UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO

CAMPUS DE SINOP

INSTITUTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E AMBIENTAIS

CURSO DE AGRONOMIA

PERDAS DE NITROGÊNIO POR VOLATILIZAÇÃO EM MILHO

SAFRINHA NO SUL DA AMAZÔNIA

ERIC AKIYOSHI BENITES KOYAMA

SINOP – MT

2019

UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO

CAMPUS DE SINOP

INSTITUTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E AMBIENTAIS

CURSO DE AGRONOMIA

PERDAS DE NITROGÊNIO POR VOLATILIZAÇÃO EM MILHO

SAFRINHA NO SUL DA AMAZÔNIA

ERIC AKIYOSHI BENITES KOYAMA

ORIENTADOR: PROF. Dr. CARLOS CESAR BREDA

CORIENTADOR: Dr. ALEXANDRE FERREIRA DO NASCIMENTO

Trabalho de Conclusão de Curso (TCC)

apresentado ao Curso de Agronomia do

ICAA/CUS/UFMT, como parte das exigências

para a obtenção do Grau de Bacharel em

Agronomia.

SINOP – MT

2019

A Deus, que me deu saúde e me

abençoou durante essa trajetória, aos

meus pais pelo apoio, paciência e

dedicação, e a todos que me apoiaram e

estiveram ao meu lado de maneira direta

ou indireta, acreditando, acompanhando

minha evolução para a realização deste

trabalho, pois não chegamos a lugar

nenhum sozinhos.

DEDICO

AGRADECIMENTOS

Agradeço primeiramente a Deus, por me dar saúde e sabedoria, para saber aproveitar

as oportunidades boas da vida, e o privilégio em poder concluir mais uma etapa, que levarei

para sempre comigo. Também agradecer por sempre estar rodeado de pessoas maravilhosas

que fazem parte da minha história.

A toda minha família, em especial meus pais, Tochiaki Koyama e Sirley Benites

Koyama, que me deram educação e ensinamentos necessários para me tornar a pessoa que sou

hoje, sem eles nada disso seria possível.

Aos meus irmãos, Christian Massayoshi Benites Koyama e Douglas Yoshiaki Benites

Koyama que sempre estiveram comigo, durante toda minha trajetória, me dando todo o apoio

necessário.

A minha namorada Mizraim Monteiro Menegali, que esteve comigo durante toda esta

trajetória, me dando apoio, força e motivação necessários para que este momento pudesse

acontecer.

Agradeço a Embrapa Agrossilvipastoril e ao pesquisador Dr. Alexandre Ferreira do

Nascimento, pela cooperação e orientação em todos os trabalhos realizados na área

experimental, bem como por disponibilizar o material necessário para a realização deste

trabalho.

Agradeço a UFMT, por toda as vivências e aprendizados adquiridos durante todo o

curso, e por ter proporcionado esta experiência única que é a faculdade.

Agradeço a todos os meus amigos que contribuíram com a minha jornada na

universidade e na vida.

E a todos que não foram citados, mas de alguma forma contribuíram para minha

graduação e evolução pessoal.

Meus sinceros agradecimentos, muito obrigado!

SUMÁRIO

RESUMO ................................................................................................................................................. ii

ABSTRACT ............................................................................................................................................. ii

1- INTRODUÇÃO .............................................................................................................................. 8

2- OBJETIVOS ..................................................................................................................................... 10

2.1- OBJETIVOS GERAIS ............................................................................................................... 10

2.2- OBJETIVOS ESPECÍFICOS..................................................................................................... 10

3- REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ......................................................................................................... 11

3.1- A CULTURA DO MILHO ........................................................................................................ 11

3.2 NITROGÊNIO NA CULTURA DO MILHO ............................................................................. 12

3.3 – UREIA E INIBIDORES DE UREASE .................................................................................... 13

3.4 - INIBIDORES DE NITRIFICAÇÃO ........................................................................................ 15

3.5 - COMBINAÇÃO DE INIBIDORES DE UREASE E DE NITRIFICAÇÃO ............................ 17

3.6 – INOCULANTE Azospirillum brasilense NA CULTURA DO MILHO .................................. 17

4- MATERIAL E MÉTODOS .............................................................................................................. 19

5 - RESULTADOS E DISCUSSÃO ..................................................................................................... 23

5.1- DINÂMICA DA VOLATILIZAÇÃO DA AMÔNIA ............................................................... 23

5.2 – ACUMULADO DA VOLATILIZAÇÃO DA AMÔNIA ........................................................ 25

6- CONCLUSÃO .................................................................................................................................. 30

7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .............................................................................................. 31

ii

RESUMO

PERDAS DE NITROGÊNIO POR VOLATILIZAÇÃO EM MILHO SAFRINHA NO

SUL DA AMAZÔNIA

A ureia é o fertilizante nitrogenado mais utilizado atualmente, por possuir características

como alta solubilidade no solo, alta concentração de nitrogênio, fácil fabricação, mais barato,

dentre várias outras características favoráveis. Entretanto, a ureia aplicada na superfície do

solo está sujeita a elevadas perdas de N por volatilização de amônia (NH3), perdas essas que

podem ser bastante elevadas nas aplicações de ureia em cobertura, chegando a ser de até 20 a

30% do N aplicado. Objetivou-se com este estudo avaliar as perdas do nitrogênio do solo pela

volatilização da amônia (NH3) em áreas cultivadas com milho, segunda safra. Para isso foram

utilizados aditivos inibidores de urease e de nitrificação incorporados à ureia utilizada na

adubação e também foram comparadas emissões em sementes tratadas com Azospirillum

brasilense inoculado na semente. Os aditivos inibidores utilizados foram: Tiofosfato de N-(n-

butil) triamida (NBPT), inibidor de urease; e Dicianodiamida (DCD), inibidor de nitrificação.

Os tratamentos foram: T1: Testemunha (sem aditivos); T2: Semente inoculada com

Azospirillum brasilense; T3: 90 kg ha-¹ de nitrogênio; T4: 90 kg ha-¹ de nitrogênio +

inoculação; T5: 90 kg ha-¹ de nitrogênio + DCD + NBPT; T6: 120 kg ha-¹ de nitrogênio; T7:

120 kg ha-¹ de nitrogênio + inoculação; T8: 120 kg ha-¹ de nitrogênio + NBPT; T9: 120 kg ha-

¹ de nitrogênio + DCD; T10: 120 kg ha-¹ de nitrogênio + NBPT + DCD. Na coleta de NH3

utilizou-se câmara semiaberta livre estática (SALE), por período de 77 dias após a adubação.

Os dados obtidos indicaram elevada volatilização no tratamento utilizando o inoculante

associado a aplicação de 120 kg de nitrogênio por hectare. Nos tratamentos que receberam

inibidores de urease e de nitrificação observou-se uma redução da volatilização, indicando

eficiência na redução da volatilização. Outros tratamentos eficientes foram o 90 kg de

nitrogênio por hectare, e o que foi tratado com DCD, com os menores valores de

volatilização. O inibidor de nitrificação (DCD) apresentou maior redução na volatilização da

amônia. O uso do inoculante Azospirillum brasiliense associado à aplicação de ureia em

cobertura resultou em maior taxa de volatilização da amônia. O NBPT, apesar de ser um

inibidor específico da volatilização da amônia, não foi o inibidor que mais reduziu a

volatilização da amônia. O NBPT promoveu significativa redução da volatilização em relação

aos tratamentos sem inibidores. As associações do NBPT com o DCD mostraram boa redução

da volatilização da amônia, indicando que o DCD não interfere na eficiência do NBPT.

PALAVRAS-CHAVE: Emissões, Gases de efeito estufa, Inibidores, urease, nitrificação,

inoculação, fixação biológica de N.

iii

ABSTRACT

Urea is the most widely used nitrogen fertilizer today, as it has characteristics such as high

soil solubility, high nitrogen concentration, easy manufacture, and cheap, among many other

favorable characteristics. However, urea applied to the soil surface is subject to high N losses

from ammonia volatilization (NH3), which losses can be quite high in urea applications up to

20 to 30% of applied N. The objective of this study was to evaluate soil nitrogen losses by

ammonia volatilization (NH3) in areas cultivated with corn, second crop. For this purpose

urease inhibitor and nitrification additives incorporated into the urea used in fertilization were

used and emissions were compared in seeds treated with seed inoculated Azospirillum

brasilense. The inhibitor additives used were: N- (n-butyl) triamide thiophosphate (NBPT),

urease inhibitor; and Dicyandiamide (DCD), nitrification inhibitor. The treatments were: T1:

Witness (without additives); T2: Seed inoculated with Azospirillum brasilense; T3: 90 kg ha-¹

of nitrogen; T4: 90 kg ha-¹ of nitrogen + inoculation; T5: 90 kg ha-¹ nitrogen + DCD + NBPT;

T6: 120 kg ha-¹ of nitrogen; T7: 120 kg ha-¹ of nitrogen + inoculation; T8: 120 kg ha-¹

nitrogen + NBPT; T9: 120 kg ha-¹ nitrogen + DCD; T10: 120 kg ha-¹ nitrogen + NBPT +

DCD. NH3 was collected using a static free semi-open chamber (SALE) for a period of 77

days after fertilization. The data obtained indicated high volatilization in the treatment using

the inoculant associated with the application of 120 kg of nitrogen per hectare. In the

treatments that received urease and nitrification inhibitors, a reduction in volatilization was

observed, indicating efficiency in reducing volatilization. Other efficient treatments were 90

kg of nitrogen per hectare, and the one treated with DCD, with the lowest volatilization

values. The nitrification inhibitor (DCD) showed the greatest reduction in ammonia

volatilization. The use of inoculant Azospirillum brasiliense associated with the application of

urea in coverage resulted in higher ammonia volatilization rate. Although NBPT was a

specific inhibitor of ammonia volatilization, it was not the inhibitor that most reduced

ammonia volatilization. NBPT promoted a significant reduction in volatilization compared to

treatments without inhibitors. The associations of NBPT with DCD showed good reduction of

ammonia volatilization, indicating that DCD does not interfere with NBPT efficiency.

KEYWORDS: Emissions, Greenhouse gases, Inhibitors, urease, nitrification, inoculation,

biological N fixation.

8

1- INTRODUÇÃO

O milho (Zea mays L.) é uma das culturas mais produzidas no mundo, e o Brasil é o

terceiro maior produtor mundial do grão, atrás apenas da China e dos Estados Unidos

(CONAB, 2018).

