A IMPORTÂNCIA DA PATOLOGIA CLÍNICA NA VETERINÁRIA ... Furtado de... · ii tatiane furtado de...
120
UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS CAMPUS JATAÍ TCCG – GRADUAÇÃO EM MEDICINA VETERINÁRIA A IMPORTÂNCIA DA PATOLOGIA CLÍNICA NA VETERINÁRIA: HEMATOLOGIA E URINÁLISE EM PEQUENOS ANIMAIS Tatiane Furtado de Carvalho Orientadora: Prof.ª Dr.ª Cecília Nunes Moreira Sandrini JATAÍ 2008
Transcript of A IMPORTÂNCIA DA PATOLOGIA CLÍNICA NA VETERINÁRIA ... Furtado de... · ii tatiane furtado de...
UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS
CAMPUS JATAÍ
TCCG – GRADUAÇÃO EM MEDICINA VETERINÁRIA
A IMPORTÂNCIA DA PATOLOGIA CLÍNICA NA VETERINÁRIA: HEMATOLOGIA E URINÁLISE EM PEQUENOS ANIMAIS
Tatiane Furtado de Carvalho
Orientadora: Prof.ª Dr.ª Cecília Nunes Moreira Sandrini
JATAÍ
2008
ii
TATIANE FURTADO DE CARVALHO
A IMPORTÂNCIA DA PATOLOGIA CLÍNICA NA VETERINÁRIA:
HEMATOLOGIA E URINÁLISE EM PEQUENOS ANIMAIS
Trabalho de Conclusão de Curso de
Graduação apresentado para a obtenção
do título de Médica Veterinária junto
à Universidade Federal de Goiás, Campus Jataí.
Orientadora:
Prof.ª Dr.ª Cecília Nunes Moreira Sandrini
Supervisor:
Prof.º Dr.º Antônio Vicente Mundim
JATAÍ
2008
iii
Dados Internacionais de Catalogação-na-Publicação (CIP) (GPT/BSCAJ/UFG)
Bibliotecário responsável: Enderson Medeiros CRB 2.276
Carvalho, Tatiane Furtado de. (1986 - ) C3311a A importância da patologia cliníca na veterinária: hematologia
e urinálise em pequenos animais. / Tatiane Furtado de Carvalho. – Jataí : [S.n], 2008.
122 f. : il.; figs.; tabs.
Orientador: Prof. Dra. Cecília Nunes Moreira Sandrini.
Trabalho de Conclusão de Curso (Mestrado) – Universidade Federal de Goiás, Campus Jataí, 2008.
1. Pequenos Animais. 2. Medicina Veterinaria. 3. Patologia Cliníca. 4. Hematologia. 5. Urinálise. 6. Contagem automatizada hematológica. 7. Bioquímica sérica automatizada. 8. Hematozoários. 9. Sedimestoscopia. I. Sandrini, Cecília Nunes Moreira. II. Universidade Federal de Goiás, Campus Jataí. III. Título.
CDU : 619:616.15+616-008.846.1
iv
TATIANE FURTADO DE CARVALHO
Trabalho de Conclusão de Curso de Graduação defendido e aprovado em 26 de
novembro de 2008, pela seguinte Banca Examinadora:
Profa. Drª. Cecília Nunes Moreira Sandrini – UFG
Presidente da Banca
Profa. Drª. Vera Lúcia Dias da Silva Fontana
Membro da Banca
Profº. Edismair Carvalho Garcia
Membro da Banca
v
A você, que me deu a vida e me ensinou a vivê-la, com dignidade, não bastaria um
obrigada. A você, que ilumina os caminhos obscuros com afeto e dedicação para
que eu trilhasse sem medo e cheia de esperanças, não bastaria um muito
obrigada. A você, que se doou inteira e renunciou aos seus sonhos, para que,
muitas vezes, pudesse realizar os meus. Pela longa espera e compreensão
durante minhas longas viagens, não bastaria um muitíssimo obrigada. A você, mãe
por natureza, por opção e amor, não bastaria dizer, que não teria palavras para
agradecer tudo isso. Mas é o que me acontece agora, quando procuro arduamente
uma forma verbal de exprimir uma emoção ímpar. Uma emoção que jamais seria
traduzida por palavras.
Amo você!
vi
AGRADECIMENTOS
Em primeiro lugar a Deus, sempre estiveste ao meu lado, nas minhas
quedas, nas minhas fraquezas, nas lutas e controvérsias, vitórias e derrotas. Sei
que, principalmente agora, estais ao meu lado. Obrigada por este presente que
agora me ofereces. Obrigado por tudo que vi, ouvi e aprendi. Obrigada pela Vida!
A você mãe, que trilhou comigo este caminho, meu sincero
agradecimento pelo apoio, pelo carinho, pela onipresença, pela força, enfim, pelo
amor incondicional. Agradeço também a minha família, ao meu irmão, pela
existência em minha vida.
Aos colegas, em especial, que nesses anos juntos com dificuldades,
inseguranças, erros, acertos, vitórias e alegrias. Chegamos ao final com a certeza
do dever cumprido. Mesmo que a vida venha nos separar, jamais estaremos longe
para sermos esquecidos. No coração de cada um haverá saudade, recordação,
companheirismo... Em especial as minhas amigas Thays, Éllen, Valéria e Dalila
pelas alegrias que partilhamos em nosso caminhar.
À profª. Drª. Cecília, minha orientadora, pelos ensinamentos de
dedicação profissional, e pela imensa contribuição na minha vida acadêmica e
profissional. Também pela amizade e atenção constante durante esta jornada. Aos
professores pelos preciosos conhecimentos ensinados.
Registro o meu profundo agradecimento ao meu supervisor profº
Mundim e ao profº. Fernando Cristino, as residentes Cristiane e Danielli, aos
técnicos Tiãozinho e Felipe, a funcionária Celinha e mestranda Renata, pessoas
que tão gentilmente me receberam no laboratório de patologia clínica da UFU e me
repassaram as informações essenciais para o desenvolvimento deste estudo, pela
paciência e amizade.
Em especial aos professores, funcionários e amigos da UFG, em
especial o Cabral, Patrícia e Sidney, pela diversão, pelo aprendizado, pela
convivência e pela amizade.
A todos que, de alguma forma estiveram presentes em minha vida.
Meu muito obrigada!!!
vii
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................. 1 2 DESENVOLVIMENTO ..................................................................................... 2 2.1 Estágio curricular na área de Laboratório de Análises Clínicas,
realizado no Hospital Veterinário da UFU (HV/UFU) .................................. 2
2.1.1 Localização, estrutura e funcionamento ........................................................... 2 2.1.2 Atividades desenvolvidas ................................................................................. 4 2.1.3 Exames laboratoriais acompanhados no HV-UFU durante o estágio
supervisionado ................................................................................................. 4
2.2.4 Procedimentos para realização dos Exames .................................................. 6 3 HEMOGRAMA ................................................................................................. 19 3.1 Colheita de sangue ........................................................................................ 19 3.2 Interpretação do Hemograma na clínica de pequenos animais ................ 20 3.2.1 Eritrograma ...................................................................................................... 21 3.2.2 Alterações morfológicas dos eritrócitos ........................................................... 31 3.2.3 Parasitas eritrocitários ..................................................................................... 35 4 LEUCOGRAMA ............................................................................................... 40 4.1.1 Neutrofilia ......................................................................................................... 42 4.1.2 Neutropenia ..................................................................................................... 43 4.2.1 Linfocitose ........................................................................................................ 44 4.2.2 Leucemia linfocítica.......................................................................................... 45 4.2.3 Linfopenia ........................................................................................................ 46 4.3.1 Eosinofilia ......................................................................................................... 47 4.4.1 Basofilia ............................................................................................................ 47 4.5.1 Monocitose ....................................................................................................... 48 4.6 Os mais comuns Hematozoários em leucócitos ........................................ 48 4.7 Inclusões virais .............................................................................................. 53 4.8 Anomalias de Pelger-Huet ............................................................................ 54 5 URINÁLISE DE ROTINA ................................................................................. 55 5.1 Colheita e armazenamento ........................................................................... 55 5.2 Exame físico da urina .................................................................................... 57 5.3 Exame químico da urina ................................................................................ 65 5.4 Exame do sedimento urinário ....................................................................... 77 5.4.1 Elementos organizados .................................................................................... 78 5.4.2 Elementos inorganizados ................................................................................. 88 6 DISCUSSÃO .................................................................................................... 95 7 CONCLUSÃO .................................................................................................. 101 8 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................... 102
viii
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 HV/UFU vista frontal ......................................................................... 2
FIGURA 2 Contador Sanguíneo veterinário ABC Vet ....................................... 6
FIGURA 3 Localização da contagem das células sanguíneas na camara de
Neubauer (L= leucócitos; E = eritrócitos) ..........................................
8
FIGURA 4 Contador semi automático leucócitos, hemácias e hemoglobina ..... 9
FIGURA 5 Esquema de contagem diferencial de leucócitos em esfregaço
sanguíneo ........................................................................................
10
FIGURA 6 Suporte com lâminas, para realização de fixação do corante May
Gruenwald em esfregaços sanguíneo .............................................
11
FIGURA 7 Aparelho automatizado para bioquímica sérica – Chem Well ......... 13
FIGURA 8 Formação do anel na urina do tubo à esquerda, já no tubo à direita
não houve formação de anel ............................................................
17
FIGURA 9 Formação de cristais de nitrato de uréia na urina ............................ 17
FIGURA 10 A esquerda um macroconídeo, e a direita uma hifa septada,
presente em raspado de pele de cão ...............................................
18
FIGURA 11 Tubos para hemograma e bioquímica sérica ................................... 20
FIGURA 12 Esfregaço sanguíneo de cão, evidenciando a presença de
Hemácias jovens (Policromatófilos) .................................................
28
FIGURA 13 Hemácia nucleada (seta maior branca), policromatófilo (seta
menor), e corpúsculo de Howell Jolly ( seta preta), em esfregaço
de sangue periférico de cão ............................................................
33
FIGURA 14 Eritrócitos crenados ou equinócitos em esfregaço de sangue
periférico de cão .............................................................................
33
FIGURA 15 Esfregaço sangüíneo de gato com eritrócitos parasitados com
Mycoplasma haemofelis ..................................................................
36
FIGURA 16 Esfregaço sangüíneo de cão com eritrócito parasitado com
Mycoplasma haemocanis ................................................................
37
FIGURA 17 Esfregaços sangüíneos de cão com eritrócitos parasitados com
Babesia canis .................................................................................
38
FIGURA 18 Esfregaço sangüíneo de eqüino com eritrócito parasitado com
Babesia equi ...................................................................................
38
ix
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 19 Esfregaço sangüíneo de um puma com eritrócito parasitado com
piroplasmas de Citauxzoon...........................................................
39
FIGURA 20 Esfregaço sangüíneo de uma cadela com linfossarcoma. Presença
de linfoblastos (setas pretas) e linfócitos (seta branca)...................
46
FIGURA 21 Esfregaço sangüíneo de cão com monócitos com mórulas Erlichia
spp....................................................................................................
49
FIGURA 22 A esquerda um esfregaço sanguíneo de cão, com leucócito
parasitado com Hepatozoon canis. A direita esfregaço sangüíneo
de um jacaré, evidenciando um eritrócito parasitado com
Hepatozoon roullex...................................................................
52
FIGURA 23 Esfregaço sanguíneo de cão evidenciando eritrócito com
Corpúsculo de Lentz..........................................................................
53
FIGURA 24 Esfregaço sanguíneo de cão evidenciando neutrófilos com
Corpúsculo de Lentz........................................................................
53
FIGURA 25 Granulócitos de cão com anomalia de Pelger-Huet há quatro
neutrófilos hipossegmentados..........................................................
54
FIGURA 26 Leucócitos (seta) no sedimento urinário de cão............................... 81
FIGURA 27 Cilindro hialino(seta) no sedimento urinário de cão......................... 82
FIGURA 28 Cilindro epitelial (seta) no sedimento urinário de cão..................... 83
FIGURA 29 Cilindros granulosos (seta) em sedimento urinário de cão.............. 84
FIGURA 30 Espermatozóides (seta) no sedimento urinário de cão.................. 87
FIGURA 31 Cristais de oxalato de cálcio (seta) no sedimento urinário de cão... 90
FIGURA 32 Cristais de Fosfato triplo (setas) no sedimento urinário de cão...... 91
FIGURA 33 Cristais de carbonato de cálcio (seta) no sedimento urinário de cão 91
FIGURA 34 Cristais de tirosina (seta) no sedimento urinário de cão.................. 92
FIGURA 35 Cristais de bilirrubina (seta) no sedimento urinário de cão............... 93
x
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 Exames realizados no laboratório de análises clínicas do HV/UFU, no
período de 17 de agosto a 18 de outubro de 2008, relativos a rotina
interna do HV/ UFU e requisitações externas .....................................
5
TABELA 2 Exames realizados no laboratório de análises clínicas do HV/UFU, no
período de 17 de agosto a 18 de outubro de 2008, relativos à
pesquisa dos alunos da graduação e da pós-graduação ......................
5
1 INTRODUÇÃO
Inúmeras dificuldades encontra o clínico, quando, após examinar um
animal, procura formular um diagnóstico. Os sintomas observados nem sempre são
típicos. Outras vezes, existem complicações que dificultam o diagnóstico. Por outro
lado, por meio dos exames de laboratório, o clínico pode prescrever um tratamento
adequado e observar o desenrolar da doença (FERREIRA NETO et al., 1977).
O estágio curricular supervisionado foi realizado no Hospital Veterinário
da Universidade Federal de Uberlândia (HV/UFU), na área de Laboratório Clínico,
no período de 18 de agosto a 17 de outubro de 2008, perfazendo um total de 490
horas. Tive como supervisor o Prof. Drº Antônio Vicente Mundim, da UFU, e como
orientadora, a Profa. Drª. Cecília Nunes Moreira, da UFG.
A escolha do HV/UFU para o local de estágio foi feita por ser uma
Instituição de Ensino Superior, encontrando o apoio de professores, os quais são
profissionais capacitados nas várias áreas da Medicina Veterinária, dispostos a
passar seus conhecimentos aos estagiários. Além de oferecer grande liberdade de
atuação para o estagiário, possibilitando o aprendizado diversificado. Foi escolhida
também pela qualidade de sua infra-estrutura, devido à sua grande demanda de
exames que possibilita ao estagiário a realização e acompanhamento de inúmeros
e diversos casos clínicos e principalmente ao comprometimento dos bons
profissionais que atuam no laboratório.
O estágio no laboratório teve por objetivo a aplicação e ampliação dos
conhecimentos relativos à patologia clínica devido ao gosto e interesse por futura
especialização nesse segmento veterinário.
2
2 DESENVOLVIMENTO
2.1 Estágio curricular na área de Laboratório de Análises Clínicas, realizado
no Hospital Veterinário da UFU (HV/UFU).
2.1.1 Localização, estrutura e funcionamento.
O HV/UFU localiza-se na Avenida Mato Grosso, n° 3286, Campus
Umuarama, Uberlândia-MG (Figura 1). Funcionam todos os dias incluindo os
feriados. Seu horário de funcionamento é de sete às 19 horas de segunda a
sábado e aos domingos até meio dia. O atendimento começa às sete e encerra as
18:30 h. Realiza atendimento nas áreas de Clínica, Cirurgia e Patologia Clínica de
pequenos e grandes animais e também animais silvestres.
FIGURA 1 - HV/UFU vista frontal
O ambiente interno é constituído por uma recepção, onde o cliente tem
o primeiro contato com o Hospital, cinco consultórios, um local de vacinação, uma
enfermaria, uma farmácia, uma UTI, um laboratório clínico, um ambiente de
estudos e sala de televisão para residentes e três salas do setor administrativo.
3
O laboratório clínico conta com três salas, uma com ar condicionado para
permanência dos equipamentos automáticos de bioquímica (Chem Well®),
hematologia (ABC VET®) e computador. Uma sala com maior área onde se
encontra os microscópios, bancadas, geladeiras, pias e reagentes em prateleiras.
E uma terceira sala, com armários, estufa, microscópios de reserva, e é nesta sala
que se colocam os resultados dos exames, em uma pasta com divisórias e
identificações por nome do Residente, Médico Veterinário ou Professor que
requisitou o exame, ficando à disposição destes.
Há um centro cirúrgico constituído de quatro ambientes de mesmo
tamanho equipados com aparelhos sofisticados de anestesia inalatória e
respiração artificial, um canil da cirurgia, composto de oito gaiolas, uma sala de
tricotomia, uma sala para confecção de curativos, gesso e talas, duas salas de
Raio x, uma sala para ultra-sonografia e uma sala de técnica operatória utilizada
pelos professores para ministrarem suas aulas.
O ambiente externo é constituído por currais de recepção para animais
de grande porte, um brete para eqüinos e um para bovinos, um centro cirúrgico e
dez baias destinadas a pré e pós-operatório. O Hospital no seu quadro técnico
conta com duas Médicas Veterinárias, três Residentes de clínica, dois Residentes
de patologia, dois Residentes de cirurgia, dois Técnicos de enfermagem e dois
Técnicos de radiologia.
Neste momento, o laboratório conta com a presença das residentes
Cristiane de Brito Silva e Danielli Luana Scherer, além dos técnicos Sebastião
Firmiano de Araújo, Felipe César Gonçalves e Célia e uma mestranda Renata Lima
de Miranda. Conta também com os professores plantonistas do laboratório Prof.
MSc. Fernando Cristino Barbosa e Prof. Dr. Antônio Vicente Mundim.
No Laboratório de Análises Clínicas o estagiário pode realizar todos os
exames, mediante acompanhamento de um técnico ou de um residente. Os
exames feitos são os de rotina, como hemograma completo com pesquisa de
hemoparasitos, urinálise, análise de raspado cutâneo, exame parasitológico de
fezes, bioquímicas diversas, testes específicos de função hepática, e testes para
avaliação do líquido cavitário.
A rotina é composta tanto por exames solicitados pelos Médicos
Veterinários autônomos, quanto pelos residentes e professores. Incluem-se
4
também na rotina solicitações externas de outras clínicas e propriedades rurais
além da execução de projetos científicos de alunos da graduação e pós-graduação.
2.1.2 Atividades desenvolvidas
O Laboratório de Análises Clínicas (LAC) faz parte da infra-estrutura do
Hospital Veterinário de Uberlândia.
A demanda de exames consiste primariamente das solicitações internas,
ou seja, de amostras provenientes de consultas realizadas dentro do HV/UFU.
Para uma solicitação de exame, o animal primeiramente passa por uma consulta
onde é realizada a completa anamnese e exame clínico do animal. Essa consulta é
realizada ou por um Veterinário contratado, ou em horário de aula pelos alunos e
com o acompanhamento dos professores ou pelos Médicos Veterinários residentes
ou estagiários plantonistas.
Outra parte da demanda de exames consiste de solicitações externas, ou
seja, amostras enviadas de outras clínicas, fazendas ou Veterinários autônomos.
Elas apenas são recebidas devidamente embaladas, nos recipientes adequados e
bem identificados e com uma solicitação por escrito do exame.
Por fim, uma parcela da demanda de exames dos laboratórios consiste
de projetos científicos realizados por alunos da graduação e pós - graduação, sob
orientação dos professores responsáveis pelo laboratório.
2.1.3 Exames laboratoriais acompanhados no HV-UFU durante o estágio
supervisionado.
O estágio foi realizado na área de Patologia Clínica Veterinária do
período de 18 de agosto até 17 de outubro de 2008. O aproveitamento foi
considerado bom, pois durante este período foi possível acompanhar quase todos
os procedimentos laboratoriais totalizando 4.630 exames que estão expostos nas
Tabelas 1 e 2.
5
TABELA 1 – Exames realizados no laboratório de análises clínicas do HV/UFU, no
período de 17 de agosto a 18 de outubro de 2008, relativos a rotina
interna do HV/ UFU e requisitações externa
TABELA 2 – Exames realizados no laboratório de análises clínicas do HV/UFU, no
período de 17 de agosto a 18 de outubro de 2008, relativos à pesquisa
dos alunos da graduação e da pós-graduação
Serão descritos os procedimentos técnicos realizados no laboratório
para execução dos exames laboratoriais requisitados. Foram escolhidos o
Rotina Quantidade Freq. (%)
Hemograma 1213 37,36
Contagem de plaquetas 1213 37,36
Pesquisa de hemoparasita 261 8,04
Urinálise 122 3,76
Bioquímica 330 10,16
Raspado de pele 46 1,42
Fezes 53 1,63
Outros 9 0,28
Total 3247 100
Pesquisa Quantidade Freq. (%)
Hemograma 77 5,6
Bioquímica 1261 91,2
Fezes 00 00
Pesquisa de hemoparasita 23 1,66
Dosagem de hemoglobina 21 1,52
Raspado de pele 01 0,07
Total 1383 100
6
hemograma e a urinálise para revisão de literatura, devido a grande importância na
interpretação destes para o Clínico de Pequenos Animais.
2.2.4 Procedimentos para realização dos exames
a) Realização do Hemograma
A contagem dos eritrócitos e da hemoglobina pode ser realizada por métodos
automáticos, semi-automáticos ou manuais. Na rotina do LAC-HV/UFU utiliza-se o
ABC Vet ® (Contador Sanguíneo Animal Veterinário), (Figura 2), que é um
analisador hematológico completamente automatizado (controlado por
microprocessador) usado para o teste de diagnóstico in-vitro de amostras de
sangue composto. O aparelho é totalmente automatizado, com um sistema interno
de diluição e uma impressora gráfica para o registro de todos os resultados de
testes, incluindo a impressão de marcas e de gráficos.
FIGURA 2 - Contador Sanguíneo
veterinário ABC Vet®
O aparelho ABC Vet® permite o processamento de 45 amostras por hora, podendo
processar amostras sanguíneas de 10 tipos de animais como, gato, cachorro,
cavalo, rato, camundongo, coelho, porco, vaca, ovelha e macaco. Sendo que
fornece 16 parâmetros hematológicos para gato, cachorro e cavalo, sendo estes:
7
WBC (Contagem de glóbulos brancos), RBC (Contagem de glóbulos vermelhos),
HGB (Hemoglobina), HCT (Hematócrito), VCM (Volume celular médio), CHCM
(Concentração média de hemoglobina corpuscular), HCM (Hemoglobina
Corpuscular média), PLT (Contagem de plaquetas), MPV (Volume médio de
plaquetas), RDW (Amplitude da distribuição vermelha), LYM# (Número de
linfócitos), LYM% (Porcentagem de linfócitos), MON% (Porcentagem de
monóciotos), MON# (Número de monócitos), GRA% (Porcentagem de
granulócitos) e GRA# (Número de granulócitos). E fornecem somente 8 parâmetros
para rato, camundongo, coelho, porco, vaca, ovelha e macaco, sendo estes WBC,
RBC, HGB, HCT, VCM, CHCM, HCM e PLT (Manual do fabricante).
O instrumento mantém na memória a última espécie de animal
registrado com o cartão inteligente veterinário. Cada cartão inteligente veterinário
contém as seguintes informações: espécie do animal, limites inferiores e superiores
para cada parâmetro, limiares das marcas de plaquetas e eosinófilos e limites de
marcas para WBC, RBC, HGB, HCT e PLT. A qualquer momento, antes de passar
uma amostra, pode ser inserido um cartão inteligente para mudar a espécie
(Manual do fabricante).
Este aparelho automatizado de hematologia (ABC Vet®) trabalha com
manuseio da amostra em tubo aberto, ou seja, necessita que se homogeneíze a
amostra, que se verifique a presença de coágulo na amostra para posterior retirada
da tampa do tubo e permitindo que a agulha do aparelho possa aspirar o sangue.
Necessita somente de 12 µl de sangue total de cada amostra, sem necessidade de
pré-diluição.
É utilizado o método semi-automático para contagem de eritrócitos e
hemoglobina através da diluição e leitura no ISOCELM-CELM CC530® se faz
leitura também dos leucócitos totais. Esse método é utilizado quando o analisador
hematológico automático esta com defeito.
O método manual também é utilizado na rotina do HV/UFU para
contagem de eritrócitos por µl de sangue através da seguinte técnica: diluição de
10µl de sangue com EDTA em um tubo contendo 1990µl de solução fisiológica
(aberta sempre no dia para evitar a precipitação de solutos que pode interferir na
contagem) e homogeneização. Após, é realizado o preenchimento da câmara de
Neubauer, colocando a ponta da pipeta na abertura lateral desta câmara, formando
8
um ângulo de 45º, fazendo o líquido penetrar por capilaridade entre a lâmina e a
lamínula. Após, são contados 5 quadrantes de 16 subunidades sendo preciso
multiplicar o resultado por 106, encontrando assim o total de células por mm3 de
sangue (Figura 3).
Já a leitura da hemoglobina manualmente é procedida da seguinte
maneira: diluição de 20 µl de sangue com EDTA em tudo com 5ml de solução
especial de hemoglobina, sendo está ácido clorídrico, diluído n/10.
Homogeneização e em seguida procedida à leitura em espectrofotômetro.
FIGURA 3 - Localização da contagem das
células sangüíneas na
câmara de Neubauer (L=
leucócitos; E = eritrócitos) Fonte: LACVET UFRGS, 2005.
Para obtenção do hematócrito é preenchido 2/3 de um tubo capilar com
sangue com EDTA e o fechamento com auxílio do bico de Bunsen na chama azul,
girando o tubo entre os dedos até o fechamento completo. Após, é centrifugado por
5 minutos (tubos posicionados de modo que a extremidade vedada fique voltada
para a borda da centrífuga) e em seguida procedida a leitura em uma escala de
leitura especial, determinando assim o volume globular ou hematócrito.
