade e explodem mais nas incubadoras que os ovos de ninhos devido a maior contaminação verificada naqueles ovos . A higienização dos ovos deve ser feita imediatamente após a colheita, e devem ser limpos a seco pois a prática de lavar ovos sujos e de cama aumenta a contaminação. Os ovos sujos podem contaminar os demais e, por isso representam um risco para o incubatório, além de conferirem uma queda expressiva na eclosão.

Eclosão dos ovos postos sobre a cama.

Estocagem Eclosão Eclosão Padrão 1 – 4 dias 60% 78% 5 – 8 dias 54% 73% 6 – 13 dias 42% 69%

Fonte: FACTA (1994)


Recomenda-se que os ovos durante a colheita sejam acondicionados em bandejas de plástico desinfetadas, pois são laváveis, de fácil desinfecção e possibilitam melhor circulação de gás durante a fumigação. Desinfecção dos ovos A superfície do s ovos em nenhum momento pode ser considerada um ambiente estéril. Apesar de ser produzido por reprodutora saudável, o ovo pode ser contaminado por fezes, material de ninho, mãos do tratador, água, bandejas, cama, piso e poeira. Ao passar pela cloaca, o ovo já sofre uma contaminação e quando em contato com o ninho e com o ambiente do galpão tem aumentada essa contaminação. Apesar das barreiras naturais do ovo, muitas bactérias passam para o seu interior devido ao diferencial de temperatura no resfriamento pós-postura. Neste contexto, é muito importante reduzir esta carga microbiana, pois quanto menor for a contaminação, menor será a possibilidade de o embrião morrer devido à contaminação. Número médio de bactérias na casca de ovos classificados como limpos, ligeiramente sujos e sujos.

Número de bactérias Condição da casca

Baixo Médio Alto Limpa 250 3200 5720

Ligeiramente suja 12000 26900 54000 Suja 120000 410000 1165000

Fonte: Gentry & Quarlei, 1972 A contaminação inicial do ovo apresenta apenas algumas colônias de microorganismos, os quais multiplicam-se dez vezes em apenas 60 minutos (North, 1984). Efeito do tempo decorrido após a postura sobre o número de bactérias da casca.

Idade dos ovos Número de bactérias na casca

Antes da postura 300 – 500

Após 15 minutos 1500 – 3000

Após 1 hora 20000 – 30000

Fonte: North, 1978


Ovos com boa qualidade de casca, com peso específico adequado podem ter penetração de bactérias em apenas 30 minutos. Mesmo os ovos que são livres de organismos patogênicos, podem ser contaminados com microorganismos que não são patogênicos mas que se desenvolvem durante o processo de incubação, produzindo gases que podem ocasionar o estouro dos ovos na máquina de incubação e a contaminação dos demais ovos. Desta maneira, recomenda-se que a primeira higienização seja realizada no momento da coleta, no máximo 30 minutos após a postura, tentando assim evitar que os microorganismos atravessem a casca e contaminem a clara e a gema. Ainda assim, ovos bem higienizados podem se recontaminar durante um curto armazenamento ou durante o transporte em apenas uma hora de viagem. Vários são os métodos disponíveis para a higienização do ovo, sendo que todos são eficazes quando adequadamente aplicados. Os mais utilizados são: • Higienização seca: fumigação • Higienização úmida: imersão, lavagem em água corrente, diferencial de

pressão e pulverização; • Higienização pelo calor. Após a coleta, recomenda-se que os ovos sejam submetidos a fumigação tríplice e pulverização úmida. Armazenamento do ovo na granja e transporte Após a coleta, é muito importante tentar preservar a qualidade dos ovos. O tempo de permanência dos ovos nos galpões de produção deve ser o menor possível, uma vez que maiores tempos de permanência representam maiores níveis de contaminação desses ovos. Os ovos devem ser transportados para o incubatório uma vez por dia. Quando necessário pode haver uma sala de armazenamento de ovos na granja produtora, porém o tempo de permanência desses ovos não deve ser superior a um dia. Para tanto, o ambiente onde os ovos são armazenados na granja deve ser limpo e desinfetado semanalmente, e dotado de termômetros, termostatos, higrômetros e termômetro de bulbo úmido. Outro cuidado a ser tomado com os ovos é quanto a altura de empilhamento das bandejas, não sendo recomendado pilhas com mais de oito bandejas uma vez que se verifica um aumento de ovos trincados nesses casos. A sala de armazenamento de ovos não deve conter outros produtos, principalmente produtos que apresentem fortes odores.


O transporte de ovos para o incubatório deve ser feito nos horários mais frescos do dia. Para o transporte dos ovos da granja para o incubatório, deve-se utilizar um furgão de transporte dos ovos o qual precisa ser diariamente higienizado e fumigado pelo menos duas vezes por semana, assim como as caixas e bandejas nas quais os ovos serão transportados também devem sempre ser mantidas limpas. No caso de ovos que serão transportados por longas distâncias, deve-se utilizar um furgão climatizado com temperatura entre 20o a 22oC e umidade entre 70% e 75%, com condições igualmente adequadas de higienização e desinfecção. Cuidados especiais com o transporte devem ser tomados para evitar perdas devido a quebra dos ovos transportados. Para tanto, é preciso instruir o motorista sobre os cuidados com a carga a ser transportada e os devidos cuidados com o veículo de transporte, que garantam seu adequado funcionamento. Uma segunda pulverização pode ser feita antes do envio dos ovos para o incubatório, no momento da seleção na granja. A terceira desinfecção deve ser feita com a chegada dos ovos no incubatório. Uma quarta desinfecção dos ovos pode ser feita quando são retirados da câmara fria (estocagem) e enviados para a sala de pré-aquecimento (fumigação ou pulverização). Manejo dos ovos no incubatório Sala de ovos As principais atividades desenvolvidas na sala de ovos estão relacionadas com o recebimento, classificação e armazenamento até o momento de incubação dos ovos. • Recebimento dos ovos O período ideal para o recebimento dos ovos é aquele em que os funcionários possam executar adequadamente os procedimentos de fumigação, objetivando minimizar problemas como morte embrionária causada por temperatura, concentração de fumigantes ou tempo de exposição inadequados. A terceira desinfecção é feita logo após a chegada dos ovos no incubatório. Essa desinfecção pode ser por fumigação (simples, dupla ou triplíce) ou pulverização.


No caso em que os ovos serão armazenados no incubatório, é preciso ter atenção redobrada com o procedimento de fumigação, pois a ocorrência de condensações na casca implicará em aumento da ação do agente higienizante nos pontos onde ocorreu a condensação, ocasionando um aumento na mortalidade embrionária. Para que a fumigação realizada no incubatório seja eficiente é preciso que três fatores fundamentais sejam obtidos simultâneamente: a temperatura seja mantida ao redor de 25o a 30oC, a umidade relativa entre 55% e 70%, e o tempo de exposição ao agente fumigante entre 10 e 20 minutos. A concentração do formol não deve ser superior à concentração na dose tríplice, e só deve ser administrada nos casos de ovos que não foram fumigados nas granjas. No caso de ovos previamente fumigados, a fumigação simples mostra-se eficiente. Agentes fumigantes e dosagens por m3 utilizadas nos diferentes tipos de fumigação

Fumigação Formol líquido Permanganato de K Paraformaldeído

Simples 14 mL 7g 2g

Dupla 28 mL 14g 4g

Tríplice 42 mL 21g 6g

Fonte: Muraroli & Mendes (1994) Após a fumigação, os ovos deverão ser condicionados na sala de ovos, onde serão separados por lote de matrizes e data de produção. Em seguida, os ovos serão submetidos a classificação • Classificação dos ovos Objetiva-se com esta prática selecionar os ovos que sejam mais adequados para serem incubados, buscando com isso manter a uniformidade dos lotes, garantindo maior eficiência do manejo e qualidade do produto final. A classificação dos ovos varia de acordo com os interesses da empresa, como número de pintainhos a serem fornecidos por dia, número de granjas a serem atendidas, entre outros fatores. Porém, os critérios básicos para proceder a classificação dos ovos são: faixa de peso dos ovos, qualidade da casca, limpeza, idade das matrizes e armazenamento. A qualidade dos ovos para incubação refere-se à condição externa da casca (limpeza, integridade e forma), o peso do ovo, a idade do lote e as suas condições internas (câmara de ar, mancha de sangue, etc).


Padrão de aproveitamento médio de ovos de lotes de matrizes com 26 a 65 semanas de idade.

Total de ovos incubáveis 94,5%

Total de ovos trincados 1,5%

Total de ovos inutilizados 0,5%

Total Extra + Grande + Pequeno 2,5%

Total Tortos + Casca Fina + Enrugados 0,5%

Total Sujos + Dormidos 0,5%

Fonte: Patrício (1994)

a. Faixa de peso de ovo O peso dos ovos influencia a percentagem de eclosão. A definição das faixas de peso é muito importante durante a classificação dos ovos, uma vez que ovos de diferentes tamanhos não se encaixam corretamente em uma mesma bandeja de incubação. Somado a isto, ovos de diferentes tamanhos e pesos originam pintainhos de pesos diferentes, implicando em desuniformidade do lote. As faixas de peso são determinadas pelo incubatório ou de acordo com condições de vendas.

Mercado de atuação Tipo 1 Tipo 2 Tipo 3

Vendas 50 a 56g 57 a 66g 67g acima

Integração 48 a 54g 55 a 62g 63g acima

Fonte: Muraroli & Mendes (1994) Ovos extremamente grandes ou pequenos não devem ser incubados. Ovos muito grandes são geralmente de duas gemas e aparecem em maior quantidade durante o período inicial de postura, assim como os muito pequenos. Com relação ao peso do ovo, é preciso considerar três fatores:


• Existe uma correlação positiva entre o peso do ovo e o peso do pinto ao nascer. O peso ideal do ovo para incubar é de aproximadamente 60 g, sendo que 65 a 70% será o peso do pinto. Geralmente admite-se como mínimo o peso de 50 g e não se limita o máximo, com exceção aos ovos de 2 gemas.

• Ovos pequenos têm um período de incubação menor que os grandes, portanto devem ser incubados separados daqueles. O ideal é incubar por faixa de peso: 52 a 60 g; 60 a 70 g; e 70 g para cima.

• A percentagem de perda de umidade de ovos pequenos é maior que de ovos grandes. Por isso, os ovos pequenos têm que ser incubados com uma umidade maior que os ovos grandes.

Efeito do peso dos ovos sobre a percentagem de eclosão.

Peso de ovos (g) e % de eclosão

48 50 52 54 55 � ovo � 71 72 74 76 78 80 82

-4,o -2,0 -1,0 -0,5 100% -0,5 -1,0 -2,o -3,0 -4,0 -6,0

Fonte: Muraroli & Mendes (1994) b. Idade das ves O peso do ovo varia com a idade da reprodutora e a linhagem. Ovos de mesmo peso produzidos por aves mais velhas apresentam maior eclodibilidade e melhor qualidade do pintainho. A incubação de ovos provenientes de matrizes de diferentes idades em máquinas distintas é uma importante ferramenta que possibilita o controle da temperatura e umidade das máquinas, assim como os horários de carregamento, possibilitando a melhoria da qualidade dos pintainhos ao nascimento. A seleção dos ovos pode ser feita na granja ou no incubatório (sala de ovos). A classificação requer o acompanhamento de um funcionário especialmente treinado, tanto na máquina quanto na classificação manual. Este processo deve ser realizado uma única vez, porque cada vez que são manuseados mais ovos serão trincados. As trincas podem variar de 0,5 a 2,0%, dependendo da habilidade da equipe selecionadora ou da regulagem da máquina classificadora.


c. Integridade e forma da casca Ovos trincados, com casca deformada, super-calcificados, casca mole, casca enrugada, achatados nos pólos, não devem ser incubados. Todos esses fatores prejudicam a eclodibilidade.

Tipo Fertilidade % Eclosão

S/Ovos Férteis S/Ovos Incub.

Normais 82,3 87,2 71,7

Trincados 74,6 53,2 39,7

Deformados 69,1 48,9 33,8

Casca Ruim 72,5 47,3 34,3

Sem Câmara de Ar 72,3 32,4 23,4

Câmara de Ar Desclocada 91,1 68,1 53,2

Mancha de Sangue 78,7 71,5 56,3

Fonte: North (1978)

• Armazenamento dos ovos O armazenamento dos ovos férteis é uma prática muitas vezes necessárias na incubação comercial. Na maioria das vezes, o objetivo é evitar a mistura de ovos de diferentes lotes e idades. Porém, esta prática pode implicar em alterações na eclodibilidade dos ovos, necessitando de atenção aos fatores relacionados com a prática, como temperatura e umidade da sala de armazenamento, além do tempo de armazenamento. • Temperatura Os ovos devem ser armazenados em temperaturas abaixo do “zero fisiológico” (23,9oC) para evitar o desenvolvimento do embrião fora da incubadora. Normalmente, é utilizada a temperatura entre 18 e 21oC consideradas ideais para o armazenamento dos ovos. O resfriamento dos ovos deve ser lento, sendo realizado num período entre 6 a 8 horas. • Umidade A umidade relativa deve ser mantida entre 70% e 85%, para evitar a desidratação do embrião e a condensação de gotículas de condensação na superfície dos ovos.


• Tempo O tempo máximo de armazenamento é de 4 dias, principalmente para o armazenamento de ovos provenientes de matrizes com mais de 48 semanas de idade. Ovos de matrizes com menos de 48 semanas de idade possibilitam um tempo de armazenamento de até 7 dias sem prejuízos na eclosão. A partir daí a eclodibilidade cai na proporção de um ponto percentual por dia a mais de armazenamento. Os ovos postos pela manhã devem ser armazenados à tarde e, os postos à tarde devem ser armazenados à noite.

Condições ideais de armazenamento de ovos férteis

Condições Período de armazenamento

Até 4 dias 4 a 8 dias 8 a 14 dias > 14 dias

Temperatura (oC) 19 a 22 16 a 19 14 a 16 13 a 14

Umidade (%) 70 80 85 85

Viragem Não Sim Sim Sim

Ponta fina p/cima Não Não Sim Sim

Cobertura Não Sim Sim Sim

Empacotamento Não Não Sim Sim

Fonte: Decuypere & Michels, 1992

• Preparação da carga de ovos Após as etapas de classificação e armazenamento dos ovos, realiza-se a preparação da carga de ovos para incubação. Esta preparação deve considerar a data de produção e o tempo de armazenamento dos ovos, assim como idade das matrizes e as linhagens, pois são fatores que também afetam a eclosão uma vez que necessitam de condições diferentes de incubação (temperatura, umidade e horas de incubação). Recomenda-se incubar ovos de diferentes lotes em máquinas diferentes e, quando possível, em dias diferentes. • Datas de produção Incubar sempre os ovos com as datas de produção mais velhas. Para não haver erros é preciso identificar todas as bandejas de ovos classificados com a data de postura, e essa identificação deve ser feita ainda na granja.


• Idade das matrizes Manter sequência das idades dos lotes, incubando sempre que possível os ovos de um mesmo lote nas mesmas incubadoras, facilitando dessa forma possíveis regulagens de temperatura e umidade de acordo com os lotes. O número de pintainhos que será fornecido para um determinado cliente e o horário de saída desses pintainhos são importantes fatores a serem considerados na preparação da carga de ovos para incubação. • Pré-aquecimento dos ovos Os ovos devem ser acondicionados em bandejas especiais para serem colocadas nas máquinas incubadoras. Se o aquecimento for feito na incubadora, uma carga de ovos armazenados a 18oC determina uma queda de temperatura da máquina, podendo levar a um atraso da eclosão. Para evitar o problema, deve-se aquecer os ovos lentamente por 8 a 12 horas na sala de pré-aquecimento. O pré-aquecimento pode ser uma boa prática para ovos estocados em temperaturas abaixo de 20oC mas, precisa ser feita com condições de temperatura, umidade e ventiliação adequadas para evitar a consensação dos ovos e provocar mortalidades embrionárias e contaminações dos ovos acima dos padrões desejados. Muitos incubatórios fazem o pré-aquecimento na frente das incubadoras e os resultados são aceitáveis quando a sala tem uma boa circulação de ar e a temperatura da sala se mantém entre 24o e 28oC com umidade relativa em torno de 60%. O tempo ideal de pré-aquecimento é de aproximadamente 8 horas e a temperatura a ser atingida deve ser a metade da diferença entre a temperatura da sala de armazenamento (câmara fria) e a temperatura de incubação somada à temepratura da sala de armazenamento, porém a temperatura interna dos ovos no momento da incubação deve encontrar-se no intervalo entre 26o a 28oC. Sala de incubação Os ovos permanecem nessa sala por aproximadamente 19 dias. O período de incubação é dividido em duas fases distintas: fase de incubação que corresponde as primeiras 450 horas, sujeita a variações; e fase de nascimento, correspondente as últimas 54 horas, também podendo variar.