A ureia (UR) é a fonte de nitrogênio (N) mais utilizada na agricultura mundial (IFA,

2008), e pode permanecer como principal adubo nitrogenado por apresentar vantagens em

relação a outras fontes do elemento, como: fácil fabricação, elevada concentração do nutriente

e preço de N mais baixo. Entretanto, a ureia aplicada na superfície do solo está sujeita a

elevadas perdas de N por volatilização de amônia (NH3) (CANTARELLA, 2007), perdas

essas que podem ser bastante elevadas nas aplicações de ureia em cobertura, chegando a ser

de até 20 a 30% do N aplicado (WATSON et al., 1994; LARA CABEZAS et al., 2000;

CANTARELLA et al., 2003, 2008).

O processo que leva às perdas de NH3 depende de vários fatores do solo: classe, pH,

umidade e temperatura (BARTH, 2009), mas estas perdas podem ser intensificadas na

presença de restos culturais que elevam a atividade da enzima urease nos solos (BREMNER

& MULVANEY, 1978; HARGROVE, 1988; TERMAN, 1979).

Assim, a melhor forma de reduzir as perdas de N por volatilização de NH3 é a

incorporação do fertilizante no solo de forma mecânica, pela água de irrigação ou da chuva

(CANTARELLA, 2007). No entanto, existem ocasiões em que a incorporação se torna

impraticável, como no caso do plantio direto, sistema de cultivo adotado em grande parte das

grandes propriedades produtoras de milho no Brasil (DAROLT, 1998). Outra forma de

reduzir as perdas de NH3 é o uso de substâncias que inibem a atividade da urease. Neste caso,

vários compostos têm sido testados como inibidores desta enzima, a fim de retardar a

hidrólise da ureia e reduzir perdas via volatilização (RADEL et al., 1988; KISS &

SIMIHAIAN, 2002; CHIEN et al. 2009).

O inibidor de urease mais utilizado comercialmente é o tiofosfato de N-(nbutil)

triamida (NBPT) (AGROTAIN, 2018). A adição deste inibidor à UR tem reduzido em torno

de 60% a volatilização de NH3, aumentando a eficiência de uso do N e a produtividade das

culturas, mostrando eficiência em baixas concentrações (WATSON et al., 1994; TRENKEL,

1997; RAWLUK et al., 2001; CANTARELLA et al., 2008; 2009).

Há dúvidas sobre a eficiência deste inibidor em Latossolos, que é o solo predominante

no Cerrado, bem como sobre qual seria sua dinâmica quanto à redução da volatilização do N,

tendo em vista que o pH do solo pode reduzir a eficiência do NBPT (WATSON et al., 1994).

O inibidor parece ser mais eficiente em solos com alto valor de pH e baixo teor de

matéria orgânica (WATSON et al., 1994). Essa questão ainda é pouco estudada e é de

interesse para a agricultura brasileira, uma vez que, a maior parte dos solos brasileiros tem

reação ácida (SOARES, 2011).

Alguns estudos conduzidos por CANTARELLA (2007) foram desenvolvidos para

testar os efeitos da combinação dos inibidores de urease e de nitrificação na redução das

perdas de N por volatilização da NH3 e pela lixiviação do nitrato. Porém, os efeitos da

combinação destes dois inibidores ainda não estão devidamente esclarecidos.

Autores como NASTRI et al. (2000) e ZAMAN et al. (2008) afirmam que a adição do

DCD junto ao NBPT pode causar redução na eficiência do NBPT, por retardar a hidrólise da

9

UR e, consequentemente, aumentar a volatilização do N e reduzir a eficiência da fonte

nitrogenada (PRAKASAO & PUNTANNA, 1987). No entanto, alguns estudos mostram que a

adição de DCD à UR combinado ou não com NBPT não tem efeito sobre a volatilização de N

(BLAISE et al., 1997; XU et al., 2000; BANERJEE et al., 2002; CLAY et al., 1990).

Existem vários fatores relacionados aos efeitos dos inibidores de urease que

necessitam ser esclarecidos, pela grande importância da UR na agricultura e pela sua grande

propensão a perdas por volatilização, que causam impactos econômicos e ambientais

importantes.

Com uma forma indireta de reduzir estas emissões podemos contar com a tecnologia

da inoculação de sementes com Azospirillum brasilense, que é uma tecnologia desenvolvida

recentemente que promove uma série de benefícios, resultando em melhor desenvolvimento

do sistema radicular, maior resistência ao estresse hídrico, maior absorção de água e

nutrientes (HUNGRIA et al., 2007). As bactérias inoculadas à semente possuem enzimas que

proporcionam a fixação biológica de nitrogênio da atmosfera, suprindo parte da demanda de

nitrogênio da planta (HUNGRIA et al., 2007).

Existem poucas informações sobre a interação destes aditivos em conjunto na cultura

do milho safrinha em condição de campo, dessa forma, objetivou-se com este trabalho avaliar

a interação entre estes aditivos na volatilização do nitrogênio, a fim de otimizar a aplicação de

adubos nitrogenados na cultura do milho safrinha.

10

2- OBJETIVOS

2.1- OBJETIVOS GERAIS

Avaliar a volatilização do nitrogênio adicionado via ureia na cultura do milho safrinha

com aplicação de tecnologias para aumento da eficiência do uso do nutriente.

2.2- OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Avaliar a volatilização do nitrogênio e testar: a eficiência do inibidor de urease

tiofosfato de N(n-butil) triamida (NBPT), do inibidor de nitrificação Dicianodiamida (DCD),

e avaliar a volatilização do nitrogênio da adubação nitrogenada em cultivo de milho com

sementes inoculadas com Azospirillum brasilense.

11

3- REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

3.1- A CULTURA DO MILHO

O milho pertence a classe Liliopsida, família Poaceae, gênero Zea, sendo classificado

cientificamente como Zea mays L. Originada em pequenas ilhas próximas ao litoral do

México há aproximadamente 7300 anos, serviu como alimentação básica para várias

civilizações antigas importantes, como Olmecas, Maias, Astecas e Incas (APROSOJA, 2018).

Sua domesticação aconteceu por meio de um ancestral selvagem, o teosinte, e teve sua

disseminação de cultivo pelo mundo pelas grandes navegações do século XVI e o início do

processo de colonização da América, o que permitiu seu cultivo e consumo em todos os

continentes (MILHO, 2018).

A produção de milho é comercializada em diversas áreas do mercado mundial, sendo

que no Brasil, sua maior utilização é na área da alimentação animal, que consome, em média,

70% da produção de grãos (Embrapa, 2018).

O milho está presente em todos os estados brasileiros e é um dos pilares do

agronegócio nacional, possuindo área cultivada de, aproximadamente, 16,6 milhões de

hectares, com produtividade média de 4,9 toneladas por hectare, ou 82 sacas de milho por

hectare. Na safra 2017/18 a produção total brasileira foi de 81 milhões de toneladas (Conab,

2018).

Nas condições climatológicas tropicais brasileiras, o milho apresenta um ciclo de

desenvolvimento entre 110 a 180 dias, da semeadura até a colheita, o qual pode variar de

acordo com o tipo de genótipo de milho utilizado, superprecoce, precoce ou tardio

(FANCELLI & DOURADO NETO, 2000).

Para uma boa produção, o milho necessita de precipitações pluviométricas que

somem, durante seu ciclo, algo em torno de 300 a 600 mm. No período compreendido entre o

espigamento e a maturação, a planta chega a consumir cerca de 7,5 mm diários (EMBRAPA,

2007).

No Brasil, o milho é cultivado em dois períodos, o milho safra, que é semeado nos

meses de setembro a outubro, e o milho segunda safra, também conhecido como milho

safrinha, que é plantado nos meses de janeiro a março (EUZEBIO, 2016).

O milho safra é semeado no mesmo período de plantio da soja, tornando-se um

concorrente direto e, devido à preferência pelo plantio de soja nesta época e seu alto valor

comercial, o milho safra acaba tendo uma redução de produção, com um total de 5 milhões de

toneladas (CONAB, 2018).

Já o milho segunda safra, também conhecido como milho safrinha, é semeado após a

colheita da soja precoce, entre os meses de janeiro e março, se tornando uma ótima opção de

cultivo, pois proporciona a oportunidade de duas safras durante o ano (soja e milho). Assim, o

milho é a opção mais utilizada pelos produtores de grãos no Brasil, respondendo por uma

produção de 11,5 milhões de toneladas na safra 17/18 (CONAB, 2018).

De acordo com Euzébio (2016), o milho safrinha por ser cultivado nos meses entre

janeiro a março, possui um potencial produtivo menor e os riscos aumentam por causa da

12

menor incidência de chuvas, baixas temperaturas, e menor radiação solar no final do ciclo da

cultura.

Segundo MAGALHÃES e DURÃES (2002), a forma para definir os estádios de

desenvolvimento é: vegetativo (V) e reprodutivo (R), e sua subdivisão é da seguinte forma:

• VE - Emergência

• V1 – Uma folha desenvolvida

• V2 - Duas folhas desenvolvidas

• V3 - Três folhas desenvolvidas

• V4 - Quatro folhas desenvolvidas

• Vn – Número folhas desenvolvidas

• VT - Pendoamento

• R1 - Embonecamento e Polinização

• R2 - Grão Bolha d'água

• R3 - Grão Leitoso

• R4 - Grão Pastoso

• R5 - Formação de dente

• R6 - Maturidade Fisiológica

3.2 NITROGÊNIO NA CULTURA DO MILHO

Para que o milho expresse seu máximo potencial produtivo é necessário o suprimento

de suas exigências nutricionais, em decorrência da sua grande extração de nutrientes do solo.

Além disso, o nitrogênio é o nutriente mais exigido pela cultura e, por isso, o elemento que

mais limita a produção de grãos, exercendo importantes funções nos processos bioquímicos

da planta, como constituinte de proteínas, enzimas, coenzimas, ácidos nucleicos, fitocromos e

clorofiola (FORNASIERI, 2007).

Uma das vantagens de se cultivar o milho safrinha em sucessão a soja é o nitrogênio

residual deixado no solo, advindo da fixação biológica de nitrogênio. De acordo com

OLIVEIRA et al. (2008), esse residual chega a 45 kg de nitrogênio por hectare. Já a

mineralização da matéria orgânica libera cerca de 20 kg de nitrogênio para cada 1% de

matéria orgânica no solo (COELHO et al., 2008).

Segundo COELHO (2009) a quantidade recomendada para adubação com N em

cobertura para milho safrinha é de 100 a 120 kg ha-1 de N.

O fornecimento inadequado de nitrogênio é considerado um dos principais fatores

limitantes à produtividade de grãos. De acordo com HOEFT (2003), a dose, o método e a

época de aplicação têm efeito expressivo, tanto na produtividade do milho, quanto na

contaminação dos mananciais de água pelos nutrientes. O manejo da adubação com nitrogênio

deve ser feito para suprir a necessidade do nutriente pela planta, nos períodos críticos e

minimizar os impactos ambientais, através da redução de perdas (FERNANDES & LIBARDI,

2007).