9
O método manual para contagem de leucócitos utilizado consiste em
diluir 100µl de sangue com EDTA em um tubo com 1900µl de ácido acético glacial,
preenchendo a câmara de Neubauer com a solução bem homogeneizada e em um
microscópio óptico, na objetiva de 10X ou 40X contar o número de leucócitos
contidos nos quatro quadrantes laterais da câmara (Figura 3).
No HV/UFU além do método manual para contagem total de leucócitos,
há também o já mencionado ISOCELM-CELM CC350® (Figura 4) que faz a
contagem pelo meio de diluição e leitura.
FIGURA 4 - Contador semi-automático de
leucócitos, hemácias e
hemoglobina Fonte: LACVET UFRGS, 2005.
Para contar leucócitos por este método, é primeiramente necessário
eliminar as hemácias da suspensão. Isso é feito através da adição de um agente
hemolítico na alíquota de diluição dos leucócitos. Esse agente destrói as
membranas celulares e dissolvem o citoplasma, deixando somente os núcleos (dos
leucócitos) como partículas contáveis. Isso ocorre porque os contadores por
impedância não podem ser usados para contagem de leucócitos em aves e répteis
– o núcleo das hemácias também permanece em suspensão, sobrepondo-se
completamente aos núcleos dos leucócitos. Depois da lise, a contagem procede
como a contagem de hemácias.
Assim inicialmente é feita uma diluição inicial de 1:500 da amostra, que
será usada para contar os leucócitos e mensurar, fotometricamente, a
10
hemoglobina. Imediatamente, uma alíquota dessa diluição é removida e diluída
novamente para obter uma segunda diluição de 1:500.000 para contagem de
hemácias. Existem diluidores automáticos que simplificam esse processo. A
diluição mais alta é usada inalterada, com o instrumento no seletor para hemácias.
A primeira diluição é adicionalmente tratada com a adição de um volume fixo de
agente lisante. Isso faz com que os núcleos dos leucócitos fiquem em suspensão
para a contagem e libera a hemoglobina de dentro das hemácias. Um reagente de
hemoglobina é incluído no agente lisante. Depois de esperar, geralmente 30s, para
que ocorra a lise completa e para que a reação com cianometemoglobina seja
finalizada, essa diluição é passada no instrumento no seletor para leucócitos e
hemoglobina. O fluxo da amostra é dividido, com parte dela indo para o fotômetro
de fluxo celular para a mensuração da hemoglobina e parte indo para o transdutor
para a contagem de leucócitos.
A contagem diferencial de leucócitos é feita em esfregaços de sangue
corado. O esfregaço é feito estendendo-se uma pequena gota de sangue com
EDTA sobre uma lâmina, formando uma fina película de sangue que depois é
corada (May Grünwald – Giemsa) e examinada ao microscópio na objetiva de
imersão, onde são contadas 100 células, revelando assim a porcentagem de cada
tipo de leucócito por mm3 de sangue.
Para a realização da contagem diferencial dos leucócitos no esfregaço,
segue-se o trajeto da Figura 5, isto para tornar menor a margem de erro, pois no
momento da realização do esfregaço os neutrófilos tendem a localizar-se na
periferia deste, os linfócitos na parte central, enquanto os eosinófilos distribuem-se
homogeneamente (MATOS & MATOS, 1995).
FIGURA 5 - Esquema de contagem diferencial de
leucócitos em esfregaço sanguíneo Fonte: LACVET UFRGS, 2005.
11
O esfregaço deve ser fino, homogêneo, ter uma distribuição uniforme
das células, sem sobreposições, apresentar pelo menos uma das bordas livre.
Sendo confeccionado o mais rápido possível, no máximo 30 minutos após a
colheita, para evitar alterações na morfologia celular.
É utilizado o Método de May Grünwald – Giemsa para a realização da
coloração do esfregaço sangüíneo. Que consiste na seguinte técnica: é colocado o
esfregaço voltado para cima sobre um suporte (Figura 6), é depositado sobre ele
15 a 20 gotas de May Grünwald deixando agir por três minutos. Esse é o tempo de
fixação. E depois é colocado igual quantidade de água destilada e assopra por
cima com a pipeta ou a boca, para que ela se misture ao corante. Deixa corar por 2
minutos. Por último é derramado o líquido da lâmina e a coloca numa cuba com
suporte para lâminas. Nesta cuba contém Giemsa na concentração de 4%. Deixa-
se corar por 20 minutos, retira-se a lâmina, é lavada em água, secando por
agitação e examinando ao microscópio.
FIGURA 6 - Suporte com lâminas, para realização de fixação do corante
May Grünwald em esfregaços sanguíneo
Existem duas classes de corantes utilizadas: corantes básicos e
corantes ácidos. Os corantes básicos de Wright são uma complexa mistura de
tiazinas, principalmente azula de metileno e azure B. O corante ácido é uma
solução metil alcoólica de eosina. Quando o núcleo e outras estruturas no
esfregaço de sangue periférico absorvem o corante básico, eles são denominados
basofílicos; estruturas que adquirem os corantes ácidos são denominados
acidofílicos ou eosinofílicos. Outras estruturas nucleadas que são coradas por uma
combinação dos dois são denominadas neutrofílicas. Coletivamente, esses termos
12
são usados para classificar os leucócitos: basofílicos, eosinofilicos e neutrofilicos
(SINK & FELDMAN, 2006).
Contando também 5 campos mais “limpos” do esfregaço, é realizada a
contagem de plaquetas. O número encontrado é multiplicado depois por 1.000 e
pelo número de hemácias, achando assim o número de plaquetas por mm3 de
sangue. Entretanto o ideal seria a contagem de plaquetas na câmara de Neubauer.
Porém, o aparelho automático de hematologia já fornece o número de plaquetas da
amostra sangüínea.
b) Realização da Bioquímica Sérica
No HV/ UFU, a bioquímica sérica é realizada por meio de um aparelho
automatizado chamado Chem Well® (Figura 7). Que é um analisador automático
de bioquímica e Elisa imunoensaio (dosando hormônios, teste para toxoplasmose).
No momento no Laboratório de Análises Clínicas do HV/UFU, esta sendo
implantada a realização de testes para a dosagem de T3 e T4.
O equipamento bioquímico Chem Well®, funciona em sistema aberto,
isso significa que pode trabalhar com reagentes de várias marcas, que no caso se
fosse um sistema fechado teria que trabalhar com um reagente específico.
Necessita de uma pequena quantidade da amostra, menos de 250 µL. Tem
capacidade para 200 L de volume de reagentes.
É de fácil manuseio e fácil programação. Tem um sistema automático
de adição de amostra e reagentes para evitar contaminações. A precisão de
pipetagem de amostras e reagentes é superior a 99%. Possui uma bandeja para 96
amostras, e uma bandeja para até 40 reagentes. Possui detecção automática do
nível de reagentes.
Tem capacidade para diluição, pré-diluição, dispensa simples ou múltipla
de reagente, controle de temperatura 25º e 37º graus e armazenamento de dados
ilimitados. Os resultados são impressos por paciente ou por teste. Possui
calibração automática. É um analisador automático de bioquímica multicanal, pois,
realiza vários ensaios ao mesmo tempo, como por exemplo: uréia, creatinina,
alanina aminotransferase e outros. Podendo assim obter os resultados de um
paciente com maior rapidez. No caso de analisador monocanal, este faz só um
13
ensaio por vez, como por exemplo, ele faz todos de creatinina, tendo que lavar o
equipamento para realizar outro teste.
Tem acesso randômico, que permite parada no processo que esta
sendo realizado para requisitar um teste de urgência. Esse acesso randômico,
também permite a verificação das telas de outros processos que estão sendo
realizados, sem parar o processo requisitado. Possui interfaceamento, ou seja, o
aparelho é ligado a um programa, que permite a leitura em código de barra da
identificação do animal.
FIGURA 7 - Aparelho automatizado para bioquímica sérica – Chem Well®
Para realização da bioquímica, a amostra era centrifugada, para separar
o soro ou plasma. Algumas bioquímicas eram feitas a partir do plasma, obtido de
amostras com EDTA. Após a centrifugação, não é preciso colocar o soro em outro
recipiente, podendo levar ao aparelho o próprio tubo de ensaio, desde que se
tenha uma boa quantidade de soro, para que a agulha do aparelho não sugue o
coágulo. O tubo era colocado na bandeja para amostras, e preparado o reagente
como indica o fabricante e colocado na bandeja para reagentes. Posteriormente
identifica-se a amostra no programa do computador, com os dados do animal:
nome, número da ficha clínica e sexo. E em seguida o teste desejado é requisitado
ao aparelho automatizado de bioquímica. O resultado é rápido, e é anotado na
ficha do animal, e gravado no sistema, para que ao final do dia seja impresso a
relação de exames e seus devidos resultados, para controle interno do laboratório.
14
c) Realização do Exame de Fezes
Vários métodos são feitos no laboratório, para a realização do exame de
fezes, como o método de Willis, método de sedimentação e método de Baermann
modificado.
Método de Willis: era realizado dissolvendo 2g de fezes com solução de
cloreto de sódio ou açúcar em um frasco de boca larga. O frasco era colocado
em posição perfeitamente vertical e sobre ele uma lâmina bem limpa e
desengordurada. Após um período de aproximadamente 15 minutos, a lâmina
era retirada, coberta com uma lamínula e examinada ao microscópio. Por esse
processo, os ovos de helmintos e cistos de protozoários flutuam e aderem à
lâmina, sendo um bom método para herbívoros.
Método de sedimentação: ao contrário do anterior, esse método é
baseado na sedimentação, na deposição do material a pesquisar, no fundo do
frasco. Dissolvendo 1 ou 2g de fezes em solução fisiológica ou em água e
passando através de uma gaze, diretamente para um frasco cônico ou um tubo
de centrifugação. No primeiro caso, era deixado em repouso por 15 a 30
minutos (tempo mais longos dão resultados mais seguros); no segundo,
centrifugado a 1500 r.p.m. por 5 minutos. Em qualquer um dos casos, era
retirado do fundo do tubo o material sedimentado, colocado entre lâmina e
lamínula limpas e examinado ao microscópio, observando a presença de
parasitos ou de seus ovos.
Método de Baermann modificado: esse método é baseado no
aproveitamento da motilidade e no termotropismo das larvas, que são
estimuladas ao se usar água aquecida. É colocado um funil de 20 a 25 cm de
diâmetro em um suporte e conectado a sua extremidade, com o auxílio de um
tubo de borracha, a um tubo de hemólise de 8 a 12 mm de diâmetro. Enchendo
o sistema até a superfície do funil com água a 45ºC, evitando-se que se formem
bolhas de ar. É colocada uma peneira forrada de gaze por cima da superfície da
água e, sobre a gaze 10g ou mais de fezes recentes, retiradas diretamente do
reto do animal; 1 hora após, retira-se o tubo de hemólise, e centrifugada-se a
1000 r.p.m. por 5 minutos, desprezado o sobrenadante cuidadosamente,
15
colocado o sedimento entre lâmina e lamínula e examinado ao microscópio com
pequeno aumento ou com auxílio de uma lupa.
d) Realização da Urinálise
No HV/UFU as amostras são processadas em um prazo máximo de 30
minutos para que não haja alterações em suas propriedades. Primeiramente o tubo
de ensaio com a urina é recebido já identificado, com o nome do paciente (animal),
o número da ficha clínica e a data. Posteriormente é preenchida a ficha de
urinálise, com esses dados, e iniciado o exame físico, que consiste da
determinação de volume, cheiro, cor, aspecto, densidade e reação (pH) da urina.
Para obter a densidade é colocado uma gota de urina no refratômetro, e
feita a leitura diretamente na escala do aparelho, na coluna a direita, que vai de
1000 a 1040. Quando a densidade ultrapassa 1040, é observada a marca na
coluna a esquerda e some ao do 1040.
Para realizar a análise química é utilizada uma tira reagente da seguinte
forma:
É removida uma tira reagente do recipiente;
O recipiente é tampado imediatamente;
A tira reagente é mergulhada em uma amostra de urina não
centrifugada. A tira reagente deve ficar saturada de urina;
Sem hesitação, a tira reagente é removida da amostra de urina
usando a lateral do recipiente para eliminar o excesso de líquido;
A tira é segurada horizontalmente para evitar que os líquidos de
reação dos quadradinhos se misturem;
É lido e registrado os resultados para cada teste;
O fabricante também fornecerá uma cartela de cores para ser
consultada, a fim de graduar as reações e relatar os resultados;
As tiras reagentes secas estão disponíveis em diversas configurações
de testes, incluindo pH, proteína, cetonas, glicose, bilirrubina, gravidade especifica,
sangue, urobilinogênio, leucócitos e nitritos.
Em seguida a urina é colocada em um tubo cônico de centrifuga, e
levada a centrifuga, contrabalanceando com outro tubo contendo água no mesmo
16
volume da urina; a amostra é centrifugada por 5 minutos a 2.000 r.p.m..
Posteriormente a urina é decantada lentamente, evitando-se a saída do sedimento.
O sedimento é agitado, e é transferida uma gota para uma lâmina, cobrindo a em
seguida, com uma lamínula. É levada ao microscópio e examinada com um
pequeno aumento, usando luz fraca. Em seguida, é mudado para o médio aumento
e utilizada luz mais forte. Tanto com o médio como o pequeno aumento, é
percorrido todo o campo.
Os elementos encontrados no sedimento podem ser agrupados em:
Organizados (eritrócitos, leucócitos, células epiteliais, bactérias,
protozoários, ovos de parasitas, leveduras, fungos, espermatozóides e cilindros)
E não organizados (cristais e material amorfo).
Esses elementos são observados e anotados, e registrados por cruzes.
Uma cruz: quantidade reduzida; duas cruzes: presença um pouco aumentada; três
cruzes: quantidade aumentada de forma importante e quatro cruzes: quantidade
muito aumentada.
A urina decantada é colocada em dois tubos, em um tubo é colocado
apenas 2 ml de urina, e adicionado 2 ml de ácido nítrico nitroso no fundo do tubo,
com uma pipeta de vidro, evitando qualquer agitação. Essa técnica é conhecida
como Teste de Gmelin, para detecção de pigmentos biliares na urina (Figura 8).
Para detecção de proteína na urina é utilizado o método de Heller, que
consiste da seguinte técnica:
É colocada uma pequena quantidade de acido nítrico puro num tubo
de ensaio;
É estratificado (é colocado uma pequena camada em cima) um pouco
de urina sobre o ácido;
Se houver a formação de um anel branco no ponto de contato, há a
presença de albumina;
O ácido úrico e a uréia aparecem sob a forma cristalina (Figura 9).
17
FIGURA 8 - Formação do anel na urina do
tubo à esquerda, já no tubo da
direita não houve formação
de anel
FIGURA 9 - Formação de cristais
de nitrato de uréia na
urina
Com a urina decantada que não foi utilizada e colocada em um outro
tubo de ensaio, é realizado o Teste de Hay, para sais biliares. O teste de Hay é
utilizado para analisar a presença de sais biliares na urina. No tubo de ensaio, com
o restante da urina, é deixado cair flor de enxofre sobre a superfície. Isso é
conseguido facilmente, quando se coloca a flor do enxofre dentro de um tubo de
ensaio, cuja boca é tampada com uma camada de gaze, de modo a permitir a
saída do enxofre, como se fosse numa peneira.
18
e) Realização do Raspado de Pele
O esfregaço direto é realizado colocando o material tratado com uma
solução de 10% de hidróxido de sódio (NaOH) sobre a lâmina. È triturado com um
bastão, por 1 minuto com o intuito de amolecer a ceratina. É espalhado o material,
e coberto com uma lamínula, comprimindo suavemente e examinando com
pequeno aumento, para a verificação da presença ou não de esporos (conídeos ou
macroconídeos) e hifas (Figura 10).
FIGURA 10 - A esquerda um macroconídeo, e a direita uma hifa septada, presente
em raspado de pele de cão
19
3 HEMOGRAMA
3.1 Colheita de sangue
O local de punção varia de acordo com a espécie, quantidade de sangue
a ser colhido e a finalidade laboratorial da amostra. As amostras sempre devem
estar corretamente identificadas.
Os tubos (Figura 11) mais utilizados na Medicina Veterinária são:
EDTA: Preserva melhor o volume celular e as características
morfológicas das células nos esfregaços corados. Uso universal, quelante de
cálcio; Cor da tampa do frasco: roxa.
Heparina: Possui ação antitrombina e antitrompoplastina, não muito
utilizado na rotina hematológica, pois afetam de forma intensa as qualidades de
coloração dos leucócitos sendo utilizado mais em bioquímica; Cor da tampa do
frasco: verde.
Fluoreto de sódio: Não é um anticoagulante. Inibe enzimas que
participam da via glicolítica, impedindo a metabolização da glicose pelos eritrócitos
durante o período de transporte até o laboratório. Cor da tampa do frasco: cinza.
Citrato de sódio: combina com o cálcio formando citrato de cálcio
insolúvel, utilizado em algumas provas hematológicas e de coagulação; Cor da
tampa do frasco: azul (THRALL et al., 2006).
O EDTA é o anticoagulante de eleição, quando a preservação das
células e de suas características são os aspectos considerados (COLES, 1984).
As causas de hemólise por erro de colheita incluem o uso de seringas e
frascos quentes ou molhados, inadequada descarga da seringa, contaminação
bacteriana, calor excessivo e transporte antes de completa coagulação (MUNDIM,
2008). Outro erro comum é a presença insuficiente de anticoagulante ou o seu não
funcionamento. Para evitar esse inconveniente, observar sempre que a quantidade
de sangue colhida corresponda à do anticoagulante utilizado e agitar suavemente a
amostra, para permitir a mistura do anticoagulante com o sangue (GARCIA-
NAVARRO, 2005a).
20
FIGURA 11 - Tubos para hemograma e
bioquímica sérica
Para coleta de sangue podem ser utilizados outros tubos, como, o tubo
de tampa vermelha (Figura 11), destinado à obtenção de amostra de soro, não
contem anticoagulante. O sangue nele contido deve coagular para que se obtenha
o soro. Esse tubo é utilizado para obtenção de soro necessário as análises
bioquímicas comuns (THRALL et al., 2006).
O Tubo de tampa amarela, (Figura 11), é uma variação do tubo de
tampa vermelha que não contém anticoagulante. Contém um gel que separa a
fração de células compactadas daquela fração do soro quando a amostra é
centrifugada. É indicado em situações em que se deseja fazer a centrifugação no
local da coleta e o transporte para o laboratório sem a transferência do soro para
outro tubo. O gel separa fisicamente as células e o soro evitando que ocorra o
metabolismo do componente de interesse célula/soro (THRALL et al., 2006).
3.2 Interpretação do Hemograma na clínica de pequenos animais
O hemograma é constituído pelas informações quantitativas (número
total de células, contagem diferencial, índices hematimétricos, etc.) e qualitativas
(morfologia das células sanguíneas no esfregaço sanguíneo). Uma interpretação
adequada depende da integração de ambas (REBAR, 2003).
O hemograma completo inclui todos os testes laboratoriais utilizados
para examinar as células contidas no sangue periférico. As células são
21
classificadas como eritrócitos (células vermelhas do sangue), leucócitos (células
brancas do sangue) ou plaquetas. Os valores de proteína plasmática e de
fibrinogênio são frequentemente incluídos nos hemogramas completos em
Medicina Veterinária (SINK & FELDMAN, 2006).
3.2.1 Eritrograma
É a avaliação dos eritrócitos, do hematócrito e da hemoglobina, assim
como a contagem e avaliação dos reticulócitos, nos casos necessários.
A mensuração primária das hemácias que fornece uma avaliação básica
do tamanho do éritron (circulante) é o volume globular (VG) ou hematócrito (Ht),
que está incluso no eritrograma. Ele é simplesmente uma mensuração da fração do
volume sanguíneo que é ocupada pelos eritrócitos (KERR, 2003). Numa centrífuga
o sangue é separado em três partes distintas: massa de eritrócitos ao fundo, uma
camada branca ou cinza de leucócitos e trombócitos, imediatamente acima e
referida como “botão leucocitário” e o plasma sanguíneo (COLES, 1984).
As causas fisiológicas de aumento do hematócrito são: desidratação,
medo/excitação, atividade intensa, altitudes e outras. As causas patológicas são:
choque, policitemia absoluta (desvio cardíaco da direita para esquerda, doença
alveolar crônica, tumores renais e distúrbios endócrinos), hipertireoidismo (gato) e
esteróides anabólicos. As causas fisiológicas de diminuição do hematócrito são:
estágio avançado de gestação, tranquilização, anestesia e erros na coleta como
hemólise durante ou após a coleta. E uma causa patológica da diminuição do
hematócrito é a anemia. As alterações no hematócrito dos animais refletirão em
anemia ou policitemia (BUSH, 2004).
a) ANEMIA
São três os exames de laboratório utilizados no diagnóstico da anemia:
o hematócrito, a taxa de hemoglobina e o número de eritrócitos por mm³ de
sangue. Sempre que o hematócrito estiver abaixo do normal, o animal está com
anemia. A taxa de hemoglobina circulante acompanha o valor do hematócrito,
22
permanecendo igualmente baixa na anemia. Quanto à contagem de eritrócitos por
mm³ de sangue, esta pode estar diminuída ou não. A contagem encontra-se
diminuída nas anemias não regenerativas ou aplásicas, que ocorrem por
diminuição da produção de eritrócitos pela medula óssea. A contagem de
eritrócitos pode permanecer no limite normal inferior no caso das anemias
regenerativas, que ocorrem por perda aumentada de eritrócitos, através de
hemorragia ou hemólise, quando os eritrócitos aparecem em número normal ou
perto do normal, mas com uma quantidade de hemoglobina por eritrócito abaixo do
normal, devido à falta de reposição de ferro na medula óssea (GARCIA-
NAVARRO, 2005a).
De acordo com MUNDIM (2008) as anemias ocorrem em razão de uma
excessiva perda de sangue (hemorragias) ou destruição (hemólise) ou diminuição
da produção de eritrócitos. Têm sido propostas muitas classificações para as
anemias. No entanto 3 classificações têm sido mais usadas entre os clínicos: a
classificação quanto à resposta da medula óssea, a morfologia e a etiologia.
Quanto à resposta da medula óssea
De acordo com a resposta da medula óssea as anemias são
classificadas em regenerativas e não regenerativas. As anemias regenerativas
ocorrem devido a uma perda aumentada de eritrócitos, mantendo normal sua
produção. Nas anemias não regenerativas ocorre o inverso, isto é, há uma
diminuição da produção dessas células, associada a uma perda das mesmas em
quantidades normais (GARCIA-NAVARRO, 2005a).
Anemia regenerativa
Anemia regenerativa é causada por hemorragia ou hemólise. A
hemorragia pode ser externa ou interna, bem como crônica ou aguda. A hemólise
pode ser intra ou extravascular. As causas mais comuns de hemólise são
mecanismos imunomediados, hemoparasitas e medicamentos ou substâncias
químicas que provocam lesão oxidativa, resultando na formação de corpúsculo de
Heinz (THRALL et al., 2006). São também conhecidas como anemias ferroprivas,
23
pois o ferro existente nos eritrócitos perdidos não se apresenta disponível para a
formação de nova hemoglobina, como ocorre num indivíduo normal (GARCIA-
NAVARRO, 2005a).
Achados laboratoriais
De acordo com KERR (2003), as anemias podem ser diferenciadas
laboratorialmente da seguinte forma:
Na anemia hemolítica aguda o Ht já está reduzido até mesmo nos
estágios mais iniciais visto que o plasma não é perdido concomitantemente. Tanto
a hemoglobina (vermelha) quanto a bilirrubina (amarelo-alaranjada) podem ser
vistas no plasma de um tubo de micro-hematócrito. Quando houver hemoglobina
livre no plasma, o CHCM terá um valor aumentado.
Na anemia de início gradual o Ht cai lentamente em um período
de dias ou semanas, o volume plasmático se expande concomitante para
compensar. Pode ser dividida em anemia moderada/suave apresentando Ht abaixo
do normal, mas ainda acima de 0,20-0,25, e anemia severa/muito severa apresenta
Ht abaixo de 0,20-0,25 podendo diminuir para até 0,05- 0,06.
Na anemia hemorrágica crônica haverá evidências de
regeneração, muitas células policromatófilas estão presentes junto com algumas
hemácias nucleadas. Nos estágios inicias, as células policromatofílicas serão
macrócitos e as células adultas serão normocíticas e normocrômicas. Entretanto,
em casos de longa duração, a perda continua de constituintes das hemácias (ferro,
proteínas) leva uma exaustão secundária da medula óssea. Isso acaba resultando
no aparecimento de células cada vez mais hipocrômicas (isto é, CHCM reduzido,
devido à deficiência de ferro) e menores e, em casos muito crônicos, até mesmo as
células jovens, embora ainda policromatofílicas, ficam hipocrômicas e microcíticas.
Células com formas alteradas podem aparecer. Nos casos em que a hemorragia
não é causada por trombocitopenia, a contagem de plaquetas estará
frequentemente elevada, devido ao consumo de plaquetas no sítio da lesão,
causando uma retroalimentação positiva na produção.
Na anemia hemolítica grave mostra um quadro eritrocitário
regenerativo, e células marcantemente disformes até mesmo nos estágios iniciais
24
da condição. Na anemia hemolítica em casos infecciosos, pode ocorrer neutrofilia
e/ou monocitose.
