BIOSSEGURANÇA EM BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIAPARASITOLOGIA

BIOSSEGURANÇA BIOSSEGURANÇA

É um conjunto de medidas para a segurança, minimização e controle de riscos nas atividades de trabalho biotecnológico das diversas áreas das ciências da saúde e biológicas.

NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA DOS NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA DOS LABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIALABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIA

Nível 2 de Biossegurança (NB-2)-Nível 2 de Biossegurança (NB-2)- agentes de risco moderado, podendo ser manipulados em bancadas abertas (potencial de produção de aerossóis e gotejamento das culturas baixo).

Precauções primárias contra acidentes com objetos perfurocortantes, exposições cutâneas ou ingestão de material infeccioso.

Uso de equipamentos de contenção primária: protetor facial, jaleco e luvas além de disponibilidade de uso de barreiras secundárias: lavar as mãos e descontaminação de resíduos.

CLASSE DE RISCO DOS LABORATÓRIOS DE CLASSE DE RISCO DOS LABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIAPARASITOLOGIA

Classe de Risco II.Classe de Risco II. Risco individual moderado e baixo risco coletivo ou comunitário.Microorganismos que têm a probabilidade de causar doença nos homens e em animais, mas com o risco de propagação limitado; atualmente existem medidas deprevenção e tratamento. Exemplos:parasita (protozoário) - Leishmania sp, Plasmodium sp, Trypanosoma sp.parasita (helminto) – Ancylostoma, Ascaris, Schistosoma, Trichuris, Wuchereria, Hymeolepis.

PRODUTOS INDISPENSÁVEIS PARA LIMPEZA PRODUTOS INDISPENSÁVEIS PARA LIMPEZA DE MATERIAL DE PARASITOLOGIA CLÍNICA:DE MATERIAL DE PARASITOLOGIA CLÍNICA:

- Sabonete e detergente.- Desinfetante ou Solução de hipoclorito a 50%; Etanol 96% ou Fomaldeido a 1%- Frasco para descarte de material, contendo desinfetante ou solução de hipoclorito a 50%;

EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL (EPI)

LUVASLUVAS

As luvas são usadas como barreira de proteção prevenindo contra contaminação das mãos ao manipular material contaminado, reduzindo a probabilidade de que microrganismos presentes nas mãos sejam transmitidos durante procedimentos. O uso de luvas não substitui a necessidade da LAVAGEM DAS MÃOS.

Usar luvas de látex SEMPRE que houver CHANCE DE CONTATO com sangue, fluídos do corpo, dejetos, trabalho com microrganismos e animais de laboratório.

Lavar instrumentos, roupas, superfícies de trabalho SEMPRE usando luvas. NÃO usar luvas fora da área de trabalho, NÃO abrir portas, NÃO atender telefone.

NUNCA reutilizar as luvas, DESCARTÁ-LAS de forma segura.

JALECOJALECO

Os jalecos são usados para fornecer uma barreira de proteção e reduzir a oportunidade de transmissão de microrganismos. Previnem a contaminação das roupas do pessoal, protegendo a pele da exposição a sangue e fluidos corpóreos, salpicos e derramamentos de material infectado. São de uso constante nos laboratórios.

Devem sempre ser de mangas longas, confeccionados em algodão ou fibra sintética (não inflamável).

Uso de jaleco é PERMITIDO somente nas ÁREAS DE TRABALHO. NUNCA EM REFEITÓRIOS, ESCRITÓRIOS, BIBLIOTECAS, ÔNIBUS, ETC.

Jalecos NUNCA devem ser colocados no armário onde são guardados objetos pessoais. Devem ser descontaminados antes de serem lavados.

NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIALABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA

devem ser usadas luvas e uma cobertura protetora ou avental quando se manipulam fezes ou outras amostras;

as mão devem ser lavadas com sabão desinfetante ao entrar no laboratório e após a retirada das luvas;

as vestes de laboratório jamais devem ser usadas fora dele;

nada deve ser levado à boca quando se está no laboratório;

NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIALABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA

evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar objetos de uso pessoal, como óculos ou livros, sobre a bancada de trabalho;

deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de trabalho limpa e desimpedida. A bancada de trabalho deve ser limpa com desinfetante ou uma solução de hipoclorito a 50% antes e depois do trabalho;

todos os materiais contaminados devem ser imediatamente colocados em desinfetante ou recipiente adequado para descarte;

MANUSEIO DAS AMOSTRASMANUSEIO DAS AMOSTRAS

Amostras de Fezes

Evitar o contato com a pele;

Após o exame do material colocar a amostra em solução desinfetante e posteriormente recipiente de descarte.