No solo, o nitrogênio é um elemento muito dinâmico, devido às suas transformações,

fato que ocasiona uma série de discussões quanto sua época de aplicação, principalmente no

milho (SOUZA et al., 2001). ECOSTEGUY et al. (1997), citam que é comum a aplicação de

parte do nitrogênio na semeadura e o restante em cobertura, quando as plantas estão entre o

13

estádio vegetativo V4 (4 folhas totalmente expandidas) e V8 (oito folhas totalmente

expandidas).

As fontes de nitrogênio mais utilizadas são a ureia (CO (NH2)2, 45%N) e o sulfato de

amônio ((NH4)2SO4, 21% N). As duas formas estão muito propensas a perdas de nitrogênio

no solo, por lixiviação, escoamento superficial, volatilização da amônia e pela imobilização

na biomassa microbiana (ALVA et al., 2005). Além disso, a UR e o sulfato de amônio

possuem alta capacidade de acidificar o solo.

O nitrato de amônio ((NH4) (NO3)3, 30% N) também seria um ótimo substituto da

ureia, por não apresentar perdas significativas por volatilização, no entanto o nitrato de

amônio tem sofrido restrições por ter características explosivas, podendo ser utilizado de

forma indevida (BARTH, 2009).

As perdas de nitrogênio dependem da textura do solo, pluviosidade do local, época de

aplicação, tipo de adubo (orgânico ou químico, nítrico ou amoniacal) e sistema de cultivo

(sistema convencional ou sistema plantio direto), entretanto, aplicações feitas antes da fase de

maior demanda pela cultura resultam em maiores perdas de nitrogênio (SAINZ ROZAZ et al.,

2004).

Perdas que acontecem pela volatilização da amônia podem reduzir a eficiência da

adubação nitrogenada, e este problema se agrava ainda mais quando é utilizada a ureia como

fonte de nitrogênio (ROGERI, 2010). Principalmente quando a aplicação é feita em épocas

com instabilidade de chuvas, na presença de palhada na superfície do solo, como

normalmente ocorre nos solos da região Centro-Oeste, onde se faz muito o cultivo do milho

safrinha (SOUSA & LOBATO, 2004).

As perdas por volatilização quando se utiliza sulfato de amônio são muito menores

(LARA CABEZAS et al., 2008), entretanto, esta forma apresenta um custo por unidade de

nitrogênio muito maior que a ureia.

Uma das alternativas seria usar uma proteção na partícula de ureia com produtos

menos higroscópicos, de modo a proporcionar a liberação mais lenta e controlada do N,

estimulando o processo de hidrólise no interior do solo, reduzindo as perdas de N na forma de

NH3 (BONO et al., 2006).

Outra alternativa seria a utilização de inibidores de urease e de nitificação para impedir

estas perdas tão expressivas de nitrogênio na cultura do milho (BARTH, 2009).

3.3 – UREIA E INIBIDORES DE UREASE

A UR é considerada um dos fertilizantes nitrogenados mais importantes, pelo fato de

possuir um valor relativamente baixo, alta solubilidade em água e pela alta absorção de seus

produtos pela planta na solução do solo (BARTH et al., 2001). No entanto, a UR aplicada na

superfície do solo leva a perdas consideráveis de nitrogênio por volatilização da amônia

(NH3) (BARTH et al., 2001).

O processo de volatilização envolve primeiramente a hidrólise da fonte nitrogenada

por meio da urease, enzima extracelular produzida por bactérias e fungos do solo ou restos

vegetais (SOARES, 2011).

A urease que está presente nos solos, é obtida através da síntese realizada por

microrganismos, e também por resíduos vegetais (SOARES, 2011). Segundo BARRETO &

14

WESTERMAN (1989), a atividade da enzima urease é maior em resíduos vegetais do que no

solo.

Logo, áreas na qual existem resíduos vegetais, como no sistema de plantio direto, cana

colhida sem queima, e culturas perenes manejadas com resíduos vegetais, costumam

apresentar uma alta atividade da enzima (SOARES, 2011).

Como resultado da hidrólise obtém-se o carbonato de amônio, e de acordo com

REYNOLDS et al. (1987) os fatores que influenciam na atividade de microrganismos do solo

também influenciam na hidrólise da ureia, logo tem-se grande variação na taxa de hidrólise

em diferentes tipos de solos.

De acordo com VOLK (1959), a hidrólise da UR ocorre em grande amplitude de

umidade do solo. Quanto mais rápida a hidrólise, maior a perda de NH3 para a atmosfera.

Segundo BYRNES (2000), toda a UR aplicada no solo é hidrolisada em torno de 2 ou 3 dias,

e a taxa da hidrólise é dependente da temperatura do solo, umidade, quantidade e forma pela

qual a ureia foi aplicada.

Esse processo pode ser simplificado pela seguinte reação (CANTARELLA, 2007):

Como o grânulo de ureia é muito solúvel no solo, ele se dissolve na água do solo,

formando uma micro região com alta concentração de ureia.

A ureia na solução é hidrolisada pela enzima urease (enzima existente no solo),

formando carbonato de amônio: CO(NH2)2 (ureia) → (NH4)2 CO3 (carbonato de amônio).

O carbonato de amônio se hidrolisa em: (NH4)2 CO3 (carbonato de amônio) + H2O

(água) → 2 NH4+ (amônio) + OH- (hidroxila) + HCO3 (bicarbonato).

Devido a formação de OH-, o pH ao redor do granulo pode chegar a valores de 8 a 9.

Em condições de pH acima de 7 o equilíbrio é favorecido para a direita, formando-se

então NH3 que é volátil: NH4+(amônio) + OH- (hidroxila) → NH3 (amônia) + H2O (água).

Parte do NH4 formado reage com íons H+ da solução do solo, resultando em cátions

NH4+. Nas camadas próximas a aplicação da ureia, constata-se aumento do pH em água de 6,9

para 8,7 (RODRIGUES & KIEHL, 1992).

De acordo com TASCA et al. (2011), perdas por volatilização ocorrem quando a ureia

é aplicada em solos com pH mais altos. Em solos com pH em torno de 6 a 8, podem ocorrer

perdas na faixa de 30% do total aplicado, e nos solos com pH entre 5,3 e 6,3 as perdas de NH3

por volatilização se manteve entre 20 a 24%.

O inibidor de urease com maior expressividade prática e comercial é o tiofosfato de N-

(n-butil) triamida (NBPT). A adição deste composto na ureia tem reduzido a volatilização de

NH3 em até 60%, aumentando a eficiência do uso do nitrogênio e aumentando a produtividade

das culturas, com eficiência em baixas concentrações (CANTARELLA et al., 2008; 2009).

Existem empresas que comercializam ureia tratada com o NBPT, no entanto há

dúvidas quanto a sua eficiência com o tempo de armazenamento. WATSON et al. (2008)

observaram degradação durante a armazenagem da ureia tratada com o NBPT, o que

ocasionaria perda de eficiência do inibidor na redução de volatilização de NH3.

O inibidor de urease tiofosfato de N-(n-butil) triamida é comercializado desde 1996

nos Estados Unidos, e mais recentemente no Brasil, e é o inibidor de urease mais utilizado na

agricultura mundial, sendo comercializado em mais de 70 países (SOARES, 2011).

O NBPT bloqueia 3 pontos ativos da molécula urease (MANUNZA et al., 1999), e

tem valores de solubilidade e difusão parecidos com a ureia (CARMONA et al., 1990). O

15

NBPT não é inibidor direto da urease, antes ele precisa ser convertido para NBPTO (fosfato

de N-n-butil triramida). De acordo com WATSON (2000) esta conversão é bem rápida em

solos bem drenados (minutos ou horas), mas pode levar dias quando exposto a solos

inundados.

O NBPT possui uma superioridade em retardar a hidrólise da UR em relação ao

NBPTO, pois a taxa de formação de NBPT em NBPTO prolonga o efeito inibidor, uma vez

que a degradação do NBPTO é mais rápida (HENDRICKSON & DOUGLAS, 1993).

A ureia é hidrolisada rapidamente na primeira semana depois da aplicação no solo,

tornando-se suscetível a perdas por volatilização de NH3, sendo assim o NBPT atua neste

período, o que retarda a hidrólise e com isto a volatilização se mantém baixa (RAWLUK et

al., 2001). Com a diminuição da hidrólise o inibidor permite a difusão da UR no solo,

evitando altas concentrações de NH4+ e pH elevado na área de aplicação do fertilizante,

diminuindo a volatilização de NH3 (CHRISTIANSON et al. 1993). A inibição do NBPT

funciona somente para a enzima urease, uma vez que vários trabalhos mostram que o inibidor

não afeta outras enzimas presentes no solo (KISS & SIMIHAIAN, 2002).

Em experimentos feitos sob condições controladas em laboratório, com 16 solos,

WATSON et al. (1994) chegaram a uma média de 68% de diminuição da volatilização da

amônia. Em experimentos conduzidos por CANTARELLA et al. (2009) em campo na cultura

do milho, chegaram na conclusão que o inibidor reduziu em média de 56% a volatilização da

amônia.

Quando ocorre o retardo da hidrólise, a redução da elevação do pH e a redução da alta

concentração de NH4+ ao redor do fertilizante, o inibidor diminui o efeito tóxico da grande

concentração de amônia na germinação das sementes (XIAOBIN et al., 1995).

O NBPT proporciona uma maior produtividade para as culturas, por aumentar a

eficiência do uso do nitrogênio (CANTARELLA et al., 2009). No estudo de WATSON et al.

(1994) avaliando diferentes doses de NBPT, com doses variando de 100 a 2800 mg kg-1,

constataram que o NBPT é eficiente em pequenas quantidades, reduzindo cerca de 68% a

volatilização do NH3 na dose de 580 mg kg-1, e atingindo o máximo de inibição na dose de

1000 mg kg-1 chegando a 80% de redução da volatilização da amônia. No Brasil de acordo

com CANTARELLA (2007), tem sido utilizada doses de 530 mg kg-1.

A AGROTAIN, (2010), fabricante do fertilizante que leva o mesmo nome comercial,

sugere que a ureia tratada com NBPT pode ser armazenada por até 6 semanas entre

temperaturas de 0 a 38ºC antes da aplicação do solo, sem degradação significativa da

molécula.

3.4 - INIBIDORES DE NITRIFICAÇÃO

A perda de nitrogênio por lixiviação ocorre pela translocação do elemento por meio do

fluxo de água no perfil do solo, em um local onde a raiz da planta não consegue alcançá-lo,

ocasionando perda de eficiência de adubação e contaminação do lençol freático (BARTH,

2009).

