MATERIAIS DE LABORATÓRIO

Tubo de ensaio: É usado para efetuar reações com pequenas quantidades de reagentes. Pode ser aquecido diretamente na chama do bico de Bunsen, com cuidado.

Copo de Béquer: Recipiente usado em reações, dissolução de substâncias, aquecimentos de líquidos, etc. Para levá-lo ao fogo, use tripé com a proteção da tela de amianto.

Tripé de ferro: Usado para sustentar a tela de amianto ou o triângulo de porcelana.

Tela de amianto: Usado para sustentar frascos de vidro que vão ao aquecimento, pois distribuí uniformemente o calor proveniente das chamas do bico de Bunsen, evitando assim, que se quebrem

Bico de Bunsen: É a fonte de aquecimento mais empregada em laboratório. Apresenta uma base, um tubo cilíndrico, um anel móvel e uma válvula. Para se fazer um bom aquecimento deve-se regular a entrada de ar através do anel móvel. A chama do bico deve ser a azul (oxidante), pois não deixa resíduos nos materiais.

Frasco lavador ou piceta: É empregada na lavagem de recipientes por meio de jatos de água ou de outros solventes. O mais utilizado é o de plástico pois é prático e seguro.

Estante para tubos de ensaio: Suporte de madeira ou metal, de vários tamanhos. É utilizada como suporte para tubos de ensaio.

Escova para tubo de ensaio: Permite lavar tubos de ensaio.Copo graduado ou Cálice: Tem forma cônica e seu fundo é arredondado com

vidro espesso sendo apropriado para o preparo de soluções (a frio) com o auxílio do bastão de vidro. É usado para medidas não rigorosas de volumes e normalmente quando esses são maiores que 60mL.

Pipeta: Consiste em um bastão de vidro estreito e oco que permite a medição ou transferência de volumes precisos. Existem dois tipos de pipetas, as graduadas e as volumétricas.

As graduadas possuem escala e permitem a captação de volumes variados. Já as volumétricas possuem um bulbo central e um aferidor acima do bulbo que permite a captação de um volume único predeterminado sendo mais precisas que as graduadas.

As pipetas graduadas possuem uma ou duas listras em suas extremidades superiores que permitem sua divisão em parciais ou totais respectivamente. Nas pipetas parciais não se deve descartar a última gota que fica na pipeta. Já nas pipetas totais a gota final deve ser descartada através de um sopro ou de mecanismos do pipetador.

As graduações nas pipetas são variadas sendo apresentadas também na extremidade superior. O primeiro número mostra o volume total da pipeta e os dois números seguintes referem-se à escala. Por exemplo: 5 in 1/10 significa que o volume total da pipeta é de 5mL e sua escala é de 0,1mL.

Pipetadou ou Pêra: Utensílio que é acoplado na extremidade da pipeta para sugar o líquido necessário. Os pipetadores podem ser do tipo roldana ou pêras.

Os do primeiro tipo possuem uma roda que ao ser deslizada para cima suga o líquido e este vai sendo descartado através de um “botão”. Quando se estiver trabalhando com pipetas totais deve-se apertar a extremidade deste pipetador para descartar a última gota. Tais pipetadores são utilizados de acordo com suas cores sendo o amarelo para volumes de até 0,2ml; o azul para volumes de até 2ml; o verde para volumes até 10ml e o vermelho para volumes até 25ml.

 

As pêras são de borracha e possuem três “bolinhas” que têm as letras “A”, “S” e “E”. A primeira serve para retirar todo o ar da pêra antes desta ser acoplada à pipeta; a segunda serve para fazer o líquido subir e a última para expulsar o líquido. Além disso, para expulsar a última gota, quando se está trabalhando com pipetas totais, é só apertar o orifício na extremidade lateral da pêra (ao lado da “bolinha” E).

OBSERVAÇÕES: Todo material (vidrarias e plásticos) que vem do laboratório p/ o setor de

lavagem, já vem de molho na água com hipoclorito de sódio a 2%. O conteúdo dos frascos de urina é desprezado da seguinte maneira: para

cada litro de urina corresponde 10ml de hipoclorito de sódio à 2%, deixando por aproximadamente 30minutos e depois desprezados como lixo comum na pia do expurgo. Pode ainda ser desprezado diretamente no vaso sanitário, sem necessidade de tratamento prévio.