Lâminas utilizadas em exames microscópicos

Descartar em recipiente com solução de hipoclorito ou em recipiente para descarte se não puder ser limpa para reutilização.

MANUSEIO DAS AMOSTRASMANUSEIO DAS AMOSTRAS

Amostras de Sangue

Evitar derrubar sangue na pele ou nas mucosas;

Cubra qualquer machucado com curativo impenetrável;

Não pipetar com a boca;

Agulhas ou lancetas usadas devem ser descartadas em recipiente que possa ser incinerado;

Não deixar lancetas e agulhas jogadas sobre a superfície de trabalho

DIAGNÓSTICO DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DE PARASITOLÓGICO DE

FEZESFEZES

EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES - EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES - EPFEPF

ObjetivoObjetivo

Diagnosticar os parasitos intestinais do homem (e animais) através da pesquisa das diferentes formas parasitárias:

Helmintos – ovos e/ou larvas

Protozoários – trofozoitos, cistos ou oocistos.

IDENTIFICAÇÃO SEGURA E CORRETA DE UM IDENTIFICAÇÃO SEGURA E CORRETA DE UM PARASITA:PARASITA:

Critérios morfológicos – Colheita bem-feita e

Boa preservação das amostras fecais.

Material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal preservado - pequeno valor diagnóstico

Exame macroscópico das fezes deve sempre preceder ao exame microscópico.

COLHEITA DE MATERIAL: COLHEITA DE MATERIAL:

Qualquer evacuação do dia.Colher: diretamente no frasco ou

urinol, jornal ou papel limpo e transferi-lo

FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE:FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE:

Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 100ml, vedação hermética (impede o derrame e preserva a umidade).

Volume: exames macro e microscópico satisfatórios – enviar ao laboratório todo o bolo fecal – ou 20 a 30g – diferentes técnicas.

CuidadosCuidados

Drogas e compostos químicos:

Antibóticos Tetraciclinas- flora intestinal normal - diminuição ou ausência temporária de organismos nas fezes - parasitas alimentam-se de bactérias intestinais - intervalo de 2 a 3 semanas após a administração.

Bário ou bismuto (contraste radiológico sulfato de bário) - ação abrasiva - destruição de trofozoítos. Somente após 7 a 10 dias

Informações necessárias:Informações necessárias:

- Nome do paciente. - Número de identificação. - Nome do médico.- Data e horário da coleta.- Requisição médica – sintomas clínicos e procedimento laboratorial.

*OBS Amostras fecais de pacientes imunodeprimidos (AIDS) - protegidos por um invólucro de plástico e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.

EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES

MODELO DE FICHA DE IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL

FICHA NO______NOME:_________________________________________________________________DATA DE EMISSÃO DAS FEZES:_____/_____/_______DATA DE RECEBIMENTO DAS FEZES:_____/_____/_______CONSISTÊNCIA DAS FEZES: ___FORMADAS ___PASTOSAS ___DIARRÉICASACONDICIONAMENTO: ____GELADEIRA _____FORMOL ____MIF

MÉTODOS DE EXAMES SOLICITADOS:___________________________________

FICHA DE IDENTIFICAÇAO

. Números de amostras. Números de amostras::

*Qualidade de amostra. *Análise realizada. *Gravidade da parasitose.

AMOSTRAS MÚLTIPLAS:Em amostras múltiplas a possibilidade de encontrar parasitas aumenta, em razão: A . da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos.B . dos estágios dos protozoários.C . das limitações das técnicas de diagnósticos.D. da intermitência da passagem de certos parasitas. Ex: - A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T. trichiura emitem ovos com certa continuidade – detectados diariamente nas fezes.

Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G. lamblia: intermitência de passagem com intervalos de 2 a 8 dias. Procedimento ideal: Coletar, em dias separados, uma série de 3 amostras em 10 dias ou uma série de 6 amostras, em dias alternados, dentro de 14 dias.