• Incubação dos ovos Os ovos são transferidos para a sala de incubadoras após a preparação da carga e o pré-aquecimento. O tempo previsto para o nascimento dos pintainhos, que consiste no período de incubação mais o tempo nos nascedouros varia de 496 a 510 horas, sendo esta variação devido a época do ano, estoque dos ovos, sistema de ventilação, isolamento térmico das salas e máquinas incubadoras e nascedouros, regulagem da entrada e saída de ar das incubadoras. No transporte dos ovos para o interior das incubadoras deve-se evitar choques mecânicos com estruturas do incubatório, objetivando assim garantir a integridade física dos ovos a serem incubados. O horário ideal de incubação deve ser determinado em função da idade da matriz, tempo de estocagem dos ovos, horário previsto para o início dos trabalhos e retirada dos pintainhos. Outra variável a ser considerada é a época do ano, pois as diferenças entre temperaturas de verão e inverno associadas ao inadequado manejo da temperatura no incubatório podem ocasionar quedas na percentagem de eclosão e na qualidade dos pintainhos. O horário de retirada dos pintainhos é fator importante para a definição da hora correta de incubação pois, pode haver pintainhos prontos para a retirada antes do previsto implicando em possíveis desidratações desses pintainhos ou, em situação contrária, os pintainhos atrasarem, pode haver pintos com umbigo mal cicratizado e consequentemente contaminação, como também pode acontecer um aumento no número de ovos bicados e não nascidos. A temperatura ideal da sala de incubação é de 24oC, podendo variar 3o para mais ou para menos. Temperaturas fora da faixa aceitável podem implicar em atrasos ou adiantamentos nos nascimentos, uma vez que a temperatura da sala de incubação influencia na temperatura das incubadoras, que deve ser de 37,3oC a 37,5oC. Recomenda-se 60% a umidade relativa do ar no interior das incubadoras como sendo a umidade ideal, cuidando para que a umidade relativa não fique inferior a 50% nas incubadoras, o que implicaria em aumento no tempo de incubação e atraso no nascimento. A renovação do ar das salas de incubação devem suprir as necessidades de renovação de ar das incubadoras e do ambiente. A renovação de ar na incubadora deve ser calculada baseada na composição do ar seco e nas trocas gasosas do embrião durante a incubação.


• Efeitos dos níveis de oxigênio e CO2 O dióxido de carbono é um produto do “metabolismo da incubação”, e a tolerância do embrião é de 0,25% a 0,5% no interior da incubadora. Concentrações superiores a 2% reduzem drasticamente a eclodibilidade. A falta de oxigenação adequada pode determinar mortalidade embrionária entre 13 e 14 dias e 19 e 21 dias. Entre 19 e 21 dias observa-se que o estímulo para bicar a casca se dá por falta de O2 e excesso de CO2 na câmara de ar dos ovos. Ambiente com excesso de CO2 pode determinar a morte do embrião nessa fase. • Posição dos ovos na incubadora O ovo deve ser colocado na bandeja com a ponta fina voltada para baixo, ou seja, com a câmara de ar voltada para cima. Caso contrário, o pintainho se desenvolverá com a cabeça virada para a ponta fina que não tem câmara de ar. Nesse caso, a mortalidade pode ser superior a 10% e a refugagem superior a 40%. • Viragem dos ovos O sistema de viragem dos ovos é fundamental durante o processo de incubação, sendo que o ângulo de viragem ideal é de 90o que é dividido e realizado a cada uma hora. O objetivo dessa prática é impedir a aderência do embrião na membrana da casca. A galinha vira os ovos várias vezes ao dia (1 vez a cada 15 minutos). Na incubadora a viragem é realizada até o 18o dia em um ângulo de 45o a cada hora. Não deve ser um movimento circular porque a mambrana cório-alantóide se rompe e o embrião morre. • Transferência dos ovos para a câmara de eclosão A transferência deve ser realizada entre 444 a 448 horas de incubação, ou seja, 18,5 dias após terem sido colocados nas incubadoras. A transferência deve ser rápida para evitar queda de temperatura dos ovos. Cada bandeja de incubação deve ser convertida em uma bandeja de eclosão. No momento da transferência devem ser evitadas as correntes de ar, procedendo o desligamento dos ventiladores da sala de incubação durante a transferência. • Desinfecção Os ovos que tenham 24 a 96 horas de incubação não deverão ser submetidos a fumigações pois tal prática pode determinar mortalidade


embrionária. Entretanto, pode ser feita uma fumigação simples na carga da incubadora e na transferência dos ovos. Além disso, recomenda-se o processo contínuo de desinfecção na câmara de eclosão (nascedouros), utilizando-se “travesseiros” embebidos em formol ou bandejas com solução de formol colocadas no nascedouro antes da retirada dos pintainhos. Objetiva-se com esta prática a redução de possível contaminação dos pintainhos no nascedouro, e a cicatrização dos seus umbigos, sendo que este procedimento implica ainda na pré-queima da penugem que apresentará então cor amarelada. Conclusão O manejo e os cuidados com os ovos incubáveis têm início na granja das matrizes reprodutoras, sendo que o término dessas práticas de manejo só ocorrerá no incubatório, com o nascimento dos pintainhos. O entendimento e visualização da importância de cada etapa, assim como a associação entre os cuidados de responsabilidade da granja com os cuidados de responsabilidade do incubatório, são as únicas garantias de que a busca por produtividade e melhorias da eficiência podem ser alcançadas.

CHAPTER 6

Fatores capazes de afetar os índices de eclosão

Introdução Nos sistemas industriais de produção de aves é são utilizadas máquinas de incubação cada vez maiores, sendo o maior desafio a manutenção dos índices de eclosão compatível a máquinas de menor porte. Outra necessidade da indústria é a melhoria destes índices de eclosão. Índices baixos de eclosão resultam em prejuízos tanto no número de pintainhos vendidos quanto em aumento do volume de resíduos de incubatório. Dentre os parâmetros utilizados para medir este tipo de efeito está a eclodibilidade que é a relação percentual entre o número de ovos incubados (Oi) e o número de pintainhos nascidos (Pn): E = (Pn / Oi) x 100. Desta maneira este trabalho objetivou a elucidação sobre os principais fatores responsáveis pela diminuição da eclodibilidade em incubatórios. Período de estocagem A estocagem dos ovos é necessária dentro dos sistemas comerciais de incubação, o tempo e condições de estocagem podem influenciar na mortalidade embrionária. Entretanto o desenvolvimento embrionário de ovos mantidos acima do zero fisiológico ou 19oC pode se iniciar de forma inadequada, influenciando na variabilidade de desenvolvimentos embrionário, e diminuindo a eclodibilidade (Decuypere & Michels, 1992). Segundo Lapão et al. (1999) a viabilidade embrionária piora a medida que o período de estocagem e os ovos são provenientes de matrizes mais velhas. Heier & Jarp (2001) realizaram um estudo epidemiológico da incubação, afirmando que vários fatores, tais como a desinfecção dos ovos incubáveis e o número de matrizes no lote, afetam esse processo, sendo considerado como mais importante o tempo de estocagem dos ovos. Segundo Fasenko (1996), é consenso que o estoque de ovos fertilizados diminui a sobrevivência embrionária proporcionalmente à duração da armazenagem. A eclodibilidade pode declinar quando o período de estocagem dos ovos excede três dias, independentemente da temperatura (Meijerhof et al., 1994). Além disso, tem-se observado que o ovo estocado


pode apresentar maior período de incubação e retardamento do desenvolvimento embrionário (Reis et al., 1997). A pré-incubação do ovo seguramente é analisada como um fator de acionamento sobre a variabilidade de desenvolvimento e seu reflexo sobre a eclosão. A abordagem matemática para determinar a temperatura limiar ou fisiológico zero para desenvolvimento embrionário é necessária para proporcionar melhores resultados na nos índices de eclodibilidade. Temperatura e umidade relativa do ar Temperatura e a umidade são os principais fatores envolvidos no desenvolvimento embrionário durante a incubação (Boleli, 2003). Incubadoras modernas têm dois objetivos, maximizar o índice de eclodibilidade e sincronizar o tempo de eclosão. Ambos os fatores são plenamente influenciados pela temperatura e velocidade de circulação do ar em torno do ovo incubado (French, 1997). No processo de incubação o desenvolvimento embrionário é afetado principalmente pelas características físicas do micro ambiente em que o ovo é alocado (Swann & Brake, 1990). Estritamente relacionado ao índice de eclodibilidade está na manutenção da temperatura entre os valores de 37,5 e 37,8 ºC (Wilson, 1991). Incrementos de apenas 0,2°C durante a incubação também podem diminuir o período de incubação e afetar a viabilidade embrionária (Christensen et al., 2001). Os estudos têm demonstrado que episódios breves de resfriamento dos ovos durante a incubação não afetam a eclosão, o peso corporal ou a mortalidade embrionária (Lancaster & Jones, 1988). Entretanto, ovos resfriados durante a incubação, por longos intervalos de tempo, apresentam danos no peso dos pintainhos e em outros parâmetros de incubação (Kühn et al., 1982). A importância de manter corretamente a temperatura do embrião durante a incubação demonstra-se essencial. O resultado da sobrecarga de temperatura é uma baixa eclodibilidade (French et al., 2000). Problemas com a manutenção da máquina são os mais freqüentes (French et al., 1997). Ande & Wilson (1981) observaram que embriões com 3 dias de idade foram mais resistentes ao estresse calórico quando comparados com embriões estressados em mesmas condições com 7, 11, 16 ou 19 dias de desenvolvimento embrionário. A eclodibilidade de ovos férteis com 16 dias de incubação não foi afetada pela exposição ao calor de 43,3ºC por 6 horas no máximo. No entanto, os autores consideraram essa condição de estresse bastante crítica para os embriões.

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Tabela 1. Efeito do superaquecimento do ovo incubado nos parâmetros zootécnicos (Collin et al., 2007).

Collin et al. (2007) avaliando a eclodibilidade de ovos fertilizados sob superaquecimento em períodos distintos durante a embriogênese. Curiosamente verificaram maior eclodibilidade quando este superaquecimento acontecia em uma fase mais precoce ou tardia do desenvolvimento embrionário, porém não este superaquecimento acontecia em ambos os períodos. º Visando melhor rendimento de incubação, Tullett & Burton (1982) sugeriram o controle da umidade relativa em 50,0%. Entretanto umidades relativas menores que 63,0% podem reduzir o peso de pintos (Bruzual et. al., 2000) e aumentar o período de incubação (Muraroli & Mendes, 2003) e a mortalidade embrionária tardia (Decuypere et al., 2003). Kirk et al. (1980) verificaram redução e elevação na mortalidade embrionária precoce (0 a 16 dias de incubação) e tardia (após os 16 dias de incubação considerando inclusive os bicados), respectivamente, com aumento da umidade relativa durante a incubação. Ainda, Bruzual et al. (2000) verificaram correlação entre altos níveis de umidade relativa do ar e a morte embrionária. Conforme observado por Pringle & Barott (1937), a perda de peso de ovos férteis durante a incubação decresce em proporção direta com o aumento da umidade no interior da incubadora. Maudin (1993) estabeleceu os valores de 12,0 a 13,0 % como sendo ótimos para a perda de peso em ovos, do momento da incubação até a transferência para eclosão, sendo aceitáveis também as perdas de 11,0 a 14,0 %. Já Rosa et al. (1999) concluíram que a perda durante a incubação, até os 18 dias, entre 11,0 e 12,0 %, foi relacionada à otimização da eclodibilidade. A água atravessa os poros da casca movendo-se sempre do ponto mais úmido, que normalmente é o interior do ovo, para o ponto mais seco, o


ambiente. Por esse motivo, a umidade em volta dos ovos férteis deve ser controlada para assegurar desenvolvimento adequado dos embriões (Decuypere, 2001). Quando a umidade relativa do ar na incubadora for muito baixa, haverá perda excessiva de umidade dos embriões, prejudicando a eclosão e resultando em pintos pequenos e desidratados. Por outro lado, se a URI for muito alta, os embriões tendem a eclodir precocemente, e com freqüência se apresentam molhados, podendo também ocorrer albúmen residual (Decuypere et al., 2003). É largamente reconhecido que o processo de ventilação indoor nunca é perfeitamente homogeneizado. A temperatura e umidade nunca são distribuídas perfeitamente através do volume da incubadora. Já foi demonstrada que a existência de múltiplas regiões de fluxo de ar heterogêneo, presença de áreas de ar parado, e a ocorrência de curto circuito do fluxo de ar para a saída do exaustor como possíveis causas da ineficiência de mistura (Janssens et al., 2003). Em condições não isotérmicas misturas incompletas resultam em um gradiente tridimensional que tem maior impacto no processo de qualidade, eficiência do uso de energia e do próprio processo de incubação (Van Brecht et al., 2003). Desta forma, a variabilidade da temperatura e ventilação leva a

Figura 1. Relação entre uniformidade de temperatura e números de rotações dos ventiladores da incubadora durante o período de incubação, e os respectivos algoritmos de controle adaptativo para a otimização dos valores (Van Brecth et al. 2003).


uma variabilidade de tempo de incubação, resultando em um sub-ótimo produtivo. Na avicultura industrial o tamanho das máquinas incubadoras está cada vez maior. Esta característica destas máquinas resulta em um volume muito grande de ovos incubados por m2, entretanto há um aumento da heterogeneidade de temperatura, do tempo de incubação e eclodibilidade (Van Brecht et al., 2003). Para melhorar os índices de eclodibilidade pensou-se em um controle local de temperatura e velocidade do vento em modelo 3-D. Para tal, Van Brecth et al. (2003) determinou algoritmos de controle adaptativo a fim de otimizar o conjunto de ações necessárias para regularizar a homogeneidade da temperatura, utilizando a velocidade de circulação do ar dentro da incubadora. Este sistema considera a mensuração local de temperatura e velocidade do ar dentro da incubadora em diferentes locais. Aspectos nutricionais Como se sabe, os fatores nutricionais são fatores determinantes da qualidade do ovo (Washburn, 1982). No que se refere à qualidade da casca, eles atuam no peso, espessura, porosidade e condutância da casca (Rahn et al., 1979). Os ingredientes das rações, principalmente os grãos de cereais, são moídos antes de serem utilizados para garantir que os nutrientes estejam numa forma mais disponível para os animais. Após a moagem, o farelo resultante pode apresentar grande variação no tamanho e na uniformidade das partículas, o que pode gerar comportamentos alimentares distintos por parte das aves (Toledo et al., 2001). Entre eles, está a ingestão seletiva relacionada ao tamanho das partículas, provavelmente em função do tamanho do bico (Nir et al., 1990), o que ocasiona um desbalanceamento nutricional, trazendo alterações no desempenho da ave. Ingredientes finos e uniformemente moídos apresentam a vantagem de serem mais facilmente digeridos pelas enzimas presentes no trato gastrintestinal (Penz Jr & Maiorka, 1996). Entretanto, partículas muito finas geralmente aderem ao bico das aves, reduzindo o consumo e aumentando o desperdício, afetando assim o desempenho (Toledo et al., 2001). A peletização da ração é sugerida como forma de contornar essa situação. A ela tem sido atribuída uma série de benefícios ao desempenho das aves, tais como: a melhora da digestibilidade de alguns nutrientes (Ávila et al., 1995), diminuição do desperdício (Maiorka,1998), prevenção da seletividade (Cherry, 1982), maior capacidade de consumo em menor tempo (Jensen et al., 1962), diminuição na concentração microbiana da ração (Nilipour, 1993), melhora na eficiência da ração e maior produção de ovos (Almirall


et al., 1997), quando comparada à ração farelada. Segundo Nir et al. (1990), em um sistema de livre escolha, as aves preferem ração peletizada. Trabalhando com matrizes de Perdiz (Rhynchotus Rufescens) Nakage et al. (2002) conclui que a ração peletizada proporcionou uma maior espessura da casca dos ovos destinados à incubação. Hocking et al. (2002) não verificou diferença nos parâmetros de fertilidade e eclodibilidade dos ovos incubados entre matrizes alimentadas com dietas contendo baixa e alta proteína bruta (PB). Também não houve efeitos significativos para animais alimentados ad libitum e sob restrição alimentar após o pico de postura, na avaliação dos mesmos parâmetros. O consumo de quantidades inadequadas de Vitamina E pode provocar problemas de fertilidade, de viabilidade embrionária e até mesmo na produção (Barreto et al., 1999). Esse fato se agrava quando as aves são submetidas ao estresse calórico, provocado pela rápida elevação na temperatura ambiente, com repercussão na redução do consumo de ração, além de elevar e acelerar perdas na concentração de Vitamina E na dieta via oxidação (Scheideler & Froning, 1994). Embora a concentração de tocoferol na gema do ovo possa ser facilmente elevada pelo aumento na suplementação de Vitamina E na dieta (Barreto, 1998), poucos são os trabalhos encontrados na literatura que se preocuparam em avaliar a eficiência de transferência de Vitamina E presente no ovo para o embrião. Cançado et al. (1995) avaliaram os efeitos dos níveis de ácido linoléico (1,5% e 2,1%) na dieta de matriz pesada, no período de 28 a 40 semanas de idade. Com 28 e 29 semanas de idade, as aves submetidas ao tratamento com nível mais elevado de ácido linoléico (2,1%) produziram ovos significativamente mais pesados do que aqueles do tratamento com nível mais baixo de ácido linoléico (1,5%). A partir da 35ª semana o peso do ovo não foi afetado pelos tratamentos. Eclodibilidade, peso do pinto, porcentagem de gema e desempenho dos pintos não foram afetados pelos tratamentos. Trabalhando com o óleo de peixe, uma fonte de ácidos graxos polinsaturados (PUFA), Papas et al. (2006) verificou uma diminuição no peso e na eclodibilidade em função da presença destes ácidos graxos nas dietas das matrizes. Segundo os autores uma das hipóteses é a de que o excesso de PUFA levou à diminuição do peso do ovo e com isso uma maior quantidade de Radicais livres acumulados em função da maior presença de oxigênio. A inoculação de ácido linoléico ou glicose aumentou a mortalidade embrionária, diminuiu a eclodibilidade dos ovos e prejudicou a relação peso do pintainho / peso do ovo (Pedroso et al., 2006). A gema contém a maior quantidade de elementos minerais do ovo. Dentro da gema há a concentração de lipoproteínas transportadoras de


lipídeos a fim de nutrir o embrião. Esses elementos traços, especialmente Zn, Cu e Fe atuam no mecanismo de ligação química destas lipoproteínas. Alguns desses componentes são a lipovitelina e a fosvitina (Sugiro et al. 1997). Desta maneira a limitação nutricional destes componentes para matriz incorre em menor eclodibilidade (Sugino et al. 1997). Segundo Robel (2002) matrizes sob uma dieta com maior riqueza de biotina (vitamina B8) e ácido fólico (vitamina B9), possibilita melhores resultados de eclodibilidade e peso do neonato. Segundo Harl et al. (2000) os níveis de cloro abaixo de 0,054% reduziram a produção, o peso e o conteúdo dos ovos, o mesmo ocorrendo com o nível mais alto de cloro na ração. Entretanto os níveis de cloro não exerceram um efeito significativo sobre o peso corporal, fertilidade e eclodibilidade dos ovos. Qualidade da casca do ovo e idade da matriz A casca desempenha função vital para o embrião como fornecimento de sais minerais e proteção contra microorganismos (Roque & Soares, 1994). Através da sua estrutura porosa, evita a perda excessiva de água e possibilita as trocas gasosas, essenciais para o metabolismo e o desenvolvimento do embrião (Peebles & Brake, 1985). A qualidade da casca, portanto, pode influenciar a eclodibilidade dos ovos (Gonzales et al., 1999). Devido ao aumento da demanda de produtos de origem avícola e à expansão desse mercado, as empresas do setor visam a aumentar, cada vez mais, a sua produtividade. Para isso, incubam a maioria dos ovos produzidos nas granjas de matrizes, inclusive os trincados, deformados e lavados. Há, porém, algumas características do ovo que podem influir na obtenção de pintos viáveis. Foi demonstrado que a porosidade e a espessura da casca são os fatores de maior influência sobre o desenvolvimento embrionário (Narushin & Romanov, 2002), e que há uma associação entre a qualidade da casca e a eclodibilidade (Peebles & Mcdaniel, 2004). Abdallah et al. (1993) avaliaram a relação entre a qualidade da casca e os índices de ovos quebrados, concluindo que existe correlação negativa entre ambas. Roque & Soares (1994) estudaram os efeitos da densidade da casca sobre a incubação, concluindo que ovos com densidade superior a 1.080 no teste de gravidade favorecem o nascimento de pintos viáveis. Já Narushin & Romanov (2002) concluíram que os ovos com maior espessura de casca tinham melhores índices na incubação. Entre outras características que foram objeto de estudo, Campo (1997) avaliou a relação entre a coloração da casca e a incubação, concluindo que a