O conteúdo dos frascos de fezes é jogado no saco branco para ser levado para o lixo biológico e lá serem incinerados.

Ao retirar os materiais de vidro da estufa de secagem, o responsável deve realizar uma verificação visual na vidraria, onde se detecta sujeira, vidro trincado ou quebrado. Sinais visíveis de sujeira indicam que o material não foi bem lavado.

LAVAGEM Lave a vidraria imediatamente após o uso. Se uma lavagem completa não

for possível, coloque-a de molho em água. Caso isso não seja feito, a remoção poderá tornar-se impossível.

A maioria dos materiais de vidro novos é levemente alcalina durante a reação. Para experiências químicas de precisão, materiais de vidro novos devem ser colocados de molho pôr algumas horas em solução ácida (solução a 1% em ácido clorídrico ou nítrico) antes de serem lavados.

Ao lavar o recipiente pode-se usar sabão detergente ou pó de limpeza (com ou sem abrasivo). Detergentes comerciais para vidro podem ser os neutros utilizados normalmente nas residências. Para recipientes excepcionalmente sujos, um pó de limpeza com uma leve ação abrasiva dará resultados mais satisfatórios. O abrasivo não deve riscar o vidro. Durante a lavagem, todas as partes do vidro devem ser esfregadas com uma escova. Escovas elétricas são úteis quando um grande numero de utensílios devem ser lavados. Não use escovas muito gastas para evitar que a parte metálica risque o vidro. Vidros riscados são mais propensos a quebrar durante o uso. Qualquer marca na superfície uniforme do vidro é um ponto de quebra em potencial, especialmente nos casos de aquecimento do mesmo. Não permita que ácidos entrem em contato com recipientes recém-lavados antes de enxaguá-los muito bem e se certificar que o sabão (ou detergente) foi completamente removido. Se isso acontecer, uma camada de graxa poderá se formar.

Tubos de ensaio: devem ser lavados por fora com uma esponja e por dentro com a escova para tubos.

Lâminas, lamínulas, pipetas graduadas, ponteiras, cálices, peneiras, funis: lavar com a parte amarela da esponja.

ENXAGUAMENTO A remoção de todo e qualquer resíduo de sabão, detergente e outros

materiais de limpeza faz-se absolutamente necessária antes da utilização dos materiais

de vidro. Isto é particularmente importante com detergentes, pois leves traços dos mesmos interferirão com reações sorológicas e de cultura.

Depois de lavar, enxágüe os materiais de vidro com água corrente. Quando tubos de ensaio, frascos graduados e similares forem enxaguados com água corrente deixe-a correr pôr fora e pôr dentro pôr um determinado período de tempo. A seguir encha parcialmente os frascos com água, agite bem e esvazie pôr pelo menos 6 vezes. Para melhor enxaguar pipetas e buretas, coloque uma mangueira de borracha na torneira e adapte a outra extremidade da mangueira na saída das pipetas e buretas fazendo a água correr através delas.

Enxágüe a vidraria com água corrente e em seguida coloque-a numa grande vasilha com água destilada. Recomenda-se isto no lugar de se enxaguar diretamente em torneira de água destilada, para se reduzir perdas da mesma.

Para ensaios microbiológicos, onde os testes são extremamente sensíveis, uma lavagem meticulosa deve ser efetuada, seguida de um enxagüamento de 12 vezes com água destilada.

MANUSEIO E ARMAZENAMENTO Quando lavar ou enxaguar pipetas, provetas ou buretas tenha cuidado

para não deixar a ponta bater na pia ou na torneira. A maioria das quebras ocorre por esta razão. Muitos laboratórios acham que um material de proteção sobre as pias ajuda bastante.

Seque tubos de ensaio, frascos e outros materiais, mantendo-os suspensos através de ganchos ou colocando-os sobre estantes com a boca virada para baixo e deixando-os secar ao ar (plásticos) ou ainda colocando-os em estantes para secar em estufa (vidros). A temperatura de secagem não deve exceder a 140ºC. Antes de se colocar o material de vidro Na estufa, cubra a base desta com uma folha de papel toalha absorvente, limpa e dobrada. Isso evitará que resíduos de sujeira fiquem nas bocas dos tubos.