** antes de iniciar o tratamento: coleta de 3 amostras – 2 evacuações normais e 3ª , depois da administração de um laxante.

** após o tratamento:Para protozoários: coletar 3 amostras de 3 a 4 semanas após o tratamento.Para helmintos: controle 1 a 2 semanas após o tratamento. Para tênias: novo exame após 5 a 6 semanas.

FEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTESFEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTES

Objetivo: Fezes liquefeitas (administração de laxantes) – estabelecer e confirmar diagnóstico de amebíase, giardíase e estrongiloidíase.

Indicação: (solicitação médica) – série de exames negativos – pesquisa-se ovos, larvas, cistos e trofozoítas.

Laxantes indicados: laxantes salinos: fosfato de sódio e sulfato de sódio – menos danos morfológicos aos parasitas.

Procedimento: Fezes induzidas por laxantes – coletar todo o bolo fecal – envio imediato ao laboratório; caso contrário – uma fração da amostra em APV (álcool polivinílico).

Prática do uso de laxantes: Indicada para clínicas e hospitais onde as amostras fecais são recebidas pelo laboratório imediatamente após a coleta.

ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS:ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS:

Amostras líquidas: 30 minutos após a evacuação.

Amostras pastosas: examinar uma hora após a evacuação.Não sendo possível observar a orientação: o material deverá ser preservado.

Amostras pastosas: 24 h após evacuação.

MÉTODOS DE PRESERVAÇÃOMÉTODOS DE PRESERVAÇÃO

Objetivo:Objetivo: Preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um contínuo desenvolvimento de alguns ovos e larvas de helmintos. Tipos de Preservação:Tipos de Preservação:*Temporária: refrigeração (3–5°C) em recipientes hermeticamente fechados - evita o dessecamento - ovos , larvas e cistos viáveis vários dias. Exceção: larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos poderão sofrer alterações morfológicas.

* Permanentes: (trofozoitas , cistos, ovos e larvas).fixadores: solução de formaldeído 5 ou 10% (formalina), MIF (mertiolato-iodo-formaldeído), SAF (acetato de sódio-ácido acético-formaldeído), álcool polivinílico (APV).

Métodos de Preservação mais Métodos de Preservação mais comuns :comuns :

1 – Frio:1 – Frio: as fezes são mantidas em geladeira ou em caixas contendo gelo e serragem. Enquanto a temperatura permanecer baixa (5 a 10ºC) não haverá putrefação. As fezes podem vir a ser examinadas em até 2 ou 3 dias após a sua emissão.

2 – Formol a 10%, MIF, SAF 2 – Formol a 10%, MIF, SAF Homogeneizar as fezes em solução de formol a 10%, MIF ou SAF (colocar as fezes num vidro de boca larga e adicionar o dobro do volume em formol, homogeneizando). Os cistos, ovos ou larvas permanecem conservados por mais de um mês.OBS: Qualquer conservador é usado na proporção de 2 a 3 partes para uma parte de fezes.

3 – MIF (3 – MIF (MMertiolato ou ertiolato ou MMercúrio-cromo + Iodo = ercúrio-cromo + Iodo = FFormol).ormol).

SOLUÇÃO água destilada..........................................250 mlsol. de mercúrio-cromo a 1 500..............250 mlformol 10% ............................................. 25 mlglicerina ................................................... 5 ml

4 – SAF (4 – SAF (SSódio +ódio + ÁÁcido cido AAcético + cético + FFormol):ormol):

acetato de sódio .......................................1,5 gácido acétido ...........................................2,9 gformol 40% .............................................4,0 mlágua destilada ........................................92,5 ml

PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS:PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS:

EXAME MACROSCÓPICO: EXAME MACROSCÓPICO: Amostras não preservadas

Determinar: consistência, odor, cor, presença ou ausência de sangue, muco, proglotes e vermes adultos.

Material fecal varia quanto a sua consistência e é classificada em: Fezes formadas. Pastosas. Líquidas (diarréia).

Estágios morfológicos x consistência das fezes: Trofozoítas de protozoários – fezes líquidas, pastosas ou nas mucossanguinoletas.Cistos de protozoários – fezes formadas. Ovos e larvas de helmintos – todos os tipos de amostras fecais.