De acordo com THRALL et al. (2006), a anemia hemorrágica aguda é
caracterizada da seguinte forma:
Na anemia hemorrágica aguda a avaliação hematológica tem
pouca utilidade, inicialmente o hematócrito permanece normal, porque há perda
simultânea de hemácias e do plasma. No entanto, em algumas horas o VG e o
teor plasmático de proteínas diminuem em razão do efeito diluidor decorrente da
transferência de fluido intersticial ao sangue. Aproximadamente 72 h após a
hemorragia surgem hemácias policromatofílicas (reticulócitos) no sangue.
Na anemia hemorrágica crônica caracterizada por anemia por
deficiência de ferro ocorre diminuição do volume corpuscular médio (VCM). Nota-
se microcitose porque os precursores das hemácias continuam se dividindo na
tentativa de obter o conteúdo máximo de hemoglobina. As divisões adicionais
resultam em hemácias menores do que o normal. O VCM de reticulócitos também
está diminuído, pois o tamanho das hemácias imaturas deficientes em ferro é
menor do que o normal. Embora nesses pacientes se espere diminuição da CHCM,
pois as células contém menor teor de hemoglobina que o normal, esse parâmetro
encontra-se na faixa de normalidade. No exame do esfregaço sangüíneo,
principalmente nos estágios finais da anemia por deficiência de ferro, as hemácias
da maioria das espécies, exceto de gatos, podem parecer pálidas, com aumento da
palidez central; às vezes, nota-se apenas um fino bordo de hemoglobina. É comum
encontrar anormalidades de membrana nas hemácias.
Anemias não regenerativas
Anemias não regenerativas são também chamadas anemias aplásicas e
são causadas por hipoplasia eritrocitária, que é uma queda da produção de
eritrócitos com uma diminuição no número de precursores nucleados dos eritrócitos
na medula óssea. Do ponto de vista morfológico, são normocíticas e
normocrômicas, e seu índice de reticulócitos é zero. Quanto a sua etiologia,
podemos dividí-las em primárias, cuja origem está numa disfunção primária da
25
medula óssea, e secundárias, cuja origem se encontra em outro órgão ou sistema,
com consequência sobre a eritropoiese (GARCIA-NAVARRO, 2005a).
A anemia não regenerativa secundária pode ser decorrente de
anormalidades extrínsecas à medula, inclusive anemia por doença inflamatória, por
insuficiência renal crônica, associada à doença endócrina e, raramente, associada
a deficiências nutricionais (THRALL et al., 2006).
Na anemia hipoplásica/aplásica a morfologia das hemácias geralmente
é caracterizada por uma completa ausência de células jovens, com células adultas
mostrando, algumas vezes, anormalidades marcantes. Micrócitos e células
hipocrômicas são frequentemente uma característica. Isso pode ser distinguido de
exaustão secundária da medula óssea devido a uma hemorragia crônica pela
ausência de células policromatofílicas ou de reticulócitos (KERR, 2003).
A anemia aplásica verdadeira é uma condição séria, na qual a medula
óssea inteira simplesmente paralisa. Devido às diferentes meias-vidas dos
diferentes tipos celulares, os granulócitos (neutrófilos, eosinófilos e basófilos) e as
plaquetas são afetados em primeiro lugar. A contagem total de leucócitos e a
contagem de plaquetas serão bastante baixas e a maioria das células brancas que
estiverem presentes será constituída de linfócitos. O hematócrito pode
simplesmente estar na parte mais baixa da variação normal, mas mesmo que
tenha havido uma hemorragia substancial, não haverá evidências de regeneração
eritrocitária. Os fatores implicados na aplasia de medula óssea são irradiação,
intoxicação aguda por samambaia, e certos medicamentos (estrógenos em cadelas
para evitar prenhez indesejada, fenilbutazona e o cloranfenicol). Ocasionalmente,
os casos de aplasia da medular se desenvolvem na ausência de qualquer um dos
fatores causados ou de qualquer administração medicamentosa (KERR, 2003).
Classificação quanto à morfologia
Os índices hematimétricos são úteis na classificação das anemias e são
calculados conforme as fórmulas a seguir:
VCM (volume corpuscular médio) = Hematócrito (%) x 10 / nº eritrócitos
(em milhões)
26
CHCM (concentração de hemoglobina corpuscular média) =
Hemoglobina (g/dl) x 100 / hematócrito (%)
Quanto ao VCM as anemias podem ser classificadas de acordo com o
tamanho das hemácias em: macrocíticas, normocíticas e microcíticas. Quanto ao
CHCM as anemias são classificadas de acordo com a cromia em: normocrômica
ou hipocrômica (MUNDIM, 2008).
Informações acerca da morfologia das hemácias são fornecidas pelos
valores do VCM e CHCM. O VCM é uma mensuração do tamanho das hemácias e
o CHCM é uma mensuração da concentração de hemoglobina nas hemácias
(KERR, 2003).
De acordo com SINK & FELDMAN (2006), a concentração média de
hemoglobina (HCM) é o peso médio de hemoglobina em um eritrócito individual.
Um valor de HCM menor que o limite inferior do intervalo de referência espécie -
específico indica que os eritrócitos possuem menos que o peso médio de
hemoglobina. Um valor de HCM maior que o limite superior do intervalo de
referência espécie - específico indica que os eritrócitos possuem mais que o peso
médio de hemoglobina.
O HCM é menos preciso que o CHCM, pois é calculado a partir das
duas medidas menos precisas: a contagem de hemácias e a concentração de
hemoglobina. É raramente usada. Mas, na deficiência crônica de ferro, a queda na
HCM é maior que a queda no VCM (BUSH, 2004).
Um aumento no VCM implica células anormalmente grandes, isto é
macrócitos. São principalmente células imaturas - reticulócitos e, possivelmente,
hemácias nucleadas, em anemias regenerativas. Uma diminuição no VCM implica
células anormalmente pequenas, ou seja, microcíticas. Raramente são vistas e
isso se deve principalmente a anemia ferropriva. Células com VCM normal são
chamadas “normocíticas”. Diminuição na CHCM implica células com uma
quantidade reduzida de hemoglobina, chamadas “hipocrômicas”. As mais
comumente encontradas são os reticulócitos; as hemácias em estágio avançado da
deficiência de ferro são hipocrômicas. As células com quantidade normal de
hemoglobina – CHCM normal são chamadas “normocrômicas” (BUSH, 2004).
O valor do CHCM é cerca de 35g/100mL independente da espécie ou
do tamanho das hemácias, isto é, para qualquer valor de hematócrito fornecido, a
27
quantidade total de hemoglobina por unidade de volume de sangue será a mesma
independente da espécie. Um CHCM anormalmente alto não é assim tão possível;
não existe uma hemácia hipercrômica. Há três razões possíveis quando isso
ocorrer:
Amostra de sangue hemolisada (ou devido a uma coleta mal feita
ou, mais raramente, hemólise intravascular genuína)
Outras substâncias interferentes no plasma (por exemplo, plasma
lipêmico) podem causar um valor erroneamente alto de hemoglobina.
Erro laboratorial simples ou na determinação do hematócrito ou na
mensuração da hemoglobina (KERR, 2003).
Microcitose e hipocromia são dois fenômenos que geralmente andam
juntos, sendo a microcitose a presença de eritrócitos menores que o tamanho
normal da espécie, chamados micrócitos e a hipocromia a presença de eritrócitos
com menos hemoglobina que o normal. Na verdade, é a falta de hemoglobina que
deixa o eritrócito pequeno, tornando-o um micrócito hipocrômico. A microcitose
hipocrômica faz baixar os índices VGM e CHCM, característica das anemias
ferroprivas (GARCIA-NAVARRO, 2005a).
Hemácias macrocíticas são maiores e apresentam maior volume
corpuscular médio. A principal causa de macrocitose é o aumento da quantidade
de hemácias imaturas, (Figura 12), que se apresentam policromatofílicas em
esfregaços sanguíneos (THRALL et al., 2006).
28
FIGURA 12 - Esfregaço sanguíneo de cão,
evidenciando a presença de
Hemácias jovens
(Policromatófilos)
Classificação quanto ao mecanismo fisiopatológico ou etiologia
Anemias por perda integral de sangue (anemias hemorrágicas).
Anemias por destruição acelerada de eritrócitos (anemias
hemolíticas).
Anemia por deficiência de substâncias essenciais (a eritropoiese está
ineficaz, porem a medula óssea está hiperproliferativa).
Anemia por depressão da hematopoiese (a eritropoiese está reduzida
devido a medula óssea estar hipoproliferativa) (MUNDIM, 2008).
29
Quanto à classificação morfoetiológica:
QUADRO 1 – Classificação das anemias quanto a morfoetiologia
Fonte: MUNDIM, 2008
b) POLICITEMIA
Policitemia é o aumento do número de hemácias. Pode ser absoluta ou
meramente relativa (BUSH, 2004).
Policitemia relativa
É definida como um aumento no hematócrito sem ter havido nenhum
aumento no tamanho real do éritron como um todo e é, sem dúvida, o tipo mais
comum de policitemia. Nas espécies animais, há duas causas possíveis:
VCM CHCM CARACTERÍSTICAS
HIPOCRÔMICA
Sempre regenerativas. Perda aguda de sangue/anemia hemolítica aguda.
MACROCÍTICA NORMOCRÔMICA
Deficiência de vitamina B12, ácido fólico, niacina. Problemas nos fatores de multiplicação
(divisão) hemoglobina podem estar anormal.
HIPOCRÔMICA
Deficiência de Ferro por perda: - perda crônica de sangue: tumores, úlceras - parasitas: Ancylostoma spp, Haemonchus spp.
MICROCÍTICA
NORMOCRÔMICA
Deficiência de ferro por fatores que atuam no seu uso: - piridoxina, riboflavina, Cobre.
NORMOCRÔMICA
NORMOCÍTICA HIPOCRÔMICA
Doença infecciosa crônica. Nefrite com uremia. Hemorragia sem resposta. Leucemias: invasão da médula óssea. Anemias hipoplásticas: radiação, antibióticos. Intoxicação: chumbo, drogas.
30
Deficiência de água (desidratação): em um animal desidratado, o
conteúdo de líquido plasmático será reduzido e, visto que as hemácias não podem
escapar da circulação, a sua concentração e, deste modo, o hematócrito, vão
aumentar. As proteínas plasmáticas ficam também, em grande parte presas na
circulação e, assim, em pacientes desidratados, a concentração de proteína total
plasmática aumenta junto com o hematócrito aproximadamente na mesma
porcentagem.
Contração esplênica: excitação, apreensão ou medo faz com que a
musculatura do baço se contraia, disponibilizando na circulação as hemácias
armazenadas. Durante esta ocorrência, a concentração de proteína total
plasmática permanece inalterada (KERR, 2003).
Policitemia absoluta
Deve-se a um aumento genuíno no número de hemácias, que eleva o Ht
e também expande o volume total de sangue. Essa concentração excessiva de
hemácias faz as membranas mucosas parecerem mais vermelhas e aumenta a
viscosidade do sangue, causando lentidão no fluxo sangüíneo com conseqüente
hipóxia tecidual. A policitemia absoluta é um quadro raro, relatado apenas em
alguns cães e poucos gatos (BUSH, 2004).
A policitemia absoluta pode ser primária ou secundária (THRALL et al.,
2006).
Policitemia absoluta primária (policitemia vera): é um tipo raro de
alteração mieloproliferativa, caracterizada por uma superprodução marcante de
hemácias adultas, de aparência normal. Poderia se pensar que ela é um tipo de
neoplasia da medula óssea. Seu diagnóstico depende do achado de um
hematócrito de cerca de 0,70 ou mais em um animal com hidratação normal, não
excitado, na ausência de qualquer alteração respiratória, cardiovascular ou
endócrina (KERR, 2003). Acredita-se que a fisiopatologia dessa disfunção envolva
a presença de uma célula anormal e precursores eritróides capaz de proliferar
independentemente da concentração de eritropoietina ou da hiper-responsividade
à eritropoietina (THRALL et al., 2006).
31
Policitemia absoluta secundária: é o termo usado quando o aumento
do tamanho do éritron é uma conseqüência de uma doença em outro sistema
orgânico. A policitemia secundária pode, ela mesma, ser dividida em dois grupos,
dependendo se ela acompanha ou não uma baixa tensão tecidual de oxigênio.
Quando uma baixa tensão tecidual de oxigênio é uma conseqüência de doença, a
cianose está geralmente presente e os órgãos envolvidos são ou o sistema
respiratório ou o sistema cardiovascular. As causas de policitemia secundária não
associadas com diminuição da tensão tecidual de oxigênio são principalmente
alterações endócrinas, onde a anormalidade hormonal primária tem um efeito
direto sobre a produção de eritropoietina, por exemplo, o excesso de cortisol na
síndrome de Cushing. Em geral, os valores de hematócrito são menos
espetacularmente anormais do que os vistos na policitemia vera (KERR, 2003). A
produção de eritropoietina pode estar aumentada em pacientes com lesões renais
(geralmente neoplasias indutoras de hipóxia renal localizada). Embora seja raro,
também pode ocorrer aumento na produção de eritropoietina ou de uma
substância semelhante à eritropoietina estimulada por neoplasias extra-renais
(THRALL et al., 2006).
3.2.2 Alterações morfológicas dos eritrócitos
A morfologia do eritrócito é acessada pelo exame microscópico de um
esfregaço sanguíneo. As principais alterações morfológicas vistas nos eritrócitos
dos animais são a policromatofilia, anisocitose, o rouleaux, poiquilocitose,
hemácias em alvo (codócitos ou target cells), esferócitos, acantócitos, esquisócitos
além de corpúsculos de inclusões citoplasmática como os de Howell-Jolly, Heinz,
ponteado basofílico e parasitas eritrocitários como Babesia spp, Anaplasma spp e
Haemobartonella spp.
Policromatofilia é a presença aumentada de policromatófitos no sangue.
Os policromatófilos são eritrócitos jovens que, nas colorações de Wright ou
Giemsa, aparecem com uma tonalidade levemente azul - acinzentada (Figura 12).
Essas células indicam regeneração medular da linhagem vermelha e aparecem em
32
casos de anemias regenerativas. Policromatófilos e reticulócitos são as mesmas
células com colorações diferentes (GARCIA- NAVARRO, 2005a).
Anisocitose do grego, anisos, desigual, é uma variação acentuada no
tamanho das hemácias (Figura 13) (GARCIA-NAVARRO, 2005a). Anisócitos são
hemácias de tamanhos diferentes que aparecem no sangue do mesmo animal
simultaneamente. Certo grau de anisocitose é normal nas hemácias de gato. A
anisocitose deve-se à presença de um número significante de macrócitos ou,
menos freqüentemente, de micrócitos entre as hemácias de tamanho normal. A
maioria dos casos ocorre pela presença de reticulócitos nas anemias
regenerativas. Os contadores eletrônicos de hemácias fornecem uma medida da
variabilidade do tamanho destas – anisocitose – chamada de RDW, que é a faixa
de distribuição do tamanho das hemácias (BUSH, 2004).
Hemácias nucleadas (Figura 13) são também chamadas de rubrícitos,
normoblastos ou eritroblastos com os prefixos apropriados. São hemácias
imaturas, em desenvolvimento, que precedem os reticulócitos na escala
maturativa; são liberadas pela medula óssea. Números elevados aparecem em
anemia regenerativa grave (hemorrágica ou hemolítica) acompanhada de grande
quantidade de reticulócitos (BUSH, 2004).
Rouleaux eritrocitário é uma disposição dos eritrócitos formando cadeias
como se fossem moedas colocadas em pilhas e que foram derrubadas. Ocorre em
casos em que há um aumento da proteína plasmática, como em certos estados
inflamatórios, em diversos tipos de câncer e na gestação. O Rouleaux aumenta a
velocidade de hemossedimentação ou VHS, que mede a capacidade dos eritrócitos
sedimentar em num tubo de vidro, durante um tempo determinado. Em animais sua
utilização é limitada (GARCIA-NAVARRO, 2005a).
Poiquilocitose é a variação no formato do eritrócito. Eritrócitos de
formato anormal são chamados de poiquilócitos. Diversos termos são usados para
conotar formatos específicos dos eritrócitos e podem ser associados com estados
patológicos específicos (SINK& FELDMAN, 2006).
As alterações morfológicas mais importantes incluem vários tipos de
hemácias espiculadas, esferócitos e excentrócitos. As hemácias espiculadas
apresentam um ou mais espículos na superfície e incluem equinócitos (Figura 14),
acantócitos, ceratócitos e esquistócitos. Hemácias com alteração morfológica
33
menos importante incluem leptócitos (células dobradas ou células-alvo), codócitos
(células-alvo), dacirócitos (hemácias em forma de lágrima) e torócitos (hemácias
arredondadas) (THRALL et al., 2006).
FIGURA 13 - Hemácia nucleada (seta maior branca),
policromatófilo (seta menor), e
corpúsculo de Howell Jolly ( seta preta),
em esfregaço de sangue periférico de
cão
FIGURA 14 - Eritrócitos crenados ou
equinócitos em esfregaço
de sangue periférico de cão
34
De acordo com MUNDIM (2008), as alterações na forma das hemácias
ocorrem nos seguintes casos:
Esquisócitos: vistas nas vasculites, insuficiências renais,
mielofibrose, deficiência crônica de ferro e glomerulonefrites. São fragmentos de
células ou células deformadas (em capacete, em boné ou em gota).
Esferócitos: no cão sugere anemia hemolítica imunomediada. São
células pequenas, muito coradas, sem descoloração central.
Acantócitos (burr cells): vistas nas doenças renais e esplênicas,
hemangiossarcomas e cirrose hepática. São células de contorno irregular, em
forma de estrela.
Eliptócitos ou ovalócitos: ocorre nas leucemias. São células de
forma oval ou elíptica.
Equinócitos (crenados): indicam excesso de EDTA, exercícios,
uremia, amostras velhas e coagulação intravascular disseminada (CID). São
células com projeções finas na superfície.
Os estomatócitos possuem palidez central semelhante a uma fenda
envolvida por zona densa; resultam de defeitos de membranas dos eritrócitos;
essas células podem estar presentes na anemia hemolítica. Os corpúsculos de
Burr são equinócitos com múltiplas espículas de extremidade pontiaguda
produzidos pela ruptura da membrana celular; eles podem ser observados na
doença renal. As células alvo (leptócitos e codócitos) possuem uma única palidez
central que dá à célula uma aparência de alvo; costumam ser observadas na
doença hepática. Os dacrócitos são eritrócitos em formato de lágrima caindo e
estão frequentemente associadas a doenças na medula óssea (SINK & FELDMAN,
2006).
As inclusões encontradas nos eritrócitos podem ser os pontilhados
basofílicos que aparecem como grânulos azuis de tamanho variáveis dentro dos
eritrócitos. Na maioria dos casos, esses grânulos são RNA residual e representam
reticulócitos. Os corpúsculos de Howell Jolly (Figura 13) são inclusões celulares
roxo-escuras com aproximadamente 1 µm de diâmetro, são resquícios de
fragmentos de cromatina nuclear. Os corpúsculos de Heinz não são identificados
com facilidade pela coloração de Wright, mas quando corados com o novo azul de
metileno, aparecem como inclusões em azul-claro, essa inclusões tem 1 a 4 µm de
35
diâmetro; são formados nos eritrócitos quando a hemoglobina desnatura e
precipita, o que pode ser resultado de lesão oxidativa (SINK & FELDMAN, 2006).
Os grânulos de Howell-Jolly raramente estão presentes em cães
normais, mas aparecem em mais de 1% das hemácias de gatos aparentemente
sadios. Números elevados estão associados, primariamente, com anemia
degenerativa, mas também podem ocorrer: com função esplênica diminuída, por
exemplo, esplenectomia e tumores esplênicos; após administração de
glicocorticóides nos cães; nos quadros de macrocitose em Poodle (BUSH, 2004).
O ponteado basofílico esta associado à resposta regenerativa
exagerada observada em muitos casos de intoxicações por chumbo em cães
(BUSH, 2004).
Os grânulos de Heinz são raros em cães saudáveis, mas ocorrem em
mais de 10% das hemácias de gatos aparentemente sãos (até em mais de 50%
das hemácias em alguns gatos). Números anormais são causados primariamente
por drogas oxidativas, e sua remoção pelos macrófagos (no baço) pode produzir
anemia hemolítica. Números elevados também estão associados em gatos com:
doenças intestinais; disautonomia felina (síndrome de Key-Gaskell) sem anemia.
Em cães está associado com: terapia regular com prednisolona; e esplenectomia
(redução da retirada de grânulos de Heinz do sangue) (BUSH, 2004). E também no
cão indica intoxicação por cebola (MUNDIM, 2008).
3.2.3 Parasitas eritrocitários
A destruição de hemácias (hemólise) pode ser intra ou extravascular e
decorrente de fatores intrínsecos (primários), como deficiências de membrana de
enzima de origem hereditária ou de fatores extrínsecos (secundários), como
hemoparasitas ou hemólise imunomediada. A hemólise intravascular representa a
lise verdadeira de hemácias no sistema vascular. Ocorre hemólise extra-vascular
quando as hemácias anormais são fagocitadas pelos macrófagos, geralmente no
baço ou no fígado. Anticorpos contra os microorganismos, complexos imunes ou
complemento se ligam às hemácias, resultando em fagocitose por macrófagos.
Quando há hemólise intravascular, pode haver também hemoglobinemia,
hemoglobinúria, hiperbilirrubinemia e bilirrubinúria. Além disso, o teor de
36
hemoglobina pode estar falsamente aumentado em relação ao volume globular,
com falso aumento da CHCM. O VCM pode estar aumentado quando houver
reticulocitose (THRALL et al., 2006).
Mycoplasma haemofelis: Antigamente conhecido como
Haemobartonellla felis, que aparecem como pequenos cocos ou bacilos de
coloração escura, medindo entre 0,3 e 0,5 µm e localizados na periferia dos
eritrócitos (Figura 15), no auge da parasitemia é rápido e os parasitas
desaparecem em seguida, geralmente, apenas alguns poucos são vistos no
momento do exame (GARCIA-NAVARRO, 2005a). É transmitido pelo sangue
infectado, possivelmente pelo sangue que alimenta os artrópodos, como pulgas e
carrapatos, por mordidas de gatos e pela exposição iatrogênica. É também
transmitido pelas gatas aos seus filhotes, no útero, ao nascimento ou pelo
aleitamento. Os sinais clínicos incluem aqueles de anemia, esplenomegalia, febre,
letargia e às vezes, icterícia ( THRALL et al., 2006).
Em gatos, a anemia hemolítica imunomediada é associada à infecção
por Mycoplasma haemofelis. Os achados laboratoriais são variáveis, porém
sempre incluem diminuição do volume globular, da contagem de hemácias e da
concentração de hemoglobina (KERR, 2003).
FIGURA 15 - Esfregaço sangüíneo de gato com eritrócitos
parasitados com Mycoplasma haemofelis
Mycoplasma haemocanis: é pouco comum em cães e pode ter a mesma
aparência de M. haemofelis, mas, frequentemente, a bactéria forma cadeias
atravessando a superfície das hemácias (Figura 16) (BUSH, 2004). Essa cadeia
geralmente se ramifica em formato de “Y” (THRALL et al., 2006). Estão geralmente
37
associadas com anemia normocítica normocrômica e aparecem, particularmente,
após a esplenectomia (BUSH, 2004).
FIGURA 16 - Esfregaço sangüíneo de cão com
eritrócito parasitado com
Mycoplasma haemocanis
Babesia spp, são protozoários, também chamados piroplasmas; que são
hematozoários vistos no interior dos eritrócitos, na sua forma característica de
gotas únicas ou duplas, unidas pelo vértice e presente no sangue de bovinos (B.
bovis, B. bigemina), eqüinos (B. cabali, B. equi) e cães (B. canis) (Figura 17). Nos
eqüinos, as babésias podem aparecer em número de quatro no mesmo eritrócito,
unidas pelo vértice e formando a chamada Cruz de Malta (Figura 18) (GARCIA-
NAVARRO, 2005a).
Várias espécies de Babesia causam anemia hemolítica e
trombocitopenia em animais domésticos. As babésias são transmitidas por vários
tipos de carrapatos; sua patogenicidade é variável e representa a principal causa
de hemólise intravascular e extravascular. Outros mecanismos de infecção incluem
transmissão transplacentária e contaminação por sangue infectado. Pode ser
diagnosticada por meio do esfregaço sanguíneo ou do exame do creme
leucocitário obtido a partir da centrifugação do sangue; entretanto, um teste PCR é
mais sensível e específico. É comum ocorrer hiperglobulinemia, trombocitopenia e
neutropenia; portanto, a erliquiose também deve ser considerada no diagnóstico
38
diferencial, visto que tais achados laboratoriais também são comuns nessa doença
(THRALL et al., 2006).
FIGURA 17 - Esfregaços sangüíneos de cão com eritrócitos
parasitados com Babesia canis
FIGURA 18 - Esfregaço sangüíneo de eqüino com
eritrócito parasitado com Babesia
equi
Citauxzoon felis: é um protozoário pertencente à mesma família da
Theileria spp. Semelhante à Theileria spp, os merozoítos (piroplasmas) infectam
hemácias, enquanto um estágio tecidual, os esquizontes, infectam e preenchem os
macrófagos e os vasos sanguíneos adjacentes em todo o corpo. O diagnóstico se
baseia na identificação de piroplasmas em forma de anel de sinete nas hemácias
do esfregaço sangüíneo (Figura 19), em uma fase relativamente final da doença ou
na constatação de esquizontes, em macrófagos no exame citológico de baço,
39
fígado, linfonodo ou aspirado de medula óssea. Linces, panteras e pumas, que
atuam como reservatórios naturais, em geral apresentam infecção assintomática
persistente, embora os linces ocasionalmente desenvolvam doença fatal (THRALL
et al., 2006).