LIMPEZA DE TIPOS ESPECÍFICOS DE VIDRO Pipetas: coloque as pipetas, pontas para baixo, em uma cuba ou jarra alta

imediatamente após o uso. Não as jogue na cuba ou jarra para não lascar ou quebrar as bordas o que pode torná-las impróprias para medidas precisas. Uma almofada de algodão ou lã de vidro colocada na base da jarra evitará a quebra das bordas. Certifique-se de que o nível de água é suficiente para imergir uma boa parte ou toda a pipeta. Na hora conveniente, as pipetas poderão então ser drenadas e colocadas em uma jarra contendo detergente dissolvido ou, no caso de estarem excepcionalmente sujas, em uma jarra com solução sulfocrômica. Depois de deixar de molho por várias horas ou durante a noite, drene as pipetas e faça correr água de torneira através delas até que todos os traços de sujeira sejam removidos. Coloque de molho em água destilada pôr pelo menos 1 hora. Retire da água destilada, enxágüe, seque as partes externas com papel toalha, agite para retirar resíduos das paredes e seque. Em laboratórios onde um grande número de pipetas é usado diariamente, seria conveniente utilizar uma lavadora automática de pipetas. Algumas destas máquinas, feitas de metal, são bastante elaboradas e podem ser conectadas a pontos de água quente e fria. Outras, como as de polietileno, são menos elaboradas e podem ser conectadas a pontos de água através de mangueiras. Depois da secagem, coloque as pipetas em gavetas à prova de poeira. Embrulhe as pipetas sorológicas e bacteriológicas em papel ou coloque-as em estojos e utilize esterilizador a ar seco à temperatura de 160ºC, pôr 2 horas. Pipetas utilizadas para transferir material infeccioso devem conter um chumaço de algodão na extremidade da boca antes de

esterilizar. Isto evitará que o material a ser medido seja incidentemente aspirado para dentro

Lâminas e lamínulas para microscópio: é muito importante que as lamínulas usadas nas preparações de lâminas sangüíneas ou culturas bacteriológicas estejam perfeitamente limpas, sem riscos. Lâminas devem ser lavadas, enxaguadas com água destilada e secadas com papel toalha limpo ou flanela. Antes de usar, lavar com álcool e secar. As lâminas devem, depois do tratamento, ser colocadas em uma jarra larga e imersas em álcool absoluto. Quando necessário, retire-as da jarra e seque-as com papel toalha limpo ou flanela. Se as lâminas forem guardadas secas, lave-as com álcool antes de usar.

Tubos de Ensaio: Tubos de ensaio já usados devem sempre ser esterilizados antes da limpeza. O melhor método geral para esterilizar culturas é autoclavar a 121º C pôr 30 minutos (Pressão de 15 libras/pol²). Veículos que se solidificam pôr resfriamento devem ser retirados enquanto os tubos estiverem quentes. Depois que os tubos forem esvaziados, escove-os com detergente e água, enxágüe bem com água corrente primeiro e em seguida com água destilada, colocando-os em uma estante para secagem. Se os tubos forem ser utilizados com veículos que são esterilizados por autoclavagem, não os tampe até que os veículos sejam adicionados. Os veículos e os tubos são então autoclavados juntos.

Tubos sorológicos: tubos sorológicos devem ser quimicamente limpos mas não há necessidade de serem esterilizados. Entretanto, certos espécimes de sangue, que devem ser mantidos algum tempo em temperatura ambiente, devem ser coletados em um recipiente esterilizado. É boa prática esterilizar todos os tubos de maneira rotineira. Para limpar e esterilizar tubos que contenham sangue, descarte o sangue coagulado em um recipiente próprio e coloque os tubos num cesto grande. Cubra com água, adicione uma boa quantidade do sabão neutro ou detergente e hipoclorito de sódio. Limpe ostubos com uma escova, enxágüe-os, enxágüe novamente com água deionizada e seque com as precauções usuais. É sumamente importante que, depois do processo de lavagem, seja removido todo e qualquer vestígio de ácidos, álcalis ou detergente. Qualquer um dos dois, ácidos ou álcalis, mesmo em pequenas quantidades, destroem complementos, e em grandes quantidades produzem hemólise. Detergentes reagem com soluções sorológicas.

