Aulas Práticas de Princípios de Biquimica e Fisiologia

AULAS PRÁTICAS DE PRINCÍPIOS DE BIQUIMICA E FISIOLOGIA

1. Normas para a elaboração de relatório de aulas práticas de Princípios de Bioquímica e Fisiologia

2. Hematócrito

3. Respiração Pulmonar (Ratos)

4. Passagem de moléculas através de membrana de diálise

5. Fisiologia das sensações somáticas da espécie humana

6. Respiração no Homem

Docente: Prof. Dr Fernando Pereira dos Santos

ASSUNTO: NORMAS PARA REDAÇÃO DO RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE PRINCIPIOS DE BIOQUIMICA E FISIOLOGIA

A forma para se redigir o relatório deve ser respeitada, uma vez que a validação do mesmo é feita de acordo com esta orientação. Assim todo relatório deverá conter os seguintes itens:

1. CAPA (deverá conter)

Logo da Unifil Relatório de aulas práticas de princípios de fisiologia e bioquimica Título da aula Nomes dos alunos Data (d/m/a)

2. OBJETIVOS

3. INTRODUÇÃO

Comentário da aula, incluindo comparativamente os fundamentos da metodologia empregada.

4. REVISÃO DE LITERATURA

Aspectos teóricos e informativos do assunto da aula prática encontrados na literatura.

5. MATERIAL E MÉTODOS (PROCEDIMENTOS)

Descrever os procedimentos executados em aula, inclusive as modificações propostas pelo professor (se houver)

6. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Colocar em tabelas os resultados obtidos, gráficos, etc. Comentar os resultados comparando-os com os da literatura.

7. CONCLUSÃOComentar quais as conclusões da aula prática. Ser claro e objetivo nas conclusões. Algumas poucas linhas são suficientes. Estabelecer se os objetivos propostos foram atingidos ou não.

8. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

Hematócrito

1. OBJETIVO

Determinar a proporção de glóbulos em relação ao plasma no sangue de ave e mamíferos.

2. MATERIAL

- Tubo de hematócrito- Centrífuga, bico de Bunsen

3. PROCEDIMENTO

a) Retirar sangue dos animaisb) Colocar sangue no tubo capilarc) Levar uma das extremidades do tubo hematócrito a chama do Bico de Bunsen

até obturá-lod) Centrifugar durante 15 minutos a 1.500 rpme) Fazer a leitura

4. RESULTADO

Observar com o auxílio de escala a proporção de glóbulos sanguíneos em relação ao plasma.

Valores normais 40% de glóbulos - HomemValores normais 45% - CãoValores normais 40% - Ave

5. DISCUSSÃO

- Qual a importância do hematócrito?- A variação do hematócrito pode estar relacionada com quais anemias?- Quais as causas da anemia ferropriva? (microcítica e hipocrômica)- Qual a causa da anemia megaloblástica? (macrocítica e hipercrônica)- Em que caso pode ocorrer uma anemia normocrômica e normocítica?- Qual a conseqüência da radiação gama?- Em que casos ocorre a policitemia?

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS:

SELKURT, E. E. Fisiologia. Rio de Janeiro, 1986.

GUYTON, A. C. Tratado de fisiologia médica. Rio de Janeiro, 2002.

MOUNTCASTLE, V. D. Fisiologia médica. Rio de Janeiro, 1989.

ASSUNTO: RESPIRAÇÃO PULMONAR (RATOS E RÃS)

1. PROCEDIMENTO

Pesar um rato e medir o consumo de oxigênio, utilizando o respirômetro de Krogh.No frasco 1, câmara respiratória, coloca-se o animal e um absorvente de gás carbônico

(ascarite). O frasco 2 é de compensação, equilibrando as diferenças de volume ocasionadas no frasco 1. As diferenças de volume causadas pela respiração do animal são acusadas pelo manômetro (3) e medidas por meio de uma seringa graduada (4) que está em comunicação com a câmara respiratória.

Colocar o camundongo depois de pesado, na câmara respiratória, esperar alguns minutos até o animal se acalmar e fechar o aparelho, vedando com vaselina . Introduzir ou aspirar o ar da câmara respiratória, por movimento do êmbolo da seringa até equilibrar o nível do líquido no manômetro.

Marcar o nível do líquido e a posição do êmbolo na seringa. O dióxido de carbono expirado pelo animal é absorvido pelo ascarite, enquanto o oxigênio utilizado diminui o volume no frasco 1, deslocando o líquido. No manômetro, o líquido sobe no ramo d lado da câmara respiratória. Estabelecer o nível do líquido injetando ar da seringa na câmara respiratória. A diferença de leitura durante 20 minutos em intervalos de tempo igual a 2 minutos.