Figura 2. Parâmetros de Eclodibilidade, mortalidade embrionária e contaminação, em função das características dos ovos (Santos et al., 2007). casca vermelha tem uma associação negativa com a incubabilidade e a fertilidade dos ovos. Avaliando a eclodibilidade de ovos lavados, trincados e deformados, Santos et al. (2007) verificou que os índices de eclodibilidade dos ovos deformados foram menores que os trincados e controle, seguidos dos trincados, também menores que os controles, não havendo efeito dos ovos lavados dentro dos grupos. Os resultados sugerem que se deve dar preferência ao descarte de ovos deformados, independentemente do lavado e do local de postura quando se procura aumento da eficiência em incubatórios industriais. Durante a incubação, a taxa de perda evaporativa de peso do ovo é controlada, em grande parte, pela umidade relativa da máquina incubadora e, também, influenciada pela qualidade da casca. Essa perda de peso tem sido associada a resultados de incubação e utilizada como ferramenta eficaz para avaliar o rendimento desse processo (Tullett & Burton, 1982). Ovos de matrizes mais velhas têm maior freqüência de ovos maiores, ocorrendo redução da densidade, devido à maior porosidade da casca, que favorece as trocas gasosas entre ovo e meio. McDaniel et al. (1979) concluíram que a piora da qualidade da casca, associada ao aumento da idade da matriz, determina maior perda de peso em ovos durante a incubação e elevação da taxa de mortalidade embrionária, com conseqüente queda da eclodibilidade dos ovos.


Segundo Hodgetts (1985), a qualidade da casca é o fator de maior importância para o bom rendimento da incubação. O autor estabeleceu que a principal razão da redução da eclodibilidade dos ovos das matrizes velhas se deve à piora da qualidade da casca. Ao se incubarem ovos provenientes de matrizes mais velhas, deve-se considerar a necessidade de maior umidade de incubação para que seja dificultada a desidratação excessiva dos ovos. Com o envelhecimento das matrizes avícolas, são produzidos folículos maiores, o que resulta na produção de ovos maiores e, também, no aumento da relação entre o peso da gema e o peso do ovo (Vieira et al., 2001b). Ao mesmo tempo, os ovos sofrem alterações de espessura da casca, no número e no diâmetro dos poros, com conseqüente diminuição da condutância de gases e prejuízo para o metabolismo embrionário, uma vez que pode afetar a atividade de enzimas envolvidas na gliconeogênese, interferindo na concentração de glicose sangüínea do embrião e também no tipo e quantidade de nutrientes disponíveis para o seu desenvolvimento (Cardoso et al., 2002). O inverso acontece com os ovos produzidos por matrizes jovens, que são menores, com casca de maior espessura e menor quantidade de poros (Ribeiro et al., 2007). French e Tullett (1991) sugeriram que, para a obtenção de melhores rendimentos de incubação, é possível ajustar a umidade relativa da incubadora (URI) baseando se na idade da matriz pesada. Vick et al. (1993) pesquisaram os efeitos de dois níveis de URI (50,0 e 58,0%) sobre a eclodibilidade de ovos de matrizes pesadas durante o período de 28 até 64 semanas de idade e concluíram que há tendência de os ovos de matrizes mais jovens terem melhor taxa de eclosão e menor mortalidade embrionária precoce com URI mais baixa (50,0%). Neste trabalho ovos incubados com 58% de URI apresentaram melhores taxas de eclodibilidade e menores índices de mortalidade embrionária tardia em matrizes a partir de 60 semanas de idade. Segundo Barbosa et al. (2008) a perda de peso do ovo é maior à medida que diminui a umidade relativa do ar na incubadora ou à medida que aumenta a idade da matriz. No entanto, Vieira e Pophal (2000) citam que devido às matrizes pesadas consumirem maior quantidade diária de proteína no início da postura, elas produzem albúmen mais espesso, que pode retardar a troca de oxigênio, dificultar a absorção do saco vitelino e piorar assim a nutrição do embrião. Sendo que 90% da energia produzida pelo embrião é a partir da oxidação de ácidos graxos, a deficiência de oxigênio retardaria esta oxidação e conseqüentemente atrasaria o desenvolvimento do embrião (Vieira et al., 2001a).


Tabela 2. Relação peso do pintainho/peso do ovo de acordo com a umidade relativa do ar e a idade das aves.

Fonte: Barbosa et al. (2008). Aparentemente, ovos produzidos por matrizes de idade mais avançada produzem também pintos com maior peso na eclosão e tendência para eclosão tardia, em relação ao observado com ovos de matrizes jovens (Lima et al., 2001; Rosa et al., 2002). Entretanto, fatores como condições de estocagem e pré-incubação podem estar correlacionados com o tempo de incubação (Sklan et al., 2000, Leandro et al., 2000). Aspectos sanitários Sabe-se que existem fatores não inerentes ao ovo que podem afetar a viabilidade do embrião, como, o desinfetante utilizado para higienizá-lo (Brake & Sheldon, 1990). Uma das tantas práticas relacionadas ao manejo e à sanidade é a desinfecção dos ovos incubáveis poucos instantes após a postura, que, necessariamente, deve ser feita de forma correta e com os desinfetantes adequados. A ineficiência deste processo certamente acarretará em perdas consideráveis na eclodibilidade, assim como aumento da mortalidade de pintos no campo, produção de aves sanitariamente inferiores, pior conversão alimentar, redução dos índices de eficiência e, conseqüentemente, aumento nos custos de produção (Cony, 2007). Os ovos sempre terão a presença de microorganismos na casca, podendo contaminar-se antes da ovulação ou durante a formação no trato reprodutivo (Sesti, 2005). Parte dos microorganismos é aderida à casca quando o ovo passa pela cloaca, por onde passam também as fezes (Mauldin, 2002). Devido a isso, é muito importante o nível sanitário relacionado tanto ao trato reprodutivo da ave quanto ao ninho (Jones, 1991). Geralmente são encontrados na casca dos ovos entre 300 e 500 microorganismos no momento da postura, podendo estes penetrar cerca de 30 minutos após a mesma; daí a necessidade de uma desinfecção feita no momento e de forma correta (Sesti, 2005).


Quarles et al. (1970) compararam os índices de contaminação bacteriana e fúngica no ar, na superfície da casca dos ovos e eclodibilidade dos ovos férteis, entre outros de menor relevância. As aves utilizadas neste experimento foram divididas em dois grupos: criadas em aviários com cama de serragem e ninhos com maravalha de madeira comparadas com aves criadas em aviários com piso de arame e ninhos com sistema plástico de retirada de ovos através de rolagem. O percentual de eclodibilidade foi significativamente inferior; a contaminação bacteriana no ar foi nove vezes maior com diferença extremamente significativa e a contagem bacteriana foi entre 20 a 30 vezes maior na superfície da casca dos ovos das aves criadas no aviário com cama de serragem e ninho de maravalha. A contaminação fúngica foi semelhante em ambas as amostras. A microflora da casca do ovo é dominada pelas bactérias Gram-positivas, entretanto as bactérias Gram-negativas são as mais estruturalmente melhor preparadas para enfrentar as defesas do sistema imunológico do ovo incubado (De Reu et al., 2008). Dentre as bactérias estudadas destaca-se a Salmonella enteritidis, devido à sua prevalência na casca do ovo (Reu et al., 2008). Tabela 3. Comparação entre as bactérias da superfície do ovo saudável e prevalentes nos ovos descartados (Mayes & Takeballi, 1983).

Dentre os fatores de etimologia sanitária, o tempo de estocagem, a higiene dos locais de armazenagem, o tipo de desinfetante e o método de desinfecção têm significante influência sobre a eclodibilidade (Heier & Jarp et al. 2001).


Conclusão Para a melhoria dos sistemas industriais de incubação é necessário o conhecimento dos múltiplos fatores influenciadores nos parâmetros de eclosão. Desta maneira é possível atacar cada ponto de controle a fim de se obter resultados superiores para esses índices. Referências bibliogáficas 1. ABDALLAH, A.G. et al. Various methods of measuring shell quality in relation

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CHAPTER 7

Importância de qualidade da casca do ovo em matriz pesada

Introdução O Brasil é um dos países que mais avançou em tecnologia avícola nas últimas décadas; avanços na nutrição, manejo e genética favoreceram o crescimento da avicultura. Entre todas as classes dentro da avicultura, as matrizes pesadas destacam-se, por serem as responsáveis em produzir os pintos de corte. Devem-se ter cuidados principalmente com a nutrição dessas reprodutoras pesadas, além de atender as suas próprias exigências para um bom desempenho produtivo, é necessária também que atenda as necessidades dos embriões e dos pintos neonatos, originados de seus ovos. Porém, problemas relacionados à perda de ovos por quebras em virtude de casca ruim têm atingido a maioria dos produtores, já que a casca é influenciada por vários fatores, entre eles a idade e a nutrição. A nutrição correta é essencial para permitir que aves expressem todo seu potencial genético de produtividade e, para tanto, uma exigência é que as aves tenham uma exigência adicional de saúde. Ao avançar o período de postura, o peso do ovo aumenta, a casca torna-se mais fina e piora a qualidade interna. Ocorre também uma alta incidência de ovos sem casca com o avançar da idade. Levando em consideração esses aspectos, objetivou-se estabelecer aspectos relacionados à qualidade de casca de ovos de matrizes pesadas. Importância da qualidade da casca do ovo em matriz pesada Na produção industrial de ovos para incubação, buscam-se práticas para concentrar a postura nos ninhos, evitar a postura na cama e, conseqüentemente, a presença de ovos sujos. Tanto o manejo dos ninhos na pré-postura como a utilização de um número adequado de coletas diárias, contribui na obtenção de ovos limpos e com menor grau de contaminação. Além disso, o peso do ovo e a qualidade da casca (gravidade específica) são fatores importantes na produção do ovo fértil. Considera-se que maior gravidade específica resulta em melhor qualidade de casca e,


conseqüentemente, em ovos mais apropriados para incubação. Salienta-se, no entanto, a importância da relação entre peso do ovo e gravidade específica, em que o peso do ovo aumenta e a gravidade específica diminui com a idade das reprodutoras. A qualidade física do ovo, que afeta a eficiência da incubação, está relacionada com o tamanho, forma, cor, limpeza, integridade e ausência de malformação na casca. Essas características são influenciadas pelo genótipo, manejo geral, sanidade, condições climáticas e pela idade da matriz. O tamanho e a forma do ovo, aliados à porosidade da casca, afetam a perda de água durante a incubação, influenciando os requerimentos de temperatura e umidade, principalmente durante a última semana de incubação (Deeming, 1996). Um fator determinante para qualidade do ovo é descrita pela qualidade casca do ovo. Ela é considerada a embalagem do ovo. A casca deve esta sempre limpa, integra e ainda sem deformações, pois cascas resistentes protegem a parte interna. Grandes deformações no formato do ovo prejudicam o visual e ainda podem causar problemas sanitários ao animal. Outro grande problema relacionado com ovos é as trincas na casca, conforme figura 1. A casca possui inúmeras funções, bem como promover troca gasosas entre o interior do ovo e o meio ambiente, através dos poros; evita que ocorra perda da umidade em excesso e conseqüentemente desidratação do ovo (essa função é reforçada pela cutícula); representa uma barreira física contra bactérias, fungos e outros agentes externos; protege as partes internas do ovo; representa importante fonte de cálcio durante o desenvolvimento do embrião. As perdas no Reino Unido (Anderson e Carter, (1976), Estados Unidos (Roland, 1977) e Canadá (Wasylishen, 1976) devidas à qualidade da casca se assemelham àquelas verificadas no Brasil (Campos et al., 1981).

Figura 1. Cascas de ovos trincadas (Fonte: http:// www.agroinfo.br).

Importância de qualidade da casca do ovo em matriz pesada 125

A qualidade da casca do pode estar alterada em relação à forma (deformados, entrangulamento mediano, corrugados ou enrugados e achatados de lado etc.); cor (perda de cor, amarelados, pintas amareladas e manchadas); odor (mofo e contaminação); espessura (mole ou sem casca, casca fina, peroses e porosidade nos extremos); textura (superfície lisa, concreções, deposição de cálcio deficiente); e trincados (fissuras e quebrados). 1. Composição da casca A casca tem, em média, 5,6g de matéria inorgânica, sendo que a maior parte é carbonato de cálcio (98%). O restante da matéria orgânica é composto por carbonato de magnésio e fosfato tricálcico. A matéria orgânica, bastante reduzida, apresenta-se na forma de proteínas e água. 1.1 Metabolismo do cálcio O cálcio é um dos maiores constituintes plasmáticos mais eficientemente regulados nas aves. Os principais hormônios reguladores dos níveis de cálcio são: o paratormônio (PTH), a calcitonina (CT) e 1,25-dihidroxivitamina (D3). Nas aves, o metabolismo relacionado com o cálcio têm características únicas relacionadas à postura de ovos com casca totalmente calcificada. A quantidade de cálcio na casca do ovo é próxima de 10% do total de estoque de cálcio no corpo da ave (Macari e Mendes, 2005). Os autores preconizam que existem poucos relatos sobre os níveis de PTH nas aves, provavelmente em decorrências do fato de serem extremamente baixos no plasma desses animais; e que esse hormônio somente encontra-se elevado durante o período de deposição de cálcio na casca do ovo (duas horas antes da ovulação), o qual cai novamente. 1.2 Calcitonina e glândulas ultimo branquial As aves possuem um par assimétrico de glândulas localizadas posteriormente às paratireóides e caudorsal á base da artéria braquiocefálica. Essa glândula é rica em calcitonina (CT), um hormônio peptídico que contém 32 aminoácidos, que pode variar entre as espécies conferindo diversidade na bioatividade. A secreção de CT é regulada primariamente pelo aumento no plasma dos níveis de cálcio, levando a um aumento da secreção nas células especializadas. Altos níveis circulantes de CT estão presentes em espécies de animais não mamíferos, incluindo as aves. Esses níveis são mais elevados em machos do que em poedeiras, exceto por um curto período antes do inicio da