Placas de petri  e   frascos para cultura: Esterilize e limpe usando o mesmo procedimento descrito para tubos de ensaio. Embrulhe bem com papel grosso ou coloque num recipiente apropriado para este fim. Esterilize em autoclave ou esterilizadores de ar seco.

ESTERILIZAÇÃO DE MATERIAIS

A Esterilização de materiais é a total eliminação da vida microbiológica destes materiais. É diferente de limpeza e diferente de assepsia. Alguns tipos de esterilização:

Flambagem: A flambagem é a colocação do material sobre o fogo até que o metal fique vermelho.

Vantagem: fácil execução Desvantagem: Não é seguro, pode não esterilizar alguns tipos de

bactérias pelo baixo tempo de exposição. Estraga do material tem uma cor preta, e com cheiro forte.

Calor Seco: Atua sobre os microorganismos provocando a oxidação dos constituintes celulares orgânicos e a desnaturação e coagulação das proteínas. Penetra nas substâncias de uma forma mais lenta que o calor úmido e por isso exige

temperaturas mais elevadas e tempos mais longos, para que haja uma eficaz esterilização. São utilizadas as estufas. Conforme o calor gerado recomenda-se um certo tempo: a 170 Graus Celsius, são necessários 60 minutos. A 120 Graus são necessários 12 horas.

Vantagens: não forma ferrugem, não danifica materiais de corte. É o ideal para vidros, metais, algumas gorduras e substâncias em pó.

Desvantagens: O material deve ser resistente a variação da temperatura. Não esteriliza líquidos.

Calor Úmido: Atua também desnaturando e coagulando as proteínas das células microbianas, mas a água vai influenciar a destruição das membranas e enzimas pois pode induzir a destruição das ligações de hidrogénio, o que vai tornar estes processos mais eficazes e diminuir o tempo de exposição. Temos vários tipos de esterilização por calor úmido:

Autoclavagem: é a exposição do material a vapor de água sob pressão, a 122 °C durante 15min. É o processo mais usado e os materiais devem ser embalados de forma a permitirem o contacto total do material com o vapor de água. Deve ser realizado no vácuo para permitir que a temperatura não seja inferior à desejada, permitir a penetração do vapor nos poros dos corpos porosos e impedir a formação de uma camada inferior mais fria. Podem ser usados autoclaves de parede simples (que são mais rudimentares) ou de parede dupla, que permitem melhor extracção do ar e melhor secagem. É muito usado para o vidro seco e materiais que não oxidem com água (os materiais termolábeis não podem ser esterilizados por esta técnica). É utilizada ainda para esterilizar tecidos. A sua eficácia é valiada por dois métodos. Indicadores químicos: mudam de cor consoante a temperatura (ex. tubos de Brown a fita adesiva Bowie-Dick). Indicadores biológicos: tubo com suspensão de esporos de bactérias muito resistente (Bacillus stearothermophylus) que morrem quando expostos por 12 min ou mais a uma temperatura de 122 °C. Após um repouso de 14h, faz-se uma sementeira dos esporos, que deve dar negativa. Ver autoclave.

Vantagens: fácil uso, custo acessível para grandes hospitais. Desvantagens: Não serve para esterilizar pós e líquidos. Nota:Hoje já existem modelos de autoclaves que esterilizam cargas

líquidas. Ebulição: Não é um verdadeiro método, pois não elimina formas

resistentes. A sua condição mínima é a fervura a 100 °C durante 15 min. Tindalização: o material é submetido a 3 sessões de exposição a vapor de

água a 100 °C, durante 20-45min, 45min e 20-45min, com um tempo de repouso entre elas de 24h. Consegue-se a esterilização, visto que permite a germinação dos esporos entre duas sessões e sua posterior destruição. É usada para soluções açucaradas ou que contenham gelatina.

Raios Gama/Cobalto: Os raios-gama têm comprimentos de onda ainda menores do que o tamanho dos átomos. Os fótons de raio-gama levam muita energia e são mortais.

Vantagens: Esteriliza uma variedade de materiais Desvantagens: caro e perigoso, requer equipe altamente especializada. Métodos químicos: Gás Óxido de Etileno:O gás óxido de etileno é um produto altamente

tóxico usado para esterilizar materiais. Vantagens: Não danifica os materiais

Desvantagens: Danos ao meio ambiente quando manipulado erroneamente, alto custo, tóxico para o manipulador, requer aeração de 48 horas. demorado.