FIGURA 19 - Esfregaço sangüíneo de um
puma com eritrócito
parasitado com piroplasmas
de Citauxzoon
Anaplasma marginale é uma riquétsia intra-eritrocitária que causa a
Anaplasmose bovina, doença transmitida por carrapato mais prevalente em
bovinos; é de ocorrência cosmopolita. É transmitido por carrapatos, picadas de
moscas e iatrogenicamente. Anaplasma marginale se apresenta como pequenas
inclusões azul-escuras (0,5 a 1 µm) nas margens das hemácias. Anaplasma
centrale parece semelhante, mas está localizado em uma posição mais central das
hemácias. A infecção pelo microorganismo pode causar anemia hemolítica fatal. O
mecanismo fisiopatogênico da anemia pode ser imunomediado. O bovino não
tratado e que sobreviveu a infecção pode se tornar hospedeiro crônico. O
diagnóstico pode ser definido por PCR e pelo exame de esfregaço sangüíneo
(THRALL et al., 2006).
40
4 LEUCOGRAMA
O leucograma compreende a contagem total e diferencial de leucócitos e
suas alterações morfológicas. Há uma grande variação na resposta leucocitária
entre as espécies animais. O cão responde violentamente as infecções e às
demais condições de “stress”. Contagens de 30.000 a 50.000 leucócitos/mm³, são
comuns, não sendo raros os casos de mais de 100.000 leucócitos/mm³. O gato
responde mais discretamente, com contagens de 30.000 a 50.000 leucócitos/mm³
sendo considerada leucocitose de grande magnitude, raramente encontramos
contagens de 75.000 leucócitos/mm³ e acima de 100.000 leucócitos/mm³, são
contagens extremamente raras (MUNDIM, 2008).
Existe uma série de fatores que influenciam tanto na contagem global
como na diferencial de leucócitos entre eles: idade, raça e espécie, exercício
muscular, sexo e digestão (MUNDIM, 2008).
São as alterações observadas no leucograma que indicam a resposta
leucocitária, como leucocitose, leucopenia, neutrofilia/penia, linfocitose/penia,
monocitose/penia, eosinofilia/penia, desvio à esquerda regenerativo/degenerativo e
desvio à direita (BUSH, 2004).
O sufixo penia indica diminuição da contagem do tipo celular no sangue.
As citopenias importantes para a interpretação das contagens celulares são
neutropenia, linfopenia e eosinopenia. O termo citopenia não se aplica aos
monócitos porque a diminuição na contagem desse tipo celular não é importante. O
termo também não se aplica aos neutrófilos bastonetes, metamielócitos, basófilos e
metarrubríciotos porque a ausência dessas células é um achado normal (THRALL
et al., 2006).
4.1 Neutrófilos
Os neutrófilos funcionam primariamente como fagócitos e são
particularmente importantes em quadros infecciosos e na inflamação. Neutrófilos
maduros estão presentes no organismo em três compartimentos: o compartimento
circulante, o compartimento marginal e o compartimento da medula óssea. Quando
há uma súbita demanda de neutrófilos, ocorre a mobilização do compartimento da
41
medula óssea, que pode corrigir a neutropenia em algumas horas, enquanto
necessidades em longo prazo estimulam maior diferenciação das células
precursoras em neutrófilos. Essas células levam de 4 a 6 dias para maturar e não
há como acelerar o processo (KERR, 2003).
A inflamação é a principal causa de resposta leucocitária. Quando se
instala uma inflamação, um conjunto de mediadores químicos modula vários
eventos. Vasodilatação e substâncias quimiotáticas facilitam a saída de neutrófilos
do compartimento marginal em direção ao local inflamatório. As citocinas liberadas
pelas células mononucleares locais se dirigem a medula óssea, aumentando a taxa
de liberação de neutrófilos maduros e a taxa de produção, por exacerbar o
ingresso de células-tronco e os eventos de proliferação e de maturação. Desse
modo, a resposta medular aumenta intensamente a taxa de liberação de neutrófilos
para o sangue. Nas lesões inflamatórias muito graves, tipicamente agudas, pode
haver consumo muito rápido de neutrófilos, acima da capacidade de liberação de
neutrófilos da medula óssea para o sangue. Quando isso acontece, ocorre
neutropenia. Nesse caso, espera-se um desvio a esquerda (THRALL et al., 2006).
Em um ou mais estágios da inflamação, a contagem de bastonetes pode
ser maior do que a de neutrófilos segmentados (THRALL et al., 2006). De acordo
com o número de leucócitos, a percentagem de neutrófilos e o seu grau de
maturação na corrente sangüínea, podem classificar a resposta leucocitária em:
desvio para a esquerda e desvio para a direita (MUNDIM, 2008).
Desvio nuclear dos neutrófilos para a esquerda (DNNE) é o aumento na
circulação, acima do número normal, dos neutrófilos jovens, chamados bastonetes.
Existem dois tipos de DNNE, o regenerativo e o degenerativo. O DNNE
regenerativo é o desvio dos neutrófilos à esquerda, que acompanha a neutrofilia,
com o número de bastonetes sendo sempre menor que o de segmentados.
Representa prognóstico bom, pois indica funcionamento normal do processo
inflamatório. O DNNE degenerativo ocorre quando o número de bastonetes for
superior ao de segmentados, independentemente do número total de neutrófilos
(GARCIA-NAVARRO, 2005a). Ele revela uma incapacidade da medula óssea em
maturar as células, frente às infecções, aparecendo assim às formas imaturas na
circulação ou uma grande destruição ou seqüestro de neutrófilos (MUNDIM, 2008).
42
Desvio para a direita é o aumento no número de neutrófilos com núcleo
hipersegmentados na circulação. Aumento no número de neutrófilos
hipersegmentados indica neutrófilos permanecendo mais tempo na circulação. Isso
pode ocorrer por presença de corticosteróides, reduzindo o movimento dos
neutrófilos para os tecidos; deficiência de folato ou vitamina B12, causando
redução na divisão celular; leucocitose por neutrofilia (ocasionalmente) (BUSH,
2004). Em cães e gatos existem normalmente mais neutrófilos do que linfócitos,
numa proporção de 70:30, aproximadamente (KERR, 2003).
4.1.1 Neutrofilia
É o aumento do número de neutrófilos circulantes acima do máximo
normal da espécie. Podem ser fisiológica ou patológica. A neutrofilia fisiológica não
tem relação com doença e é causada por uma liberação súbita dos neutrófilos do
pool marginal. Isso ocorre após as refeições, na gestação, após exercícios
violentos ou prolongados, vômitos ou convulsões, no estresse e durante a
taquicardia paroxística. A neutrofilia inflamatória, frequentemente causadora de
uma leucocitose, é a principal característica laboratorial das infecções agudas,
especialmente as causadas por microorganismos piogênicos, como a maioria dos
cocos, e por outras bactérias, certos fungos, espiroquetas e parasitas (GARCIA-
NAVARRO, 2005a).
As principais neutrofilias patológicas são encontradas nas seguintes
situações:
Empiema uterino na cadela;
Hipocalcemia puerperal; picadas de artrópodos peçonhetos;
Fase inicial de regeneração das hemorragias e nas anemias
hemolíticas, quando a liberação aumentada de eritrócitos jovens pode vir
acompanhada de um maior número de neutrófilos;
Lesões com necrose importante de órgãos e tecidos;
Leucemia granulocítica, caso em que os neutrófilos maduros vêm
frequentemente acompanhados de seus precursores;
43
Pós-operatório. A neutrofilia é um achado comum após cirurgias
internas, mas que normalmente diminui com o tempo (GARCIA-NAVARRO,
2005a).
4.1.2 Neutropenia
É a diminuição do número de neutrófilos circulantes. A neutropenia é
frequentemente, um sinal de agravamento clínico e, quando progressiva, deve ser
encarada como um indício de desenlace desfavorável da doença (GARCIA-
NAVARRO, 2005a).
A diminuição de neutrófilos no sangue (neutropenia) ocorre
principalmente com:
Satisfação da demanda do tecido por neutrófilos para combater a
infecção, a qual não pode ser rápida o suficiente;
Produção da medula óssea diminuída devido a lesões por drogas,
substâncias químicas, toxinas e neoplasia;
Condições mais raras podem ser responsáveis: destruição de
neutrófilos na circulação por anticorpos e choque anafilático (BUSH, 2004).
Causas patológicas de neutropenia:
Infecção viral: esta é a suposição mais comum quando se
observa neutropenia em um animal. Frequentemente é uma suposição correta, já
que muitas viroses realmente causam este efeito e algumas como o parvovírus
felino e o parvovírus canino causam neutropenia em grau muito acentuado;
Aumento da destruição de neutrófilos na circulação: pode ocorrer
em casos de neutropenia auto-imune, um quadro incomum;
Aumento do movimento dos neutrófilos para o compartimento
marginal: isto ocorre logo após ingestão de endotoxinas, e é por isso que,
frequentemente, encontra-se neutropenia em casos de intoxicação alimentar em
cães e gatos;
Aumento da demanda por neutrófilos sem liberação
compensatória da medula óssea: isto pode acontecer nas primeiras horas de uma
infecção aguda, antes que a medula óssea tenha tido tempo para responder, ou
em um quadro crônico, no qual a medula óssea está ficando totalmente exaurida;
44
Diminuição da produção pela medula óssea: uma neutropenia
marcante é uma característica proeminente de aplasia de medula óssea,
juntamente com anemia e trombocitopenia (KERR, 2003);
A neutropenia pode ser regenerativa ou não regenerativa. A neutropenia
regenerativa obedece ao mesmo princípio da anemia regenerativa. Há um excesso
de consumo dos neutrófilos em processos infecciosos graves e demorados. Neste
caso há uma hiperplasia granulocítica com aumento do número de precursores dos
neutrófilos da medula óssea. Essas células, no entanto, são consumidas no foco
inflamatório a uma rapidez maior que sua reposição pela medula óssea, dando
origem a neutropenia circulante. Por seu lado, a neutrofilia não regenerativa
decorre de uma hipoplasia da série granulocítica da medula óssea. É um achado
raro nos animais, geralmente apresentando um prognóstico desfavorável
(GARCIA-NAVARRO, 2005a).
4.2 Linfócitos
Ao contrário das outras células sangüíneas, os linfócitos desenvolvem-
se principalmente fora da medula óssea, nos linfonodos, baço e tecidos linfóides
associados ao intestino (e timo nos animais jovens) e não na medula óssea. Este
desenvolvimento compreende de seis a oito mitoses, mas um caminho maturativo
mais curto, de duas a três mitoses, ocorre na medula óssea. As funções primárias
dos linfócitos são imunológicas. Eles atuam na imunidade celular e produzem
anticorpos na resposta humoral (KERR, 2003).
4.2.1 Linfocitose
A linfocitose é o aumento do número de linfócitos circulantes acima do
máximo normal da espécie. Ocorre nas ocasiões a seguir:
Linfocitose infanto-juvenil: a linfocitose é comum em animais jovens,
pois a atividade imunogênica é mais elevada;
Após vacinações ou imunizações de qualquer tipo, é comum aparecer
uma linfocitose transitória;
45
Doenças infecciosas de natureza crônica ou que não foram bem
curadas, como a tuberculose, a brucelose e as infecções crônicas inespecíficas;
Doenças virais, onde o número de linfócitos começa a aumentar antes
que nos outros tipos de infecções, devido a maior ação antigênica dos vírus;
Protozoonoses, como a doença de Chagas e a toxoplasmose,
caracterizam-se por linfocitose persistente, ainda que moderada (GARCIA-
NAVARRO, 2005a).
De acordo com THRALL et al. (2006), a linfocitose tem só duas causas
comuns. A primeira é a resposta à excitação; a segunda é a leucemia linfocítica.
Caso haja contagem celular apenas moderadamente aumentada e células
morfologicamente pequenas, com linfócitos de aparência normal, deve-se
considerar uma resposta a excitação. Como referência, considera-se aumento
moderado quando a contagem de linfócitos estiver em torno de 12.000 e 20.000
células/µL, em cães e gatos, respectivamente. Quando a contagem exceder esse
valor de referência e o animal não for excitado, deve-se considerar a ocorrência de
leucemia linfocíica (THRALL et al., 2006).
Um conceito errôneo comum é aquele que considera a possibilidade
de linfocitose nas doenças inflamatórias crônicas. Essa concepção provavelmente
é oriunda do conhecimento de que a doença inflamatória resulta em resposta do
sistema imune, inclusive hiperplasia linfóide. Isso ocorre, mas a expansão se
restringe aos tecidos linfóides e raramente se manifesta como linfocitose. Uma
exceção é a forma crônica de erliquiose canina, que resulta em linfocitose. Em
cães, deve-se considerar a possibilidade de erliquiose crônica quando a contagem
de linfócitos chegar a 30.000 a 40.000 células/µL (THRALL et al., 2006).
4.2.2 Leucemia Linfocítica
É também chamada de leucose linfóide, linfossarcoma ou linfoma
maligno. A denominação linfossarcoma e linfoma são dados a neoplasias de
órgãos linfóides, produzindo tumores sólidos, podendo ou não ter a presença de
blastos (Figura 20) na circulação. É o tipo de leucemia mais freqüente entre os
animais domésticos. Aproximadamente 11% dos cães e 27% dos gatos com
linfossarcoma apresentam quadros sanguíneos leucêmicos (MUNDIM, 2008).
46
FIGURA 20 - Esfregaço sangüíneo de uma cadela com linfossarcoma. Presença de
linfoblastos (setas pretas) e linfócito (seta branca)
4.2.3 Linfopenia
A linfopenia é a diminuição do número de linfócitos circulantes abaixo do
mínimo normal da espécie. A linfopenia ocorre geralmente quando há uma queda
na capacidade de resposta imunológica, uma vez que os linfócitos são células
participantes do processo imunológico. As principais causas de linfopenias são:
Fase aguda da inflamação: é comum haver linfopenia na fase pré-
aguda, que é o período incubatório do agente (bactéria) inflamatório, e na fase
aguda, que é o período de multiplicação exponencial do agente;
Linfopenia das doenças prolongadas;
Linfopenia iatrogênica, causada pela administração de antagonistas
do ácido fólico, de drogas antineoplásicas e uso excessivo de corticoesteroídes
(GARCIA-NAVARRO, 2005a).
4.3 Eosinófilos
A principal função dos eosinófilos é a desintoxicação por inativação de
histamina e materiais com toxidade semelhante à histamina. Eles também inibem a
47
produção de edema e por isso são importantes na resposta alérgica, alem de
serem capazes de fagocitar (KERR, 2003).
4.3.1 Eosinofilia
A eosinofilia é o estado caracterizado por um aumento no número de
eosinófilos circulantes acima do normal da espécie (GARCIA-NAVARRO, 2005a).
Causas de eosinofilia:
Dano tecidual crônico, especialmente reações alérgicas;
Doenças eosifílicas disseminadas de gatos (raras);
Leucemia eosinofílica (muito rara);
Parasitismo – migratório / respiratório / hipersensibilidade
cutânea / dirofilaríase;
Reação leucemoíde eosinofílica em gatos (muito rara);
Hipoadrenocroticismo;
Terapia por drogas;
Estro (cadela);
Predisposição racial
Distúrbios purulentos;
Eosinofilia ressaltada (BUSH, 2004).
4.4 Basófilos
O basófilo está diretamente relacionado ao mastócito tecidual e divide
com ele a função de liberar grânulos de histamina e começar a resposta
inflamatória (que então é modificada e mantida em equilíbrio pelos eosinófilos). Os
basófilos são produzidos na medula óssea e duram de 10 a 12 dias (KERR, 2003).
4.4.1 Basofilia
Basofilia é incomum. Na verdade, os basófilos são tão raros em animais
normais que geralmente não são encontrados no exame microscópico diferencial
48
de 100 leucócitos. A causa de basofilia é desconhecida ou não evidente e
geralmente acompanha a eosinofiilia. Quando constatada, é descrita como
eosinofilia e basofilia, mas a interpretação da eosinofilia que é importante (THRALL
et al., 2006).
4.5 Monócitos
Os monócitos são formados na medula óssea, de onde eles saem para
o sangue e levam cerca de 2 a 3 dias antes de irem aos tecidos, para se
transformarem em macrófagos. A principal função dos monócitos e dos macrófagos
é a fagocitose, particularmente de partículas grandes tais como debris celulares e
os patógenos mais difíceis de serem debelados, como fungos, protozoários e
Brucella spp (KERR, 2003).
4.5.1 Monocitose
Monocitose é uma alteração relativamente insignificante e pode
acompanhar respostas inflamatórias agudas e crônicas. Nesses casos, a
monocitose é interpretada como uma resposta à maior demanda por células
mononucleares nos tecidos. Monocitose também pode ser notada na resposta a
esteróides, principalmente em cães (THRALL et al., 2006).
4.6 Os mais comuns Hematozoários em leucócitos
Erlichia canis (Figura 21) é uma ricketsia trasmitida por carrapatos,
causando a Erlichiose canina, que é uma doença parasitária dos leucócitos. Os
achados de laboratório são de uma anemia não regenerativa, normocítica e
normocrômica, acompanhada de leucopenia e trombocitopenia. Os leucócitos
apresentam mórulas de parasitas, no citoplasma de monócitos e linfócitos
(GARCIA-NAVARRO, 2005a).
Erlichia canis pode induzir pancitopenia por dois mecanismos:
destruição imunomediada de células circulantes e anemia aplásica (que também
49
pode ser causada por mecanismo imunomediado). Além disso, cães com erliquiose
podem apresentar diminuição de apenas uma linhagem celular (por exemplo,
trombocitopenia), manifestar linfocitose e, muitas vezes, hiperglobulinemia.
Raramente nota-se o microorganismo no esfregaço sangüíneo (THRALL et al.,
2006).
Em cães, a principal causa infecciosa de trombocitopenia é a erliquiose.
Infecção com Ehrlichia canis e, menos comum, com E. platys, E. ewingii e E. equis
provoca trombocitopenia. Acredita-se que Ehrlichia canis inicialmente ocasione
destruição de plaquetas por mecanismos imunomediados. Ao final da doença, o
microorganismo provoca aplasia de medula óssea e consequentemente diminuição
na produção de plaquetas. A aplasia de medula também pode ser imunomediada
(THRALL et al., 2006).
Várias espécies de Ehrlichia podem infectar os cães, incluindo a E.
canis, agente da Ehrlichiose Monocítica Canina; E. chaffeensis, agente da
Ehrlichiose Monocítica Humana e E. ewingii, agente da Trombocitopenia Cíclica
Canina. Ainda há a E. platys, agente da Trombocitopenia Cíclica Canina, que de
acordo com a nova classificação taxonômica proposta a partir de análise de genes
do RNA ribossomal 16S, foi transferida para o gênero Anaplasma, sendo
designada A. platys (DUMLER et al., 2001).
FIGURA 21 - Esfregaço sangüíneo de cão com monócitos com
mórulas Ehrlichia spp
A denominação Erlichiose Monocítica Canina está relacionada à
infecção de monócitos por E. canis (WANER & HARRUS, 2000). A anemia
caracteriza-se pela redução no número de hemácias, ou no teor de hemoglobina,
50
ou em ambos. É um reflexo de um estado patológico. A anemia ocorre em razão a
uma excessiva perda de sangue (hemorragias), destruição (hemólise), ou queda na
produção de eritrócitos (BIRCHARD & SHERDING, 2003).
Durante a fase aguda pode haver um aumento no seqüestro e
destruição de células sangüíneas provocando uma pancitopenia transitória, já que
a medula óssea continua a função de produção normalmente (BUHLES Jr. et al.,
1975).
Após o período de incubação que varia de 7 a 21 dias, mórulas podem
ser isoladas no sangue. A bactéria multiplica-se nas células mononucleares, por
divisão binária, principalmente nos linfonodos, baço e medula óssea, depois se
espalha por todo o organismo como inclusões em forma de mórulas (BIRCHARD e
SHERDING, 2003; NELSON e COUTO, 1998; ALMOSNY et al., 2002).
Depois de um período de incubação de 8 a 20 dias, o cão infectado
entra na fase aguda da erliquiose, que dura de duas a quatro semanas. Durante
esse período, o microrganismo multiplica-se dentro das células mononucleares
circulantes e dos tecidos fagocitários mononucleares do fígado, baço e linfonodos.
O consumo, o seqüestro e a destruição das plaquetas parecem contribuir para a
trombocitopenia durante a fase aguda. As contagens de leucócitos são variáveis, e
a anemia, relacionada à supressão da produção de eritrócitos e à destruição
acelerada dessas células, desenvolve-se progressivamente durante a fase aguda
(ALMOSNY et al., 2002; ETTINGER & FELDMAN, 2004).
Na fase crônica, nos exames hematológicos pode ser encontrar
pancitopenia devido a hipoplasia da medula óssea, linfocitose ocasionalmente
composta de grandes linfócitos granulares (BIRCHARD & SHERDING, 2003;
NELSON & COUTO, 1998). A técnica de PCR permite um diagnóstico preciso,
podendo ser usada para detectar o DNA específico do microorganismo em
leucócitos de sangue periférico (NELSON & COUTO, 1998; ALVES et al., 2004).
A Anaplasma platys é uma rickettsia específica de plaquetas de cães
que causa trombocitopenia cíclica canina (HARVEY et al., 1978 citado por
INOKUMA et al., 2002). É um microorganismo antigenicamente não relacionado
com E. canis ou E. equi, consiste no agente causador da Trombocitopenia Cíclica
Infecciosa dos cães (SWANGO et al., 1989).
51
Segundo WOODY & HOSKINS, (1991), A. Platys foram observados
apenas em plaquetas, podendo ocorrer com uma, duas ou três inclusões. De
coloração basofílica em esfregaços corados pelo Giemsa, mede entre 0,4 a 1,2 µm,
podendo ser arredondada, oval ou achatada (RISTIC & HUXSOLL.,1984).
Na Erliquiose Granulocítica Canina, o principal agente erliquial que
infecta os granulócitos de cães (neutrófilos e eosinófilos) é a E. ewingii, tendo como
possíveis vetores o carrapato Amblyomma americanum e o Otobius megnini. Ela
causa doença moderada a grave, com claudicação, trombocitopenia e edema
articular (STOCKHAM et al., 1990). A E. equi também causa Erliquiose
Granulocítica Canina (EGC). A E. equi (LEWIS et al., 1975; MADIGAN, 1993) tem
como hospedeiros naturais além do cão, o homem, eqüinos e lhamas e
experimentais, os muares, ovinos, caprinos, gatos e primatas não humanos.
As espécies de erliquias que naturalmente infectam felinos ainda não
foram caracterizadas, entretanto, material genômico de E. canis proveniente de
gatos naturalmente infectados foi amplificado, clonado e sequenciado. Corpúsculos
de inclusão e mórulas já foram encontrados em células sangüíneas mononucleares
e polimorfonucleares periféricas de gatos (BOULOY et al.,1994).
Gênero Hepatozoon spp: os gametócitos são encontrados dentro dos
leucócitos nos mamíferos (Figura 22) e das hemácias nos répteis (MUNDIM, 2008).
Nos hospedeiros que são os canídeos domésticos e silvestres, a forma mais
conhecida é o gametócito ou gamonte, visualizado no citoplasma dos neutrófilos e
monócitos (Figura 22). Os gametócitos são estruturas alongadas, medindo de 8,0 a
12,0 µm de comprimento por 3,0 a 6,9 µm de largura, citoplasma corado em róseo,
envolto por uma membrana, núcleo avermelhado localizado próximo a uma das
extremidades. Os gametócitos são corados pelos corantes derivados de
Romanowsky usados frequentemente nas rotinas hematológicas (MUNDIM et al.,
2002).
52
FIGURA 22 - A esquerda um esfregaço sanguíneo de cão, com leucócito
parasitado com Hepatozoon canis. À direita esfregaço
sangüíneo de um jacaré, evidenciando um eritrócito
parasitado com Hepatozoon roullex
A transmissão do Hepatozoon spp ocorre principalmente pela ingestão
de carrapatos contendo oocistos maduros. Assume-se que o Rhipicephalus
sanguineus e Amblyoma spp sejam os principais vetores da doença em cãs na
América do Sul. Outros vetores têm sido incriminados como piolhos, pulgas e
mosquitos. Existe também a possibilidade da transmissão vertical (AGUIAR et al.,
2004).
Nos cães a doença geralmente é intercorrente a outras enfermidades
imunossupressoras ou associadas a outros parasitos como Erlichia canis e
Babesia canis. A doença pode manifestar-se de três formas: aguda que pode
evoluir para morte em uma semana; crônica que é a forma com maior variedade de
sinais clínicos e a subclínica ou inaparente que é a mais comum, ocorrendo em 70
a 80% dos animais infectados (MUNDIM et al., 2002; AGUIAR et al., 2004).
Entre as alterações hematológicas, tem sido observada anemia de
moderada a severa, sendo a arregenerativa a mais freqüente devido à cronicidade
da infecção. No leucograma comumente é observado leucocitose com neutrofilia,
podendo ser detectado também desvio nuclear de neutrófilos para a esquerda
(O’DWYER et al., 2006). Em estudo realizado por AGUIAR et al. (2004), os exames
hematológicos revelaram anemia regenerativa, leucocitose por neutrofilia,
linfopenia e monocitose.
GAVAZZA et al. (2003) relataram que animais infectados por H. canis
apresentaram leucocitose em casos severos da doença, eosinofilia, monocitose e
linfocitose. Sendo que em alguns casos foram encontrados também
53
trombocitopenia e linfopenia, Já no eritrograma foram encontrados desde anemia
arregenerativa normocítica normocrômica à anemia microcítica hipocrômica.