As intensidades de lixiviação são dependentes de muitos fatores: solo, clima, natureza

ou forma que o nutriente se encontra, doses do fertilizante, velocidade de retirada destes

16

nutrientes pelas plantas e pelos microrganismos (BARTH, 2009). O nitrogênio lixiviado é

encontrado na forma de NO3- (nitrato), quase que exclusivamente (SOUTHWICK, et al.,

1995).

OLIVEIRA et al. (1999; 2002), relatam que as perdas de nitrogênio por lixiviação na

cana de açúcar não têm sido muito elevadas. Entretanto, quando há a possibilidade de perdas

de nitrogênio por lixiviação do NO3-, pode-se utilizar de algumas técnicas, como

parcelamento de adubação e inibidores de nitrificação.

Eles atuam na primeira fase da nitrificação, interferindo na atividade das bactérias do

gênero Nitrosomonas, sendo capazes de retardar a oxidação do amônio a nitrito por

determinado período. Dessa forma, a segunda fase da nitrificação não ocorre, pois faltaria

nitrito para se oxidar a nitrato (TRENKEL, 1997).

Mais especificamente, os inibidores de nitrificação afetam a ação da enzima amônia

monoxigenase (AMO), que é uma proteína da membrana das Nitrosomonas.

No processo de oxidação catalítica a NH3 se liga ao sítio ativo da enzima e se oxida a

hidroxalamina. Entretanto, os inibidores de nitrificação têm afinidade pelo mesmo sítio ativo

da enzima, e por princípio de competição, se ligam a este, inibindo o processo por mais ou

menos tempo, dependendo da estabilidade do composto (MCCARTY, 1999).

Os inibidores de nitrificação retardam o processo oxidativo das bactérias do gênero

Nitrossomonas que transformam a NH3 (amônia) em NO2- (nitrito) no solo (primeira fase da

nitrificação) por um período de tempo, os inibidores visam manter o N na forma amoniacal,

menos sujeitas a perdas por lixiviação (SOARES, 2011).

Na segunda fase da nitrificação, as bactérias do gênero Nitrobacter transformam NO2-

para NO3-, onde normalmente não é alterada (ZERULLA et al., 2001). Estes compostos se

ligam aos sítios ativos da monoxigenase, que é um substrato para a oxidação catalítica. O

produto que resulta dessa ligação denomina-se mecanismo base de inibição, sendo os

principais: compostos de S (enxofre), compostos de acetileno e compostos heterocíclicos

(MCARTY, 1999). A estabilidade desta ligação que proporciona que os compostos retardem

o processo de nitrificação (SAHRAWAT, 1980).

Além disso, algumas bactérias podem utilizar o NO3- no seu catabolismo,

alternativamente ao O2, reduzindo-o a formas gasosas de N no processo de desnitrificação,

sendo uma destas formas o óxido nitroso (N2O), forma intermediária deste processo

biológico, que é mais efetivo em absorver energia térmica do que o CO2, o que o confere uma

capacidade de aquecimento global 296 vezes maior que o CO2 (FRYE, 2005).

Vários fatores do solo, como, a matéria orgânica, temperatura, o valor de pH e a

umidade do solo influenciam fortemente na eficiência dos inibidores de nitrificação, levando

em conta que estes fatores estão diretamente relacionados ao processo de nitrificação no solo

(BARTH et al. 2001). De acordo com GIOACCHINI et al. (2002) existem resultados distintos

em diferentes tipos de solos.

Estudos mostram que os inibidores de nitrificação podem ser eficientes na redução do

processo de oxidação da amônia por alguns dias ou semanas, no entanto, esta eficiência não é

significativa após 6 meses (GUIRAUD et al. 1989).

Segundo IRIGOYEN et al. (2006), o uso de inibidores de nitrificação além de

promover diminuição da perda de nitrogênio por lixiviação, pode ser usado para reduzir a

concentração de nitrato nas plantas, em especial as que são consumidas in natura.

17

No Brasil existem poucos trabalhos sobre a dinâmica dos diversos compostos

inibidores de nitrificação. Logo, não se sabe se eles teriam o mesmo efeito nas condições de

solo e clima tropical úmido do Brasil comparadas com as anteriormente estudadas, como no

caso dos solos de clima temperado (BARTH, 2009).

3.5 - COMBINAÇÃO DE INIBIDORES DE UREASE E DE NITRIFICAÇÃO

A combinação destes dois compostos levanta uma questão interessante, pois um reduz

as perdas por volatilização da amônia e o outro por lixiviação no nitrato e emissão do oxido

nitroso, que é um grande poluente da atmosfera (ZAMAN et al., 2008).

O inibidor de nitrificação DCD, junto com o inibidor de urease NBPT, tem promovido

redução de perdas de nitrogênio, o que resulta em uma otimização do nutriente na cultura do

milho, aumentando o aproveitamento do nutriente pela cultura, evitando aplicações

desnecessárias, aumentando produção e reduzindo custos (NASTRI et al., 2000; ZAMAN et

al., 2008, 2009).

Segundo ZAMAN et al. (2008), a associação do inibidor de volatilização com o de

nitrificação resultou em uma maior volatilização de amônia em relação à ureia tratada apenas

com o inibidor de volatilização NBPT. Ainda não se sabe, realmente se um inibidor tem efeito

sobre o outro, pois estudos conduzidos por BANERJEE et al. (2002) não mostraram aumentos

de perdas por volatilização relacionadas à adição do inibidor de nitrificação à UR. De acordo

com CLAY et al. (1990) o inibidor de nitrificação DCD não afetou a volatilização da amônia,

na ureia tratada com NBPT.

3.6 – INOCULANTE Azospirillum brasilense NA CULTURA DO MILHO

O gênero Azospirillum faz parte do grupo de bactérias promotoras de crescimento de

plantas (BPCP) e tem vida livre, sendo encontrado por quase toda a extensão terrestre.

Trabalhos conduzidos por DOBEREINER & PEDROSA (1987) e HUERGO et al. (2008)

descreveram essas bactérias como endofíticas facultativas.

Atualmente estão descritas 14 espécies de bactérias no gênero Azospirillum, as quais

ganharam grande destaque mundialmente a partir da década de 1970 (DOBEREINER &

DAY, 1976; DOBEREINER et al., 1976), quando a pesquisadora da Embrapa, Dra. Johanna

Döbereiner (1924-2000), descobriu a capacidade de fixação biológica do nitrogênio dessas

bactérias em associação com gramíneas.

Pelo fato de nenhuma planta ou animal conseguir utilizar o nitrogênio disponível na

atmosfera diretamente, devido à presença de uma tripla ligação entre dois átomos do N2, que é

uma das ligações mais fortes presentes na natureza. Alguns microrganismos (arqueobactérias,

mas, principalmente, bactérias) presentes no solo se aproveitam do N2 que se difunde no solo

através do espaço poroso e conseguem romper essa tripla ligação com a ajuda de uma enzima

chamada dinitrogenase, assim reduzindo o N2 para amônia. Essas bactérias, também

denominadas diazotróficas ou fixadoras de N2, se associam a diversas espécies de plantas,

recebendo a classificação como bactérias associativas, endofíticas ou simbióticas (HUNGRIA

et al., 2007).

18

No geral a maior contribuição do processo da fixação biológica de nitrogênio

acontece pela associação simbiótica de plantas da família Leguminoseae (Fabaceae) com

bactérias de diversos gêneros, comumente conhecidas como rizóbios. Essas bactérias

produzem estruturas altamente especializadas no processo de fixação biológica, chegando a

suprir totalmente necessidade da soja (HUNGRIA et al., 2007). Em relação às bactérias

endofíticas (ex.: Herbaspirillum seropedicae, Gluconacetobacter diazotrophicus, Klebsiella

spp., Azoarcus spp.) ou associativas (ex.: Azospirillum spp., Azotobacter spp.), o mesmo

complexo da dinitrogenase realiza a conversão do N2 da atmosfera em amônia.

No entanto, diferente das bactérias simbióticas, as bactérias associativas

disponibilizam somente uma parte do nitrogênio fixado diretamente para a planta associada.

Futuramente, a mineralização da bactéria pode ajudar no aporte adicional de nitrogênio para

as plantas, entretanto, vale salientar que os processos de fixação biológica por essas bactérias

conseguem apenas suprir parcialmente as necessidades das plantas, que segundo MOREIRA

et al. (2010) chega a 17% das demandas das culturas.

19

4- MATERIAL E MÉTODOS

O experimento foi conduzido na área experimental da EMBRAPA Agrossilvipastoril,

localizada em Sinop, MT, no Norte Mato-grossense, com latitude de 11º51’45” Sul e

longitude de 55°36’45’’ Oeste. O solo da área experimental é classificado de acordo com o

SiBICS (2019) como LATOSSOLO VERMELHO-AMARELO Distrófico típico, textura

argilosa, em relevo plano.

Apresenta clima tropical, com temperatura média anual de 25.0 °C e pluviosidade

média anual é de 1818 mm. Segundo a Köppen e Geiger o clima é classificado como Aw

(clima tropical, com inverno seco, apresentando estação chuvosa no verão, de novembro a

abril, e nítida estação seca no inverno, de maio a outubro), onde o mês mais seco tem

precipitação inferior a 60 mm e equivale a menos de 4% da precipitação anual total (Figura

1).

Figura 1: Dados meteorológicos diários, estação Embrapa Agrossilvipastoril, correspondente ao período de

condução do experimento, 28/03/2017 a 13/06/2017. Fonte: Embrapa, 2019.

O delineamento experimental foi de blocos casualizados, com quatro repetições. A

unidade experimental (parcela) possuía 5x5 m, totalizando 25 m². Ao total foram 10

tratamentos, a saber:

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

120,0

1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55 57 59 61 63 65 67 69 71 73 75 77

Dados meteorológicos diários - estação Embrapa Agrossilvipastoril

° C Temperatura média do ar % Umidade relativa média do ar mm Precipitação acumulada

20

1º tratamento • Testemunha (sem aditivos)

2º tratamento Semente inoculada com Azospirillum

brasilense

3º tratamento 90 kg ha-¹ de Nitrogênio

4º tratamento • 90 kg ha-¹ de Nitrogênio + inoculação

5º tratamento • 90 kg ha-¹ de Nitrogênio + DCD + NBPT

6º tratamento 120 kg ha-¹ de Nitrogênio

8° tratamento • 120 kg ha-¹ de Nitrogênio + NBPT

9° tratamento • 120 kg ha-¹ de Nitrogênio + DCD

10° tratamento 120 kg ha-¹ de Nitrogênio + NBPT + DCD

O milho cultivar P3431VHY Pioneer, com a tecnologia leptra bt®, foi semeado no dia

01/03/2017, em sucessão à soja, com um espaçamento de 0,45 m entre linhas e 3 plantas por

metro linear. Por ocasião da semeadura foi realizada adubação na linha de 350 kg da fórmula

04-30-16.