Observação: realizar os mesmos procedimentos para a rã e comparar os resultados, e realizar os experimentos em temperaturas ambientes, a 50ºC no banho Maria e a 5ºC.

2. RESULTADOS E DISCUSSÃO

- Fazer um gráfico dos resultados obtidos: na abscissa o tempo (em minutos) e na ordenada o consumo de oxigênio em mL

- Calcular o consumo de oxigênio do animal (Quant. O2 = mLO2/g tecido/ min)- Sabendo-se que 1 litro de oxigênio gera cerca de 5,0Kcal, calcule o total de Kcal gastas

pelo animal no intervalo de tempo estipulado


BERNE, R. M. & LEVY, M. N. Fisiologia. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1999.

GARCIA, E. A.C. Biofísica. São Paulo, Sarvier, 1998.

GUYTON, A. C. Tratado de Fisiologia Médica. Rio de Janeiro, 1992. Interamericana.

HOUSSAY, B. A. Fisiologia humana. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1984.

MELLO AIRES, M. Fisiologia. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1999.

SCHAUF, C. L.; MOFFET, D. F. & MOFFET, S. B. Fisiologia humana. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1993.

SELKURT, E. E. Fisiologia. Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, 1986.

ASSUNTO: Passagem de Moléculas através de Membrana de Diálise

INTRODUÇÃO

O amido consiste de duas grandes moléculas: amilase de peso molecular 50.000 e amilopectina de peso molecular 1x106 , sendo que nenhuma das moléculas são permeáveis à membrana de diálise. Amilase salivar converte o amido em maltose, de peso molecular 360 o qual se difunde para o dialisado.

MATERIAL

1. Solução de NaCl 1%2. Solução de amido 2%3. Solução de lugol 4. Solução de AgNO3 5%5. Solução de Fehling ou Benedict6. Celofane.

TÉCNICA

1. Mergulhe a folha de celofane em água destilada por 5 minutos. Faça um saquinho com o celofane e coloque no seu interior 20 ml de solução de amido 2% e 20 ml de solução de NaCl 1% e 1 ml de saliva. Amarre com linha. Amarre-a sobre a linha em um bastão de vidro. Coloque em um Becker adicione água destilada o suficiente para cobrir todo o saco de celofane. Marque o tempo inicial.

2. Tome 2 tubos de ensaio: ao primeiro coloque 1 ml de solução de amido 2% e gotas de solução de lugol. Ao segundo tubo coloque 1 ml de solução de NaCl 1% e gotas de solução AgNO3. Observe e anote os resultados.

3. Após 15 minutos tome 3 tubos. Adicione a cada tubo 1 ml de líquido de diálise. Ao 1º adicione gotas de lugol, ao 2º gotas de AgNO3 e ao 3º 1 ml de reativo de Benedict ou Fehling. O último tubo deve ser aquecido até a ebulição.

4. Repetir a mesma operação aos 30 minutos.

NOTA

A solução de lugol é usada para identificação do amido. Coloração azul.A solução de AgNO3 revela o íon cloreto. Precipitado branco.A solução de Fehling ou Benedict revela a maltose. Coloração vermelho tijolo.

ASSUNTO: Fisiologia das Sensações Somáticas Espécie Humana

INTRODUÇÃO

O sistema nervoso central toma conhecimento de tudo que se passa interna e externamente ao organismo por intermédio de seus órgãos sensoriais. Existem diversas modalidades de receptores sensoriais, cada qual reagindo a um determinado estímulo, definindo-se este como uma fonte energética capaz, ou potencialmente capaz, de induzir uma resposta no tecido vivo. Clinicamente as sensações são divididas em especiais (visuais, auditivas, gustativas e vestibulares), cutâneas (tácteis, térmicas e dolorosas), profundas (proproceptivas) e viscerais.

O objetivo dos experimentos que se seguem é examinar algumas das sensações somáticas (cutâneas e profundas) na espécie humana, assim como algumas de suas características.

Durante estes experimentos, o observador deverá assegurar-se da precisão e honestidade das respostas ao paciente, baseadas somente nas sensações originadas no receptor sob investigação.

PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL

01. MAPEAMENTO DAS SENSAÇÕES CUTÂNEAS

Marque uma área quadriculada de 3 cm de aresta na superfície flexora do antebraço, com o auxílio de um carimbo de borracha. Faça uma marca semelhante com o carimbo em seu protocolo. Localize dentro desta área os pontos que correspondem ao tacto, calor, frio e dor, conforme os experimentos seguintes. Marque as diferentes modalidades sensoriais com pontos de cor diferente e copie no quadriculado do protocolo.