postura. Nessas espécies, esteróides gonadais, como andrógenos, possuem uma grande influência nos níveis de CT (Kenny, 1986 citado por Macari e Mendes, 2002). Em galinhas, os níveis de CT são positivamente correlacionados com os níveis de Ca2+ da dieta, assim como os níveis circulantes, enquanto em embriões os níveis são extremamente baixos até o momento da eclosão. 1.3 Vitamina D Nas aves, a glândula uropigeana secreta a provitamina D3 que nas penas, é convertida a vitamina D3. A ave que está no período de postura requer uma grande quantidade de cálcio para a formação da casca do ovo, o qual é obtido pelo grande potencial de absorção intestinal. O metabólito ativo é a vitamina D3 (1,25-(OH)2D3) é o controlador maior desse processo. Nas aves, assim como nos mamíferos, os rins sintetizam e secretam a 1,25-(OH)2D3. Vários fatores podem exercer controle sobre essa síntese, tais como PTH, 1,25-(OH)2D3 e prolactina. Assim, 1,25-(OH)2D3 regula a absorção intestinal de Ca2+ pela indução da transição de RNA e a síntese de proteínas específicas, como a calbindina D. 2. Fatores nutricionais que afetam a qualidade da casca A qualidade da casca é a principal preocupação das indústrias de postura, devido aos prejuízos econômicos associados à incidência de má qualidade. Os ovos trincados e/ou quebrados representam uma perda que varia de 1,2 a 2,4% do total de ovos produzidos em uma granja de matriz pesada (Macari e Mendes, 2002). Porém, os prejuízos provocados pela má qualidade da casca não podem ser avaliados, simplesmente, pela porcentagem de ovos trincados e/ou quebrados. A qualidade da casca está relacionada também, com condutância e contaminação dos ovos. Portanto a qualidade da casca constitui um importante fator no rendimento de incubação e na qualidade dos pintos. A casca representa de 9 a 10% do peso do ovo fresco. É constituída por 90% dos minerais dos quais 98% são cálcio em forma de carbonato de cálcio. Fósforo e magnésio estão presentes em pequenas quantidades e também encontram traços de sódio, potássio, zinco, manganês, ferro e cobre. As necessidades de cálcio para matrizes pesadas devem ser relacionadas com outros nutrientes, especialmente fósforo e vitamina D3; tamanho da partícula da fonte de cálcio. O cálcio em excesso pode interferir no metabolismo do fósforo, zinco, manganês e ferro. O cálcio para a formação da casca provém exclusivamente da dieta. Um ovo de tamanho médio tem aproximadamente 2,5g de cálcio. O cálcio é transportado pelo sangue sob duas formas: cálcio iônico e cálcio ligado à


vitelogenina (fosfolipoproteína). Nas aves fora de postura o nível de cálcio plasmático é de 10 mg/100ml, e no período de postura sua concentração chega a 30 mg/100ml. O metabolismo do cálcio envolve os seguintes hormônios: estrógeno, paratormônio, calcitonina e 1,25(OH)2D3. O estrógeno promove a deposição do cálcio na região medular do osso, o paratormônio é responsável pela reabsorção do cálcio medular, sendo que calcitonina provoca a inibição desta reabsorção e a 1,25(OH)2D3 estimula a absorção de cálcio nos intestinos. A definição das exigências de cálcio para matriz pesada depende de fatores, tais como: índice de produtividade, interrelação do cálcio com outros nutrientes, especialmente fósforo e vitamina D3, tamanho da partícula da fonte de cálcio e disponibilidade do cálcio na fonte. Apesar dos vários fatores que interferem nas exigências de cálcio para matriz pesada, a recomendação de 3% na dieta tem sido adequada para a produção de ovos e a qualidade de casca. O fósforo que é depositado no período final de formação do ovo está presente na casca em pequena quantidade (± 22mg). Esta pequena quantidade não está homogeneamente distribuída, pois se concentra mais nas camadas externas. Ao contrário do cálcio, o nível de fósforo no plasma sangüíneo, não tem um mecanismo de regulação eficiente e varia muito com o nível de fósforo oferecido na dieta. A qualidade da casca pode ser prejudicada tanto pelo baixo como pelo alto nível de fósforo na dieta. De acordo com a literatura, níveis de 0,5 a 0,7% de fósforo total na dieta são adequados para produção e boa qualidade da casca do ovo. Em termos de fósforo disponível, considera-se que a ingestão de 400mg/ave/dia é suficiente para manter normal a qualidade da casca do ovo. Alguns microelementos participam da síntese da matriz orgânica da casca, que em sua composição é semelhante à matriz do osso. O manganês faz parte da molécula de mucopolissacarídeos que é um dos componentes da matriz orgânica da casca. Uma deficiência de manganês compromete a formação da camada mamilar da casca e aumentando a incidência de áreas translúcidas. O nível de suplementação deste mineral em rações para reprodutoras é de 100mg/kg de ração podendo atingir até 150mg/kg. O zinco é um componente da anidrase carbônica; portanto, um elemento importante no processo de formação da casca do ovo. Podem ser utilizados os níveis de 100 a 120mg/Kg de ração. Durante o processo de formação da casca, as aves sofrem uma acidose metabólica em decorrência da elevada produção de bicarbonato. Essa acidose é principalmente compensada por uma alcalose de origem respiratória. O equilíbrio ácido-básico não influencia diretamente a qualidade da casca, mas pode alterar o nível de fósforo no sangue que, por sua vez, altera o


metabolismo do cálcio e a qualidade da casca do ovo. Altos níveis de cloro são prejudiciais à qualidade da casca, por induzirem uma acidose, reduzindo o bicarbonato plamático. A membrana externa a casca constitui sua base orgânica, que é formada de proteínas e mucopolissacarídeos. Sobre essas bases orgânicas formam-se os núcleos de calcificação, constituindo a camada mamilar. Sobre essa camada, mais carbonato de cálcio Dos ovos produzidos por um lote de aves, aqueles que se destacam a observação como livres de defeitos, serão considerados como ovos adequados para a incubação, isto quer dizer ovos de boa qualidade. Este processo diário se baseia em modelos ou padrões pré-estabelecidos de seleção. Pode-se definir como ovos de boa qualidade ou adequados para a incubação, aqueles que têm boa aparência, forma ovóide, boa textura da casca, bom tamanho e uma cor mais ou menos marrom e limpa. Os ovos de boa qualidade geralmente rendem uma alta eclodibilidade. Depois da postura a qualidade dos ovos pode ser mantida ou piorada, dificilmente melhorada. Os ovos férteis selecionados para incubar devem ser mantidos sempre secos e limpos, livres de material fecal que ao manchar a casca a contamina, com graves prejuízos para o ovo, embrião e futuro pinto. Mantém-se a qualidade do ovo quando a postura se leva a cabo nos ninhos limpos, a coleta é freqüente, se evita o contato com meios sujos e contaminados (esteiras transportadoras, mãos, mesas, bandejas, etc.) e se faz uma correta desinfecção. Existe uma relação direta entre o manejo das reprodutoras e a qualidade dos ovos produzidos. O manejo integra os conceitos da sanidade preventiva, biossegurança, alimentação, programas de luz e o controle ambiental; como também as práticas de manejo aplicadas diariamente a estas aves. Na nutrição de matrizes pesadas, o fator que merece grande destaque está relacionado à quantidade de minerais presentes nas dietas. Pois, o efeito destes nutrientes reflete rapidamente na produção dessas aves. Os ovos trincados e/ou quebrados constituem uma importante fonte de desperdício na produção de ovos para incubação. A extensão desta perda varia de 1,2 a 2,4% do total de ovos produzidos em uma granja de matriz pesada. Apesar disto, os prejuízos provocados pela má qualidade da casca não podem ser avaliados simplesmente através dos registros dos percentuais de ovos trincados e/ou quebrados. A qualidade da casca está relacionada com as trocas gasosas, desidratação e grau de contaminação dos ovos, e todos estes aspectos estão envolvidos nos processos de armazenamento e incubação. Portanto, a qualidade da casca constitui um importante fator no rendimento de incubação e na qualidade dos pintos.


Tabela 1. Efeito da qualidade da casca e mortalidade dos pintos nos primeiros 14 dias de idade.

Condição do ovo Bactérias total Coliformes % MortalidadeÀs 2 semanas

Ovo de ninho limpo 600 123 0.9 Ligeiramente sujo 20 000 904 2.3 Sujos 80 000 1307 4.1

É fácil provocar alterações negativas na qualidade da casca através da manipulação dos elementos que participam direta ou indiretamente no seu processo de formação. No entanto, quando a casca está dentro dos limites normais, tentar melhorar sua qualidade através da nutrição é realmente uma tarefa difícil, apesar de uma vasta literatura sobre este assunto.

Quadro 1.Relação causa e efeito dos problemas relacionados a qualidade da casca.


Como podemos observar existem vários fatores que afetam a qualidade da casca do ovo, comprometendo a qualidade. 3. Determinação da qualidade da casca A casca constitui a proteção externa do ovo, não tendo nenhum valor especial, possui de 7000 a 17000 poros de 13 a 6 micras de diâmetro que conferem uma permeabilidade essencial para a troca de gases no período de incubação. 3.1 Espessura: é determinada após a quebra no meio do ovo (região equatorial), seca em estufa à 65°C pôr um período de 48 horas, utilizando-se de um instrumento de medidas chamado paquímetro, deve-se fazer 3 medidas e através da media aritmética tem-se a espessura da casca, que quanto mais grossa melhor será a sua qualidade. 3.2 Gravidade específica: a densidade da gema mais o albúmen em ovos frescos é muito próxima à densidade da água, utilizando-se de um densímetro pode-se fazer diferentes soluções salinas com densidades variando de 1,050 a 1,100 toma-se então o ovo e mergulha-se na solução de menor para a de maior densidade, na solução em que o ovo flutuar será a gravidade determinada, desta forma quanto maior a gravidade especifica melhor será a qualidade da casca. Com o passar do tempo o ovo vai perdendo água e dióxido de carbono, através da casca. Dentro do ovo existe entre a membrana da clara e a casca a câmara de ar. Quanto mais fresco o ovo, menor ela é, pois quase nenhuma água saiu do seu interior. E a clara perde água através da casca, encolhendo-a, deixando mais espaço para a câmara de ar expandir, diminuindo então a densidade do ovo. Então a densidade total do ovo fresco é maior do que a do ovo mais velho, pois estes últimos contem maior volume ocupado por gás que baixa consideravelmente a densidade total. 3.3 Peso da casca (%): após a quebra do ovo, seca-se a casca em estufa à 65°C pôr um período de 48 horas, retira-se da estufa e aguarda-se 30 minutos até esfriar e adquirir a umidade ambiente para então ser pesada, dividindo-se o peso da casca seca pelo peso do ovo inteiro e multiplicando-se pôr 100 tem-se a percentagem de casca que, quanto maior, melhor será a sua qualidade. O ovo incubado proporciona todos os nutrientes necessários para o desenvolvimento do embrião. Como já se tem mencionado, o mau manejo das reprodutoras e dos ovos afeta a qualidade destes últimos. A casca contém milhares de poros, de diâmetro variável e distribuído em toda a superfície do ovo. As bactérias podem penetrar através de muitos desses poros. A


espessura da casca determina a longitude dos poros, é por isso que os ovos com casca grossa são mais resistentes à penetração bacteriana que aqueles com poros curtos, porque estas são mais delgadas (finas). Normalmente, a incidência de ovos contaminados aumenta a medida que o lote envelhece, isto é devido principalmente ao normal aumento do tamanho do ovo e por conseqüente piora da qualidade (afinamento) da casca. De todos os fatores possíveis que afetam a qualidade do ovo e por extensão a do pinto recém nascido, destaca-se a contaminação bacteriana. Os ovos podem aparentar limpos e ter na parte externa da casca uma alta quantidade de microorganismos, sobretudo se o ovo foi posto e permaneceu no piso (cama). Com a utilização dos ninhos mecânicos ou automáticos modernos, aqueles lotes mal manejados produzem muitos ovos no piso, que se contaminam e logo criam problemas durante a criação dos frangos, como o que foi descrito anteriormente. O ovo possui uma série de barreiras naturais que ajudam a reduzir a contaminação bacteriana. As barreiras naturais à contaminação do interior do ovo são: • A cutícula • A casca • As duas membranas da casca, a interna e a externa. • Os mecanismos químicos de defesa da albumina. A cutícula é uma capa de proteína depositada na superfície exterior da casca que ao fechar os poros, ajuda a prevenir a penetração das bactérias para o interior do ovo. A ausência parcial ou total da cutícula aumenta a permeabilidade do ovo a uma invasão bacteriana. A entrada de fungos para o interior do ovo é muito mais difícil, devido serem de maior tamanho; eles entram no ovo pelas rachaduras ou perfurações da casca. Dentre os fatores que propiciam a perda da cutícula entre outros estão: os hereditários, mecânicos (lavado e lixado), armazenamento prolongado, superfícies cobertas de material fecal e o aumento na temperatura de armazenamento dos ovos. Todas as barreiras descritas incluindo às das membranas internas da casca são barreiras físicas, sem nenhuma atividade química bactericida específica. A albumina do ovo possui ao menos duas substâncias de ação inibitória às bactérias. Como característica física, tanto o material da albumina como o da chalaza são viscosos ou densos por natureza, durante o armazenamento prolongado a albumina e a chalaza, que mantém a gema no meio do ovo, se tornam mais aquosos e frágeis respectivamente, a chalaza frágil permite o deslocamento da gema para um dos lados, facilitando assim a contaminação do exterior.


Tabela 2. Qualidade da casca e a penetração bacteriana.

Gravidade específica dos ovos

Qualidade de casca

% Penetração da casca > 30 min > 60 min > 24 hs

1.070 Má 34 41 54 1.080 Média 18 25 27 1.090 Boa 11 16 21

Fonte: Sauter, E.F., and C.F. Petersen, 1979. 4. A utilização de uma ração de pré-postura Na década de 70, a recomendação era fazer a troca de ração de recria (1% de cálcio) para ração de postura (3% de cálcio) quando o lote atingisse 5% de postura. Posteriormente esta prática foi totalmente condenada em função da elevada incidência de osteoporose em galinhas no início de postura, especialmente em poedeiras criadas nas gaiolas. Isto ocorre porque os folículos ovarianos se desenvolvem em “ninhadas”, e uma vez iniciada a postura, a ave põe uma série de ovos em dias consecutivos. Assim, quando um lote atinge 5% de postura, significa que 5% das aves já estão no pico de postura. Se estas não receberem cálcio suficiente, a reserva de cálcio depositada na região medular do osso (que é suficiente para a formação da casca de dois a três ovos) será toda consumida. Com isto, a galinha entra em estado de deficiência de cálcio, o que induz o aumento da produção de paratormônio, provocando a mobilização de cálcio da cortical do osso, levando a fragilidade óssea, dificultando a locomoção, diminuindo a ingestão de alimentos e a produção. No caso de aves em gaiolas, que não têm como fazer a reciclagem do cálcio, esta condição leva à inanição e morte. Quando as galinhas estão no chão, o grau de deficiência é menor, mas suficiente para comprometer a postura e a qualidade da casca e conseqüentemente a eclosão. 5. Relação da qualidade da casca e horário de fornecimento de ração Cave (1981) e Bootwalla et al. (1983) colocam em dúvida se o esquema de alimentação única pela manhã atende à demanda por nutrientes, especialmente no momento da formação da casca do ovo. Cave (1981), trabalhando com matrizes pesadas, constatou que a alimentação duas ou três vezes ao dia permitiu melhora no peso e na produção de ovos e maior eficiência na utilização do alimento. Farmer & Roland Sr (1983) e Bootwalla et al. (1989) relataram que os diferentes horários de alimentação influenciaram o ciclo de formação do ovo e os níveis de cálcio e fósforo do


sangue no momento da calcificação e que o horário de maior necessidade de cálcio, para a formação da casca do ovo, ocorreu no período noturno. No entanto, Brake (1988) observou que tanto a produção quanto o peso do ovo não foram influenciados pelo horário da alimentação. De acordo com Summers (1987) e Rutz (1992), o catabolismo do excesso de proteína em ácido úrico produz mais calor corporal, ocasionando estresse adicional ao das elevadas temperaturas. Aves alimentadas às 6h apresentaram maior incremento calórico cinco horas após a refeição que aquelas alimentadas às 14h (Wilson et al., 1989). Incremento calórico promove alta ofegação e perda de CO2, podendo tornar o problema ainda mais grave para as reprodutoras em virtude da temperatura ambiental. Como recursos para perda de calor ou redução da temperatura corporal surgem problemas na produção de ovos decorrentes da falta do CO2 na principal reação de formação do carbonato de cálcio, necessário para a calcificação da casca do ovo. 6. Idade da ave e qualidade de casca Apesar de não ser um fator nutricional, todos os artifícios usados para reduzir os efeitos da idade sobre a qualidade da casca estão direta ou indiretamente relacionados com a nutrição. A redução na qualidade da casca do ovo com a progressão da idade da ave é evidente e pode ser facilmente constatada em condições de campo. O tamanho do ovo aumenta com a idade da ave mais rapidamente do que o peso da casca e, conseqüentemente ocorre uma diminuição na espessura da casca e na porcentagem de casca em relação ao peso do ovo. Embora estas observações indiquem que a qualidade da casca do ovo da galinha velha pode ser melhorada controlando o tamanho do ovo, a correlação entre o peso do ovo e a resistência da casca é muito baixa. Teoricamente, o tamanho do ovo poderia ser diminuído através da redução dos níveis de acido linoléico e/ou de metionina na ração, porém antes de provocar uma redução expressiva no peso do ovo, esta prática provoca uma queda na postura. Os ovos postos por galinhas velhas têm a membrana externa (base orgânica da calcificação) com uma composição em aminoácidos distinta daqueles ovos produzidos por aves jovens. Esta desigual composição pode ser responsável por uma estrutura distinta e justificar as diferenças na qualidade das cascas. Além disso, tem sido demonstrado que as aves velhas, assim como aquelas que produzem ovos com casca de má qualidade, têm uma menor atividade da enzima anidrase carbônica, o que levaria a uma menor calcificação da casca do ovo.