A adubação que caracterizou a imposição dos tratamentos foi feita no dia 28/03/2017.

Os produtos utilizados nos tratamentos foram:

a) inibidor de urease tiofosfato de N-(n-butil) triamida (NBPT) da Agrotain (nome

comercial), na dose de 530 mg por kg de nitrogênio.

b) inibidor de nitrificação foi utilizado a dicianodiamida (DCD), 5% na base

nitrogênio.

c) O inoculante utilizado no experimento foi o Azospirillum brasilense líquido, na

dose de 100 mL ha-1, com concentração de 2x108 UFC/mL (unidade formadora de colônias).

A volatilização da amônia foi avaliada com auxílio de câmaras coletoras de livre fluxo

de ar em seu interior, denominada SALE (câmara semiaberta livre estática) (NÔMMIK,

1973), confeccionada a partir de garrafa de plástico transparente de poli tereftalato de etileno

(PET), com capacidade para 2 L e com área de 0,008 m² (Figuras 2 e 3). A base da garrafa

PET foi removida e posicionada na parte superior, com auxílio de arame galvanizado e do

anel da tampa da garrafa (tampa após a remoção da parte superior), que serviu como proteção

contra a influência de chuvas.

21

Figura 2: Câmara SALE proposta por Nômmik (1973). Figura adaptada de ARAÚJO et al., (2009).

Figura 3: Câmara coletora no experimento em campo adaptado de NÔMMIK (1973).

Fonte: KOYAMA, E.

A abertura superior, para circulação de ar no interior da câmara, foi de 2,1 cm de

diâmetro. No interior da garrafa PET foi utilizado o sistema absorvedor de amônia,

constituído de uma lâmina de espuma de poliuretano (0,017 g cm-3) com 3 mm de espessura,

22

2,5 cm de largura e 25 cm de comprimento, suspensa verticalmente com o auxílio de um fio

rígido de 1,5 mm de diâmetro (NÔMMIK, 1973).

Em um frasco de plástico com capacidade para 50 mL, suspenso pela extremidade

inferior do fio rígido, foram adicionados 10 mL de solução de ácido sulfúrico (H2SO4), 1 mol

dm-3 mais glicerina (2% v/v). No momento do preparo do sistema absorvedor de NH3, a

lâmina de espuma foi acondicionada dentro do frasco com a solução ácida e, em seguida,

comprimida de forma a absorver a maior parte dessa solução.

A lâmina de espuma permaneceu no frasco fechado até o momento de seu

posicionamento no interior do corpo da câmara (garrafa PET). Na instalação, a lâmina de

espuma foi mantida com a extremidade inferior dentro do frasco de 50 mL, de forma a evitar

respingos da solução ácida no substrato, e a outra extremidade da espuma foi presa à parte

superior do fio rígido, para mantê-la na posição vertical. Nessa ocasião, o fio rígido com o

frasco de 50 mL e a espuma foram introduzidos no corpo do coletor pela base e pendurados

na borda superior, suspensos a aproximadamente 1,5 cm da superfície do solo.

Durante as coletas, as espumas eram retiradas das câmaras e substituídas por novas

espumas, e imediatamente tampadas em seus frascos. Após todas as coletas e substituições

das espumas, os frascos coletados em campo foram etiquetados com a data da coleta e o nome

do responsável, e em seguida armazenados em câmara fria (Figura 4).

Figura 4: frascos com a lamina de espuma, após coleta em campo. Fonte: KOYAMA, E.

A calibração do coletor SALE foi realizada em duas condições: em um experimento

vitrine da Embrapa Agrossilvipastoril, aplicando uma quantidade equivalente a 100 kg de N

por hectare de ureia, e utilizando H3PO4 + glicerina 2% em 4 câmaras e H2SO4 + glicerina 2%

em outras 4 câmaras, com trocas dos frascos com ácido a cada 3 dias, e levado para o

laboratório para extração do amônio contido na espuma de poliuretano.

23

Com objetivo de avaliar a evolução de volatilização após a aplicação do adubo, coletas

foram efetuadas em diferentes datas: 30/03/2017, 01/04/2017, 03/04/2017, 05/04/2017,

07/04/2017, 10/04/2017, 15/04/2017, 21/04/2017, 28/04/2017, 04/05/2017, 16/05/2017,

13/06/2017. Foram realizadas as coletas das espumas com NH3 absorvido durante todo o ciclo

do milho safrinha, desde o plantio até a colheita. A espuma e a solução, remanescentes em

cada frasco de 50 mL, foram transferidas para Erlenmeyers de 125 ml, com massa

previamente conhecida (Peso 1). Posteriormente, foi adicionado cloreto de potássio (KCl) 1

mol L-1 até cobrir a espuma dentro do Erlenmeyer. Os tubos com a solução e a lâmina de

espuma foram levados a um agitador horizontal a 220 rpm. Após 20 min, os tubos foram

removidos do agitador e pesados (Peso 2).

Todas as análises foram feitas no laboratório da Embrapa Agrossilvipastoril e para isso

foi tomada uma alíquota de 5 a 10 mL retirada dos tubos, e submetidas a análise por

espectrofotometria conforme SATOLLO et al. (2016). O volume total da solução foi

determinado pela diferença entre P2 e P1 + massa da espuma.

Nos dados de volatilização para cada data de avaliação foi aplicado o erro padrão da média,

pois não seguiram os requisitos de normalidade para aplicação de testes paramétricos. Já os

dados das perdas acumuladas ao final do experimento foram submetidos à ANOVA e ao teste

de Tukey, a 5% de probabilidade.

5 - RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1- DINÂMICA DA VOLATILIZAÇÃO DA AMÔNIA

Nos tratamentos 1 e 2, testemunha e semente inoculada, respectivamente, não foram

observadas perdas por volatilização de amônia (Figura 5), o que decorre do fato de não terem

recebido adubação com ureia em cobertura, apenas a aplicação base de fertilizante por ocasião

da semeadura do milho.

24

Figura 5: Gráfico da dinâmica da volatilização do nitrogênio, dados submetidos ao erro padrão

da média.

Os maiores picos de perda de nitrogênio ocorreram no segundo dia após a aplicação de

ureia no solo, sendo os tratamentos, 7 (120 kg ha-1+ inoculação), 6 (120 kg ha-1), 4 (90 kg ha-1

+ inoculação) os que obtiveram as maiores perdas, respectivamente (Figura 5).

Esses maiores picos de perda no segundo dia após a aplicação da ureia foram

observados nos tratamentos que não receberam os inibidores de volatilização ou nitrificação.

Como a hidrólise da ureia ocorre alguns dias após a aplicação do adubo (BYRNES, 2000),

neste período foi observada a maior volatilização de amônia (NH3), provavelmente pelas

condições climáticas observadas nesta época do experimento (Figura 1). Na data em questão

já existia um valor reduzido de chuvas com cerca de 0,8 mm naquele dia e alta temperatura

com uma média de 26°C (Figura 1), o que influência diretamente na atividade da enzima

urease, tal como observado em trabalhos realizados por TASCA et al. (2011).

Em relação à umidade, ressalta-se que ao diminuir o teor de água disponível no solo

ocorre a diminuição da hidrólise da ureia e, consequentemente, reduz a volatilização

(SOARES, 2011). No entanto, no primeiro mês de condução do experimento ocorreu

25

precipitação (150 mm) (Figura 1), e segundo SOARES. (2011) e TASCA. (2011), pelo menos

10% de umidade já é suficiente para que ocorra volatilização do N.

Dos tratamentos que não receberam inibidores, ou seja, houve apenas aplicação de

ureia, o tratamento 3, com 90 kg ha-¹, foi o que apresentou a menor perda por volatilização da

amônia, aproximadamente 28% do nitrogênio aplicado na primeira data de amostragem após a

adubação em cobertura (Figura 7). Apesar de apresentar menor valor em relação aos

tratamentos sem aditivos, ainda assim apresentou uma volatilização alta, se assemelhando

com resultados obtidos em solos com pH de 6 a 8 dos trabalhos de TASCA et al. (2011).

Nos tratamentos 5 (90 kg ha-1 + NBPT + DCD), 8 (120 kg ha-1+ NBPT), 9 (120 kg ha-

1 + DCD), 10 (120 kg ha-1 + NBPT + DCD) foram observados os menores valores de

volatilização na primeira avaliação pós-adubação (Figura 5). O fato destes tratamentos terem

recebido os aditivos para inibição de urease e de nitrificação, contribuiu para a diminuição

considerável da volatilização da amônia (NH3), corroborando vários trabalhos no tema

(TASCA et al. 2011; BARTH, 2009; SOARES, 2011).

O NBPT inibe a ação da enzima urease e o processo de hidrólise da ureia, resultando

no aumento da difusão da ureia no solo, evitando altas concentrações de NH4+ e pH elevado

na área de aplicação do fertilizante, reduzindo a volatilização de NH3 assim como em estudos

realizados por CHRISTIANSON et al. (1993). O íon amônio (NH4+) liberado do adubo pode

ser oxidado a nitrato, pelo processo de nitrificação e absorvido pelas plantas e por

microrganismos. Esses processos diminuem a quantidade de NH4+ na solução do solo e,

consequentemente, reduzem a volatilização de NH3 (WATSON, 2000; SOMMER et al.

2004).

No tratamento 8, no qual foram utilizados 100% da dose recomendada de N mais o

NBPT, observou-se volatilização de N até uma semana depois da aplicação nos tratamentos,

indicando que o NBPT pode sim estender a permanência do N no solo, propiciando um maior

tempo de aproveitamento do nutriente pela planta, assim como em trabalhos conduzidos por

SOARES (2011).

Após o décimo dia não foi observada volatilização de nitrogênio nos tratamentos

avaliados, indicando que o nitrogênio trocável na forma amoniacal no solo está disponível em

até 10 dias após a adubação, se aproximando dos resultados de 11 dias encontrados por

SOARES (2011).

5.2 – ACUMULADO DA VOLATILIZAÇÃO DA AMÔNIA

Como já mencionado, os tratamentos 1 (testemunha) e 2 (com inoculante) não

obtiveram valores de volatilização, pois estes tratamentos não receberam nenhuma quantidade

de N, o que justifica a ausência de seus valores acumulados de volatilização.