1.1 TACTO – Explore a área tocando-a com a ponta de uma cerda, aplicando a mesma até a ponta dobrar. O paciente deverá estar com os olhos fechados e indicará quando sentir um toque. Espere pelo menos um segundo entre dois estímulos e sempre use a mesma intensidade e velocidade. Repita o mapeamento para as seguintes áreas: superfície anterior da falange distal do polegar, superfície dorsal da mão. Compare a distância entre pontos adjacentes para o tato nas 3 regiões. Em um determinado ponto sensível, aplique a cerda e mantenha a pressão por um certo tempo. 1) Que mudanças há na sensação? Explique. 2) Quais são os receptores para o tato, e onde estão localizados? 3) Compare as sensações obtidas com um pedaço de algodão desfiado quando arrastado sobre a palma e o dorso da mão (partes com e sem pelos, respectivamente) Explique.

1.2 DOR – Explore a área pressionando-a com uma agulha bem fina. Certos pontos responderão com uma sensação dolorosa. Compare com a localização dos pontos para as outras modalidades sensoriais. Quanto ao número, dispersão, coincidência, etc. Constate a existência de variedades dolorosas: Compare a pressão de uma agulha com o puxão de um pelo, a compressão da dobra de pelo entre o terceiro e o quarto dedo, e a compressão de tendão de Aquiles. Verifique diferenças de adaptação entre as variedades examinadas. Explique.

02. LOCALIZAÇÃO

Toque a pele do dorso da mão do paciente com a ponta de um lápis, estando o mesmo com o olhos fechados durante todo o experimento. Faça-o então colocar a ponta de um lápis, estando o mesmo de olhos fechados durante todo o experimento. Faça-o então colocar a ponta de outro lápis na área estimulada. Meça em milímetros o erro de localização. Repita 5 vezes para 3 pontos diferentes e determine o erro médio. Explique.

03. DISCRIMINAÇÃO

Com o estesiômetro (um compasso com 2 pontas de aço), toque diferentes áreas dos dedos, mão, braço, nuca, face, com as duas pontas simultaneamente. Varie a distância entre as pontas irregularmente, para cada área testada e pergunte se ele sente um ou dois pontos. Determine para cada área a menor separação apreciada em milímetros. Observe as diferenças encontradas.

04. PROPRIOCEPÇÃO

O paciente sentado frente a frente com o experimentador, estende o braço e toca o dedo do experimentador com seu dedo indicador. Em seguida, feche os olhos e desvia o braço para a direita, tentando então voltar o indicador do experimentador com o seu dedo indicador. Repita as manobras com o outro braço, e no plano vertical repita várias vezes e compare o erro médico. Como se denomina este fenômeno? Explique.









ASSUNTO: RESPIRAÇÃO NO HOMEM

1. INTRODUÇÃO

A regulação da respiração se faz através do controle dos músculos inspiratórios e expiratórios por um complexo neural situado no tronco cerebral: o centro respiratório. No entanto, este controle primário sofre influencias de diversos fatores provenientes de diferentes regiões do organismo. As aferências da periferia ao conjunto dos vários núcleos que compõem o centro de controle respiratório são representados por três contingentes principais:

a) os sistemas quimiorreceptores aórticos e carotidiano sensíveis a variação do pH, tensão parcial do oxigênio e dióxido de carbono no sangue arterial.b) o sistema de propriorecepção das juntas, músculos da caixa torácica e principalmente os receptores de estiramento, que disparam em proporção ao grau de inflação dos pulmões.c) Os sistemas barorreceptores aórticos e carotidianos.

Assim, a manutenção de níveis adequados de O2 e CO2 na corrente sanguínea se torna possível por meio de ajustes contínuos e respostas reflexas discretas envolvendo um “feedback” sensorial fornecido por certos receptores. Além disso, conexões oriundas de outras regiões do sistema nervoso central são responsáveis pelas respostas respiratórias no exercício, emoção, deglutição, tosse, controle voluntário da respiração, etc.

2. OBJETIVOS

- Inteirar-se da existência de múltiplas aferencias dos centros respiratórios- Conehcer o papel e a importância de várias aferências respiratórias sobre o controle da

respiração- Relacionar os resultados com as alterações dos gases respiratórios- Explicar cada um dos resultados contidos no papel de registro do quimógrafo.