Realização do exame macroscópico: Realização do exame macroscópico:

Simples observação: Examinar e revolver com bastão de vidro todo o material fecal evacuado – anotar as características, coletar vermes adultos ou proglotes de tênias desejadas .

Tamisação: Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica - pia - com jato fraco de água corrente. vantagens: demonstração e coleta de vermes adultos (pequenos helmintos), proglotes e escólices.

EXAME MICROSCÓPICO:EXAME MICROSCÓPICO:

Método Direto: esfregaços a fresco – mais fácil e usado na rotina do laboratório- permite visualizar: protozoários (trofozoítas e cistos) e helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos).

Técnicas de Concentração: melhores resultados. - Aumenta o número de cistos, oocistos , ovos e larvas;- Elimina a maioria de detritos fecais;- facilita a identificação (organismos inalterados)

Tipos: Sedimentação Flutuação

TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO:TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO:

-Princípio: Os organismos são sedimentados pela gravidade ou centrifugação. Os cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico.

-Objetivos: Aumento do número de ovos larvas ou cistos, e a separação das gorduras da maioria dos detritos.

-Desvantagens: Grande quantidade de detritos fecais no sedimento – identificação dos parasitas mais difícil. -Técnicas de sedimentação mais usadas: - Lutz, Hoffman, Pons & Janer (HPJ); Ritchie (formalina – éter); - Blagg (MIF).

TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO:TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO:

-Princípio: Baseado na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos de protozoários e o material fecal, organismos flutuam na superfície dos reagentes (reagentes de alta densidade) .

-Vantagens: formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos fecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número no bolo fecal.

- Desvantagens: Alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos – dificulta a identificação.- Técnicas de flutuação mais usadas: - solução saturada de NaCl (WILLIS); - sulfato de zinco (Faust)

MÉTODOS QUALITATIVOS X QUANTITATIVOSMÉTODOS QUALITATIVOS X QUANTITATIVOS

Métodos qualitativosMétodos qualitativos - demonstra a presença das formas parasitárias, sem, entretanto quantificá-las.

Métodos quantitativos -Métodos quantitativos - contagem dos ovos nas fezes, avalia a intensidade do parasitismo.

Ex: o Kato-katz - levantamentos epidemiológicos de Esquistossomose.

EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES

Paciente _________________________________________ Data _______

Médico ___________________________________________N0 _________

“Positivo”

Ovos de Ascaris lumbricoides

Lavas de Strongyloides tercoralis

Cistos de Giardia lamblia

RESULTADO

“Negativo”

Não foram vistos ovos, larvas e cistos de parasitos

Observação: a técnica usada não é indicada para a pesquisa de ovos de Enterobius vermicuralis

EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES

MODELO DE FICHA DE IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL

FICHA NO______NOME:_________________________________________________________________DATA DE EMISSÃO DAS FEZES:_____/_____/_______DATA DE RECEBIMENTO DAS FEZES:_____/_____/_______CONSISTÊNCIA DAS FEZES: ___FORMADAS ___PASTOSAS ___DIARRÉICASACONDICIONAMENTO: ____GELADEIRA _____FORMOL ____MIF

MÉTODOS DE EXAMES SOLICITADOS:___________________________________

RESULTADO DO EXAME

□NEGATIVO □POSITIVO

RESULTADO POSITIVO PARA:

TROFOZOÍTAS DE PROTOZOÁRIOS CISTOS DE PROTOZOÁRIOS LARVAS DE NEMATELMINTOS

□Giardia lamblia □Giardia lamblia □ Strongyloides stercoralis□Entamoeba histolytica □Entamoeba histolytica □ Ancylostomatidae□Entamoeba coli □Entamoeba coli□Endolimax nana □Endolimax nana□Iodamoeba bütschlii □Iodamoeba bütschlii

OVOS DE PLATELMINTOS/NEMATELMINTOS□ Schistosoma mansoni □ Taenia sp. □ Hymenolepis nana□ Ascaris lumbricoides □ Trichuris trichiura □ Enterobius vermicularis.□ Strongyloides stercoralis □ Ancylostomatidae OUTROS:________________________________________________________________

FUNCIONÁRIO RESPONSÁVEL:____________________________________________ RESPONSÁVEL TÉCNICO:_________________________________________________