A quantidade de cálcio depositada nos ovos permanece mais ou menos constante durante todo o ciclo de postura. Todavia, do início ao final do ciclo de postura, o ovo chega a aumentar até 40% do seu tamanho e por isto haverá menos cálcio por superfície de casca, o que resulta na redução da resistência da casca. Esta teoria pode ser contestada porque quando se compara ovos de mesmo tamanho, produzidos por galinhas jovens e velhas, aqueles originados de aves velhas têm uma menor resistência de casca. Mas, também se observa que os ovos quebrados, produzidos por galinhas velhas, pesam mais do que os ovos intactos produzidos por galinhas do mesmo lote. Por outro lado, tem sido demonstrado que a taxa de retenção do cálcio varia de acordo com a idade. Assim aves jovens têm uma taxa de retenção de aproximadamente de 60%, enquanto as aves mais velhas retêm apenas 40% do cálcio absorvido. As aves idosas possuem menor capacidade de absorção e de mobilização de cálcio ósseo. Com base nesta teoria é recomendado um aumento do nível cálcio e uma redução do nível de fósforo da ração no terço final do período de postura. Em galinhas velhas, há uma redução na capacidade de hidroxilização da vitamina D nos rins, o que poderia ser a causa da baixa qualidade da casca dos ovos de tais aves. A quantidade de 2200mg de vitamina D3/kg de ração é suficiente para se obter uma boa qualidade de casca. 7. Aspectos qualitativos Embora a literatura apresente uma diversidade de estudos relacionados à qualidade do ovo para o primeiro ciclo de postura, são escassas as informações para o segundo ciclo de produção. Uma outra séria dificuldade é a grande gama de medidas normalmente usadas para avaliar a qualidade da casca, levando, em todos os trabalhos, os pesquisadores a avaliarem todas elas, com demanda de tempo e dinheiro. Com isso, fica claro que a porcentagem de perda de ovos é a característica que melhor define o prejuízo do produtor em função da qualidade da casca. Os métodos utilizados para avaliar a qualidade da casca podem ser divididos um duas categorias: diretos e indiretos. Dentre os métodos mais comumente empregados, Baião e Cançado (1997) citam a espessura da casca (ESPC), a porcentagem da casca em relação ao peso do ovo (PERCC), e o peso da casca por unidade de superfície de área (PCSA), como métodos diretos, ao passo que o peso específico do ovo (PE) (Mountney e Vanderzant, 1957) é definido como método indireto.


7.1. Ovoscopia É utilizada a ovoscopia para verificar a integridade da casca, pois, algumas trincas não são observadas a olho nu, necessitando a ajuda de uma aparelhagem especifica, na figura 3, pode-se observar a foto de um ovoscopio.

Figura 3. Realização da ovoscopia. 7.2. Coloração da casca A coloração da casca do ovo é uma característica genética, determinada pela raça da ave. A cor da casca varia do branco ao marrom escuro. A cor da casca da ovo nada tem haver com a coloração. É importante ressaltar que do ponto de vista nutricional, não há diferença entre os ovos brancos e os vermelhos. Ambos são igualmente ricos em proteínas, vitaminas e sais minerais e contêm por volta de 220 miligramas de colesterol.

Figura 2. Ovos vermelhos (Créditos: http:// www.ovoglobo.com.br).


8. Conclusões A qualidade das cascas de ovos de matrizes pesadas é dada por uma série de fatores: genética, nutrição e manejo. Ao adquirir um lote com uma boa genética e fornecendo uma ração de qualidade que atenda as exigências nutricionais desses animais é necessário adotar cuidados para garantir a qualidade da casca desse lote, tais como: 1. Manter o material do ninho e os ninhos limpos, evitando que as galinhas

permaneçam em seu interior durante a noite. 2. Realizar a coleta freqüentemente para desinfetar e colocar os ovos no

ambiente refrigerado. Quando se usam ninhos convencionais é um erro limitar a coleta a só três vezes ao dia.

3. Os ninhos mecânicos se limpam somente à seco, mediante o uso de aspiradores ou ventiladores, sobretudo aqueles instalados em aviários com piso de terra. Sugere-se recolher os ovos freqüentemente, freqüência que depende do número de ovos produzidos por dia. Por exemplo, no pico de produção será uma coleta quase constante durante a manhã e uma a vez a mais a tarde.

4. Quando se usam ninhos convencionais, além da mudança freqüente do material de ninho, alguns agregam escamas de paraformaldeído para reduzir a contaminação, isto se inicia depois das 35 semanas de idade.

5. Deve-se evitar colocar os ovos em contato com o água não tratada ou contaminada. Da mesma maneira o manejo térmico na granja, veículo de transporte e locais de armazenagem devem impedir a condensação de água (sudação) na superfície das cascas, porque com isto se aumenta os riscos de penetração bacteriana.

6. Não utilizar lixas ou material abrasivo para limpar os ovos, esta prática vão contra as defesas naturais do ovo.

7. Trate quimicamente e desinfete os ovos imediatamente depois da coleta. 9. Referências bibliogáficas 1. ANDERSON, C.B.; CARTER, T.C. The hens eggs: shell crackage at impact on a

heavy, stiff body and factors that affect it. British Poultry Science, Edinburg, v.17, n.6, p.613-626, Nov. 1976.

2. BAIÃO, N.C., CANÇADO, S.V. Fatores que afetam a qualidade da casca do ovo. Caderno Técnico da Escola de Veterinária UFMG, Belo Horizonte, n.21, p.43-59, 1997.


3. BRAKE, J. Relationship of time and strain to egg shell quality and hatchability in

broiler breeders. Poultry Science, v.67, n.4, p.538-543, 1988. 4. BOOTWALLA, S.M.; WILSON, H.R.; HARMS, R.H. Performance of broiler

breeders on different feeding systems. Poultry Science, v.62, n.12, p.2321-2325, 1983.

5. BOOTWALLA, S.M.; WILSON, H.R.; HARMS, R.H. Plasma calcium and phosphorus levels of broiler breeders with different feeding schedules. Poultry Science, v.39, n.2, p.391-398, 1989.

6. CAMPOS, E.J., SOARES, N.M.; GAMA, J.R.Q.; BAIÃO, N.C. Danos sofridos pela casca durante o manuseio dos ovos de consumo. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE AVICULTURA, 7., 1981, Recife. Anais... Recife: UBA, 1981. v.1, p.94-105.

7. CAVE, N.A. Effect of diurnal programs of nutrient intake on performance of broiler breeder hens. Poultry Science, v.60, n.6, p.1287-1292, 1981.

8. DEEMING, D.C. Large eggs: an incubation challenge. Poultry International, n.35, p.50-54, 1966.

9. FARMER, M.; ROLAND SR, D.A. Calcium metabolism in broiler breeder hens. 2.The influence of the time of feeding on calcium status of the digestive system and eggshell quality in broiler breeders. Poultry Science, v.62, n.3, p.465-471, 1983.

10. MACARI, M.; MENDES, A.A. Manejo de matrizes de corte. Campinas: FACTA, 2005. 428 p.

11. MOUNTNEY, G.J.; VANDERZANT, C. Relationship of selected egg quality measurements. Poultry Science, Champaign , v.36, n.4, p.908-913, 1957.

12. ROLAND Sr., D.A. Recent developments in egg shell quality. Feed Stuffs, Minneapolis, v.48, n.29, .31, 1976.

13. RUTZ, F. Efeito da alimentação e nutrição da matriz sobre a qualidade dos pintos. In: MINI-SIMPÓSIO COLÉGIO BRASILEIRO DE NUTRIÇÃO ANIMAL, 7., 1992, Campinas. Anais... Campinas: Colégio Brasileiro de Nutrição Animal, 1992. p.39-56.

14. SUMMERS, J.D. Feeding and management of broiler breeders. In: CONGRESSO LATINOAMERICANO DE AVICULTURA, 10., 1987, Buenos Aires. Proceedings... Buenos Aires: ALA/CAPIA, 1987, p.29-37.

15. WASYLISHEN, T.F. Egg quality. Canadian Poultry, v.63, n.6, p.14, 1976. 16. WILSON, H.R.; MATHER, F.B.; BRIGMON, R.L. et al. Feeding time and

temperature interactions in broiler breeders. Poultry Science, v.68, n.5, p.608-616, 1989.

CHAPTER 8

Residuos de incubatório: Disposição e aproveitamento

1. Introdução A avicultura industrial é uma das atividades agrícolas mais desenvolvidas no mundo. Impulsionada, sobretudo, pela necessidade de utilização de proteína de origem animal na dieta humana, a produção avícola no Brasil representa uma das mais importantes cadeias produtivas (Figueiredo, 2001, citado por Nunes, 2005). O incubatório é a unidade produtiva na avicultura responsável pela incubação, ou seja, onde ocorre o desenvolvimento embrionário dos ovos férteis. No processo de incubação ocorrem perdas, estas constituem os resíduos de incubatório, e são basicamente de cascas de ovos, ovos não eclodidos, ovos inférteis, pintainhos mortos, pintainhos com má formação; além disso, se for um incubatório de postura, os pintos machos também são considerados resíduos de incubatório. Para que o setor mantenha adequado desempenho, é preciso investir em produtividade a redução de custo, além disso, é necessária atenção especial à questão ambiental, estacando-se a importância do aproveitamento dos resíduos da indústria avícola (Nunes, 2005). O manejo de resíduos de incubatório é de grande interesse para a indústria avícola, uma vez que tais resíduos possuem um elevado poder poluente, bem como um alto custo para a remoção e destinação final. Esse tipo de subproduto avícola é motivo de preocupação de diferentes órgãos nacionais e internacionais ligados ao meio ambiente, à saúde e bem-estar da população, com relação ao melhor destino a que esse material possa ser submetido. Os resíduos podem representar fontes de infecção, tais como, onfalites, salmonelas, pseudomonas, colibacilose, entre outras. Produzem odores indesejáveis; favorecem o desenvolvimento de insetos, vermes e roedores; criam um ambiente incômodo para o trabalho. Em virtude dessas condições, segundo Nunes (1998), há necessidade de estabelecer conhecimentos cada vez mais sólidos sobre a biossegurança dos métodos ou processos que propõem eliminar ou aproveitar os resíduos, reduzindo o impacto ambiental, que é representado pelo descarte desses


resíduos mediante o uso de métodos e técnicas não adequadas. Um processamento que visa a redução de sua carga poluente, dos microorganismos patogênicos e o estabelecimento de critérios de utilização seguros e eficientes é essencial para a manutenção e o crescimento da avicultura como atividade econômica. Manejar e dar um destino economicamente viável aos resíduos de incubatórios é considerado um problema para a indústria avícola, pois o material é de difícil processamento e armazenagem devido ao seu alto teor de umidade e a facilidade em se decompor causando odores muito desagradáveis (Mauldin, 1998). A situação se torna cada vez mais grave, visto que a produção intensiva a que está submetida a avicultura trouxe como conseqüência um aumento no volume de resíduos, que necessariamente devem ser reutilizados ou descartados de forma adequada. Nesse sentido, com o aumento do volume de produção dos incubatórios, aumentou também o impacto ambiental criado pelo destino dos resíduos, bem como pressões ambientalistas que culminaram em exigências legais de tratar ou reciclar os resíduos em países desenvolvidos. Em países onde normas ambientalistas são mais rígidas e a cultura de reaproveitamento de resíduos é mais forte, as pesquisas e tecnologias para aproveitamento deste material estão mais avançadas. Apesar do alto grau de desenvolvimento da avicultura nacional, bem como de nosso elevado volume de produção que resulta em uma imensa quantidade destes resíduos, poucas são as pesquisas realizadas e informações disponíveis. 2. Resíduos No processo de incubação, ocorrem perdas de 8% a 12% dos ovos, gerando uma quantidade significativa de resíduos (Nunes, 1998), que, por serem poluentes e contaminarem a água, o solo e o ar, tornaram-se grande preocupação das organizações ambientais. Sendo então esses resíduos (ovos inférteis, não eclodidos, pintinhos mortos ou refugos e cascas pós eclosão) descartados diretos em aterros sanitários ou eventualmente processados em dessecadores próximos ou no próprio incubatório. Uma das razões para esse processamento acelerado dos resíduos é sua alta perecibilidade e dificuldade de estocagem. Estima-se que a cada 68.000 ovos incubados destinados à produção de frango de corte, gera-se 1 tonelada de resíduo, portanto, no ano de 2005 produziu-se, aproximadamente, 77.000 toneladas de resíduo incubatório no estado de São Paulo. A composição bromatológica da farinha de resíduo de incubatório varia com a maior ou menor inclusão de casca de ovos. Quando a eclodibilidade é

Residuos de incubatório: Disposição e aproveitamento 141

alta, apresenta menor valor de proteína bruta e alta de cálcio. Nunes (2005) encontrou 26,05% de proteína bruta, 12,26% de extrato etéreo, 54,84% de matéria mineral, 24,72% de cálcio e 0,31% de fósforo, em resíduos por ele analisados. A inadequada deposição dos resíduos sólidos pode acarretar problemas ambientais provocando contaminação dos lençóis freáticos. Segundo a Lei no 12.300 é proibida a utilização de resíduos sólidos “in natura” como insumo agrícola. Uma das formas de aproveitamento desses resíduos é o seu processamento, que origina subprodutos, como as farinhas de vísceras, de penas, de carne e ossos e de resíduo de incubatório, que podem ser utilizados na alimentação animal. 3. Produção de resíduo de incubatório Podemos ter uma excelente noção do volume de resíduos que os diferentes tipos de incubatórios produzem. O primeiro exemplo é com o resíduo de incubatório de matrizes de corte e, o segundo exemplo é com resíduos produzidos por incubatórios de poedeiras comerciais: Cálculos da produção por matrizes: 1. Resíduos de 100 ovos de matrizes de corte (60 g de peso) 85 % de eclosão (5 g de casca)..........................................................425 g 10% de ovos não eclodidos e refugos (43 g).....................................430 g 5% de ovos inférteis (54 g)................................................................270 g TOTAL.............................................................................................1125 g Considerando um incubatório de 300.000 pintos/dia = 3,375 ton. /dia 2. Resíduos de 100 ovos de matrizes de poedeira comercial (60 g de peso) 90% de eclosão (5 g de casca)...........................................................450 g 7% de ovos não eclodidos e refugos (43 g).......................................301 g 3% de ovos inférteis (54 g)................................................................162 g Subtotal...............................................................................................913 g 45% de machos (37 g)......................................................................1665 g TOTAL.............................................................................................2578 g Considerando um incubatório de 300.000 pintos/sem = 7,734 ton. /sem 4. Destino dos resíduos de incubatório 4.1. Aterro A disposição dos resíduos de incubatório em aterros é o método mais comum de destino de resíduos, bem como é o mais barato, porém, não


permite a otimização da reciclagem dos nutrientes dos resíduos, e é considerada uma prática perigosa quanto à biosseguridade do incubatório. Além disso, devido às leis de proteção ambiental este método tem sido bastante condenado uma vez que pode contaminar aos lençóis freáticos. Também existem preocupações ambientais devido à produção de metano, gás carbônico e outras substâncias químicas orgânicas voláteis. Em países desenvolvidos existem rigorosos padrões de monitoramento, e é esperado que essa prática seja cada vez menos usada no futuro. O custo de aterramento variará de acordo com a proximidade e disponibilidade dos aterros sanitários. 4.2. Incineração Incineração não é uma opção muito desejável, apesar de bastante utilizada. Nos resíduos de incubatório, a maioria dos componentes não é orgânica e apresentam baixos valores caloríficos, fazendo o material menos atraente como uma fonte de energia. Os custos são elevados e há emissão de gases poluentes. Para maximizar as oportunidades de reciclagem para casca de ovo, o material deveria ser incinerado e separado de outros resíduos. Procedendo dessa forma, o conteúdo de cálcio/magnésio das cascas é convertido em óxido de cálcio/magnésio que pode ser usado na calagem do solo. 4.3. Fermentação Fermentação é um método destinado para preservar uma variedade de produtos, baseando-se na utilização de espécies bacterianas que exibem produção de ácidos orgânicos. Foi provado que fermentação com Lactobacilos é um processo seguro e conveniente, onde podem ser armazenados resíduos por períodos prolongados antes destes, serem processados para outros fins. Nessa prática, utiliza-se uma cultura ativa, provendo um ambiente anaeróbico, e a adição de uma fonte de carboidrato satisfatória, a fermentação através de bactérias produtoras de ácido-láctico leva à formação de ácidos orgânicos que abaixam o pH, inibindo assim o crescimento de bactérias prejudiciais e possibilitando a preservação da maioria dos subprodutos adequadamente. Os resíduos de incubatório deterioram rapidamente e devem ser reaproveitados imediatamente ou desidratados a uma forma estável. A preservação através de fermentação poderia ser uma solução para este problema; permitindo que os incubatórios acumulem uma grande quantidade do subproduto, otimizando o transporte e o processamento deste material. Resultados indicam que a fermentação de subprodutos de incubatório pode ser uma alternativa viável comparada às demais práticas de manipulação de


resíduos, podendo ser mais barato que o aterramento, além de gerar um material que pode ser reutilizado na alimentação avícola e mais biosseguro. 4.4. Estabilização em lagoas de decantação Exige um custo elevado de implantação, pois além das obras de terraplanagem, o fundo da lagoa deve ser preferencialmente cimentado para evitar infiltrações e contaminação dos recursos hídricos próximos; exige também um alto volume de água (cerca de 1,25 l por ovo). 4.5. Compostagem A compostagem de subprodutos de incubatório com outros componentes orgânicos pode ser realizada com sucesso. A compostagem para aplicação como fertilizante nem sempre é bem aceita entre os agricultores além de ser considerado um desperdício de nutrientes, mas, se devidamente processado pode ser utilizado na alimentação animal, sendo uma excelente fonte de cálcio e proteína animal. As exigências seguintes devem ser satisfeitas para se assegurar um processo de compostagem eficiente: • Mistura de nutrientes relação carbono:nitrogênio (C:N) variando de

20:1 a 35:l, é importante para as bactérias processarem os materiais orgânicos no composto.