4.7 Inclusões virais
Inclusões virais são raramente constatadas em cães com Cinomose. E
apresentam variações de tamanho (1 a 2 µm), quantidade e cor (azul claro a
magenta); são mais vistas em hemácias policromatofílicas (THRALL et al., 2006).
Corpúsculo de Sinigalglia Lentz são proteínas do vírus da Cinomose, observados
dentro do citoplasma de linfócitos, neutrófilos (Figura 24) e raramente dentro das
hemácias (Figura 23) (MUNDIM, 2008).
FIGURA 23 - Esfregaço sanguíneo de
cão evidenciando eritrócito
com Corpúsculo de Lentz
FIGURA 24 - Esfregaço sanguíneo de cão evidenciando neutrófilos
com Corpúsculo de Lentz
54
4.8 Anomalia de Pelger - Huet
Notam-se neutrófilos maduros hipossegmentados em animais
heterozigotos para a anomalia de Pelger-Huet. Essas células apresentam um
núcleo com forma imatura (ou seja, forma de bastonete ou de mielócito), porém
com um padrão de cromatina madura, grossa (Figura 25). A função dos neutrófilos
é normal, e os animais acometidos são sadios. Geralmente, não há neutrófilos
segmentados no esfregaço sangüíneo desses animais. Os eosinófilos também são
afetados, e sua aparência é de bastonetes. O diagnóstico da anomalia de Pelger-
Huet é importante para prevenir erro na identificação de um desvio à esquerda e a
interpretação errônea de uma resposta inflamatória em um indivíduo portador do
distúrbio, porém aparentemente sadio (THRALL et al., 2006).
FIGURA 25 - Granulócitos de cão com
anomalia de Pelger-Huet
há quatro neutrófilos
hipossegmentados
55
5 URINÁLISE DE ROTINA
Os exames de urina são de grande importância como auxiliares no
estabelecimento de diagnóstico de muitas moléstias sistêmicas ou do trato gênito-
urinário, sendo em muitos casos, de valor decisivo (FERREIRA NETO et al., 1977).
A urinálise representa um componente vital no conjunto de informações
laboratoriais de qualquer paciente cuja enfermidade justifique a determinação do
perfil bioquímico sérico (THRALL et al., 2006).
A análise da urina é composta de três partes distintas, que devem ser
interpretadas em conjunto devido ao seu inter-relacionamento. São exames
organolépticos e físico-químicos, exames químicos qualitativos (elementos
anormais) e exame microscópico da urina (sedimentoscopia) (SILVA, 2004).
O exame de urina deve ser solicitado nos seguintes casos:
Presença de sinais clínicos de doença renal ou órgãos urinários;
Suspeita de doença generalizada, com envolvimento de outros órgãos
ou sistemas do organismo;
Como exame de triagem nos internamentos, principalmente
cirúrgicos;
Quando houver interesse em complementar o diagnóstico,
acompanhar quadro clínico e estabelecer um prognóstico (GARCIA-NAVARRO,
2005b).
5.1 Colheita e armazenamento
As amostras de urina podem ser obtidas por cateterização,
cistocentese ou por coleta de urina eliminada espontaneamente. As amostras
devem ser coletadas em frascos limpos e à prova de vazamento e rotulados com a
informação apropriada de identificação do paciente, horário e data da coleta (SINK
& FELDMAN, 2006).
A micção normal tem a vantagem de poder ser colhida pelo proprietário,
mas pode apresentar maior número de contaminantes. A cateterização no caso de
machos deve-se ser por meio de sondas de calibre menor para evitar irritação; em
56
fêmeas as sondas sempre oferecem riscos de irritação, devendo os animais ser
sedados para colheita; colher o jato médio, realizar a limpeza prévia da genitália
externa (BICALHO & CARNEIRO, 2007). A coleta de urina com o cateterismo
uretral, todavia, apresenta riscos de introduzir novos germes no trato urinário e de
contaminar uma urina potencialmente estéril (KUNIN, 1997; NABER et al., 2001).
Cistocentese é o melhor método para colheita de urina em cães e gatos, avaliando
a amostra sem interferência de fatores externos, pois a urina é colhida diretamente
do conteúdo vesical (BICALHO & CARNEIRO, 2007).
A colheita da urina por cistocentese pode provocar hematúria
iatrogênica, possibilidade de provocar perfuração intestinal, e é contra indicada em
casos de cálculos vesicais, neoplasias vesicais, peritonites e animais submetidos à
cistocentese recentemente (menos de 15 dias) (SILVA, 2004).
Os preservativos químicos, como tolueno e formalina, matam as
bactérias impedindo sua cultura e interferem em alguns testes químicos (MATOS &
MATOS, 1995; BUSH, 2004).
Independente da forma de colheita, a urina deve ser refrigerada até
trinta minutos após a colheita e pode permanecer em geladeira até seis horas,
porém a mesma deverá estar na temperatura ambiente antes do exame, pois os
aparelhos são calibrados para esta temperatura e a fita reagente com a baixa
temperatura demora a responder a coloração (BICALHO & CARNEIRO, 2007).
Qualquer que seja o método de conservação ou armazenamento,
amostra deve ser sempre colocada ao abrigo da luz solar direta, já que os
pigmentos biliares nela presentes são instáveis a sua ação (GARCIA-NAVARRO,
2005b).
O exame de urina deve ser feito o mais rapidamente possível, devido à
possibilidade de alterações químicas, físicas, e mesmo de sedimento, que podem
ocorrer na amostra. A demora em realizar o exame pode, por exemplo, facilitar a
multiplicação bacteriana com produção de amônia, alcalinização do pH e
dissolução de cilindros eventualmente presentes. Pode fazer ainda com que haja,
nos casos de glicosúria, uma diminuição da glicose devido à sua utilização pelas
bactérias presentes (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
57
5.2 Exame Físico da Urina
O exame físico da urina, na rotina laboratorial, constitui-se dos seguintes
itens:
Quantidade diária de urina eliminada;
Cor;
Aspecto;
Densidade especifica;
Formação de sedimento (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
5.2.1 Volume da urina
Para quantificar o volume urinário diário seria necessário manter o
animal em uma gaiola metabólica durante um período de 24 horas (GONZÁLEZ &
SILVA, 2006), em função disto sua quantificação fica restrita à pesquisa. A
produção de urina diária varia com a ingestão de água, a dieta, atividade,
temperatura externa e outros fatores (REECE, 1996). Sendo este procedimento
considerado de difícil realização, tal parâmetro é estimado, de forma indireta,
através de sua densidade.
O aumento da quantidade de urina eliminada chama-se poliúria e sua
diminuição oligúria. Na poliúria, a urina tem uma cor mais pálida e sua densidade
específica é mais baixa, ao contrário do que ocorre na oligúria, quando a
quantidade de água eliminada é menor e a urina mais concentrada. Ambas podem
ser fisiológicas ou patológicas (GARCIA- NAVARRO, 2005b). Anúria é a supressão
absoluta da produção de urina e deve ser distinguida da retenção urinária por
bloqueio físico, como ocorre em casos de cálculos uretrais (BAUER et al., 1974;
MATOS & MATOS, 1995).
Causas de poliúria:
Fisiológicas ou transitórias:
terapia diurética;
aumento da ingestão de líquidos ou de fluídos;
58
após administração de corticóides ou ACTH (BAUER et
al., 1974; MATOS & MATOS, 1995).
Patológica:
nefrite aguda ou crônica;
diabetes mellitus, diabetes insípidus;
fase diurética da nefrose tóxica;
glicosúria renal primária;
piometra, amiloidose renal avançada;
hiperadrenocorticismo, pielonefrite generalizada;
hepatopatias graves com polidipsia;
Sindrome de Fanconi e feacromocitoma (MUNDIM, 2007).
Causas de oligúria:
Fisiológica:
redução da ingestão de líquidos;
exercícios físicos intensos, com sudorese intensa;
temperatura ambiente elevada;
hiperventilação pulmonar (cão) (BAUER et al., 1974;
MATOS & MATOS, 1995).
Patológica:
associada à desidratação nos episódios de vômito, diarréia;
nefrites agudas (queda acentuada da pressão sangüínea no
glomérulo);
febres prolongadas, disfunção circulatória, edemas;
nas enfermidades renais terminais (prognóstico
desfavorável) (MUNDIM, 2007).
Causas de anúria:
bloqueio renal agudo e obstrução da uretra (MUNDIM,
2007).
59
Na poliúria fisiológica, a urina apresenta densidade baixa, embora dentro
dos limites normais para a espécie. Na poliúria patológica, em casos de diabete
melito, há presença de glicose na urina, a qual com sua intensa atividade osmótica
faz com que o filtrado tubular seja hipertônico em relação ao meio extra-tubular,
não permitindo que a água seja reabsorvida normalmente e produzindo, como
conseqüência, uma diurese (ANDRADE, 2002). A diabete insípida consiste em
uma falha na produção ou na secreção, do hormônio antidiurético pela neuro-
hipófise, podendo ser total ou parcial, ou devido à ausência de resposta ao ADH a
nível renal (BIRCHARD & SHERDING, 2003; SHAW & IHLE, 1999). Que faz com
que haja uma reabsorção insuficiente de água na porção distal dos túbulos o que
leva o paciente a uma perda de água abundante com conseqüência polidipsia. Nas
doenças graves do fígado, bem como o empiema uterino da cadela podem também
causar polidipsia com conseqüência poliúria (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
A oligúria fisiológica é geralmente passageira, aparecendo em situações
nas qual o organismo tem necessidade de conservar água. A oligúria patológica de
origem renal ocorre na fase oligúrica da nefrite aguda generalizada, bem como na
fase terminal de qualquer doença renal. Neste caso, a diminuição progressiva do
volume de urina eliminado, que pode chegar à anúria ou ausência total de urina, é
sinal de falha completa do rim. Quanto à oligúria patológica secundária, trata-se de
um grupo de distúrbios que têm a sua origem em outro órgão que não o rim, e cuja
causa é uma diminuição do fluxo de sangue que chega ao glomérulo (GARCIA-
NAVARRO, 2005b).
5.2.2 Cor da urina
Normalmente amarela devido à presença de urocromos. A presença de
outros pigmentos e constituintes podem alterar a cor, assim como a concentração
da amostra. A urina dos eqüídeos normalmente é amarela ao ser excretada, mas
pode se tornar escura devido à oxidação da pirocatequina. Em casos de excesso
de mioglobina (azotúria) pode apresentar coloração negra. A presença de
medicamentos diversos podem também alterar a coloração da urina como o azul
de metileno que a torna de coloração verde ou azulada; fenotiazínicos
apresentando coloração avermelhada (BICALHO & CARNEIRO, 2007).
60
De acordo com SILVA (2004) as principais alterações da cor da urina
são:
Urinas descoradas, semelhante à água: observadas nas poliúrias com
densidade baixa. São decorrentes do aumento da ingestão de líquidos ou da perda
da capacidade tubular em reabsorver a água ou do aumento da taxa de filtração
glomerular. São observadas principalmente nos seguintes casos:
Piometras (devido à polidipsia);
Doenças renais crônicas;
Diabete insipidus;
Hiperadrenocorticismo;
Nefroses (fase poliúrica);
Administração de diuréticos;
Fluidoterapia;
Reabsorção rápida de transudatos (SILVA, 2004);
Ingestão excessiva de líquidos (JONES, 1992).
Urinas amarelo-escuro ou âmbar: ocorre nas oligúrias com densidade
elevada. Decorre da diminuição da ingestão de líquidos ou do aumento da
reabsorção tubular da água ou da diminuição da taxa de filtração glomerular. São
observadas principalmente nos seguintes casos:
Diminuição da ingestão de líquidos;
Doenças renais agudas;
Febre, vômito e diarréia;
Hemorragias graves;
Nefroses (fase oligúrica);
Insuficiência cardíaca.
Urinas róseas ou vermelhas e turvas: ocorre nas hematúrias por
incorporação de sangue a urina (CARR & DONE, 1996). São observadas
principalmente nos seguintes casos:
Cistites agudas;
Traumatismos renais e das vias excretórias da urina;
Urolitíases;
Neoplasias do sistema urinário.
61
Obs: na hematúria, as urinas quando em repouso ou quando
centrifugadas se tornam claras, formando depósitos de hemácias.
Urinas de cor marrom ou de vinho e translúcidas: ocorre nas
hemoglobinúrias decorrentes da incorporação da hemoglobina na urina na
hemólise intravascular. São observadas principalmente nos seguintes casos:
Doenças hemolíticas (hemoparasitoses);
Anemia hemolítica autoimune;
Hemólise pós transfusão de sangue.
Obs: na hemoglobinúria, as urinas não se tornam claras por
centrifugação ou quando colocadas em repouso e nem formam depósitos de
hemácias.
Urinas de coloração negra, semelhante ao café: ocorre nas
mioglobinúrias em casos de lesões musculares graves, na alcaptonúria
(melanosarcomas e melanocarcinomas).
Urinas amarelo-esverdeada com espuma: ocorre na bilirrubinúria, nos
casos de estase biliar, icterícias pós-hepáticas ou obstrutivas e hepatocelulares
(SILVA, 2004).
5.2.3 Odor da urina
O odor da urina é característico para cada espécie (“sui generis”) e
provavelmente é influenciado pela dieta (REECE, 1996). GONZÁLEZ & SILVA
(2006) relatam que o odor urinário é influenciado pela quantidade e tipo de ácidos
orgânicos voláteis presentes. Odores amoniacais fortes em urinas frescas,
resultam de infecções por bactérias capazes de produzir a enzima urease, a qual é
responsável pela transformação de uréia em amônia. O odor pútrido ocorre em
decorrência da degradação bacteriana de proteínas urinárias (ALMOND &
STEVENS, 1995; BUSH, 2004) e odor de acetona indica cetonúria (BUSH, 2004;
GONZÁLEZ & SILVA, 2006).
62
5.2.4 Aspecto da urina
A urina pode ser classificada como límpida, turva e floculenta. A
turbidez da urina é causada pela presença de eritrócitos, leucócitos, células
epiteliais, bactérias, muco, lipídeos ou cristais (COLES, 1984; ALMOND &
STEVENS, 1995). A causa da turbidez somente poderá ser definida através da
avaliação microscópica do sedimento. Segundo MATOS & MATOS (1995) o
aspecto floculento geralmente é observado quando há aumento da quantidade de
muco e ALMOND & STEVENS (1995) relatam que este aspecto ocorre devido à
agregação de cristais, células descamadas, bactérias e leucócitos. PÔRTO (2003)
classifica a urina floculenta em turva com grumos.
5.2.5 Densidade específica da urina
É definida como sendo o peso da urina em relação à água destilada. Ela
nos irá informar sobre a capacidade dos túbulos renais em concentrar a urina
(MUNDIM, 2007). Na interpretação da urinálise toma-se como referência os seus
valores médio (1025 para cães e 1030 para gatos) (SILVA, 2004).
A densidade urinária varia conforme a concentração de substâncias
dissolvidas e, consequentemente, tem uma ligação direta com o volume de
ingestão de água. Quanto maior o volume ingerido, menor será a densidade e vice-
versa (REECE, 1996).
A habilidade dos pacientes de concentrar a urina (densidade acima de
1015) é dependente do sistema de produção e liberação perfeito do ADH,
suficiente população de néfrons funcionais para gerar e manter alta concentração
de solutos na medula renal e suficiente população de túbulos funcionais para
responder ao ADH. A urina tem a densidade maior que a água, pois possui água e
vários solutos de diferentes densidades. A densidade urinária reflete não só o
funcionamento renal, mas a ingestão de água, disfunções hormonais, intoxicações,
uso de medicamentos, infecções (BICALHO & CARNEIRO, 2007).
63
Considerações importantes sobre a densidade urinária:
De maneira geral as nefropatias agudas apresentam urinas com
densidade elevada, alcançando valores superiores à média, em decorrência da
febre, anorexia, e de outros sinais, que promovem a diminuição da taxa de filtração
glomerular;
As nefropatias crônicas geralmente apresentam urinas com densidade
baixa (valores inferiores à média), decorrência da diminuição ou da perda da
capacidade tubular em concentrar a urina;
No diabete mellitus, apesar da polidipsia e da poliúria, as urinas
apresentam densidade normal ou elevada em decorrência da presença da glicose
(glicosúria);
Nos processos agudos das vias urinárias a urina pode apresentar
densidade elevada em decorrência da febre e da incorporação de células do trato
urinário, pús e sangue;
A densidade da urina é inversamente proporcional ao volume produzido;
Processos febris de qualquer natureza apresentam urinas com
densidades elevadas em decorrência da desidratação e de outros fatores
correlatados a esta síndrome (SILVA, 2004).
Aumento da densidade da urina e suas possíveis causas:
Nefropatias agudas: em decorrência da febre e suas conseqüências
(desidratação, hipovolemia e hipertonicidade plasmática). A taxa de filtração
glomerular diminui em decorrência da pressão glomerular;
Cistites agudas: em decorrência da febre e da incorporação à urina de
produtos do processo inflamatório;
Desidratação por vômito ou diarréia: através de um mecanismo de
compensação, no qual há permeabilização dos túbulos contornados distais e tubos
coletores, sob a ação do ADH, promovendo a reabsorção da água nestes locais;
Desvio de grande quantidade de plasma para cavidades ou tecidos:
principalmente nos casos de ascites ou anasarca promovendo a diminuição da
pressão glomerular e a conseqüente queda da taxa de filtração glomerular;
64
Insuficiência cardíaca: em decorrência da estase sangüínea e a
conseqüente diminuição da taxa de filtração glomerular;
Pouca ingestão de líquidos: por diminuição da taxa de filtração glomerular
(SILVA, 2004).
Diabete mellitus: por incorporação da glicose a urina (ANDRADE, 2002);
Diminuição da densidade da urina e suas possíveis causas:
Nefropatias crônicas: por incapacidade dos rins em concentrar a urina, em
decorrência do número de néfrons lesados irreversivelmente, superarem o número
de néfrons normais;
Diabete insípidus: por diminuição ou ausência do hormônio antidiurético
(ADH) ou por lesões graves nos túbulos contornados distais e coletores
impossibilitando a ação do hormônio nestes locais (BIRCHARD & SHERDING,
2003; SHAW & IHLE, 1999).
Piometra: em decorrência da polidipsia, indutora da hipervolemia e
hipotonicidade plasmática;
Reabsorção rápida de transudatos: por hipervolemia e hipotonicidade
plasmática;
Ingestão excessiva de líquidos: por hipervolemia e hipotonicidade
plasmática (SILVA, 2004).
Diabete insípidus: por diminuição ou ausência do hormônio antidiurético
(ADH) ou por lesões graves nos túbulos contornados distais e coletores
impossibilitando a ação do hormônio nestes locais (BIRCHARD & SHERDING,
2003; SHAW & IHLE, 1999).
Termos referentes à densidade específica da urina em relação à
densidade do filtrado plasmático:
Isostenúria: densidade entre 1007 a 1015, onde a concentração de
solutos é igual a do filtrado glomerular.
Hipostenúria: densidade inferior a 1007.
65
Barúria ou normostenúria: densidade superior a 1015 (MUNDIM,
2007).
Na isostenúria quando o valor da densidade urinária se mantém por
tempo significativo nos limites da densidade do filtrado glomerular (1008 – 1012),
sugerindo graus variáveis de incapacidade dos rins em concentrar a urina. Na
hipostenúria quando o valor da densidade urinária, de forma persistente, se
mantém abaixo do limite mínimo da densidade do filtrado glomerular (1008),
sugerindo falência renal. Na hiperestenúria quando o valor da densidade urinária
ultrapassar em muito, a média das densidades da urina de cães e gatos, como nos
casos graves de hipovolemia e hipertonicidade plasmática que requerem a ação da
aldosterona e do hormônio antidiurético (SILVA, 2004).
5.3 Exame Químico da Urina
O exame químico da urina apresenta como função avaliar o grau de
excreção de algumas substâncias orgânicas, que possuem significado clínico
(COLES, 1984). As substâncias filtradas pelos glomérulos úteis ao organismo,
como aminoácidos, glicose e vitaminas, são reabsorvidas pelos rins e somente
aparecerão na urina se excederem o limiar renal de reabsorção ou caso os rins
estejam com um mau funcionamento. Por outro lado, substâncias tóxicas ou
desnecessárias ao organismo, como creatinina e alantoína, são excretadas pela
urina. Outras substâncias, como eletrólitos e água, são regulados conforme as
necessidades corpóreas (BUSH, 2004).
Antigamente os testes químicos de urina eram realizados através de
reações químicas com diferentes reagentes no interior de tubos de ensaio, num
processo trabalhoso e demorado (BAUER et al., 1974; VALLADA, 1981).
Atualmente, estas avaliações químicas são fácil e rapidamente realizadas através
de fitas reagentes para urinálise. Estas são compostas por tiras de plástico
cobertas com pedacinhos de papel de várias cores, embebidos em diferentes
reagentes químicos, que mudam de cor quando em contato com determinadas
substâncias eventualmente presentes na urina (GARCIA-NAVARRO, 1996).
66
Segundo ALMOND & STEVENS (1995), as tiras reagentes são a forma
mais econômica e prática de realizar uma detecção semiquantitativa de vários
constituintes urinários.
5.3.1 Reação (pH)
O pH urinário está relacionado com a função renal de eliminação de
álcalis e ácidos não voláteis, ajudando a manter o equilíbrio ácido-básico. O pH da
urina é determinado pela dieta e pelo metabolismo corporal do animal. Com
relação à dieta, a ingestão de grandes quantidades de proteína produz uma urina
ácida, como ocorre com carnívoros, lactantes ou nas dietas ricas em grãos de
cereais. Por outro lado, dietas ricas em carboidratos produzem uma urina alcalina,
como acontece nos herbívoros. Em relação ao metabolismo orgânico, a urina
geralmente acompanha o pH corporal (COLES, 1984; GARCIA-NAVARRO, 1996).
A infecção do trato urinário ou a contaminação da urina com bactérias
pode alterar o pH da urina. Várias bactérias (por exemplo, Proteus species,
Pseudomonas species) produzem urease, a qual irá criar um ambiente alcalino.
Inversamente, E. coli pode produzir urina ácida. Alterações falsas no pH podem ser
causadas por amostras de urina contendo bactérias mantidas a temperatura
ambiente, que podem causar proliferação bacteriana e resultar em alteração do pH
urinário (SINK & FELDMAN, 2006).
Urinas ácidas com pH abaixo de 6,0 – possíveis causas:
Alimentação excessivamente rica em proteínas;
Administração de agentes acidificantes como o acido ascórbico, o
cloreto de amônio e o fosfato ácido de sódio;
Diabete mellitus;
Inanição e doenças caquetizantes;
Uremia (SILVA, 2004).
Acidose metabólica ou respiratória;
Gastroenterites e enterites (OSBORNE et al., 1995).
67
Na inanição, estado em que o organismo passa a utilizar as suas
próprias proteínas plasmáticas, origina-se então o aparecimento de uma urina
ácida. Na acidose respiratória ocorre acúmulo de CO2 nos pulmões, na metabólica
ocorre uma perda aumentada de bicarbonato ou ao acúmulo de ácidos no
organismo, condição vista na diabete melito e na insuficiência renal crônica com
uremia (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Urinas alcalinas com pH acima de 7,0 – possíveis causas:
Alimentação excessivamente rica em vegetais;
Alcalose metabólica ou respiratória;
Retenção urinária;
Infecção do trato urinário (SILVA, 2004);
Administração de alcalizantes (bicarbonato de sódio, bicarbonato de
cálcio, citrato de potássio) (DiBARTOLA, 2000).
A demora em realizar o exame, resulta em alcalinização da amostra
devido à transformação bacteriana da uréia em amônia. Em cistites, principalmente
acompanhada de retenção urinária por obstrução parcial da uretra ou outro motivo,
a alcalinização da urina ocorre pelo mesmo motivo acima exposto (GARCIA-
NAVARRO, 2005b).
5.3.2 Presença de Proteínas na urina
As proteínas, principalmente a albumina normalmente não atravessam a
membrana glomerular. Uma pequena quantidade que atravessa é logo em seguida
reabsorvida nos túbulos renais. A quantidade que consegue escapar junto com a
urina é tão pequena que não é detectada pelas provas laboratoriais de rotina
(MUNDIM, 2007).
Em geral a proteinúria deve ser avaliada junto com a densidade;
densidade diminuída com presença de proteína significa valores mais altos para a
mesma. A avaliação também se relaciona com o exame do sedimento, proteinúria
sem presença de hemácias, leucócitos, espermatozóides geralmente significa
lesão renal, podendo ser glomerular por aumento da permeabilidade tendendo
essa proteinúria ser mais elevada; pode ser também de origem tubular pela
68
diminuição da capacidade de absorção, apresentando geralmente valores menos
elevados (BICALHO & CARNEIRO, 2007).
A proteinúria pode ser de origem renal ou pós renal. No primeiro caso a
proteinúria é formada no rim, e no segundo, a sua origem são as vias urinárias ou
órgãos genitais. A proteinúria renal pode ser ainda de origem fisiológica com
caráter transitório, ou ter como causa uma lesão renal, quando é constante e se
caracteriza pelo aparecimento de cilindros no sedimento. Os cilindros são
formações protéicas e a sua presença na urina indica ser a proteinúria de origem
renal. A simples proteinúria, sem cilindrúria, sugere ou que a proteinúria é de
origem pós-renal ou que, sendo renal, é passageira sem maior lesão associada
(GARCIA-NAVARRO, 2005b).