3. MATERIAL

1. Sujeito experimental- 1 aluno do sexo masculino

2. Equipamento (pneumógrafo)- 1 quimógrafo- cinturão com fole de borracha acoplado- 1 tambor de Marey acoplado à uma pena inscritora- 1 tubo de borracha para conexão entre o fole e o tambor

3. Outros - 1 copo com água potável- 1 saco plástico maleável- 1 texto em português- 1 aedota- 1 tubo de pvc rígido de 1 m de comprimento e 4 cm de diâmetro-

4. PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL

1. Observações

- O estudante se despe da cintura para cima e senta com os braços lateralizados simetricamente

- Enquanto ele estiver respirando quietamete, observe se os lados da caixa torácica se movem igualmente. Que mudanças ocorrem na caixa torácia e no abdômen?

- Estude os movimentos da parede abdominal. Qual é a sua relação com os movimentos do diafragma? Observe e procure correlacionar os músculos que agem na respiração tranqüila com as alterações dimensionais do tórax.

- Repita todas as observações anteriores na respiração forçada. Que diferença são notadas? Que músculos adicionais são postos em ação?

2. Acoplamento do equimamento

- Os movimentos respiratórios podem ser registrados graficamente com o auxílio de um pneumógrafo. Observe o sujeito e veja que parte do tórax tem os movimentos mais pronunciados durante a respiração. Ajuste o pneumógrafo ao redor desta região. Quando o tórax estiver em posição de inspiração parcial, conecte o tubo de borracha ao tambor de Marey. Ajuste a pena inscritora no cilindro do quimógrafo. O individuo não poderá ver os registros durante a execução dos experimentos e os experimentadores devem permanecer em silêncio.

3. Experimentação

- OBS: aguarde algum tempo entre as fases do experimento

3.1. Registro padrão: Com o indivíduo sentado e respirando calmamente, registrar a respiração normal.

Ajuste o registro no pneumógrafo e relacione o registro como ciclo respiratório. Determine a freqüência respiratória.

3.2. Inspiração forçada: Inspirar amplamente e expirar normalmente

3.3. Expiração forçada: Após uma inspiração normal, fazer uma expiração forçada máxima

3.4. Leitura em voz alta : Respeitando as pausas das virgulas, ponto e virgula e pontos finais, ler um trecho de um

texto em português

3.5. Deglutição: Ingerir normalmente um copo de água

3.6. Raciocínio: Solucionar mentalmente o cálculo matemático contido em uma folha de papel

3.7. Riso: Ouvindo uma anedota ou forçadamente, o sujeito experimental deverá rir por algum

tempo

3.8. Tosse: O sujeito deverá tossir forçadamente algumas vezes

3.9. Espirro: O sujeito deverá tentar simular o reflexo do espirro

3.10. Apnéia após expiração normal: Após haver realizado uma expiração tranqüila, o sujeito deve deter sua respiração,

voluntariamente, até o ponto de interrupção.

3.11. Apnéia após inspiração forçada: Após fazer uma única inspiração forçada, o sujeito deve deter sua respiração,

voluntariamente, durante o máximo tempo possível

3.12. Apnéia em inspiração forçada, após hiperventilação: O sujeito deve respirar profundamente e rapidamente por cerca de um minuto. Em

seguida, após uma inspiração profunda, deterá sua respiração até o ponto de interrupção

3.13. Respiração em ambiente confinado: O sujeito deve respirar dentro de um saco plástico, por via nasal durante dois a três

minutos

3.14. Hiperventilação: O sujeito deve respirar profundamente e rapidamente por cerca de um minuto. Em

seguida, o sujeito deve permitir que a respiração se torne involuntária.

3.15. Exercício Físico: Com o tubo de borracha desligado do tambor de Marey, o sujeito deve realizar uma

atividade física como.

5. Discussao

- Explicar o traçado observado no registro padrão e compará-lo aos da inspiração e expiração forçadas

- Descrever o padrão respiratório típico da fonação, correlacionando o aspecto do traçado com as fases da leitura

- Descreva o padrão da respiração durante a deglutição, o raciocínio, o riso, a tosse e o espirro. Qual a diferença entre a experiência executada no espirro e na tosse daquela do reflexo verdadeiro?

- Descreva o padrão da respiração durante o raciocínio- Que aferências são estimuladas na apnéia? Por que uma apnéia não perdura

indefinidamente? Compare as respirações anteriores e posteriores à apnéia.- Há diferença entre a apnéia após expiração normal e a apnéia após inspiração forçada?

Por que?- A apnéia após hiperventilação é diferente das outras? Por que?- Explique os resultados obtidos na respiração em ambiente confinado.- Explique a alteração no padrão respiratório antes e após a hiperventilação.- Explique as possíveis origens das alterações respiratórias no exercício.

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