• Umidade uma variação de 40 a 60% é desejável para maximizar a atividade microbiana no processamento do material orgânico do composto. Se o material estiver mais molhado ou seco, o processo não operará eficientemente.

• Oxigênio compostagem é um processo aeróbio. Os níveis de oxigênio não deveriam ser menores que 5%, ou odores desagradáveis podem desenvolver. A viragem do composto é importante.

• Temperatura quando são atendidas as relações de C:N, umidade, e exigências de oxigênio corretamente, as bactérias aeróbias termofílicas provocarão o aquecimento da massa a temperaturas acima de 54ºC.

• pH quando são atendidas as relações de C:N, umidade, e exigências de oxigênio corretamente, o pH se situa próximo ao ideal. Para melhor compostagem, um pH variando de 6,5 a 7,2 é o aceitável. Se o pH exceder 8, a produção de amônia e outros odores pode ser problemático.

Uma receita de compostagem simples inclui uma parte de cepilhos de madeira de uma parte de subproduto de incubatório. Água deve ser adicionada adequadamente para manter níveis desejáveis de umidade. A


mistura do composto freqüentemente deve ser virada durante as primeiras quatro semanas do ciclo de compostagem (a cada 2 ou 3 dias), posteriormente, tornando menos freqüente. O ciclo deve estar completo dentro de 45 dias. Há a morte de agentes patogênicos se a temperatura do composto ficar em pelo menos 54ºC por três dias consecutivos. A composição aproximada deste composto seria em torno de 1% de nitrogênio, 2,5% de fósforo, 0,25% de potássio na base de matéria seca. Adicionalmente, é encontrada uma concentração de cálcio (CaCO3) em cerca de 60% e toda uma gama de micronutrientes. 4.6. Aplicação no solo A aplicação dos resíduos de incubatórios no solo pode ser considerada uma prática satisfatória, sendo um dos métodos mais difundidos nos EUA. O conteúdo de minerais e material orgânico do resíduo favorece o enriquecimento do solo, funcionando como adubo. A taxa de aplicação do resíduo deve levar em consideração a composição inicial do solo e a exigência em nutrientes da espécie de vegetal a ser cultivado. De acordo com Perdomo, (1998) quando os resíduos são aplicados corretamente, produzem resultados eficientes, mas se a taxa de aplicação superar a capacidade de retenção do solo e as exigências da cultura pode levar a concentrações elevadas de elementos tóxicos aos vegetais, reduzir a disponibilidade de fósforo, destruir os recursos hídricos ou levar à formação de nitritos e nitratos, ambos considerados cancerígenos. O custo referente ao trabalho e equipamentos para aplicação do material no solo pode ser economicamente viável devido à redução dos custos com fertilizantes (depende da situação de cada propriedade, distância do resíduo, custo de transporte, máquinas, etc). Porém, a natureza física dos resíduos das cascas de ovos (fragmentos grandes de cascas) e o odor desagradável, principalmente nos meses mais quentes, são pontos negativos encontrados neste processo. Para redução do odor é recomendada a incorporação do resíduo na terra com o uso de discos de gradagem. Idealmente, o resíduo deveria ser seco e finamente moído para ser usado como uma fonte de cálcio na agricultura. Alguma forma de tratamento térmico é necessária para garantir a morte de patógenos. Kobashigawa E. et.al (2006) em estudo realizado analisaram quais os destinos dados aos resíduos de incubatórios no Estado de São Paulo, concluíram que as empresas ainda não se adequaram à legislação vigente e, portanto, além de estarem incorrendo em riscos de fiscalização, estão deixando de aproveitar eventuais benefícios econômicos de um uso mais racional desses resíduos.


Resultados da pesquisa realizada junto aos incubatórios


5. Aproveitamento dos resíduos de incubatório Para reutilização dos resíduos de incubatório uma das alternativas é a transformação destes em alimentos de qualidade conhecida, podendo resolver não somente o problema dos incubatórios, quanto ao descarte desse material, mas principalmente tornar disponível uma nova fonte de proteína e cálcio. Mas ainda, não são muito claras as informações referentes aos valores nutricionais de farinhas de resíduos de incubatório; e segundo VANDEPOPULIERE (1977) há uma variação na composição química e no aspecto relacionada a presença de agentes patogênicos potencialmente prejudiciais à saúde humana e dos animais. Os resíduos podem ser processados em ingredientes para a alimentação de acordo com os seguintes processos: a) Rendering (transformação): processo muito corrosivo com um alto custo

para manutenção do equipamento. Foram encontrados bons resultados com o alimento obtido como ingrediente de rações avícolas.

b) Desidratação: requer um filtro de ar de alta potência para diminuir a produção de odores indesejáveis. O custo de manutenção de equipamento pode ser mais baixo do que no processo de “rendering”. Foram achados resultados favoráveis em testes nutricionais usando o alimento desidratado como parte de dietas avícolas.

c) Extrusão: A fricção é requerida para produzir elevadas temperaturas no extruder, podendo assim, destruir possíveis patógenos. Neste processo, algum ingrediente como farelo de soja é utilizado para reduzir o conteúdo de umidade do resíduo de incubatório, e para produzir a fricção necessária para o correto funcionamento do processo. Este produto também foi testado com sucesso na alimentação de aves. A extrusão é um dos processos mais utilizados, pois ajuda a reduzir a umidade do resíduo e, desta forma, facilita seu manuseio e armazenamento.

d) Separação por giro: os resíduos são coletados e girados em alta velocidade, o conteúdo líquido (cerca de 50% do total) é utilizado como ingrediente em rações para cães e gatos. Contudo, as cascas dos ovos permanecem e devem ser destinadas a outro fim.

5.1. Qualidade e composição química dos resíduos de incubatório A composição química de farinha de resíduos de incubatório é variável, sendo dependente do tratamento que a mesma será submetida e de que tipo de resíduo é constituída esta farinha. De acordo com Vanderpopuliere (1977), a alta umidade (65-70%) dos resíduos propicia o crescimento de


microorganismos, devendo-se então submetê-los a desidratação e a um tratamento térmico para destruir possíveis patógenos, evitar problemas com insetos, além de facilitar o manejo deste ingrediente. Vários estudos foram desenvolvidos para processar estes resíduos de forma a obter um material de boa qualidade. Froning e Bergquist (1990) avaliaram o uso de conservantes, como o cloreto de sódio e o propionato de cálcio, para eliminar os patógenos presentes nos resíduos, mas estes não se mostraram eficientes. Posteriormente estes autores submeteram os resíduos a uma pasteurização com ar quente, mas este sistema não eliminou totalmente os patógenos do gênero Salmonella. Em outro teste, os autores avaliaram como os resíduos respondiam à peletização, e verificaram que este processo era inviável, em virtude dos problemas de equipamentos. Finalmente, estudaram a utilização da tecnologia de extrusão, e após vários estudos concluíram que este sistema tem potencial para ser utilizado. Após uma série de ensaios, Froning e Bergquist (1990) determinaram que a melhor combinação de ingredientes para extrusão foi de 70% de cascas moídas após centrifugação, para retirada do albúmen aderente, 8% de albúmen, 5% de milho, 17% de farelo de soja e 0,15% de ácido propiônico. Após extrusão foi avaliada a composição química deste material, observando que ele possuía 9,23% de umidade, 0,70% de extrato etéreo, 13,9% de proteína bruta, 10,44% de proteína digestível, 34, 8% de extrato não nitrogenado, 37,43% de cinzas, 23,95% de cálcio e 0,24% de fósforo. Também avaliando o processo de extrusão para reduzir a umidade e o nível de bactérias e para melhorar a estabilidade dos resíduos de incubatório, Miller (1984), verificou que após extrusar uma mistura de 75% de milho com 25% de resíduo de incubatório o material obtido possuía 10,4 de umidade; 7,1% de cinzas; 13,6% de proteína bruta, 2,2% de gordura, 2,7% de fibra bruta; 64% de extrato não nitrogenado; 66,7% de carboidratos; 1,6% de cálcio. A avaliação microbiológica do extrusado mostrou a presença de coliformes e leveduras (<10/g cada), e fungos (20/g), contudo não foi detectada a presença de Salmonella. Deshmukh e Patterson (1997), estudaram a preservação de resíduos de incubatório por processos fermentativos, submetendo uma mistura de 60% de embriões mortos e pintos refugos com 40% de casca de ovos à fermentação com 0,2% de uma cultura líquida para fermentação e 15 e 16,66% respectivamente, de uma fonte de carboidratos. Após 21 dias, o material foi extrusado e o produto resultante continha níveis de PB de 47,4 e 33,1% respectivamente. Estes farelos foram adicionados, em uma ração à base de milho e soja em dois níveis de inclusão, com composição nutricional semelhante, tendo estas rações sido utilizadas num período de seis semanas na alimentação de frangos de corte. Não foram observadas diferenças


significativas entre as dietas, quanto ao ganho de peso, consumo de ração, conversão alimentar e à qualidade de carcaça. Walton, 1973 estudou a composição de casas de ovos com albúmen aderido e a composição deste material depois de centrifugado ou lavado (Tabela 1). Vandepopuliere et al. (1977), avaliaram duas farinhas de resíduos de incubatórios diferentes, sendo uma oriunda de incubatório de matrizes de frangos de corte e outra proveniente de incubatório de matrizes de aves de postura. Pela análise da composição aminoacídica de cada farinha (Tabela 2) pode ser notada a diferença em composição químicas entre os resíduos de incubatório. Observando as duas tabelas (1 e 2) nota-se que há diferença na composição química destes materiais, evidenciando assim que cada resíduo tem uma composição diferenciada, portanto o seu valor nutricional é variável. A composição centesimal do resíduo de incubatório pode variar de acordo com o tratamento que o resíduo irá sofrer (Tabela 3). Vandepopuliere (1976) relatou que, nos trabalhos desenvolvidos na Universidade do Missouri, os resíduos de incubatório submetidos à desidratação, por aplicação de calor seco, produziram farinha com uma composição adequada, mas que é bastante variável em função da percentagem de eclodibilidade do incubatório,

Tabela 1. Composição de três tipos de farinhas de casca de ovos.

Nutriente Com albúmen aderido %

Material centrifugado %

Material lavado %

Proteína Bruta 7,56 5,31 5,15 Gordura 0,24 0,30 0,05 Umidade 29,10 16,20 5,15 Cinzas 91,10 94,20 95,40 CACO3 90,90 91,80 93,10 Cálcio 36,40 36,70 37,30 Fósforo 0,1160 0,1040 0,1170 Potássio 0,0970 0,0720 0,0680 Sódio 0,1520 0,1260 0,1150 Enxofre 0,0910 0,0870 0,0430 Treonina 0,47 0,30 0,29 Ácido glutâmico 1,26 0,76 0,67 Glicina 0,51 0,38 0,35 Valina 0,54 0,32 0,29 Metionina 0,28 0,19 0,16 Isoleucina 0,34 0,19 0,15 Tirosina 0,25 0,15 0,12 Lisina 0,37 0,20 0,20 Arginina 0,54 0,38 0,37

Dados expressos com base na MS Fonte: Walton (1973)


Tabela 2. Composição proximal de dois tipos de farinha de resíduos de incubatório.

Nutriente Farinha de resíduos de incubatório % Frangos de corte Poedeiras Umidade 65.00 71.00 Proteína bruta 22.20 32.30 Cálcio 24.60 17.20 Fósforo 0.33 0.60 Gordura 9.90 18.00 Treonina 0.88 1.27 Ácido Glutâmico 3.34 5.15 Glicina 1.48 2.46 Valina 1.39 2.07 Metionina 0.62 0.77 Isoleucina 1.22 1.70 Lisina 1.16 1.83 Arginina 1.59 2.35 Total de aminoácidos 21.79 33.67

Fonte: Vandepopuliere et al. (1977) Tabela 3. Composição de alguns produtos de processamento de resíduo de incubatório e resíduo integral.

Froning e Bergquist (1990)1

Miller (1994)2

FAO (1998)3

FAO (1998)4

Embrapa (1991)5

Umidade % 9,23 10,4 6,3 1,2 3,95

Proteína bruta % 13,09 13,6 37,2 51,0 28,29

Cálcio % 23,95 1,6 22,0 - 19,05

Fósforo % 0,24 - 0,52 - 0,53

Gordura % 0,7 2,2 21,7 40,3 13,64

Cinzas % 37,43 7,1 36,0 2,5 53,27

ENN % 34,08 6,4 5,1 6,2 -

1 – resíduo de cascas de ovos, albúmen, milho, farelo de soja e ácido propiônico; 2 – resíduo de incubatório e milho (1:3); 3 - farinha integral de resíduo de incubatório; 4 – farinha de resíduo sem casca; e 5- casca de ovos e ovos não eclodidos, sofrendo cocção sob pressão.

devendo-se ressaltar que, quando a eclodibilidade é elevada, a farinha obtida apresenta reduzido nível de proteína e alto nível de cálcio, ocorrendo o inverso quando a eclodibilidade é baixa. A composição química das farinhas de resíduos de incubatório possui qualidade equivalente a outras farinhas de subprodutos avícolas, embora apresente menores valores de energia metabolizável e tenha pequenas


Tabela 4. Composição de subprodutos avícolas e de ingredientes normalmente adicionado nas rações.

Farinha de resíduo de

incubatório1

Farinha de penas

hidrolizada2

Farinha de sangue de aves2

Farinha de vísceras e penas2

Farelo de

soja2

Milhogrão2

Proteína bruta 26,0 84,37 78,40 65,90 45,54 8,57 Gordura 11,4 4,32 0,42 13,63 1,38 3,46 EM Kcal/kg 1710 2734 2864 3275 2266 3371 Cinzas 33,74 1,80 3,26 5,91 6,64 1,28 Cálcio 20,60 0,35 0,30 1,58 0,32 0,03 P disponível 0,49 0,67 0,24 1,02 0,19 0,08 Lisina 4,1 2,19 7,04 2,44 2,78 0,25 Met + Cis 3,0 3,96 1,89 2,94 1,27 0,37 Triptofano 1,3 0,49 1,60 0,50 0,65 0,06 Treonina 3,4 3,86 3,87 2,96 1,78 0,33 Arginina 4,8 5,40 3,48 4,51 3,33 0,40 Isoleucina 3,6 3,98 0,74 3,15 2,11 0,29 Valina 5,0 5,90 6,94 4,25 2,13 0,40 1 Fonte: Wisman (1964) 2 Fonte: Rostagno et al. (2005)

deficiências em fornecer aminoácidos adequadamente. Contudo, há uma considerável variação na composição química quando comparada aos ingredientes normalmente utilizados em dietas avícolas; como pode ser observado na Tabela 4. Os principais fatores limitantes para uso das farinhas de resíduo de incubatório em níveis elevados são o seu alto teor de cinzas e cálcio e baixo teor em fósforo. 5.2. Benefícios da utilização dos resíduos de incubatório Vários trabalhos científicos atestam que é viável a utilização da farinha de casca de ovos em substituição a outras fontes de cálcio na alimentação das aves. A inclusão deste ingrediente em rações só faz sentido se for para suprir as exigências de cálcio, não havendo vantagem em utilizar níveis mais elevados (Baker e Balch, 1962). A viabilidade econômica depende do seu preço de mercado. Entretanto, deve ser assegurada a qualidade microbiológica do material. De acordo com Vanderpopuliere et al. (1975), a farinha de casca de ovo é rica em cálcio e contém proteínas provenientes dos resíduos de albúmen, membrana da casca e matriz da casca que podem ser metabolizadas pelas aves. Arvat e Hinners (1973) testaram o uso de cascas de ovos secas, calcário e farinha de ostras como fonte de cálcio em rações de poedeiras onde foi


Tabela 5. Efeito da dieta com resíduo de casca de ovo como fonte de cálcio no desempenho de poedeiras de 27 a 51 semanas de idade.

Tratamentos (%)

Produção de ovos (%/ ave-dia)

Consumo/massa de ovo (g)

Peso do ovo seco (g)

Gravidade Específica

0 75,4 2,47 5,79 1,0821 1,75 75,8 2,51 5,68 1,0833 3,5 74,6 2,49 5,93 1,0840 7,0 75,1 2,62 5,85 1,0836 Médias na mesma coluna não diferiram significativamente (P<0,05). Adaptado de SIM et al. (1983).

avaliado o percentual de postura, qualidade dos ovos (espessura da casca, altura de albúmen) e período de produção. Os autores não observaram diferenças significativas entre as fontes de cálcio para qualidade dos ovos e percentual de postura, mas houve diferença entre as fontes para período de produção. SIM et al. (1983), incorporando a farinha de casca de ovos nos níveis de 0; 1,75; 3,5 e 7,0% em substituição ao calcário na dieta de poedeiras com 27 a 51 semanas e com 67 a 91 semanas de idade, avaliaram a produção de ovos, consumo alimentar, conversão alimentar (consumo/ massa de ovo) e qualidade das características do ovo (pesos do ovo, gema, albúmen, casca e gravidade específica). Esses autores não observaram diferença (P>0,05) em nenhum dos parâmetros entre os animais dos tratamentos e entre os animais dos tratamentos e o grupo controle, para poedeiras de 27 a 51 semanas de idade (Tabela 5). Em contraste, os tratamentos com poedeiras de 67 a 91 semanas tiveram aumento na produção de ovos e melhora na utilização alimentar (consumo de alimento/massa de ovo). Estes parâmetros foram significativamente melhores quando o calcário foi completamente substituído por farinha de casca de ovo. Também foi observado um aumento progressivo na produção de ovos com o aumento gradual de resíduos na dieta (tabela 6). Estes resultados indicam que resíduos de casca de ovos para poedeiras no período de 27 a 51 semanas têm efeitos iguais ao calcário, e para poedeiras de 67 a 91 semanas foi observada uma melhora na eficiência alimentar e na produção de ovos comparada com a dieta controle; de acordo com os autores, este fato pode ser atribuído possivelmente por ser os resíduos de casca de ovo mais facilmente digerido e absorvido do que o calcário. WISMAN e BEANE (1965) verificando os níveis de inclusão da farinha de resíduos de incubatório (26% de PB) em rações de poedeiras, adicionaram esta farinha nos níveis 5, 10 e 15%, e não observaram efeito dos níveis de


Tabela 6. Influência da dieta com resíduo de casca de ovo na produção de ovos, conversão alimentar e qualidade do ovo e da casca de ovos de poedeiras no período de 67 a 91 semanas de idade.