A proteinúria pode ser fisiológica ou funcional e decorre do aumento
transitório da permeabilidade glomerular como no exercício muscular intenso, nas
convulsões e na ingestão excessiva de proteínas (COLES, 1984; GARCIA-
NAVARRO, 1996).
A proteinúria falsa ou acidental é decorrente da contaminação da urina
por fluxo vulvo-vaginal, abcessos perineais e prepuciais e por matéria fecal. A
proteinúria pré-renal é decorrente do aumento da permeabilidade glomerular por
estase sanguínea, como acontece nas cardiopatias e hepatopatias graves (SILVA,
2004).
A proteinúria renal é decorrente de alterações glomerulares, túbulo-
glomerulares e intersticiais, como ocorre nas nefrites, pielonefrites, amiloidose
renal, glomerulonefrites imunomediadas, nefroses, rins policísticos, parasitose por
Dioctophyma renale e na passagem de microfilária pelos rins (SILVA, 2004).
Conforme GONZÁLEZ & SILVA (2006), para se diferenciar a proteinúria
renal da pós-renal, além do quadro clínico, deve-se avaliar o sedimento urinário
buscando indicadores de inflamação, como eritrócitos e leucócitos, que encontram-
se presentes no segundo caso.
5.3.3 Presença de Glicose na urina
A glicose quando em quantidade normal no sangue, encontra-se
ausente na urina devido ao fato dela ser totalmente reabsorvida nos túbulos
69
proximais renais (LOPES, 2004). O aparecimento de glicosúria ocorre quando a
quantidade de glicose no filtrado glomerular é superior à capacidade de reabsorção
do túbulo, ou quando a reabsorção tubular é insuficiente. A diferenciação dessas
duas causas se faz pela dosagem de glicose no sangue (MATOS & MATOS, 1995;
GONZÁLEZ & SILVA, 2006).
A glicosúria pode ser metabólica, quando associada a uma hiperglicemia
e renal quando associada à normoglicemia (MUNDIM, 2007). É classificada
segundo SILVA (2004) em:
Glicosúria fisiológica: ocorre transitoriamente na ingestão excessiva de
açúcar ou de hidratos de carbono, nos exercícios musculares intensos e nas
situações de estresse e medo;
Glicosúria falsa: decorrentes da ação redutora de substâncias endógenas
(ácido úrico, uratos e creatinina) e exógenas, na grande maioria, medicamentosas
(ácido ascórbico, salicilatos, morfina, hidrato de cloral, estreptomicina, tetraciclinas,
penicilinas, clorafenicol, lactose, maltose, pentose e epinefrina, entre outras);
Glicosúria patológica: a glicosúria patológica pode ser classificada em
metabólica ou hiperglicêmica e renal ou normoglicêmica, de acordo com o aumento
concomitante ou não da glicose sangüínea. Suas principais causas são:
Hipertireoidismo: por maior absorção da glicose no trato gastrointestinal;
Hiperadrenocorticismo: por ação de glicocorticosteróides estimuladores
da ação enzimática no aproveitamento de aminoácidos para a neoglicogênese
hepática;
Superatividade da medular das supra renais: através da formação
excessiva da catecolaminas de ação hiperglicemiante, por estimularem a
neoglicogênese;
No feocromocitoma: tumor funcional da zona medular das supra renais
por mecanismo semelhante ao anteriormente descrito;
Superatividade da hipófise anterior: por liberação excessiva do hormônio
adrenocorticotrófico, que atua na córtex da supra renais estimulando a síntese de
glicocorticosteróides (SILVA, 2004);
Diabete mellitus e necrose pancreática: por deficiência da insulina
(LOPES, 2004).
70
5.3.4 Presença de Acetona na urina
O estabelecimento de uma dieta pobre em carboidratos faz com que o
organismo lance mão de suas reservas de gordura como fonte de energia. O
metabolismo dos ácidos graxos tem como subprodutos a formação dos chamados
corpos cetônicos que são o ácido acetoacético (diacético), o ácido
betahidroxibutírico e a acetona (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
O teste de tira reagente para cetona pode detectar acetona e ácido
cetoacético, mas não detecta um outro tipo de corpo cetônico, o ácido
betahidroxibutírico. Consequentemente, alguns casos de cetonúria podem não ser
detectados simplesmente porque esse ácido corresponde à cetona predominante
(THRALL et al., 2006).
A presença de corpos cetônicos não é um achado normal na urina, pois
após serem filtrados no glomérulo, estes são totalmente absorvidos nos túbulos
proximais (GONZÁLEZ & SILVA, 2006).
A acetonúria está presente nos seguintes casos:
Inanição: por mobilização da reserva lipídica orgânica, gerando os
corpos cetônicos (MATOS & MATOS, 1995).
Diabete mellitus: nesta doença metabólica os animais deixam de
utilizar a glicose como fonte de energia, passando a utilizar os lipídios, gerando os
corpos cetônicos (LOPES, 2004).
5.3.5 Presença de Bilirrubina na urina
A bilirrubina urinária é mais um indicador de enfermidade hepática do
que de doença do sistema urinário (THRALL et al., 2006). A bilirrubinúria pode ser
encontrada em casos de obstrução do ducto biliar, sendo que sua quantidade na
urina é diretamente proporcional ao grau de obstrução, doença hepática
envolvendo lesão dos hepatócitos e associado com hemólise intravascular aguda
grave ou febre (BUSH, 2004), hepatites viral ou tóxica e cirrose (LOPES, 2004). Os
níveis urinários de bilirrubina fornecem informações limitadas sobre a função
hepática (BUSH, 2004).
71
É produzida pelo catabolismo de eritrócitos velhos e de proteínas que
contém o grupo heme. No sangue existem dois tipos de bilirrubina, que são
conhecidas como livre ou indireta (ligada à proteína) e conjugada ou direta. Esta
substância quando livre é pouco solúvel no sangue, sendo transportada por
proteínas, principalmente albumina, até o fígado, onde será conjugada com ácido
glicurônico a diglicuronídeo de bilirrubina. A bilirrubina conjugada é solúvel no
sangue, sendo excretada pela bile e pela urina. A bilirrubina livre está fortemente
ligada à albumina e não poderá ser excretada pelo rim, pois não será filtrada pelos
glomérulos. Um aumento de bilirrubina na urina é denominado de bilirrubinúria
(COLES, 1984; GARCIA-NAVARRO, 1996; GONZÁLEZ & SILVA, 2006). A
bilirrubina e seus derivados tomam o nome coletivo de pigmentos biliares
(GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Normalmente, a bilirrubina não esta presente na urina do cão e do gato.
Porém, o rim canino pode degradar a hemoglobina em bilirrubina, e o limiar renal
da bilirrubina é baixo nos cães. A magnitude da bilirrubinúria deve sempre ser
interpretada junto com a gravidade específica da urina. São comuns os resultados
variarem de “traços” até “leves reações” para bilirrubina na urina do cão, com uma
gravidade específica maior ou igual a 1040. Isso já não se verifica no caso dos
gatos: urina altamente concentrada em gatos deve ainda ser negativa para
bilirrubina. A bilirrubinúria em gatos é sempre patológica (SINK & FELDMAN,
2006).
Na maioria das espécies, as células do epitélio tubular reabsorvem
eficientemente essa bilirrubina; portanto, raramente se detecta bilirrubina na urina
antes que ocorra hiperbilirrubinemia. Em cães, a capacidade de reabsorção tubular
(o limiar renal) de bilirrubina é baixa. Essa capacidade é menor em cães machos;
desse modo, traços de bilirrubina é normal na urina de cães, especialmente em
machos, com densidade urinária superior a 1040. Além disso, é comum ocorrer
hiperbilirrubinúria antes da manifestação de hiperbilirrubinemia (THRALL et al.,
2006).
De acordo com GARCIA-NAVARRO (2005b), as principais causas do
aumento da bilirrubina na urina são:
72
A obstrução dos ductos biliares e/ou do canal biliar:
quando a obstrução é total, há um refluxo da bile para a
circulação, o que determina um aumento da bilirrubinúria, mas sem
urobilinogenúria;
quando a obstrução for parcial, ambos, a bilirrubina e o
urobilinogênio aparecem na urina, aquela aumentada e este diminuído;
Doenças hepáticas: como a hepatite infecciosa canina ou doença de
Rubarth, a leptospirose, a cirrose hepática, as diversas neoplasias do fígado, as
toxicoses e outras hepatopatias, quando pode haver aumento de bilirrubinúria
antes de qualquer outro sinal clínico, e cuja urina contém ambos aumentados, a
bilirrubina e o urobilinogênio.
A icterícia hemolítica: que acompanha as anemias hemolíticas com
aumento de hemólise, que dá como resultado um aumento na produção de
bilirrubina e, como conseqüência, um aumento na produção de urobilinogênio
intestinal e na sua eliminação urinária.
Outras causas: como a obstrução intestinal, por diminuírem a
eliminação de bilirrubina pela via intestinal, com conseqüente aumento da taxa de
bilirrubina conjugada plasmática, que passa a ser eliminada pela urina.
5.3.6 Presença de Urobilinogênio na urina
O urobilinogênio é formado pela ação de hidrolases bacterianas
intestinais, que reduzem a bilirrubina conjugada dando origem a este composto
incolor. Uma parte desta substância é oxidada até urobilina, sendo um dos
pigmentos fecais. O restante volta à circulação, porta ou sistêmica, onde a maior
parte vai ao fígado para ser novamente excretada pela bile e uma pequena porção
será eliminada pelo rim (COLES, 1984; GARCIA-NAVARRO, 1996; GONZÁLEZ &
SILVA, 2006). Do urobilinogênio produzido no intestino, apenas 20% são
reabsorvidos. Destes, 90% são reexcretados pela bile e somente 10% voltam à
circulação geral, podendo ser excretados na urina. Portanto, somente 1 a 2% do
urobilinogênio total produzido estão presentes em condições normais na urina
(GONZÁLEZ & SILVA, 2006). Segundo COLES (1984), se o urobilinogênio está
73
presente na urina, então o ducto biliar está aberto e a circulação entero-hepática de
pigmento biliar está ocorrendo.
Como foi visto o urobilinogênio é a forma reduzida da bilirrubina
conjugada e as duas alterações urinárias devem ser interpretadas em conjunto. A
eliminação de uma pequena parte do urobilinogênio pela urina é normal, sendo ele
o principal pigmento que dá a cor amarela à urina (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Cães e gatos apresentam até 1/32 de urobilinogênio na urina. O
urobilinogênio depois de excretado na urina em contato com o ar oxida-se dando
origem a urobilina (MUNDIM, 2007). Como principais causas do aumento do
urobilinogênio urinário, podemos citar:
Hepatopatias: por lesões instaladas nos hepatócitos que interferem no
ciclo entero-hepático do urobilinogênio;
Doenças hemolíticas: por excesso de produção do glucoronato de
bilirrubina (SILVA, 2004).
A ausência ou diminuição do urobilinogênio urinário ocorre
principalmente nos seguintes casos:
Obstrução das vias biliares;
Inibição das bactérias intestinais;
Diarréia (distúrbios na absorção intestinal) (GARCIA-NAVARRO,
1996; BUSH, 2004).
5.3.7 Presença de Indican na urina
O aumento da quantidade de indican na urina se denomina de
indicanúria. O indican é um derivado do indol que por sua vez é um produto
resultante da putrefação de proteínas no trato intestinal. Após a absorção do indol,
o mesmo sofre oxidação no fígado originando o indoxil, que se combina com
sulfato de potássio, formando o indoxil sulfato de potássio (Indican) que é
excretado pela urina (SILVA, 2004).
A indicanúria tem valor diagnóstico questionável por alguns autores,
principalmente para herbívoros, onde sua eliminação é maior, enquanto que nos
carnívoros, sua eliminação ocorre em pequenas quantidades ou mesmo nem
ocorre nos animais saudáveis (MUNDIM, 2007).
74
O aumento de indican está associado a um aumento da putrefação
protéica intestinal, como a verificada após a ingestão de alimentos excessivamente
ricos em proteínas ou em decomposição, bem como na constipação e obstrução
intestinais importantes ou crônicas. Ele acontece também nas lesões do aparelho
digestivo, tais como gastrite, gastroenterites, intussucepção, vólvulo e etc. Outras
situações como a peritonite, a febre tifóide e, principalmente, a gangrena com
decomposição bacteriana de proteínas corporais podem também aumentar o
indican eliminado na urina (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
5.3.8 Presença de Sais biliares na urina
Os ácidos biliares são sintetizados nos hepatócitos a partir do colesterol.
Na maioria dos animais, os ácidos cólico e quenodesoxicólico representam os
ácidos biliares primários. Após sua síntese, eles são conjugados em aminoácidos.
Essa conjugação torna os ácidos biliares mais hidrossolúveis e eles são secretados
no sistema biliar. No momento da alimentação, fatores hormonais e neuro-
hormonais estimulam a contração da vesícula biliar e a transferência dos ácidos
biliares para o intestino delgado, onde sua desidroxilação pelos microorganismos
anaeróbicos resulta na transformação dos ácidos biliares primários em
secundários. No íleo, a maior parte dos ácidos biliares retorna ao sangue.
Normalmente o fígado é muito eficiente na remoção dos ácidos biliares da
circulação portal. Os ácidos biliares excretados pelos hepatócitos são secretados
no sistema biliar e circulam novamente; uma molécula de ácido biliar circula
novamente várias vezes após uma única refeição (THRALL et al., 2006).
As possíveis causas do aumento na concentração de ácidos biliares na
urina são:
Desvio da circulação portal e conseqüente anormalidade na sua
absorção pela circulação sistêmica (por exemplo, shunt portossistêmico, cirrose
grave). Nessa situação, o sangue é desviado dos hepatócitos, impossibilitando a
remoção dos ácidos biliares;
Diminuição intrínseca da capacidade de absorção dos ácidos
biliares pelos hepatócitos. Essa é a principal causa em várias doenças hepáticas
75
(por exemplo, hepatite, necrose, hepatopatia por glicocorticóides) e, em alguns
casos, corresponde à redução da massa hepática funcional;
Menor excreção de ácidos biliares pelo sistema biliar e
conseqüente regurgitação a circulação sistêmica. Tal distúrbio em geral deve-se a
colestase, mas também pode ocorrer quando houver extravasamento do ducto ou
da vesícula biliar (THRALL et al., 2006).
MUNDIM (2007) cita que nas icterícias tanto a hemolítica como a
obstrutiva, se encontra sais biliares na urina.
Os sais biliares estão presentes na urina nos casos de
comprometimento hepático acompanhando a bilirrubina (SILVA, 2004).
5.3.9 Presença de Sangue na urina
Resultado positivo para sangue oculto na urina obtido em tira reagente
deve-se a hemorragia no trato urinário, hemoglobinúria ou mioglobinúria.
Hemorragia do trato urinário pode ser confirmada pelo achado de hemácias no
sedimento urinário. No entanto, urina hipostenúrica pode resultar em lise hipotônica
de hemácias, interferindo na sua detecção microscópica. Caso não haja
hemorragia, deve-se diferenciar hemoglobinúria e mioglobinúria a partir da
avaliação do hemograma e do histórico clínico. Hemoglobinúria resulta de intensa
hemólise intravascular, geralmente acompanhada por anemia grave, podendo ser
notada manifestação clínica de icterícia e colapso súbito. Geralmente nota-se
mioglobinúria apenas quando há grave lesão muscular, acompanhada de aumento
na atividade sérica de enzimas musculares (por exemplo, CK, LDH, AST) (THRALL
et al., 2006).
Hematúria:
Cor da urina rósea ou avermelhada, formando depósito de hemácias
quando centrifugadas ou colocadas em repouso. O número de eritrócitos é elevado
no sedimento urinário. A cor do plasma é normal. A dosagem sérica da
creatininoquinase (CK), sugestivas de alterações musculares é normal (SILVA,
2004).
A ocorrência de hematúria acontece sempre que houver uma
hemorragia renal ou das vias urogenitais (COLES, 1984). Ela pode ser vista
76
também em casos severos de glomerulonefrite, vasculite e infarto renal, quando há
passagem de eritrócitos para dentro dos túbulos. Deve ser lembrado, ainda, que as
amostras cateterizadas podem apresentar hematúria, como resultado do
traumatismo não raro a essa técnica (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Hemoglobinúria:
Cor da urina variando do marrom ao vinho. O número de eritrócitos no
sedimento urinário é normal. Não forma depósito quando centrifugadas ou em
repouso. A cor do plasma é avermelhada. A dosagem sérica da CK é normal
(SILVA, 2004). Dependendo de sua origem, a hemoglobinúria pode ser verdadeira
ou falsa.
Na forma verdadeira, a hemoglobinúria aparece como resultado da
hemoglobinemia, que é a existência de hemoglobina livre no plasma. Essa
hemoglobina atravessa a barreira glomerular e, estando em quantidade aumentada
e não sendo toda reabsorvida, aparece na urina. A hemoglobinúria é indicativa de
uma hemólise intravascular, fato que ocorre nas reações às transfusões
incompatíveis e nas anemias hemolíticas com hemólise intravascular e
hemoglobinemia. Entre estas últimas, podem ser citadas as babesioses e a doença
hemolítica do recém- nascido. Pode aparecer ainda como resultado da ação de
certos venenos de cobra, agentes tóxicos como cobre, o mercúrio e as sulfas,
hemolisinas, produzidas pela Leptospira pomona, ingestão de certas plantas
tóxicas, e finalmente queimaduras severas (GARCIA – NAVARRO, 2005b).
Hemoglobinúria falsa: a sua causa mais freqüente é a ruptura de
glóbulos vermelhos, quando presentes em urinas muito diluídas ou alcalinas. Essa
ruptura ocorre geralmente in vitro, mas pode acontecer ainda no interior da bexiga
urinária. Trata-se, na verdade, de uma hematúria mascarada de hemoglobinúria. A
diferenciação se faz procurando eritrócitos inteiros no sedimento, já que essa
hemólise raramente é total (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Mioglobinúria:
Ocorre devido à excreção da mioglobina plasmática excedente, ou seja,
quando a sua concentração no plasma excede 15 a 20 mg/dl. A mioglobina é o
pigmento responsável pelo transporte de oxigênio nos músculos e quando ocorre
uma lesão muscular, sua concentração no sangue pode aumentar (LOPES, 2004).
A urina com esse pigmento deteriora-se rapidamente (BUSH, 2004).
77
5.4 Exame do sedimento urinário
Nos animais saudáveis a urina contém poucas células ou elementos que
podem ser formados ao longo do trato geniturinário, como cilindros e cristais. A
urina normal é livre de microorganismos, podendo ocorrer contaminação quando
esta é expelida. Neste momento, também pode ocorrer contaminação por ovos de
parasitas intestinais, esporos vegetais e outras matérias orgânicas. O exame
microscópico da urina é imprescindível para uma correta interpretação da urinálise.
Frequentemente, urinas com aspecto físico normal revelam estruturas importantes
ao diagnóstico clínico, que não são observadas em urinas muito turvas. A
composição do sedimento urinário muda logo após sua coleta, portanto esta
avaliação deve ser realizada em amostras recentes. Caso isto não seja possível, a
amostra deve ser refrigerada para uma adequada manutenção das estruturas
presentes e avaliada, preferencialmente, em 4 horas (COLES, 1984; DOXEY,
1985). Com o passar do tempo ocorre aumento da alcalinidade da urina, causando
lise das células e cilindros e, eventualmente, alterações nos cristais (BUSH, 2004).
O exame do sedimento urinário é o procedimento de maior sensibilidade
no diagnóstico de doença do trato urinário, sendo útil na localização da lesão renal
(THRALL et al., 2006). O sedimento urinário é composto pelos elementos sólidos
existentes na urina, que se depositam no fundo do tubo após centrifugação da
amostra (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
O objetivo da análise do sedimento em uma urinálise rotineira é
identificar elementos formados na amostra de urina: células, cilindros e cristais
(GARCIA-NAVARRO, 2005b). Além do registro de presença destas estruturas em
uma amostra de urina, esse exame deve também permitir uma idéia numérica
aproximada de tais estruturas particulares (COLES, 1984).
O sedimento urinário pode ser dividido em elementos organizados
(orgânico) e não organizados (inorgânico). No primeiro grupo estão presentes
eritrócitos, leucócitos, células epiteliais, microorganismos (bactérias, protozoários,
fungos, leveduras), cilindros, parasitos e espermatozóides. O segundo é composto
por cristais e gotículas de gordura (MATOS & MATOS, 1995; GARCIA-NAVARRO,
1996).
78
A quantidade dos diversos elementos no sedimento varia muito conforme
a situação, devendo ser interpretada subjetivamente. Ela é tradicionalmente
registrada por cruzes; uma cruz: quantidade reduzida; duas cruzes: presença um
pouco aumentada; três cruzes: quantidade aumentada de forma importante e
quatro cruzes: quantidade muito aumentada (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
5.4.1 Elementos organizados
a) Células epiteliais
As células epiteliais são grandes em relação a outros constituintes do
sedimento urinário (SINK & FELDMAN, 2006). Podem ser transicionais,
descamativas, ou, mais raramente, de origem tubular renal (GARCIA-NAVARRO,
2005b).
As células pavimentosas, também chamadas de descamativas, são
provenientes da camada superficial da uretra e da vagina, aumentando de número
durante o cio. São as maiores células observadas no sedimento. Apresenta bordas
irregulares, núcleo visível, arredondado e pequeno em relação ao citoplasma
(GARCIA-NAVARRO, 1996; GONZÁLEZ & SILVA, 2006). Estas células são finas,
podendo apresentar-se de forma dobrada ou enrolada, sendo por vezes
confundidas com cilindros (COLES, 1984; BUSH, 2004). As células descamativas
são normalmente encontradas no sedimento, pois resultam da renovação tissular
do sistema urinário. Quando estão em número elevado, podem sugerir a
localização dos processos patológicos nos rins ou nas vias excretoras da urina
(SILVA, 2004).
As células de transição revestem a mucosa desde a pelve renal até a
uretra. Apresentam vários tamanhos, sendo menores na região próxima aos rins,
aumentando gradativamente até se encontrar com a vagina, porém são sempre
menores que as pavimentosas. Sua forma é variável, podem ser redondas, ovais,
fusiformes e caudadas. Seu citoplasma é granular e o núcleo redondo ou
ligeiramente oval (GARCIA-NAVARRO, 1996), podendo ser visualizadas em
agrupamentos ou folhas. As células da pelve renal podem ter o citoplasma em
forma de cauda, adquirindo a aparência de uma vírgula, sendo chamadas de
79
caudadas (BUSH, 2004). Em condições normais, o número dessas células é muito
reduzido na urina. Seu aumento pode estar relacionado com inflamação, irritação
(LOPES, 2004) ou neoplasia (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
As células renais são provenientes dos túbulos renais. Possuem
tamanhos semelhantes a um leucócito, são arredondadas e com núcleo grande,
sendo difíceis de distinguir dos glóbulos brancos ou das células da bexiga
(GONZÁLEZ & SILVA, 2006). Estas estruturas são identificadas mais facilmente
quando incorporadas a cilindros (COLES, 1984) e degeneram-se com rapidez
mesmo em amostras frescas, sendo que sua presença indica um processo de
descamação tubular (GARCIA-NAVARRO, 1996). Se o número de células
encontrado for grande, indica um processo degenerativo do órgão de onde provém
(FERREIRA NETO et al., 1977).
Causas da presença de células epiteliais na urina
Renais: degeneração tubular aguda;
Intoxicação renal;
Isquemia renal;
Processo inflamatório;
Pelve: pielite, pielonefrite;
Vesicais: cistite, cateterização agressiva;
Uretrais: uretrite, cateterização agressiva;
Tumorais: diagnóstico por morfologia citológica do sedimento (MUNDIM,
2007).
b) Eritrócitos
Não são encontrados com freqüência. Sua presença indica hemorragia
no trato urogenital, devido a doenças infecciosas, nefrites agudas, cistites,
parasitos, ingestão de venenos, traumas (LOPES, 2004), cálculos, exercícios
violentos, ou pode ser devido a traumatismo por cateterismo (FERREIRA NETO et
al., 1977).
A presença de eritrócitos na urina pode resultar em teste de sangue
oculto positivo, acompanhado de discreta proteinúria. Os animais normais
apresentam menos de três eritrócitos por campo de grande aumento (THRALL et
80
al., 2006). São redondos e refráteis internamente, assemelham-se a gotas de
gorduras. Sua forma no sedimento depende da densidade urinária, e do pH
(MUNDIM, 2007).
A aparência destas células é afetada pela concentração da urina.
Tornam-se pequenas e crenadas em urinas concentradas e ingurgitadas e
esféricas em urinas diluídas, onde serão visualizados anéis descoloridos e pálidos
que podemos chamar de células fantasmas (ALMOND & STEVENS, 1995). Estas
células fantasmas nem sempre são uniformes em dimensões e morfologia, embora
tenham, geralmente, contorno circular (COLES, 1984).
c) Leucócitos – Piócitos
Denomina-se de piúria o aumento do número de piócitos na urina
(LOPES, 2004), ocorrendo nos casos das doenças do sistema urinário com
envolvimento bacteriano (nefrites, pielonefrites, cistites, e etc) (SILVA, 2004).
Ocorre sempre que houver inflamação, supurativa principalmente, ou necrose em
qualquer ponto do aparelho urogenital, sendo que, se a amostra for cateterizada,
apenas os órgãos urinários devem ser considerados. Se a piúria estiver
acompanhada de cilindros leucocitários pode-se deduzir ser o rim o local da
inflamação, lembrando-se ainda que, pacientes em tratamento prolongado com
corticosteróides, podem fazer inflamação sem reação leucocitária importante na
urina (GARCIA-NAVARRO, 2005b). Além da infecção, a febre ou o exercício
intenso também podem aumentar, temporariamente, o número de leucócitos na
urina (COLES, 1984; GARCIA-NAVARRO, 1996).