O tratamento em que se observou mais volatilização foi o tratamento 7 (120 kg N ha-1

+ Inoculação) (Figura 6), obtendo uma volatilização de aproximadamente 75% do N aplicado.

26

Figura 6: Gráfico da volatilização acumulada da amônia, dados submetidos ao erro padrão da

média.

De acordo com HUNGRIA (2011) a inoculação do milho com Azospirillum brasilense

aliada à aplicação de 100% da dose de N, causa a anulação do efeito do Azospirillum. Isto

justifica a grande quantidade volatilizada, já que não foi aplicado nenhum inibidor de

volatilização.

Comparando os tratamentos 4 (90 kg N ha-1 + inoculante) e 7 (120 kg N ha-1 +

inoculante) (Figura 6), observa-se uma grande volatilização do N, cerca de 67% e 75%, o que

reforça ainda mais a ideia de que a inoculação com Azospirillum brasilense de alguma forma

tem efeito na volatilização do N.

Quando se compara os tratamentos 4 (90 kg ha-1 + inoculante) e 7 (120 kg ha-1 +

inoculante), e 3 (90 kg ha-1) e 6 (120 kg ha-1) (sem inoculante), os valores de volatilização

aumentaram na presença do inoculante. Em ambos os tratamentos houve volatilização, uma

vez que, em nenhum destes teve inibidor de urease ou de nitrificação, no entanto verifica-se

um aumento que pode estar relacionado à inoculação, o que reforça a necessidade de avaliar a

fundo essa relação.

27

Não existem trabalhos avaliando a relação do Azospirillum brasilense inoculado no

milho com a aplicação de ureia e seus efeitos na volatilização do N. Nesse sentido, os

resultados apresentados pelo presente trabalho possibilitam a formulação de perguntas e

hipóteses que podem balizar outros trabalhos relacionando a volatilização com a inoculação.

Comparando os tratamentos 3 (90 kg N ha-1) e 6 (120 kg N ha-1) no qual foi usado

75% da dose recomendada de N e 100% da dose recomendada de N, respectivamente,

observou-se diferentes valores de volatilização, enquanto o tratamento 3 volatilizou 34% do N

aplicado, o tratamento 6 volatilizou 54%, isto mostra que, nas condições ambientais de

condução do experimento, aplicar 100% da dose recomendada de N resulta em considerável

volatilização do N, sustentando a afirmação de MA et al. (2010), que relatam que quanto

maior a dose de N, maior a volatilização de N.

Os tratamentos 4 (90 kg N ha-1 + Inoculação) e 6 (120 kg N ha-1) não se diferiram

estatisticamente ao nível 5% de probabilidade (Figura 7), e também obtiveram uma das

maiores taxas de volatilização, alcançando aproximadamente 67% e 54%, respectivamente, do

total de N aplicado. Estes tratamentos não levaram nenhum aditivo inibidor de volatilização

ou de nitrificação, o que levou a alta taxa de volatilização.

Figura 7: Gráfico do final acumulado da volatilização da amônia, dados submetidos ao teste de

Tukey 5% probabilidade.

Nos tratamentos 4 (90 kg ha-1+ inoculação) e 8 (120 kg ha-1+ NBPT) também não

foram observadas diferenças significativas ao nível 5% de probabilidade. Nestes tratamentos

28

foram observados aproximadamente 50% e 38% de volatilização, respectivamente. Isto

mostra que o NBPT aliado à aplicação de 100% da dose recomendada de nitrogênio, nas

condições ambientais estudadas, não se mostrou tão eficiente na diminuição da volatilização

da amônia, quando comparado ao tratamento 9 (120 kg ha-1 + DCD), que levou 100% da dose

recomendada de N mais o inibidor de nitrificação DCD, que foi o tratamento que menos

volatilizou.

Nos tratamentos que receberam o inibidor de volatilização NBPT em comparação com

os tratamentos sem inibidor observou-se uma diferença significativa na redução da

volatilização do N com uso do inibidor.

E quando se compara o tratamento 8 (120 kg N ha-1 + NBPT) com o tratamento 6 (120

kg N ha-1) (Figura 7) tem-se uma redução de 16 % da volatilização do N, e se comparar o

tratamento 8 (120 kg N ha-1 + NBPT) com o 7 (120 kg N ha-1 + inoculante) tem se uma

redução de 37% da volatilização, indicando que houve eficiência na redução da volatilização

com o uso do inibidor, corroborando com resultados obtidos por CANTARELLA et al. (2009)

que chegaram a reduzir 56% da volatilização do N.

O fato de o tratamento 9 (120 kg N ha-1 + DCD) ser o que menos volatilizou leva a

uma questão interessante, pelo fato de não levar um inibidor de volatilização, mas sim um

inibidor de nitrificação. Por que foi mais eficiente até mesmo que o tratamento 8 (120 kg N

ha-1 + NBPT) que recebeu inibidor de volatilização?

Não é esperado que tal fato aconteça, pois ao se inibir a nitrificação, o N permanece na

forma NH4+, por mais tempo no solo, e pelo fato de ocorrer um aumento do pH ao redor dos

grânulos de ureia, o NH4+ perde um H+ para o meio devido a presença de OH-, se

transformando em NH3 que é um gás volátil (CANTARELLA, 2007). Em alguns estudos

conduzidos por NASTRI et al. (2000), os resultados foram diferentes, chegando ao

entendimento que o DCD aumentava a volatilização de N devido a este processo.

Como não há trabalhos que corroboram o presente estudo, deve-se fazer mais testes

avaliando a interação do DCD com a volatilização nestas mesmas condições, para que se

possa, por fim, entender o que de fato aconteceu para que o DCD diminuísse a volatilização

da ureia, até mais que o inibidor de volatilização.

Ao se comparar os tratamentos 5 (90 kg N ha-1 + NBPT + DCD) e 10 (120 kg N ha-1 +

NBPT + DCD) (Figura 7), que representam 75% da dose e 100% da dose recomendada de N

para a cultura, respectivamente, mesmo sabendo que estes tratamentos não se diferiram

estatisticamente ao nível 5% probabilidade, observou-se que a eficiência destes dois

inibidores em conjunto está diretamente ligada à quantidade de N aplicado, e que os dois

inibidores aliados à dose de 100% de N mostraram uma redução de 9% na volatilização do N

aplicado em relação ao tratamento que levou os inibidores mais 75% da dose, diferindo de

resultados obtidos por ZAMAN et al. (2008), que sugeriram que o DCD afetou a eficiência do

NBPT na hidrólise da ureia.

Neste experimento, foi observado que o DCD não alterou o efeito do NBPT em

retardar a hidrólise da ureia, pois os tratamentos que receberam os dois inibidores tiveram

redução na volatilização do N em comparação com o tratamento que recebeu apenas NBPT

(tratamento 8) (Figura 7).

Mesmo que estes 3 tratamentos sejam iguais estatisticamente (T8, T10, T5), a

combinação dos inibidores resultou em uma redução de 13% se comparado com o tratamento

29

10 (120 kg ha-1 + NBPT + DCD), e 5% com o tratamento 5 (90 kg ha-1 + NBPT + DCD),

corroborando a afirmação que o DCD não diminui a eficiência do NBPT (SOARES, 2011).

30

6- CONCLUSÃO

O inibidor de nitrificação (DCD) apresentou maior redução na volatilização da

amônia.

O uso do inoculante Azospirillum brasiliense associado à aplicação de ureia em

cobertura resultou em alta taxa de volatilização da amônia.

O NBPT, apesar de ser um inibidor específico da volatilização da amônia, não foi o

inibidor que mais reduziu a volatilização da amônia.

O NBPT promoveu significativa redução da volatilização em relação aos tratamentos

sem inibidores.

As associações do NBPT com o DCD mostraram boa redução da volatilização da

amônia, indicando que o DCD não interfere na eficiência do NBPT.

31

7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

AGROLINK, importância econômica do milho, disponível em:

<https://www.agrolink.com.br/culturas/milho/informacoes/importancia_361402.html> acessado em

02/12/2018.

AGROTAIN. USAAGROTAIN liquid_Label.pdf. Disponível em:

http://www.agrotain.com/howitworks/labelrequest. Acessado em 29/11/2018

ALVA, A. K. et al. Nitrogen and irrigation management practices to improve nitrogen uptake

efficiency and minimize leaching losses. Journal of Crop Improvement, Binghamton, v. 15, n. 2, p.

369-420, 2005.

APROSOJA, 2018 disponível em: <http://www.aprosoja.com.br/soja-e-milho/a-história-do-milho>

acessado em 02/12/2018.

BARTH, G.; TUCHER, S. von. SCHMIDHALTER, U. Influence of soil parameters on the effect of

3,4-dimethylpyrazole-phosphate as a nitrification inhibitor. Biology and Fertility of Soils, New York,

v. 34, p. 98-102, 2001.

BARTH, Gabriel, Inibidores de uréase e de nitrificação na eficiência de adubos nitrogenados /

Gabriel Barth. Piracicaba, 2009. 78 p.:il. Tese (Doutorado)- - Escola Superior de Agricultura ‘’Luiz de

Queiroz’’, 2009.

BARRETO, H.J.; WESTERMAN, R.L. Soil urease activity in winter wheat residue

management systems. Soil Science Society of America Journal, v. 53, p. 1455-1458, 1989.

BANERJEE, B.; PATHAK, H.; AGGARWAL, P.K. Effects of dicyandiamide, farmayard manure and

irrigation on crop yield and ammonia volatilization from an Alluvia Soil Under a Rice (Oryza Sativa

L.) – Wheat (Triticum Aestivum L.) Cropping System. Biology and Fertility of Soils, v. 36, n. 3, p.

207-214, 2002.

BLAISE, D.; AMBERGER, A.; VONTUCHER, S. Influence of iron pyrites and dicyandiamides on

nitrification and ammonia volatilization from area applied to loess Brow Earths (Luvisols). Biology

and Fertility of Soils, v. 24, n. 2, p. 179-182, 1997.

BONO, J. A. M.; SETTI, J. C. A.; SPEKKEN, S. S. P. O nitrogênio protegido como alternativa de

fertilizante para o uso no plantio da cultura do algodão. Ensaios e Ciência, v. 10, n. 01, p. 39-45,

2006.

BREMNER, J.M.; MULVANEY, R.L. Urease activity in soils. In: BURNS, R.G. (Ed.) Soil

Enzymes. Londres, Academic Press, 1978. p.149-196.

BYRNES, B.H. Liquid fertilizers and nitrogen solutions. In: INTERNATIONAL FERTILIZER

DEVELOPMENT CENTER. Fertilizer manual. Alabama: Kluwer Academic, 2000. p.20- 44.