Suplementação com resíduo de casca de ovos Parâmetros 0% 1,75% 3,5% 7,0% MP de ovo (%/ave-dia)* 56,0a 57,0a 59,9ab 62,2b Consumo (g/ave-dia) 124,3a 122,8a 125,5a 124,8a Peso de ovo médio (g) 67,7a 68,3a 68,5a 68,4a Consumo/massa de ovo (g/g)** 3,35a 3,20ab 3,12b 2,95b Peso da gema (g) 19,1 3a 18,90a 18,73a 19,04a Peso do albúmen (g) 44,19a 42,38a 41,45a 43,52a Peso da casca (g) 5,92a 5,94a 5,86a 6,06a Gravidade específica 1,0825a 1,0818a 1,0822a 1,0820a Média final de peso vivo (Kg) 2,009a 1,957a 1,945a 1,949a

a,bMédias seguidas pela mesma letra na linha, não diferem (**P<0,01) e (*P<0,05). MP: média de produção. Adaptado de SIM et al. (1983).

Tabela 7. Efeito dos níveis de inclusão de resíduo de incubatório no desempenho de poedeiras.

Nível de inclusão(%)

Produção (%)

Peso do Ovo (g)

Conversão alimentar (kg ração/dz ovos)

Gravidade específica

Controle 73,9 59,6 1,630 1.086 5 75,0 58,5 1,544 1.084 10 73,5 59,9 1,666 1.086 15 74,2 60,0 1,648 1.085

Adaptado de: WISMAN e BEANE (1965). inclusão da farinha entre os tratamentos, sendo assim, concluíram que a adição de 15% de farinha de subprodutos de incubatório pode ser incorporado nas rações sem afetar a performance das poedeiras (Tabela 7). KEMPSTER (1945) alimentou galinhas com resíduos de incubatório desidratado, utilizando níveis de 3 e 6% da dieta total em substituição a farinha de carne e não observou diferença significativa a oito semanas de idade. Aves alimentadas com dietas contendo resíduos de incubatório tiveram uma eficiência alimentar levemente inferior, isto provavelmente é devido a o alto conteúdo de cinzas (57%) dos resíduos secos. Este mesmo autor usando resíduos de incubatório em frangos de corte, em quantidades limitadas pelo conteúdo de cálcio deste material, não observou diferença no consumo de ração e conversão alimentar. VANDEPOPULIERE et al. (1977), verificaram a inclusão de 16% de FMP e FMC em substituição ao farelo de soja em dietas de poedeiras, e


Tabela 8. Desempenho de poedeiras alimentadas com subprodutos de farinha de resíduos de ovos de matrizes de frango de corte (FMC) e de resíduos de matrizes de poedeiras (FMP).

Dieta Produção de ovo

(%)

Consumo de ração (g/dia)

CA (g/g ovo)

PO (g)

PV (g)

GE EC (mm)

Controle 85,3 111,7 2,30 58,4b 1712 1,087b 3,34 FMC (16) 86,5 113,9 2,28 59,2a 1735 1,089a 3,41 FMP (16) 85,4 112,2 2,30 57,9b 1733 1,087b 3,35

a,bMédias na mesma coluna com letras diferentes diferem (P<0,05). Número entre parênteses referem a porcentagem dos subprodutos na dieta. CA: conversão alimentar; PO: peso do ovo; PV: peso vivo; GE: gravidade específica; EC: espessura da casca. Adaptado de: VANDEPOPULIERE et al. (1977).

observaram que o peso do ovo e a gravidade específica foram maiores (P<0,05) para as poedeiras alimentadas com FMC em relação ao controle. Não foram observadas diferenças (P<0,05) entre a porcentagem de produção de ovos, consumo de ração, conversão alimentar, resistência à quebra da casca e peso vivo final (Tabela 8). Os autores concluíram que é possível a inclusão de até 16% destes ingredientes em dietas de poedeiras sem influências negativas sobre o desempenho, ocorrendo apenas pequenas alterações na qualidade do ovo. 5.3. Outras possibilidades de utilização dos resíduos de cascas de ovos • Produção de plásticos biodegradáveis a partir de proteínas da membrana

das cascas dos ovos. • Suplemento de cálcio dietético para humanos, as cascas de ovos também

contêm quantias apreciáveis de microelementos como estrôncio, flúor e selênio.

• Membrana da casca dos ovos pode ser usada como absorvente para a remoção de esgotos contendo tinturas ou outros efluentes coloridos.

• Membrana pode ser usada para eliminar íons de metais de esgotos industriais.

• Cascas purificadas (livres da membrana) podem ser utilizadas na indústria de papel, ou na agricultura como substituto do calcário, bem como, suplemento de cálcio em rações para os animais domésticos.

• Membrana da cascas de ovos contém cerca de 10% colágeno, que é usado para enxertos de pele, implantes dentais, cirurgias de angioplastia, córnea


e plástica, tratamento de osteoporose, bem como fins farmacêuticos e indústria de alimentos.

6. Conclusão Tendo o segmento avícola, como um dos mais importantes do país, a quantidade de resíduos de incubatório produzidos deve ser considerado, assim a forma de disposição desses resíduos deve ser feita de forma adequada para garantir a não poluição do meio ambiente. A utilização dos resíduos de incubatório na alimentação animal é viável, uma vez que os mesmos possuem um bom valor nutricional, contudo, deve-se assegurar a qualidade do padrão sanitário e a composição nutricional destes ingredientes. 7. Referências bibliogáficas 1. ARVAT, V., HINNERS, S.W. Evaluation of egg shells as a low cost caulcium

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CHAPTER 9

Desinfeção dos ovos incubáveis

Introdução Ao longo dos anos, várias práticas relacionadas ao manejo das aves produtoras de ovos férteis têm sido implantadas visando à melhoria do processo produtivo. Quanto maiores os cuidados com as aves, melhores serão os resultados alcançados na produção dos pintinhos. A qualidade de pintos de um dia depende da interação de múltiplos fatores, os quais precisam ser conhecidos e equacionados dentro de um sistema de controle de qualidade, que permita avaliá-los rotineiramente e modificando-os quando necessários, visando sempre à manutenção de qualidade do produto final. Uma prática comum relacionada à sanidade dos ovos incubáveis é o seu tratamento instantes após a postura com um agente fumigante ou outro tipo de desinfetante com o objetivo de reduzir o número de microorganismos na superfície da casca, o que deve ser feita de forma correta e com desinfetantes adequados (Wilson, 2003). A ineficiência desse processo certamente acarretará em perdas consideráveis na eclodibilidade, aumento da mortalidade embrionária, elevada mortalidade dos pintos no campo, aves com padrão sanitário e desempenho ruim e, conseqüentemente, aumento nos custos de produção. O ambiente onde o ovo é produzido também tem influência fundamental sobre sua qualidade, devendo a granja apresentar condições de biosseguridade adequadas para evitar possíveis contaminações. O isolamento, a ventilação, a distribuição de equipamentos e a condição da cama são fatores importantes na produção de um ovo com boa qualidade. Importância da cama e do ninho na contaminação dos ovos Dois pontos fundamentais no que se refere à sanidade do ovo são a sua produção em ninhos limpos, o que requer um cuidadoso e adequado sistema de manejo, e a qualidade da cama sobre a qual as aves são mantidas, que também tem grande influência na higiene do ovo. A cama úmida contamina o pé da galinha que leva a sujeira para dentro dos ninhos (Figura 1).


CAMA

Tipo de bebedouro

Alimento

Temperatura ambiente

Ventilação

Doenças

Figura 1. Fatores que influenciam a qualidade da cama.

O material do ninho é a primeira superfície que entra em contato com o ovo recém-posto e a umidade da casca e a temperatura do ovo (42ºC) no momento da postura favorecem a penetração bacteriana. Não importa o tipo de material do ninho (maravalha ou material artificial), ele deve ser limpo, seco e livre de matéria fecal. As condições em que se encontram as aves no aviário determinarão o grau de higiene no ninho. Camas úmidas, ripado de pequeno espaço e pobre ventilação no aviário favorecem a ocorrência de contaminações que a galinha levará para o ninho e, conseqüentemente, o ovo posto limpo por uma galinha poderá ficar sujo pelas patas ou penas sujas de outra ave. Ovos postos sobre a cama são contaminados e exigem cuidados especiais na coleta e higiene. Devem ser coletados antes dos ovos de ninho e separado destes.

Tabela 1. Porcentagem de eclosão de ovos postos sobre a cama.

Dias de

estocagem

Eclosão Ecl. padrão

1 - 4 60,8% 78%

1 - 8 54% 78%

6 - 13 42,1% 78%

Fonte: Manejo da Incubação FACTA – 2003

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Quando os ovos postos sobre a cama são destinados à incubação, serão higienizados imediatamente. Não usar palha de aço para evitar ranhuras e não facilitar a penetração das bactérias e fungos para o interior do ovo. A coleta, a armazenagem e a incubação desses ovos devem ser sempre em separado dos ovos procedentes do ninho, pois eclodem menos e explodem mais que os ovos de ninho, conforme a tabela 1. Contaminação em relação aos tipos de ovos Durante o momento da coleta dos ovos ou logo após, é realizada a classificação, separando os ovos incubáveis e os não-incubáveis (descarte). Para essa atividade são considerados o grau de sujeira na superfície do ovo, tamanho, integridade (trincas, rachaduras, etc) formato (rugosidades, cintura, etc) e coloração da casca (Figura 2).

Figura 2 A grande pressão que hoje existe nas empresas para reduzir custos leva à necessidade de realizar um maior aproveitamento dos ovos com uma menor desclassificação. Assim, é de suma importância ter um claro conhecimento do potencial de produtividade desses tipos de ovos e dos riscos que cada um deles pode provocar.


Os ovos podem ser classificados por suas características nas seguintes categorias: • Ovos limpos (bons): são os ovos coletados do ninho, com manchas sem

relevo, inferior à ponta de um lápis e que, imediatamente após a coleta, receberão somente processo de desinfecção.

• Ovos sujos do ninho: como o próprio nome diz, esses ovos têm sujeira em alto relevo, com tamanho superior à ponta de um lápis. Podem ser mecanicamente contaminados pelo riscado da unha da própria galinha ou da próxima em ocupar o ninho. Esse ovo deve ser lavado (exceto aqueles riscados de unha), de preferência em água corrente, com temperatura de 35°C e, posteriormente, desinfetado.

• Ovos de cama: são todos os ovos produzidos no chão do aviário, que devem ser classificados em duas categorias:

Limpos: esses são os que geralmente são recolhidos logo após a postura e ainda estão quentes, sem nenhuma sujeira e devem ser desinfetados logo após a coleta.

Sujos: devem ser lavados e desinfetados igualmente como se faz com os sujos de ninho.

Uma quarta categoria agrupa os ovos pelas características de cor, formato e integridade da casca. Incluem-se aqui os ovos de casca fina, deformados e hiperpigmentados, duas gemas, enfim todos os ovos não-incubáveis. NORTH (1984) classifica os níveis de contaminação do ovo em: • Limpo: com 3.000 a 4.000 microorganismos; • Sujos: com 5.000 a 28.000 microorganismos; • Muito sujo: com 390.000 a 430.000 microorganismos. A contaminação inicial do ovo tem apenas algumas colônias de microorganismos e estes se multiplicam dez vezes em apenas 60 minutos. Qualidade e espessura da casca A qualidade e a espessura da casca são dois importantes fatores que afetam a penetração microbiana no ovo. A qualidade da casca influencia o grau de contaminação dos ovos junto com grau de desafio dos contaminantes a que o ovo é exposto. A casca dos ovos fornece uma barreira contra a penetração bacteriana, mas não é totalmente impenetrável. Altos índices de contaminação do ambiente podem vencer as barreiras de defesa dos ovos. A


casca de um ovo de 57g de peso contém aproximadamente de 7.000 a 17000 poros (Sander, 2003), a maioria pequenos demais para permitir a entrada das bactérias, porém existe uma percentagem de poros grandes ou mal formados com diâmetro superior ao das bactérias e, através deles, podem penetrar os microorganismos. À medida que a ave vai envelhecendo o tamanho do ovo aumenta e a espessura da casca diminui, ou seja, a qualidade da casca piora. Isso é devido ao fato de que a deposição de cálcio para a formação da casca no útero permanece praticamente a mesma durante toda a vida da ave, enquanto que o ovo vai aumentando de tamanho com a idade da ave; por isso vão produzindo ovos com espessura da casca cada vez mais fina. O diâmetro do poro é determinado pela espessura da casca; assim, cascas finas são mais susceptíveis à contaminação bacteriana causada pelo aumento da penetração da bactéria através da superfície do ovo (Mayes et al., 1983) A espessura da casca é fator determinante no sucesso da incubação. Ovos com espessura de casca inferior a 0,27mm dificilmente manterão o embrião vivo até o final do ciclo de incubação. Os melhores resultados se obtêm com casca de espessura entre 0,33 e 0,35mm. Uma indicação da qualidade da espessura da casca se obtém medindo a gravidade específica ou densidade dos ovos. Quando envelhecem, as reprodutoras produzem ovos com cascas mais finas e com densidades específicas inferior a 1.085 (considerada boa densidade) variando de 19,8% nas 52ª semana e atingindo 35% nas 64ª semana. Segundo Sauter e Petersen (1979), existe uma correlação entre a qualidade da casca e a penetração de bactérias no interior do ovo; quanto menor a densidade, maior é a facilidade das bactérias para introduzir-se no ovo, como se observa na tabela 2. Alguns autores demonstraram que a penetração dos microorganismos através da casca do ovo é maior nos ovos produzidos por matrizes pesadas do

Tabela 2. Qualidade da casca e penetração bacteriana.

Peso específico

do ovo

Qualidade da

casca

% de penetração de bactérias após

tempo de

30 min 60 min 24h

1.070 Ruim 34 41 54

1.080 Normal 18 25 27

1.090 Boa 11 16 21

Fonte: Sauter and Petersen (1979)


Tabela 3. Penetração de bactérias em ovos de piso e de ninho.

Linha % de Penetração

Ovos de ninho Ovos de piso

Rep. Comerciais/leves 9,2% 10,2%

Rep. Carne/pesadas 11,9% 20,4%

Fonte: Manejo da Incubação FACTA – 2003 que aqueles produzidos por poedeiras de ovos comerciais. Isso se deve à maior porosidade da casca do ovo das matrizes pesadas (tabela 3). Baseando nesses conhecimentos é que se recomenda a higienização do ovo fértil no momento da coleta, no máximo 30 minutos após a postura, antes que os microorganismos atravessem a casca e contaminem a clara e a gema. Para prevenir a penetração das bactérias, os ovos devem ser recolhidos com freqüência dos ninhos (Tabela 1), pois a temperatura interna dos ovos é um condicionador da contaminação, quando estão expostos ou em contato com materiais carregados de micróbios. O número de coletas diárias pode ser determinado pela rapidez com que os ovos perdem sua temperatura interna. Os ovos devem ser rapidamente desinfetados após recolhidos, seja por pulverização, fumigação ou imersão; e a eficácia desse procedimento depende, em muito, da sua temperatura interna. Se o ovo for coletado ou desinfetado quando sua temperatura interna é inferior a 28°C, muitos micróbios presentes na casca podem já ter penetrado antes, introduzidos passivamente nesse fenômeno de vácuo que se provoca com a perda da temperatura que o ovo tinha no interior da galinha. Freqüentemente os maiores índices de contaminação sucedem no início e final do dia de trabalho, pois, nas primeiras horas da manhã, os funcionários têm o costume de coletar junto com ovos bons de ninho, os ovos

Tabela 4. Distribuição da postura durante o dia.