Os leucócitos são redondos e com o citoplasma granular (Figura 26),
maiores que os eritrócitos e menores que as células renais. Mais de 5 a 8
leucócitos por campo indica piúria e inflamação das vias geniturinárias (MUNDIM,
2007).
A presença de um número elevado de piócitos, acompanhado de
albuminúria e de numerosos cilindros, indica um processo inflamatório renal. A
piúria, acompanhada de traços de albumina e ausência de cilindros, sugere um
processo inflamatório localizado depois dos rins. Ocorrendo piúria, presença de
81
grande número de bactérias e células da bexiga, pode-se tratar de cistite
(FERREIRA NETO et al., 1977).
FIGURA 26 - Leucócitos (seta) no
sedimento urinário de
cão
d) Cilindros
Os cilindros são estruturas protéicas moldadas nos túbulos, sendo sua
base a mucoproteína (proteína de Tamm-Horsfall) que é secretada na alça de
Henle, no túbulo distal e no ducto coletor (BUSH, 2004). São formados a partir da
proteína que atravessa a membrana glomerular, sendo que o pH ácido, encontrado
nas inflamações e na porção terminal do néfron, favorece a formação destes
(LOPES, 2004). Sua presença, principalmente na forma hialina pode ser
esporádica e acompanhar uma proteinúria fisiológica. Quando encontrados
frequentemente ou em grandes quantidades, geralmente estão relacionados à
doença renal e tem grande valor diagnóstico. Além da quantidade, o tipo de cilindro
presente e o seu diâmetro auxiliam na identificação e prognóstico da doença. Os
que apresentam diâmetro menor provêm do néfron, indicando inflamações agudas,
já os maiores foram formados nos túbulos coletores, indicando lesões mais
avançadas e importantes, com prognóstico geralmente desfavorável (COLES,
1984; GARCIA-NAVARRO, 1996). Normalmente a urina não contém mais do que
1-2 cilindros hialinos ou granulares por campo de 400 X (GONZÁLEZ & SILVA,
2006). A grande maioria apresenta formato alongado, uma vez que adquirem a
82
forma do túbulo onde ocorreu a deposição protéica. O tipo de material incorporado
à matriz protéica durante a formação destas estruturas, determinará qual cilindro
será formado (DOXEY, 1985).
Uma grande quantidade de cilindros é observada na urina de animais
que tiveram seus rins afuncionais, tão logo suas funções retornarem ao normal, é
chamada fase de lavagem dos túbulos (MUNDIM, 2007). Os cilindros podem ser
hialinos, epiteliais, granulares, céreos, gordurosos, hemáticos, hemoglobínicos,
leucocíticos e largos (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Cilindros Hialinos
Os cilindros hialinos não possuem coloração, são homogêneos, são
semitransparentes e tem extremidades tipicamente arredondadas (Figura 27). Eles
são formados por mucoproteína gelatinosa e não contem células (SINK &
FELDMAN, 2006). São formados exclusivamente por proteínas, geralmente
albumina (GARCIA-NAVARRO, 2005b), se dissolve rapidamente em urina diluída
ou alcalina (BUSH, 2004). Não tem valor diagnóstico, sua presença indica uma
forma leve de irritação renal, porém pequena quantidade pode ser visualizada em
animais normais devido à febre, hiperemia renal e proteinúria fisiológica (COLES,
1984; GARCIA-NAVARRO, 1996), insuficiência cardíaca congestiva, estresse,
desidratação, exercício físico intenso e exposição ao calor (LOPES, 2004).
FIGURA 27 - Cilindro hialino (seta) no
sedimento urinário de
cão
83
Cilindros Epiteliais
São cilindros hialinos que contém várias células epiteliais renais (Figura
28). Eles resultam da descamação das células tubulares que não se
desintegraram, o que ocorre em qualquer doença que produz lesão ao epitélio
tubular. Esses cilindros às vezes são difíceis de distinguir de cilindros leucocíticos,
especialmente se as células epiteliais renais tiverem sofrido alguma degeneração
(SINK & FELDMAN, 2006). Ocorrem nas nefrites agudas (DIETZ, 1997), nefroses,
nas degenerações do epitélio tubular (MUNDIM, 2007). A gravidade do processo é
proporcional ao número de cilindros por campo e ao número de células no seu
interior (GARCIA-NAVARRO, 1996).
FIGURA 28 - Cilindro epitelial (seta) no sedimento urinário de cão
Cilindros Granulosos
São formandos por proteínas e fragmentos celulares. Ao contrário dos
cilindros epiteliais, neles não são observados contornos celulares (Figura 29). De
acordo com a gravidade dos processos estes cilindros se dividem em granulosos
grossos, que contém no seu interior granulações grosseiras e cilindros granulosos
finos, granulações finas. Estes cilindros representam à desintegração das células
tubulares (SILVA, 2004). São considerados indicadores de um estágio de doença
84
renal mais avançado que os dois anteriores, raramente sendo vistos nas
inflamações agudas. Quando em grandes números, podem indicar doenças renais
com necrose do epitélio tubular (MEYER & HARVEY, 1998), tais como a nefrite de
qualquer natureza ou a nefrose por isquemia ou nefrotoxinas (GARCIA-NAVARRO,
2005b).
São formados em função da estase urinária, em que os cilindros
celulares permanecem nos túbulos com conseqüente desintegração e formação
das granulações. A posterior desintegração do cilindro granuloso origina o cilindro
céreo (LOPES, 2004).
FIGURA 29 - Cilindros granulosos
(seta) em sedimento
urinário de cão
Cilindros Céreos ou Cerosos
São formações largas, homogêneas, opacas, constituídas de substância
amorfa, fosca semelhante à cera (MUNDIM, 2007). São mais largos que os
cilindros hialinos e parecem muito mais sólidos que estes. Eles usualmente
apresentam extremidades quebradiças, com cantos em ângulo reto, e são fáceis
de visualizar microscopicamente em virtude de sua natureza altamente refratária
(SINK & FELDMAN, 2006). Ocorrem quando há estase prolongada por obstrução
tubular e são freqüentemente chamados cilindros da insuficiência renal. São
comumente encontrados nos pacientes com insuficiência renal crônica e também
em rejeição de transplantes (MOTTA, 2003). Não são vistos nunca em doenças
agudas, e sua presença indica cronicidade (LOPES, 2004). São cilindros que
85
apresentam no seu interior uma massa homogênea oriunda da desintegração das
células tubulares. A sua presença na urina é sempre sugestiva de doenças renais
graves, como as que ocorrem nos processos de natureza degenerativas (SILVA,
2004).
Cilindros Gordurosos
Os cilindros gordurosos é um tipo de cilindro granular grosseiro
contendo gotas de gordura. Essas gotas são altamente refratárias e se acumulam
nos cilindros como resultado de degeneração celular lipídica. Esses cilindros
ocorrem na doença tubular degenerativa (SINK & FELDMAN, 2006). Aparecem nas
doenças degenerativas dos túbulos, com deposição de material lipídico (COLES,
1984; GARCIA-NAVARRO, 1996; BUSH, 2004), como acontece na diabete melito
do cão (LOPES, 2004) e na lipúria do gato (GARCIA-NAVARRO, 2005b). São
vistos nos casos de envenenamento pelo fósforo e arsênico (FERREIRA NETO et
al., 1977). Os cilindros gordurosos representam o estágio final da degeneração de
células tubulares (THRALL et al., 2006).
Cilindros Hemáticos e Hemoglobínicos
São cilindros hialinos que contém eritrócitos. Esses cilindros se formam
quando os eritrócitos se agregam dentro do lúmen tubular. São raros em cães e
gatos e sua presença indica sangramento intra-renal (LOPES, 2004). São
encontrados na hematúria e indicam nefrite hemorrágica (FERREIRA NETO,
1977). Podem estar associados com traumatismo (GONZÁLEZ & SILVA, 2006).
Os cilindros hemáticos estão associados à doença renal intrínseca. Suas hemácias
são freqüentemente de origem glomerular, como na glomerulonefrite, mas podem
também resultar de dano tubular, como na nefrite intersticial aguda (MOTTA,
2003).
86
Cilindros Leucocíticos
Indicam um processo inflamatório supurativo associado a uma lesão
renal, como a pielonefrite e os abcessos renais. Em geral, vem acompanhado de
cilindros de outros tipos e de piúria. Aparecem como formações cilíndricas em cujo
interior estão os leucócitos (GARCIA-NAVARRO, 2005b). É necessário prestar
atenção, pois em certas ocasiões, os leucócitos podem ser eliminados na urina,
aderidos uns aos outros em massas alongadas (COLES, 1984; GARCIA-
NAVARRO, 1996). Essas formações são chamadas cilindróides de pus e não são
verdadeiros cilindros (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Quando a origem dos leucócitos é glomerular como na glomerulonefrite,
encontra-se no sedimento grande quantidade de cilindros leucocitários e cilindros
hemáticos. Quando é tubular, como na pielonefrite, os leucócitos migram para o
lúmen tubular e são incorporados na matriz do cilindro (MOTTA, 2003).
e) Muco
Os filetes de muco aparecem como linhas longas, delgadas e maleáveis
no sedimento urinário. Originam-se nas superfícies mucosas, sendo comuns em
pequena quantidade e muito aumentados com qualquer forma de irritação (SINK &
FELDMAN, 2006). Não é considerado clinicamente significativo. Seu aumento na
urina está comumente associado à contaminação vaginal (MOTTA, 2003).
f) Bactérias
Normalmente, a urina é estéril. Grande número de bactérias presentes
em uma amostra de urina obtida após cateterização ou cistocentese é indicativo de
uma infecção de trato urinário. Nesse caso, as bactérias costumam ser
acompanhadas pelo número aumentado de leucócitos (WALLACH, 2000).
Bacteriúria não acompanhada por número aumentado de leucócitos sugere
contaminação bacteriana. A urina eliminada espontaneamente pode ser
contaminada ao passar pela uretra distal ou pelo trato genital, que pode conter
87
bactérias. A contaminação pela uretra das amostras eliminadas de forma
espontânea ou obtidas por cateterização em geral não resulta em número grande o
suficiente para ser visualizado microscopicamente. Se a amostra de urina for
deixada à temperatura ambiente e as bactérias estiverem presentes na amostra,
elas irão proliferar (SINK & FELDMAN, 2006). São vistas como pequenos pontos
ou traços que podem ficar parados ou em constante movimento (GOLDBERG,
2007).
g) Espermatozóides
Podem ser encontrados, embora geralmente sem valor de diagnóstico,
principalmente na urina de cães (GARCIA-NAVARRO, 2005b) (Figura 30).
Aparecem na urina por contaminação de sêmen em urinas coletadas após relação
sexual (LOPES, 2004).
FIGURA 30 - Espermatozóides (seta)
no sedimento urinário
de cão
h) Parasitas
Ovos de parasitas podem ser visualizados no sedimento urinário. As
possibilidades incluem Dioctophyma renale (ovos do verme dos rins do cão),
Capillaria plica (ovos do verme da vesícula urinaria do cão) e microfilárias de
88
Dirofilaria immitis. Diversos ovos de parasitas podem ser visualizados no
sedimento urinário se este for contaminado com fezes infectadas (SINK &
FELDMAN, 2006).
5.4.2 Elementos inorganizados
a) Cristais
A presença de cristais na urina é conhecida como cristalúria. Estes se
formam através da precipitação de substâncias minerais presentes na urina e
podem adquirir o formato amorfo ou cristalino, sendo que sua formação pode
ocorrer tanto in vivo, quanto in vitro. A identificação visual dos diferentes tipos pode
ser difícil, pois vários deles apresentam morfologia semelhante. Na interpretação
do seu significado deve-se levar em consideração que os cristais podem sofrer
modificações entre a coleta e a análise, dependendo do período de
armazenamento, temperatura, pH da amostra e dieta. O tipo de cristal formado e
sua quantidade dependem da concentração da urina, da solubilidade dos sais e do
pH (GOLDBERG, 2007). A cristalúria pode ser assintomática ou estar relacionada
à formação de cálculos no sistema urinário (MATOS & MATOS, 1995). Raramente
tendo valor diagnóstico (MUNDIM, 2007). A cristalúria pode significar urolitíase,
mas não necessariamente a indica (SINK & FELDMAN, 2006).
Na urina ácida pode-se encontrar:
Cristais de ácido úrico: é comum nos dálmatas (nos quais não ocorre a
conversão hepática deste ácido em alantoína, realizada pela enzima uricase)
(GOLDBERG, 2007) e em casos de urolitíases (MUNDIM, 2007). Essa raça excreta
maior quantidade de ácido úrico devido a uma deficiência no mecanismo de
reabsorção nos túbulos renais (CHANTREL, 1984; NELSON & COUTO, 1994). O
aparecimento de cristais de ácido úrico na urina de cães que não pertencem à raça
dálmata é sugestivo de disfunção hepática, decorrente da impossibilidade parcial
ou total do fígado na conversão do ácido úrico em alantoína. A literatura relata a
possibilidade de se encontrar cristais de ácido úrico em urinas de felinos (SILVA,
89
2004). Esses cristais são amarelados ou amarronzados quando visualizados
microscopicamente. Eles aparecem como placas rombas, rosetas, prismas ou são
ovais com extremidades pontiagudas (SINK & FELDMAN, 2006). Sua presença
pode estar relacionada a casos de gota, febre e nefrite crônica (GOLDBERG,
2007).
Cristais de uratos amorfos: aparecem sob a forma de grânulos de areia
fina, numerosos na urina fortemente ácida (GOLDBERG, 2007). Como os cristais
de ácido úrico, só se apresentam como componentes normais nos carnívoros
(FERREIRA NETO et al., 1977). A constatação de cristais de urato amorfo é
descrito em casos de desvio portossistêmico (JUHNSTON et al., 2004).
Cristais de oxalato de cálcio: são encontrados em urina ácida
(KRUGER & ALLEN, 2000), neutra ou alcalina e são incolores quando visualizados
microscopicamente. Esses cristais são comuns na toxicidade por etilenoglicol
(SINK & FELDMAN, 2006). O etilenoglicol quando ingerido é metabolizado pelo
fígado e origina o ácido oxálico, esse ácido reage com o cálcio para formar oxalato
de cálcio que, por sua vez, se precipita nos túbulos renais e pode ser excretado na
forma de cristais na urina (THRALL et al., 2006). Podem estar aumentados na
diabete melito, nas doenças do coração ou dos pulmões (GARCIA-NAVARRO,
2005b). Ocorre por níveis elevados de cálcio na urina devido uma hipercalcemia ou
reabsorção tubular de cálcio inadequada (NELSON & COUTO, 1994). LULICH et
al. (2000) citam que a ocorrência de urólito de oxalato de cálcio está relacionada
com dietas ricas em cálcio, proteínas e sódio e pobres em fósforo e potássio.
SLATTER (1998) descreve a ocorrência desses cristais no hiperadrenocorticismo.
Pesquisadores apóiam a hipótese de que alguns dos fatores promotores da
formação dos urólitos de oxalato de cálcio em cães sejam hereditários (LULICH et
al., 2000). Apresentam uma forma característica de “envelope de carta” (Figura 31)
ou “balão de São João” (GOLDBERG, 2007).
90
FIGURA 31 - Cristais de oxalato de
cálcio (seta) no
sedimento urinário de
cão
Na urina alcalina podem-se encontrar:
Cristais de triplo-fosfatos: são também chamados de estruvita ou
fosfato de amônia e magnésio. Podem estar presentes em pH neutro e levemente
ácido. Apresentam-se na forma de prismas curtos ou alongados, podendo lembrar
o telhado de uma casa (Figura 32). Eventualmente unem-se uns aos outros,
lembrando uma folha de samambaia ou uma pena de ave. São formados em
função da fermentação alcalina da urina podendo ocorrer antes ou depois da
eliminação (GOLDBERG, 2007). Quando encontrados em urinas recém colhidas,
podem sugerir retenção da urina na bexiga, como a verificada na cistite crônica
(FELDMAN, 1997), paraplegia, aumento do volume da próstata ou pielite crônica.
Em gatos, esses cristais podem aparecer na síndrome urológica felina, ou podem
ainda indicar a presença de urolitíase por estruvita (GARCIA-NAVARRO, 2005b).
Os urólitos por estruvita estão associados a infecções do trato urinário causada por
microrganismos produtores de urease e à urina alcalina na maioria dos cães
(LULICH et al., 2000).
91
FIGURA 32 - Cristais de Fosfato
triplo (setas) no
sedimento urinário
de cão
Cristais de carbonato de cálcio: podem estar presentes também em
pH neutro e levemente ácido. Apresentam-se com o formato de “halteres” ou de
corpos esferoidais estriados (Figura 33) de diversos tamanhos (GOLDBERG,
2007). São encontrados em casos de urolitíases (MUNDIM, 2007).
FIGURA 33 - Cristais de carbonato
de cálcio (seta) no
sedimento urinário
de cão
92
Cristais de fosfatos amorfos: Apresentam aspecto idêntico ao urato
amorfo, podendo ser de constituição bicálcica ou tricálcica. Podem aparecer na
forma cristalina como agulhas, losangos ou rosetas (GOLDBERG, 2007). São
encontrados em casos de urolitíases (MUNDIM, 2007). Em grandes quantidades
produzem uma turvação branca na urina (LOPES, 2004).
Cristais de leucina e tirosina: podem ser encontrados em severas
lesões hepáticas provocadas principalmente por envenenamento pelo fósforo,
tetracloreto de carbono ou clorofórmio (FERREIRA NETO et al., 1977). Os cristais
de tirosina são incolores e aparecem como agulhas delgadas agrupadas em feixes
que se cruzam em vários ângulos (SINK & FELDMAN, 2006) (Figura 34). Sendo
estes de ocorrência rara em urina ácida, mas quando presentes podem indicar
doença hepática grave (LOPES, 2004). Os cristais de leucina aparecem como
esferas com estriações radiais e concêntricas, de cor amarela (LOPES, 2004).
Associados as diversas doenças com curso agudo e grave como envenenamento
por fósforo e leucemia, ou alterações hepáticas (GOLDBERG, 2007). Assim como
os cristais de tirosina, a sua presença no sedimento pode indicar doença hepática
grave e defeito no metabolismo de aminoácidos (LOPES, 2004).
FIGURA 34 - Cristais de tirosina (seta) no
sedimento urinário de cão Cristais de cistina: são placas hexagonais, incolores e refráteis,
podendo indicar um distúrbio no metabolismo das proteínas, com formação de
cálculos (GARCIA-NAVARRO, 2005b). Ocorrem devido à cistinúria por defeito na
reabsorção tubular da cistina, que é relativamente insolúvel na urina. A presença
93
de cristais de cistina é indicativa de cistinúria, um defeito metabólico no transporte
tubular de aminoácidos (cistina, lisina, arginina e ornitina) (LOPES, 2004). Assim a
cistinúria é um fator potencial para a formação dos urólitos (SLATTER, 1998).
Cristais de bilirrubina: esses cristais são amarelados, vermelho-rubi ou
castanho-enegrecidos. Aparecem como placas quadradas ou como agulhas,
placas ou grânulos (SINK & FELDMAN, 2006) (Figura 35). A presença de cristais
de bilirrubina significa insuficiência hepática, colestase, distúrbio venoso porto-
sistêmico (MUNDIM, 2007). Podem ser eliminados em caso de doença hepática
em que o nível de bilirrubina plasmática está alto (LOPES, 2004).
FIGURA 35 - Cristais de bilirrubina (seta)
no sedimento urinário de
cão
Cristais de urato de amônia: são encontrados na urina ácida ou
neutra, são amarelados e apresentam formato de “halteres” ou “feixe” ou “roldana
de agulhas”. Às vezes, aparecem como esferas cobertas com espículas (LOPES,
2004). Quando presentes significam hepatopatias, shunt venoso porto-cava
(LULICH et al., 2000).
94
b) Gorduras
Quando vistas microscopicamente, as gotas de gordura aparecem como
esferas refratárias. Elas costumam ser encontradas nas amostras normais de cães
e gatos (SINK & FELDMAN, 2006).
Causas de lipúria:
lubrificação do cateter;
metamorfose gordurosa das células dos túbulos renais (gatos);
obesidade;
lipúria fisiológica dos gatos;
dietas ricas em gordura;
hipotireoidismo;
diabetes mellitus (BUSH, 2004).
95
6 DISCUSSÃO
A facilidade para interpretar os dados laboratoriais se baseia no
conhecimento dos mecanismos fisiológicos de cada teste laboratorial e no
conhecimento das conseqüências das doenças nesses mecanismos normais e,
portanto, nos próprios resultados dos testes. Pensando assim, é possível avaliar
todas as causas possíveis de uma alteração no resultado do exame laboratorial e,
com isso, optar pelas mais prováveis. Se realizados adequadamente, os exames e
a interpretação dos resultados podem propiciar importantes informações a respeito
das doenças e guiar as estratégias terapêuticas a serem utilizadas (THRALL et al.,
2006).
Os autores GONZÁLES & SILVA (2006); KERR (2003) e REBAR et al.
(2003) relatam que o envio de amostras inadequadas implica em perda de tempo,
de recursos e, em ocasiões, complicações na saúde do animal devido a uma
interpretação incompleta ou incorreta de resultados. O Laboratório de Análises
Clínicas do HV/UFU sempre se preocupa em receber uma amostra de qualidade e
corretamente identificada, e de acordo com os autores citados, conservantes
físicos ou químicos devem ser utilizados com muita cautela, pois o uso inadequado
pode fazer com que a amostra seja inviabilizada.
No laboratório do HV/UFU, o ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA)
é o anticoagulante de escolha para a realização do hemograma nas espécies
domésticas, estando de acordo com REBAR et al. (2003) e SINK & FELDMAN
(2006). E concordando com KERR (2003), é essencial que os tubos com EDTA
sejam preenchidos com volume adequado de sangue, pois quando colhida uma
quantidade muito pequena de sangue, a concentração resultante de EDTA
danificará as células, se ao contrário, o tubo for preenchido em demasia, o sangue
provavelmente coagulará.
Segundo GONZÁLES & SILVA (2006), as hemácias apresentam
aumento da suscetibilidade à lise após 24 horas em contato com EDTA. Este fato
permite que uma amostra possa ser processada até 24 horas após a colheita,
desde que a mesma permaneça sob refrigeração, esperando pelo menos 15
minutos depois da colheita em temperatura ambiente antes de ser refrigerada, para
evitar que ocorra hemólise. No laboratório o sangue colhido permanece em
96
temperatura ambiente, e é processado o mais rápido possível após a colheita, pois
de acordo com WEISS & TVEDTEN (2004), as mostras sangüíneas armazenadas
no EDTA podem produzir alterações leucocitárias e artefatos morfológicos nas
lâminas de esfregaço se o sangue for deixado em temperatura ambiente por mais
de 3 horas.
Segundo THRALL et al. (2006), hemogramas com equipamento
automatizado têm várias vantagens. Em primeiro lugar, com exceção de contagens
diferenciais automatizadas, os resultados assim obtidos têm um controle mais
rígido e alta taxa de repetição. O exame hematológico é mais completo, em
comparação aquele obtido por meio de técnicas manuais. A informação sobre o
tamanho das hemácias é muito útil para caracterização das anemias. Outro ponto
importante é o fato desses instrumentos propiciarem maior rapidez na obtenção
dos resultados e o custo dos reagentes ser mínimo.
Porém, no Laboratório de Análises Clínicas do HV/UFU as contagens
diferenciais de leucócitos geradas automaticamente são evitadas. De acordo com
KERR (2003), não somente a metodologia não se adapta muito bem ao sangue
não humano, como também este procedimento não é apropriado para a clínica de
pequenos animais, onde o exame do esfregaço sangüíneo deve ser um
procedimento-padrão. Visto que os refinamentos do sistema para a diferenciação
entre os diferentes tipos de leucócitos certamente não são sensíveis à espécie.
Embora existam instrumentos com essa capacidade, eles foram desenvolvidos
com base em instrumentos humanos ao invés de terem sido diretamente
desenvolvidos para a espécie-alvo desde o começo.
No laboratório quando se tem a necessidade de realizar a contagem
manual, como no caso da realização de hemogramas de aves, que não é
recomendada à utilização de aparelhos automáticos de hematologia, de acordo
com GARCIA-NAVARRO (2005a), o método de contagem na câmara funciona
muito bem, desde que a técnica seja seguida à risca. Esse método, entretanto,
pode ser considerado antiquado, devido ao tempo que demanda.
Quando o analisador automático hematológico está com defeito se
utiliza o ISOCELM-CELM CC530® no laboratório, porém demanda um tempo maior
para realizar o hemograma, pois é um processo mais lento, além de ter que
calcular os valores hematimétricos manualmente, o que sempre se procura é
97
utilizar metodologias de maior precisão segundo orienta THRALL et al. (2006),
antes da realização totalmente manual.
THRALL et al.(2006) relatam que a erlichiose raramente é vista no
esfregaço sanguíneo, discordando de VASCONCELOS et al. (2008), que
encontrou como sendo a hemoparasitose mais frequente neste estudo, dos 56
cães com hemoparasitose 21 (37,5%) apresentaram mórula de Ehrlichia spp, na
pesquisa parasitológica por esfregaço sangüíneo. Valores semelhantes de
erlichiose foram encontrados por LABARTHE et al. (2003) em estudo realizado em
três estados da região Sul do Brasil.