Glutaraldeído: Fornecido na forma de líquido a 25 ou 50%, são pouco voláteis a frio e utilizados para a desinfecção de instrumentos médicos. Irritante das mucosas e tóxico, necessita de cuidados especiais

Vantagens: facilidade de uso Desvantagens: esterilização é tempo dependente. É necessário a imersão

total do material. Alergênico, tóxico e irritante. Mycobacterias podem ser resistentes, bem como esporos.

Formaldeído: Atualmente utilizado em processos fechados com autoclave especial. A esterilização é eficiente mas depende de umidade local controlada.

Vantagens: Barato. Muito eficiente. Ciclo de 6 horas. Baixa temperatura (55 °C)

Desvantagens: Requer equipamento específico e controle rigoroso. Ácido peracético: Líquido que esteriliza materiais por imersão. Vantagens: rapidez: em 20 minutos sob imersão apresenta esterilização Desvantagens: Tóxico, o material deve ser submergido, impossibilitando

seu uso para pós e líquidos. Plasma de Peróxido de Hidrogênio: Sistema à gás que utiliza

equipamento complexo composto de alto vácuo e gerador eletrico de plasma. Processo químico eficiente e de baixa temperatura (35~40 °C).

Vantagens: Rapidez, eficiencia, baixa temperatura. Desvantagens: Custo alto do equipamento e processo, incompatibilidade

de embalagens. Filtração: Usa-se habitualmente em soluções e gases termolábeis. As

substâncias atravessam superfícies filtrantes, e a técnica é considerada esterilizante conforme o diâmetro dos poros. Se os poros tiverem um diâmetro igual ou inferior a 0.2 μm, embora não retenham vírus. Os filtros podem ser de vários tipos – velas porosas, discos de amianto, filtros de vidro poroso, de celulose, e filtros “millipore” (membranas de acetato de celulose ou de policarbonato).

EQUIPAMENTOS BÁSICOS DE LABORATÓRIOAs atividades de laboratório exigem por parte dos alunos e professores não só o

conhecimento das peças e aparelhos utilizados mas também o emprego correto de cada um deles. Portanto, antes de qualquer coisa, é necessário que se observe bem cada uma das peças, memorize sua forma e conheça sua utilidade.

Estufa: Utilizada para secagem de materiais por calor seco.

Centrífuga: É um aparelho que acelera o processo de decantação através do movimento de rotação que gera uma força centrífuga. Tal força atua nos tubos colocados em um círculo horizontal, fazendo com que as partículas de diferentes densidades fiquem separadas em “camadas” onde as partículas de maior densidade são arremessadas para o fundo do tubo. OBS.: Deve-se SEMPRE colocar números pares de tubos na centrífuga, com a mesma massa e um de frente para o outro de modo que equilibrem-se.

Banho-Maria: Serve dentre outras coisas para fazer reações enzimáticas a fim de manter temperatura exata e constante. Pode ser feito simplesmente em um recipiente

com água e uma resistência (popularmente conhecido com “rabo-quente”) ou em equipamentos especializados.

Agitador: Utilizado para agitar placas ou substâncias por um determinado tempo.

Homogeinizador de tubos: Utilizado para homogeneizar substancias presentes em tubos de ensaio.

Microscópio: O microscópio óptico é um instrumento usado para ampliar e regular, com uma série de lentes multicoloridas e ultravioleta capazes de enxergar através da luz, estruturas pequenas e grandes impossíveis de visualizar a olho ou sem óculos.

Espectrofotômetro: Aparelho utilizado para avaliar concentrações de soluções através das características do soluto de absorver a luz ou deixá-la atravessar.

Micropipeta ou pipeta automática: Utilizada para medir volumes reduzidos, na ordem do microlitro, de forma precisa e reprodutível. São de volumes fixos ou variáveis. Utilizam-se pontas (ou ponteiras) descartáveis em plástico, de modo que o líquido aspirado não entre no corpo principal da pipeta.

São sempre de dois estágios onde o primeiro é usado para sugar o líquido e o segundo para descartá-lo.