Período Total de ovos dia = 4100

6 -8 h 35% = 1435 ovos 1ª coleta

9 -10 h 25% = 1025 ovos 2ª coleta

11 -12 h 20% = 820 ovos 3ª coleta

13 – 15 h 12% = 492 ovos 4ª coleta

16 -17 h 08% = 328 ovos 5ª coleta

Lote de 5000 fêmeas com 82% de produção ave/dia


amanhecidos, que passam a noite no ninho e, obviamente, estão frios; também nesses casos a contaminação das mãos dos operadores contribui para a contaminação superficial dos ovos. No final da jornada, os ovos das últimas posturas geralmente são coletados e não imediatamente higienizados, permanecendo durante a noite no galpão. Desinfetantes A desinfecção química da superfície da casca dos ovos naturalmente limpos é, até o momento, a melhor forma de controle de contaminação por fungos e bactérias. Considerando que cada substância química apresenta propriedades que lhe são peculiares, a utilização das mesmas, entretanto, não deve ser feita sem o conhecimento prévio de seus efeitos. Nas granjas e incubatórios comerciais, formol e paraformol são amplamente utilizados como agentes de desinfecção, devido à grande eficácia dos mesmos no controle de microorganismos, especialmente bactérias. Os ovos são expostos aos mesmos no ninho e no processo de desinfecção na granja e no incubatório. Embora as desinfecções a seco ou úmidas, utilizando estes produtos, não tenham sido registradas como tóxicas para o embrião de aves domésticas, é bem documentada em literatura a ação mutagênica e carcinogênica sobre os mamíferos. Considerando que os primeiros dias de incubação correspondem ao período de maior sensibilidade embrionária, não se pode descartar a possibilidade desse agente químico ser um dos agentes envolvidos nos 5 a 10% de mortalidade precoce que ocorrem usualmente. O formaldeído, uma substância química produzida em larga escala, foi considerado cancerígeno por especialistas da OMS (Organização Mundial da Saúde). Depois de uma nova avaliação, o CIRC (Centro Internacional de Pesquisas sobre o Câncer) - órgão para estudos sobre o câncer da OMS - concluiu que o potencial cancerígeno do formaldeído não deixa dúvidas. Um grupo de especialistas de dez países do CIRC disse que agora há indícios suficientes que demonstram que o formaldeído causa câncer na parte da faringe situada atrás do nariz. O grupo encontrou ainda "indícios limitados" de sua implicação no câncer das fossas nasais e seios faciais e "fortes, mas não suficientes" indícios relacionados à leucemia. Amônia Quaternária: Os compostos de amônio quaternário possuem boa ação sobre bactérias tanto Gram-positivas como Gram-negativas não agindo contra vírus, fungos e esporos. Esses compostos se combinam facilmente com proteínas, gorduras e fosfatos e tem sua ação reduzida na presença de matéria orgânica. São muito utilizados na desinfecção de ovos por imersão,


de equipamentos e superfícies livres de matéria orgânica. Como regra geral são substâncias de baixa toxicidade. O uso de água sem desinfetante para sanitizar mecanicamente e arrastar a sujeira aderida na casca dos ovos é uma prática não recomendável, pois somente aumentará a contaminação. Higienização do ovo incubável Existem vários métodos de higienização do ovo. A maioria bastante eficazes quando bem aplicados. Os mais comuns na indústria avícola são: • Higienização seca: fumigação • Higienização úmida: imersão, lavagem em água corrente, diferencial de

pressão e pulverização. • Higienização pelo calor. Higienização Seca (Fumigação) Os vapores de formol já são usados desde há muito tempo para a desinfecção dos ovos e dos equipamentos do incubatório. Usados como fumígenos, esses vapores são muito eficazes na destruição de microorganismos e de vírus presentes nas cascas dos ovos, nas caixas de ovos e de pintos, nas câmaras de eclosão e de qualquer outro material do incubatório. Mas eles devem ser previamente limpos. Jaenish (2005) evidenciou que o processo de fumigação dos ovos pode ser feito com formaldeído em pó, ou com o mesmo produto em estado líquido associado a permanganato de potássio. Segundo North (1972) e Mauldin (2002), recomenda-se na fumigação, duas partes de formaldeído para uma de permanganato de potássio, sendo indicado para cada m³, 42 mL de formol a 37% e 21 g de permanganato. No caso da utilização de formaldeído em pó, é recomendada a dosagem de 7,7 g/m³ diretamente sobre uma chapa aquecida por resistência elétrica que deve atingir a temperatura de 232°C. • Método 1 A fumigação dos ovos incubáveis deve ser efetuada numa câmara especial, construída ou revestida de material impermeável e hermeticamente fechado. É necessário o uso de um exaustor para fazer o gás circular durante a operação de fumigação; e também expulsá-lo depois de terminada a operação.


Colocar no centro do piso da câmara vários recipientes em metal, ou argila, ou esmaltado ou qualquer outro material não inflamável. Não usar recipientes plásticos ou em polietileno, porque a reação química desprende calor e poderá provocar um incêndio. Os recipientes devem ser grandes o suficiente para serem ocupados em apenas ¼ do seu volume pelos dois produtos químicos (formol e permanganato de potássio). Sua capacidade deve ser, preferencialmente, dez vezes superior ao volume dos produtos. A capacidade interna do cômodo usado para fumigação deve ser medida com precisão. Não deve ser levado em conta o espaço ocupado pelos ovos e pelos materiais a serem fumigados. As quantidades dos produtos necessários são medidas segundo a capacidade total do volume da câmara. Os ovos devem ser dispostos em bandejas alveolares, empilhadas de maneira tal que a circulação do ar e a exposição aos vapores de formol não encontrem obstáculos. A temperatura deve ser mantida entre 25 a 33°C e uma umidade variando de 75 a 95%. Os ventiladores internos devem ser postos em funcionamento para que os vapores de formol possam circular entre os ovos durante 20 minutos. Então os gases devem ser expulsos por uma chaminé, liberando-os para o exterior do prédio. • Método 2 Ele consiste em empregar o paraformaldeído diretamente sobre uma chapa aquecida por uma resistência elétrica, atingindo a temperatura de 232°C. Para cada m3 de volume da câmara, usa-se 7,7 gramas de paraformaldeído. Este método exige as mesmas recomendações citadas acima quanto à temperatura, umidade e tempo de fumigação. SHELDON & BRAKE (1987), citados por PATRICIO (2003), compararam a eficiência da fumigação usando formol e ozônio no controle da E. coli, S. typhimurium e Aspergillus fumigatus e concluíram que o formol é mais eficiente. Higienização úmida (Imersão) A imersão dos ovos em solução de desinfetantes ou antibióticos é usada para a eliminação dos microorganismos sobre a casca do ovo. Esse método é pouco usado na indústria avícola por ser menos eficiente, uma vez que, a cada imersão, a solução vai se saturando com resíduos orgânicos e reduzindo a ação do desinfetante.


A imersão consiste em mergulhar os ovos numa solução de amônia quaternária à base de 200ppm ou de dióxido de cloro à base de 80ppm logo após a coleta. Os dados encontrados na literatura divergem sobre qual deve ser a temperatura e o tempo ideais, podendo se encontrar trabalhos feitos com imersão em soluções com temperatura entre 39 e 42º C (Proudfoot et al., 1985), a 35º C por 10 segundos (Donassolo, 2004), 30º C (Soncini & Bittencourt, 2003), 25 3 43º C por 3 minutos (Barros et al, 2001) e 45º C por 30 segundos (Oliveira & Silva, 2000). Segundo Mauldin (2002), a imersão deve ser feita por 5 minutos citando que quando a imersão é feita em período de tempos excessivamente longos a temperatura do embrião pode elevar-se resultando em mortalidade embrionária. Por outro lado, se o processo é feito em curto espaço de tempo não irá promover a desinfecção adequada. Tabela 5. Fumigação com ozônio e foramldeído. Contagem de microorganismos/ovos. Valores expressos em log10.

Microorganismo

e tratamento

População

inicial

Tempo de exposição em ninutos

2 4 6 8

E. coli

Ozônio 9,91 0,72 0,30 0,45 0

Formaldeído 6,68 0 0 0 0

S. typhimurium

Ozônio 6,92 1,33 1,28 1,07 0,15


Asp. fumigatus

Ozônio 5,88 1,97 1,66 1,15 1,24


Sheldon e Brake (1987)

Higienização úmida (lavagem manual ou com máquina) A lavagem direta pode ser manual, usando-se uma solução de amônia quaternária 80%, à base de 2%, e formol 37%, a 1%. Essa técnica é usada para higiene de ovos sujos. Existe o inconveniente de reduzir a eclosão e estourar os ovos durante o processo de incubação. Na lavagem com máquina os ovos são lavados com uma solução desinfetante aquecida à uma temperatura de 38 a 40°C. A eficiência desse método é baixa, conforme mostra a tabela 6.


Tabela 6. Porcentagem de ovos explodidos usando-se máquina de lavagem Grupos de ovos explodidos.

Grupos de ovos explodidos %

Limpos 0,0

Contaminados/Lavados 4h após 0,6



Fonte: Manejo da Incubação FACTA – 2003 Higienização úmida (diferencial de pressão) Esse processo de higienização requer uma bomba a vácuo e uma câmara hermeticamente fechada para suportar uma pressão abaixo da pressão atmosférica. Os ovos são colocados num recipiente contendo uma solução de antibióticos ou desinfetantes, ou combinação de ambos, por cinco minutos. Em seguida, os ovos são colocados na câmara onde suportam uma pressão abaixo da atmosférica. Após cinco minutos, a pressão é liberada lentamente até atingir a pressão atmosférica. O produto bactericida é introduzido no interior do ovo pelo diferencial de pressão. É um método complexo, de pouco uso e indicado no controle das micoplasmoses. A desvantagem desse método é a penetração, para o interior do ovo, de bactérias resistentes ao antibiótico utilizado no processo. Higienização úmida (pulverização) A pulverização foi introduzida no Brasil, em 1980, pela equipe da empresa Big Birds S/A com a finalidade de substituir o formol. É uma técnica simples, econômica e eficaz. Quando bem aplicada, reduz a contaminação dos ovos e não afeta a eclosão. Entre os produtos mais usados na avicultura brasileira, estão a amônia quaternária e o formol ou a combinação desses. Os ovos devem ser pulverizados, no máximo, 30 minutos após a coleta, antes que sejam penetrados pelos microorganismos. As bandejas também são pulverizadas com a mesma solução antes de receberem os ovos. Um simples pulverizador é suficiente para essa operação. Em seguida, os ovos são guardados num armário livre de poeira. Ao chegarem ao incubatório, novamente são fumigados com uma concentração dupla ou tripla de formol. Uma nova higienização poderá ser feita na máquina incubadora no caso de ovos procedentes de fornecedores


externos, contaminados por Salmonella enteritidis, ovos de matrizes velhas ou estocados por mais de quatro dias. Muitos desinfetantes têm sido usados na desinfecção úmida (pulverização) como: • Amônia quaternária: 1.000 a 4.800 ppm; • Formalina, solução: 1 a 1,5%; • Água oxigenda, solução: 1,0 a 5,0%; • Bióxido de cloro, solução: 30 a 40ppm; • Fenólicos, solução: 1.600ppm; • Glutaraldeído, solução: 1.000ppm; • Clohexidina,solução: 0,08 a 0,10ppm; • Proxitane, solução: 200ppm; • Combinações de amônia com: formalina, glutaraldeído, água oxigenada,

ácido acético; • Combinações da água oxigenada com: ácido acético, ácido paracético. Todos esses produtos podem combater os microorganismos contaminantes da casca do ovo, porém só serão eficazes se forem considerados os fatores interferentes, como: • Incompatibilidade; • Dosagem; • pH; • Concentração do princípio ativo; • Presença de matéria orgânica; • Perfumes de azeites componentes do desinfetante; • Excesso de minerais na água; • Temperatura da água. Higienização do ovo pelo calor Yoder (1970) desenvolveu este método visando ao tratamento de ovos produzidos por reprodutoras positivas para Mycoplasma synoviae. Os ovos saem da temperatura ambiente e são colocados numa incubadora com a temperatura aumentada para 46°C. Eles permanecem nessa incubadora por 11 a 14 horas. Após esse tempo, são transferidos para outra incubadora com a temperatura regulada para 37,5°C. Esse método provoca uma redução na eclosão de 5 a 8% e um atraso no nascimento de até oito horas.


Armazenagem do ovo no galpão e transporte Os ovos devem permanecer o menor tempo possível nos galpões. Uma vez por dia serão transportados para o incubatório. O ambiente onde são armazenados deve ser mantido limpo e desinfetado. O furgão de transporte de ovos deve ser higienizado diariamente e fumigado no mínimo duas vezes por semana. Os ovos transportados à longa distância por mais de 12 horas exigem um veículo especial, com furgão climatizado com temperatura entre 20 a 22°C e umidade entre 70 a 75%. Ovos bem higienizados podem se recontaminar durante uma curta armazenagem de três a quatro dias ou durante o transporte em apenas uma hora de viagem. Recebimento dos ovos no incubatório O período ideal de recebimento dos ovos é aquele em que os funcionários possam executar corretamente os procedimentos de fumigação, evitando-se problemas, como morte embrionária causada por temperatura, concentração de fumigantes ou tempo de exposição inadequados. Quando os ovos são estocados no incubatório em salas climatizadas, eles devem receber atenção especial antes da fumigação, pois caso ocorram condensações na casca o resultado será um aumento da ação do formol nos pontos condensados, levando a uma elevação na mortalidade embrionária. Para que a fumigação seja eficiente, três fatores são fundamentais: temperatura ao redor de 25 a 33°C, umidade relativa entre 75 e 95% e tempo de exposição ao agente fumigante em torno de 20 minutos. A concentração de formol não deve ultrapassar a dose tríplice nos casos de ovos não fumigados nas granjas. Para os ovos previamente fumigados, uma fumigação simples já é o suficiente (tabela 7). Tabela 7. Agentes fumigantes e dosagens por m3 utilizadas nos diferentes tipos de fumigação.

Fumigação Formol líquido Permang. de K Paraformaldeído

Simples 14ml 7g 2g

Dupla 28ml 14g 4g

Tríplice 42ml 21g 6g

Fonte: Manejo da Incubação FACTA – 2003


Após a fumigação os ovos são levados para a sala de ovos, onde serão separados por lote de matrizes e data de produção. Nesse momento, deve-se conferir a quantidade de ovos recebida. Depois da realização desses procedimentos, os ovos devem aguardar o momento da classificação. O programa de fumigações nas incubadoras deve ter como objetivo permitir um bom controle sanitário sem provocar mortalidade embrionária. O melhor horário para realizar a fumigação é entre 12 e 18 horas após a primeira carga da semana (para máquinas com estágio múltiplos de 6, com duas cargas na semana) ou 12 a 18 horas após a carga dos ovos, quando a incubadora recebe apenas uma carga na semana. Os ovos devem ser desinfetados após serem transferidos da incubadora para os nascedouros, e antes que 10% dos pintos tenham começado a quebrar a casca. Mortalidade embrionária precoce O sucesso para a produção de pintos de um dia depende de ótimas condições de eclodibilidade. Ovos férteis precisam receber correta ventilação, temperatura, umidade, desinfecção, viragem para que o embrião desenvolva-se adequadamente. Falhas nas condições ideais provocam queda na eclodibilidade e variações nos padrões de mortalidade embrionária. A fumigação com gás formaldeído tem sido utilizada como um método eficiente de desinfecção de ovos, tanto no recebimento dos ovos no incubatório, como após a incubação. Os cuidados que devem ser tomadas para fumigar os ovos são: • Medir a área em metros cúbicos do fumigador ou incubadora, para

estabelecer a dosagem de paraformaldeído a ser utilizado; • A temperatura do fumigador deve ser de 25 a 33°C e umidade relativa de

75%, para recebimento de ovos no incubatório; • tempo de fumigação não deve ser inferior a 15 minutos e nem maior que

30 minutos. Menor tempo não há desinfecção e maior que 30 minutos a ação do formaldeído destrói a cutícula da casca;

• A fumigação não deve ser realizada em ovos com 24 a 96 horas de incubação.

A fumigação excessiva ou demorada pode provocar mortalidade entre 3º e 4º dia de incubação. O período de desenvolvimento embrionário de 3 a 5 dias é considerado um período crítico de incubação, pois inicia-se o crescimento das alantóides,


órgão respiratório que sobressai do embrião e cobre a membrana interna da casca do ovo com uma rede de vasos capilares, pelas quais o embrião recebe o oxigênio e elimina o dióxido de carbono e vapor de água. Em geral, os embriões que morrem nessa fase estão evidentemente contaminados. Considerações finais A utilização de desinfetantes na avicultura industrial faz parte dos programas de biossegurança das empresas avícolas, sendo que vários compostos em diferentes diluições são utilizados com múltiplas finalidades. O programa de desinfecção dos ovos é de extrema importância na prevenção de doenças e manutenção do equilíbrio microbiológico do sistema produtivo. Os desinfetantes utilizados na avicultura industrial são seguros, contudo, todos eles apresentam riscos toxicológicos, portanto, um treinamento intensivo do pessoal desde o galpão até o incubatório se faz necessário. Referências bibliogáficas 1. Cony, H.C.; Vieira, S.L; Berres, J. et all. Técnicas de pulverização e imersão

com distintos desinfetantes sobre ovos incubáveis. Ciência Rural, v.38, n.5, p.1407-1412. 2008.

2. Cotta, t. Produção de pintinhos. Editora Aprenda Fácil, 2002. 3. Cox, N.A; Bailey, J.S.; Berrang, M.E. Bactecidal treatment of hatching eggs:

chemical immersion treatments and Salmonella. Apllied Poultry Science. 1998.

4. Ernst, R.A. Hatching egg sanitation: the key step in successful storage and production.2004. University of California.http://anrcatalog.ucdavis.edu.

5. Freitas, A.G. Efeito da fumigação em nascedouros com formaldeíldo sobre o trato respiratório e desempenho de frangos de corte. 2007. 47p. Dissertação (Mestrado em Zootecnia) – Universidade Federal de Uberlândia, Uberlândia, MG.

6. Patrício, I.S. Manejo do ovo incubável da granja ao incubatório. In: Manejo da Incubação. Campinas, SP, 2003. p.163 a 179.

7. Sander, E.J.; Wilson, J.L; Cheng, I.H.; Gibbs, P.S. Influence of slat material on hatching egg sanitation am slat disinfection. Poul. Sc. Associat. 2003.

8. Soncini, R.; Bittencourt, F.L. Contaminação dos ovos após a postura. In: Manejo da Incubação. Campinas, SP, 2003. p.435 a 453.

9. Wilson, H.R. Hatching egg sanitation. 2003. University of California. http://anrcatalog.ucdavis.edu.

Comercial Incubation [Incubação Comercial]

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