CANTARELLA, H. Nitrogênio. p. 375-470. In: NOVAIS, R.F.; ALVAREZ V., V.H.; BARROS,

N.F.; FONTES, R.L.F.; CANTARUTTI, R.B; NEVES, J.C.L. (Ed.). Fertilidade do Solo. Viçosa,

Sociedade Brasileira de Ciência do Solo. 2007. 1017p.

CANTARELLA, H.; BOLONHEZI, D.; GALLO, P.B.; MARTINS, A.L.M.; MARCELINO, R.

32

Ammonia volatilization and yield of maize with urea treated with urease inhibitor. In: 16th Nitrogen

Workshop, Turin (Italy), June, 28th - July, 1st. 2009. p.129-130, 2009.

CANTARELLA, H.; TRIVELIN, P.C.O.; CONTIN, T.L.M.; DIAS, F.L.F.; ROSSETTO, R.;

MARCELINO, R.; COIMBRA, R.B.; QUAGGIO, J.A. Ammonia volatilisation from urease inhibitor-

treated urea applied to sugarcane trash blankets. Scientia Agricola, v. 65, p. 397- 401, 2008.

CANTARELLA, H.; MATTOS JÚNIOR; D.; QUAGGIO, J.A.; RIGOLIN, A.T. Fruit yield

of Valencia sweet orange fertilized with different N sources and the loss of applied N.

Nutrient Cycling in Agroecosystems, v. 67, p.215-223, 2003.

CARMONA, G.; CHRISTIANSON, C.B.; BYRNES, B.H. Temperature and low concentration effects

of the urease inhibitor N-(n-butyl) thiophosphoric triamide (nBTPT) on ammonia volatilization from

urea. Soil Biology & Biochemistry, v. 22, p.1519-1526, 1990.

CHIEN, S.H.; PROCHNOW, L.I.; CANTARELLA, H. Recent developments of fertilizer

production and use to improve nutrient efficiency and minimize environmental impacts.

Advances in Agronomy, v. 102, p. 267-322. 2009.

CHRISTIANSON, C.B.; BAETHGEN, W.E.; CARMONA, G.; HOWARD, R.G. Microsite reactions

of urea-nbtpt fertilizer on the soil surface. Soil Biology & Biochemistry, v. 25, p. 1107-1117, 1993.

CLAY, D.E.; MALZER, G.L.; ANDERSON, J.L. Ammonia volatilization from urea as influenced by

soil temperature, soil water content, and nitrification and hydrolysis inhibitors. Soil Science Society of

America Journal, v. 54, p. 263-266, 1990.

COELHO, A. M.; FRANÇA, G. E.; PITTA, G. V.E.; ALVES, V.M.C.; HERNANI, L.C. Fertilidade

de solos. In: Sistemas de Produção, 2. Embrapa Milho e Sorgo. Sete Lagoas-MG, 2008.

COELHO, A. M. Importância da adubação nitrogenada na cultura do milho. Revista Campo &

Negócios, Uberlândia, v. 6, n. 71, p. 24-25, 2009.

CONAB, Acompanhamento de safra bras. grãos, v. 6 Safra 2018/19 -Segundo levantamento, Brasília,

p. 1-142, novembro 2018, disponível em: https://www.conab.gov.br/info-agro/safras/graos, acessado

em: 02/12/2018.

Dados climatológicos de Sinop no ano de 2017. Acessado dia: 26/06/2019 as 20:00 horas, disponível

em: https://pt.climate-data.org/america-do-sul/brasil/mato-grosso/sinop-4077/.

DAROLT, M. R. Princípios para implantação e manutenção do sistema. In: DAROLT, M. R. Plantio

direto: pequena propriedade sustentável. Londrina: Iapar, 1998. p. 16-45 (Circular, 101).

DÖBEREINER, J.; PEDROSA, F.O. Nitrogen-fixing bacteria in nonleguminous crop plants. Science

Tech, Springer Verlag, Madison, USA, 1987. p. 1-155. (Brock/Springer series in contemporary

bioscience)

DÖBEREINER, J.; DAY, J.M. Associative symbiosis in tropical grasses: characterization of

microorganisms and dinitrogen-fi xing sites. In: NEWTON W.E.; NYMAN, C.T. (Ed.)

INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON NITROGEN FIXATION, vol. 2. Proceedings… Pullman,

USA: Washington State University Press, 1976. p.518-538.

DÖBEREINER, J.; MARRIEL, I.; NERY, M. Ecological distribution of Spirillum lipoferum

Beijerinck. Canadian Journal of Microbiology, v.22, p.1464–1473, 1976.

33

ESCOSTEGUY, P. A. V.; RIZZARDI, M. A.; ARGENTA, G. Doses e épocas de aplicação de

nitrogênio em cobertura na cultura do milho em duas épocas de semeadura. Revista Brasileira de

Ciência do Solo, Campinas, v. 21, n. 1, p. 71-77, 1997.

EMBRAPA, sistemas de produção do milho, 9ª edição, novembro 2015, disponível em:

<https://www.spo.cnptia.embrapa.br/conteudo?p_p_id=conteudoportlet_WAR_sistemasdeproducaolf6

_1ga1ceportlet&p_p_lifecycle=0&p_p_state=normal&p_p_mode=view&p_p_col_id=column1&p_p_

col_count=1&p_r_p_76293187_sistemaProducaoId=7905&p_r_p_-996514994_topicoId=8658>,

acessado em 02/12/2018.

EMBRAPA milho e sorgo, sistemas de produção do milho, 2ª edição, setembro 2007, disponível em:

https://ainfo.cnptia.embrapa.br/digital/bitstream/item/69853/1/Irrigacao-1.pdf, acessado em

02/12/2018.

EMBRAPA soja, inoculação com Azospirillum brasilense: inovação e rendimento a baixo custo.

Disponível em: http://ainfo.cnptia.embrapa.br/digital/bitstream/item/29560/1/DOC325.2011.pdf, acessado em: 26/04/2019.

EMBRAPA AGROSSILVIPASTORIL, Estação meteorológica. Dados meteorológicos diários –

estação Embrapa Agrossilvipastoril.xlsx. [Sinop]. 1 Planilha eletrônica. Disponível em:

https://www.embrapa.br/documents/1354377/2455052/Dados+meteorol%C3%B3gicos+di%C3%A1ri

os/299f5248-c518-98d7-c2d9-d7f49a794154. Acesso em: 15/06/2019.

EUZÉBIO, Milena Pierótti, época de plantio do milho, Folha Agrícola do Paraná, jornal do

agronegócio do paraná, artigo publicado na edição de janeiro de 2016, disponível em

http://folhaagricola.com.br/artigo/epoca-de-plantio-do-milho>, acessado em: 02/12/2018.

FANCELLI, A. L.; DOURADO NETO, D. Produção de milho. Guaíba: Agropecuária, 2000. 360p.

FERNANDES, F. C. S.; LIBARDI, P. L. Percentagem de recuperação de nitrogênio pelo milho, para

diferentes doses e parcelamentos do fertilizante nitrogenado. Revista Brasileira de Milho e Sorgo,

Sete Lagoas, v. 6, n. 3, p. 285-296, 2007.

FORNASIERI FILHO, D. Manual da cultura do milho. Jaboticabal: Funep, 2007.

FRYE, W. Nitrification inhibition for nitrogen efficiency and environment protection. In: IFA

International Workshop on Enhanced-Efficiency Fertilizers. Germany, P.28-30, 2005.

GIOACCHINI, P.; NASTRI, A.; MARZADORI, C.; GIOVANNINI, C.; ANTISARI, L.V.; GESSA,

C. Influence of urease and nitrification inhibitors on N losses from soils fertilized with urea. Biology

and Fertility Soils, New York, v. 36, p. 129-135, 2002.

GUIRAUD, G.; MAROL, C.; THIBAUD, M.C. Mineralization of nitrogen in the presence of a

nitrification inhibitor. Soil Biology and Biochemistry, Oxford, v. 21, p. 29-34, 1989.

HARGROVE, W.L. Soil, environmental, and management factors influencing ammonia volatilization

under field conditions In: BOCK, B.R.; KISSEL, D.E. (Ed.) Ammonia volatilization from urea

fertilizers. Natl. Fert. Dev. Center. Tenessee Valley Authority, Muscle Shoals, 1988. p.17-36. (Bull.

Y-206).

HENDRICKSON, L.L.; DOUGLASS, E.A. Metabolism of the urease inhibitor N-(n-butyl)

thiophosphoric triamide (NBPT) in soils. Soil Biology & Biochemistry, v. 25, p. 1613-1618, 1993.

34

HOEFT, R. G. Desafios para a obtenção de altas produtividades de milho e de soja nos EUA.

Informações Agronômicas, Piracicaba, n. 104, p. 1-4, 2003.

http://www.agencia.cnptia.embrapa.br/gestor/milho/arvore/CONTAG01_8_168200511157.html

HUERGO, L.F.; MONTEIRO, R.A.; BONATTO, A.C.; RIGO, L.U.; STEFFENS, M.B.R.; CRUZ,

L.M.; CHUBATSU, L.S.; SOUZA, E.M.; PEDROSA, F.O. Regulation of nitrogen fi xation in

Azospirillum brasilense. In: CASSÁN, F.D.; GARCIA DE SALAMONE, I. Azospirillum sp.: cell

physiology, plant interactions and agronomic research in Argentina. Asociación Argentina de

Microbiologia, Argentina, 2008. p.17-35.

HUNGRIA, M.; CAMPO, R.J.; MENDES, I.C. A importância do processo de fixação biológica do

nitrogênio para a cultura da soja: componente essencial para a competitividade do produto brasileiro.

Londrina: Embrapa Soja, 2007. 80p. (Embrapa Soja. Documentos, 283). (ISSN 1516- 781X; N 283).

IFA - INTERNATIONAL FERTILIZER INDUSTRY ASSOCIATION. Disponível em:

http://www.fertilizer.org/ifa/Home-Page/STATISTICS/Fertilizer-supply-statistics, acessado em

28/03/2019.

IRIGOYEN, I.; LAMSFUS, C.; APARICIO-TEJO, P.; MURO, J. The influence of 3,4

dimethylpyrazole phosphate and dicyandiamide on reducing nitrate accumulation in spinach under

Mediterranean conditions. Journal of Agricultural Science, Cambridge, v. 144, p. 555-562, 2006.

KISS, S.; SIMIHAIAN, M. Improving efficiency of urea fertilizers by inhibition of soil

urease activity. Klumer Academic Publishers, Doordrech, 417p., 2002.