A bioquímica sérica é importante, pois o conhecimento das variações
fisiológicas e patológicas dos vários constituintes do sangue apresenta para o
clínico um grande interesse, pelo seu valor no diagnóstico e prognóstico das
doenças, principalmente aquelas de caráter metabólico (FERREIRA NETO et al.,
1977).
No laboratório do HV/UFU, o sangue coletado para a realização da
bioquímica, após ser centrifugado é colocado no aparelho de análise bioquímica,
para ser rapidamente analisado, para evitar qualquer tipo de alteração por parte
das células que metabolizam alguns componentes químicos do soro, isso concorda
com as orientações de THRALL et al. (2006), que relatam que como regra geral
para melhor confiabilidade, a atividade sérica das enzimas deve ser determinada
até 24h após a coleta.
Os analisadores bioquímicos modernos realizam todas as mensurações
e cálculos para cada teste invisivelmente, que de acordo com KERR (2003), não é
mais necessário que o operador tome nota das leituras de absorbância dos
padrões, faça uma curva-padrão e depois obtenha o resultado do paciente a partir
do gráfico. Ao invés disso, os resultados são relatados diretamente como mmol/L,
UI/L ou outras unidades. Isso economiza bastante tempo e trabalho e, quando tudo
está funcionando adequadamente, há uma melhora da confiabilidade pela
eliminação do erro humano embutido nas leituras, anotações e cálculos.
Segundo orienta KERR (2003), a liberação dos resultados é de forma
clara, fornecendo os resultados impressos com a identidade do paciente inclusa
(conforme digitada pelo operador no início da análise), isso evita trocas de
resultados entre pacientes. É capaz de fazer vários testes de um paciente em uma
98
única operação, nada é mais frustrante do que ter que esperar o teste de uréia
terminar para poder começar o de creatinina.
O exame de urina é o processo mais importante na avaliação da função
renal. A avaliação do sedimento revela informações muito importantes para a
finalização de um diagnóstico e apesar de sua realização ser mais trabalhosa e
demorada, apresentar um custo mais elevado e necessitar de pessoal treinado,
deveria ser mais utilizada na rotina de exames para pequenos animais. Entretanto
é necessário tomar certos cuidados, principalmente no que diz respeito ao intervalo
entre a coleta e a realização deste, para não comprometer o diagnóstico
(GOLDBERG, 2007). No laboratório as amostras provenientes do HV/UFU, eram
recebidas imediatamente após a coleta e analisadas dentro de 30 minutos para
evitar artefatos pós-colheita e alterações degenerativas, concordando com KERR
(2003) e HENDRIX (2006). Já as amostras recebidas de solicitações externas só
são recebidas pelo laboratório quando coletas e levadas ao laboratório em até 30
minutos ou mantidas refrigeradas por no máximo seis horas como relata BICALHO
& CARNEIRO (2007).
No laboratório são realizados o Teste de Gmelin para analisar a
presença de pigmentos biliares, o teste do ácido nítrico nitroso para analisar a
presença de proteínas na urina, e o teste da flor de enxofre para detectar sais
biliares na urina. Baseados em FERREIRA NETO et al. (1977), esses testes
podem ser interpretados da seguinte forma: quando aparece no Teste de Gmelin
um anel com as cores do arco-íris revela positividade para pigmentos biliares; já no
teste pelo ácido nítrico nitroso, de acordo com esses autores, a formação de um
anel (de Heller), de cor branca leitosa no limite dos dois líquidos revela a presença
de albumina, em quantidade maior ou menor de acordo com a espessura desse
anel; já os sais biliares diminuem a tensão superficial da urina, por isso quando
presentes permitem que a flor de enxofre desça para o fundo do tubo, a velocidade
da descida da flor de enxofre está relacionada com a concentração de sais na
urina.
Além da urinálise, em alguns casos é importante a solicitação da
urocultura e antibiograma. A cultura de urina quantitativa, avaliada em amostra de
urina colhida assepticamente, jato médio, poderá fornecer, na maioria dos casos, o
agente etiológico causador da infecção e trazer subsídio para a conduta
99
terapêutica. Sua importância crescerá quando, diante de falha da terapia empírica,
possibilitará a realização do teste de sensibilidade in vitro (antibiograma), que
orientará uma nova conduta terapêutica (HOOTON & STAMM, 1997; ORENSTEIN
& WONG, 1999).
Fator limitante à importância da cultura de urina é a demora
habitualmente exigida para a obtenção do seu resultado. Na grande maioria das
vezes, a paciente com cistite não complicada, tratada empiricamente, já está
clínica ou mesmo microbiologicamente curada quando o resultado da cultura é
fornecido; nestas situações, este exame torna-se inútil, além de dispendioso
(HOOTON & STAMM, 1997; FIHN, 2003).
Os exames de fezes fornecem uma série de informações importantes,
tanto macroscópica como microscopicamente. O seu exame cuidadoso
proporciona valiosa indicações para o diagnóstico diferencial, não só nas
enfermidades do trato digestório, como também nas enfermidades localizadas em
outros órgãos. Assim sendo, informam sobre a dieta, o estado do sistema
digestório, a presença de parasitos, corpos estranhos, hemorragias ocultas e
estudo bacteriológico (FERREIRA NETO et al., 1977). Sendo que no Laboratório
de Análises Clínicas não é realizado nenhum exame bacteriológico de fezes, sendo
de interesse de outro setor.
De acordo com o mesmo autor, rotineiramente, os exames de fezes
limitam-se quase que exclusivamente a pesquisa de endoparasitoses; entretanto,
dependendo do caso, informações de igual ou maior importância podem ser
obtidas, através de um exame mais criterioso, ou específico. No laboratório era
utilizado o método de Willis, método de sedimentação e método de Baermann
modificado, concordando com as orientações desses autores, sendo que o método
de Willis é o método mais utilizado, que de acordo com BICALHO & CARNEIRO
(2007), é um bom método para carnívoros e herbívoros.
No Laboratório de Análises Clínicas do HV/UFU, é essencial que as
amostras de fezes sejam recentes, e a realização dos exames é feita logo após a
colheita, como relata BICALHO & CARNEIRO (2007).
No caso dos exames de raspado de pelo, um conhecimento das
principais dermatopatias que acometem os animais de companhia tornam a técnica
eficiente e segura para os clínicos de pequenos animais. O raspado de pele é uma
100
das técnicas mais executadas na dermatologia veterinária, com grande importância
no auxílio do diagnóstico, para a identificação de parasitas dos gêneros Demodex,
Sarcoptes e Notoedris. Esta técnica também é utilizada para exame direto para a
detecção de fungos causadores de dermatofitose e bactérias (SILVA, 2007).
Quando se realiza o exame direto do pêlo no Laboratório Clínico do
HV/UFU para determinar possível caso de dermatofitose é observados além de
esporos (ectotrix e endotrix) e hifas, estruturas de reprodução sexuada
(macroconídeos), discordando com LUCAS (2004), que relata que não é possível
a identificação de macroconídeos, que por sua vez são somente observados em
crescimento nos meios de cultura enriquecidos.
101
7 CONCLUSÃO
O estágio curricular supervisionado teve como objetivo aprimorar os
conhecimentos obtidos durante o curso de Medicina Veterinária. Tendo também
como objetivo buscar novas experiências e conhecimentos para estar melhor
preparada para uma futura especialização.
O período permanecido no HV/UFU possibilitou um contato com a rotina
de um laboratório com uma grande demanda de exames, além de propiciar um
contato com professores especialistas na área de patologia clínica, permitindo uma
maior aquisição de conhecimentos e experiências práticas. Visto que nossa
universidade tem déficit nessa área, principalmente na aquisição de aparelhos
automáticos, porém não deixamos a desejar em conhecimentos teóricos, e temos
uma maior facilidade na realização de exames de forma manual.
É muito importante contar com um Laboratório Universitário, prestando
serviço para o próprio Hospital Veterinário e a comunidade em geral, justificada
pela rapidez da execução, confiabilidade dos resultados, diluição de custo e
possibilidades de apoio de profissionais especializados para consultas de dúvidas.
Porém, temos que lembrar que durante a atuação profissional poderá não existir tal
opção, caso aconteça, teremos como opção, Laboratório Veterinário comercial,
Laboratório Humano e até Laboratório em Clínica Veterinária, nesse sentido
teremos vantagens e desvantagens. Os Laboratórios humanos podem fornecer
resultados não condizentes com os parâmetros veterinários, ainda assim servem
como auxiliares para um diagnóstico quando não há outra opção.
102
REFERÊNCIAS BLILIOGRÁFICAS
1. AGUIAR, D. M.; RIBEIRO, M. G.; SILVA, W. B.; DIAS JR, J. G.; MEGID, J.;
PAES, A.C. Hepatozoonose canina: achados clínico- epidemiológicos em três
casos. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, São Paulo, v.
56, n. 3, p. 411- 413, 2004.
2. ALMOND, G. W.; STEVENS, J. B. Urinalysis techniques for swine practitioners.
Compendium-on-continuing-education for the practicing veterinarian, [s.1],
v. 17, n. 1. p. 121-129. jan, 1995.
3. ALMOSNY, N. R. P.; MASSARD, C. L.; LABARTHE, N. V. et al.
Hemoparasitoses em pequenos animais domésticos e como
zoonoses.1ed. L. F. Livros de Veterinária Ltda: Rio de Janeiro. 2002, 135p.
4. ALVES, M. L.; LINHARES, G. F. C.; CHAVES, N. S. T.; MONTEIRO, L. C.;
LINHARES, D. C. L. Avaliação de Indicadores e Protocolo para o Diagnóstico
da Pancitopenia Tropical Canina por PCR. Ciência Animal Brasileira. Goiânia,
v.6, n.1, 2004. p. 49-54.
5. ANDRADE, S. F. Manual de terapêutica veterinária. 2. ed. Porto Alegre:
Roca, 2002. 936 p.
6. BAUER, J. D., ACKERMANN, P.G. e TORO, G. Methods in urinalysis. In: ______ Clinical laboratory methods. 8 ed. Saint Louis: Mosby, 1974. cap. 2.
p. 15-72.
7. BICALHO, A. P. da C. V.; CARNEIRO, R. A. Apostila de Patologia Clínica, 1ª.
Ed., Belo Horizonte: Departamento de Medicina Veterinária da Universidade
Federal de Minas Gerais, 2007. 52 p [Apostila].
103
8. BIRCHARD, S. J. & SHERDING, R. G., Manual Saunders - Clínica de
Pequenos Animais. São Paulo: Roca, 2003. 1591 p.
9. BOULOY R. P. ; LAPPIN M. R. ; HOLLAND C. H. ; THRALL M. A. ; BAKER D. ;
O'NEIL S. Clinical Ehrlichiosis in a cat. Journal of American Veterinary
Medicine Association, Ithaca, 1994. v.204, n.9, p. 1475-1478.
10. BUHLES Jr., W.C.; HUXSOLL, D.L.; HILDEBRANT, P.K. Tropical canine
pancytopenia: role of aplastic anemia in the pathogenesis of severe disease.
Journal of comparative pathology. Edinburgh, v.85,’ 1975 p.511-521.
11. BUSH, B. M. Interpretação de resultados laboratoriais para clínicos de pequenos animais. São Paulo: Roca, 2004. 376 p.
12. CARR, J.; DONE, S. H. The Urinary tract. In: SIMS, L. D.; GLASTONBURY, J.
R. W. Pathology of the pig: a diagnostic guide. Austrália: Walker, 1996. cap.
23, p. 359 – 384.
13. CHANTREL, P. A urolitíase do cão. Revista à hora Veterinária. Caçapava do
Sul, Ano 4, n°21, Setembro/Outubro, 1984.
14. COLES, E. H. Patologia clínica veterinária. 3ª. ed. São Paulo: Manole, 1984.
566 p.
15. DiBARTOLA, S.P. Clinical approach and laboratory evaluation of renal disease.
In: ETTINGER, S.J.; FELDMAN, E.C. (Eds). Textbook of veterinary internal medicine. 5.ed. Philadelphia: Saunders, 2000. p.1600-1614.
16. DIETZ, B.L. The fluoroquinolones. Clinical Toxicology Review, v.20, n.3.
Disponível em: www.maripoisoncenter.com/ctr/9712Fluoroquinolones.html.
Acesso em: 15 set. 2008.
104
17. DOXEY, D.L. Patologia clínica e métodos de diagnóstico. 2. ed. Rio de
Janeiro: Interamericana, 1985. 306 p.
18. DUMLER, J.S.; BARBET, A.F.; BEKKER,C.P.J.; DASCH,G.A.; PALMER,G.H.;
RAY,S.C.; RIKIHISA,Y. Reorganization of genera in the families Rickettsiaceae
and Anaplasmataceae in the order Rickettsiales: unification of some species of
Ehrlichia with Neorickettsia, descriptions of six new species combinations and
designations of Ehrlichia equi and ‘’HGE agent’’ as subjective synonyms of
Ehrlichia phagocytophyla. International journal of systematic and evolutionary microbiology. Society for General Microbiology, v. 51, p. 2145-
2165, 2001.
19. ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C. Tratado de Medicina Interna Veterinária –
Doenças do cão e do gato. 5ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, v.1,
2004. 2256 p.
20. FELDMAN, E. C. Hiperadrenocorticismo. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, C.
E. (Eds.). Tratado de medicina veterinária. 3.ed. São Paulo: Manole, 1997. v.
2, cap. 154, p. 1799 – 1834.
21. FERREIRA NETO, J. M.; VIANA, E. S.; MAGALHÃES, L. M. Patologia clínica veterinária. Belo Horizonte: Rabelo, 1977. 279 p.
22. FIHN SD. Clinical practice. Acute uncomplicated urinary tract infection in
women. The New England journal of medicine, Boston 2003; v.349, p. 259-
66.
23. GARCIA-NAVARRO, C. E. K. Manual de urinálise veterinária. São Paulo:
Varela, 1996. 95 p.
24. GARCIA-NAVARRO C.E.K. Manual de Hematologia Veterinária. 2.ed. São
Paulo: Livraria Varela, 2005a. 206 p.
105
25. GARCIA-NAVARRO C.E.K.; Manual de Urinálise Veterinária. 2.ed. São Paulo:
Livraria Varela, 2005b. 95 p.
26. GAVAZZA, A.; BIZZETI, M.; PAPINI, R. Observations on dogs found naturally
infected with Hepatozoon canis in Italy. Revue et de Médecine Véteinaire, v.
154, n. 8-9, p. 565-571, 2003.
27. GOLDBERG, A. M. G. Manual de urinálise suína! Da coleta à análise dos resultados. 2007. 78 f. Monografia (Especialização em Análises clínicas
veterinárias) – Faculdade de Veterinária, Universidade Federal do Rio Grande
do Sul, Porto Alegre.
28. GONZÁLEZ, F. H. D.; SILVA, S. C. Introdução à bioquímica clínica
veterinária. 2. ed. Porto Alegre: UFRGS, 2006. 357 p.
29. HARVEY, J.W.; SIMPSON, C.F.; GASKIN, J.M. Cyclic Thrombocytopenia
Induced by a Rickettsia-Like Agent in Dogs. The Journal of Infectious
Diseases, Chicago, 1978. v.137, n.02, p.182-188.
30. HENDRIX, C. H. Procedimentos Laboratoriais para Técnicos Veterinários.
São Paulo: Roca, 2006. 568 p.
31. HOOTON TM, STAMM WE. Diagnosis and treatment of uncomplicated urinary
tract infection. Infectious Disease Clinics of North Americana, Saunders,
v.;11, p.551-81, 1997.
32. INOKUMA, H.; FUJII, K.; MATSUMOTO, K.; OKUDA, M.; NAKAGOME, K.;
KOSUGI, R.; HIRAKAWA, M.; ONISHI, T. Demonstration of Anaplasma
(Ehrlichia) platys inclusions in peripheral blood platelets of a dog in Japan.
Veterinary Parasitology. Oxford, 2002. v. 110, p. 145-152.
33. JOHNSTON, N.; JERNBERG, T.; LINDAHL, J.; STRIDSBERG, M.; LARSSON
A., VENGE, P. and WALLENTIN, L. Biochemical Indicatores of cardiac and
106
renal function in a healthy elderly population. Clinical Biochemistry 37, p. 210-
216, 2004.
34. JONES, J. E. T. Urinary System. In: LEMAN, A. D. Disease of swine. Iowa:
Iowa State University Press, 1992, 7 ed., p. 217-222.
35. KERR, M. G. Exames laboratoriais em medicina veterinária: bioquímica clínica e hematologia. 2. ed. São Paulo: Roca, 2003. 436 p., il.
36. KRUGER, J.M.; ALLEN, T.A. Feline lower urinary tract disease. In: HAND, M.S.;
TATCHER, C.D.; REMILLARD, R.L.; ROUDEBUSH, P. Small animal clinical nutrition. Missouri: Mark Morris Institute, 2000. ed. 4, p.689-724.
37. KUNIN, C. M. Diagnostic methods. In: KUNIN, C.M. Urinary tract infections: detection, prevention and management, Williams & Wilkins, 5th ed., 1997, p.
42-77.
38. LABARTHE, N.; PEREIRA, M.C.; BARBARINI, O.; MCKEE, W.; COIMBRA,
C.A. E HOSKINS, J. Serologic prevalence of Dirofilaria immitis, Ehrlichia canis
and Borrelia burgdoferi infections in Brazil. Veterinary therapeutics. Trenton,
V.4, n.1, p. 67-75, 2003.
39. LACVET UFRGS. Disponível em: [http://www.ufrgs.br/hcv/lacvet/]. Acesso
em 14 de abril de 2008.
40. LEWIS, G.E.; HUXSOLL D.L.; JOHNSON A.J. Experimental Induced Infection of
Dogs, Cats, and Nonhuman Primates with Ehrlichia equi, Etiologic Agent of
Equine Ehrlichiosis. American Journal of Veterinary Research , Chicago,
1975.v.36, n.1, p.85-88.
41. LOPES, H. J. J. O laboratório clínico na avaliação da função renal. Belo
Horizonte: Gold Analisa Diagnóstico Ltda, 2004. 27 p. [Apostila].
107
42. LUCAS, R.; BEVIANI, D.; CLEEF. V. M.; BONATES. A. A. Manejo terapêutico das piodermites-aspectos clínicos, etiológicos e terapêuticos. Shering-
Plough Coopers, p.3-6, s.d, 31p. 2004.
43. LULICH J. P., OSBORNE C. A., THUMCHAI R., et al: Epidemiology of canine
calcium oxalate uroliths. Veterinary Clinics Of North America: Small Animal Practice. Philadelphia, 2000. v. 29, p.113-122.
44. MADIGAN, J.E. Equine Ehrlichiosis. Veterinary Clinics of North America: Equine Practice, Chicago, 1993. v.9, n.2, p.423-428.
.
45. MATOS, M. S.; MATOS, P. F. Sumário de urina. In:_____ Laboratório clínico
médico – veterinário. 2. ed. São Paulo: Atheneu, 1995. cap. 2, p. 27 – 65.
46. MEYER, J.D.; HARVEY, W.J. Assessment of renal function, urinalysis, and
water balance. In:______Veterinary laboratory medicine interpretation and
diagnosis. 2.ed. Philadelphia: Saunders, 1998. Chap.10, p.221-235.
47. MOTTA, V. Bioquímica clínica – Princípios e Interpretações. 3ª. Ed. Porto
Alegre: Médica Missau, 2003. 419 p.
48. MUNDIM, A. V.; MUNDIM, M. J. S.; BARBOSA, F. C. Hepatozoonose canina-
revisão de literatura. Veterinária Notícias, Uberlândia, v.8, n.2, p. 141-151,
2002.
49. MUNDIM, A. V. Morfofisiologia Renal e Interpretação do Exame de Urina,
Uberlândia: Departamento de Medicina Veterinária da Universidade Federal de
Uberlândia, 2007. 17 p. [Apostila].
50. MUNDIM, A. V. Hematologia, Uberlândia: Departamento de Medicina
Veterinária da Universidade Federal de Uberlândia, 2008. 28 p. [Apostila].
108
51. NABER K. G.; BERGMAN B.; BISHOP M. C.; BJERKLUND-JOHANSEN T. E.;
BOTTO H.; LOBEL B. EAU guidelines for the management of urinary and male
genital tract infections. Urinary Tract Infection (UTI) Working Group of the Health Care Office (HCO) of the European Association of Urology (EAU).
Eur Urol, 40: 576- 88, 2001.
52. NELSON, R. COUTO, G. Fundamentos de Medicina Interna de Pequenos Animais. Ed. Rio de Janeiro, Editora Guanabara Koogan, 1994, 737 p.
53. NELSON, R. W.; COUTO, C. G. Medicina Interna de Pequenos Animais. 2ed.
Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1998. 1084p.
54. O’DWEYR, L. H.; SAITO, M. E.; HASEGAWA, M. Y.; KOHAYAGAWA, A.
Prevalence, hematology and serum biochemistry in stray dogs naturally infected
by Hepatozoon canis in São Paulo. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, Botucatu, v.58, n. 4, p. 688-690, 2006.
55. OSBORNE, C.A.; STEVENS, J.B.; LULICH, L.K.; BIRD, K.A.; KOEHLER, L.A.;
SWANSON, L.L. A clinician’s analysis of urinalysis. In: OSBOURNE, C.A.;
FINCO, D.R. (ed) Canine and feline nephrology and urology. Philadelphia:
Williams & Wilkins, 1995. p. 136-205.
56. ORENSTEIN, R.; WONG, E. S. Urinary tract infections in adults. American family physician., Kansas, 1999. p. 1225-34.
57. PORTO, R.N.G., SOBESTIANSKY, J., MATOS, M.P.C., GAMBARINI, M.L.
Aspectos físicos químicos e microbiológicos da urina de matrizes suínas
descartadas. Ciência Rural, Santa Maria, v. 33, n.2, mar./abr. 2003.
58. REBAR, A. H.; FELDMAN, B. F.; MACWILLIAMS, P. S. Guia de Hematologia
para cães e gatos. 1ª. ed. São Paulo: Roca, 2003. 291p.
109
59. REECE, W. O. Os rins. In: DUKES, H. H.; SWENSON, M. J.; REECE, W. O.
Fisiologia dos animais domésticos. 11 ed. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 1996. cap. 31, p. 521-548.
60. RISTIC, M. & HUXSOLL, D.L. (1984). Tribe EHRLICHIAE (Philip, 1957). In:
Bergey’s Manual of Systematic Bacterology, 1:p. 704-709.
61. SHAW, D.; IHLE, S. Medicina Interna de Pequeno Animais. Artmed, 1999.
1360 p.
62. SILVA, P. R. F. Patologia Clínica Veterinária. Goiânia: Departamento de
Medicina Veterinária da Universidade Federal de Goiás, 2004. 131 p. [Apostila].
63. SILVA, C. C. Clínica e Laboratório Clínico de Pequenos Animais. 2007.92 p.
Monografia (Graduação em Medicina Veterinária) – Centro de Ciências
Agrárias, Universidade Federal de Goiás, Jataí.
64. SINK, C. A.; FELDMAN, B. F. Urinálise e Hematologia Laboratorial para o Clínico de Pequenos Animais. São Paulo: Roca Ltda, 2006, 111 p.
65. SLLATER, D. Manual de Cirurgia de Pequenos Animais. 2° edição, vol.2.
Manole, 1998. 2830 p.
66. STOCKHAM, S.L.; TYLER J.; SCHMIDT D.; CURTIS K. Experimental
Transmission of Granulocytic Ehrlichial Organisms in Dogs. Veterinary Clinical Pathology, v.19, n.4, p.99-104, 1990.
67. SWANGO, L.J.; BANKEMPER.K.W & KONG,L.I. Bacterial, Rickettsial, Protozoal
and Miscelalaneous infections. In: ETTINGER.S.J.(ed): Textbook of Veterinary Internal Medicine. Philadelphia, W,b. Saunders Co, p. 265-297, 1989.
110
68. THRALL, A. M.; BAKER, D. C.; CAMPBELL, W. T.; DeNICOLA D.; FETTMAN,
E. D. L.; REBAR, A.; WEISER, G. Hematologia e bioquímica clínica veterinária. 1ª. ed. São Paulo: Roca, 2006. 582 p.
69. VALLADA, E. P. Manual de exames de urina. 4 ed. Rio de Janeiro: Atheneu,
1981. 160 p.
70. VASCONCELOS, M. F.; PALUDO, G. R.; BITTENCOURT, R. F.; MARÇOLA, T.
G.; FIRMINO, F. de P.; CHIARELI, R. A. Freqüência de hemoparasitoses em cães atendidos no Hospital Veterinário da Universidade de Brasília, Brasil.
2008. 5 p.
71. WALLACH J. Interpretation of diagnostic tests. 7th ed., Seventh Edition:
Philadelphia, 2000.
72. WANER, T.; HARRUS, S. Canine Monocytic Ehrlichiosis (CME). In:
CARMICHAE, L.E. (Ed.) Recent Advances in Canine Infectious Diseases,
International Veterinary Information Service (www.ivis.org). [on line]. Disponível
em:<http://www.ivis.org/advances/Infect_Dis_ Carmichael/ waner/chapter.asp>
acesso em: 20 out. 2008.
73. WEISS, D.; TVEDTEN, H. Erythrocyte Disorders. In: WILLARD, M. D.;
TVEDTEN, H. Small Animal Clinical Diagnosis. 4.ed. St. Louis: Saunders,
2004. 656 p. Wilkins.
74. WOODY, B.J.; HOSKINS, J.D. Ehrlichial disease of dogs. In: HOSKINS, J.D.
Veterinary clinics of North America. Philadelphia: W.B. Saunders Company,
1991. p. 75-98.