LARA CABEZAS, W. A. R.; SOUZA, M. A. Volatilização de amônia, lixiviação de nitrogênio e

produtividade de milho em resposta à aplicação de misturas de uréia com sulfato de amônio ou gesso

agrícola. Revista Brasileira de Ciência do Solo, v.32, n.6, p.2331-2342, 2008.

LARA CABEZAS, W.A.R.; TRIVELIN, P.C.O. ; KORNDORFER, G.H. ; PEREIRA, S. Balanço

nitrogenado da adubação sólida e fluida de cobertura na cultura de milho em sistema plantio direto.

Revista Brasileira de Ciência do Solo, v. 24, n. 2, p. 363-376, 2000.

MA, B.L.; WU, T.Y.; TREMBLAY, N.; DEEN, W.; MCLAUGHLIN, N.B.; MORRISON M. J. &

STEWART, G. On-farm assessment of the amount and timing of nitrogen fertilizer on ammonia

volatilization. Agron. J., 102:134-144, 2010.

MAGALHÃES, P. C.; DURÃES, F. O. M.; CARNEIRO, N. P.; PAIVA, E. Fisiologia do milho. Sete

Lagoas: EMBRAPA-CNPMS, 2002. 23 p. (EMBRAPA-CNPMS. Circular Técnica, 22).

MANUNZA, B., DEYANA, S., PINTORE, M., GESSA, C. The binding mechanism of urea,

hydroxamic acid and N-(n-butyl)-phosphoric triamide to the urease active site. A comparative

molecular dynamics study. Soil Biology & Biochemistry, v. 31, p. 789-796, 1999.

McARTY, G.W.; BREMNER, J.M. Inhibitor of nitrification in soil by heterocyclic nitrogen

compounds. Biology and Fertility Soils, New York, v. 8, p. 204-211, 1989.

MILHO, disponível em: https://pt.wikipedia.org/wiki/Milho, acessado em 02/12/2018.

MOREIRA, F. M. S.; SILVA, K.; NÓBREGA R. S. A.; CARVALHO, F. Bactérias diazotróficas

associativas: diversidade, ecologia e potencial de aplicações. Comunicata Scientiae, pag. 74-99,

2010.

35

NASTRI, A.; TODERI, G.; BERNATI, E.; GOVI, G. Ammonia volatilization and yield response from

urea applied to wheat with urease (NBPT) and nitrification (DCD) inhibitors. Agrochimica, v. 44, p.

231-239, 2000.

OLIVEIRA, M.W.; TRIVELIN, P.C.O.; GAVA, G.J.C.; VITTI, A.C. Lixiviação de nitrogênio em

solo cultivado com cana-de-açúcar: experimento em lisímetro. STAB - Açúcar, Álcool e

Subprodutos, Piracicaba, v. 18, p. 28-31, 1999.

OLIVEIRA, M.W.; TRIVELIN, P.C.O.; BOARETTO A.E.; MURAOKA, T.; MORTATI, J. Leaching

of nitrogen, potassium, calcium and magnesium in a sandy soil cultivated with sugarcane. Pesquisa

Agropecuária Brasileira, Brasilia, v. 37, p. 861-868, 2002.

OLIVEIRA, F.A.; CASTRO, C.; SFREDO, G.J.; KLEPKER, D.; OLIVEIRA-JUNIOR, A. Fertilidade

do solo e nutrição mineral da soja. Circular técnica 62, Embrapa Soja, Londrina-PR, 2008. 8p.

PRAKASAO, E.V.S.; PUTTANNA, K. Nitrification and ammonia volatilization losses from urea and

dicyandiamide-treated urea in a sandy loam soil. Plant and Soil, v. 97, p. 201-206, 1987.

RADEL, R.J.; GAUTNEY, J.; PETERS, G.E. Urease inhibitor developments. In: BOCK, B.R.;

KISSEL, D.E. (Ed.) Ammonia volatilization from urea fertilizers. Muscle Shoals, National

Fertilizer Development Center. 1988. p. 111-136. (Bul. Y-206).

RAWLUK, C.D.L.; GRANT, C.A.; RACZ, G.J. Ammonia volatilization from soils fertilized with urea

and varying rates of urease inhibitor NBPT. Canadian Journal of Soil Science, v. 81, p. 239-246,

2001.

REYNOLDS, C.M.; WOLF, D.C.; ARMBRUSTER, J.A. Factors related to urea hydrolysis in soils.

Soil Science Society America Journal, Madison, v. 49, p. 104-108, 1987.

VOLK, M.G. Volatile loss of ammonia following surface application of urea to turf of bare soils.

Agronomy Journal., v.51, p.746-749, 1959.

RODRIGUES, M.B.; KIEHL, J.C. Distribuição e nitrificação da amônia proveniente da uréia aplicada

ao solo. Revista Brasileira de Ciência do Solo, Viçosa, v. 16, p. 403- 408, 1992.

Rogeri DA. Suprimento e perdas de nitrogênio no solo decorrentes da adição de cama de aves

[dissertação]. Lages: Universidade do Estado de Santa Catarina; 2010

SAINZ ROZAS, H.R.; ECHEVERRIA, H.E. & BARBIERI, P.A. Nitrogen balance as affected by

application time and nitrogen fertilizer rate in irrigated no-tillage maize. Am. Soc. Agron., 96:1622-

1631, 2004.

SAHRAWAT, K. L. On the criteria for comparing the ability of compounds for retardation of

nitrification in soil. Plant and Soil, Dodrecht, v. 55, p. 487-490, 1980.

SOARES, J.R.; Efeito de Inibidores de Urease e de Nitrificação na Volatilização de NH3 pela

Aplicação Superficial de Ureia no Solo; Instituto Agronômico, Campinas – SP, 2011, p. 1-79.

SOMMER, S.G.; SHJOERRING, J.K.; DENMEAD, O.T. Ammonia emission from mineral fertilizers

and fertilized crops. Advances in Agronomy, v. 82, p.557-622, 2004.

SOUZA, A. C. et al. Parcelamento e época de aplicação de nitrogênio e seus efeitos em características

agronômicas do milho. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 25, n. 2, p. 321-329, 2001.

36

SOUSA, D.M.G. & LOBATO, E. Adubação com nitrogênio. In: SOUSA, D.M.G. & LOBATO, E.,

eds. Cerrado: correção do solo e adubação. 2.ed. Planaltina, Embrapa Cerrados, 2004. p.129-144.

SOUTHWICK, L.M.; WILLIS, G H.; JOHNSON, D.C.; SELIM, H.M. Leaching of nitrate, atrazine,

and metribuzin from sugarcane in southern Louisiana. Journal Environmental Quality, Madison, v.

24, p. 684-690, 1995.

TASCA, F. A. Et al. Volatilização de amônia do solo após a aplicação de ureia convencional ou com

inibidor de urease. Revista Brasileira de Ciência do Solo. v. 35, n. 2, p. 493-502, 2011.

TECNOLOGIA E PRODUÇÃO, MILHO SAFRINHA E CULTURAS DE INVERNO, FUNDAÇÃO

MS, 2013. Disponível em:

<http://www.fundacaoms.org.br/base/www/fundacaoms.org.br/media/attachments/184/184/newarchiv

e-184.pdf>, acessado em 02/12/2018.

TERMAN, G.L. Volatilization losses of nitrogen as ammonia from surface-applied fertilizers, organic

amendments, and crop residues. Advances in Agronomy, v. 31, p. 189-223, 1979.

TRENKEL, M.E. Improving fertilizer use efficiency: controlled-release and stabilized fertilizers

in agriculture. International Fertilizer Industry Association, Paris, 151p. 1997.

TRENKEL, M.E. Slow- and controlled-release and stabilized fertilizer: an option for enhancing

nutrient efficiency in agriculture. International Fertilizer Industry Association, Paris, France, 160p.

2010.

XIAOBIN, W.; JINGFENG, X.; GRANT, C A.; BAILEY, L.D. Effects of placement of urea with a

urease inhibitor on seedling emergence, N uptake and dry matter yield of wheat. Canadian Journal of

Plant Science, v. 75, p. 449-452, 1995.

XU, X.; ZHOU, L.; CLEEMPUT, O. VAN; WANG, Z. Fate of urea 15N in a soil-wheat as influenced

by urease inhibitor hydroquinone and nitrification inhibitor dicyandiamide. Plant and Soil, v. 220, p.

261-270, 2000.

WATSON, C.J.; AKHONZADA, N. A.; HAMILTON, J.T.G.; MATTHEWS, D.I. Rate and mode of

application of the urease inhibitor N-(n-butyl) thiophosphoric triamide on ammonia volatilization from

surface-applied urea. Soil Use and Management, v. 24, p. 246-253, 2008.

WATSON, C.J. Urease activity and inhibition – Principles and practice. The International Fertilizer

Society Meeting, 28/11/2000. London, The International Fertilizer Society Proceedings, n. 454,

39p. 2000.

WATSON, C.J.; MILLER, H.; POLAND, P.; KILPATRICK, D.J. .; ALLEN, M.B.D.; GARRET,

M.K.; CHRISTIANSON, C.B. Soil properties and the ability of the urease inhibitor N-(n-

butyl)thiophosporic triamide (nBTPT) to reduce ammonia volatilization from surface-applied urea.

Soil Biology & Biochemistry, v. 26, p. 1165-1171, 1994.

ZAMAN, M.; BLENNERHASSET, J.D.; QUIN, B.F. Reducing NH3, N2O and NO3 - - N losses from

a pasture soil with urease or nitrification inhibitors and elemental S-amended nitrogenous fertilizers.

Biology and Fertility of Soils, v. 44, n. 5, p. 693-705, 2008

ZAMAN, M.; SAGGAR, S.; BLENNERHASSET, J.D.; SINGH, J. Effect of urease and nitrification

inhibitors on N transformation, gases emitions of ammonia and nitrous oxide, pasture yield and N

updake in grazed pasture system. Soil Biology & Biochemistry, v. 41, n. 6, p. 1270-1280, 2009.

ZERULLA, W.; BARTH, T.; DRESSEL, J.; ERHARDT, K.; LOCQUENGHIEN, K. H. von. PASDA,

37

G.; RÄDLE, M. 3,4-dimethylpyrazole phosphate (DMPP) – a new nitrification inhibitor for

agriculture and horticulture. An introduction. Biology and Fertility Soils, New York, v. 34, p. 79-84,

2001..

2016 SATTOLO, T. M. S. ; OTTO, R. ; MARIANO, E. ; KAMOGAWA, Marcos Yassuo . Adaptation

and Validation of Colorimetric Methods in Determining Ammonium and Nitrate on Tropical Soils.

Communications in Soil Science and Plant Analysis , p. 00103624.2016.1243710-00, 2016.